Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde unter der Nummer AZ101/15 genehmigt. Sieben Schweine mit einem Gewicht von 75 bis 85 kg werden am Universitären Herz- und Gefäßzentrum Hamburg operiert. Vorab wird das zu implantierende Gerät, welches die Reparatur der Hauptschlagader erleichtern soll und eigentlich auf den Menschen ausgelegt ist, an den Durchmesser der Hauptschlagader eines 80 kg schweren Schweins angepasst, wozu tote Schweine mit einem bildgebenden Verfahren untersucht werden.

Den Schweinen werden verschiedene Medikamente, darunter Beruhigungs- und Narkosemittel, in einen Muskel gespritzt. Dann werden weitere Narkosemittel in eine Vene gespritzt. Die Tiere werden intubiert und beatmet. Mehrere Sonden und Katheter werden in verschiedene Blutgefäße (die rechte Halsschlagader, die Drosselvene, in eine Oberschenkelarterie und in eine Arterie des Brustkorbs) eingeführt. Zusätzlich wird ein Katheter in die Arterie des linken Herzvorhofs geschoben, durch den später kleine farbmarkierte Partikel injiziert werden.

Die hinter dem Bauchfell liegende Hauptschlagader wird freigeschnitten und mehrere davon abzweigende Gefäße werden abgebunden. Ein die Bauchorgane versorgendes Gefäß wird durchtrennt und mit der Hauptschlagader verbunden. Die Hauptschlagader wird eingeschnitten und das zu implantierende Gerät durch den Einschnitt in die Ader geschoben. Dort entfaltet sich das Gerät, so dass es den Blutfluss durch die Hauptschlagader unterbindet. Nacheinander werden verschiedene Gefäße an dem Gerät festgenäht, so dass das Blut nun durch die Schläuche des Geräts fließt. Das Einsetzen des Geräts dauert 65 bis 83 Minuten. Bei einem Schwein verschiebt sich das eingesetzte Gerät, weil der Operateur von dem empfohlenen Protokoll des Herstellers abweicht. Dieses Tier wird aus dem Versuch ausgeschlossen und vermutlich getötet.

Der Blutfluss wird über einen Zeitraum von 6 Stunden beobachtet und mit einem Bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die Blutversorgung der Nieren beeinträchtigt ist, was die Experimentatoren auf Abweichungen der Gefäßgröße zwischen Schwein und Mensch, für welchen das Gerät entwickelt wurde, zurückführen.

Dann werden die Tiere durch das Spritzen des Tötungsmittels T61 in Narkose getötet. Das implantierte Gerät wird wieder entnommen, ein Teil der Leber, beide Nieren, ein Teil des Darms und das Rückenmark werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Terumo Aortic gefördert, welche aus der Firma, die die Materialien für das hier getestete implantierbare Gerät entwickelt hat, hervorgegangen ist.

Bereich: Herz-Kreislauf Chirurgie, Biomedizinische Technik

Originaltitel: In vivo evaluation of a new hybrid graft using retrograde visceral perfusion for thoracoabdominal aortic repair in an animal model

Autoren: Sabine Wipper (1)*, Harleen K. Sandhu (2), Tilo Kölbel (3), Anthony L. Estrera (2), Constantin Trepte (4), Christoph Behem (4), Charles C. Miller III (2), E. Sebastian Debus (3)

Institute: (1) Universitätsklinik für Gefäßchirurgie, Medizinische Universität Innsbruck, Anischstraße 35, 6020 Innsbruck, Österreich. (2) Department of Cardiothoracic and Vascular Surgery, McGovern Medical School at UTHealth, Houston, USA, (3) Klinik und Poliklinik für Gefäßmedizin, Universitäres Herz- und Gefäßzentrum Hamburg, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinstrasse 52, 20246 Hamburg, (4) Klinik und Poliklinik für Anästhesiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg

Zeitschrift: JTCVS Techniques 2022; 15: 1-8

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5486

Versuchsbeschreibung: Genehmigungsbehörde und –nummer werde nicht genannt. Zwei männlichen Rhesusaffen mit den Bezeichnungen „O“ und „S“ werden unter Narkose in zwei einzelnen Operationen ein Kopfhalter und eine Elektrodenkammer von 14 mm Innendurchmesser über einem Bohrloch im Schädelknochen auf dem Schädel befestigt. Das Loch ist über einem bestimmten Hirnbereich („VIP“) gelegen. Während der Versuche sitzen die Tiere in einem Primatenstuhl in einem dunklen Raum, der Kopf ist an dem Kopfhalter fixiert. Die Augenbewegungen werden mit einem Gerät „Eyelink 1000“ aufgezeichnet.

In einem drei Monate dauernden „Training“ wird den Tieren eine bestimmte Aufgabe antrainiert. Der Affe muss einen roten Punkt inmitten von rund 2000 weißen Punkten auf einem Bildschirm anstarren. Wird der Punkt grün, muss er einen Hebel berühren. Nun fangen die weißen Punkte an, sich zu bewegen – entweder sofort nach Berühren des Hebels oder mit einigen Millisekunden Verzögerung. Gleichzeitig mit der Punktebewegung wird der Kopf des Tieres um 30° geneigt. Der Affe darf den Blick nicht von dem grünen Punkt abwenden. Macht er alles richtig, erhält er einen(!) Tropfen Flüssigkeit. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise bekommen die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten. Eine Recording-Session besteht aus 100-150 Trials.

Während dieser Aufgaben am Bildschirm wird eine einzelne Elektrode durch die Elektrodenkammer in das Hirngewebe eingelassen. Mit einem hydraulischen Antriebsgerät wird die Elektrode in Position gebracht. Bei Affe „O“ werden 89 und bei Affe „S“ 103 verschiedene Neuronen (Nerven) gemessen.

Am Ende der Experimente wird Affe „O“ getötet. Sein Hirn wird in Scheiben geschnitten und untersucht. Affe „S“ wird für weitere Experimente verwendet.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Hessische Ministerium für Wissenschaft und Kunst gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Action-dependent processing of self-motion in parietal cortex of macaque monkeys

Autoren: Jan Churan (1,2)*, Andre Kaminiarz (1,2), Jakob C.B. Schwenk (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Journal of Neurophysiology 2021; 125: 2432-2443

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5485

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Gießen (V54-19c20 15 h 01 MR 13/1, Nr. G 71/2017) genehmigt. Die zwei männlichen Rhesusaffen wiegen 10 und 9,6 kg und werden mit „O“ und „S“ bezeichnet. Den Tieren wird unter Narkose ein „Kopfhaltersystem“ auf zwei „Basisplatten“ auf dem Schädel montiert. Bei Affe „O“ wird außerdem für andere Experimente ein Loch in den Schädelknochen gebohrt und darüber eine Elektrodenkammer mit 21 mm Außendurchmesser befestigt. Beiden Affen wird dazu eine Elektrodenkappe mit 6 Elektroden (Affe „O“) bzw. 15 Elektroden (Affe „S“) auf den Kopf gesetzt. Bei Affe „O“ ist durch die Elektrodenkammer weniger Platz, weswegen seine Kappe nur 6 Elektroden enthält. Die Elektroden der Kappe werden auf der Kopfhaut platziert.

Bei den Versuchen sitzen die Tiere in einem Primatenstuhl vor einem Bildschirm, wobei der Kopf am Kopfhalter fixiert wird. Die Affen werden „trainiert“, mit angeschraubtem Kopf zu sitzen und bestimmte Aufgaben am Bildschirm zu erfüllen. Als „Belohnung“ erhalten sie etwas Flüssigkeit. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise bekommen die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten.

Die Aufgabe besteht darin, einen kleinen roten Punkt in der Mitte des dunklen Bildschirms anzustarren. Die Augenbewegungen werden mit einem „Eyelink 1000“ genannten Gerät verfolgt. Im unteren Drittel des Bildschirms erscheinen 600 kleine weiße Punkte, die sich nach links oder rechts bewegen. Dadurch soll eine Körperbewegung simuliert werden. Der Affe muss weiter den Punkt in der Mitte anstarren. Gleichzeitig wird über die Elektroden auf der Kopfhaut eine EEG aufgezeichnet.

Parallel zu den Tierversuchen finden Versuche mit menschlichen Probanden statt. Ihnen wird eine Kappe mit 64 Elektroden auf den Kopf gesetzt. Die Ruhigstellung des Kopfes wird durch Auflegen des Kinns auf eine Lehne erreicht. Die Aufgabe ist die gleiche wie bei den Affen, nur, dass bei den Menschen noch ablenkende Punkte gezeigt werden. Jeder Proband absolviert 6.400 Trials an insgesamt 4 Tagen. Die Anzahl der Trials bei den Affen wird nicht genannt.

Nach Abschluss der Versuche wird Affe „O“ in weiteren Experimenten verwendet. Das Schicksal von Affe „S“ wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Hessische Ministerium für Wissenschaft und Kunst gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Preattentive processing of visually self-motion in humans and monkeys

Autoren: Constanze Schmitt (1,2)*, Jakob C.B. Schwenk (1,2), Adrian Schütz (1,2), Jan Churan (1,2), André Kaminiarz (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Progress in Neurobiology 2021; 205:102117

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5484

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Gießen (V54-19c2015h01, MR 13/1 Nr. 18/2007) genehmigt. Die zwei männlichen Rhesusaffen wiegen 8,5 und 9,5 kg und werden mit „M“ und „B“ bezeichnet.

Die Tiere werden zunächst „trainiert“, bestimmte Verhaltensweisen am Bildschirm zu zeigen. Für eine „richtige“ Verhaltensweise erhalten die Tiere etwas Flüssigkeit. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise bekommen die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten. Dann wird den Affen unter Narkose ein Haltebolzen auf dem Schädelknochen implantiert. Nach weiterem „Training“ werden die Affen ein zweites Mal operiert. Es wird ein Loch über der Hirnregion V4 in den Schädel gebohrt und darüber eine Elektrodenkammer mit Schrauben befestigt. Die Tiere erhalten Schmerzmittel und Antibiotika.

Die eigentlichen Versuche starten frühestens eine Woche nach dieser zweiten Operation. Dabei wird ein Affe im Primatenstuhl an dem Haltebolzen fixiert, so dass er den Kopf nicht mehr bewegen kann. Auf dem Bildschirm erscheint nacheinander an verschiedenen Stellen ein grüner Kreis, den das Tier mit den Augen anstarren muss. Außerdem muss der Affe einen Hebel betätigen. Verschwindet der Kreis langsam, muss er den Hebel wieder loslassen. Manchmal werden noch 2 weiße senkrechte Linien gezeigt, von denen sich der Affe nicht ablenken lassen darf. Die Augenbewegungen werden mit einem Infrarotgerät verfolgt. Gleichzeitig werden mit einem Antriebsgerät bis zu 16 Elektroden durch die Elektrodenkammer in das Hirngewebe eingelassen. Das weitere Schicksal der Affen wird nicht erwähnt. Es ist anzunehmen, dass sie bei weiteren Versuchen eingesetzt werden.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Perisaccadic encoding of temporal information in macaque area V4

Autoren: Jakob C.B. Schwenk (1,2)*, Steffen Klingenhöfer (1), Björn-Olaf Werner (1), Stefan Dowiasch (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Journal of Neurophysiology 2021; 125: 785-795

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5483

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter den Nummern V54-19 c 20 15 h 01 MR 13/1 Nr. G71/2017 genehmigt.

Zwei männlichen Rhesusaffen mit den Bezeichnungen „O“ und „S“ werden unter Narkose in zwei einzelnen Operationen ein Kopfhalter und eine Elektrodenkammer von 14 mm Innendurchmesser über einem Bohrloch im Schädelknochen auf dem Schädel befestigt. Das Loch ist über einem bestimmten Hirnbereich gelegen. Während der Versuche sitzen die Tiere in einem Primatenstuhl in einem dunklen Raum, der Kopf ist an dem Kopfhalter fixiert. Die Augenbewegungen werden mit einem Video-Tracker aufgezeichnet.

Auf einem Bildschirm vor den Augen der Affen wird ein kleines rotes Quadrat gezeigt, das der Affe anstarren muss. Wenn das Objekt plötzlich an eine andere Position springt, muss der Affe seinen Blick auf die neue Position richten. Es gibt stationärer Quadrate und welche, die sich bewegen. Der Affe muss, sich bewegende Quadrate mit den Augen verfolgen. Macht das Tier alles „richtig“ gibt es etwas Flüssigkeit als „Belohnung“. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise erhalten die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten. Während die Affen die Aufgaben erfüllen, werden mit einem „hydraulischen Mikromanipulator“ Mikroelektroden durch die Elektrodenkammer in das Hirngewebe eingelassen, wo sie Nervenaktivitäten messen.

Am Ende der Experimente wird Affe „O“ getötet. Sein Hirn wird in Scheiben geschnitten und untersucht. Affe „S“ wird für weitere Experimente verwendet. Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Hessische Ministerium für Wissenschaft und Kunst gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Coding of interceptive saccades in parietal cortex of macaque monkeys

Autoren: Jan Churan (1,2)*, Andre Kaminiarz (1,2), Jakob C.B. Schwenk (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Brain Structure and Function 2021; 226: 2707-2723

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5482

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Umwelt- und Verbraucherschutzamt Köln unter der Nummer 576.1.36.6.G13/15 Be und durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) unter den Nummern 84-02.05.40.17.014 und 84-02.04.2015.A034 genehmigt. Die Mäuse stammen aus den Versuchstierzuchten Charles River, Taconic und Jackson Laboratories oder werden vom Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung in Köln zur Verfügung gestellt.

Mäuse werden gentechnisch verändert, so dass ihnen ein Protein fehlt, dass am Aufbau der sogenannten Extrazellulären Matrix, also der Substanz, die sich zwischen den einzelnen Zellen des Körpers befindet, beteiligt ist. Die gentechnisch veränderten Tiere und Tiere ohne die gentechnische Veränderung werden in verschiedenen Versuchen eingesetzt.

Für einen Teil der Tiere wird die Bewegungskoordination untersucht, indem sie für 3 Minuten auf eine rotierende Stange gesetzt werden, deren Drehbewegung sich beschleunigt. Der Versuch wird am Folgetag wiederholt und es wird gemessen, wann die Tiere sich nicht mehr auf der Stange halten können und herunterfallen.

Andere Mäuse werden über einen Zeitraum von 6 Wochen, 2 x täglich an 5 Tagen pro Woche für jeweils 15 Minuten auf ein Laufband gesetzt, welches sich in einer Geschwindigkeit von 8-24 Meter pro Minute bewegt. Die übliche Wander-Geschwindigkeit bei Menschen beträgt etwa 4 km/h, also rund 67 Meter pro Minute. Das ist zwar ca. die dreifache Geschwindigkeit, die die Mäuse im Versuch laufen müssen, allerdings sind Mäuse im Gegensatz zu Menschen nur wenige Zentimeter groß. Bei einem Teil der Tiere ist das Laufband geneigt, so dass sie bergab laufen. Tieren, die auf dem Laufband „trainiert“ wurden und „untrainierten“ Mäusen, die zum Teil gentechnisch verändert wurden, wird rote und blaue Farbe auf die Vorder- und Hinterpfoten aufgetragen. Dann müssen sie über ein Stück Papier laufen. Die entstehenden Pfoten-Abdrücke werden analysiert.

In einem anderen Versuch werden die Mäuse an ihrer Schwanzwurzel aufgehängt und ihr Verhalten wird aufgenommen. Es wird beobachtet, ob sie die Gliedmaßen abspreizen oder aneinanderklammern. Der Versuch wird 10 Mal wiederholt.

Bei einem Teil der Tiere wird die Dicke der Haut bestimmt. Dazu wird Mäusen verschiedenen Alters (am Tag der Geburt und im Alter von 4 Wochen und einem Jahr) Haut vom Rücken herausgeschnitten. Vermutlich werden die Tiere zuvor getötet. Von weiteren Mäusen werden im Alter von einem Jahr die Achillessehnen herausgeschnitten und untersucht.

Andere Tiere werden narkotisiert und rasiert (vermutlich auf dem Rücken), dann werden zwei Stücke Haut mit einem Durchmesser von jeweils 6 mm herausgestanzt. 4 Tage später wird die Wunde mit der umgebenden Haut herausgeschnitten. Vermutlich werden die Mäuse dafür oder im Anschluss getötet.

Andere, weibliche Mäuse werden im Alter von 8 bis 14 Wochen mit männlichen Tieren zusammengebracht, damit sie sich paaren. Der Erfolg der Paarung wird mit einer vaginalen Untersuchung festgestellt. Am nächsten Tag werden die schwangeren Tiere durch Genickbruch getötet, und die Gebärmutter wird herausgeschnitten. Die Embryonen werden durch Spülen der Eileiter mit einer Flüssigkeit gewonnen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Gentechnik

Originaltitel: Hemicentin 1 is an essential extracellular matrix component of the dermal–epidermal and myotendinous junctions

Autoren: Daniela Welcker (1), Cornelia Stein (1), Natalia Martins Feitosa (1), Joy Armistead (1,2), Jin Li Zhang (1), Steffen Lütke (3,4), Andre Kleinridders (5), Jens C. Brüning (5,6), Sabine A. Eming (1,2,6,7), Gerhard Sengle (2,3,4,8), Anja Niehoff (8,9), Wilhelm Bloch (10), Matthias Hammerschmidt (1,2,6)*

Institute: (1) Institut für Zoologie, Abteilung für Entwicklungsbiologie, Universität zu Köln, Zülpicher Straße 47b, 50674 Köln, (2) Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Köln, (3) Zentrum für Biochemie, Universität zu Köln, Köln, (4) Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Universität zu Köln, Köln, (5) Abteilung Neuronal Control of Metabolism, Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung, Köln, (6) Exzellenzcluster Cellular Stress Responses in Aging Associated Diseases (CECAD), Universität zu Köln, Köln, (7) Klinik und Poliklinik für Dermatologie und Venerologie, Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Universität zu Köln, Köln, (8) Cologne Center for Musculoskeletal Biomechanics (CCMB), Universität zu Köln, Köln, (9) Institut für Biomechanik und Orthopädie, Deutsche Sporthochschule Köln, Köln, (10) Institut für Kreislaufforschung und Sportmedizin, Deutsche Sporthochschule Köln, Köln

Zeitschrift: Scientific Reports 2021; 11: 17926

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5481

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter den Nummern 2018A320, 2012A424, 2011-025 und 50.15.015 und das Regierungspräsidium Gießen und Darmstadt unter den Nummern B2/318 und B2/311 genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse und solche, die gentechnisch nicht verändert wurden, eingesetzt. Weibliche Mäuse werden ab ihrem 21. Lebenstag entweder mit Standardfutter oder mit einem Futter, das zu viel Fett enthält und so zu Übergewicht führt, ernährt.

Die weiblichen Tiere aus den Fütterungsversuchen werden mit männlichen Tieren zusammengebracht, damit sie sich paaren. Der Erfolg der Paarung wird am nächsten Morgen durch eine vaginale Untersuchung festgestellt. Die Fütterung der schwangeren Tiere erfolgt weiterhin wie zuvor, entweder mit dem Standardfutter oder der fettreichen Futtermischung. Nach der Geburt der Jungtiere wird die Größe des Wurfs auf 6 Jungtiere pro Wurf vereinheitlicht. Wie dies geschieht, wird nicht erwähnt, vermutlich werden die überzähligen neugeborenen Mäuse getötet.

Von den Jungtieren wird eine Gewebeprobe vom Schwanz genommen, dafür wird vermutlich die Schwanzspitze abgeschnitten und damit die genetischen Eigenschaften der Tiere bestimmt. Die Jungtiere bleiben für 21 Tage bei ihren Müttern. Im Anschluss daran werden die männlichen Jungtiere mit einer Standardfuttermischung ernährt, bis sie 70 Tage alt sind. Das Schicksal der weiblichen Jungtiere wird nicht erwähnt.

Zusätzlich werden auch weitere gentechnisch veränderte Tiere eingesetzt, die zum Teil aus der Versuchstierzucht Jackson Laboratory (Bar Harbor, USA) oder vom Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung in Köln stammen. Die Mäuse werden miteinander verpaart. Von den Jungtieren wird eine Gewebeprobe vom Schwanz genommen, vermutlich wird dazu die Schwanzspitze abgeschnitten. Jungtiere, die über die gewünschten genetischen Eigenschaften verfügen, werden im Alter von 10 bis 12 Wochen eingesetzt.

Einem Teil der Mäuse wird an ihrem 50. Lebenstag ein Wirkstoff in eine Schwanzvene gespritzt. Anderen Tieren wird eine Flüssigkeit ohne Wirkstoff gespritzt. 20 Tage später wird die Lungenfunktion der Mäuse getestet. Dafür werden die Mäuse mit einer Spritze in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird ein Luftröhrenschnitt durchgeführt und ein Schlauch in die Luftröhre eingeführt und befestigt, zusätzlich wird eine Sonde in die Speiseröhre geschoben. Den Tieren werden verschiedene Konzentrationen eines Wirkstoffs verabreicht, der die Luftwege verengt. Im Anschluss an die Messungen der Lungenfunktion werden die Lungen herausgeschnitten, was zum Tod der Tiere führt.

Bei anderen Tieren wird die Herzfunktion gemessen. Dafür werden sie in einen speziellen Behälter gesetzt, in den ein gasförmiges Betäubungsmittel eingeleitet wird. Die Tiere werden in Rückenlage fixiert, die Brust der Tiere wird enthaart, und das Herz mittels Ultraschalls untersucht. Weitere Tiere werden ebenfalls mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Die Tiere werden intubiert, beatmet und in Rückenlage fixiert. Ein Katheter wird über eine Vene des Halses eingeführt und bis in die rechte Herzkammer geschoben. Danach wird ein anderer Katheter durch die Halsschlagader in die Hauptschlagader und die linke Herzkammer geschoben, um dort den Blutdruck zu messen. Bei einem Teil der weiblichen Mäuse und ihrem Nachwuchs wird vor der Paarung, am 21. sowie 70. Tag nach der Geburt ein Glukose-Toleranz-Test durchgeführt. Dafür müssen die Tiere 12 Stunden fasten und sie bekommen eine Zuckerlösung in die Bauchhöhle gespritzt. Zu verschiedenen Zeitpunkten (vor Injektion der Zuckerlösung, sowie nach 15, 30, 60 und 120 Minuten) wird den Tieren Blut aus der Schwanzvene entnommen und der Blutzuckerspiegel bestimmt.

Am Ende der Versuche werden die Mäuse durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert. Den Tieren wird eine Kanüle in das Herz gestoßen, durch die das Blut der Tiere herausfließt, woran sie sterben. Die Lungen und die Luftröhre werden herausgeschnitten und das Herz, die Nieren, das weiße Fettgewebe und die Leber werden entnommen.

Zusätzlich werden Versuche mit Zellen verschiedener Mäuse durchgeführt, für deren Gewinnung vermutlich weitere Tiere getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Marga und Walter Boll-Stiftung, die Stiftung Oskar-Helene-Heim, das Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC, Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln), das Programm Köln Fortune (Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln), das Graduiertenprogramm „Pharmakologie und Therapieforschung“ (Köln), die British Heart Foundation (Großbritannien) und The Academy of Medical Sciences (Großbritannien) gefördert.

Bereich: Übergewichtsforschung, Entwicklungsbiologie, Lungenforschung, Bluthochdruckforschung

Originaltitel: Maternal and perinatal obesity induce bronchial obstruction and pulmonary hypertension via IL-6-FoxO1-axis in later life

Autoren: Jaco Selle (1), Katharina Dinger (1,2), Vanessa Jentgen (1), Daniela Zanetti (3,4), Johannes Will (1), Theodoros Georgomanolis (5), Christina Vohlen (1,6,7), Rebecca Wilke (1), Baktybek Kojonazarov (7), Oleksiy Klymenko (7), Jasmine Mohr (1), Silke v. Koningsbruggen-Rietschel (8), Christopher J. Rhodes (9), Anna Ulrich (9), Dharmesh Hirani (1,2,7), Tim Nestler (10), Margarete Odenthal (2,10), Esther Mahabir (11), Sreenath Nayakanti (12), Swati Dabral (12), Thomas Wunderlich (2,13,14), James Priest (3), Werner Seeger (7,12,15), Jörg Dötsch (6), Soni S. Pullamsetti (7,12,15), Miguel A. Alejandre Alcazar (1,2,7,14,15)*

Institute: (1) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Experimentelle Pneumologie - Translationale Experimentelle Pädiatrie, Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Kerpener Straße 62, 50937 Köln, (2) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Köln, (3) Division of Cardiovascular Medicine, Department of Medicine, Stanford University School of Medicine, Stanford, USA, (4) Stanford Cardiovascular Institute, Stanford University, Stanford, USA, (5) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Cologne Center for Genomics (CCG), Universität zu Köln, Köln, (6) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Universität zu Köln, Köln, (7) Institute for Lung Health (ILH), University of Giessen and Marburg Lung Centre (UGMLC), Partner des Deutschen Zentrum für Lungenforschung (DZL), Gießen, (8) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Klinische Pneumologie und Allergologie, Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Universität zu Köln, Köln, (9) National Heart and Lung Institute, Hammersmith Campus, Imperial College London, London, Großbritannien, (10) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Institut für Pathologie, Universität zu Köln, Köln, (11) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Arbeitsgruppe Comparative Medicine, Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Köln, (12) Entwicklung und Umbau der Lunge (Abt. IV), Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Partner des Deutschen Zentrum für Lungenforschung (DZL), Bad Nauheim, (13) Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung, Köln, (14) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Cologne Excellence Cluster for Stress Responses in Ageing-Associated Diseases (CECAD), Universität zu Köln, Köln, (15) Medizinische Klinik II, Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Cardio-Pulmonary Institute (CPI), Justus-Liebig-Universität, Gießen

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 4352

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5480

Versuchsbeschreibung: Für die Versuche werden 7 Tage alte Mäuse eingesetzt. Die Elterntiere stammen aus der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld.

Gruppen von Mäusen werden drei verschiedene Wirkstoffe, entweder einzeln oder als Mischung aus zwei Wirkstoffen in die Bauchhöhle gespritzt. Von einem der Wirkstoffe ist bekannt, dass er das sich entwickelnde Gehirn der Jungtiere schädigt. Eine Gruppe der Tiere dient als Kontrolle, diesen Tieren wird eine wirkstofffreie Lösung gespritzt. Acht Stunden nach der Injektion werden die Tiere narkotisiert, ihnen wird der Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel ins Herz gestoßen. Durch die Nadel wird eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt, die das Blut verdrängt, so dass die Tiere sterben. Das Gehirn der Mäuse wird herausgeschnitten und in dünne Scheiben zerteilt feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Ingeborg Ständer-Stiftung, die Europäische Union, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und den Schweizerischen Nationalfonds (SNF) gefördert.

Bereich: Neuropharmakologie, Psychopharmakologie, Toxikologie, Neuropathologie

Originaltitel: Rapastinel alleviates the neurotoxic effect induced by NMDA receptor blockade in the early postnatal mouse brain

Autoren: Andrei Nicolae Vasilescu (1), Anne Mallien (1), Natascha Pfeiffer (1), Undine E. Lang (2), Peter Gass (1), Dragos Inta (1,2)*

Institute: (1) AG Psychiatrische Tiermodelle, Abteilung für Psychiatrie und Psychotherapie, Medizinische Fakultät Mannheim, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, J 5, 68159 Mannheim, (2) Universitäre Psychiatrische Kliniken Basel (UPK), Universität Basel, Basel, Schweiz

Zeitschrift: European Archives of Psychiatry and Clinical Neuroscience 2021; 271: 1587-1591

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5479

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer 35-9185-81-G-143-19 genehmigt. Es werden männliche gentechnisch veränderte Ratten und nicht gentechnisch veränderte Ratten eingesetzt. Die Ratten stammen aus der Zucht der Radboud University (Nijmegen, Niederlande). Die Tiere werden im Alter von 3 bis 4 Wochen zum Zentralinstitut für Seelische Gesundheit (Mannheim) transportiert. Im Alter von 11 Wochen werden die Ratten an zwei aufeinander folgenden Tagen Verhaltenstests unterzogen. Im sogenannten Open-Field-Test werden die Ratten einzeln auf eine beleuchtete, unbekannte Fläche der Maße 50 x 50 cm gesetzt. Dort werden für 30 Minuten ihre Bewegungen aufgezeichnet. Es wird beobachtet, wie oft sie sich an den Rändern der Fläche oder in ihrem Zentrum aufhalten. Dabei wird beobachtet, dass sich die gentechnisch veränderten Ratten mehr bewegen, was als Hyperaktivität interpretiert wird. Außerdem verbringen diese Tiere mehr Zeit am Rand der Fläche und laufen im Kreis.

Im sogenannten Präpulsinhibitions-Test werden die Ratten einzeln in eine Versuchskammer gesetzt und ihnen wird ein Rauschen vorgespielt. Die Lautstärke wird kurz auf 115 Dezibel erhöht, was der Lautstärke einer Rockband entspricht. Vor dem Erhöhen auf 115 Dezibel werden den Ratten verschieden laute Töne von 72 – 84 Dezibel vorgespielt. Gemessen wird, wie stark die Tiere erschrecken. Der Test wird 10 Mal durchgeführt.

Sieben Tage nach den Verhaltenstests werden die Ratten mit verschiedenen bildgebenden Verfahren untersucht, wofür sie in Narkose versetzt werden. Dabei wird beobachtet, dass bei den gentechnisch veränderten Tieren verschiedene Areale des Gehirns kleiner oder größer sind als bei den gentechnisch nicht veränderten Tieren. Am Ende der Versuche werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Europäische Union, die Hector Stiftung II, die Klaus Tschira Stiftung, die Firma Lundbeck A/S (Kopenhagen, Dänemark), den Schweizer Wissenschaftspreis Prix Roger de Spoelberch und das Land Baden-Württemberg gefördert.

Bereich: Psychiatrie, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Dopamine transporter silencing in the rat: systems-level alterations in striato-cerebellar and prefrontal-midbrain circuits

Autoren: Jonathan R. Reinwald (1,2,3)*, Natalia Gass (1), Anne S. Mallien (2,4), Alexander Sartorius (1,2), Robert Becker (1,5), Markus Sack (1), Claudia Falfan-Melgoza (1), Christian Clemm von Hohenberg (1), Damiana Leo (6), Natascha Pfeiffer (4), Anthonieke Middelman (7), Andreas Meyer-Lindenberg (2), Judith R. Homberg (7), Wolfgang Weber-Fahr (1), Peter Gass (2,4)

Institute: (1) Arbeitsgruppe Translationales Imaging, Abteilung Neuroimaging, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, J 5, 68159 Mannheim, (2) Abteilung für Psychiatrie und Psychotherapie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (3) AG Systemische Neurowissenschaften und Psychische Gesundheit, Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (4) AG Psychiatrische Tiermodelle, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (5) Zentrum für Innovative Psychiatrie- und Psychotherapieforschung, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (6) Department of Neurosciences, University of Mons, Mons, Belgien, (7) Centre for Neuroscience, Department of Cognitive Neuroscience, Donders Institute for Brain, Cognition, and Behaviour, Radboud University Nijmegen Medical Centre, Nijmegen, Niederlande

Zeitschrift: Molecular Psychiatry 2022; 27: 2329-2339

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5478

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde unter den Nummern G-40/19 und G-73/18 genehmigt. Es werden Mäuse, welche ein menschliches Gen tragen, und deren Geschwister ohne dieses Gen, eingesetzt. Mäuse mit dem menschlichen Gen entwickeln spontan Hautkrebs und Metastasen in den Lymphknoten und Lungen sowie in der Leber, dem Gehirn und Knochenmark. Zur Verfügung gestellt werden die Tiere von Dr. I Nakashima (Chubu University, Aichi, Japan). Die Tiere werden in der Universitätsmedizin Mannheim gehalten und sind zum Zeitpunkt der Versuche 6 bis 12 Wochen alt. Sobald erste Zeichen für die Bildung von Hautkrebs bei den Tieren beobachtet werden, werden die Mäuse in zwei Gruppen eingeteilt.

Den Mäusen der einen Gruppe wird über einen Zeitraum von 4 Wochen zweimal wöchentlich ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Den Tieren der anderen Gruppe wird eine Flüssigkeit ohne den Wirkstoff gespritzt. Über einen Zeitraum von 100 Tagen werden die Mäuse beobachtet. Drei Wochen nach Beginn der Wirkstoffgabe wird ein Teil der Tiere auf nicht genannte Weise getötet. Der Tumor wird herausgeschnitten und untersucht. Sobald die verbleibenden Tiere bestimmte Kriterien erfüllen, welche nicht beschrieben werden, werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet. Alle Mäuse bis auf eine sterben innerhalb des Beobachtungszeitraums. Dann wird vermutlich auch die letzte Maus getötet. Zusätzlich werden Versuche mit Mäuse-Zellen durchgeführt, für deren Gewinnung vermutlich weitere Tiere getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), und den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: STAT3 inhibitor Napabucasin abrogates MDSC immunosuppressive capacity and prolongs survival of melanoma-bearing mice

Autoren: Rebekka Bitsch (1,2,3), Annina Kurzay (1,2,3), Feyza Özbay Kurt (1,2,3,4), Carolina De La Torre (5), Samantha Lasser (1,2,3,4), Alisa Lepper (1,2,3), Alina Siebenmorgen (1,2,3), Verena Müller (1), Peter Altevogt (1,2,3), Jochen Utikal (1,3), Viktor Umansky (1,2,3)*

Institute: (1) Hautkrebszentrum, Klinik für Dermatologie, Venerologie und Allergologie, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Universitätsmedizin Mannheim, Theodor-Kutzer-Ufer 1-3, 68135 Mannheim, (2) Mannheim Institute for Innate Immunoscience (MI3), Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (3) DKFZ-Hector Krebsinstitut, Universitätsmedizin Mannheim, Mannheim, (4) Fakultät für Biowissenschaften, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Heidelberg, (5) NGS Core Facility, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Journal for ImmunoTherapy of Cancer 2022; 10: e004384

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5477