Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt (B2/330). Die Herkunft der Tiere ist unbekannt. Für die Studie werden die Tiere in Narkose gelegt und über einen Schlauch in der Luftröhre künstlich beatmet. Während der Narkose erfolgt die Messung des Blutdrucks mittels in die linke Halsschlagader und rechte Ohrvene gestochener Sensoren. Nach 30 Minuten bekommen die Kaninchen über den Schlauch 0,5 ml Flüssigkeit verschiedener Zusammensetzung in die Lunge gespritzt. Dabei bekommen einige der Tiere einen Stoff, der beim Mensch zu Lungenödemen (Flüssigkeitsansammlungen im Lungengewebe) führt. Weitere 30 Minuten später werden diesmal 1 ml Flüssigkeiten in die Lunge gegeben. 60 Minuten später wird die Lunge mit 50 ml einer bestimmten Flüssigkeit gespült und das Lungenvolumen gemessen. Was mit den Tieren nach dem Versuch passiert, wird nicht erwähnt. Eine zusätzliche Untersuchung erfolgt an isolierten Kaninchenlungen, d.h. Lungen von Tieren, die extra dafür getötet wurden. Zudem werden Untersuchungen an menschlichem Lungengewebe gemacht, das bei Operationen oder bei verstorbenen Patienten angefallen ist.

Die Studie wird gefördert durch die Von-Behring-Röntgen Stiftung, das Uniklinikum Gießen und Marburg, das Hessische Ministerium für Wissenschaft und Kunst (Landes-Offensive zur Entwicklung Wissenschaftlich-ökonomischer Exzellenz Programme), dem Deutschen Zentrum für Lungenforschung, der Deutschen Forschungsgemeinschaft und dem ECCPS (Excellence Cluster Cardio-Pulmonary System).

Bereich: Lungenforschung, Pathophysiologie

Originaltitel: TGF-ß directs trafficking of the epithelial sodium channel ENaC which has implications for ion and fluid transport in acute lung injury

Autoren: Dorothea M. Peters (1), István Vadász (1), Lukasz Wujak (1,2), Malgorzata Wygrecka (3), Andrea Olschewski (4,5), Christian Becker (1), Susanne Herold (1), Rita Papp (4), Konstantin Mayer (1), Sebastian Rummel (1), Ralph P. Brandes (6), Andreas Günther (1), Siegfried Waldegger (7), Oliver Eickelberg (8), Werner Seeger (1,2), Rory E. Morty (1,2)*

Institute: (1) Zentrum für Innere Medizin, Justus-Liebig-Universität, Universities of Giessen and Marburg Lung Center (UGMLC), Deutsches Zentrum für Lungenforschung, Aulweg 130, 35392 Gießen, (2) Entwicklung und Umbau der Lunge (Abt. IV), Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Parkstr. 1, 61231 Bad Nauheim, (3) Zentrum für Biochemie, Justus-Liebig-Universität, Universities of Giessen and Marburg Lung Center (UGMLC), Deutsches Zentrum für Lungenforschung, (4) Ludwig Boltzmann Institute for Lung Vascular Research, Medical University of Graz, Austria, (5) Department of Anaesthesiology, Ludwig Boltzmann Institute for Lung Vascular Research, Medical University of Graz, Austria, (6) Zentrum der Kardiovaskulären Physiologie, Goethe Universität Frankfurt, Frankfurt, (7) Klinik für Kinder- und Jugendmedizin, Philipps Universität Marburg, Marburg, (8) Institut für Lungenbiologie und Erkrankung, Helmholtz Zentrum München, Deutsches Zentrum für Lungenforschung, München

Zeitschrift: PNAS 2014: 111 (3); E374 – E374

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4906

Versuchsbeschreibung: Für die Studie werden die Wüstenrennmäuse in zwei Gruppen geteilt. 13 Tiere gehören zu der „Akutgruppe“ und 16 zu der „Chronischen Gruppe“. Das Hörvermögen der Rennmäuse wird durch einen auch bei Neugeborenen durchgeführten Hörtest getestet, bei dem die Antworten des Hirnstammes auf akustische Reize gemessen werden. Unter Narkose (in die Bauchhöhle gespritzt) wird dann für die Studie die Schädeldecke der Rennmäuse in der Mitte aufgeschnitten. Dieser Schnitt wird auf der linken Kopfseite bis hinter das Ohr verlängert. Drei Knochenschrauben und Zahnzement fixieren mittig auf dem Kopf eine Metallbox. Hinter dem linken Ohr wird mit Zahnzement und –acryl die Verbindung für das Cochlea-Implantat befestigt. Jetzt werden die Mäuse der ersten Gruppe auf der linken Seite und die Mäuse der zweiten Gruppe auf beiden Seiten künstlich taub gemacht. Dafür erfolgen an bestimmten Stellen im Schläfenbereich Haut- und Knochenausschnitte, um sich Zugang zum Innenohr zu verschaffen. Dort werden für das Hörvermögen wichtige Strukturen zerstört und ebenfalls notwendige Flüssigkeit abgesaugt. Außerdem wird zur lokalen Verätzung eine giftige Substanz auf die die Gehörschnecke auskleidende Haut aufgebracht. Ob das künstliche Taubmachen erfolgreich war, wird direkt während der OP und bei den Mäusen der 2. Gruppe auch mehrfach innerhalb der nächsten 5 Wochen anhand des bereits erwähnten Hörtests gemessen. Eine Elektrodenplatte samt Führungsdraht wird vom Hinterkopf der Tiere unter der Nackenmuskulatur zum operativen Zugang des Innenohrs geführt. Im Innenohr wird die Elektrodenplatte festgeklebt. Anschließend wird das Loch zum Innenohr mit dem vorher entfernten Knochenstück rund um den aus dem Loch herausragenden Draht wieder verschlossen und der Draht oberhalb dieses Stückes am Knochen mittels eines Kunststoffnetzes fixiert. Ein zweiter als Referenzelektrode dienender Draht wird unterhalb der Nackenmuskulatur befestigt. Die Drähte werden zu einem Stecker geführt, die mit Zahnzement auf dem Schädel fixiert wird. Abschließend werden Muskulatur und Haut im OP-Feld wieder zugenäht.

Die eigentlichen Hörmessungen der Tiere aus der Akutgruppe werden in einer schall- und elektronisch isolierten Box durchgeführt. Die wachen Tiere bekommen je eine Elektrode im Nacken, auf dem Rücken und an der Schnauze unter die Haut gesetzt. Die Elektroden werden mit dem Stecker auf dem Kopf verbunden und dieser mit einem von der Käfigdecke hängenden Kabel. Zur Messung der Aktivität des Gehirns auf Reize werden der oben erwähnte Hörtest mit akustischen Signalen verwendet. Hinzu kommt ein Hörtest mit elektrischen Signalen über die unter die Haut gesetzten Elektroden. Direkt im Anschluss werden die Tiere der Akutgruppe erneut in Narkose gelegt. Der Schädel wird im Bereich der rechten Schläfe aufgeschnitten und das Gehirn freigelegt. Dort werden Mikroelektroden an unterschiedlichen Stellen ins Gehirn geführt, damit Vergleichsmessungen der Reaktion von rechter Hirnhälfte (noch hörend) und linker Hirnhälfte (taub mit Implantat) auf akustische/elektronische Reize erfolgen können. Nach den der Operation folgenden Messungen werden die Tiere mit einer Überdosis Narkose getötet und das Gehirn samt Cochleaimplantat für weitere Untersuchungen entfernt.

Die Hörmessungen der Mäuse aus der chronischen Gruppe erfolgen in Plastikboxen, in die jeweils zwei Tiere - über eine Plexiglasplatte getrennt voneinander - gesetzt werden. Der auf dem Kopf befestigte Stecker wird mit einem Kabel verbunden, so dass sich die Gerbils in der Plastikbox frei bewegen können, während die Messungen vorgenommen werden. Die Tiere werden akustischen Reizen ausgesetzt, die 2dB über der Hörschwelle der Tiere liegen. Über 5 Tage die Woche an insgesamt 20 Tagen erfolgt die Beschallung, die aus insgesamt 300 Reizen pro Tag besteht. Was mit den Rennmäusen der zweiten Gruppe geschieht, wird nicht erwähnt. Vermutlich werden auch sie für weitere anatomische Untersuchungen getötet. Die Studie wird durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Hörforschung

Originaltitel: Multichannel cochlear implant for selective neuronal activation and chronic use in the free-moving Mongolian gerbil

Autoren: Armin Wiegner (1)*, Charles G. Wright (2), Maike Vollmer (1)*

Institute: (1) Comprehensive Hearing Center, Universitätsklinikum Würzburg, Josef-Schneider-Str. 11, 97080 Würzburg, (2) Department of Otolaryngology – Head and Neck Surgery, Southwestern Medical Center, Dallas, USA

Zeitschrift: Journal of Neuroscience Methods 2016: 273; 40 - 54

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4905

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Umwelt- und Landwirtschaftsministerium Schleswig-Holstein unter der Nummer V 242-7224.121-12 (61-5/14) genehmigt.

Es werden zwei unterschiedliche Typen gentechnisch veränderter (Knockout)-Mäuse von den Jackson Laboratories (Bar Harbor, Maine, USA) bezogen. Durch die Genveränderung leiden die Tiere an Veränderungen an der Augennetzhaut und Einschränkungen des Sehvermögens, die denen der altersbedingten Makuladegeneration des Menschen entsprechen sollen. Normale („Wildtyp“)-Mäuse, die als Kontrolle dienen, stammen von der lokalen Tierversuchseinrichtung.

An 20 Mäusen in vier Gruppen mit je fünf Mäusen unterschiedlichen Alters wird eine neue Therapiemethode zur Behandlung der altersbedingten Makuladegeneration getestet. Die Mäuse werden bei allen Untersuchungen und der Laserbehandlung durch in den Bauchraum eingespritzte Medikamente in Narkose versetzt. Vor der Therapie mit einem kurzzeitig Wärme erzeugenden Laserstrahl, werden die Pupillen medikamentös weit gestellt, die Augen mit einem Gel befeuchtet. Bei den 20 Mäusen wird an einem Auge zunächst die Laserleistung so hoch gestellt, bis erste Zellschädigungen zu sehen sind, um dann mit niedrigerer Behandlungsenergie ca. 90 Laserherde auf der Netzhaut zu verteilen. Das andere Auge bleibt unbehandelt. Es erfolgen ausgedehnte Untersuchungen der Augen unmittelbar nach der Behandlung und nach einem Monat. Die 30 nicht behandelten Tiere der Kontrollgruppen werden auf die gleiche Art untersucht. Danach werden allen Tieren in Narkose die Augen zu feingeweblichen Untersuchungen entnommen. Die Mäuse werden noch in Narkose durch Genickbruch getötet.

Die Arbeit wurde durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung finanziell unterstützt.

Bereich: Augenheilkunde

Originaltitel: Thermal stimulation of the retina reduces Bruch's Membrane thickness in age related macular degeneration mouse models

Autoren: Jan Tode (1)*, Elisabeth Richert (1), Stefan Koinzer (1), Alexa Klettner (1), Claus von der Burchard (1), Ralf Brinkmann (2), Ralph Lucius (3), Johann Roider (1)

Institute: (1) Klinik für Ophthalmologie, Universitätsklinikum, Christian-Albrechts-Universität Kiel, Arnold-Heller Straße 3, 2415 Kiel, (2) Institut für Biomedizinische Optik, Universität zu Lübeck und Medizinisches Laserzentrum Lübeck GmbH, Lübeck, (3) Anatomisches Institut, Christian-Albrechts-Universität Kiel, Kiel

Zeitschrift: TVST 2018: 7 (3); Article 2

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4904

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde (Regierung der Oberpfalz) genehmigt (TVA-Nr. 54-2532.1-08). Die Lewis- und Norwegian Brown Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River, Sulzfeld.

Allen Tieren wird in Narkose die linke Niere entfernt. Den Empfängertieren wird die linke Niere des Spendertieres eingepflanzt und danach wird ihre rechte Niere entfernt. Den 31 Spendertieren werden Gewebe entnommen für spätere immunologische Untersuchungen. Über ihr weiteres Schicksal wird nicht berichtet. Die Empfängertiere werden in 4 Gruppen aufgeteilt. Gruppe 1 (Kontrollgruppe) mit 8 Ratten, die kein Medikament zur Verhinderung von Abstoßungsreaktionen der implantierten Niere (Immunsuppressivum) erhalten, da Spender und Empfänger genetisch identisch sind. Die Tiere werden nach sechs Tagen getötet und ihre Gewebe werden untersucht. Gruppe 2 mit 11 Ratten, die täglich über eine Schlundsonde ein Immunsuppressivum erhalten und nach 6 Tagen getötet werden. Gruppe 3 mit 6 Ratten, die täglich über eine Schlundsonde ein Immunsuppressivum erhalten und nach 28 Tagen getötet werden. Gruppe 4 umfasst 6 Ratten, die nur in unregelmäßigen Abständen das Immunsuppressivum erhalten, was der unzuverlässigen Einnahme beim Menschen entsprechen soll. Sie werden nach 28 Tagen getötet.

Insgesamt 19 der 31 Tiere erleiden im Verlauf des Versuchs eine Abstoßungsreaktion mit Nierenversagen. Allen Ratten werden nach Tötung unterschiedliche Gewebe entnommen und immunologisch untersucht und bewertet. Über die Tötungsart der Tiere gibt es keine Angabe.

Die Arbeit wurde finanziell unterstützt von der Else-Kröner-Fresenius-Stiftung

Bereich: Transplantationsmedizin, Immunologie

Originaltitel: Renal allograft rejection, lymphocyte infiltration, and de novo donor-specific antibodies in a novel model of non-adherence to immunosuppressive therapy

Autoren: Louisa Kühne (1)*, Bettina Jung (1), Helen Poth (1), Antonia Schuster (1), Simone Wurm (1), Petra Rümmele (2), Bernhard Banas (1), Tobias Bergler (1)

Institute: (1) Abteilung für Nephrologie, Universitätsklinikum Regensburg, Franz-Josef-Strauß Allee 11, 93053 Regensburg, (2) Pathologisches Institut, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen

Zeitschrift: BMC Immunology 2017: 18 (1); 1-14

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4903

Versuchsbeschreibung: Die Versuche, die in Deutschland stattfinden, werden von den jeweils zuständigen Behörden, dem Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz des Landes Nordrhein-Westfalen (Az. 600/A02) und dem Landesamt für Gesundheit und Soziales Berlin (Az. A0292/12) genehmigt. Ein Teil der Versuche wird in Schanghai, China, durchgeführt. Die genmanipulierten Nacktmäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River, Sulzfeld. Die Herkunft der in China verwendeten Tiere wird nicht genannt.

Die Studie vereint drei unterschiedliche Versuche.

Teil 1 vergleicht zwei unterschiedliche Medikamente gegen Leberzellkrebs hinsichtlich der Dauer des Überlebens. 48 Mäusen werden im Rahmen einer nicht näher beschriebenen Operation künstlich gezüchtete Leberkrebszellen in die Leber eingepflanzt, wo sie zu wuchern beginnen. Nach 4-5 Tagen erhalten je 8 Tiere täglich über eine Schlundsonde eines der zu vergleichenden Krebsmittel, 16 Tiere erhalten täglich über eine Schlundsonde eine wirkstofffreie Trägerlösung, 16 Tiere bleiben unbehandelt.

Die Mäuse werden regelmäßig gewogen und hinsichtlich ihres Allgemeinzustandes beobachtet. Sie leiden tumorbedingt unter Bewegungseinschränkung, Atemnot und Wasseransammlung im Bauchraum. Wenn zu dieser Symptomatik eine erniedrigte Körpertemperatur hinzukommt, werden sie aussortiert und auf nicht genannte Weise getötet und obduziert. Die durchschnittliche Überlebenszeit der Mäuse beträgt je nach Therapieverfahren 21 bis 38 Tage. Tiere, die operationsbedingt versterben, werden für die Studie nicht ausgewertet, wodurch sich u.a. die Zahl der verwendeten Tiere erhöht.

Teil 2 der Studie wird in China durchgeführt. Mindestens 30 gentechnisch veränderten Nacktmäusen wird menschliches Leberzellkrebs-Gewebe unter die Haut der rechten Flanke operativ eingepflanzt. Dadurch kann das Wachstum des Tumors besser gemessen werden. Je 10 Tiere erhalten täglich über eine Schlundsonde eines der beiden Medikamente, 10 Tieren wird täglich ein Antikörper in den Bauchraum eingespritzt. Die Mäuse werden auf nicht genannte Weise getötet, wenn der Tumor die Größe von 2000 qmm erreicht hat.

Teil 3 der Studie dient der Erhebung von Daten zur Verteilung der beiden Arzneimittel im Organismus von Mäusen. 12 weibliche, 6-8 Wochen alte Nacktmäuse werden in 4 Gruppen eingeteilt und erhalten je nach Gruppe 5 Tage täglich über eine Schlundsonde eines der beiden Arzneimittel in 2 unterschiedlichen Dosierungen. Die Tiere werden auf nicht genannte Weise getötet und feingeweblich untersucht.

Die Arbeit wurde von Bayer AG finanziell unterstützt. Die meisten Studienteilnehmer sind bei Bayer beschäftigt.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Antitumor Effects of Regorafenib and Sorafenib in Preclinical Models of Hepatocellular Carcinoma

Autoren: Maria Kissel (1), Sandra Berndt (2), Lukas Fiebig (1), Simon Kling (3), Qunsheng Ji (4), Qingyang Gu (4), Tina Lang (5), Frank-Thorsten Hafner (1), Michael Teufel (6), Dieter Zopf (2)*

Institute: (1) Bayer AG, Arzneimittelforschung, Wuppertal, (2) Bayer AG, Arzneimittelforschung, Berlin, Müllerstr. 178, 13353 Berlin, (3) NMI Naturwissenschaftliches und Medizinisches Institut der Universität Tübingen, Reutlingen, (4) Research Service Division, Oncology and Immunology Unit, WuXi AppTec Ltd., Schanghai, China, (5) Bayer Pharma AG, Statistik der Forschung und Klinischen Wissenschaften, Berlin, (6) Bayer Health Care Pharmaceuticals, Whippany, NJ, USA

Zeitschrift: Oncotarget: 2017: 8 (63); 107096-107108

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4902

Versuchsbeschreibung: Die Versuche wurden von der lokal zuständigen Behörde genehmigt, welche wird nicht genannt. Die erwachsenen Sprague Dawley Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories in Sulzfeld.

Der Versuch beinhaltet zwei Fragestellungen zu einem neuen Wirkstoff (BAY41-8543) der Firma Bayer Pharma gegen Lungenhochdruck: 1. Pharmakokinetik des Wirkstoffes bei gesunden Tieren nach oraler Gabe und nach lokaler Gabe in die Luftröhre. 25 Tieren wird der Wirkstoff in unterschiedlicher Dosis entweder über eine Sonde in den Magen oder über einen in Narkose eingeführten Schlauch in die Luftröhre eingegeben. Danach erfolgen in Narkose nach 1, 3 und 6 Stunden Blutentnahmen aus einer Beinvene und zuletzt die Tötung auf nicht genannte Weise.

2. Vergleich unterschiedlicher Dosierungen und Darreichungsarten bei künstlich an Lungenhochdruck krank gemachten Tieren.

Hierzu wird 28 Tage vor dem eigentlichen Versuch bei 50 Tieren durch Einspritzung des für Ratten giftigen Wirkstoffes Monocrotalin unter die Haut künstlich ein Lungenhochdruck erzeugt. Die Ratten leiden an einer Überlastung und dann Versagen des rechten Herzens mit Atemnot, Sauerstoffmangel der Gewebe (Zyanose), Schwäche und Wasseransammlungen im Körper (periphere Ödeme).

Unter erneuter Narkose wird ein Drucksensor in die Arterie des Oberschenkels eingesetzt, mit dem der Blutdruck kontinuierlich gemessen werden kann. Die Tiere werden danach in Einzelkäfigen gehalten. Über einen Zeitraum von zwei Wochen werden die in 5 Gruppen eingeteilten Tiere mit dem Wirkstoff in dem unter 1) beschriebenen unterschiedlichen Vorgehen behandelt. Es werden über einen in die Halsvene eingebrachten Druckkatheter regelmäßig die Lungendrücke gemessen und Blutproben zur Bestimmung der Wirkstoffkonzentration entnommen. Unter Narkose werden Ultraschalluntersuchungen des Herzens durchgeführt. Die Tiere werden auf nicht genannte Weise getötet, Herz- und Lungengewebe werden entnommen und feingeweblich untersucht.

Die Arbeit wird vom Excellence Cluster Cardio-Pulmonary System (ECCPS) der Justus-Liebig-Universität Gießen und dem Deutschen Zentrum für Lungenforschung (Universities of Giessen and Marburg Lung Center UGMLC) finanziell unterstützt.

Bereich: Kardiologie, Lungenforschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Chronic intratracheal application of the soluble guanylyl cyclase stimulator BAY 41-8543 ameliorates experimental pulmonary hypertension

Autoren: Matthieu Amirjanians (1), Bakytbek Egemnazarov (1), Akylbek Sydykov (1), Baktybek Kojonazarov (1), Ralf Brandes (3), Himal Luitel (1), Kabita Pradhan (1), Johann-Peter Stasch (4,5), Gorden Redlich (6), Norbert Weissmann (1), Friedrich Grimminger (1), Werner Seeger (1,2), Hossein Ghofrani (1), Ralph Schermuly (1,2)*

Institute: (1) Universität Gießen, Lungenzentrum (UGLC), Ludwigstraße 23, 35390 Gießen,(2) Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, 61231 Bad Nauheim(3) Johann-Wolfgang-Goethe Universität Frankfurt, Institut für Kardiovaskuläre Physiologie, (4) Bayer Pharma AG, Kardiologie-Forschung, Wuppertal, (5) Institut für Pharmazie, Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, (6) Bayer Pharma AG, Pharmakokinetik Forschung, Wuppertal

Zeitschrift: Oncotarget 2017: 8 (18); 29613-29624

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4901

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Landesdirektion Sachsen genehmigt (Referenznummer TV 34/13). Woher die Pferde (Alter 3-10 Jahre) stammen, wird nicht erwähnt. Es soll ein positiver Effekt von mesenchymalen Stromazellen (MSC) auf die Regeneration von Sehnenverletzungen untersucht werden, die den Pferden zugefügt werden. Die Tiere werden betäubt und an allen vier Beinen wird die Haut eingeschnitten. Mit einer Nadel wird eine Lösung (Kollagenase) in die Sehnen gespritzt, die das Sehnen-Gewebe lokal zerstört. Die Schnitte werden zugenäht und die Wunden mit einem Verband versehen. Dann wird den Tieren Fettgewebe entnommen, das als Quelle für die MSC dient, die den Tieren später verabreicht werden. Nach der Operation müssen die Pferde bis zu 10 Tage lang ein entzündungshemmendes Schmerzmittel erhalten. Nach 2 Wochen werden die Verbände abgenommen und die Fäden entfernt. 1 Woche später werden die MSC verabreicht. Hierfür werden die Tiere sediert und lokal betäubt. An jeweils einem Vorder-und einem Hinterbein an den Stellen, wo die Sehnen zerstört wurden, wird eine Lösung injiziert, die die zuvor isolierten MSC enthält. Bei den anderen beiden Beinen wird eine Kontrolllösung (ohne MSC) gespritzt. Die Beine werden für 2 Tage verbunden, währenddessen erhalten die Tiere erneut ein entzündungshemmendes Schmerzmittel. 3 Pferden werden nach der MSC-Injektion 6 Tage lang täglich Blutproben entnommen. Insgesamt dürfen die Pferde nach der operativen Zerstörung der Sehnen 5 Wochen lang den Stall nicht verlassen. Danach starten sie ein 19-wöchiges „Rehabilitations-Programm“, bei dem sie täglich nur für kurze Zeit kontrolliert bewegt werden.

Ab dem Zeitpunkt der MSC-Injektion werden die Tiere innerhalb von 3 Wochen 5-mal einer MRI (Magnet-Resonanz-Imaging)-Untersuchung ausgesetzt, für die sie jedes Mal sediert werden müssen. Dabei wird der Zustand der zerstörten Sehnenverletzungen mit und ohne MSC-Behandlung analysiert. 3 Wochen nach der MSC-Injektion werden unter Betäubung an den operierten Stellen Sehnen-Biopsien (kleine Gewebeproben) entnommen. Erneut muss allen Tieren bis zu 10 Tage lang entzündungshemmende Schmerzmittel verabreicht werden. Bei 3 Pferden werden zusätzlich zu den Sehnen-Biopsien je 2 Biopsien von Unterhautgewebe und Muskel herausgeschnitten – an der Stelle, wo das Fettgewebe für die MSC-Isolierung entnommen wurde und daneben. Zwei weiteren Pferden ohne Sehnenverletzung werden zum Vergleich operativ Fettgewebe, Unterhaut- und Muskelbiopsien entnommen.

In den folgenden 24 Wochen werden 5 weitere MRI-Untersuchungen der Vorderbeine wie oben beschrieben durchgeführt, wobei die Tiere jedes Mal sediert werden. Es wird erwähnt, dass die Pferde nach der operativen Zerstörung der Sehnen und insbesondere nach den Biopsie-Entnahmen Schmerzen hatten, die mehrtägige Schmerzmittel-Gaben erforderten. Mehrere Wochen nach der operativen Sehnenzerstörung lahmten die Pferde.

24 Wochen nach der MSC-Injektion werden die Pferde getötet (wie, wird nicht erwähnt) und die Sehnen der Vorderbeine inklusive umgebendem Gewebe für weitere Untersuchungen herausgeschnitten.

Die Studie wurde finanziert vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (Projekt BMBF1315883) und vom Sächsischen Staatsministerium für Wissenschaft und Kunst (SMWK).

Bereich: Transplantationsmedizin, Regenerationsmedizin, Tissue Engineering, Wundheilung, Orthopädie

Originaltitel: Long-Term Cell Tracking Following Local Injection of Mesenchymal Stromal Cells in the Equine Model of Induced Tendon Disease

Autoren: Janina Burk (1,2,3)*, Dagmar Berner (4), Walter Brehm (1,2,4), Aline Hillmann (1,2), Carolin Horstmeier (1,2,4), Christoph Josten (5), Felicitas Paebst (4), Giacomo Rossi (6), Susanna Schubert (1,2), Annette B. Ahrberg (1,2,5)

Institute: (1) Sächsischer Inkubator für Klinische Translation (SIKT), Universität Leipzig, Philipp-Rosenthal-Str. 55, 04103 Leipzig, (2) Translationszentrum für Regenerative Medizin (TRM), Universität Leipzig, Leipzig, (3) Veterinär-Physiologisches Institut, Universität Leipzig, Leipzig, (4) Klinik für Pferde, Universität Leipzig, Leipzig, (5) Klinik für Orthopädie, Unfallchirurgie und Plastische Chirurgie, Universität Leipzig, Leipzig, (6) University of Camerino, School of Biosciences and Veterinary Medicine, Matelica (MC), Italien

Zeitschrift: Cell Transplantation 2016: 25(12); 2199-2211

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4900

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Landesdirektion Sachsen genehmigt. Die Schweine stammen von der Agrarproduktion Kitzen e.V., Kitzen, und werden am Medizinisch-Experimentellen Zentrum der medizinischen Fakultät der Universität Leipzig gehalten. 24 Stunden vor Beginn der Versuche bekommen die Tiere kein Futter mehr. Die Tiere werden betäubt und es wird ein Luftröhrenschnitt vorgenommen, um sie während der anstehenden Operation künstlich zu beatmen. Eine Kanüle wird in die Oberschenkelarterie eingeführt, um Blutproben abzunehmen und den Blutdruck zu messen. Urinproben werden mittels eines Katheters gesammelt. Die Schweine erhalten einen 60 cm langen Bauchschnitt und ein großer Teil (70%) der Leber wird herausgeschnitten. Es handelt sich hierbei um eine komplizierte, mehrstündige Operation, während der die Herzfunktion des operierten Tieres mittels Noradrenalin-Gabe aufrechterhalten wird. Der Bauchschnitt wird wieder zugenäht. Über einen Halsvenenkatheter wird jeweils 5 Schweinen entweder eine Lösung mit mesenchymalen Stammzellen (MSC) oder eine neutrale Kontrolllösung verabreicht. Es soll getestet werden, ob die MSC einen schützenden Einfluss auf die Nieren haben, nachdem große Teile der Leber entfernt wurden. Die MSC, die hier verwendet werden, stammen ebenfalls aus Schweinen. Sie werden hergestellt, indem in einem operativen Eingriff der Oberschenkelknochen des Tieres freigelegt und die innere Knochensubstanz herausgeholt wird, aus der dann die MSC gewonnen werden. Im Detail wird die Prozedur in der vorliegenden Arbeit nicht beschrieben, und die Schweine, die für die Herstellung der MSC eingesetzt wurden, werden nicht zu den „Versuchstieren“ dieser Studie gezählt.

Über einen Zeitraum von 24 Stunden nach der Leber-Teilentfernung wird der Blutdruck gemessen, sowie mehrmals Blut- und Urin-Proben über die Katheter gesammelt, die anschließend analysiert werden. Die Tiere befinden sich die ganze Zeit über in Narkose und werden weiterhin mithilfe von Noradrenalin-Gabe am Leben erhalten. Nach 24 Stunden werden die Schweine getötet und die Reste der Leber sowie die Nieren werden für weitere Analysen entnommen.

Eine nicht genannte Anzahl Schweine wird einer sogenannten „Sham“-Operation unterzogen. Hierbei werden die Schweine genauso operiert wie oben beschrieben, allerdings wird die Leber nicht entnommen. Auf diese Weise sollen bei der späteren Datenanalyse solche Effekte identifiziert werden, die nur aufgrund der Leber-Resektion per se entstehen und nicht aufgrund der sonstigen experimentellen Bedingungen. Da die Daten der Sham-Gruppe auch statistisch ausgewertet werden, ist davon auszugehen, dass es min. 3 Tiere sind. Auch diese Tiere werden getötet und die Organe, wie oben beschrieben, entnommen.

Die Versuche und deren Publikation wurden finanziell unterstützt vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (Projekt BMBF1315883), von der Medizinischen Fakultät der Universität Leipzig (Projekt FI 920000-152) und von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG).

Bereich: Innere Medizin, Leberforschung, Nierenphysiologie

Originaltitel: Mesenchymal stem cells correct haemodynamic dysfunction associated with liver injury after extended resection in a pig model

Autoren: Hans-Michael Tautenhahn (1,9), Sandra Brückner (1), Christiane Uder (1), Silvio Erler (2), Madlen Hempel (1), Martin von Bergen (3,4), Janine Brach (1), Sandra Winkler (1), Franziska Pankow (1), Claudia Gittel (5), Manja Baunack (5), Undine Lange (1), Johannes Broschewitz (1), Matthias Dollinger (6), Michael Bartels (1,10), Uta Pietsch (7), Kerstin Amann (8), Bruno Christ (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Viszeral-, Transplantations-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Universität Leipzig, Liebigstraße 21, 04103 Leipzig, (2) Institut für Biologie, Molekulare Ökologie, Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, Halle, (3) Department Molekulare Systembiologie, Helmholtz-Zentrum für Umweltforschung, Leipzig, (4) Institut für Biochemie, Fakultät für Biowissenschaften, Pharmazie und Psychologie, Universität Leipzig, Leipzig, (5) Klinik für Pferde, Universität Leipzig, Leipzig, (6) Klinik für Innere Medizin I, Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (7) Klinik und Poliklinik für Anästhesiologie und Intensivtherapie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (8) Nephropathologische Abteilung, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (9) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Jena, Jena, (10) Klinik für Allgemein- und Viszeralchirurgie, Helios Park-Klinikum Leipzig, Leipzig

Zeitschrift: Scientific Reports 2018: 7(1); 2617. Doi:10.1038/s41598-017-02670-8

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4899

Versuchsbeschreibung: Die Schaf-Versuche werden von der Landesdirektion Sachsen genehmigt, die Wallaby-Versuche von der Tierschutzkommission der Universität Melbourne (The University of Melbourne Animal Institutional Animal Ethics Committee). Das schwangere Mutterschaf stammt aus der Veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig. Die Wallabys (kleine Kängurus) stammen aus der Forschungsabteilung für Beuteltiere der Universität Melbourne in Australien (Marsupial research facility, School of BioSciences, The University of Melbourne).

Die beiden Wallaby-Föten (19 und 22 Tage alt) werden nach Entnahme aus dem Mutterleib mit einer Skalpell-Klinge geköpft. Es wird nicht beschrieben, wie die Föten dem schwangeren Muttertier entnommen werden oder welches Schicksal dieses erleidet. 5 Wallaby-Jungen, die bei der Mutter im Beutel sitzen, werden im Alter von 5 bis 46 Tagen ebenso durch Enthauptung mit einer Skalpell-Klinge getötet. 8 Wallaby-Jungen im Alter von 56 Tagen bis 20 Wochen werden durch eine Spritze in den Muskel sediert und dann durch eine weitere Spritze getötet. Die Trennung von der Mutter ist für Wallaby-Junge in diesem Alter besonders leidvoll. Wallaby-Junge verbleiben naturgemäß das erste halbe Jahr nach der Geburt noch im Beutel der Mutter, wo sie sich an einer Zitze festsaugen. Die getöteten Föten werden in Alkohol eingelegt, den getöteten Jungen wird das Gehirn herausgeschnitten und für spätere Untersuchungen präpariert.

Das schwangere Mutterschaf wird durch eine Injektion betäubt und die Föten (Anzahl unbekannt) werden entnommen. Die Gehirne der Föten werden herauspräpariert und für weitere Analysen konserviert. Es wird nicht beschrieben, wie die Föten entnommen werden und was im Anschluss an den Eingriff mit dem Muttertier passiert.

Die Arbeiten wurden finanziell unterstützt vom Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD, Projekt 57141544) und von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG, Projekt FI 1565/3-1).

Bereich: Entwicklungsbiologie, Hirnforschung, Neuroanatomie

Originaltitel: The Basal Radial Glia Occurs in Marsupials and Underlies the Evolution of an Expanded Neocortex in Therian Mammals

Autoren: Christine Sauerland (1), Brandon R. Menzies (2), Megan Glatzle (1), Johannes Seeger (1), Marilyn B. Renfree (2) and Simone A. Fietz (1)*

Institute: (1) Veterinär-anatomisches Institut, Histologie und Embryologie, Universität Leipzig, An den Tierkliniken 43, 04103 Leipzig, (2) School of BioSciences, The University of Melbourne, Melbourne, Australien

Zeitschrift: Cerebral Cortex 2018: 28(1); 145-157

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4898

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Landesdirektion Sachsen genehmigt (Referenznummern TVV 51/14 für Mäuse, TVV 34/11 für Ratten und TVV 56/15 für Schafe). Die Mäuse und die Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, die Schafe aus der internen Zucht der veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig. Um bestimmte Vorgänge beim Hirnschlag/Schlaganfall zu erforschen, werden 3 „experimentelle Tiermodelle“ verwendet. Bei Mäusen, Ratten und Schafen wird auf unterschiedliche Weise ein fokaler (räumlich begrenzten) Hirnschlag eingeleitet, um Schädigungen der Nerven, des umliegenden Gewebes und der Blutgefäße zu untersuchen.

Die Mäuse werden durch eine Injektion betäubt und in einem operativen Eingriff wird die rechte Halsschlagader freigelegt und ein Faden wird durch die Ader bis ins Gehirn geschoben, wo er eine Hirnarterie verstopft. Somit ist an dieser Stelle der Blutfluss ins Gehirn blockiert, und es kommt zum Hirnschlag. Den Ratten wird zunächst Blut abgenommen, welches im Labor zur Gerinnung gebracht wird, so dass sich Blutgerinnsel bilden. Am darauffolgenden Tag werden die Ratten mit dem Inhalationsanästhetikum Isofluran betäubt, welches kaum schmerzstillend wirkt. Die rechte Halsschlagader wird operativ freigelegt und ein Schlauch eingeführt, durch den ausgewählte 4,5 cm lange Blutgerinnsel injiziert werden. Der Blutfluss spült diese ins Gehirn, wo sie zur Verstopfung der Ader und folglich zum Hirnschlag führen. Mit den Mäusen und Ratten werden in den ersten 24 Stunden neurologische Tests gemacht, um sicherzugehen, dass ein Hirnschlag erfolgt ist. Dies ist bei allen Tieren der Fall. Dabei wird ein Tier am Schwanz gezogen, und es wird beobachtet, ob es sich mit dem Vorderpfoten am Boden festhalten kann. Bei schwerwiegenden Schäden drehen die Tiere sich im Kreis. Anschließend werden die Tiere getötet und eine Lösung ins Blut eingeleitet, die die spätere Mikroskopie des Gehirns erleichtert. Das Gehirn wird herausgeschnitten und für Untersuchungen der Gehirnschäden weiterverarbeitet.

Die Schafe werden durch eine Injektion betäubt. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten, um den seitlichen Schädelknochen operativ freizulegen, in den mit einem Bohrer ein Loch gefräst wird. Die harte Hirnhaut wird eingeschnitten, um die Gehirnschlagader freizulegen. Mit einer sogenannten bipolaren Pinzette wird mittels eines elektrischen Stroms eine Blutgerinnung verursacht und somit die Ader verstopft, was einen Hirnschlag zur Folge hat. Muskeln und Kopfhaut werden wieder zugenäht und die Tiere nach der Operation mit Antibiotika und Schmerzmitteln behandelt. 2 Wochen später wird mittels MRT (Magnetresonanztomografie) geprüft, ob durch den Eingriff tatsächlich sichtbare Gehirnschäden bei den Schafen verursacht wurden. Dies ist bei allen Tieren der Fall. Die Schafe werden im Anschluss durch eine Injektion betäubt und dann durch eine weitere Injektion getötet. Der Schädel wird geöffnet, das Gehirn herauspräpariert und für Analysen der Gehirnschäden weiterverarbeitet.

Die Autoren weisen darauf hin, dass aufgrund der geringen Anzahl an Tieren keine statistischen Aussagen erfolgen können. Es seien weitere Studien beantragt, um dieselben Versuche mit einer größeren Anzahl an Ratten und Schafen zu wiederholen.

Die Arbeiten wurden z.T. vom Europäischen Sozialfonds (ESF, Projekt 100270131) finanziert, die Versuche mit den Schafen wurden von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG, Projekt BA 3425/2-3) mitfinanziert.

Bereich: Schlaganfallforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Damaged neocortical perineuronal nets due to experimental focal cerebral ischemia in mice, rats and sheep

Autoren: Wolfgang Härtig (1)*, Bianca Mages (1,2), Susanne Aleithe (1,2), Björn Nitzsche (3,4), Stephan Altmann (1,2), Henryk Barthel (3), Martin Krueger (5), Dominik Michalski (2)

Institute: (1) Abteilung für Pathophysiologie der Neuroglia, Paul-Flechsig-Institut für Hirnforschung, Universität Leipzig, Liebigstraße 19, 04103 Leipzig, (2) Klinik für Neurologie, Universität Leipzig, Leipzig, (3) Klinik für Nuklearmedizin, Universität Leipzig, Leipzig, (4) Veterinärmedizinische Fakultät, Veterinär-anatomisches Institut, Histologie und Embryologie, Universität Leipzig, (5) Institut für Anatomie, Universität Leipzig, Leipzig

Zeitschrift: Frontiers in Integrative Neuroscience 2017: 11(15). Doi:10.3389/fnint.2017.00015

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4897