Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 0086/20 vom Landesamt für Gesundheit und Soziales (Lageso) Berlin genehmigt. Die Versuche finden am Institut für Virologie der Freien Universität Berlin statt. Es werden insgesamt 24 weibliche und männliche Grauhamster (Cricetulus griseus) im Alter von 5 bis 7 Wochen verwendet. Die Tiere stammen aus dem deutschen Zootierhandel.

Unter Narkose wird ein kleiner Transponder unter die Haut von mindestens 6 Hamstern implantiert, der die Körpertemperatur misst. Zwei Tage später werden die Tiere in zwei Gruppen á 12 Hamster eingeteilt und einem Infektionsversuch unterzogen. Den Tieren wird unter Narkose mit einer Pipette eine Flüssigkeit in die Nase gesprüht. Bei der ersten Hamster-Gruppe beinhaltet die Flüssigkeit SARS-CoV-2 Coronaviren, bei der zweiten Gruppe (Kontroll-Gruppe) ist die Flüssigkeit virenfrei. Vor der Infektion sowie täglich danach werden alle Hamster gewogen und die Körpertemperatur von mindestens 6 Hamstern wird erfasst. Zwei, 3, 5 und 14 Tage nach dem Infektionsversuch werden je 3 Tiere pro Gruppe durch Ausbluten unter Narkose getötet. Blut, Rachenabstriche sowie Gewebeproben der Lungen werden für weiteren Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von Fördergeldern für die COVID-19-Forschung der Freien Universität Berlin, von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und vom Project DEAL der Allianz der deutschen Wissenschaftsorganisationen finanziell unterstützt.

Bereich: Infektionsforschung, Virologie, Coronaforschung

Originaltitel: SARS-CoV-2 infection of Chinese hamsters (Cricetulus griseus) reproduces COVID-19 pneumonia in a well-established small animal model

Autoren: Luca D Bertzbach (1), Daria Vladimirova (1), Kristina Dietert (2,3), Azza Abdelgawad (1), Achim D Gruber (2), Nikolaus Osterrieder (1,4), Jakob Trimpert (1)*

Institute: (1) Institut für Virologie, Freie Universität Berlin, Robert von Ostertag-Straße 7-13, 14163 Berlin, (2) Institut für Tierpathologie, Freie Universität Berlin, Berlin, (3) Tiermedizinisches Zentrum für Resistenzforschung, Freie Universität Berlin, Berlin, (4) Jockey Club College of Veterinary Medicine and Life Sciences, City University of Hong Kong, Hong Kong

Zeitschrift: Transboundary and Emerging Diseases 2020; doi: 10.1111/tbed.13837

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5227

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. Mäusen wird unter Betäubung ein kleiner Schnitt in die Bauchdecke gemacht. Der Kopf der Bauchspeicheldrüse wird herausgeholt und es werden Krebszellen hinein injiziert. Gruppen von Mäusen erhalten Mäuse-Bauchspeicheldrüsenkrebszellen drei verschiedener Linien. Es werden außerdem unterschiedliche Mengen an Krebszellen injiziert: 10.000, 30.000 oder 75.000 Zellen. "Scheinoperierten" Tieren werden keine Zellen injiziert. Die Tiere erhalten 2 Tage lang Schmerzmittel. Nach 2 Wochen beginnen zahlreiche Tests, mit denen das Schmerzempfinden erfasst werden soll.

Kunststoff-Fasern unterschiedlicher Dicke werden auf den Bauch der Mäuse gedrückt und die Reaktion wird beobachtet. Lecken und Einziehen des Bauches deuten auf Schmerzen hin.

Eine 24 Stunden-Überwachung in einem speziellen Käfig, in dem eine Vibrationssystem die Bewegungen aufzeichnet und in Daten umrechnet, wird mit jedem Tier einzeln durchgeführt. Zeigen sie weniger aktives Verhalten wie Klettern, Umherlaufen oder Körperpflege, wird dies mit Schmerzempfinden gleichgesetzt.

Beim "Offenes-Feld-Test" wird die Intensität der Bewegung der Mäuse begutachtet. Dazu werden die Mäuse einzeln in das Offene Feld gesetzt und für 10 Minuten beobachtet. Da Mäuse Fluchttiere sind und sich in dieser offenen Umgebung ohne Versteckmöglichkeiten nicht wohl fühle, sind sie viel in Bewegung. Sind sie dies weniger, wird das als Unwohlsein und Schmerzleid gedeutet.

Bei einem weiteren Test wird ein Käfig mit 3 Kammern mit unterschiedlichen Fußböden eingesetzt. Eine Maus erhält eine Injektion eines Medikaments (welches wird nicht erwähnt, aber vermutlich ein Schmerzmittel) und in eine Kammer gesetzt. Am nächsten Tag erhält sie eine wirkungslose Substanz und wird in die andere Kammer gesetzt. Am nächsten Tag kann die Maus in dem Käfig umherlaufen und es wird beobachtet, ob sie sich mehr in der Kammer aufhält, die sie an das Schmerzmittel erinnert.

Den Mäusen wird ein Laufrad in ihren Käfig platziert und es wird beobachtet, ob sie es benutzen. Eine geringe Benutzung des Laufrads deutet auf Schmerzen hin.

Die Tests werden wöchentlich über 8 Wochen durchgeführt. Schließlich werden die Mäuse durch Injektion eines Fixierungsmittels ins Herz getötet (vermutlich unter Narkose). Die Bauchspeicheldrüsen werden feingeweblich untersucht.

Bereich: Krebsforschung, Schmerzforschung, Neuropathologie

Originaltitel: A mouse model for pain and neuropalstic changes associated with pancreatic ductal adenocarcinoma

Autoren: Deepitha Selvaraj (1,2,3,4)*, Michael Hirth (1,5), Jagadeesh Gandia (1,2,5), Rohini Kuner (1,2)*

Institute: (1)* Pharmakologisches Institut, Medizinische Fakultät, Universität Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 366, 69120 Heidelberg, (2) Exzellenzcluster "Cell Networks", Universität Heidelberg, Heidelberg, (3) Heidelberg Bioscience International Graduate School for Cellular and Molecular Biology (HBIGS), Universität Heidelberg, (4) Biochemisches Zentrum (BZH), Universität Heidelberg, (5) II. Medizinische Klinik, (Gastroenterologie, Hepatologie, Infektiologie), Universitätsklinikum Mannheim, Universität Heidelberg

Zeitschrift: Pain 2017; 158(8): 1609-1621

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5226

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von den lokalen Behörden unter der Nummer 35-9185.81/G233/14 genehmigt.

Mäuse werden getötet, um Nervenzellen für Zellkulturen zu gewinnen. Anderen Mäusen werden Krebszellen gespritzt, so dass sie einen Tumor entwickeln. Dazu wird ihnen ein Schlafmittel gespritzt und die Mäuse in Rückenlage fixiert. Es wird ein Schnitt in die Bachdecke gemacht und die Bauchspeicheldrüse freigelegt. In den Kopf der Bauchspeicheldrüse werden Krebszellen gespritzt und dieser wird wieder in der Bauchhöhle gelegt. Dann wird der Schnitt vernäht. Die Mäuse erhalten für 2 Tage Schmerzmittel. Die Mäuse werden in Gruppen aufgeteilt; diese erhalten 2 Mal wöchentlich bzw. jeden zweiten Tag bestimmte Antikörper in die Bauchhöhle gespritzt. Kontroll-Gruppen wird eine Flüssigkeit ohne Antikörper gespritzt. 2 Wochen nach der Injektion der Krebszellen beginnen die Tests auf Schmerzempfinden.

Beim Schmerzreiz-Experiment wird mit unterschiedlich dicken Plastik-Fasern auf den Bauch der Mäuse gedrückt und so unterschiedlich starke (ansteigende) Schmerzreize auf den Bauchraum erzeugt; jede Schmerzstärke wird 5 Mal mit Pausen zwischen den einzelnen Reizen getestet. Ab der dritten Woche zeigen die Tiere starkes Schmerzempfinden durch den wachsenden Tumor.

Eine 24 Stunden-Überwachung in einem speziellen Käfig, in dem eine Kamera die Bewegungen aufzeichnet und in Daten umrechnet, wird mit jedem Tier einzeln durchgeführt. Zeigen sie weniger aktives Verhalten wie Klettern, Umherlaufen oder Körperpflege, wird dies mit Schmerzempfinden gleichgesetzt.

Beim „Offenes-Feld-Test“ (Open field test) wird die Intensität der Bewegung der Mäuse aufgezeichnet. Dazu werden die Mäuse einzeln in das Offene Feld gesetzt und für 10 Minuten beobachtet. Da Mäuse Fluchttiere sind und sich in dieser offenen Umgebung ohne Versteckmöglichkeiten nicht wohl fühle, sind sie oft in Bewegung. Sind sie dies weniger, wird das als Unwohlsein und Schmerzleid gedeutet. 6 Wochen nach Beginn der Antikörpergabe werden die Mäuse durch Perfusion getötet. Dazu wird eine Nadel ins Herz gestochen und eine Flüssigkeit durch den Körper geleitet, so dass der Tod eintritt. Die Tumore werden herausgeschnitten und für weitere Untersuchungen verwendet.

Zwei Gruppen müssen eine Woche eher getötet werden, da sie so starke Schmerzen haben, dass eine Fortführung der Experimente nicht möglich ist.

Die Arbeit wurde gefördert von der Heidelberger Stiftung Chirurgie, dem Bundesministerium für Bildung und Forschung, dem European Research Council Advanced Investigator grant, dem „Translational Physician-Scientist (TraPS)“ Programm (Universitätsmedizin Mannheim, Universität Heidelberg und dem Land Baden-Württemberg), der Deutschen Forschungsgemeinschaft, der Dr. Hans und Lore Graf Stiftung, dem Olympia Morata Programm der Universität Heidelberg, der Graduate School for Cellular and Molecular Biology der Universität Heidelberg, der Deutschen Krebshilfe und dem Land Baden-Württemberg.

Bereich: Krebsforschung, Schmerzforschung, Neuropathologie

Originaltitel: CXCL10 and CCL21 promote migration of pancreatic cancer cells toward sensory neurons and neural remodeling in tumors in mice, associated with pain in patients

Autoren: Michael Hirth (1,2), Jagadeesh Gandla (1), Christiane Höper (1), Matthias M. Gaida (3,4), Nitin Agarwal (1), Manuela Simonetti (1), Aykut Demir (1), Yong Xie (1), Cleo Weiss (5), Christoph W. Michalski (6,7), Thilo Hackert (6), Matthias P. Ebert (2), Rohini Kuner (1)*

Institute: (1) Pharmakologisches Institut, Universität Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 366, 69120 Heidelberg, (2) Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg, Universitätsklinikum Mannheim, Mannheim, (3) Pathologisches Institut, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (4) Institut für Pathologie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (5) Pathologisches Institut, Universitätsklinikum Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim, (6) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (7) Universitätsklinik für Viszerale, Gefäß- und Endokrine Chirurgie, Universitätsklinikum Halle (Saale), Halle (Saale)

Zeitschrift: Gastroenterology; 2020; 159; 665-694

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5225

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von den Behörden in Hamburg (Nummer 33.2-42502-05-LG-01/2014/04 SA) und Großbritannien genehmigt. Die Versuche werden durch Charles River Laboratories Edinburgh und LPT Hamburg durchgeführt.

Die Beagle bekommen Blut für Analysen abgenommen, dann wird ein Antibiotikum in die Vene gespritzt. Eine Woche lang danach bekommen sie das Antibiotikum oral verabreicht, indem sie entweder eine Lösung oder eine Kapsel mit dem Antibiotikum eingeflößt bekommen. 9 Mal wird Ihnen in den ersten 24 Stunden nach der Antibiotika-Gabe Blut für Analysen abgenommen; in der zweiten Gruppe noch zu 3 weiteren Zeitpunkten.

Ein Hund musste von den Analysen ausgeschlossen werden, da versehentlich eine Injektion nicht korrekt gesetzt wurde.

Was nach dem Experiment mit den Hunden passiert, ist nicht beschrieben. Der Versuch wurde vom Bundesministerium für Bildung und Forschung gefördert.

Bereich: Pharmakologie

Originaltitel: New insights into the pharmacokinetics of Vancomycin after oral and intravenous administration: An investigation in Beagle dogs

Autoren: Max Sauter (1,2), Philipp Uhl (1,2), Andreas D. Meid (1,2), Gerd Mikus (1,2), Jürgen Burhenne (1,2), Walter E. Haefeli (1,2)*

Institute: (1) Abteilung Klinische Pharmakologie und Pharmaepidemiologie, Im Neuenheimer Feld 410, 69120 Heidelberg; (2) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung, Standort Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Journal of Pharmaceutical Sciences; 2020; 109; 2090-2094

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5224

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 35–9185.81/G-161/17 vom Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. 18 weibliche Schweine werden von einem lokalen Züchter erworben und in der biomedizinischen Einrichtung der Universität Heidelberg gehalten. Das Alter der Tiere wird nicht genannt. Da Schweine sehr schnell wachsen und ausgewachsene Tiere zu groß und schwer sind, werden meist wenige Wochen alte Ferkel verwendet. Die Tiere werden in Narkose versetzt. Die Luftröhre der Schweine wird aufgeschnitten und sie werden an ein Beatmungsgerät angeschlossen. Ein Venenkatheter, ein Temperatursensor und ein Katheter zur Speiseröhrendruckmessung werden angebracht. Eine Infusionslösung wird während der Experimente verabreicht. Der Bauch wird längs aufgeschnitten und es wird ein 200 l Wetterballon in die Bauchhöhle platziert. Der Bauchschnitt wird wieder vernäht und ein Blasenkatheter gelegt. Es werden verschiedene Lungenfunktions-Daten gemessen.

Nach einer Stabilisierungsphase von 30 Minuten beginnt der eigentliche Versuch. Der in der Bauchhöhle gelegene Ballon wird mit Wasser gefüllt, so dass sich der Bauchinnendruck und somit der Druck auf die Organe, v.a. die Lunge, erhöht. Die Schweine werden nach dem Zufallsprinzip in 3 Gruppen à 6 Tiere eingeteilt; in jeder Gruppe wird ein anderer Bauchinnendruck hervorgerufen. Nach 6 Stunden mit dem künstlich erhöhten Bauchinnendruck werden die Schweine durch Injektion von Kaliumchlorid getötet und die Lungen für weitere Untersuchungen entnommen.

Bereich: Innere Medizin, Intensivmedizin, Lungenforschung, Atmungsphysiologie

Originaltitel: Effect of moderate elevated intra-abdominal pressure on lung mechanics and histological lung injury at different positive end-expiratory pressures

Autoren: Mascha O. Fiedler (1), B. Luise Deutsch (2), Emilis Simeliunas (1), Dovile Diktanaite (1), Alexander Harms (3), Maik Brune (4), Florian Uhle (1), Markus Weigand (1), Thorsten Brenner (1), Armin Kalenka (5,6)*

Institute: (1) Klinik für Anästhesiologie, Heidelberg Universitätsklinikum, Heidelberg, (2) Justus-Liebig-Universität, Fachbereich Medizin, Gießen, (3) Pathologisches Institut, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (4) Klinik für Endokrinologie, Stoffwechsel und Klinische Chemie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (5) Anästhesie/Intensivmedizin, Kreiskrankenhaus Bergstraße, Heppenheim, (6) Medizinische Fakultät Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 672, 69120 Heidelberg

Zeitschrift: PLoS One; 2020; 15(4): e0230830

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5223

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer 35-9185.81/G-5/16 genehmigt. Die Herkunft der der Schweine wird nicht erwähnt. Die Tiere wiegen ca. 33 kg, es handelt sich also um etwa 10 Wochen alte Ferkel. Die Schweine werden narkotisiert und bekommen Infusionen. Katheter in einer Halsvene und –schlagader dienen für verschiedene Untersuchungszwecke wie Blutprobenentnahme und Verabreichung von Medikamenten. Es werden zwei Löcher in den Schädel über bestimmten Hirnregionen gebohrt und ein Ballonkatether wird eingeführt, in den eine Salzlösung gepumpt wird. Der größer werdende Ballon schädigt durch den Druck das Hirngewebe so stark, dass nach 60 Minuten der Hirntod eintritt. Die Lebensfunktionen werden aufrechterhalten. Nach 6 Stunden werden den Schweinen, die in 3 Gruppen aufgeteilt wurden, 3 verschiedene Medikamente über einen Nasenschlauch verabreicht. 2 Stunden danach wird eine erneute Gabe dieser Medikamente verabreicht. Direkt danach wird bei den Schweinen der Bauch längs aufgeschnitten und beide Nieren werden entnommen. Diese werden für 18 Stunden gekühlt aufbewahrt. Es ist anzunehmen, dass diese Schweine anschließend getötet werden.

Empfänger-Schweine werden analog den Spender-Schweinen in Narkose versetzt. Der Bauch wird längs aufgeschnitten und eine Niere entnommen. Diese wird ersetzt durch eine Niere eines der Spender-Schweine. Da jeweils beide Nieren eines Spender-Schweins in 2 Empfänger-Schweine transplantiert werden, ergeben sich doppelt so viele Empfänger-Tiere (52) wie Spender-Tiere (26). Der Bauch wird wieder zugenäht. 4 Stunden nach erfolgter Transplantation verbleiben die Schweine auf dem OP-Tisch und werden überwacht; es werden Blut und eine Gewebeprobe der Nieren entnommen. Nach dem Erwachen aus der Narkose verbleibt der Katheter in der Vene zur Gabe von Schmerzmitteln, Antibiotika und flüssiger Nahrung. Die Schweine, die nicht fressen können, werden über eine Infusionslösung künstlich ernährt. Es werden keine Medikamente zur Unterdrückung der Abstoßungsreaktion gegeben. Am 5. Tag nach der Transplantations-OP werden die Empfänger-Schweine durch Injektion getötet. Die Nieren werden entnommen und untersucht.

Die Arbeit wurde von Novartis Pharma GmbH unterstützt.

Bereich: Transplantationsmedizin, Entzündungsforschung

Originaltitel: Oral preconditioning of donors after brain death with calcineurin inhibitors vs. inhibitors of mammalian target for rapamycin in pig kidney transplantation

Autoren: Sepehr Abbasi Dezfouli (1), Mohammadsadegh Nikdad (1), Omid Ghamarnejad (1), Elias Khajeh (1), Alireza Are?doust (1), Sara Mohammadi (1), Ali Majlesara (1), Mohammadsadegh Sabagh (1), Negin Gharabaghi (1), Modar Kentar (2), Alexander Younsi (2), Christoph Eckert (3), Tanja Poth (3), Mohammad Golriz (1), Arianeb Mehrabi (1), Arash Nickkholgh (1)*

Institute: (1) Klinik für Allgemein-, Viszeral-, und Transplantationschirurgie, Im Neuenheimer Feld 460, 69120 Heidelberg, (2) Neurochirurgische Klinik, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (3) Pathologisches Institut, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Frontiers in Immunology; 2020; 11(1222)

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5222

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer AZ #359185.81/G-67/11 genehmigt. Die Schweine ungenannter Herkunft wiegen 30-40 kg, sind also etwa 10-12 Wochen alt. Die Schweine werden mittels Einspritzung in einen Muskel betäubt, die Narkose wird durch eine Inhalation eines Betäubungsmittels aufrechterhalten. Der Brustkorb wird eröffnet und der Herzbeutel aufgeschnitten. Mit einer Spritze werden bei 12 Schweinen speziell behandelte menschliche Stammzellen aus Fettgewebe in die Gewebewand der linken Herzkammer gespritzt. Die Einspritzstelle wird mit einer speziellen Naht markiert. 6 Schweine erhalten eine Trägersubstanz ohne Zellen („Kontrolle“) Zusätzlich wird bei allen Tieren ein elektronischer Schrittmacher am Herzen angebracht, indem ein Kabel durch die Halsvene bis zur rechten Herzkammer geschoben wird. Das elektronische Basisgerät des Schrittmachers wird unter der Haut im Nacken der Schweine platziert. Der Brustkorb wird zugenäht und die Tiere erhalten Antibiotika und Schmerzmittel.

Vier Wochen nach dieser Operation werden die Schweine erneut betäubt und ein Katheter wird über die Hinterbein-Vene bis zum Herzen geschoben. Dort wird der AV-Knoten, welcher natürlicherweise den Herzrhythmus mitsteuert, mittels Radiofrequenz zerstört. Direkt danach wird der elektronische Schrittmacher, der bei der ersten OP ins Herz implantiert wurde, aktiviert. Einen Tag nach der zweiten OP wird der Herzschlag von 80 auf 40 Schläge pro Minute erniedrigt (60-80 Schläge/Minute sind normal für Schweine). 15 Tage lang werden die Schweine überwacht, alle 2 Tage wird der körpereigene Herzschlag gemessen. Dafür wird die elektronische Schrittmacherfunktion von 40 auf 30 Schläge pro Minute herabgesetzt und der Herzschlag aufgezeichnet. Es werden darüber hinaus 12 Elektroden auf den Schweinen aufgebracht, um 24 Stunden lang die Schrittmacher-Funktion aufzunehmen. Die Zeit, bis eine spontane Herzkontraktion, die von den Herzzellen selbst ausgeht, erfolgt, wird gemessen, indem der elektronische Schrittmacher für 30 Sekunden den Herzschlag auf 80 Schläge/Minute erhöht, um dann abrupt auf 30 Schläge herabgesetzt zu werden. Es wird also eine Herzrhythmusstörung künstlich bei den Schweinen erzeugt.

Am 14. Tag werden den Schweinen zwei Mittel, die den Herzschlag erhöhen, in die Vene gespritzt, um zu messen, inwiefern sich der Herzschlag verändert. Im dritten Experiment werden die Schweine in Narkose versetzt, das Brustbein wird durchtrennt und so das Herz freigelegt. Die Stelle, wo anfangs die menschlichen Zellen eingespritzt wurden, wird mit einem weiteren, externen Schrittmacher künstlich stimuliert und die entstehenden spontanen Herzschläge und Schrittmacher-Schläge werden aufgezeichnet.

Mittels Einspritzung von Kaliumchlorid in die Vene wird ein Herzstillstand erzeugt. Die Herzen werden herausgeschnitten und für weitere Experimente verwendet.

Die Arbeit wurde von der Max-Planck-Gesellschaft, dem Ministerium für Wissenschaft, Forschung und Kunst Baden-Württemberg, der Deutschen Herzstiftung, der Deutschen Gesellschaft für Kardiologie, der Medizinischen Fakultät der Universität Heidelberg, der Deutschen Gesellschaft für Innere Medizin und dem Deutschen Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung unterstützt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung, Stammzelltherapie

Originaltitel: In vivo cardiac pacemaker function of differentiated human mesenchymal stem cells from adipose tissue transplanted into porcine hearts

Autoren: Fabrice F. Darche (1,2,3), Rasmus Rivinius (1,2,3), Ann-Kathrin Rahm (1,2,3), Eva Köllensperger (4), Uwe Leimer (4), Günter Germann (4), Miriam Reiss (1,2,3), Michael Koenen (1,5), Hugo A. Katus (1,2,3), Dierk Thomas (1,2,3), Patrick A. Schweizer (1,2,3)*

Institute: (1) Klinik für Kardiologie, Angiologie, Pneumologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 410, 69120 Heidelberg, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislaufforschung e.V. (DZHK), Standort Heidelberg/Mannheim, Universität Heidelberg, Heidelberg, (3) Heidelberger Zentrum für Herzrhythmusstörungen, Klinik für Kardiologie, Angiologie, Pneumologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (4) Ethianum Heidelberg, Abteilung für Ästhetische Chirurgie, Heidelberg, (5) Department of Molecular Neurobiology, Max-Planck-Institut für Medizinische Forschung, Heidelberg

Zeitschrift: World Journal of Stem Cells; 2020; 12(10): 1133-1151

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5221

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche von der Regierung von Oberbayern (Referenznummer. VTA 55.2-1-54-2532-46-16). Es werden sogenannte Wildtyp-Mäuse („Kontrollen“) eingesetzt und Mäuse, bei denen ein Gen ausgeschaltet wurde, dessen Funktion hier untersucht werden soll.

Alle Tiere werden mit einem unter der Haut implantierten Transponder ausgestattet, über den ihre Bewegungen im Käfig automatisch verfolgt werden können. Der Käfig ist in 4 Bereiche unterteilt in denen sich jeweils 2 Trinkflaschen befinden. Nur in einem der Bereiche ist eine Trinkflasche für die Tiere zugängig, indem sie sie mit der Nase anstupsen. Es wird zusätzlich gemessen, wieviel die Tiere aus den Flaschen trinken. Die Mäuse durchlaufen verschieden Versuchsaufbauten, wobei sich eine Zuckerlösung (Sukrose) oder Wasser in den Flaschen befinden und die Tiere die Trinkflaschen immer durch Anstupsen mit der Nase öffnen müssen. So soll festgestellt werden, ob die Mäuse lieber die Sukrose-Lösung oder Wasser trinken. Insgesamt erstreckt sich die Versuchsdauer auf 14 Tage. Anschließend werden alle Tiere mittels CO2 getötet und die Gehirne untersucht.

Parallel werden in derselben Studie auch Humanstudien durchgeführt.

Die Arbeit wurde u.a. finanziert von der Helmholtz-Gesellschaft, vom BMBF (Bundesministerium für Bildung und Forschung), vom Deutschen Zentrum für Diabetesforschung (DZD) und von der Alexander von Humboldt-Stiftung.

Bereich: Diabetes-Forschung, Gentechnik

Originaltitel: Diabetes type 2 risk gene Dusp8 is associated with altered sucrose reward behavior in mice and humans

Autoren: Peter Baumann (1,2,3,4), Sonja C. Schriever (1,2,3), Stephanie Kullmann (3,5,6), Annemarie Zimprich (7,8,9), Andreas Peter (3,5,10), Valerie Gailus-Durner (7), Helmut Fuchs (7), Martin Hrabe de Angelis (3,7,11), Wolfgang Wurst (8,9,12,13), Matthias H. Tschöp (2,3,14), Martin Heni (3,5,6,10), Sabine M. Hölter (7,8,9), Paul T. Pfluger (1,2,3,4)*

Institute: (1)* Neurobiology of Diabetes, Helmholtz Zentrum München, Ingolstädter Landstraße 1, 85764 Neuherberg, (2) Institut für Diabetes und Adipositas, Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (3) Deutsches Zentrum für Diabetesforschung, Neuherberg, (4) Neurobiology of Diabetes, TUM Fakultät für Medizin, Technische Universität München, München, (5) Institut für Diabetesforschung und Metabolische Erkrankungen (IDM) des Helmholtz Zentrums München an der Universität Tübingen, Tübingen, (6) Innere Medizin IV, Universitätsklinikum Tübingen, Tübingen, (7) German Mouse Clinic, Institut für Experimentelle Genetik, Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (8) Institut für Entwicklungsgenetik, Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (9) Lehrstuhl für Entwicklungsgenetik am Helmholtz Zentrum München, Technische Universität München-Weihenstephan, Neuherberg, (10) Institut für klinische Chemie und Pathobiochemie, Abteilung für Diagnostische Labormedizin, Universitätsklinikum Tübingen, Tübingen, (11) Lehrstuhl für Experimentelle Genetik, Wissenschaftszentrum Weihenstephan, Technische Universität München, Freising, (12) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen, Standort München, München, (13) Munich Cluster for Systems Neurology (SyNergy), Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (14) Division of Metabolic Diseases, Technische Universität München, München

Zeitschrift: Brain and Behaviour 2020; e01928. doi: 10.1002/brb3.1928

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5220

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche von einer Behörde in Oberbayern und dem Regierungspräsidium Tübingen. Eine Gruppe von Mäusen erhält normales Futter, eine andere Gruppe bekommt ein fettreiches Futter. Es werden gentechnisch veränderte und nicht veränderte Tiere (Kontrolle) eingesetzt. Die genmanipulierten Tiere werden schnell übergewichtig.

Mit den Mäusen werden ein Glukose- und ein Insulintoleranztest durchgeführt. Dafür wird den Tieren 6 Stunden lang das Futter entzogen und anschließend eine Glucose bzw. Insulinlösung per Schlundsonde verabreicht. Über 2 Stunden wird den Tieren dann alle 20 bis 30 min. Blut abgenommen. Wie genau die Blutentnahme erfolgt, ist nicht beschrieben, allerdings wird dies ohne Betäubung erfolgt sein. I.d.R. erfolgen derartige Blutentnahmen entweder durch Anstechen der Augenvene, der Backe oder der Schwanzvene.

Alle 2-4 Wochen werden außerdem diverse Messgrößen bestimmt wie etwa Körpergewicht, Körperlänge, Körperfettanteil, sowie Futteraufnahme und Energieverbrauch.

In einem weiteren Experiment wird ein Kältetest durchgeführt, wobei die Mäuse zunächst 2 Tage bei 30°C gehalten werden. An Tag 3 wird den Tieren Norepinephrin (Hormon der Nebenniere, steigert den Blutdruck) oder eine Kochsalzlösung (Kontrolle) in die Bauchhöhle gespritzt und die Umgebungstemperatur für die nächsten 2 Tage auf 23 °C reduziert, am darauffolgenden Tag auf 10 °C und schließlich am letzten Tag auf 5 °C. Danach werden alle Tiere getötet und die Gewebe untersucht.

In einem weiteren Versuch wird den Tieren eine radioaktive Substanz in die Bauchhöhle gespritzt und sie werden nach 30 min. getötet, um die Verteilung der Substanz im Organismus zu analysieren.

In einem weiteren Versuch wird Mäusen Norepinephrin unter die Haut gespritzt und sie werden nach 20 min. durch Ersticken mit Kohlendioxid getötet, um braunes Fettgewebe zu isolieren und zu untersuchen.

Weitere Mäuse werden getötet, um ihnen bestimmte Arten des Fettgewebes zu entnehmen und zu untersuchen.

Außerdem werden 7 Tage junge Mäuse „gelegentlich“ in eine Plastikschale gesetzt, um ihre Körperoberflächentemperatur zu messen.

Die Arbeit wurde u.a. finanziert von der Europäischen Union, der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), der Alexander von Humboldt-Stiftung, der Helmholtz-Gesellschaft, dem Deutschen Zentrum für Diabetesforschung (DZD), der Alfred Benzon-Stiftung und der Lundbeck-Stiftung.

Bereich: Übergewichtsforschung, Ernährungsforschung

Originaltitel: The scaffold protein p62 regulates adaptive thermogenesis through ATF2 nuclear target activation

Autoren: Katrin Fischer (1), Anna Fenzl (1), Dianxin Liu (2), Kenneth A. Dyar (1), Maximilian Kleinert (1,3,4), Markus Brielmeier (5), Christoffer Clemmensen (1,6,), Anna Fedl (1), Brian Finan (1,7), Andre Gessner (8), Martin Jastroch (1,9), Jianfeng Huang (10), Susanne Keipert (1,9), Martin Klingenspor (11,12), Jens C. Brüning (13,14,15), Manfred Kneilling (16,17), Florian C. Maier (16), Ahmed E. Othman (18), Bernd J. Pichler (16), Ines Pramme-Steinwachs (1), Stephan Sachs (1), Angelika Scheideler (5), Wolfgang M. Thaiss (16,18), Henriette Uhlenhaut (1), Siegfried Ussar (1), Stephen C. Woods (19), Julia Zorn (4), Kerstin Stemmer (1,20), Sheila Collins (2), Maria Diaz-Meco (10), Jorge Moscat (10), Matthias H. Tschöp (1,3), Timo D. Müller (1,21)*

Institute: (1) Institute for Diabetes and Obesity, Helmholtz Diabetes Center (HDC), Helmholtz Zentrum Mu?nchen und Deutsches Zentrum für Diabetesforschung (DZD), 85764 Neuherberg, (2) Division of Cardiovascular Medicine, Vanderbilt University Medical Center, Nashville, USA, (3) Abteilung für Stoffwechselerkrankungen, Medizinische Fakultät, Technische Universität Mu?nchen, (4) Section of Molecular Physiology, Department of Nutrition, Exercise and Sports, Faculty of Science, University of Copenhagen, Copenhagen, Denmark, (5) Comparative Medicine, Helmholtz Zentrum München, German Research Center for Environmental Health GmbH, Neuherberg, (6) Novo Nordisk Foundation Center for Basic Metabolic Research, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen, Copenhagen, Dänemark, (7) Novo Nordisk Research Center, Indianapolis, USA, (8) Institute für Klinische Mikrobiologie und Hygiene, Universitätsklinikum Regensburg, Neuherberg, (9) Department of Molecular Biosciences, The Wenner-Gren Institute, The Arrhenius Laboratories F3, Stockholm University, Stockholm, Schweden, (10) Cancer Metabolism and Signaling Networks Program, Sanford Burnham Prebys Medical Discovery Institute, La Jolla, USA, (11) Lehrstuhl für Ernährungsphysiologie, Technische Universität München, Wissenschaftszentrum Weihenstephan, Freising, (12) EKFZ - Else-Kröner Fresenius Zentrum für Ernährungsmedizin, Technische Universität München, Freising, (13) Department of Neuronal Control of Metabolism, Max Planck Institute for Metabolism Research, Köln, (14) Poliklinik für Endokrinologie, Diabetes und präventive Medizin (PEDP), Universitätsklinikum Köln, Köln, (15) Excellence Cluster on Cellular Stress Responses in Aging- Associated Diseases (CECAD) und Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität Köln, Köln, (16) Werner Siemens Imaging Center, Abteilung für präklinische Pharmakologie und Radiopharmazie, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (17) Abteilung für Dermatologie, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (18) Abteilung für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Eberhard Karls Universitätsklinikum Tübingen, Tübingen, (19) Metabolic Disease Institute, Department of Psychiatry and Behavioral Neuroscience, University of Cincinnati, Cincinnati, USA, (20) Institut für Biologie, Universität Konstanz, Konstanz, (21) Institut für experimentelle und klinische Pharmakologie und Pharmakogenomik, Abteilung Pharmakologie, Experimentelle Therapie und Toxikologie, Eberhard Karls Universitätsklinikum Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: Nature Communications 2020; 11(1): 2306

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5219

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche von der Regierung von Oberbayern. Die Mäuse werden an der TU München gezüchtet und gehalten. Es werden genmanipulierte Knockout-Mäuse und nicht genmanipulierte „Wildtyp“-Mäuse verwendet. Gruppen von Mäusen werden verschiedene Zellen injiziert und sie werden anschließend mit einem Virus infiziert, indem es ihnen in die Vene gespritzt wird. 24 Stunden, 7 Tage oder 3 Wochen später werden die Tiere getötet, Leber und Galle werden untersucht und andere Analysen vorgenommen.

Die Arbeit wurde u.a. finanziert von der Europäischen Union, der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), vom BMBF (Bundesministerium für Bildung und Forschung), vom Bayerischen Staatsministerium für Bildung und Kultur, Wissenschaft und Kunst, vom DKFZ (Deutsches Krebsforschungszentrum) und vom Deutschen Konsortium für Translationale Krebsforschung (DKTK).

Bereich: Immunologie

Originaltitel: PTPN2 deficiency enhances programmed T cell expansion and survival capacity of activated T cells

Autoren: Markus Flosbach (1), Susanne Oberle (2), Stefanie Scherer (1,2), Jana Zecha (3), Madlaina von Hoesslin (1), Florian Wiede (4,5), Vijaykumar Chennupati (2), Jolie Cullen (1), Markus List (6), Josch Pauling (7), Jan Baumbach (8), Bernhard Kuster (3), Tony Tiganis (4,5,9), Dietmar Zehn (1,2)*

Institute: (1)* Lehrstuhl für Tierphysiologie und Immunologie, Wissenschaftszentrum Weihenstephan, Technische Universität München, Weihenstephaner Berg 3, 85354 Freising, (2) Division of Immunology and Allergy, Department of Medicine, Lausanne University Hospital, Lausanne, Schweiz, (3) Lehrstuhl für Proteomik und Bioanalytik, Wissenschaftszentrum Weihenstephan, Technische Universität München, Freising, (4) Department of Biochemistry and Molecular Biology, Monash University, Clayton, Australien, (5) Peter MacCallum Cancer Centre, Melbourne, Australien, (6) Big Data in BioMedicine Group, Chair of Experimental Bioinformatics, Wissenschaftszentrum Weihenstephan, Technische Universität München, Freising, (7) ZD.B Junior Research Group LipiTUM, Chair of Experimental Bioinformatics, Wissenschaftszentrum Weihenstephan, Technische Universität München, Freising, (8) Lehrstuhl für experimentelle Bioinformatik, Wissenschaftszentrum Weihenstephan, Technische Universität München, Freising, (9) Monash Biomedicine Discovery Institute, Monash University, Clayton, Australien

Zeitschrift: Cell Reports 2020; 32(4): 107957

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5218