Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden im September 2021 durch das Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer 35-9185.81/G-166/21 genehmigt. Die Ratten der Zuchtlinie Wistar sind männlich und stammen aus der Labortierzucht Charles River Laboratory.

Die Ratten werden auf zwei Gruppen verteilt: eine Alkohol-Gruppe mit fünfzehn Tieren und eine Kontrollgruppe mit sechzehn Tieren. Die Alkohol-Gruppe wird einem sogenannten „Chronische intermittierende Ethanolexposition“-Versuch unterzogen. Das bedeutet, dass die Ratten über insgesamt sieben Wochen hinweg täglich für 16 Stunden in einer Kammer sitzen, in der sie Alkoholdampf einatmen. Danach folgt jeweils eine mindestens achtstündige Phase ohne Alkohol, bevor der nächste Dampfzyklus beginnt. Auf diese Weise entwickeln die Tiere chronisch erhöhte Alkoholspiegel und Veränderungen, die denen einer Alkoholabhängigkeit ähneln. Die Kontrolltiere werden nicht mit Alkoholdampf in Kontakt gebracht, sondern atmen nur normale Luft.

Einen Tag nach dem letzten Alkoholdampf-Zyklus, werden alle Tiere während ihrer aktiven Phase auf nicht genannte Art getötet. Direkt danach wird Blut entnommen. Anschließend wird das Gehirn entnommen und untersucht.

Parallel zu den Versuchen an Ratten werden menschliche Blutproben und Gehirnproben von verstorbenen Menschen untersucht (beides von Menschen mit Alkoholabhängigkeit und gesunden Kontrollpersonen).

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und die Hetzler Stiftung für Suchtforschung und Prävention gefördert.

Bereich: Suchtforschung, Alkoholforschung

Originaltitel: Validation of GDAP1 and HECW2 as epigenetic markers of alcohol use disorder in blood and brain

Autoren: Ariane Wiegand (1,2,3), Marion Friske (4,5), Susanne Edelmann (2,6), Annika Bender (2,6), Lea Fischer (2,7,8), Peter Zill (9), Gabriele Koller (9), Georgy Bakalkin (10), Wolfgang H. Sommer (4,11,12), Anita C. Hansson (4,12), Vanessa Nieratschker (2,6)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Psychiatrie, München, (2)* Allgemeine Psychiatrie und Psychotherapie, Tübingen Zentrum für Psychische Gesundheit, Universitätsklinikum Tübingen, Calwerstraße 14, 72076 Tübingen, (3) Deutsches Zentrum für Psychische Gesundheit, Standort München-Augsburg, München, (4) Institut für Psychopharmakologie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Universitätsmedizin Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim, (5) Waggoner Center for Alcohol and Addiction Research, University of Texas at Austin, Austin, USA, (6) Deutsches Zentrum für Psychische Gesundheit, Standort Tübingen, Tübingen, (7) Graduate School of Cellular and Molecular Neuroscience, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (8) Institut für Humangenetik, Universitätsklinikum Bonn, Universität Bonn, Bonn, (9) Klinik und Poliklinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universitätsklinikum, Ludwig-Maximilians-Universität, München, (10) Department of Pharmaceutical Biosciences, Uppsala University, Uppsala, Schweden, (11) Evangelisches Krankenhaus Bethanien, Fachkrankenhaus für Psychiatrie, Psychosomatik und Psychotherapie, Greifswald, (12) Deutsches Zentrum für Psychische Gesundheit, Standort Mannheim-Heidelberg-Ulm, Mannheim

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2025; 26(22): 10840

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5831

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 35-9185.81/G-111/21 vom Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. Es werden männliche NMRI-Nacktmäuse eingesetzt, das sind Mäuse, die kein funktionierendes Immunsystem haben. Die Mäuse stammen von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld) und sind beim Kauf mindestens 6 Wochen alt. Die Tiere werden am Zentrum für Präklinische Forschung, zentrales Tierlabor des DKFZ Heidelberg (Im Neuenheimer Feld 280, 69120 Heidelberg) gehalten.

Die Tiere werden narkotisiert und ihr Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen gespannt. Ihnen wird ein Loch in den Schädel gebohrt. 23 Mäusen werden aus einem menschlichen Hirntumor gewonnene Zellen in etwas Flüssigkeit durch das Loch im Schädel in einen bestimmten Bereich des Gehirns injiziert. Den 9 Kontrolltiere wird eine kleine Menge Flüssigkeit ohne Zellen injiziert. Alle Mäuse werden in Woche 4, 8 und 12 (und ein Teil zusätzlich in Woche 16) nach der Tumorzellinjektion mit bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei wird die Größe des sich im Gehirn der Tiere entwickelnden Tumors bestimmt.

Die Tiere werden dafür mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Es werden zahlreiche Bildgebungen durchgeführt, bei einer der Messungen werden Schwingungen ins Gehirn eingeleitet, indem der Kopf der Tiere auf einem vibrierenden Schüttler fixiert wird.

Die 23 tumortragenden Mäuse werden nach dem 8-Wochen-Scan in zwei Gruppen eingeteilt:

– 10 Tiere als unbehandelte Kontrollgruppe

– 13 Tiere erhalten jeweils an 3 aufeinander folgenden Tagen eine Bestrahlung (6 Gy) in Woche 9. Dafür werden die Mäuse narkotisiert und in einer speziell angefertigten Halterung fixiert.

5 der 9 Tiere, die keine Tumorzellen gespritzt bekommen haben, werden ebenfalls bestrahlt. Die übrigen 4 dienen als unbestrahlte Kontrolle.

Nach den jeweiligen letzten Bildgebungen werden die Tiere narkotisiert. Sie erhalten eine tödliche Dosis des Narkosemittels und ihnen wird eine Nadel ins Herz gestochen, durch die eine konservierende Flüssigkeit in ihr Gefäßsystem gepumpt wird. Danach werden die Gehirne der Mäuse entnommen, aufgearbeitet und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Europäische Union, die französische Alliance for Life Sciences and Health (AVIESAN), die Universität Heidelberg, die Universitätsklinik Heidelberg und die Daimler und Benz Stiftung gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Assessment of tumor cell invasion and radiotherapy response in experimental glioma by magnetic resonance elastography

Autoren: Hannah Fels-Palesandro (1,2), Sophie Heuer (3,4), Berin Boztepe (1,5), Yannik Streibel (1), Johannes Ungermann (1), Chenchen Pan (3,4), Jonas G. Scheck (1,2), Manuel Fischer (1), Volker J. Sturm (1), Daniel D. Azorín (3,4,6), Kianush Karimian-Jazi (1), Giacomo Annio (7,8), Amir Abdollahi (2), Ina Weidenfeld (1,2), Wolfgang Wick (3,4), Varun Venkataramani (3,4), Sabine Heiland (1), Frank Winkler (3,4), Martin Bendszus (1), Ralph Sinkus (7,8), Michael O. Breckwoldt (1,5)*, Katharina Schregel (1)*

Institute: (1) Abteilung für Neuroradiologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 400, 69120 Heidelberg, (2) Klinische Kooperationseinheit Strahlentherapie, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (3) Neurologische Klinik und National Center for Tumor Diseases (NCT), Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (4) Arbeitsgruppe Klinische Kooperationseinheit Neuroonkologie, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (5) Klinische Kooperationseinheit Neuroimmunologie und Hirntumorimmunologie, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (6) Department of Biosystems Science and Engineering, ETH Zürich, Basel, Schweiz, (7) INSERM UMRS1148 – Laboratory for Vascular Translational Science, University Paris, Paris, Frankreich, (8) School of Biomedical Engineering and Imaging Sciences, King’s College London, London, Großbritannien

Zeitschrift: Journal of Magnetic Resonance Imaging 2025; 61(3): 1203-1218

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5830

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer 35–9185.81/G-45/14 genehmigt. Es werden genetisch veränderte Mäuse gezüchtet, bei denen ein bestimmtes Gen (Nedd4-2) in den Lungenepithelzellen gezielt ausgeschaltet werden kann. Dazu werden verschiedene genetisch veränderte Mäuse miteinander verpaart.

In den Versuchen werden die Mäuse eingesetzt, bei denen man das Gen ausschalten kann, Wurfgeschwister ohne diese Veränderung werden als Kontrolltiere eingesetzt.

Den Mäusen wird Doxycyclin in das Trinkwasser gemischt. Dadurch wird das Gen Nedd4-2 bei entsprechend genetisch veränderten Mäusen ausgeschaltet, wodurch eine Lungenfibrose entsteht. Die Gabe erfolgt entweder bis zur Entwicklung von Symptomen oder über bestimmte Zeiträume von 1, 2, 3, 4 oder 5 Monaten.

Die Mäuse werden 1, 2, 3, 4 und 5 Monate nach Auslösen der Lungenfibrose wiederholt untersucht. Dazu werden sie jeweils mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert und in einem Computertomographen gescannt.

Ein Teil der Mäuse entwickelt während des Versuchs Anzeichen schwerer Atemnot mit erhöhter Atemfrequenz und Gewichtsverlust. Die Tiere werden getötet und es werden sogenannte Überlebenskurven erstellt, aus denen ersichtlich ist, dass nur 50% der Tiere das Ende der Versuche nach 5 Monaten erreichen.

Am Ende der Versuche werden die verbleibenden Mäuse mit Pentobarbital in Narkose gelegt, es wird ein Luftröhrenschnitt gemacht, um eine Lungenfunktionsmessung durchzuführen. Anschließend werden die Mäuse getötet. Die toten Mäuse werden wieder in den Computertomographen gelegt und ihre Lungen mit Luft aufgeblasen und gescannt. Die Lungen werden entnommen und untersucht.

In einem weiteren Versuchsteil wird ebenso vorgegangen, allerdings werden die Mäuse nicht mehrfach mittels Computertomographie untersucht, sondern nur einmal, nach 1, 2, 3, 4 oder 5 Monaten. Dann werden sie ebenfalls getötet.

Die Versuche wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Lungenforschung

Originaltitel: Longitudinal microcomputed tomography detects onset and progression of pulmonary fibrosis in conditional Nedd4-2 deficient mice

Autoren: Dominik H. W. Leitz (1,2,3), Philip Konietzke (4,5,6), Willi L. Wagner (4,5,6), Mara Mertiny (4,5,6), Claudia Benke (4,5,6), Thomas Schneider (5,6), Rory E. Morty (4,7), Christian Dullin (4,5,8,9), Wolfram Stiller (4,5), Hans-Ulrich Kauczor (4,5,6), Marcus A. Mall (1,2,3), Julia Duerr (1,2), Mark O. Wielpütz (4,5,6)*

Institute: (1) Klinik für Pädiatrie mit Schwerpunkt Pneumologie, Immunologie und Intensivmedizin, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (2) Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Berlin, (3) Berlin Institute of Health at Charité (BIH), Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (4) Deutsches Zentrum für Lungenforschung - Zentrum für Translationale Lungenforschung, Universitätsklinikum Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 672, 69120 Heidelberg, (5) Klinik für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (6) Abteilung Diagnostische und Interventionelle Radiologie mit Nuklearmedizin, Thoraxklinik, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (7) Deutsches Zentrum für Lungenforschung - Zentrum für Translationale Lungenforschung, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (8) Arbeitsgruppe Translationale molekulare Bildgebung, Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Göttingen, (9) Institut für Diagnostische und Interventionelle Neuroradiologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen

Zeitschrift: American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology 2024; 327(6): L917–L929

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5829

Versuchsbeschreibung: Der Versuch wird unter der Nummer 35-9185.81/G-11/24 von einer nicht genannten Behörde genehmigt. Die 30 Landrasse-Schweine werden im Alter von etwa 16 Wochen von einem regionalen Landwirt gekauft. Die Tiere werden in der Interfakultären Biomedizinischen Forschungseinrichtung der Universität Heidelberg (IBF, Im Neuenheimer Feld 347, 69120 Heidelberg) gehalten.

Die Studie läuft über vier Wochen. Es gibt drei Untersuchungstermine: die Basisuntersuchung mit 16 Wochen sowie zwei Nachuntersuchungen mit 18 und 20 Wochen.

Bei jedem der drei Untersuchungstermine werden die Schweine zunächst in Vollnarkose mit dem Inhalationsmittel Isofluran versetzt.

Zuerst wird der Augeninnendruck des linken Auges gemessen. Danach wird die Pupille mit mehreren Augentropfen erweitert. Anschließend werden Fotos des Augenhintergrundes aufgenommen. Danach wird die zentrale Netzhaut mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

Für die anschließende Elektroretinografie (ERG) wird die Pupille erneut vollständig weitgestellt. Danach werden Elektroden angebracht: Eine Kontaktlinsenlelektrode kommt auf die Hornhaut. Eine nadelförmige Referenzelektrode wird unter die Haut in der Nähe des äußeren Augenwinkels gesteckt, und eine weitere Nadelelektrode auf der Stirn dient als Erdung.

Dann werden den Schweinen verschiedene Lichtimpulse (Blitzen, Flackern) gezeigt. Bei allen Tests werden die elektrischen Reaktionen der Netzhaut aufgezeichnet. Nach jeder Untersuchung wachen die Schweine wieder aus der Narkose auf und kehren in ihren Stall zurück.

Parallel zu den Versuchen am linken Auge werden auch Versuche am rechten Auge durchgeführt, die vermutlich zu einem anderen Versuch gehören und hier nicht näher beschrieben werden.

Nachdem alle Messungen im Alter von 20 Wochen abgeschlossen sind, werden die Tiere auf nicht genannte Art getötet. Danach werden die Augen entnommen und untersucht.

Die Versuche werden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Ernst und Berta Grimmke-Stiftung, die Dr. Hans Messer Stiftung, die Joachim Herz Innovate! Academy und Joachim Herz Stiftung gefördert.

Bereich: Augenheilkunde, Sehforschung, Versuchstierkunde

Originaltitel: An in-depth characterization of development-related electroretinographical and morphological changes in Landrace pigs

Autoren: Lea Skrzypczyk (1), Bryan Calder Ackermann (1), Victor Aristide Augustin (1), Ulrike Rahn (2), Philipp Uhl (3), Gerd Uwe Auffarth (1), Maximilian Hammer (1,4)*

Institute: (1) David J Apple Laboratory for Vision Research, Augenklinik, Universitätsklinikum Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 400, 69120 Heidelberg, (2) LKC Technologies, Gaithersburg, USA, (3) Institut für Pharmazie und Molekulare Biotechnologie, Universität Heidelberg, Heidelberg, (5) Fakultät für Biowissenschaften, Universität Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Documenta Ophtalmologica 2025; 151: 219-228

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5828

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern genehmigt. Die Versuche mit NSG-Mäusen mit geschwächtem Immunsystem (immundefizient) werden unter der Nummer LALLF M-V/TSD/7221.3-1-071/16 genehmigt. Weitere Versuche an normalen Mäusen werden unter der Nummer LALLF M-V/TSD/7221.3-1-004/18 genehmigt.

Im Versuch werden 28 immundefiziente Mäuse (NSG-Mäuse) eingesetzt, die aus eigener Zucht der Uniklinik Rostock stammen. Die Zuchtpaare kommen ursprünglich aus der Versuchstierzucht Charles River. Die Mäuse werden während des Versuchs einzeln in Käfigen gehalten, was für die sozialen Tiere eine schwere Belastung darstellt.

Die NSG-Mäuse werden mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Mit einer Spritze wird jeder Maus eine definierte Menge menschlicher Leukämiezellen in die Schwanzvene injiziert.

Danach werden die Mäuse täglich kontrolliert. Jeden Tag wird ihr Gewicht bestimmt und ihr allgemeiner Gesundheitszustand anhand eines Punkte-Schemas bewertet. Zusätzlich finden einmal pro Woche mehrere detaillierte Untersuchungen statt. Für den sogenannten Mouse-Grimace-Scale werden die Tiere in eine kleine hell erleuchtete Box gesetzt und werden fünf Minuten lang gefilmt. Später werden drei Standbilder pro Maus ausgewählt und von drei geschulten Personen bewertet, die auf typische schmerzbedingte Veränderungen im Gesicht und der Mimik prüfen. Ebenfalls einmal pro Woche wird der Wasserverbrauch der Tiere und die Temperatur am After gemessen.

Als weiteren Test für das „Wohlbefinden“ der Mäuse wird das sogenannte Burrowing getestet. Dazu kommt ein gefülltes Röhrchen in den Käfig, aus dem die Tiere Futterpellets herausgraben können. Der ausgegrabene Anteil wird nach zwei und nach siebzehn Stunden gewogen. Zusätzlich wird das Nestbauverhalten überprüft, indem jedes Tier ein Baumwollpad bekommt, das am nächsten Tag anhand einer standardisierten Skala bewertet wird. Wöchentlich werden Kotproben gesammelt und untersucht, um Aussagen zum Stresslevel der Tiere zu erhalten.

Um die Entwicklung der Leukämie zu verfolgen, wird den Mäusen einmal wöchentlich eine Substanz in die Bauchhöhle gespritzt. Fünf Minuten später werden sie narkotisiert und mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Ebenso wird einmal pro Woche eine Blutprobe genommen und untersucht.

Sobald bei einer Maus bestimmte Krankheitszeichen auftreten, beginnt die schmerztherapeutische Phase des Versuchs. Zu diesen Zeichen gehören ein Gewichtsverlust von mehr als zehn Prozent oder ein Anteil von mehr als zwanzig Prozent bestimmter Leukämiezellen im Blut.

Sobald eines der Kriterien erfüllt ist, wird die entsprechende Maus zufällig einer von zwei Schmerzmittelgruppen zugeordnet: entweder erhält sie das Schmerzmittel Metamizol im Trinkwasser oder das Schmerzmittel Tramadol. Jede Maus bekommt zusätzlich täglich mit dem schmerzmittelhaltigen Wasser vermischtes Nassfutter, um Gewichtsverlust und Austrocknung entgegenzuwirken.

Während dieser Schmerzmittelphase werden täglich Gewicht, klinischer Zustand, Wasseraufnahme und Temperatur am After bestimmt. Der Mouse-Grimace-Scale wird jetzt im Heimatkäfig beurteilt, um zusätzlichen Stress zu vermeiden. Burrowing und Nestbau werden weiterhin regelmäßig bewertet. Gleichzeitig wird das Voranschreiten der Leukämie durch bildgebende Verfahren unter Narkose und Blutanalysen beobachtet.

Während des Versuchs nehmen die Mäuse ab, zeigen schmerzbedingte Veränderungen der Mimik, ein Teil der Mäuse trinkt weniger und bei einem Teil der Mäuse fällt die Körpertemperatur.

Erreicht eine Maus bestimmte sogenannte „humane Endpunkte“, wird sie getötet. Diese Endpunkte sind ein Gewichtsverlust von mehr als zwanzig Prozent, auffällige Atmung, Apathie oder Bewegungsunfähigkeit sowie ein Anteil der Leukämiezellen von über dreißig Prozent.

Die Art der Tötung wird nicht beschrieben. Im Schnitt erfolgt die Tötung je nach verwendeter Leukämiezelllinie nach etwa 31 oder etwa 45 Tagen. Nach der Tötung werden Blut, Knochenmark und Milz der Tiere entnommen und untersucht.

Neben den NSG-Mäusen gibt es im Projekt eine zweite Gruppe von Mäusen, sogenannte BALB/c-Mäuse, die nicht dem Leukämiemodell angehören, sondern für Vergleichsdaten dienen. Diesen Tieren wird in Narkose der Bauch mittig aufgeschnitten. Dann wird ihnen ein Telemetriesender zur Messung der Herzaktivität in die Bauchhöhle eingesetzt. Die Tiere werden nach der Operation überwacht und erhalten Schmerzmittel. Das weitere Schicksal der BALB/c Mäuse wird nicht erwähnt.

Die Versuche wurden vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Tierschutz, Versuchstierkunde

Originaltitel: Improving pain management for murine orthotopic xenograft models of acute lymphoblastic leukemia

Autoren: Tim Schreiber (1), Sandra Lange (2), Steven R. Talbot (3), Jakob Brandstetter (1), Emily Leitner (1), Christian Junghanss (2), Brigitte Vollmar (1), Rupert Palme (4), Anna Richter (2), Simone Kumstel (1)*

Institute: (1) Rudolf-Zenker-Institut für Experimentelle Chirurgie, Universitätsmedizin Rostock, Schillingallee 69a, 18057 Rostock, (2) Department für Innere Medizin, Klinik III - Hämatologie, Onkologie, Palliativmedizin, Universitätsmedizin Rostock, Rostock, (3) Institut für Versuchstierkunde, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (4) Experimentelle Endokrinologie, Department Biologische Wissenschaften und Pathobiologie, Veterinärmedizinische Universität Wien, Wien, Österreich

Zeitschrift: Lab Animal 2025; 54: 313-320

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5827

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt. Es werden vier erwachsene männliche Rhesusaffen eingesetzt. Die Tiere sind zwischen 15 und 18 Jahre alt.

Vor den eigentlichen Versuchen wird den Tieren ein Titanhalter am Schädel befestigt. Üblicherweise wird dazu unter Narkose die Kopfhaut aufgeschnitten und der Titanhalter am Schädel festgeschraubt. Bei zwei Affen werden außerdem Messkammern über einem Bohrloch am Schädel befestigt, die allerdings nicht im vorliegenden Versuch zum Einsatz kommen, sondern in anderen Experimenten.

Damit die Tiere bei den Versuchen mitmachen, wird ihre tägliche Flüssigkeitsmenge reduziert. Während des Experiments erhalten sie nach jedem korrekt abgeschlossenen Durchgang etwas Saft. Üblicherweise erhalten sie außerhalb der Versuche keine oder nur sehr wenig Flüssigkeit, so dass sie durch Durst dazu gebracht werden, sich wie gewünscht zu verhalten.

Während der Versuchssitzungen sitzen die Tiere 78 cm von einem Bildschirm entfernt. Üblicherweise werden sie dafür in einen sogenannten Primatenstuhl gesetzt und über den Titanhalter an ihrem Kopf wird ihr Kopf bewegungsunfähig fixiert. Ein spezielles Kamerasystem misst die Augenbewegungen. Auf dem Bildschirm erscheinen helle Punkte vor einem grauen Hintergrund: ein Fixationspunkt in der Mitte und Zielpunkte etwas weiter rechts im Blickfeld.

Zunächst lernen die Affen die sogenannte „Step-Task“. Dabei beginnt jeder Durchgang damit, dass der Affe den Punkt in der Bildschirmmitte mit dem Blick fixieren (anstarren) muss. Dann verschwindet der Fixationspunkt und gleichzeitig erscheint der Zielpunkt weiter rechts. Das Tier soll nun innerhalb einer halben Sekunde eine schnelle Blickbewegung dorthin machen. Wenn es den Zielpunkt korrekt erreicht und anschließend für etwa eine bis anderthalb Sekunden fixiert, bekommt es ein wenig Saft als „Belohnung“.

Drei der Affen, die bei der „Step-Task“ gute Ergebnisse erzielen, lernen im Anschluss eine weitere Aufgabe. Bei der sogenannten „Delayed-Task“ läuft alles ähnlich ab wie bei der Step-Task, nur dass der Zielpunkt bereits erscheint, während der Fixationspunkt noch da ist. Der Affe sieht also aus dem Augenwinkel schon, wohin er später schauen soll, darf aber noch nicht dorthin blicken. Er muss weiterhin auf den Fixationspunkt schauen, bis er erlischt. Erst dann darf er auf den Zielpunkt schauen. Macht der Affe alles richtig, bekommt er etwas Saft.

In einem Teil der Delayed-Task wird zusätzlich ein kurzer heller Blitz in der Mitte gezeigt. Dieser Blitz soll die Aufmerksamkeit wieder in die Mitte ziehen. Für das Tier ändert sich an der Aufgabe jedoch nichts; es soll trotzdem auf den Zielpunkt schauen.

Ein Affe absolviert außerdem noch eine zusätzliche Variante der Step-Task. Dort sind die Zielpunkte unterschiedlich hell, und der Hintergrund ist etwas dunkler eingestellt. Die Affen werden nach Abschluss des Versuchs vermutlich in weiteren Experimenten eingesetzt.

Die Versuche wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Europäische Union, die National Institutes of Health (NIH, USA) und das Land Hessen gefördert.

Bereich: Hirnforschung

Originaltitel: Eccentricity-dependent saccadic reaction time: The roles of foveal magnification and attentional orienting

Autoren: Yufeng Zhang (1,2,3,4)*, Pascal Fries (1,2,3,4)

Institute: (1) Ernst Strüngmann Institut (ESI) für Neurowissenschaften in Kooperation mit der Max-Planck-Gesellschaft, Deutschordenstraße 46, 60528, Frankfurt, (2) Donders Institute for Brain, Cognition and Behaviour, Radboud University Nijmegen, Nijmegen, Niederlande, (3) International Max Planck Research School for Neural Circuits, Frankfurt, (4) Max-Planck-Institut für biologische Kybernetik, Tübingen

Zeitschrift: iScience 2025; 28(8): 113042

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5826

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 23-00422 genehmigt. Die Versuche werden bei der Mdimplant GmbH (Bischofsholer Damm 15, Gebäude 105, 30173 Hannover) durchgeführt. Die Firma hat sich auf Planung und Durchführung von Tierversuchen an Großtieren spezialisiert.

Die Schafe werden mit einem gasförmigen Narkosemittel in Narkose versetzt und erhalten ein Medikament, das Blutgerinnsel verhindert. Über eine Kanüle in der Halsschlagader wird der arterielle Blutdruck kontinuierlich überwacht.

Die Schafe werden an eine Herz-Lungen-Maschine angeschlossen. Diese übernimmt vorübergehend die Funktion von Herz und Lunge, indem sie das Blut außerhalb des Körpers mit Sauerstoff anreichert und anschließend wieder in den Kreislauf zurückpumpt.

Der Brustkorb der Schafe wird chirurgisch geöffnet und das Herz wird freigelegt. An zwei Stellen am Herzen werden spezielle Befestigungsringe („Cuffs“) eingenäht, an die später die beiden Pumpen angeschlossen werden.

Zuerst wird die linke Pumpe implantiert. Sie wird an der Herzspitze befestigt, und ihr Ausflussrohr wird seitlich an die aufsteigende Hauptschlagader angenäht.

Anschließend wird die rechte Pumpe implantiert. Ihre Ansaugkanüle wird im rechten Vorhof positioniert, und der Auslass wird seitlich in die Lungenarterie eingenäht. Die Operation dauert etwa 2 Stunden.

Nach Abschluss der chirurgischen Arbeiten werden beide Pumpen an ein gemeinsames Steuerungssystem angeschlossen und schrittweise in Betrieb genommen. Gleichzeitig wird die Unterstützung durch die Herz-Lungen-Maschine reduziert und schließlich vollständig beendet.

Die Schafe bleiben anschließend für etwa eine Stunde unter Narkose, während die Funktion der Implantate und Kreislaufparameter überwacht werden. Nach Abschluss der Messungen werden die Tiere unter Narkose auf nicht genannte Art getötet. Anschließend werden die Pumpen zusammen mit dem Herz herausgeschnitten und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Firma HXCORMED (China) gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Chirurgie

Originaltitel: Two coupled continuous-flow ventricular assist devices as a novel BIVAD with one driveline: Acute animal study results

Autoren: Sara Knigge (1)*, Günes Dogan (1), Ezin Deniz (1), Jasmin Hanke (1), Ali Merzah (1), Dominik Berliner (2), Fanwu Kong (3), Torsten Heilmann (4), Bastian Schmack (1), Aron F. Popov (1), Alexander Weymann (1), Johann Bauersachs (2), Arjang Ruhparwar (1), Jan D. Schmitto (1)*

Institute: (1) Klinik für Herz-, Thorax-, Transplantations- und Gefäßchirurgie, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) Klinik für Kardiologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (3) HXCORMED, Shenzhen, China (4) ReCO2very Therapies GmbH, Bad Klosterlausnitz

Zeitschrift: Artificial Organs 2025; 49(3): 525–531

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5825

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter den Nummern 18/2789 und 20/3383 genehmigt.

Die Meerschweinchen werden in verschiedene Versuchsgruppen aufgeteilt: Tiere mit akuter Läsion (Schädigung), Tiere mit chronischer Läsion und Kontrolltiere.

Die Tiere werden mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Dann wird ihr Hörvermögen überprüft. Dazu werden sogenannte klick-evozierte Hirnstammantworten (ABR) abgeleitet. Dafür werden üblicherweise Elektroden auf die Haut von Kopf und Hals aufgelegt und den Tieren werden kurze Töne vorgespielt. Bei den 13 Tieren der akuten Läsionsgruppe wird die Haut aufgeschnitten und der knöcherne Bereich des Mittelohrs wird geöffnet. Am unteren Abschnitt der Hörschnecke wird ein Loch in den Knochen gebohrt. Durch das Loch wird Nadelelektrode mit scharfer Spitze so eingeführt, dass sie bestimmte Neuronen, die Schall in elektrische Signale umwandeln (Spiralganglionneurone), verletzen. Dann wird eine Lösung mit einer Chemikalie in das Ohr eingebracht, wodurch die Haarzellen des Ohres ihre Funktion verlieren, und das Ohr ertaubt. Anschließend wird ein Cochlea-Implantat in die Hörschnecke geschoben und eine Elektrode in der Rundfensternische platziert. Über die Kontakte des Implantats werden elektrische Reize verabreicht. Bei 5 Tieren werden beide Ohren operiert und geschädigt, bei den anderen 8 Tieren nur ein Ohr.

In der chronischen Läsionsgruppe, die ebenfalls 13 Meerschweinchen umfasst, verläuft das Experiment in zwei zeitlich getrennten Eingriffen. In der ersten Operation wird unter Narkose das Innenohr geöffnet und ein Loch in den unteren Abschnitt der Hörschnecke gebohrt. Durch die Öffnung wird ebenfalls eine Elektrode so eingeführt, dass sie die Neuronen, die Schall in elektrische Signale umwandeln, verletzen. Dann wird die Wunde verschlossen. Nach dem Erwachen entwickelt sich in den folgenden Tagen, typischerweise acht bis zwölf, im geschädigten Bereich eine chronische Degeneration, also eine narbige Veränderung der Spiralganglionneurone. Nach dieser Degenerationsphase folgt die zweite Operation. Das Tier wird in Vollnarkose versetzt und das Innenohr wird erneut geöffnet. Das Ohr wird mit der Chemikalie ertaubt. Dann wird, wie bei der akuten Läsionsgruppe, ein Cochlea-Implantat und eine Elektrode eingebracht und es werden elektrische Impulse verabreicht.

Zusätzlich werden Versuche an „Kontrollohren“ von 7 Meerschweinchen durchgeführt, bei denen der Ablauf weitgehend identisch ist, wobei die Verletzung der Spiralganglionneurone ausgelassen wird.

Am Ende der Versuche werden die Tiere noch in Narkose durch eine Überdosis Pentobarbital getötet. Die Innenohre der Tiere werden entnommen und untersucht.

Die Versuche wurden durch die Medizinische Hochschule Hannover und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert. Die Firma MED-EL stellte speziell für Meerschweinchen angepasste Cochlea-Implantate zur Verfügung.

Bereich: Hörforschung

Originaltitel: Cochlear health alters the polarity effect and spike-initiation sites in guinea pigs

Autoren: Wiebke Konerding (1)*, Julie Arenberg (3), Andrej Kral (1,2,3), Peter Baumhoff (1,2)

Institute: (1) Abteilung für experimentelle Otologie, Medizinische Hochschule Hannover, Stadtfelddamm 34, 30625 Hannover, (2) Niedersächsisches Zentrum für Biomedizintechnik, Implantatforschung und Entwicklung (NIFE), Hannover, (3) Massachusetts Eye and Ear Infirmary, Harvard Medical School, Boston, USA

Zeitschrift: Hearing Research 2025; 465: 109341

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5824

Versuchsbeschreibung: Die Zucht und die Versuche werden unter den Nummern 33.19-42502-04-20/3561 und 33.12-42502-04-19/3197 durch die zuständige Landesbehörde genehmigt; dabei sollte es sich um das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) handeln.

Die Studie verwendet gentechnisch veränderte Mäuse. Die Mäuse sind zum Teil so verändert, dass ihr Darm zu wenig Wasser resorbiert, wodurch die Tiere unter chronischem Durchfall leiden. Die Mäuse werden an der Medizinischen Hochschule Hannover gehalten, wo auch die Versuche stattfinden. Die Tiere erhalten zusätzlich zum normalen Standardfutter ein spezielles Futter, das den Flüssigkeits- und Elektrolythaushalt stabilisieren soll sowie eine spezielle Trinklösung. Dadurch soll das Überleben der unter chronischem Durchfall leidenden Mäuse verlängert werden.

Die Mäuse werden in verschiedene Gruppen aufgeteilt. Den Mäusen der ersten Gruppe wird der probiotische Stamm Escherichia coli Nissle 1917 in etwas Flüssigkeit mit einer Sonde direkt in den Magen verabreicht. Dies erfolgt zweimal täglich über einen Zeitraum von 21 Tagen. Insgesamt wird jeder Maus also 42-mal eine Sonde in den Magen geschoben, was jedes Mal mit einer hohen Belastung für die Tiere und mit einem Risiko für eine Verletzung von Magen oder Speiseröhre sowie einer Fehlverabreichung in die Lunge verbunden ist. Die Mäuse der zweiten Gruppe erhalten keine Bakteriensuspension und ihnen wird auch keine Sonde in den Magen geschoben.

Im Anschluss werden die Mäuse täglich gewogen und es werden Stuhlproben untersucht. Einmal wöchentlich wird die Darmtransitzeit gemessen, indem die Tiere Futterpellets mit einem Farbstoff erhalten und die Zeit bis zum Auftreten des gefärbten Kots registriert wird.

Ein Teil der Tiere wird mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert und über einen in die Luftröhre eingeführten Schlauch mechanisch beatmet. Anschließend wird der Bauch in der Mitte geöffnet, um an den Darm zu gelangen. Bestimmte Abschnitte des Darms werden abgebunden. Dann wird der Darm an zwei Stellen aufgeschnitten und es werden feine Schläuche eingesetzt: einer, um eine Flüssigkeit in den Darm einzuleiten, und ein zweiter, um sie am anderen Ende wieder aufzufangen. Der Darm wird mit einer Lösung durchströmt.

Am Ende der Versuche werden die Tiere auf nicht genannte Art getötet. Dann werden Blind- und Dickdarm, Stuhlproben und weitere Gewebeproben entnommen und untersucht.

Die Versuche wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Medizinische Hochschule Hannover gefördert.

Bereich: Gastroenterologie

Originaltitel: Escherichia coli Nissle improves short-chain fatty acid absorption and barrier function in a mouse model for chronic inflammatory diarrhea

Autoren: Zhenghao Ye (1), Qinghai Tan (1,2), Sabrina Woltemate (3), Xinjie Tan (1,4), Dorothee Römermann (1), Guntram A. Grassl (3,5), Marius Vital (3), Ursula Seidler (1)*, Archana Kini (1)

Institute: (1) Klinik für Gastroenterologie, Hepatologie, Infektiologie und Endokrinologie, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Straße 1, 30625 Hannover, (2) Department of Gastroenterology, Tongji Hospital, Huazhong University of Science and Technology, Wuhan, China, (3) Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (4) Department of Gastroenterology, The First Affiliated Hospital, Zhejiang University School of Medicine, Hangzhou, China, (5) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Standort Hannover-Braunschweig, Braunschweig

Zeitschrift: Inflammatory Bowel Diseases 2025; 31(4): 1109–1120

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5823

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter den Aktenzeichen AZ 33.19-42502-04-18/2803, AZ 33.19-42502-04-17/2393 und AZ 33.29-42502-04-22-00116 genehmigt.

Die Herkunft der Mäuse wird nicht erwähnt. Zu Beginn der Versuche sind die Tiere 28 Tage alt. Ein Teil der Mäuse ist genetisch verändert, so dass ein bestimmtes Gen in bestimmten Gehirnzellen gezielt ausgeschaltet ist. Um Mäuse mit der gewünschten genetischen Ausstattung zu erhalten, werden verschiedene gentechnisch veränderte Mäuse miteinander verpaart.

In einer ersten Versuchsreihe wird Mäusen eine Lösung in die Bauchhöhle gespritzt, die das menschliche Hormon Erythropoietin (EPO) enthält. Eine Kontrollgruppe von Mäusen erhält nur Flüssigkeit ohne EPO. Je nach Versuchsreihe bekommen die Mäuse die Injektion entweder einmalig oder alle zwei Tage über einen Zeitraum von einer Woche oder über drei Wochen hinweg. Einige Tiere werden nach der EPO-Gabe noch eine Woche lang beobachtet.

In weiteren Experimenten werden Mäuse in eine spezielle Kammer gesetzt. Bei einem Teil der Mäuse wird über einen Zeitraum von 3 Tagen der Sauerstoffgehalt der Atemluft in der Kammer von 21 % auf 12 % gesenkt. Ein Teil der Kammern enthält ein Laufrad, dessen Nutzung den Sauerstoffverbrauch steigern soll. Die Mäuse leben 3 Wochen lang in den Kammern.

In einem weiteren Versuchsteil werden bei gentechnisch veränderten Mäusen beginnend mit einem Alter von 9 Wochen verschiedene Tests durchgeführt:

• Im „Open Field“-Test wird das Bewegungsverhalten auf einer offenen Fläche aufgezeichnet, um Aktivität und Angstreaktionen zu messen.

• Der „Elevated Plus Maze“-Test prüft Angstverhalten, indem die Mäuse auf einer erhöhten Plattform zwischen offenen und geschlossenen Stegen wählen können.

• In der „Light-Dark Box“ können die Mäuse zwischen einer hellen und einer dunklen Kammer wählen.

• Motorik und Koordination werden in Tests wie „Rotarod“ (Laufen auf einer immer schneller rotierenden Walze bis die Mäuse herunterfallen), Beam Balance (Balancieren auf einem von Versuch zu Versuch schmaler werdenden Balken) und Grip Strength (Messung der Greifkraft) untersucht. Beim Grip Strength Test werden Mäuse am Schwanz hochgehoben und vor eine Stange gehalten, die sie ergreifen. Dann werden sie am Schwanz gezogen, bis sie die Stange loslassen. Beim „Complex Running Wheel“ nutzen die Mäuse ein Laufrad, dessen Sprossen unregelmäßig angeordnet sind.

• In der „Puzzle Box“ müssen die Tiere sich durch einen Tunnel arbeiten, der nach und nach mit Hindernissen blockiert wird.

• Die „Fear Conditioning“-Versuche kombinieren einen über einen Gitterboden verabreichten elektrischen Fußschock mit einem Ton. Am nächsten Tag wird geprüft, ob die Mäuse bei erneutem Ton den Schock erwarten und erstarren („Freezing“).

• Beim „Morris Water Maze“ wird die Maus in ein Wasserbecken mit undurchsichtigem Wasser gegeben. Das Wasser ist so tief, dass die Maus schwimmen muss. Unter der Wasseroberfläche befindet sich eine versteckte Plattform, die die Maus finden und auf die sie klettern muss.

• Für „IntelliCage“-Tests werden Mäusen unter Narkose Transponder unter die Haut des Nackens implantiert. Der IntelliCage besteht aus einer automatisierten Box mit vier Ecken, in denen sie durch Sensoren und kleine Klappen Zugang zu Wasser bekommen. Die Regeln für den Wasserzugang ändern sich je nach Versuch. Bei einem Teil der Experimente wird der Versuch, aus der falschen Ecke zu trinken damit bestraft, dass aus einer Düse ein Luftstrahl auf die Tiere gerichtet wird. Die Position der Ecke, in der die Mäuse bestraft werden, wird systematisch geändert.

• Weitere Tests erfassen das soziale Verhalten, wobei etwa die Reaktion auf einen leeren Drahtkäfig und einen Drahtkäfig mit einer fremden Maus, oder die Reaktion auf Gerüche von Artgenossen getestet werden.

• Im akustischen Startle-Test wird durch plötzliche Geräusche eine Schreckreaktion ausgelöst.

Die Tests werden in einer bestimmten Reihenfolge durchgeführt, so dass jede Maus jeden Test durchläuft. Tiere, die bei den Tests nicht „performen“ werden von den Tests ausgeschlossen, vermutlich werden sie getötet.

Am Ende der Verhaltenstests sind die Mäuse etwa 50 Wochen alt, die Tests werden also über einen Zeitraum von etwa 41 Wochen durchgeführt.

Am Ende der Versuche werden alle Mäuse getötet. Dazu werden die Tiere narkotisiert. Dann wird ihnen eine Nadel ins Herz gestochen, durch die eine Fixierlösung in den Blutkreislauf geleitet wird. Ihre Gehirne werden entnommen und untersucht.

Weitere Mäuse werden getötet. Ihr Gehirn wird entnommen und daraus Zellen für weitere Versuche gewonnen.

Bereich: Neuroendokrinologie, Hirnforschung, Neurologie

Originaltitel: Transcriptional dynamics of the oligodendrocyte lineage and its regulation by the brain erythropoietin system

Autoren: Liu Ye(1,2), Vinicius Daguano Gastaldi (1,3), Yasmina Curto (1), Anne-Fleur Wildenburg (1,3,4), Xuan Yu (1,3,4), Martin Hindermann (1,3), Simone Eggert (4), Anja Ronnenberg (1), Qing Wang (5), Umer Javed Butt (1), Riki Kawaguchi (5), Daniel Geschwind (6), Wiebke Möbius (4), Susann Boretius (7), Manvendra Singh (1,8), Klaus-Armin Nave (4)*, Hannelore Ehrenreich (1,3,8)*

Institute: (1) Klinische Neurowissenschaften, Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, City-Campus, Hermann-Rein-Straße 3, 37075 Göttingen, (2) Department of Anesthesiology, Guangxi Medical University Cancer Hospital, Nanning, China, (3) Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (4) Abteilung für Neurogenetik, Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Göttingen, (5) Center for Neurobehavioral Genetics, Semel Institute for Neuroscience and Human Behavior, University of California Los Angeles, Los Angeles, USA, (6) Institute of Precision Health, University of California Los Angeles, Los Angeles, USA, (7) Abteilung Funktionelle Bildgebung, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Göttingen, (8) Arbeitsgruppe Experimentelle Medizin, Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Nature Communications 2025; 16: 8291

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5822