Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer 7221.3-1-005/21 genehmigt. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich), sind weiblich und zum Zeitpunkt der Versuche zwischen 4 und 8 Wochen alt.

Die Mäuse werden einzeln in Käfigen gehalten, was für die sozialen Tiere eine schwere Belastung darstellt. In den Käfigen befindet sich ein Laufrad. Die Tiere erhalten 10 Tage lang Futter zur freien Verfügung. Einmal täglich werden die Mäuse gewogen und ermittelt, wie viel Futter sie zu sich genommen haben. Außerdem wird der hormonelle Zyklusstand ermittelt, nicht erwähnt, aber vermutlich wird hierfür ein Scheidenabstrich gemacht.

Im ersten Versuchsteil erhalten 20 Mäuse im Anschluss an die 10-tägige Eingewöhnungsphase für eine Woche lang nur noch 40 % der Futtermenge, die sie zuvor zu sich genommen haben. Dadurch verlieren sie 20 % ihres Körpergewichts. 10 weitere Mäuse erhalten weiterhin Futter zur freien Verfügung; sie dienen als Kontrolle.

Im zweiten Versuchsteil werden 20 Mäuse wie im ersten Versuchsteil für eine Woche ausgehungert. Im Anschluss daran wird ihre Futtermenge so angepasst, dass sie ihr Gewicht (also das um 20 % verringerte Gewicht) halten. Dafür erhalten sie zwischen 45 und 70 % der Futtermenge, die sie während der Eingewöhnungsphase zu sich genommen haben. 10 weitere Mäuse erhalten während des Versuchs Futter zur freien Verfügung; sie dienen als Kontrolle. Während der Versuche wird gemessen, wie viel die Mäuse das Laufrad nutzen.

Den Mäusen werden am Ende der Versuche Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Ihr Brustkorb wird geöffnet und eine Nadel ins Herz gestochen, durch die eine konservierende Lösung in das Gefäßsystem der Tiere gepumpt wird. Daran sterben die Mäuse. Ihr Gehirn wird entnommen und in Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Doktor Robert Pfleger-Stiftung (Hallstadt) und die Universitätsmedizin Rostock gefördert.

Bereich: Psychiatrie, Neurologie

Originaltitel: Glial cell changes in the corpus callosum in chronically-starved mice

Autoren: Annelie Zimmermann, Natalie Böge, Katharina Schuster, Anna Staffeld, Stephan Lang, Sadaf Gill, Hanna Rupprecht, Linda Frintrop*

Institute: Institut für Anatomie, Universitätsmedizin Rostock, Gertrudenstr. 9, 18057 Rostock

Zeitschrift: Journal of Eating Disorders 2023; 11(1): 227

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5664

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Niedersachsen unter der Nummer AZ 13/1055 genehmigt. Die Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River in Deutschland.

Die Ratten werden durch Injektion von Narkosemitteln in die Bauchhöhle narkotisiert. Bei einem Teil der Ratten wird das Gehirn mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanztomographie, MRT) untersucht. Bei den Ratten wird ein Blutgefäß des Halses, welches das Gehirn mit Blut versorgt, auf nicht genannte Weise verschlossen. Der Kopf der Tiere wird in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Dann wird bei 12 Ratten Blut aus einer Vene des Schwanzes entnommen und am Hinterkopf durch einen dünnen Schlauch in einen Hohlraum des Gehirns injiziert. Damit sich das injizierte Blut zwischen den Hirnhäuten verteilt, werden die Ratten nach dem Eingriff für 15 Minuten schräg mit dem Kopf nach unten gelagert. Bei zwei der Tiere wird statt Blut eine Kochsalzlösung in den Hohlraum gespritzt. 15 % der Ratten sterben in der Folge der Blutinjektion noch am selben Tag. Von den überlebenden Ratten weist die Hälfte verengte Gefäße im Gehirn auf.

Am zweiten Versuchstag wird wieder Blut aus einer Schwanzvene entnommen und wie am Vortag in einen Hohlraum des Gehirns injiziert bzw. bekommen stattdessen zwei der Tiere eine Kochsalzlösung gespritzt. Das Gehirn der Ratten wird erneut mit einem bildgebenden Verfahren untersucht, wobei nach krampfartigen Verengungen der Blutgefäße des Gehirns gesucht wird. In der Folge der 2. Blutinjektion sterben 35% der Ratten. Die Wunden werden vernäht und im Anschluss an die Operation erhalten die Tiere ein Schmerzmittel, von welchem bekannt ist, dass es bei Ratten zum Pica Verhalten, also der Aufnahme unverdaulicher Objekte führen kann. Am ersten und zweiten Versuchstag verlieren die Ratten zwischen 10 und 15 % ihres Körpergewichts.

Am fünften Tag des Versuchs werden die überlebenden Ratten narkotisiert. Ihr Gehirn wird wieder mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Vier der Ratten haben einen oder mehrere Bereiche im Gehirn, die nicht ausreichend mit Blut versorgt werden, wodurch das Gehirn geschädigt wird. Nach der Untersuchung werden alle Ratten getötet. Dafür wird ihr Brustkorb in Narkose geöffnet und eine Nadel in ihr Herz gestochen. Durch diese Nadel wird eine konservierende Lösung in ihren Blutkreislauf gepumpt, wodurch das Blut verdrängt wird, und die Ratten sterben.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Schlaganfallforschung

Originaltitel: MR-angiography allows defining severity grades of cerebral vasospasm in an experimental double blood injection subarachnoid hemorrhage model in rats

Autoren: Vesna Malinova (1)*, Marios N. Psychogios (2), Ioannis Tsogkas (2), Birte Koennecke (3), Kim Bleuel (1), Bogdan Iliev (1), Veit Rohde (1), Dorothee Mielke (1)

Institute: (1) Neurochirurgische Klinik, Universitätsklinikum Göttingen, Robert-Koch-Straße 40, 37075 Göttingen, (2) Institut für Diagnostische und Interventionelle Neuroradiologie, Universitätsklinikum Göttingen, Göttingen, (3) Klinik für Neurologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen

Zeitschrift: PLoS ONE 2017; 23(2): e0171121

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5663

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Niedersachsen unter der Nummer AZ 13/1055 genehmigt. Die eingesetzten Ratten sind männlich und stammen aus der Versuchstierzucht Charles River in Deutschland. Die Versuche erstrecken sich über einen Zeitraum von 5 Tagen.

Am ersten Tag werden die Tiere narkotisiert, wozu ihnen ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt wird. Der Kopf der Tiere wird mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanztomographie, MRT) untersucht. Sie werden auf einer Wärmematte gelegt und ihre Körpertemperatur wird über ein in ihren Enddarm geschobenes Thermometer überprüft. Eine Ader des Halses, die das Gehirn mit Blut versorgt, wird verschlossen. Wie das erfolgt, wird nicht erwähnt. Aus einer Schwanzvene wird bei 135 von 147 Tieren Blut abgenommen. Der Kopf der Ratten wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Aus einem Hohlraum nahe dem Kleinhirn wird etwas Hirnflüssigkeit entnommen, dann wird den Ratten das zuvor aus ihrem Schwanz entnommene Blut in den Hohlraum injiziert. Dafür muss der Schädel am Hinterkopf geöffnet werden; wie dies geschieht, wird nicht genauer beschrieben. Bei 12 weiteren Tieren wird ebenso verfahren, nur wird statt Blut eine Salzlösung in den Hirnhohlraum gespritzt. Nach der Injektion werden die Ratten 15 Minuten lang schräg mit dem Kopf nach unten gelagert.

Am zweiten Tag wird dieser Eingriff wiederholt. Zusätzlich zur Injektion von Blut oder Salzlösung in den Hohlraum des Gehirns, wird ein Kabel am Schädel der Ratten befestigt. Die Ratten werden erneut mit dem bildgebenden Verfahren untersucht, wobei nach krampfartigen Verengungen der Blutgefäße im Gehirn gesucht wird. Solche Verengungen werden bei 65% der Tiere gefunden. Nach den Operationen erhalten die Ratten das Schmerzmittel Buprenophin, von dem bekannt ist, dass es bei Ratten zu sogenanntem Pica Verhalten führen kann, bei dem die Ratten unverdauliche Materialien aufnehmen, woran sie sterben können. Dreimal pro Tag werden die Tiere von einem Tierarzt begutachtet, wenn dabei festgestellt wird, dass die Tiere Schmerzen haben, wird ihnen mehr Buprenophin gespritzt.

Am dritten Versuchstag werden die Ratten in Gruppen eingeteilt. Elektroden werden mit den am Vortag am Schädel befestigten Kabeln verbunden. Eine weitere Elektrode wird an der Brust der Tiere befestigt. Ein schwacher Gleichstrom wird an die Elektroden angelegt. Dabei sind die Ratten wach. Jede dieser Stimulationen dauert 15 Minuten und die unterschiedlichen Gruppen der Ratten werden mit unterschiedlicher Elektrodenpolarisierungen und unterschiedlich oft (bis zu viermal mit je einer Stunde Pause zwischen den Stimulationen) stimuliert. Damit die Ratten sich während der Stimulationen nicht zu sehr bewegen können, werden sie in kleine Glasboxen gesetzt. Ein Teil der Ratten erhält keine Stimulation und dient als Kontrollgruppe.

Die Ratten werden nach einem neurologischen Bewertungsschema beurteilt, bei dem die Bewegungen und Reflexe beurteilt werden und Ratten, die zur Seite fallen oder sich nicht bewegen die höchsten Punktzahlen erzielen. Dabei werden bei 35 % der Ratten denen Blut injiziert wurde neurologische Ausfälle beobachtet. 5% der neurologisch auffälligen Ratten fallen zur Seite, 27% drehen sich im Kreis und 68% haben eine Störung der Haltungsreflexe.

Am vierten Tag werden die Ratten ebenso behandelt wie am dritten Tag und wieder neurologisch bewertet.

72 der 135 Ratten, denen Blut in das Gehirn injiziert wurde sterben vor dem Ende der Versuche am 5. Tag. Ob sie von alleine sterben oder bei Auftreten bestimmter Symptome vorzeitig getötet werden, wird nicht erwähnt.

Am 5. Tag werden die überlebenden Ratten wieder nach dem neurologischen Punkteschema bewertet. Dann werden sie narkotisiert und ihr Schädel wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei werden bei 87% der Tiere verengte Blutgefäße gefunden. Der Brustkorb der Ratten wird geöffnet und eine Nadel in ihr Herz gestochen, durch die eine Flüssigkeit in ihr Blutsystem gepumpt wird. Dabei sterben die Ratten. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung, Schlaganfallforschung

Originaltitel: The impact of transcranial direct current stimulation on cerebral vasospasm in a rat model of subarachnoid hemorrhage

Autoren: Vesna Malinova (1)*, Kim Bleuel (1), Christine Stadelmann (2), Bogdan Iliev (1), Ioannis Tsogkas (3,4), Marios N. Psychogios (3,4), Veit Rohde (1), Dorothee Mielke (1)

Institute: (1) Neurochirurgische Klinik, Universitätsklinikum Göttingen, Robert-Koch-Straße 40, 37075 Göttingen, (2) Institut für Neuropathologie, Universitätsklinikum Göttingen, Göttingen, (3) Diagnostische und interventionelle Neuroradiologie, Klinik für Radiologie und Nuklearmedizin, Universitätsspital Basel, Basel, Schweiz, (4) Institut für Diagnostische und Interventionelle Neuroradiologie, Universitätsklinikum Göttingen, Göttingen

Zeitschrift: Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism 2021; 41(8): 2000-2009

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5662

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesverwaltungsamt Sachsen-Anhalt unter der Nummer 505.6.3-42502-2-1389 MLU_G (Veterinäramt Stadt Halle) genehmigt.

Es werden Mäuse eingesetzt, die gentechnisch so verändert wurden, dass ihre Muskelzellen ein bestimmtes Eiweiß nicht bilden können. Zusätzlich werden gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt, bei denen die Produktion des Eiweiß in bestimmten Zellen der Blutgefäße durch Gabe des Brustkrebsmedikaments Tamoxifen gezielt ausgeschaltet werden kann. Um festzustellen, ob die Mäuse die gewünschte genetische Information enthalten, wird ein Stück aus ihren Ohren herausgestanzt und untersucht. Zusätzlich werden sogenannte Wildtyp-Mäuse verwendet, die das Eiweiß bilden können.

Im Alter von 6 Wochen wird den Mäusen an 5 aufeinanderfolgenden Tagen Tamoxifen in die Bauchhöhle gespritzt. Zum selben Zeitpunkt werden die Mäuse in zwei Gruppen eingeteilt. Eine der Gruppen erhält Standardfutter mit 10 % Fettgehalt, die andere erhält Futter mit einem stark erhöhtem Fettanteil von 60 %. Diese Fütterung wird 18 Wochen beibehalten. Dadurch wiegen die Mäuse, die die fettreiche Nahrung bekommen haben, am Ende der Versuche im Schnitt ca. 50 % mehr als die Tiere, die die normale Futtermischung erhalten haben.

Die Mäuse werden in Narkose versetzt. Eine Kanüle wird in eine Vene des Halses gestochen.

In die rechte Halsschlagader wird ein Katheter mit Blutdrucksensor geschoben. 20 Minuten später wird der Blutdruck der Tiere bestimmt. Bei den Tieren, die fettreich ernährt wurden, wird ein höherer Blutdruck und eine höhere Herzfrequenz beobachtet. Dann wird über die zuvor gesetzte Kanüle eine größere Menge an Flüssigkeit in den Blutkreislauf der Tiere eingebracht. Der Blutdruckanstieg wird 10 Minuten lang vermessen. Dann wird Gruppen von Tieren einer von zwei Wirkstoffen oder eine wirkstofffreie Lösung sowie weitere Flüssigkeit verabreicht. Die Wirkstoffe werden beim Menschen eingesetzt, um den Blutdruck zu erhöhen. In einer der Versuchsgruppen sterben dabei 20 von 88 Tieren. Der Blutdruck wird 20 Minuten lang gemessen. Insgesamt wird den Tieren so viel Flüssigkeit verabreicht, dass das Blutvolumen um ca. 10 % zunimmt. Dadurch schlägt das Herz der Mäuse schneller. Das weitere Schicksal der überlebenden Mäuse wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Bluthochdruckforschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Assessment of the role of endothelial and vascular smooth muscle EGFR for acute blood pressure effects of angiotensin II and adrenergic stimulation in obese mice

Autoren: Barbara Schreier*, Christian Stern, Sindy Rabe, Sigrid Mildenberger, Michael Gekle

Institute: Julius-Bernstein-Institut für Physiologie, Universitätsmedizin Halle, Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, Magdeburger Str. 6, 06112 Halle (Saale)

Zeitschrift: Biomedicines 2023; 11(8): 2241

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5661

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesverwaltungsamt Dessau unter der Nummer 42502-2-812 genehmigt.

Die weiblichen, 18-20 Wochen alten Kaninchen werden in Narkose versetzt. Ihnen wird die Chemikalie Alloxan in eine Ohrvene gespritzt. Alloxan zerstört die Insulin-produzierenden Zellen der Bauchspeicheldrüse und verursacht so Diabetes. 15 Minuten später wird ihnen eine Glukoselösung unter die Haut gespritzt, um eine Unterzuckerung, welche als erste Reaktion auf die Alloxan-Injektion entstehen kann, zu verhindern. Ab dem zweiten Tag nach der Alloxan-Injektion wird den Kaninchen dreimal täglich Insulin gespritzt, wobei die Menge so eingestellt ist, dass die Kaninchen dauerhaft einen erhöhten Blutzuckerwert aufweisen. Dafür wird der Blutzuckerspiegel kontrolliert. Für nähere Angaben zum Regime, also wie häufig und auf welche Art und Weise eine Blutabnahme erfolgt, wird auf eine andere Studie verwiesen. Dort steht dazu aber gar nichts.

Den Kaninchen wird ein aus dem Blut von schwangeren Pferden gewonnenes Schwangerschaftshormon unter die Haut gespritzt. Drei Tage später werden sie mit männlichen Kaninchen verpaart. Nach der Paarung wird ihnen ein menschliches Schwangerschaftshormon in eine Vene gespritzt.

Sechs Tage nach der Paarung wird den Kaninchen ein Tötungsmittel injiziert. Die Gebärmutter wird entnommen. Die Embryonen werden mit Flüssigkeit aus der Gebärmutter gespült, in Nährmedium für 6 Stunden am Leben erhalten und in Versuchen eingesetzt. Bei einem Teil der Embryonen wird die umgebende Hülle entfernt und die Embryonen werden in verschiedene Teile zerlegt und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Deutsche Diabetes Stiftung (DDS) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Diabetes-Forschung, Reproduktionsmedizin

Originaltitel: Ectopic lipid accumulation correlates with cellular stress in rabbit blastocysts from diabetic mothers

Autoren: Maria Schindler*, Sophia Mareike Geisler, Tom Seeling, Anne Navarrete Santos

Institute: Institut für Anatomie und Zellbiologie, Universitätsmedizin Halle, Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, Große Steinstraße 52, 06108 Halle (Saale)

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2023; 24(14): 11776

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5660

Versuchsbeschreibung: Der Versuch ist in vier Versuchsteile gegliedert. Im ersten Versuchsteil werden Ratten von der Firma Harlan Laboratories (Horst, Niederlande) und Beagle aus der Versuchstierzucht Marshall BioResources (North Rose, USA) eingesetzt. Den Beagle und den Ratten wird eine Testsubstanz entweder in eine Vene gespritzt oder per Schlundsonde verabreicht. Im Anschluss wird über einen Zeitraum von über 24 Stunden mehrfach Blut abgenommen und analysiert.

Im zweiten Versuchsteil werden Ratten eingesetzt, die so gezüchtet wurden, dass sie spontan Bluthochdruck entwickeln. Die Tiere stammen aus der Versuchstierzucht Charles River in Deutschland. 24 Ratten werden in Narkose Sensoren in die Hauptschlagader implantiert, über die Blutdruck und Herzfrequenz gemessen werden. Ein Gerät, welches die Sensordaten übermittelt, wird in die Bauchhöhle der Ratten implantiert. Die Ratten werden einzeln in Käfigen gehalten und Gruppen von ihnen werden verschiedene Testsubstanzen in unterschiedlicher Dosierung über eine Schlundsonde verabreicht. Bei den Tieren, die höhere Dosierungen erhalten, verringert sich der Blutdruck und der Herzschlag beschleunigt sich. Die Substanzgabe wird an 12 aufeinander folgenden Tagen einmal täglich wiederholt. Bei anderen Tieren wird die Testsubstanz in Kombination mit bekannten Medikamenten gegen hohen Blutdruck verabreicht. Ein Teil der Ratten stirbt vor Abschluss der Versuche.

Im dritten Versuchsteil werden Ratten eingesetzt, die gentechnisch so verändert sind, dass sie Bluthochdruck entwickeln. Diese Ratten stammen aus der Zucht der Bayer AG, Wuppertal. Den Tieren wird ein Wirkstoff ins Trinkwasser gemischt und sie erhalten eine Testsubstanz per Schlundsonde. Der Blutdruck der Tiere wird vor dem Beginn der Gabe der Testsubstanz über eine um den Schwanz gelegte Manschette gemessen. Sieben Tage nach Start der Gabe der Testsubstanz wird der Blutdruck erneut gemessen. Üblicherweise werden die Tiere dafür in enge Röhren gezwängt, in denen sie sich nicht bewegen können und aus denen nur der Schwanz herausschaut.

Im vierten Versuchsteil werden 5 Beagle in Narkose versetzt. Den Hunden werden Sensoren zur Messung von Blutdruck und der elektrischen Aktivität des Herzens implantiert. Dazu wird der Brustkorb auf der linken Körperseite geöffnet und ein Sensor in die Hauptschlagader geschoben. Elektroden werden direkt auf den Herzen der Hunde positioniert. Die elektronischen Bauteile für die Sensoren werden auf der linken Brustkorbseite implantiert. Muskeln und Haut werden vernäht. Nach der Wundheilung werden die Hunde erneut in Narkose versetzt und künstlich beatmet. Die Bauchhöhle der Hunde wird auf der linken Seite geöffnet. Die linke Niere wird in Seide gewickelt. Die Wunde wird vernäht. Acht Wochen später werden die Hunde erneut narkotisiert. Ein Katheter wird in die rechte Halsschlagader geschoben und eine Arterie der rechten Niere wird durch Einschieben eines Fremdkörpers verschlossen. Etwa vier Wochen nach dem Eingriff bilden die Hunde einen hohen Blutdruck aus. Sechs Wochen später erhalten die Hunde ein Placebo oder die Testsubstanz in verschiedenen Dosierungen oral, vermutlich über eine Schlundsonde. Darüber hinaus wird die höchste Konzentration der Testsubstanz an drei aufeinander folgenden Tagen verabreicht.

Weitere Versuche werden mit Stücken der Schlagader von Kaninchen durchgeführt. Dafür werden Kaninchen (erworben von Charles River Laboratories, Sulzfeld) durch Injektion einer Überdosis eines Narkosemittels getötet, die Hauptschlagader wird aus ihnen herausgeschnitten und in ringförmige Stücke zerlegt.

Weitere Ratten werden in Narkose versetzt, ihr Herz wird entnommen und in einer besonderen Vorrichtung mit einer Nährlösung durchströmt. An den dadurch noch schlagenden Herzen werden Versuche durchgeführt.

Bereich: Bluthochdruckforschung, Herz-Kreislauf-Forschung, Pharmakologie

Originaltitel: Identification and characterization of the new generation soluble guanylate cyclase stimulator BAY-747 designed for the treatment of resistant hypertension

Autoren: Frank Wunder (1)*,Johannes-Peter Stasch (2,3), Andreas Knorr (2), Thomas Mondritzki (2,4), Damian Brockschnieder (2), Eva-Maria Becker-Pelster (2), Peter Sandner (2,5), Hanna Tinel (2), Gorden Redlich (6), Ingo V. Hartung (7), Alexandros Vakalopoulos (7), Markus Follmann (7)

Institute: (1) Pharma Research and Development Center, Lead Identification & Characterization Bayer AG, Aprather Weg 18a, 42096 Wuppertal, (2) Pharma Research and Development Center, Cardiovascular Research, Bayer AG, Wuppertal, (3) Institut für Pharmazie, Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, Halle, (4) Universität Witten/Herdecke, Witten, (5) Institut für Pharmakologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (6) Pharma Research and Development Center, Pharmacokinetics, Bayer AG, Wuppertal, (7) Pharma Research and Development Center, Synthetic Modalities, Bayer AG, Wuppertal

Zeitschrift: British Journal of Pharmacology 2023; 180(19), 2500-2513

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5659

Versuchsbeschreibung: Die in Deutschland stattfindenden Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer 55.2-1-54-2532-65-17 genehmigt. Ein Teil der Versuche findet in Dänemark und Südkorea statt und wird dort genehmigt. Die Ratten stammen aus der Zucht des Helmholtz Zentrums München oder von Qu-BEST BIO Co. (Südkorea). Die Ratten wurden gentechnisch so verändert, dass ein Teil von ihnen ein Eiweiß, dass für den Transport von Kupfer aus der Leber zuständig ist, nicht herstellen kann. Dadurch reichert sich Kupfer in ihren Lebern an. Unbehandelt entwickeln die Tiere im Alter von 90 bis 100 Tagen eine Leberentzündung und sterben 20 bis 30 Tage später daran.

In einem Versuch wird Gruppen von Ratten im Alter von 80 Tagen jeweils eine von drei Testsubstanz entweder einmal- oder zweimal täglich in die Bauchhöhle gespritzt. Diese Behandlung erfolgt entweder über vier aufeinander folgende Tage oder aber die Tiere erhalten die Testsubtanz zweimal vier Tage lang, wobei zwischen den viertägigen Behandlungsintervallen drei Tage Pause gemacht wird.

Dieses Behandlungsschema wird 5-mal wiederholt und zwei bis drei Wochen nach der letzten Behandlung werden die Ratten auf nicht genannte Art getötet. Ein Teil der Tiere wird über einen Zeitraum von bis zu 500 Tage mehrfach behandelt, wobei die Behandlung bis zu 6-mal für jeweils mehrere Tage stattfindet und dazwischen behandlungsfreie Intervalle liegen. Dabei wird den Tieren immer wieder Blut abgenommen, bis zu 49-mal. Die Blutabnahmen erfolgen entweder aus einer Vene unter der Zunge oder aus einer Halsvene.

Mit 24 Ratten, die auf verschiedene Art und Weise behandelt wurden, werden sogenannte Überlebenskurven erstellt. Die erste Ratte stirbt nach 14 Tagen, die letzte nach 80 Tagen. Ob gewartet wird, bis die Ratten an ihrer Erkrankung sterben oder ob sie zuvor aufgrund des Erreichens sogenannter „humaner Endpunkte“ getötet werden, wird nicht erwähnt.

In einem anderen Versuchsteil bekommen 100 Tage alte Ratten eine Testsubstanz neun Tage lang einmal täglich in verschiedenen Konzentrationen oral oder in eine Schwanzvene injiziert.

Ein Teil der Tiere wird vier Tage lang einzeln in einem sogenannten metabolischen Käfig gehalten. Üblicherweise ist in diesen Käfigen kein Nistmaterial enthalten, so dass die Ratten in einer leeren Plastikbox leben müssen. Das Gewicht der Tiere wird täglich bestimmt und der Kot und der Urin der Ratten wird gesammelt und analysiert. Vier Ratten werden mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dazu werden sie narkotisiert, ihnen wird ein radioaktives Kupferisotop injiziert. Zusätzlich wird ihnen eine Testsubstanz in die Bauchhöhle injiziert. Andere Ratten erhalten eine andere Testsubstanz.

Am Ende der Versuche werden die Ratten auf nicht genannte Art getötet. Bei einem Teil der Tiere werden die Leber und weitere Organe entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Firma ArborMed Co. Ltd. (Südkorea) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Leberforschung, Gastroenterologie, Pharmakologie

Originaltitel: ARBM101 (methanobactin SB2) drains excess liver copper via biliary excretion in Wilson’s disease rats

Autoren: Claudia Einer (1)*, Ditte Emilie Munk (2)*, Eok Park (3,4)*, Banu Akdogan (1)*, Judith Nagel (5)*, Josef Lichtmannegger (1), Carola Eberhagen (1), Tamara Rieder (5), Mikkel H. Vendelbo (6,7), Bernhard Michalke (8), Ralf Wimmer (9), Andreas Blutke (10), Annette Feuchtinger (10), Philip Dershwitz (11), Ana M. DiSpirito (11), Tawhidul Islam (12), Rui E. Castro (12), Byong-Keol Min (3), TaeWon Kim (3), Seoyoung Choi (3), Dasol Kim (3), Chunwon Jung (3), Hongjae Lee (3), Dongsik Park (3), Weonbin Im (3), So-Young Eun (3), You-Hee Cho (4), Jeremy D. Semrau (13), Cecília M. P. Rodrigues (12), Simon Hohenester (9), Thomas Damgaard Sandahl (2), Alan A. DiSpirito (11), Hans Zischka (1,5)

Institute: (1) Institut für Molekulare Toxikologie und Pharmakologie, Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, Ingolstädter Landstraße 1, 85764 Neuherberg, (2) Department of Hepatology and Gastroenterology, Aarhus University Hospital, Aarhus, Dänemark, (3) R&D Center, ArborMed Company Ltd, Pangyo, Seongnam, Südkorea,(4) Department of Pharmacy, College of Pharmacy and Institute of Pharmaceutical Sciences, CHA University, Seongnam, Südkorea, (5) Institut für Toxikologie und Umwelthygiene, Fakultät für Medizin, Technische Universität München, München, (6) Department of Nuclear Medicine and PET Center, Aarhus University Hospital, Aarhus, Dänemark, (7) Department of Biomedicine, Aarhus University, Aarhus, Dänemark, (8) Abteilung Analytische Biogeochemie, Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, Neuherberg, (9) Medizinische Klinik und Poliklinik II, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (10) Abteilung Analytische Pathologie, Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, Neuherberg, (11) Roy J. Carver Department of Biochemistry, Biophysics and Molecular Biology, Iowa State University, Ames, USA, (12) Research Institute for Medicines (iMed.ULisboa), Faculty of Pharmacy, Universidade de Lisboa, Lissabon, Portugal, (13) Department of Civil and Environmental Engineering, University of Michigan, Ann Arbor, USA

Zeitschrift: Gastroenterology 2023; 165(1): 187–200

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5658

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Ministerium für Energiewende, Klimaschutz, Umwelt und Natur Schleswig-Holstein unter den Nummern 16-3/20, 17-3/20 und 16-2/21 genehmigt. Es werden verschiedene Mäuse-Stämme, darunter auch gentechnisch veränderte Tiere, eingesetzt, die aus der Tierhaltung der Universität zu Lübeck stammen.

Einem Teil der Mäuse wird ein Antikörper unter die Haut gespritzt. Dieser Antikörper wurde bei der Firma Kaneka Eurogentec in Belgien hergestellt, indem Weißen Neuseeländer Kaninchen ein Bruchstück eines Eiweißstoffes injiziert wird. Gegen dieses Bruchstück produziert das Immunsystem der Kaninchen dann Antikörper, welche aus dem Blut der Tiere gewonnen werden. Üblicherweise werden die Kaninchen dazu getötet. Den Mäusen wird dieser Antikörper für 12 Tage jeden zweiten Tag unter die Haut gespritzt. Dadurch entwickeln sie ab dem 4. Tag an 3-10 % ihrer Haut krankhafte Veränderungen wie Rötungen, Entzündungen, Schädigungen und Krusten. Dabei sind insbesondere Kopf und Nacken sowie die Vorderpfoten und Schnauzen der Mäuse betroffen. Einem Teil der Mäuse wird ein anderer Antikörper nach demselben Schema injiziert. Eine andere Gruppe von Mäusen bekommt Antikörper in etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt. Alle vier Tage werden die Mäuse durch Injektion von Narkosemitteln in die Bauchhöhle narkotisiert und die Veränderung der Haut beurteilt. Dabei wird bestimmt, welcher Prozentsatz der Körperoberfläche betroffen ist und wie stark die Augen geschädigt sind, wobei Schwellungen, Verkrustungen und Hautdefekte in die Bewertung einbezogen werden. Im Anschluss wird den Mäusen ein Gegenmittel zur Narkose in die Bauchhöhle gespritzt.

Am letzten Tag der Versuche wird ebenfalls unter Narkose zusätzlich eine Endoskopie der Mundhöhle durchgeführt, bei der auf Schleimhautdefekte und Blasen an der Zunge, den Wangen und im Rachen geprüft wird.

Die Tiere werden in Narkose durch Genickbruch getötet. Es werden Proben der Haut, der Bindehaut und der Speiseröhre entnommen und untersucht. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Universität zu Lübeck sowie die Firma argenx (Belgien) gefördert.

Bereich: Dermatologie, Immunologie

Originaltitel: Bullous pemphigoid induced by IgG targeting type XVII collagen non-NC16A/NC15A extracellular domains is driven by Fc gamma receptor- and complement-mediated effector mechanisms and is ameliorated by neonatal Fc receptor blockade

Autoren: Manuela Pigors (1)*, Sabrina Patzelt (1), Niklas Reichhelm (1), Jenny Dworschak (2), Stanislav Khilchenko (1), Shirin Emtenani (1), Katja Bieber (1), Maxi Hofrichter (1), Mayumi Kamaguchi (1), Stephanie Goletz (1), Gabriele Köhl (3), Jörg Köhl (3,4), Lars Komorowski (2), Christian Probst (2), Katrien Vanderheyden (5), Bianca Balbino (5), Ralf J Ludwig (1,6) , Peter Verheesen (5), Enno Schmidt (1,6)

Institute: (1) Lübecker Institut für Experimentelle Dermatologie, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Lübeck, Ratzeburger Allee 160, 23538 Lübeck, (2) Institut für experimentelle Immunologie, EUROIMMUN Medizinische Labordiagnostika AG, Lübeck, (3) Institut für Systemische Entzündungsforschung, Universität zu Lübeck, Lübeck, (4) Division of Immunobiology, Cincinnati Children’s Hospital Medical Center and University of Cincinnati College of Medicine, Cincinnati, USA, (5) argenx, Gent, Belgien, (6) Klinik für Dermatologie, Allergologie und Venerologie, Universität zu Lübeck, Lübeck

Zeitschrift: Journal of Pathology 2024; 262(2): 161-174

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5657

Versuchsbeschreibung: Versuche an Insekten erfordern keine Genehmigung. Die Fliegen stammen vom Bloomington Drosophila Stock Center (Indiana University Bloomington, Bloomington, USA). Fruchtfliegenembryonen werden DNA-Bausteine, die die Information zur Herstellung des menschlichen Eiweißes Alpha-Synuclein enthalten, injiziert. Einer Gruppe von Fliegenembryonen wird die DNA für gesundes Protein injiziert, anderen an der Parkinson-Erkrankung beteiligte Mutationen, eine Gruppe erhält DNA, die kein Alpha-Synuclein kodiert. Diese gentechnischen Veränderungen werden durch die Firma BestGene (USA) durchgeführt.

In den Versuchen werden ausschließlich männliche Fliegen eingesetzt, die in Gruppen zu je 10 Tieren eingeteilt werden. Pro genetischer Variante (insgesamt 9 Varianten) werden mindestens 50 Tiere verwendet. Alle zwei bis drei Tage wird geprüft, wie viele der Tiere noch leben. Die Fliegen, die die menschlichen Gene tragen, sterben früher als die Tiere ohne menschliches Gen.

Im Alter von drei Wochen werden jeweils 5 Fliegen in einen Zylinder gesetzt. Dann wird auf den Zylinder geklopft und beobachtet, wie viele Fliegen auffliegen und wie viele Fliegen nicht fliegen können oder herunterfallen. Die Fliegen, die die menschlichen Gene enthalten, können weniger gut fliegen und von den Fliegen, die die mutierten Protein-Varianten tragen, kann nur ca. die Hälfte fliegen. Weitere Fruchtfliegen werden zur Gewinnung von RNA verwendet, wozu sie auf nicht genannte Art getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Damp-Stiftung gefördert.

Bereich: Parkinson-Forschung, Mutationsforschung

Originaltitel: Characterization of the pathogenic alpha-synuclein variant V15A in Parkinson´s disease

Autoren: Sokhna Haissatou Diaw (1), Max Borsche (1,2), Linn Streubel-Gallasch (1), Marija Dulovic-Mahlow (1), Julia Hermes (1), Insa Lenz (1), Philip Seibler (1), Christine Klein (1), Norbert Brüggemann (1,2), Melissa Vos (1), Katja Lohmann (1)*

Institute: (1) Institut für Neurogenetik, Universität zu Lübeck, Ratzeburger Allee 160, 23538 Lübeck, (2) Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Lübeck, Lübeck

Zeitschrift: npj Parkinson’s Disease 2023; 9: 148

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5656

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz in Koblenz unter der Nummer 23 177-07/G 17-3-063 genehmigt. Die Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories in Sulzfeld und sind zum Zeitpunkt der Versuche etwa 9 Wochen alt.

Die Ratten werden in eine enge Röhre gezwängt, in der sie sich nicht bewegen können und aus der nur ihre Nase herausschaut. Über die Nase müssen sie 4 Stunden lang Luft einatmen, der ein puderförmiger blauer Farbstoff beigefügt ist. Zwei Gruppen von Ratten werden dabei mit jeweils einer unterschiedlichen Menge Farbstoff begast.

Im Anschluss werden die Ratten für bis zu 14 Tage beobachtet und mehrfach gewogen. Alle Tiere, die der höheren Menge des Farbstoffs ausgesetzt sind, sterben nach ein oder zwei Tagen. Auch die Ratten, die die geringere Menge Farbstoff einatmen mussten, zeigen bis zu 6 Tage lang Störungen der Atmung wie Atemgeräusche oder eine beschleunigte Atmung.

Die überlebenden Tiere werden nach 14 Tagen getötet. Bei einem Teil der Ratten wird Gewebe aus dem Atmungssystem entnommen und untersucht.

Bereich: Toxikologie

Originaltitel: Refinement of the acute inhalation limit test for inert, nano-sized dusts by an in silico dosimetry-based evaluation: case study for the dissolution of a regulatory dilemma

Autoren: Heidi Stratmann (1)*, Lan Ma-Hock (2), Simone Tangermann (2), Richard A. Corley (3)

Institute: (1) Colors and Effects Switzerland AG, Efringerstrasse 32, 4057 Basel, Schweiz, (2) BASF SE, Experimentelle Toxikologie und Ökologie, Carl-Bosch-Str. 38, 67056 Ludwigshafen, (3) Greek Creek Toxicokinetics Consulting, LLC, Boise, USA

Zeitschrift: Frontiers in Toxicology 2023; 5: 1258861

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5655