Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer zuständigen Behörde des Landes Sachsen unter den Nummern TVV 21/2019 und TVV 47/2024 genehmigt. Die Axolotl stammen aus der Axolotl-Haltung des TUD-CRTD (Centre for Regenerative Therapies Dresden). Es werden weiße und transgene Axolotl, bei denen bestimmte Zellen oder Gewebe fluoreszierend markiert sind, verwendet. Die Tiere sind zu Versuchsbeginn 6 bis 8 Wochen alt und 2 bis 5 cm lang.

Die Tiere werden vor jedem Eingriff mit dem Betäubungsmittel Benzocain betäubt. In den Hauptversuchen wird der Thymus operativ entfernt. Der Thymus ist ein Organ des Immunsystems, in dem bestimmte Immunzellen heranreifen. Für die Operation wird die Haut vom Ansatz der dritten Kieme in Richtung Ohrkapsel aufgeschnitten und zurückgeklappt. Der Thymus wird mit Präparierschere, Pinzette und einer Wolframnadel entfernt. Danach wird die Hautklappe wieder über die Wundstelle gelegt. Bei einigen Tieren wird der Thymus nur auf einer Seite entfernt, bei anderen auf beiden Seiten.

Von einem Teil der Tiere werden die Köpfe oder der Thymusbereich zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Operation mikroskopisch untersucht. Wie die Tiere zur Gewinnung des Gewebes getötet werden, wird nicht erwähnt.

In weiteren Versuchen wird nachgewachsenes Thymusgewebe von fluoreszierenden Spendertieren in weiße Empfängertiere transplantiert, denen zuvor der Thymus entfernt wurde. Danach wird den Empfängertieren eine Vordergliedmaße im Oberarmbereich amputiert. Anschließend wird beobachtet, ob Zellen aus dem transplantierten Thymus in die nachwachsende Gliedmaße einwandern.

Weiteren Tieren werden alle 2 Tage Substanzen in die Bauchhöhle injiziert. Kontrolltiere erhalten DMSO, ein Lösungsmittel.

Für weitere Versuche werden in Axolotl-Eier Substanzen injiziert, die ein bestimmtes Gen ausschalten. Nach etwa 3 Wochen werden den daraus entstandenen Tieren die Schwanzspitzen abgeschnitten, um die Genveränderung zu überprüfen. Auch diesen Tieren werden die Thymusknötchen entfernt.

Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde durch die National Institutes of Health (NIH, USA), die U.S.-Israel Binational Science Foundation, die Alexander von Humboldt-Stiftung, den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Technische Universität Dresden gefördert.

Bereich: Regenerationsforschung, Immunologie, Entwicklungsbiologie

Originaltitel: Molecular basis for de novo thymus regeneration in a vertebrate, the axolotl

Autoren: Anna Czarkwiani (1), Macrina Lobo (2), Lizbeth Airais Bolaños Castro (1), Andreas Petzold (3), Fabian Rost (3,4), René Maehr (2)*, Maximina H. Yun (1,4,5,6)*

Institute: (1) Technische Universität Dresden, Center for Regenerative Therapies TU Dresden (CRTD), Fetscherstraße 105, 01307 Dresden, (2) Program in Molecular Medicine, Diabetes Center of Excellence, University of Massachusetts Medical School, Worcester, USA, (3) Dresden-concept Genome Center, DFG-geförderte NGS-Kompetenzzentrum, c/o Center for Molecular Bioengineering (CMCB), Technische Universität Dresden, Dresden, (4) Max-Planck-Institut für molekulare Zellbiologie und Genetik (MPI-CBG), Dresden, (5) Exzellenzcluster Physics of Life, Technische Universität Dresden, Dresden, (6) Chinese Institutes for Medical Research, Peking, China

Zeitschrift: Science Immunology 2025; 10: eadw9903

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5871

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales Berlin unter der Nummer LaGeSo/ZH104 genehmigt. In der Studie werden Axolotl und Tigersalamander aus der Tierhaltung des Museums für Naturkunde Berlin verwendet. Axolotl werden in Gruppen von 5 bis 6 Tieren gehalten. Die verwendeten Tiere sind 4 bis 5 Jahre alt und 20 bis 21 cm lang. Die Tigersalamander stammen aus einer Kolonie am Museum für Naturkunde Berlin. Für die Zucht werden nach der Winterruhe 3 Männchen und 5 Weibchen gemeinsam in ein Außenwasserbecken gesetzt, damit sie sich paaren und Eier ablegen. Etwa 14 Tage nach der Eiablage werden die erwachsenen Tiere aus dem Becken entfernt. Vier Wochen später werden etwa 200 Larven in Innenbecken umgesetzt. Während der Metamorphose, die Tigersalamander im Gegensatz zu Axolotl durchlaufen, werden Landbereiche in die Becken gestellt.

In der Gruppenhaltung beider Arten beißen sich die Tiere gegenseitig. Es entstehen Hautabschürfungen, Quetschungen, schwere Weichteilverletzungen, Knochenbrüche sowie abgebissene Finger, Zehen oder größere Teile von Gliedmaßen. Teilweise werden mehrere Gliedmaßen gleichzeitig verletzt. Kleinere oder bereits bewegungseingeschränkte Tiere werden häufiger gebissen. Bei beiden Arten kommt auch Kannibalismus vor, bei dem kleinere Artgenossen gefressen werden. Verletzte Tigersalamander werden bei täglichen Kontrollen aus der Gruppe genommen und in eigene Behälter gesetzt, um weitere Bisse zu verhindern. Ob auch verletzte Axolotl separiert werden, wird nicht erwähnt.

Das Nachwachsen der verletzten Gliedmaßen wird regelmäßig unter einem Mikroskop beobachtet und fotografiert. Zum Teil werden die Tiere dafür durch Zugabe einer Chemikalie in das Wasser betäubt. Bei stark verletzten Gliedmaßen stirbt Gewebe ab und wird abgestoßen. Wenn Knochen hervorstehen, werden auch diese nach einigen Tagen abgestoßen. Danach bleibt ein glatter Stumpf, von dem aus die Gliedmaße nachwächst.

Bei den Tigersalamandern treten nach der Metamorphose bei der Regeneration häufiger Fehlbildungen auf, darunter fehlende oder zusätzliche Finger und Zehen. Bei erwachsenen Axolotln entstehen nach schweren und wiederholten Bissverletzungen ebenfalls Fehlbildungen wie verkürzte, verdickte oder verformte Gliedmaßen, Verwachsungen zwischen Fingern oder Zehen sowie fehlende Finger oder Zehen. Zum Teil sind die nachgewachsenen Gliedmaßen nicht mehr funktionsfähig.

Für weitere Untersuchungen werden Tiere getötet. Dazu wird eine Überdosis der Chemikalie, die auch zur Betäubung verwendet wird, in das Wasser gegeben. Danach werden Gliedmaßen abgetrennt, gehäutet und feingeweblich sowie bildgebend untersucht. Ob alle in der Studie gehaltenen Tiere getötet werden, wird nicht angegeben.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Regenerationsforschung, Entwicklungsbiologie

Originaltitel: The tiger salamander as a promising alternative model organism to the axolotl for fracture healing and regenerative biology research

Autoren: Vivien Bothe (1)*, Nadia Fröbisch (1,2)

Institute: (1) Museum für Naturkunde Berlin, Leibniz-Institut für Evolutions- und Biodiversitätsforschung, Invalidenstraße 43, 10115 Berlin, (2) Institut für Biologie, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin

Zeitschrift: The Anatomical Record 2026; 309: 2151–2175

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5870

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz unter der Nummer G-17-035 genehmigt; eine Erweiterung wird am 27. Mai 2020 unter der Nummer E5-G17-1-035 genehmigt. Es werden Mäuse verwendet, die gentechnisch so verändert sind, dass sie Amyloid-Ablagerungen im Gehirn bilden. Die Tiere zeigen ab einem Alter von etwa 4 Monaten Verhaltensauffälligkeiten, die als Alzheimer-ähnliche Defizite interpretiert werden. Außerdem werden gentechnisch nicht veränderte Mäuse verwendet. Die Mäuse stammen aus den Versuchstierzuchten Jackson Lab (Bar Harbor, USA) und Envigo (Indianapolis, USA).

Mit 7 Wochen erhalten alle Tiere zunächst 1 Woche lang eine Kontrollnahrung. Danach werden sie zufällig in Gruppen eingeteilt. Ein Teil erhält weiter die Kontrollnahrung, ein anderer Teil erhält Nahrung, die mit einem Extrakt der Pflanze Ginkgo-biloba-versetzt ist. Die Tiere erhalten diese Nahrung 8 Wochen lang. Körpergewicht und Nahrungsaufnahme werden wöchentlich gemessen. Nach 5 Wochen Behandlung werden die Mäuse verschiedenen Verhaltenstests unterzogen. Im Nestbau-Test wird bewertet, wie gut die Tiere aus Papierstreifen ein Nest bauen. Im T-Labyrinth-Test werden die Mäuse in ein Labyrinth gesetzt, das aus einem Hauptarm und zwei Nebenarmen besteht. Es wird untersucht, ob die Mäuse zwischen den zwei Nebenarmen des Labyrinths wechseln. Im Wasserlabyrinth-Test werden die Mäuse in einen mit Wasser gefüllten Bassin gesetzt, in dem sie nicht stehen können. Dort müssen die Tiere schwimmend eine unter der Wasseroberfläche versteckte Plattform finden. Zusätzlich wird geprüft, ob Bewegungsbeeinträchtigungen vorliegen. Dazu werden die Mäuse auf die Spitze einer vertikal stehenden Stange gesetzt und beobachtet, wie sie die Stange herunterklettern oder fallen.

Mit 16 Wochen werden die Tiere mit einem gasförmigen Narkosemittel betäubt und durch Enthauptung getötet. Rumpfblut wird aufgefangen. Das Gehirn wird entnommen und untersucht. Weitere Mäuse werden für die Herstellung von Hirnschnittkulturen verwendet. Dafür werden Gehirne entnommen, in feine Scheiben geschnitten und mehrere Tage in Kultur gehalten. Für weitere Versuche werden aus den Oberschenkelknochen 3 Monate alter Mäuse Knochenmarkszellen gewonnen und in Laboruntersuchungen eingesetzt. Die genaue Zahl der dafür verwendeten Mäuse und die Methode der Tötung werden nicht genannt.

Die Arbeit wurde durch das MWG Rheinland-Pfalz sowie durch Dr. Willmar Schwabe GmbH & Co. KG gefördert; Dr. Willmar Schwabe stellte außerdem das Pflanzenextrakt EGb 761® bereit.

Bereich: Alzheimer-Forschung, Neurologie, Pharmakologie, Immunologie

Originaltitel: Ginkgo biloba extract EGb 761® ameliorates cognitive impairment and alleviates TNFalpha response in 5xFAD Alzheimer’s disease model mice

Autoren: Vu Thu Thuy Nguyen (1), Robert Subirana Slotos (1), Malena Dos Santos Guilherme (1), Tinh Thi Nguyen (1,2), Sabrina Weisenburger (3), Martin D. Lehner (3), Kristina Endres (1,4)*

Institute: (1) Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universitätsmedizin Mainz, Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Untere Zahlbacher Str. 8, 55131 Mainz, (2) Institut für Molekulare Biologie, Mainz, (3) Präklinische Forschung und Entwicklung, Dr. Willmar Schwabe GmbH & Co. KG, Karlsruhe, (4) Forschungszentrum für Immuntherapie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz

Zeitschrift: Phytomedicine 2025; 136: 156327

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5869

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe, Land Baden-Württemberg, unter den Aktenzeichen A-43/17, A-36/17 und G-108/20 genehmigt. Die Mäuse sind 4–5 Wochen alt und stammen von Charles River, Sulzfeld, Deutschland. Die Ratten sind 5 Wochen alt und stammen von Janvier Labs, Le Genest-Saint-Isle, Frankreich. Mindestens ein Teil der Versuche wird vor Juni 2021 durchgeführt.

Vor der Verabreichung der Testsubstanzen erhalten die Mäuse 1 Woche lang und die Ratten 3 Wochen lang eine Nahrung ohne bestimmte pflanzliche Inhaltsstoffe (Flavone).

Den Mäusen werden verschiedene Substanzen per Schlundsonde in den Magen verabreicht. Ein Teil der Tiere erhält nur Trägerflüssigkeit ohne Wirkstoff. Weitere Tiere erhalten Donepezil, ein Medikament, das bei Alzheimer-Demenz eingesetzt wird und hier als Vergleichssubstanz dient. Andere Mäuse erhalten den Ginkgo-biloba-Extrakt EGb 761® oder einzelne daraus abgetrennte Stoffgruppen (Proanthocyanidine, Terpenlactone oder Flavone). Außerdem erhalten manche Mäuse zermahlene Tabletten verschiedener Ginkgo-Präparate (Tebonin®, konzent von Dr. Willmar Schwabe GmbH & Co. KG und Kaveri von KSK-Pharma).

Anschließend wird den Mäusen Scopolamin in die Bauchhöhle gespritzt. Scopolamin stört die Signalübertragung des Botenstoffs Acetylcholin und soll bei den Mäusen eine kurzfristige Gedächtnisbeeinträchtigung auslösen. Kontrolltiere erhalten statt Scopolamin Kochsalzlösung. Danach werden die Mäuse in ein T-förmiges Labyrinth gesetzt. Dieses Labyrinth hat einen Startarm und zwei Seitenarme. Es wird gezählt, wie oft sie in die Seitenarme laufen. Insgesamt werden pro Tier 20 Arm-Eintritte ausgewertet. Bewertet wird, ob die Tiere abwechselnd den linken und rechten Arm betreten. Dies wird als Maß für das Arbeitsgedächtnis interpretiert. In einem Teil der Versuche werden die Substanzen 1 Stunde vor dem Test gegeben. In weiteren Versuchen werden die Substanzen 3, 6 oder 24 Stunden vorher gegeben.

Nach dem Test werden die Mäuse mit CO² erstickt. Danach wird Blut durch Herzpunktion entnommen.

In weiteren Versuchen erhalten Ratten EGb 761® oder isolierte Pflanzenstoffe über eine Schlundsonde. Kontrolltiere erhalten die Trägerflüssigkeit ohne Wirkstoff. Tiere, die nach 6 Stunden getötet werden sollen, werden in Stoffwechselkäfige gesetzt, damit Urin gesammelt werden kann. Nach 1 oder 6 Stunden werden die Ratten mit CO² getötet. Danach wird Blut durch Herzpunktion entnommen. Außerdem wird Darminhalt aus Dünndarm, Blinddarm und Dickdarm gewonnen. Blut, Urin und Darminhalt werden untersucht.

Die Arbeit wurde durch Dr. Willmar Schwabe GmbH & Co. KG finanziert; alle Autorinnen und Autoren waren bei Dr. Willmar Schwabe GmbH & Co. KG beschäftigt.

Bereich: Alzheimer-Forschung, Pharmakologie, Neurologie

Originaltitel: Proanthocyanidins from Ginkgo biloba extract EGb 761® exert antioxidative activity in vitro and antiamnesic activity in vivo

Autoren: Carla Sens-Albert, Markus Schmitt, Gabriele Luderer, Beatrix C. König, Silas F. Melcher, Heike Schneider, Simone Kaiser, Sabine Tremmel, Sabrina Weisenburger, Žarko Kulic, Martin D. Lehner*

Institute: Dr. Willmar Schwabe GmbH & Co. KG, Präklinische Forschung und Entwicklung, Willmar-Schwabe-Straße 4, 76227 Karlsruhe

Zeitschrift: Frontiers in Pharmacology 2025; 16: 1673248. doi: 10.3389/fphar.2025.1673248

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5868

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Gießen unter der Nummer G 33/2022 genehmigt. Die Hunde stammen von einem registrierten Züchter innerhalb der Europäischen Union; Name und Ort des Züchters werden nicht genannt. Sie werden in den Versuchseinrichtungen der Klinik für Kleintiere der Justus-Liebig-Universität Gießen gehalten.

Die Hunde erhalten nacheinander vier verschiedene Nahrungsmischungen. Zwei Mischungen enthalten einen mäßigen Eiweißgehalt, zwei einen hohen Eiweißgehalt. Als Eiweißquelle wird entweder Geflügelnebenproduktmehl oder Mehlwurmmehl verwendet.

Die vier Nahrungsmischungen werden in zufällig festgelegter Reihenfolge verfüttert, wobei jeder Hund jede Mischung erhält. Jede Mischung wird vier Wochen lang zweimal täglich angeboten. Nahrungsreste werden zurückgewogen und das Körpergewicht wird wöchentlich erfasst.

Vier Hunde verweigern die Nahrung mit mäßigem Eiweißgehalt und Geflügelnebenproduktmehl. Sie werden aus dieser Fütterungsperiode genommen.

Am 24. Tag jeder vierwöchigen Fütterungsperiode wird den Hunden im nüchternen Zustand Blut aus einer Vene am Vorder- oder Hinterbein abgenommen.

Das weitere Schicksal der Hunde wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Tierversuchen eingesetzt.

Die Arbeit wurde durch die Gesellschaft zur Förderung Kynologischer Forschung e. V. unterstützt. Das Mehlwurmmehl wurde von der Firma Ynsect, Frankreich, zur Verfügung gestellt.

Bereich: Tierernährung, Immunologie

Originaltitel: Effects of moderate-protein and high-protein diets, including mealworm meal or poultry by-product meal, on immunological variables in healthy adult dogs

Autoren: Sophie-Kristin Heinze (1,2), Jürgen Zentek (3), Kathrin Büttner (4), Andreas Moritz (1), Nadine Paßlack (1,2)*

Institute: (1) Klinik für Kleintiere, Innere Medizin, Fachbereich Veterinärmedizin, Justus-Liebig-Universität Gießen, Frankfurter Straße 114, 35392 Gießen, (2) Lehrstuhl für Tierernährung und Diätetik, Veterinärwissenschaftliches Department, Tierärztliche Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München, Oberschleißheim, (3) Institut für Tierernährung, Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Berlin, (4) Arbeitsgruppe Biomathematik und Datenverarbeitung, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen

Zeitschrift: BMC Veterinary Research 2025; 21: 504

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5867

Versuchsbeschreibung: Die eigentlichen Versuche enden bevor die Fische ein Entwicklungsstadium erreichen, in dem sie selbstständig Nahrung aufnehmen. Versuche an diesen Entwicklungsstadien sind nach deutschem Recht nicht genehmigungspflichtig. Die Meerneunaugenlarven befinden sich in einem späteren Entwicklungsstadien, werden jedoch „lediglich“ für wissenschaftliche Zwecke getötet und nicht in Versuchen eingesetzt. Für die frühere Erzeugung einer verwendeten genveränderten Buntbarschlinie wird die Genehmigungsnummer G18/32 genannt; die zuständige Behörde wird in der Publikation nicht angegeben.

Die Buntbarschembryonen stammen aus den Fischbeständen der Tierforschungsanlage der Universität Konstanz. Die Störembryonen werden von einem nicht näher genannten privaten Züchter in Deutschland bezogen. Die Katzenhaiembryonen stammen aus einer Zuchtstation eines deutschen Zoos sowie vom Centro Andaluz de Biología del Desarrollo in Spanien. Die etwa 2 bis 3,5 cm langen Meerneunaugenlarven werden vom US Geological Survey, Great Lakes Science Center, Hammond Bay Biological Station, USA, zur Verfügung gestellt.

Es werden Buntbarschembryonen im Alter von 3 bis 8 Tagen nach der Befruchtung, Störembryonen 2 und 4 Tage nach dem Schlüpfen sowie Katzenhaiembryonen und Meerneunaugenlarven verschiedener Entwicklungsstadien verwendet.

Ein Teil der Tiere wird in einer konservierenden Lösung eingelegt und dadurch getötet. Anschließend wird die Aktivität bestimmter Gene mikroskopisch untersucht.

Ein Teil der Buntbarschembryonen wird in Gruppen in 100 ml Flüssigkeit gehalten. Wenn nötig, wird zuvor ihre Eihülle entfernt. Dem Wasser werden bestimmte Chemikalien zugesetzt, die an der Embryonalentwicklung beteiligte Signalwege beeinflussen. Die Behandlung dauert 2 Tage. Dann werden die Embryonen über Nacht mit einer konservierenden Lösung behandelt und dadurch getötet.

Zusätzlich werden genveränderte Buntbarschembryonen verwendet. Diese Tiere werden unbehandelt oder nach Behandlung mit einer Chemikalie, die einen bestimmten an der Embryonalentwicklung beteiligten Signalweg verstärkt, mit den nicht genveränderten Embryonen verglichen.

Die Arbeit wurde durch die Universität Konstanz, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die European Molecular Biology Organization (EMBO), sowie das spanische Ministerium für Wissenschaft und Innovation gefördert. Die Bereitstellung der Meerneunaugen wurde in Zusammenarbeit mit der Great Lakes Fishery Commission finanziert.

Bereich: Entwicklungsbiologie, Molekularbiologie, Zoologie

Originaltitel: Dorsoventral limb patterning in paired appendages emerged via regulatory repurposing of an ancestral posterior fin module

Autoren: Sofía Zdral (1), Simone Giulio Bordignon (2), Axel Meyer (2,3,4), Marian A. Ros (1), Joost M. Woltering (2)*

Institute: (1) Instituto de Biotecnología y Biomedicina de Cantabria, CSIC-SODERCAN-Universidad de Cantabria, Santander, Spanien, (2) Arbeitsgruppe Evolutionsbiologie, Fachbereich Biologie, Universität Konstanz, Universitätsstraße 10, 78464 Konstanz, (3) Museum of Comparative Zoology, Harvard University, Cambridge, USA, (4) CAS Key Laboratory of Tropical Marine Bio-Resources and Ecology, South China Sea Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, Guangzhou, China

Zeitschrift: Molecular Biology and Evolution 2025; 43 (1): 1-12; https://doi.org/10.1093/molbev/msaf331

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5866

Versuchsbeschreibung: In der Studie werden wildlebende und im Labor gehaltene Nachtigallen verwendet. Die Freilandversuche werden vom Landesamt für Umwelt Brandenburg unter der Nummer LFU-N4 4730/14+5#181132/2021 und vom Landesamt für Arbeitsschutz, Verbraucherschutz und Gesundheit Brandenburg unter der Nummer AZ2347-3-2021 genehmigt. Die Laborversuche werden durch das Regierungspräsidium Oberbayern unter den Nummern ROB-55.2-2532.Vet_02-18-182 und ROB-55.2-2532.Vet_02-21-201 genehmigt.

Der Gesang 20 wildlebender männlicher Nachtigallen wird zwischen April 2020 und Mai 2023 während der Paarungszeit in Brandenburg nachts mit Richtmikrophonen aufgenommen. In weiteren Versuchen wird mit Lautsprechern ein Gesangsgegner simuliert. Den Vögeln werden dabei zuerst Gesänge eines fremden Artgenossen vorgespielt. Nach einer Pause werden ihnen ihre eigenen zuvor aufgenommenen Gesänge vorgespielt. Der Lautsprecher steht etwa 10 m vom Vogel entfernt. Gleichzeitig wird aufgenommen, wie die Vögel antworten.

17 wildlebende Nachtigallen werden in Brandenburg mit speziellen Netzen gefangen. Zum Anlocken werden dafür Nachtigallgesänge abgespielt. Nach dem Fang werden die Tiere mit farbigen Ringen markiert. Ein etwa 1,5 g schwerer Beschleunigungssensor wird als Rucksack auf dem Rücken der Tiere befestigt. Das entspricht 6-8 % des Körpergewichts. Für das Befestigen des Senors werden Gummibänder verwendet; sie verlaufen um beide Oberschenkel und den Bauch. Danach werden die Vögel in ihrem Revier wieder freigelassen. Mit den Vögeln werden erneut Playback-Versuche durchgeführt. Nach einigen Tagen werden die Vögel wieder eingefangen und die Beschleunigungssensoren werden abgenommen. Dies gelingt bei 14 der 17 Vögel. Was mit den 3 Vögeln geschieht, bei denen der Sensor nicht entfernt wird, wird nicht beschrieben.

Für die Laborversuche werden Nachtigallen von privaten Züchtern bezogen und einzeln in Volieren untergebracht. Während der Brutzeit werden je ein Männchen und ein Weibchen zusammengeführt, um Paarungen zu ermöglichen. Fünf Tage nach dem Schlüpfen werden Küken aus dem Nest genommen und mit ihren Geschwistern in schallgedämpfte Innenkammern gebracht. Sie werden etwa 20 Tage lang von Hand aufgezogen. Ab etwa dem 18. Tag werden männliche Küken gezielt mit Nachtigallgesängen beschallt, damit sie diese lernen. Später, als erwachsene Vögel, werden ihre eigenen Gesänge aufgenommen.

Handaufgezogene, männliche Küken werden für Hirnaufzeichnungen operiert. Die Tiere werden dazu mit einem Narkosegas narkotisiert. Die Haut am Kopf wird eingeschnitten, der Schädel wird freigelegt und mit einem Dentalbohrer werden Bereiche des Schädelknochens entfernt. Es werden Elektroden in verschiedene Bereiche des Gehirns geschoben. Außerdem wird eine Kopfplatte aus Edelstahl mit Zahnkleber am Schädel befestigt.

Für die Messungen sind die Vögel wach. Sie werden in eine Schaumstoffhalterung gesetzt und über die Kopfplatte fixiert. Eine feine Glaselektrode oder eine 16-Kanal-Sonde wird in eine bestimmte Region des Gehirns geschoben. Den kopffixierten Vögeln werden über einen Lautsprecher Nachtigallgesänge vorgespielt. Währenddessen wird die elektrische Aktivität von Nervenzellen gemessen. Insgesamt werden Nervenzellen von 4 Vögeln ausgewertet. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde durch den Europäischen Forschungsrat, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Joachim Herz Stiftung gefördert.

Bereich: Verhaltensforschung, Neurobiologie, Hirnforschung

Originaltitel: Attuning to song duels facilitates song-matching in nightingales

Autoren: Giacomo Costalunga (1,2,3), Carolina Carpena Sanchez (1), Jonathan I. Benichov (1), Colin Cross (4), Jan Clemens (5,6), Daniela Vallentin (1,2,3)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für biologische Intelligenz, Eberhard-Gwinner-Straße, 82319 Seewiesen, (2) International Max Planck Research School Biological Intelligence, Seewiesen, (3) Graduate School of Systemic Neurosciences, Ludwig-Maximilians-Universität München, Planegg, (4) Kartong Bird Observatory, Kartong, Kombo South, Gambia, (5) European Neuroscience Institute Göttingen (ENI-G), eine gemeinsame Initiative der Universitätsmedizin Göttingen und des Max-Planck-Instituts für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Göttingen, (6) Department für Neurowissenschaften, Fakultät VI, Universität Oldenburg, Oldenburg

Zeitschrift: bioRxiv 2025; doi: 10.1101/2025.04.12.648496

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5865

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen genehmigt, eine Genehmigungsnummer wird nicht genannt. Die beiden männlichen Rhesusaffen „F“ und „A“ sind 14 und 12 Jahre alt. Den Tieren wurde zu einem früheren Zeitpunkt ein Kopfhalter auf dem Schädel verankert. Das ist ein Metallbolzen, mit dem der Kopf des Tieres angeschraubt werden kann, um jegliche Kopfbewegungen zu verhindern. Zudem wird eine Metallspule in die Bindehaut eines Auges gepflanzt, die dient dazu, die Augenbewegungen des Tieres genau registrieren zu können.

Bei den Versuchs-Sessions sitzt ein Affe in einem Primatenstuhl, der Bolzen ist an einem Gestell befestigt, so dass der Affe den Kopf nicht bewegen kann. Das Tier muss seinen Blick auf einen schwarzen Punkt auf grauem Grund in der Mitte eines Bildschirms richten („fixieren“). Wenn ein zweiter Punkt an einer anderen Stelle des Bildschirms auftaucht, darf er den Blick nicht von dem Fixierungspunkt wegbewegen (= visueller Reiz). Zudem ist aus zwei Lautsprechern rechts und links vom Monitor ein Grundrauschen zu hören.

Während der Affe den Punkt mit den Augen fixiert, ertönt plötzlich ein lauter Ton (= akustischer Reiz). Die Lautstärke ist unterschiedlich zwischen 69 dB (vergleichbar mit einem Staubsauger) und 89 dB (vergleichbar mit einer Waschmaschine im Schleudergang). Da Affe F sich bei den Tönen erschrickt, werden bei ihm etwas leisere Töne eingesetzt. Das Tier darf beim Ertönen der Töne den Blick nicht vom Fixierungspunkt wegbewegen.

In zufälliger Abfolge gibt es Versuche mit nur einem visuellen Reiz, nur einem akustischen Reiz oder beides. Macht der Affe alles dem Forscherwunsch entsprechend, erhält er eine „Belohnung“. Üblicherweise besteht diese aus etwas Saft oder Wasser und üblicherweise werden die Tiere dafür zuvor durstig gehalten, damit sie sich ihre Flüssigkeitsration „erarbeiten“ müssen.

Affe F durchläuft 10 Sessions mit insgesamt 7.180 Versuchen und Affe A 40 Sessions mit 22.403 Versuchen. In einer zweiten Teilstudie werden Änderungen am Kontrast und der Helligkeit des visuellen Reizes vorgenommen. Ansonsten ist die Anordnung gleich. Affe F durchläuft 10 Sessions mit 2.370 Versuchen und Affe A 20 Sessions mit 4.378 Versuchen.

In einer dritten Teilstudie werden die Lautsprecher beide auf eine Seite des Monitors platziert. Die Seite wird pro Versuchsblock gewechselt. In zufälliger Abfolge gibt es entweder nur einen akustischen Reiz oder einen akustischen mit einem visuellen Reiz zusammen. Der Affe darf sich nicht ablenken lassen und seinen Blick nicht vom Fixierungspunkt abwenden. Mit Hilfe der eingepflanzten Spulen werden die winzigsten ruckartigen Augenbewegungen (sog. Mikrosakkaden) in Richtung des zweiten Punktes oder des Geräusches registriert. Affe F absolviert hierbei 11 Sessions mit 14.126 Versuchen und Affe A 18 Sessions mit 18.001 Versuchen. Nach Abschluss der Reihe werden Affen sehr wahrscheinlich für weitere Experimente benutzt.

Die Arbeit wurde finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG).

Bereich: Sehforschung, Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Vision dominates sound in mediating classic cue-induced microsaccadic eye movement modulations in rhesus macaque monkeys

Autoren: Tatiana Malevich (1,2), Matthias P. Baumann (1,2), Yue Yu (1,2), Ziad M. Hafed (1,2)*

Institute: (1) Werner Reichardt Centrum für Integrative Neurowissenschaften (CIN), Eberhard Karls Universität Tübingen, Otfried-Müller-Straße 25, 72076 Tübingen, (2) Hertie Institut für Klinische Hirnforschung, Eberhard Karls Universität Tübingen, Hoppe-Seyler-Straße 3, 72076 Tübingen

Zeitschrift: Journal of Neurophysiology 2026; 135: 777–796

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5864

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Es werden Mäuse der Zuchtlinien BALB/c und C57BL/6J verwendet, die von der Zuchtfirma Charles River Laboratories (Sulzfeld) bezogen werden.

Gruppen von sieben Wochen alten weiblichen Mäusen werden Dickdarm-, Mastdarm-, Brust- oder Hautkrebszellen unter oder in die Haut an der Schulter injiziert. Alle verwendeten Krebszelllinien stammen von Mäusen.

Das Wachstum des Tumors wird täglich gemessen. Wenn der Tumor eine Größe von 50-70 mm3 erreicht hat, was nach 7-9 Tagen der Fall ist, werden die Tiere mittels des Narkosegases Isofluran betäubt. Es wird ein Radiotracer in eine Vene injiziert. Das ist eine radioaktiv markierte Substanz, die sich an die Immunzellen des Körpers anlagert und sie so mit Hilfe einer Positronen-Emissions-Tomographie (PET) sichtbar machen kann. Nach der Injektion wird eine Untersuchung mit einem speziellen PET für Mäuse durchgeführt. Anschließend wird ein Medikament in die Bauchhöhle injiziert, das die Immunzellen dazu bringen soll, die Tumorzellen anzugreifen. Das Medikament (Immuncheckpoint-Inhibitor) ist bereits bei menschlichen Patienten im Einsatz. Die Injektion des Mittels wird alle 2-3 Tage, insgesamt dreimal wiederholt. Nach der letzten Injektion wird eine weitere PET-Untersuchung unter erneuter Narkose vorgenommen. Anschließend wird ein Teil der Tiere mit CO2 getötet, um ihre Lymphknoten und andere Organe zu untersuchen. Bei dem anderen Teil der Mäuse wird eine Blutprobe durch Stich in das Venengeflecht hinter dem Auge genommen, bevor die Tiere mit CO2 getötet werden.

Andere Mäuse werden getötet, um Lymphknoten und Knochenmark für Zellkulturen zu gewinnen. Weitere Mäuse erhalten den Tracer injiziert und werden nach 5 oder 60 Minuten getötet.

Der Tracer wird auch bei menschlichen Patienten getestet.

Die Arbeit wurde unterstützt durch den Österreichischen Wissenschaftsfonds, die Eberhard Karls Universität Tübingen und die Werner Siemens Stiftung.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Noninvasive in vivo deoxycytidine kinase (dCK)-PET identifies tumor-draining lymph nodes upon immune checkpoint inhibitor therapy

Autoren: Cécile Philippe (1,2), Jonathan Cotton (2,3), Gregory D. Bowden (2), Simone Pöschel (4), Philipp Knopf (2), Barbara Schörg (2), Irene Gonzalez-Menendez (3,5), Dominik Sonanini (2,6), Lukas Flatz (3,7), Martin Allen-Auerbach (8), Caius G. Radu (9), Johannes Czernin (9), Leticia Quintanilla-Martinez (3,5), Marcus Hacker (1), Bernd J. Pichler (2,3), Andreas Maurer (2,3), Manfred Kneilling (2,3,7)*

Institute: (1) Klinische Abteilung für Nuklearmedizin, Universitätsklinik für Radiologie und Nuklearmedizin, Medizinische Universität Wien, Wien, Österreich, (2) Werner Siemens Imaging Center, Abteilung für Präklinische Bildgebung und Radiopharmazie, Eberhard Karls Universität, Röntgenweg 13, 72076 Tübingen, (3) Exzellenzcluster iFIT (EXC 2180) „Image-Guided and Functionally Instructed Tumor Therapies“, Eberhard Karls Universitäat, Tübingen, (4) Core Facility Flow Cytometry, Medizinische Fakultät, Eberhard Karls Universität, Tübingen, (5) Institut für Pathologie und Neuropathologie und Tumorzentrum CCC Tübingen, Eberhard Karls Universität, Tübingen, (6) Medizinische Onkologie und Pneumologie, Medizinische Universitätsklinik und Poliklinik, Abteilung Innere Medizin VIII, Eberhard Karls Universität, Tübingen, (7) Universitäts-Hautklinik, Eberhard Karls Universität, Tübingen, (8) Ahmanson Translational Theranostics Division, Department of Molecular and Medical Pharmacology, UCLA, Los Angeles, USA, (9) Department of Molecular and Medical Pharmacology, UCLA, Los Angeles, USA

Zeitschrift: npj Imaging 2026; 4: 1. doi/10.1038/s44303-025-00133-8

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5863

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Genehmigungsbehörde in Tübingen genehmigt, eine Genehmigungsnummer wird nicht genannt. Die drei männlichen Rhesusaffen sind 11 – 15 Jahre alt. Die Tiere werden als „Experten“ für Aufgaben, bei denen schnelle Augenbewegungen vollzogen werden müssen, beschrieben. Daher ist anzunehmen, dass sie bereits seit vielen Jahren „im Einsatz“ sind. Den Tieren wurde zu einem früheren Zeitpunkt ein Kopfhalter auf dem Schädel verankert. Das ist ein Metallbolzen, mit dem der Kopf des Tieres angeschraubt werden kann, um jegliche Kopfbewegungen zu verhindern. Für die Operation werden Quellen aus den Jahren 2018/2019 genannt, d.h., sie fanden vor einigen Jahren statt. Später wird eine Metallspule in die Bindehaut eines Auges gepflanzt. Ein Zeitpunkt wird dafür nicht genannt. Die Metallspule dient dazu, die Augenbewegungen des Tieres genau registrieren zu können.

Bei den eigentlichen Versuchen sitzen die Affen in einem sogenannten Primatenstuhl. Der Kopf eines Tieres wird mit dem Bolzen an einem Gestell angeschraubt. Auf einem Bildschirm vor dem Affen erscheint auf grauem Grund ein weißer Punkt, den er anstarren („fixieren“) muss. Der „Fixierungspunkt“ verschwindet und gleichzeitig taucht an einer anderen Stelle des Bildschirms ein rundes Bild auf. Dieses zeigt ein Streifenmuster mit einem weißen Punkt in der Mitte. Der Affe muss den Blick auf den weißen Punkt in der Mitte des Bildes richten, sobald der Fixierungspunkt verschwindet. Einige Millisekunden später blitzt es an einer anderen Stelle des Bildschirms. Der Affe muss weiter auf das Streifenbild schauen. Sobald auch dieses verschwindet, muss er auf die Stelle blicken, wo seiner Erinnerung nach, der Blitz aufgeleuchtet ist.

Macht der Affe alles dem Forscherwunsch entsprechend, erhält er über einen Schlauch im Mund etwas Saft. Macht er etwas „falsch“, z.B., schaut er zu früh auf den Blitz oder fixiert den Punkt oder das Streifenmuster nicht richtig, bekommt er keinen Saft und der Versuch fängt von vorn an. Üblicherweise werden die Tiere zuvor durstig gehalten, um sie zum „Mitmachen“ zu bewegen. Die Affen lernen die Aufgabe schnell. Jede Session besteht aus 350-500 „erfolgreichen“ Versuchen. Insgesamt werden bis zu 23.830 Versuche pro Tier durchgeführt. Die Affen werden am Ende der Versuchsreihe sehr wahrscheinlich nicht getötet, sondern für weitere Experimente verwendet.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Sehforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Two-dimensional perisaccadic visual mislocalization in rhesus macaque monkeys

Autoren: Matthias P. Baumann (1,2), Ziad M. Hafed (1,2)*

Institute: (1) Werner Reichardt Centrum für Integrative Neurowissenschaften (CIN), Eberhard Karls Universität Tübingen, Otfried-Müller-Straße 25, 72076 Tübingen, (2) Hertie Institut für Klinische Hirnforschung, Eberhard Karls Universität Tübingen, Hoppe-Seyler-Straße 3, 72076 Tübingen

Zeitschrift: eNeuro 2025; 12(6): doi.org/10.1523/ENEURO.0547-24.2025

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5862