Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt (Referenznummer G-49/16). Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld. Die Mäuse werden einzeln in Käfigen gehalten (Mäuse sind hochsoziale Rudeltiere). Den Tieren wird zunächst 5 Tage lang täglich eine Spritze mit Kontrolllösung verabreicht, um sie an die Spritze per se zu gewöhnen. Anschließend wird den Mäusen eine Einzeldosis Nikotin unter die Haut oder Kokain in die Bauchhöhle gespritzt, einige Tiere erhalten eine Kontrolllösung. Bei einigen Mäusen wird eine chronische Behandlung angeschlossen, bei der 7 Tage lang täglich Nikotin oder eine Kontrolllösung wie oben beschrieben injiziert werden. Die Spritzen werden den Tieren am Vormittag verabreicht, was der Schlafenszeit der nachtaktiven Mäuse entspricht. Basierend auf Literaturwerten und eigenen Erfahrungen der Forscher wird die Dosierung so gewählt, dass die Tiere aller Voraussicht nach Verhaltensänderung zeigen. Einige Mäuse werden 2 Stunden nach der letzten Injektion getötet, einige erst 24 Stunden nach der letzten Nikotin-Gabe, um einen Nikotin-Entzug zu simulieren. Die Tötung erfolgt, indem die Tiere betäubt werden und ihnen eine Lösung (Formalin) ins Herz eingeleitet wird, die der späteren mikroskopischen Untersuchung des Gehirns dient. Das Gehirn wird für weitere Untersuchungen entnommen und präpariert.

Die Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft finanziell unterstützt.

Bereich: Suchtforschung, Tabakforschung, Neurobiochemie

Originaltitel: C-Fos-marking of identified midbrain neurons co-acitve after nicotine administration in vivo

Autoren: Katja Lingelbach (1), Arian Hach (1), Rick E. Bernardi (2), Rainer Spanagel (2), Hilmar Bading (1), Colin Peter Bengtson (1)*

Institute: (1) Neurobiologie, Interdisziplinäres Zentrum für Neurowissenschaften (IZN), Universität Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 364, 69120 Heidelberg, (2) Institut für Psychopharmakologie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim/Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Journal of Comparative Neurology 2018; 526(13): 2019-2031

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4936

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt (Referenznummer 35–9185.81/ G-171/11). Die Ratten der Zuchtlinie Sprague Dawley stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld. Den Tieren wird unter Anästhesie das rechte Hinterbein (Wadenbein und Schienbein) gebrochen. Dazu wird ein 600g schweres Gewicht auf das Bein fallen gelassen, so dass es standardisiert bricht. Am Knie wird ein kleiner Einschnitt, in die Haut gemacht und ein Loch wird von oben in das Wadenbein gebohrt. Durch dieses wird ein Titan-Draht in die Markhöhle getrieben, um den Knochen zu stabilisieren. Die Ratten werden in 4 Gruppen eingeteilt. Bei 3 Gruppen werden Eiterbakterien durch das Bohrloch in das Knochenmark gespritzt, die eine Knochenentzündung auslösen. Die vierte Gruppe bleibt ohne Bakterien. Nach der Operation erhalten die Ratten 3 Tage lang Schmerzmittel. Knochenentzündungen sind extrem schmerzhaft; klinische Symptome der Ratten werden in der Arbeit nicht beschrieben. Fünf Wochen später werden die Tiere an denselben Stellen erneut operiert. Der Draht wird entfernt, die entzündete Knochenmarkhöhle ausgespült und bei zwei Gruppen werden den Ratten nun Lösungen mit Wachstumsfaktoren injiziert; die dritte Gruppe erhält eine Kontrolllösung. Anschließend wird der Knochen mit einem neuen Draht versehen und die Wunde zugenäht. Drei Tiere sterben im Verlauf der Operationen und zwei weitere müssen wegen entzündeten Blutergüssen getötet werden. Fünf Wochen nach der zweiten Operation werden die überlebenden Tiere erstickt, indem sie in eine Box gesetzt werden, in die Kohlendioxid eingeleitet wird.

Die Arbeit wurde vom Universitätsklinikum Heidelberg finanziert.

Bereich: Chirurgie, Knochenchirurgie

Originaltitel: Bone morphogenetic proteins -7 and -2 in the treatment of delayed osseous union secondary to bacterial osteitis in a rat model

Autoren: Lars Helbig (1), Georg W. Omlor (1)*, Adriana Ivanova (1), Thorsten Guehring (2), Robert Sonntag (3), J. Philippe Kretzer (3), Susann Minkwitz (4), Britt Wildemann (4,5), Gerhard Schmidmaier (1)

Institute: (1) Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Zentrum für Orthopädie, Unfallchirurgie und Paraplegiologie, Klinik für Orthopädie und Unfallchirurgie, Universitätsklinikum Heidelberg, Schlierbacher Landstraße 200a, 69118 Heidelberg, (2) Clinic for Trauma and Orthopaedic Surgery, BG Trauma Center Ludwigshafen an der Universität Heidelberg, Ludwigshafen, (3) Labor für Biomechanik und Implantatforschung, Zentrum für Orthopädie, Unfallchirurgie und Paraplegiologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (4) Julius Wolff Institut für Biomechanik und Muskuloskeletale Regeneration, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (5) Experimentelle Unfallchirurgie, Universitätsklinikum Jena, Jena

Zeitschrift: BMC Musculoskeletal Disorders 2018; 19: 261, doi:10.1186/s12891-018-2203-7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4935

Versuchsbeschreibung: Die Ratten der Zuchtlinie Wistar HAN stammen von Janvier Labs, Le Genest St. Isle, Frankreich. Den Tieren wird das Inhalations-Anästhetikum Sevofluran verabreicht, das nur eine schwach analgetische (schmerzstillende) und muskelrelaxierende Wirkung hat. Die Ratten werden in 3 Gruppen zu je 10 Tieren aufgeteilt. Bei den Ratten der Gruppen 1 und 2 wird der Bauch aufgeschnitten und die Leber teilweise entfernt. Den Tieren in Gruppe 2 wird Physostigmin, ein Mittel gegen postoperative Störungen, gespritzt. Gruppe 1 erhält eine wirkungslose Substanz. Gruppe 3 wird als Kontrolle nicht operiert. Zwei Stunden später werden alle Ratten erneut mit Sevofluran leicht betäubt und Gehirn-Rückenmarks-Flüssigkeit entnommen, indem teilweise der hintere Schädelknochen freigelegt und mit einer Nadel in den Halswirbel gestochen wird. Anschließend werden die Tiere durch Enthauptung getötet und das Gehirn für weitere Untersuchungen herauspräpariert.

Die Arbeiten wurden von der Dr. Franz Köhler Chemie GmbH (Bensheim) finanziell unterstützt.

Bereich: Chirurgie, Neurobiochemie, Entzündungsforschung, Anästhesiologie

Originaltitel: In-depth characterization of the neuroinflammatory reaction induced by peripheral surgery in an animal model

Autoren: Konstanze Plaschke (1)*, Sara Schulz (1), Rebecca Rullof (1), Markus A. Weigand (1), Jürgen Kopitz (2)

Institute: (1) Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Medizinische Fakultät, Klinik für Anästhesiologie, Im Neuenheimer Feld 110, 69120 Heidelberg, (2) Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Medizinische Fakultät, Pathologie, Angewandte Tumorbiologie, Heidelberg

Zeitschrift: Journal of Neural Transmission 2018, 125(10): 1487-1494

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4934

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. Die Ratten der Zuchtlinie Sprague Dawley stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld. Die Tiere werden durch je eine Spritze in die Bauchhöhle und in den Muskel betäubt. Die Haut am Hals wird aufgeschnitten, die Halsvene mit einem Faden abgebunden und ein Katheter eingeführt. Bei einigen Ratten wird über den Katheter eine Lösung mit der Aminosäure Glycin eingeleitet, bei den anderen eine neutrale Kontroll-Lösung. Anschließend wird den Tieren mit einer Nadel in die Bauchhöhle gestochen und 90 Minuten lang Kohlendioxid-Gas in die Bauchhöhle gepumpt („Pneumoperitoneum“). Danach wird das Gas wieder abgelassen und die Tiere weitere 8 Stunden am Leben erhalten, währenddessen werden mehrmals Blutproben entnommen. Bei 10 Ratten wird die Leber fluoreszenzmikroskopisch untersucht. Hierzu wird operativ ein Katheter in die Halsschlagader eingeführt und ein Kontrastmittel sowie andere Lösungen und fluoreszierende Latex-Kügelchen für die anschließende Fluoreszenzmikroskopie der Leber eingeleitet. Dann wird die Bauchhöhle aufgeschnitten und am lebenden Tier die Leber mit einem speziellen Fluoreszenzmikroskop untersucht. Anschließend werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet, um das Lebergewebe zu untersuchen.

Bereich: Chirurgie, Leberforschung

Originaltitel: Glycine protects the liver from reperfusion injury following pneumoperitoneum

Autoren: Mohammed Al-Saeedi (1), Arash Nickkholgh (1), Daniel Schultze (1), Christa Flechtenmacher (2), Markus Zorn (3), Rui Liang (1), Carsten N. Gutt (1), Peter Schemmer (1,4)*

Institute: (1) Transplantations- und Leberchirurgie, Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Im Neuenheimer Feld 110, Universitätsklinikum Heidelberg, 69120 Heidelberg, (2) Pathologisches Institut der Universität Heidelberg, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (3) Innere Medizin I: Klinik für Endokrinologie, Stoffwechsel und Klinische Chemie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (4) Universitätsklinik für Chirurgie, Klinische Abteilung für Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Graz, Österreich

Zeitschrift: European Surgical Research 2018; 59: 91-99

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4933

Versuchsbeschreibung: Die Landrasse-Schweine wiegen 38-42 kg, d.h., sie sind etwa 3-4 Monate alt. Den Tieren wird unter Narkose eine Embolisation (Verschluss) bestimmter Blutgefäße des Hirns zugefügt. Hierfür wird ein Mikro-Katheter über die Rachenschlagader bis an die Schädelbasis gelegt und eine Substanz eingeleitet, die den Gefäß-Verschluss bewirkt. Um an die Rachenschlagader zu gelangen, wird die Haut seitlich am Hals aufgeschnitten. Fünf Schweine erhalten eine bestimmte Substanz, 5 Schweine eine andere und es wird verglichen, inwiefern die Substanzen störende Artefakte bei bildgebenden Verfahren, wie z.B. Computertomographie, erzeugen. Die Embolisation dauert fast eine dreiviertel Stunde, zwei Stunden lang werden die Gehirne der betäubten Tiere mit unterschiedlichen bildgebenden Verfahren beobachtet. Im Anschluss werden die Tiere mittels einer Injektion getötet.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Radiologie, Neurologie

Originaltitel: Imaging artifacts of Onyx and PHIL on conventional CT, cone-beam CT and MRI in an animal model

Autoren: Dominik F Vollherbst (1,2), Ruth Otto (1), Thuy Do (2), Hans U Kauczor (2), Martin Bendszus (1), Christof M Sommer (2,3), Markus A Möhlenbruch (1)*

Institute: (1) Neuroradiologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 400, 69120 Heidelberg, (2) Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 110, 69120 Heidelberg, (3) Diagnostische und Interventionelle Neuroradiologie, Klinikum Stuttgart, Kriegsbergstraße 60, 70174 Stuttgart

Zeitschrift: Interventional Neuroradiology 2018; 24(6): 693-701

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4932

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern unter der Nummer 55.2-1-54-2532-221-14 genehmigt. Die Herkunft der Fledermäuse (Kleinen Lanzennasen (Phyllostomus discolor)) wird nicht genannt. Die Tiere werden trainiert, in einem 3 m langen Tunnel zu fliegen. Von einem Startpunkt an einem Ende müssen sie ans andere Ende fliegen, wo sie eine Belohnung erhalten. Die Trainingsphase dauert 5 Tage. Nach zwei Tagen Erholung beginnt die Testphase, die 10 Tage dauert. Dabei werden die Wände mit durch Nut und Feder verbundene Holzbrettern ausgekleidet. Auf der einen Seite sind die Bretter horizontal angeordnet, auf der anderen vertikal. Dann werden die Seiten getauscht und auch die Breite der Bretter und der Feder zwischen den Brettern wird variiert. Über dem Tunnel ist eine Infrarotkamera installiert, die den Flug der Fledermaus in der Dunkelheit aufzeichnet. Lautsprecher nehmen die Ultraschallaute der Tiere auf. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und die von Braun Stiftung unterstützt.

Bereich: Tierphysiologie, Neurophysiologie, Verhaltensforschung

Originaltitel: Echo-acoustic flow affects flight in bats

Autoren: Kathrin Kugler (1), Wolfgang Greiter (2), Harald Luksch (2), Uwe Fritzlaff (2), Lutz Wiegrebe (1)*

Institute: (1) Neurobiologie, Fakultät für Biologie II der Ludwig-Maximilians-Universität München, Großhadener Str. 2, 82152 Planegg-Martinsried, (2) Lehrstuhl für Zoologie, Technische Universität, Liesel-Beckmann-Str. 4, 85354 Freising

Zeitschrift: Journal of Experimental Biology 2016; 219: 1793-1797

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4931

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern unter der Nummer 55.2-1-54-2532-147-13 genehmigt. Die drei weiblichen kleinen Lanzennasen (Phyllostomus discolor) stammen aus der Zuchtkolonie der Fakultät für Biologie der Ludwig-Maximilians-Universität München.

Unter Narkose wird die Haut über dem Schädel aufgeschnitten. Auf den Schädelknochen wird ein Metallröhrchen geklebt, an dem später der Kopf des Tieres in einem Gestell fixiert werden kann. Für Details der Operation wird auf Arbeiten aus den Jahren 2008 und 1986 verwiesen. Offensichtlich werden Löcher in den Schädel gebohrt, um Elektroden im Hirngewebe zu implantieren. Die Tiere erhalten anschließend 4 Tage lang Schmerzmittel verabreicht.

Über 8 Wochen, an drei Tagen pro Woche, bis zu 5 Stunden täglich finden Nervenableitungen statt. Die Fledermäuse werden jedes Mal dafür in Narkose gelegt. Über Kopfhörer werden den Tieren typische Echolokalisationslaute von Kleinen Lanzennasen vorgespielt. Diese bestehen jeweils aus einem Paar: ein Impuls und das von einem Objekt zurückkommende Echo. So wird eine virtuelle räumliche Landschaft simuliert, bei dem die Fledermaus auf zwei Objekte zufliegt. Gleichzeitig werden über die Elektroden Nervenströme gemessen.

Am Ende der Messungen wird bei den Tieren eine Markierungssubstanz ins Gehirn injiziert, mit der später evaluiert werden kann, ob die Elektroden an der richtigen Stelle gesessen haben. Dann werden die Tiere durch Injektion von Pentobarbital in die Bauchhöhle getötet. Das Gehirn wird untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Bereich: Tierphysiologie, Neurophysiologie

Originaltitel: Echo-acoustic flow shapes objects representation in spatially complex acoustic scenes

Autoren: Wolfgang Greiter*, Uwe Firzlaff

Institute: Lehrstuhl für Zoologie, Technische Universität, Liesel-Beckmann-Str. 4, 85354 Freising

Zeitschrift: Journal of Neurophysiology 2017; 117(6): 2113-2124

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4930

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern genehmigt (Nr.: 55.2-1-54-2532-159-13). Die männlichen Mäuse der Zuchtlinie C57/BL6 werden von Charles River GmbH, Sulzfeld, bezogen. Unter Narkose wird an einer Halsseite die Haut aufgeschnitten. In die Halsarterie wird ein Nylonfaden eingefädelt und bis ins Gehirn geschoben. Die mittlere Hirnarterie ist so dünn, dass der Faden stecken bleibt, und so das Blutgefäß verstopft. Der Gewebebereich dahinter wird nicht mehr durchblutet. So wird ein Schlaganfall simuliert. Während einer Stunde werden mit einem Magnetresonanztomographen (MRT) Aufnahmen vom Gehirn gemacht, um die Gewebeschäden zu beurteilen. Dazu wird ein Kontrastmittel in die Schwanzvene injiziert. Nach einer Stunde wird der Faden wieder herausgezogen, das Blut kann wieder ungehindert fließen. Gleichzeitig wird bei der Hälfte der Mäuse ein entzündungshemmender Wirkstoff (Tacrolimus) in die Halsarterie injiziert. Kontrolltiere erhalten eine wirkungslose Kochsalzlösung als Placebo.

Die Mäuse erwachen aus der Narkose. 24 Stunden später werden die Tiere unter erneuter Narkose mittels MRT untersucht und anschließend durch Überdosis eines Giftes in die Bauchhöhle getötet.

Bei 18 der 28 Mäuse kommt es zu Komplikationen, so dass letztendlich nur die Daten von je 5 Mäusen aus der Versuchs- und der Kontrollgruppe ausgewertet werden können: 6 Mäuse sterben aufgrund von Komplikationen bei der Einführung des Fadens, 4 Mäuse sterben bei der Wirkstoff/Placebo-Gabe, bei 2 Mäusen treffen die Experimentatoren die Schwanzvene nicht, so dass kein Kontrastmittel injiziert werden kann und 6 Mäuse weisen beim MRI-Scan nicht die gewünschten Hirnschäden auf.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Bereich: Schlagfallforschung

Originaltitel: Pilot study to assess visualization and therapy of inflammatory mechanisms after vessel reopening in a mouse stroke model

Autoren: Ebba Beller (1)*, Laura Reuter (1), Anne Kluge (1), Christine Preibisch (1), Ute Lindauer (3), Alexei Bogdanov (4), Friedrike Lämmer (5), Claire Delbridge (5), Kaspar Matiasek (6), Benedikt J. Schwaiger (1,7), Tobias Boeckh-Behrens (1), Claus Zimmer (1), Alexandr S. Gersing (1,7)

Institute: (1) Diagnostik und Interventionelle Neuroradiology, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, Ismaninger Str. 22, 81675 München, (2) Diagnostik und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinikum Rostock, Rostock, (3) Translationale Neurochirurgie, Medizinische Fakultät, RWTH Aachen, Aachen, (4) Department of Radiology, University of Massachusetts Medical School, Worcester, MA, USA, (5) Abteilung für Neuropathologie, Institut für Pathologie, Technische Universität München, München, (6) Klinische und Vergleichende Neuropathologie, Zentrum für Klinische Tiermedizin, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (7) Klinik für Radiologie, Technische Universität München, München

Zeitschrift: Nature.com/Scientific Reports 2018; 8: 745, doi:10.1038/s41598-017-17533-5

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4929

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern genehmigt (Genehmigungsnummer: 55.2-1-54-2532-173-11). Die weiblichen Ratten der Zuchtlinie Sprague Dawley werden von Harlan Laboratories, Udine, Italien, bestellt und einzeln gehalten. Den Ratten werden unter Narkose mehrere Elektroden in das Gehirn einoperiert. Dazu werden die Tiere narkotisiert, der Kopf wird in ein stereotaktisches Gestell eingespannt, um an einer bestimmten Stelle ein Loch in den Schädelknochen zu bohren. Danach wird den Tieren eine Erholungszeit von sechs Wochen gewährt.

Dann wird bei 18 Ratten Epilepsie erzeugt, indem über eine der eingepflanzten Elektroden kurze Stromstöße an das Hirngewebe abgegeben werden. Über die anderen eingepflanzten Elektroden wird ein EEG aufgenommen. In den folgenden Wochen werden die Ratten beobachtet, ob sie spontan epileptische Anfälle bekommen und wenn ja, in welcher Stärke. Die Anfälle zeigen sich mit Krämpfen, Aufrichten und Umfallen der Tiere. Hat eine Ratte einen Anfall länger als 4 Stunden, wird ihr das Beruhigungsmittel Diazepam in die Bauchhöhle gespritzt, um den Anfall zu beenden. Für die weiteren Untersuchungen werden 15 Ratten ausgewählt, die genügend starke Anfälle bekommen. Acht Ratten mit eingepflanzten Elektroden, aber bei denen keine Epilepsie ausgelöst wurde, dienen als Kontrolle. Mit diesen 15+8 Ratten wird 2, 4, 8-9 und 10 Wochen nach der ersten Epilepsie-Auslösung eine Positronen-Emissions-Tomographie (PET) gemacht. Dazu werden die Tiere betäubt und es wird eine radioaktive Substanz in die Schwanzvene injiziert, durch die bestimmte Strukturen im Gehirn sichtbar gemacht werden können. Nach der letzten PET-Untersuchung werden die Ratten auf nicht genannte Weise noch in Narkose getötet.

Bereich: Epilepsieforschung, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Identification of brain regions predicting epileptogenesis by serial [18F]GE180 positron emission tomography imaging of neuroinflammation in a rat model of temporal lobe epilepsy

Autoren: Vera Russmann (1), Matthias Brendel (2), Erik Mille (2), Angela Helm-Vicidomini (1), Roswitha Beck (2,3), Lisa Günther (2,3), Simon Lindner (2), Axel Rominger (2), Michael Keck (1), Josephine D. Salvamoser (1), Nathalie L. Albert (2), Peter Bartenstein (2), Heidrun Potschka (1)*

Institute: (1) Institut für Pharmakologie, Toxikologie & Pharmazie, Ludwig-Maximilians-Universität München (LMU), Königinstr. 16, 80539 München, (2) Abteilung für Nuklearmedizin, Ludwig-Maximilians-Universität München, (3) Deutsches Schwindel- und Gleichgewichtszentrum (DSGZ), Ludwigs-Maximilians-Universität München, München

Zeitschrift: NeuroImage: Clinical 2017; 15: 35-44

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4928

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern genehmigt (Nr.: 55.2-1-54-2532-93-16). Die männlichen Ratten der Zuchtlinie Sprague Dawley werden von Charles River Ltd., Großbritannien, bestellt. Die Tiere werden einzeln gehalten. Bei 6 Ratten wird zunächst unter Narkose eine PET-Bildgebung (Positronen-Emissions-Tomographie) gemacht. Vier Tiere werden anschließend getötet, um ihre Gehirne feingeweblich zu untersuchen. Die verbleibenden Ratten werden in zwei Gruppen zu je 14 Tieren eingeteilt. Die Tiere der einen Gruppe werden unter Narkose operiert. Der äußere Gehörgang eines Ohres wird aufgeschnitten. Mit einer Nadel wird das Trommelfell durchstochen und ein lokales Betäubungsmittel in die Paukenhöhle (Mittelohr) gespritzt und wieder abgesaugt. Dies wird dreimal wiederholt. Anschließend wird eine Säure in die Paukenhöhle injiziert die bestimmte Zellen des Innenohrs irreversibel schädigt. Die Säure wird ebenfalls dreimal injiziert und abgesaugt. Dadurch wird das Gleichgewichtsorgan geschädigt. Die Ratten der zweiten Gruppen erhalten stattdessen eine wirkungslose Kochsalzlösung. Der äußere Gehörgang wird wieder zugenäht.

In den folgenden Tagen zeigen alle Ratten der ersten Gruppe schwerwiegende Gleichgewichtsstörungen, sie rollen und torkeln, gehen im Kreis und haben Nystagmus (Augenzittern). Die Symptome bessern sich im Laufe des 30-tägigen Beobachtungszeitraums. Am Tag 7, 15 und 30 werden die Ratten jeweils einer PET-Bildgebung unterzogen. Dafür werden sie betäubt und der Kopf wird in einen Halter eingespannt. Über die Schwanzvene wird eine radioaktive Substanz in die Blutbahn gespritzt, um bestimmte Strukturen im Gehirn sichtbar zu machen. Diese Untersuchung findet an der Abteilung für Nuklearmedizin der Ludwigs-Maximilians-Universität München statt. Nach jeder Bildgebung werden jeweils 4 Ratten aus jeder Gruppe getötet. Am 30. Tag werden auch die übrigen Tiere getötet. Die Tötung erfolgt unter Narkose durch Entnahme des Gehirns.

Die Arbeit wurde durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) unterstützt.

Bereich: Neurologie, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: In vivo imaging of glial activation after unilateral labyrinthectomy in the rat: a [18F]GE180-PET study

Autoren: Andreas Zwergal (1,2)*, Lisa Günther (1), Matthias Brendel (3,4), Roswitha Beck (1), Simon Lindner (3), Guoming Xiong (1), Eva Eilles (1), Marcus Unterrainer (3), Nathalie Lisa Albrecht (3), Sandra Becker-Bense (1,2), Thomas Brandt (1,5), Sibylle Ziegler (3), Christian la Fougére (1,6), Marianne Dieterich (1,2,4), Peter Bartenstein (1,3,4)

Institute: (1) Deutsches Schwindel- und Gleichgewichtszentrum (DSGZ), Ludwigs-Maximilians-Universität München, Campus Großhadern, Marchioninistr. 15, 81377 München, (2) Neurologische Klinik, Ludwigs-Maximilians-Universität München, (3) Abteilung für Nuklearmedizin, Ludwigs-Maximilians-Universität München, (4) Munich Cluster of Systems Neurology (SyNergy), Technische Universität München, (5) Klinische Neurowissenschaften, Ludwigs-Maximilians-Universität München, (6) Abteilung für Nuklearmedizin, Eberhard-Karls-Universität Tübingen

Zeitschrift: Frontiers in Neurology 2017; 8: 665, doi:10.3389/fneur.2017.00665

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4927