Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Land Baden-Württemberg unter der Nummer G-22/43 genehmigt . Die Krallenfrösche stammen vom European Xenopus Resource Centre (University of Portsmouth, Großbritannien) oder aus der Versuchstierzucht Xenopus 1 (USA). Die Haltung erfolgt in der AquaCore Einheit des Universitätsklinikum Freiburg (IMITATE, Breisacherstraße 113, 79106 Freiburg).

Eier von Krallenfröschen werden gesammelt. Der Prozess wird nicht beschrieben, in einer zitierten Literaturquelle wird den weiblichen Fröschen dafür ein menschliches Schwangerschaftshormon gespritzt, um die Eiablage hervorzurufen. Die Eier werden mit dem Samen männlicher Frösche befruchtet. Wie dieser gewonnen wird, wird nicht beschrieben. In einer zitierten Literaturquelle werden dafür männliche Frösche getötet und ihre Hoden entnommen.

Im sogenannten 4- bis 8-Zell-Stadium werden den aus der künstlichen Befruchtung hervorgegangenen Embryonen speziell hergestellte Erbinformationen (mRNA) injiziert. Dabei kommen verschiedene Varianten eines Gens zum Einsatz, das eine Rolle bei der Steuerung der Körperentwicklung spielt. Nach der Injektion werden die Embryonen in einer nährstoffreichen Lösung aufbewahrt und entwickeln sich weiter. Zu bestimmten Zeitpunkten während der Entwicklung werden die Embryonen untersucht. Bei einem Teil der Embryonen werden Fehlbildungen festgestellt.

Ein Teil der Embryonen wird in einer konservierenden Lösung inkubiert und dann in kaltem Alkohol gelagert, woran sie sterben. Andere Embryonen werden bei -20°C eingefroren und in einer speziellen Flüssigkeit zerkleinert. Die Flüssigkeit wird dann analysiert.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), den Europäischen Forschungsrat und das Universitätsklinikum Freiburg gefördert.

Bereich: Entwicklungsbiologie, Genetik, Mutationsforschung

Originaltitel: A homozygous human WNT11 loss-of-function variant associated with laterality, heart and renal defects

Autoren: Henrike Berns (1), Maximilian Haas (1,3), Zeineb Bakey (4,5), Magdalena Maria Brislinger-Engelhardt (1,2,3), Miriam Schmidts (2,4,5)*, Peter Walentek (1,2,3)*

Institute: (1) Klinik für Innere Medizin IV, Universitätsklinikum Freiburg, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Hugstetter Strasse 55, 79106 Freiburg, (2) CIBSS - Centre for Integrative Biological Signalling Studies, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Schänzlestrasse 18, 79104 Freiburg, (3) Spemann Graduate School of Biology and Medicine (SGBM), Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (4) Kinder- und Jugendklinik, Universitätsklinikum Freiburg, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (5) Human Genetics Department, Radboud University Medical Center Nijmegen und Radboud Institute for Molecular Life Sciences (RIMLS), Nijmegen, Niederlande

Zeitschrift: BioRxiv 2024; doi: 10.1101/2024.11.14.623711

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5795

Versuchsbeschreibung: Die Versuche mit Krallenfröschen (Xenopus laevis) werden vom Land Baden-Württemberg unter der Nummer G-18/76 genehmigt. Die Frösche stammen aus dem European Xenopus Resource Centre (University of Portsmouth, Großbritannien) oder von der Versuchstierzucht Xenopus 1 (USA). Die Haltung erfolgt in der AquaCore Einheit am Institute for Disease Modelling and Targeted Medicine (IMITATE, Breisacherstraße 113, 79106 Freiburg).

Krallenfrosch-Embryonen, werden für 16 Stunden einer Substanz ausgesetzt. Nach der Behandlung werden die Tiere „fixiert“. Das heißt, dass durch Einlegen in einer konservierenden Lösung die Gewebestrukturen stabilisiert werden, was zum Tod der Tiere führt. Dann werden die Embryonen in kaltem Alkohol gelagert und später untersucht.

Zusätzlich werden verschiedene genetisch veränderte Mäuse und sogenannte Wildtypmäuse mit nicht veränderten Genom eingesetzt. Die Mäuse werden am Center for Experimental Models and Transgenic Services (Universitätsklinikum Freiburg, Stefan-Meier-Straße 17, 79104 Freiburg) gehalten. Die Mäuse werden getötet, laut einer zitierten Veröffentlichung vermutlich durch Enthauptung oder durch Erstickung mit Kohlendioxid. Ober- und Unterschenkelknochen der Mäuse werden entnommen und aus ihnen werden Knochenmarkzellen für weitere Versuche gewonnen. Weitere Mäuse werden getötet und ihr Gehirn, ihre Leber oder ihr Thymus wird entnommen und zur Gewinnung von Zellen verwendet.

Die Arbeiten wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Medizinische Fakultät der Eberhard Karls Universität Tübingen, die Universität Freiburg, das Australian National Health and Medical Research Council und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Tierphysiologie, Zellbiologie

Originaltitel: Acute suppression of mitochondrial ATP production prevents apoptosis and provides an essential signal for NLRP3 inflammasome activation

Autoren: Benedikt S. Saller (1,2), Svenja Wöhrle (1,3), Larissa Fischer (1,3) Clara Dufossez (1,3), Isabella L. Ingerl (1), Susanne Kessler (4), Maria Mateo-Tortola (5), Oliver Gorka (1), Felix Lange (6,7), Yurong Cheng (8), Emilia Neuwirt (1,2), Adinarayana Marada (9), Christoph Koentges (1), Chiara Urban (1), Philipp Aktories (1,2,3), Peter Reuther (4), Sebastian Giese (4), Susanne Kirschnek (10), Carolin Mayer (10), Johannes Pilic (11), Hugo Falquez-Medina (9,12), Aline Oelgeklaus (9,12), Veerasikku Gopal Deepagan (13), Farzaneh Shojaee (13), Julia A. Zimmermann (14), Damian Weber (2,15), Yi-Heng Tai (16,17,18), Anna Crois (3,19), Kevin Ciminski (4), Remi Peyronnet (20), Katharina S. Brandenburg (1), Gang Wu (21), Ralf Baumeister (2,9,21), Thomas Heimbucher (21), Marta Rizzi (2,22,23), Dietmar Riedel (24), Martin Helmstädter (25), Jörg Büscher (26), Konstantin Neumann (27), Thomas Misgeld (18,28,29), Martin Kerschensteiner (16,17,29), Peter Walentek (2,15), Clemens Kreutz (2,30), Ulrich Maurer (2,19), Angelika S. Rambold (14), James E. Vince (13), Frank Edlich (9,12), Roland Malli (11), Georg Häcker (10), Katrin Kierdorf (1,2), Chris Meisinger (2,9), Anna Köttgen (2,8), Stefan Jakobs (6,7,31), Alexander N.R. Weber (5,32), Martin Schwemmle (4), Christina J. Groß (2), Olaf Groß (1,2)*

Institute: (1) Institut für Neuropathologie, Universitätsklinikum Freiburg, Breisacher Straße 64, 79106 Freiburg, (2) Zentrum für Biologische Signalstudien (BIOSS) und Centre for Integrative Biological Signalling Studies (CIBSS), Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (3) Fakultät für Biologie, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (4) Institut für Virologie, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (5) Abteilung für Angeborene Immunität, Institut für Immunologie, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (6) Forschungsgruppe Struktur und Dynamik von Mitochondrien, Abteilung NanoBiophotonik, Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Göttingen, (7) Klinik für Neurologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (8) Institut für Genetische Epidemiologie, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (9) Institut für Biochemie und Molekularbiologie, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (10) Institut für Medizinische Mikrobiologie und Hygiene, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (11) Gottfried Schatz Forschungszentrum, Lehrstuhl für Molekularbiologie und Biochemie, Medizinische Universität Graz, Graz, Österreich, (12) Veterinär-Physiologisch-Chemisches Institut, Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig, Leipzig, (13) The Walter and Eliza Hall Institute of Medical Research, The Department of Medical Biology, University of Melbourne, Parkville, Australien, (14) Abteilung Entwicklung des Immunsystems, Max-Planck-Institut für Immunbiologie und Epigenetik, Freiburg, (15) Klinik für Innere Medizin IV, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (16) Institut für Klinische Neuroimmunologie, LMU Klinikum, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (17) Biomedizinisches Centrum, Medizinische Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (18) Institut für Zellbiologie des Nervensystems, Technische Universität München, München, (19) Institut für Molekulare Medizin und Zellforschung, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (20) Institut für Experimentelle Kardiovaskuläre Medizin, Universitätsklinikum Freiburg, Universitäts-Herzzentrum Freiburg– Bad Krozingen, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (21) Laboratorium Bioinformatik und Molekulargenetik, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (22) Klinik für Rheumatologie und Klinische Immunologie und Centrum für Chronische Immundefizienz, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (23) Abteilung für Klinische und Experimentelle Immunologie, Zentrum für Pathophysiologie, Infektiologie und Immunologie, Institut für Immunologie, Medizinische Universität Wien, Wien, (24) Facility für Elektronenmikroskopie, Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Göttingen, (25) Elektronenmikroskopie Core Facility (EMcore), Klinik für Innere Medizin IV, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (26) Einheiten für Metabolomik und Durchflusszytometrie, Max-Planck-Institut für Immunbiologie und Epigenetik, Freiburg, (27) Institut für Klinische Chemie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (28) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen e. V. (DZNE), München, (29) Munich Cluster for Systems Neurology (SyNergy), München, (30) Institut für Medizinische Biometrie und Statistik, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (31) Fraunhofer-Institut für Translationale Medizin und Pharmakologie ITMP, Standort Translationale Neuroinflammation und Automatisierte Mikroskopie TNM, Göttingen, (32) Exzellenzcluster 2180 "Image-guided and Functionally Instructed Tumor Therapies" (iFIT) und 2124 “Controlling Microbes to Fight Infections” (CMFI), Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: Immunity 2025; 58(1): 90-107.e11

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5794

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine Behörde in Baden-Württemberg genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Zebrafische und solche mit unverändertem Erbgut eingesetzt. Um die genetische Ausstattung der Fische herauszufinden, wird den Tieren ein Stück einer Flosse abgeschnitten und für eine DNA-Analyse verwendet. Üblicherweise geschieht dies unter Betäubung.

Es werden verschiedene Methoden zur Verletzung des Herzens angewandt. Dabei werden Zebrafische verschiedenen Alters eingesetzt: 4-6 Monate, 24 Monate oder 8-9 Wochen. Die Fische werden narkotisiert. Einem Teil der Tiere wird ein Teil des Herzens abgeschnitten. Bei anderen Fischen wird ein auf ca. -196 °C heruntergekühlter feiner Kupferdraht auf das Herz aufgelegt, wodurch das Gewebe zerstört wird. Für nähere Beschreibungen der Operationen wird auf frühere Arbeiten verwiesen.

Nach der Verletzung werden die Fische in einer Dichte von 7 Fischen pro 1,5 Liter gehalten. Stirbt ein Fisch, wird er durch einen neuen Fisch ersetzt.

In Hitzeschock-Experimenten wird die Wassertemperatur innerhalb von 10 Minuten von 27 °C auf 37 °C erhöht und nach einer Stunde wieder auf 27 °C gebracht. Diese Hitzeschock-Behandlung wird entweder einmalig am 7. Tag nach der Verletzung des Herzens durchgeführt oder einmal täglich an 7 aufeinanderfolgenden Tagen. 5 Stunden nach dem Ende der Hitzeschock-Behandlung werden die Fische auf nicht genannte Art getötet und ihre Herzen werden entnommen und untersucht.

In weiteren Versuchen werden junge Fische (8-9 Wochen alt) entweder in einer Dichte von 2 Fischen auf 11 Liter oder aber mit einer Dichte von 40 Fischen pro Liter gehalten. Die höhere Dichte führt zu einer Wachstumshemmung. Diese Haltung beginnt 3 Tage vor der Verletzung des Herzens.

In weiteren Experimenten werden die Fische entweder normal gefüttert, was 2 bis 3 Fütterungen pro Tag beinhaltet, oder sie werden nur einmal alle zwei Tage gefüttert.

Einem Teil der erwachsenen Fische wird nach der Verletzung ihres Herzens eine Markierungssubstanz in die Bauchhöhle gespritzt, zum Teil mehrfach. Junge Fische werden in Flüssigkeit gegeben, die die Markierungssubstanz enthält.

Es werden verschiedene Wirkstoffe entweder über das Wasser oder als Injektion in die Bauchhöhle verabreicht. In Bestrahlungsexperimenten werden erwachsene Fische einer Strahlendosis von 40 Gy ausgesetzt, Zebrafisch-Embryonen werden mit 8 Gy bestrahlt. Am Ende der Versuche werden die Herzen der Fische zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Verletzung des Herzens entnommen und untersucht. Wie die Fische getötet werden, wird nicht erwähnt.

Weitere Versuche werden mit Herzzellen von Mäusen durchgeführt. Um die Zellen zu gewinnen, werden neugeborene Mäuse (0 bis 1 Tage alt) getötet. Zusätzlich werden Versuche mit menschlichen Zellen durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Universitätsklinikum Ulm, die Europäische Union und das italienische Gesundheitsministerium gefördert.

Bereich: Regenerationsforschung

Originaltitel: BMP signaling promotes zebrafish heart regeneration via alleviation of replication stress

Autoren: Mohankrishna Dalvoy Vasudevarao (1), Denise Posadas Pena (1), Michaela Ihle (2), Chiara Bongiovanni (3,4), PallabMaity (5), Dominik Geissler (1), Hossein Falah Mohammadi (1), Melanie Rall-Scharpf (2), Julian Niemann (6), Mathilda T. M. Mommersteeg (7), Simone Redaelli (8), Kathrin Happ (1), Chi-Chung Wu (1), Arica Beisaw (9), Karin Scharffetter-Kochanek (5), Gabriele D’Uva (3,4), Mona Malek Mohammadi (10), Lisa Wiesmüller (2), Hartmut Geiger (6), Gilbert Weidinger (1)*

Institute: (1) Institut für Biochemie und Molekulare Biologie, Universität Ulm, Albert-Einstein-Allee 11, 89081 Ulm, (2) Klinik für Frauenheilkunde und Geburtshilfe, Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (3) Department of Medical and Surgical Sciences, University of Bologna, Bologna, Italien, (4) IRCCS Azienda Ospedaliero-Universitaria di Bologna, Bologna, Italien, (5) Klinik für Dermatologie und Allergologie, Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (6) Institut für Molekulare Medizin, Universität Ulm, Ulm, (7) Department of Physiology, Anatomy and Genetics, University of Oxford, Oxford, Großbritannien, (8) Institut für Biomedizinische Ethik und Medizingeschichte (IBME), Universität Zürich, Zürich, Schweiz, (9) Institut für Experimentelle Kardiologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (10) Institut für Physiologie I, Universitätsklinikum Bonn, Bonn

Zeitschrift: Nature Communications 2025; 16: 1708

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5793

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Ethikkomitee der Technischen Universität München unter der Nummer 2023-227-S-KH geprüft und vom Landesamt für Arbeitsschutz, Verbraucherschutz und Gesundheit des Landes Brandenburg unter der Nummer 2347-06-2022-25-G genehmigt. Die Versuche müssen demnach im Land Brandenburg durchgeführt worden sein, wo genau wird nicht erwähnt.

In der Studie werden fünf weibliche Hausschweine mit einem Gewicht zwischen 59 und 69 Kilogramm eingesetzt.

Die Schweine werden narkotisiert. Ihnen wird Urin und Blut abgenommen. In die 10 Nieren der 5 Schweine werden beidseitig endoskopisch jeweils 5 bis 10 menschliche Nierensteine eingesetzt, bis auf zwei Nieren von zwei Schweinen, die unbehandelt bleiben. Anschließend werden die Nierensteine mit einem Laser zerkleinert.

In 7 der 10 Nieren wird dann eine Flüssigkeit eingebracht, die magnetische Partikel enthält, die an die Fragmente der Nierensteine binden sollen. Es wird eine magnetische Sonde endoskopisch in die Niere eingeführt, um die Magnetpartikel und daran gebundene Nierenstein-Stückchen zu entfernen. Bei einem Schwein wird während der Operation das Gewebe des Harntrakts durchlöchert. Die Blutung wird gestoppt und zwei Stunden später kann die Operation fortgesetzt werden.

Den Schweinen wird nach der Operation erneut Blut und Urin abgenommen.

Die Tiere werden auf nicht genannte Art getötet und ihre Nieren entnommen. Die Nieren werden in der Radiologisch Nuklearmedizinischen Praxis Beck & Kollegen (Fürstenwalde/Spree) mit einem bildgebenden Verfahren (Computertomographie) und durch das Auftragsdiagnostiklabor Vetagnos – Tierpathologie Berlin untersucht. Es werden Verletzungen in Nierenbecken und Harnleitern gefunden.

Die Arbeiten wurden finanziell unterstützt von der Edith-Haberland-Wagner Stiftung und von MEFOgraz.

Bereich: Nierenforschung

Originaltitel: Harnessing magnetism: evaluation of safety, tolerance and feasibility of magnetic kidney stone retrieval in vivo in porcine models

Autoren: Thomas Amiel (1)*, Shyam Srinivasan (2), Chiara Turrina (2), Florian Ebel (2), Michael Straub (1), Sebastian P. Schwaminger (3,4)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Urologie, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, Ismaninger Str. 22, 81675 München, (2) Lehrstuhl für Bioseparation Engineering, TUM School of Engineering and Design, Technische Universität München (TUM), München, (3) Lehrstuhl für Medizinische Chemie, Otto Loewi Forschungszentrum, Medizinische Universität Graz, Graz, Österreich, (4) BioTechMed-Graz, Graz, Österreich

Zeitschrift: Urolithiasis 2025; 53(1): 12

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5792

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern am 6. Juni 2018 unter der Nummer ROB-55.2-2532.Vet_02-17-174 genehmigt. In der Studie werden vier gesunde, junge Schweine im Alter von drei bis vier Monaten eingesetzt.

Den Schweinen werden Beruhigungsmittel in einen Muskel injiziert. Anschließend wird ihnen ein Narkosemittel in eine Vene gespritzt; dann wird die Narkose durch eine Infusion aufrechterhalten. Die Tiere werden mechanisch beatmet.

Katheter werden in die Blutgefäße der Beine und des Halses eingeführt und bis ins Herz vorgeschoben. Bei drei der vier Schweine wird zusätzlich der Brustkorb aufgeschnitten. Den Tieren wird dafür ein Betäubungsmittel an die Nerven gespritzt, und ein weiteres Medikament verabreicht, das die Muskeln entspannt. Elektrodenkatheter werden in unterschiedlichen Bereichen des Herzens platziert. Die Elektroden geben elektrische Impulse ab, um den natürlichen Herzrhythmus gezielt zu verändern.

Nach Abschluss der Untersuchungen werden die Schweine in Narkose mit einer Überdosis des Medikaments Pentobarbital getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Boston Scientific (Marlborough, USA) gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Influence of heart rate and change in wavefront direction through pacing on conduction velocity and voltage amplitude in a porcine model: A high-density mapping study

Autoren: Theresa Isabelle Wilhelm (1,2,3), Thorsten Lewalter (1,4), Judith Reiser (5), Julia Werner (5), Andreas Keil (6), Tobias Oesterlein (6), Lukas Gleirscher (1), Klaus Tiemann (1,7), Clemens Jilek (1,7)*

Institute: (1) Peter Osypka Herzzentrum München, Internistisches Klinikum München Süd GmbH, Am Isarkanal 36, 81379 München, (2) Klinik für Augenheilkunde Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (3) Medical Graduate Center, TUM School of Medicine and Health, Technische Universität München, München, (4) Medizinische Fakultät, Universität Bonn, (5) Zentrum für Präklinische Forschung, Klinikum rechts der Isar, TUM School of Medicine and Health, Ismaninger Straße 22, 81675 München, (6) Boston Scientific Medizintechnik GmbH, Düsseldorf, (7) Klinik und Poliklinik für Innere Medizin I, TUM School of Medicine and Health, Technische Universität München, München

Zeitschrift: Journal of Personalized Medicine 2024; 14(5): 473

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5791

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB-55.2-2532.Vet_02-17-214 am 16. Februar 2023 genehmigt. Es werden Aachener Minipigs verwendet, die von der Firma Heinrichs Tierzucht GmbH (Heinsberg) stammen. Die Schweine werden mindestens 14 Tage vor Beginn der Experimente an das Zentrum für Präklinische Forschung der Technischen Universität München gebracht. Sie werden täglich begutachtet und gewogen. Den Schweinen wird über einen in eine Vene gelegten Katheter Blut entnommen. Das Blut wird vier Tage lang unter verringertem Sauerstoffgehalt inkubiert und dann von Zellpartikeln gereinigt und mit einem Hydrogel vermischt.

Die Schweine erhalten über den Katheter Medikamente und Narkosemittel und sie werden intubiert. Jedem Schwein werden auf dem Rücken 16 rechteckige Hautstücke mit einer Größe von jeweils 1,5 x 1,5 cm herausgeschnitten, jeweils 8 auf jeder Seite der Wirbelsäule. Die Wunden sind ca. 1 cm tief und reichen bis auf die Bindegewebsschicht unter der Haut. Die Wunden werden in vier Gruppen aufgeteilt: Bei der ersten Gruppe wird die Wunde mit dem Gemisch aus bei geringem Sauerstoffgehalt behandelten Serum und Hydrogel behandelt, bei der zweiten mit einem Gemisch aus normalem Serum und Hydrogel. Eine dritte Gruppe erhält lediglich Hydrogel ohne Serum und die vierte Gruppe wird nur mit einer Kochsalzlösung behandelt. Nach dem Eingriff werden die Wunden mit Pflaster abgedeckt und in mehreren Schichten verbunden. Den Tieren wird eine speziell für Schweine gefertigte „Weste“ angezogen und sie werden einzeln gehalten.

An den Tagen 5, 10, 14 und 21 nach der Operation werden die Schweine erneut in Narkose versetzt. Die Verbände werden entfernt, die Wunden werden fotografiert und mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dann werden jeweils vier der Wunden aus dem Rücken der Schweine herausgeschnitten und untersucht. Die dabei entfernten Hautstücke sind 2 x 2 cm groß. Die dadurch entstehenden Wunden werden zugenäht. Die verbleibenden Wunden im Rücken der Schweine werden erneut mit einem der verschiedenen Hydrogele oder Kochsalzlösung behandelt. Die Wunden werden dann erneut verbunden und mit einer „Weste“ bedeckt.

Das weitere Schicksal der Schweine wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Wundheilung, Biomaterialforschung

Originaltitel: Hypoxia preconditioned serum hydrogel (HPS-H) accelerates dermal regeneration in a porcine wound model

Autoren: Jun Jiang (1), Tanita Man (1), Manuela Kirsch (1), Samuel Knoedler (1), Kirstin Andersen (2), Judith Reiser (2), Julia Werner (2), Benjamin Trautz (1), Xiaobin Cong (1), Selma Forster (1), Sarah Alageel (3), Ulf Dornseifer (4), Arndt F. Schilling (5), Hans-Günther Machens (1)*, Haydar Kükrek (1), Philipp Moog (1)*

Institute: (1) Experimentelle Plastische Chirurgie, Klinik für Plastische Chirurgie und Handchirurgie, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, Ismaninger Str. 22, 81675 München, (2) Zentrum für Präklinische Forschung, Klinikum rechts der Isar, TUM School of Medicine and Health, Ismaninger Straße 22, 81675 München (3) Cellular Therapy and Immunobiology, Research and Innovation, King Faisal Specialist Hospital & Research Center, Riad, Saudi-Arabien, (4) Klinik für Plastische, Rekonstruktive und Ästhetische Chirurgie, Isar Klinikum, München, (5) Klinik für Unfallchirurgie, Orthopädie und Plastische Chirurgie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen

Zeitschrift: Gels 2024; 10(11): 748

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5790

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde in Sachsen genehmigt. Es werden mindestens 16 junge Axolotl mit einer Körperlänge von 12 cm eingesetzt. Axolotl sind mexikanische Schwanzlurche. Die Tiere werden durch Eintauchen in eine Benzocainlösung betäubt. Dann wird bei 12 der Tiere ein 5 mm großen Stück des rechten Unterkiefers herausgeschnitten, wobei eine Papierschablone als Orientierungshilfe verwendet wird. Es werden Knorpel, Knochen, Haut, Bindegewebe, Muskeln und Schleimhaut entfernt. Es werden etwa 43 % des Umfangs des rechten Unterkiefers entfernt. Die weiteren Axolotl werden ebenfalls betäubt, es wird jedoch kein Stück des Kiefers entfernt.

Die Regeneration des Unterkiefers wird über einen Zeitraum von 90 Tagen verfolgt, dazu werden die Tiere zu verschiedenen Zeitpunkten fotografiert.

Zu verschiedenen Zeitpunkten – nach 5, 14, 35 und 90 Tagen – werden einzelne Tiere entnommen und mit einer Überdosis Benzocain getötet. Die Unterkieferregion wird entnommen und in feine Scheiben geschnitten untersucht. Zusätzlich werden Gewebeproben aus der sich regenerierenden Kieferregion entnommen und die Aktivität von Genen überprüft. Diese wird mit aus der Literatur entnommenen Daten von Axolotl verglichen, denen Gliedmaße abgetrennt wurden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Alexander von Humboldt-Stiftung und die Dresden International Graduate School for Biomedicine and Bioengineering (DIGS-BB) gefördert.

Bereich: Regenerationsforschung

Originaltitel: Axolotl mandible regeneration occurs through mechanical gap closure and a shared regenerative program with the limb

Autoren: Julia Kramer (1), Rita Aires (2)*, Sean D. Keeley (2), Tom Alexander Schröder (1), Günter Lauer (1), Tatiana Sandoval-Guzmán (2,3)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden, (2)* Medizinische Klinik und Poliklinik III, UniversitätsCentrum für Gesundes Altern, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Fetscherstraße 74, 01307 Dresden, (3) Paul Langerhans Institut Dresden des Helmholtz Zentrum München, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden

Zeitschrift: Disease Models & Mechanisms 2024; 17(9): dmm050743

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5789

Versuchsbeschreibung: Die Versuche an Axolotl (mexikanische Schwanzlurche) und Krallenfröschen werden von der Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB-55.2.2532.Vet_03-19–63 genehmigt. Versuche an Rippenmolchen finden in Schweden statt und werden durch das Schwedische Zentralamt für Landwirtschaft unter den Nummern 18190–18 und 5723–2019 genehmigt.

Die Krallenfrosch-Kaulquappen sowie junge Axolotl mit einer Körperlänge von fünf bis sieben Zentimetern stammen aus der Tierzuchtanlage des Biocenters Martinsried der Ludwig-Maximilians-Universität München. Die Molche stammen aus der Aquatischen Forschungseinrichtung des Karolinska Instituts in Schweden, wo auch die Versuche an ihnen stattfinden. Für die Experimente werden sowohl Larven als auch erwachsene Tiere verwendet.

Axolotl und Krallenfrösche werden betäubt, indem sie in Wasser gegeben werden, dem die Chemikalie MS-222 zugesetzt ist. Anschließend werden die Tiere in kleine Schalen mit einer eiskalten Flüssigkeit gegeben, die ebenfalls das Narkosemittel enthält. Dort werden sie auf nicht genannte Art auf einer Silikon-Platte fixiert, so dass ihr Bauch nach oben zeigt. Die Haut und der Herzbeutel der Tiere werden aufgeschnitten. Mit feinen Glas-Pipetten werden farbige Markierungsmittel in das schlagende Herz injiziert. Nach der Injektion verbleiben die Tiere für 10, 20 oder 60 Minuten in Narkose. Dann wird ihnen das Herz herausgeschnitten, sie werden enthauptet und ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Weitere Tiere werden durch Perfusion getötet, indem ihnen Flüssigkeit in das Herz gepumpt wird, die das Blut verdrängt. Dann werden das Gehirn und das Rückenmark entnommen.

Die Molche werden auf ein mit Betäubungsmittel getränktes Tuch gelegt. Ihnen werden ebenfalls die Markierungssubstanzen in die Aorta (Hauptschlagader) injiziert. Nach 20 Minuten werden die Molche in Narkose geköpft. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Karolinska Institut (Schweden), den Schwedischen Forschungsrat und die Knut and Alice Wallenberg Foundation (Schweden) gefördert.

Bereich: Tierphysiologie, Regenerationsforschung

Originaltitel: Species specific blood–brain barrier permeability in amphibians

Autoren: Sophie Antesberger (1), Beate Stiening (2), Michael Forsthofer (3), Alberto Joven Araus (4), Elif Eroglu (4), Jonas Huber (2), Martin Heß (2), Hans Straka (2), Rosario Sanchez Gonzalez (2)*

Institute: (1) Graduate School of Systemic Neurosciences, Ludwig-Maximilians-Universität München, Planegg, (2)* Fakultät für Biologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Großhaderner Str. 2, 82152 Planegg, (3) Department of Neuroscience, University of Sussex, Brighton and Hove, Großbritannien, (4) Department of Cell and Molecular Biology, Karolinska Institutet, Stockholm, Schweden

Zeitschrift: BMC Biology 2025; 23: 43

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5788

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Gesundheit und Verbraucherschutz Hamburg genehmigt. Die weiblichen Frettchen werden bei einem kommerziellen Züchter (Euroferret, Dänemark) gekauft und nach ihrer Ankunft in Gruppen gehalten. Den Frettchen wird ein Hormonchip implantiert, um die Läufigkeit zu unterdrücken. Dafür werden die Tiere mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert.

Die Frettchen werden in drei Gruppen eingeteilt. Die erste Gruppe wird mit dem gasförmigen Narkosemittel Isofluran narkotisiert, die zweite Gruppe mit Sevofluran. Dazu werden die Frettchen für 5 Minuten in eine mit dem jeweiligen Narkosemittel gefüllte Box der Maße 40 x 20 x 27 cm gesetzt. Dann werden die Tiere aus der Kammer genommen und erhalten weiteres Narkosemittel über eine Maske. Ihr Puls wird über eine um ihren Schwanz gelegte Manchette gemessen. Den Tieren wird Blut aus einer Vene des Hinterbeins entnommen und untersucht. Bei zwei Frettchen gelingt dies nicht, bei ihnen wird Blut aus einer Vene des Vorderbeins entnommen.

Die dritte Gruppe wird fixiert und erhält keine Narkose. Dazu werden sie entweder im Nacken festgehalten oder ihr Kiefer wird mit einer Hand fixiert, während die andere Hand das Frettchen am Rücken festhält. Sobald sich die fixierten Frettchen „entspannen“, wird auch ihnen Blut aus einer Beinvene entnommen. Wenn sich ein Frettchen nicht „entspannt und unterordnet“, soll der Versuch abgebrochen und kein Blut entnommen werden.

Bei einem Teil der Frettchen werden Blutwerte festgestellt, die auf eine Anämie (Blutarmut) hindeuten. Um zu überprüfen, ob diese Veränderungen durch die Narkose bedingt sind, wird bei diesen Frettchen eine Woche später eine erneute Blutentnahme durchgeführt – diesmal ohne Narkose.

Das weitere Schicksal der Frettchen wird nicht beschrieben. Vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Bereich: Versuchstierkunde, Tiermedizin

Originaltitel: Influence of volatile anaesthetics on haematology and clinical chemistry in ferrets

Autoren: Marie-Luise Schröder*, Aline Reitmeier

Institute: Forschungstierhaltung, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Martinistrasse 52, 20246, Hamburg

Zeitschrift: BMC Veterinary Research 2024; 20: 551

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5787

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt. Die Frettchen stammen aus der Zucht des Paul-Ehrlich-Instituts in Langen. Es werden zwei verschiedene Staupeviren verwendet.

Zu Beginn des Experiments werden die Frettchen in Gruppen eingeteilt. In einem ersten Versuchsteil werden Frettchen mit einem von zwei Hundestaupe-Viren infiziert. Dazu werden die Tiere narkotisiert und ihnen wird das Virus in etwas Flüssigkeit in die Nase getröpfelt. Sieben Tage später werden die Frettchen getötet. Es werden Gewebeproben aus der Lunge, Milz und den Lymphknoten entnommen und untersucht. Aus den Geweben werden die Staupeviren isoliert. Die so gewonnenen Viren werden wiederum verwendet, um neue Frettchen zu infizieren. Dieser Prozess, in dem Viren aus infizierten Frettchen gewonnen und dann zur Infektion neuer Frettchen verwendet wird, wird noch einmal wiederholt.

In einem zweiten Versuchsteil werden weitere Frettchen in verschiedene Gruppen eingeteilt, die entweder mit einem der beiden ursprünglichen Staupeviren oder mit den bereits in Frettchen vermehrten Viren infiziert werden. Nach der Infektion werden die Frettchen täglich auf Anzeichen von Krankheit überprüft. Ein Teil der Frettchen entwickelt Fieber von bis zu über 41°C. Je nach Virus-Typ entwickelt ein Teil der Frettchen ab dem 6. Tag nach der Infektion Hautveränderungen und Ausschläge. Zudem werden die Frettchen zweimal wöchentlich gewogen. Ein Frettchen verliert über 10% seines Körpergewichts. Ebenfalls zweimal wöchentlich wird den Frettchen unter Narkose Blut aus einer Vene entnommen.

Wenn die Tiere Anzeichen einer schweren Erkrankung zeigen oder vorgegebene gesundheitliche Schwellenwerte erreichen, werden sie getötet. Diese Schwellenwerte werden in der Publikation nicht genannt. In einem Artikel, der in der vorliegenden Publikation zitiert wird, werden die Frettchen beispielsweise getötet, wenn sie mehr als 48 Stunden keine Nahrung zu sich nehmen, über 15 % an Körpergewicht verlieren, neurologische Symptome wie Krämpfe entwickeln oder im Sterben liegen. Vermutlich sind die Tötungskriterien hier ähnlich gewählt.

Bei einem der getesteten Virustypen werden alle damit infizierten Frettchen 13 bis 15 Tage nach der Infektion getötet. Bei einem weiteren Virustyp wird eines der Tiere getötet. Bei den anderen Virustypen erholen sich die Frettchen wieder von der Erkrankung.

Von einem Virustyp werden drei weitere „Passagen“ erstellt, d. h. sie werden weitere drei Mal in Frettchen vermehrt. Die Symptome der Frettchen werden über einen Zeitraum von 28 Tagen untersucht. Auch werden Viren gentechnisch verändert und zur Infektion von Frettchen verwendet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Bundesministerium für Gesundheit (BMG) gefördert.

Bereich: Tierseuchenforschung, Virologie

Originaltitel: Genetic diversity accelerates canine distemper virus adaptation to ferrets

Autoren: Oliver Siering (1), Mareike Langbein (1), Maike Herrmann (1), Kevin Wittwer (1), Veronika von Messling (2), Bevan Sawatsky (1), Christian K. Pfaller (1,3)*

Institute: (1) Abteilung Veterinärmedizin, Paul-Ehrlich-Institut, Bundesinstitut für Impfstoffe und biomedizinische Arzneimittel, Paul-Ehrlich-Straße 51-59, 63225 Langen, (2) Abteilung Lebenswissenschaften, Bundesministerium für Bildung und Forschung, Berlin, (3) Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester, USA

Zeitschrift: Journal of Virology 2024; 98(8): e00657-24

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5786