Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium unter der Nummer HF02/11 genehmigt. Es werden transgene (genmanipulierte) Mäuse von Professor Juncker, Hertie-Institut Tübingen, verwendet sowie nicht genmanipulierte „Wildtyp“-Mäuse der Zuchtlinie C57BL/6J, die von der Zuchtfirma Charles River Laboratories, Sulzfeld, bezogen werden. Transgene und Wildtyp-Mäuse werden gezüchtet – normalerweise geschieht dies über mehrere Generationen. Den Jungtieren wird die Schwanzspitze abgeschnitten, um anhand der Gewebeprobe festzustellen, ob die gewünschte Genveränderung stattgefunden hat.

Die transgenen Nachkommen der gezüchteten Mäuse gelten als Alzheimer-Modell, denn sie bilden im Alter von 6 Wochen bis 5 Monaten Ablagerungen in verschiedenen Hirnbereichen aus, die denen menschlicher Alzheimer-Patienten ähneln sollen. Außerdem weisen die transgenen Mäuse Verhaltensstörungen auf. Es gibt verschiedene genmanipulierte Mäuse („Alzheimer-Modelle“), die unterschiedliche Alzheimer-ähnliche Symptome aufweisen, wie Gedächtnisverlust und Veränderungen in der sozialen Interaktionsfähigkeit. Die hier verwendeten transgenen APP/PS1-Mäuse haben Verhaltensstörungen. Im Alter von 5 Monaten wird 6 transgenen Mäusen 21 Tage lang das Epilepsiemedikament Topiramat per Schlundsonde oral verabreicht. Sechs weitere transgene Mäuse erhalten zum Vergleich eine wirkungslose Substanz. Außerdem wird das Medikament an eine nicht genannte Anzahl Wildtyp-Mäuse verabreicht.

Am ersten Tag der Behandlung sowie nach 11 und 21 Tagen werden Verhaltensexperimente durchgeführt. Eine fremde Maus wird zu einer Testmaus in den Käfig gesetzt. Das Verhalten wird 15 Minuten lang beobachtet. Alzheimer-Mäuse zeigen weniger Interaktion mit der fremden Maus. Beim Nestbau-Test werden einer Maus Streu und zerschnittene Papiertücher in den Käfig gelegt. Am nächsten Morgen wird beurteilt, ob die Tiere aus den Papierschnipseln Nester gebaut haben. Alzheimer-Mäuse tun dies weniger. Durch die Behandlung mit dem Epilepsiemedikament bauen die Tiere Nester und interagieren mehr mit der fremden Maus.

Nach dem letzten Verhaltenstest werden die Mäuse getötet, indem Formaldehyd in ihr Herz injiziert wird. Mit dem pumpenden Herz durchströmt die Fixierungslösung den Körper und tötet das Tier. Hier nicht erwähnt, aber normalerweise werden die Tiere vorher betäubt.

Bereich: Alzheimer-Forschung

Originaltitel: Amelioration of behavioral impairment and neuropathology by antiepileptic drug topiramate in a transgenic Alzheimer’s Disease model mice, APP/PS1

Autoren: Brice Ayissi Owona*, Caroline Zug, Hermann J. Schluesener, Zhi-Yuan Zhang

Institute: Abteilung für Immunopathologie des Nervensystems, Institut für Pathologie und Neuropathologie, Universität Tübingen, Calwerstr. 3, 72076 Tübingen

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2019; 20: 3003. Doi:10.3390/ijms20123003

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5094

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen genehmigt (ohne Nennung der Genehmigungsnummer). Die Ratten der Zuchtlinie Wistar werden von Charles River Laboratories (ohne Nennung des Ortes) bezogen. Den Tieren wird unter Narkose ein Loch in den Schädelknochen gebohrt, die harte Hirnhaut wird entfernt, darunter befindet sich das Gehirn. Eine Kanüle wird im Loch positioniert und mit Zahnzement am Schädel befestigt. Von der Kanüle führt ein Schlauch zu einer Minipumpe, die unter der Rückenhaut angebracht wird. Dazu wird eine Tasche in die Rückenhaut geschnitten.

Den Ratten wird der Hals auf 2 cm Länge aufgeschnitten, um an die Halsarterie zu gelangen. In diese wird ein Schlauch eingeführt. Nun wird die Ratte in einen Magnetresonanztomographen (MRT) gelegt. Über den Schlauch wird ein Kontrastmittel in das Gehirn eingeleitet. Mit dem MRT werden alle 2 Minuten Aufnahmen vom Gehirn gemacht, während der Schlauch in der Halsarterie vorgeschoben wird, bis die mittlere Hirnarterie durch den Schlauch ausgefüllt und so verstopft wird. So kommt es zu einer Mangeldurchblutung des Hirngewebes wie bei einem Schlaganfall. Durch Zurückziehen des Schlauches kann der Blutfluss zum Gehirn wieder geöffnet werden. Das weitere Schicksal der Ratten wird nicht beschrieben.

Die Arbeit wurde unterstützt durch den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF).

Bereich: Schlaganfallforschung, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Early detection and monitoring of cerebral ischemia using calcium-responsive MRI probes

Autoren: Tanja Savic (1), Guiseppe Gambino (1), Vahid S. Bokharaie (2), Hamid R. Noori (2), Nikos K. Logothetis (3,4), Goran Angelovski (1)*

Institute: (1) MRT Kontrastmittel für Neuro-Imaging, Max-Planck-Institut für Biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (2) Neuronale Konvergenz, Max-Planck-Institut für Biologische Kybernetik, Tübingen, (3) Physiologie kognitiver Prozesse, Max-Planck-Institut für Biologische Kybernetik, Tübingen, (4) Department of Imaging Science and Biomedical Engineering, University of Manchester, Manchester, Großbritannien

Zeitschrift: PNAS 2019; 116 (41): 20666-20671

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5093

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Kommission unter der Nummer DE RLP 23 177-07/G13-1-047 genehmigt. Es werden 40 männliche Ratten der Zuchtlinie Wistar verwendet. Die Tiere werden von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Köln, bezogen.

Unter Narkose werden Haut und Muskeln an der Hüfte der Tiere aufgeschnitten und es wird ein Loch in das obere Ende des Oberschenkelknochens bis in das Knochenmark gebohrt. Die Markhöhle wird stufenweise (1 mm, 1,5 mm und 2 mm) ausgefräst. Zwei Klemmen werden im großen Gesäßmuskel so gesetzt, dass ein 0,5 cm großes Loch im Muskel entsteht. Nach drei Minuten werden die Klemmen entfernt und die Wunde wird verschlossen. Ein großes Stück des Schädelknochens wird entfernt, um das Gehirn freizulegen. Eine 4 mm dicke pneumatische Pistole wird gegen das Gehirn der Tiere geschossen und verursacht eine Hirnverletzung. Nach der Hirnverletzung wird das zuvor entfernte Stück Schädelknochen wiedereingesetzt und angeklebt, die Kopfhaut wird zugenäht. Die Tiere bekommen ein Schmerzmittel im Wasser, aber keine entzündungshemmende Mittel.

Bei 10 Tieren wird nur die Markhöhle ausgefräst (Knochenverletzung), 10 Tiere bekommen eine Knochenverletzung und zusätzlich eine „mittlere“ 2 mm tiefe Hirnverletzung, 10 Tiere bekommen eine Knochenverletzung und eine „schwere“ 2,5 mm tiefe Hirnverletzung und 10 Tiere bekommen nur eine „schwere“ 2,5 mm tiefe Hirnverletzung. Nach 12 Wochen werden die Ratten mit CO2 getötet, Die Hüfte wird mittels Mikro-Computertomographie untersucht.

Diese Arbeit wurde von der Belgian Society for Orthopedics and Traumatology (BVOT) finanziell unterstützt.

Bereich: Unfallmedizin, Traumatologie, Knochenchirurgie

Originaltitel: Traumatic brain injury enhances the formation of heterotopic ossification around the hip: an animal model study

Autoren: Joris Anthonissen (1,2)*, Clara T. Steffen (1), Beat Alessandri (3), Andreas Baranowski (1), Pol Maria Rommens (1), Jan Victor (2), Alexander Hofmann (1)

Institute: (1) Zentrum für Orthopädie und Unfallchirurgie, Universitätsmedizin Mainz, Langenbeckstraße 1, 55131 Mainz, (2) Department of Orthopaedic Surgery and Traumatology, Ghent University Hospital, Ghent, Belgien, (3) Institut für Neurochirurgische Pathophysiologie, Universitätsmedizin Mainz, Mainz

Zeitschrift: Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery 2019; doi: 10.1007/s00402-019-03326-0

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5092

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES, Genehmigungsnummer 12/0825) genehmigt. Die 90 männlichen 28 Tage alten Ratten der Zuchtlinie Wistar werden von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, bezogen und einzeln gehalten. 60 Tiere bekommen je drei Flaschen mit unterschiedlichem Alkoholgehalt (5, 10 und 20%) und eine Flasche mit Wasser. 30 Ratten („Kontrolltiere“) bekommen vier Flaschen mit Wasser. Die Ratten werden in 9 Gruppen mit je 10 Tieren eingeteilt – sechs Gruppen bekommen Alkohol und 3 bekommen nur Wasser. Alle vier Wochen wird der Alkohol für drei Tage entzogen, indem die Alkoholflaschen aus den Käfigen entnommen und nach 3 Tagen wieder zurückgesetzt werden. So werden die Ratten süchtig gemacht. Der Flüssigkeitsgehalt jeder Flasche wird täglich gemessen, um den Alkoholkonsum der Tiere zu bestimmen.

Ein Jahr nach dem Beginn des Experiments werden 9 Ratten aus der Alkohol-Gruppe und 9 aus der Kontrollgruppe getötet. Unter CO2-Narkose wird den Tieren mit einer Spritze ins Herz gestochen, um eine Blutprobe zu entnehmen. Anschließend erfolgt die Tötung durch Köpfen.

Nun wird den süchtigen Ratten der Alkohol entzogen und bei den Kontroll-Ratten werden 3 von 4 Wasserflaschen entfernt. 16 Tiere (8 Alkohol- und 8 Kontroll-Ratten) werden einen Tag danach und 18 Tiere (9+9) 6 Tage danach auf die oben beschriebene Weise getötet.

Nach sechs Tagen Alkoholentzug wird den restlichen 29 Tieren täglich über 8 Tage entweder ein von zwei unterschiedlichen Hormonen des Gehirns oder eine wirkungslose Lösung in der Bauchhöhle gespritzt. Die Hormone sollen das Alkoholverlangen herabsetzen. An den letzten drei Tagen von dieser Behandlung bekommen die Tiere wieder die Alkoholflaschen. Am achten Tag werden alle 29 Tiere wie oben beschrieben getötet. Neun Tiere sterben aus unbekannten Gründen bevor das Experiment beendet ist.

Diese Arbeit wurde von der Hochschulinternen Leistungsförderung (HiLF) der Medizinische Hochschule Hannover (MHH) finanziell unterstützt.

Bereich: Alkoholforschung

Originaltitel: Alcohol withdrawal and proopiomelanocortin neuropeptides in an animal model of alcohol dependence

Autoren: Lars H. Müschen (1,2), Mathias Rhein (1,3), Viktoria Hoppe (1,4), Nadine John (5), Kerstin Schwabe (5), Helge Frieling (1,3), Stefan Bleich (1,3), Marc A. N. Muschler (1,3)*

Institute: (1) Klinik für Psychiatrie, Sozialpsychiatrie und Psychotherapie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg-Straße 1, 30625 Hannover, (2) Klinik für Neurologie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover, (3) Labor für molekulare Neurowissenschaften, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Feodor-Lynen-Str. 35, 30625 Hannover, (4) Klinik für Frauenheilkunde und Geburtshilfe, Franziskus Hospital, Bielefeld, (5) Klinik für Neurochirurgie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH) Hannover

Zeitschrift: Neuropsychobiology 2019; 78: 118-127

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5091

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz (Koblenz, Genehmigungsnummer 23 177-07/G 18-1-001) genehmigt. Es werden 16 sechs Wochen alte männliche Ratten der Zuchtlinie Wistar aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, verwendet.

Bei je 3 Ratten werden 3 verschiedene Krankheitsbilder künstlich hervorgerufen: Bei drei Tieren wird Streptozotozin in eine Vene injiziert, eine Substanz, die die Insulin produzierenden Zellen in der Bauchspeicheldrüse zerstört, und so zu Symptomen der Zuckerkrankheit bei den Ratten führt. Durch mehrere Blutproben in den folgenden Tagen wird dies bestätigt. Kontrolltiere bekommen eine harmlose Substanz gespritzt.

Drei Ratten bekommen täglich 7 Tage lang Angiotensin II verabreicht, ein Hormon, das Bluthochdruck verursacht. Kontrolltiere bekommen eine harmlose Substanz.

Weiteren Ratten wird unter Isofluran-Narkose die Rückenhaut zwischen den Schultern aufgeschnitten und eine Mikropumpe unter die Haut implantiert. Mit dieser Pumpe wird vier Tage lang eine Nitroglyzerin-Lösung infundiert, eine Substanz, die die Blutgefäße weitet. Einige Kontrolltiere erhalten eine harmlose Lösung. Nach 8 Wochen (Gruppe 1), 7 Tage (Gruppe 2) und 4 Tage (Gruppe 3) werden die Tiere mit einer Überdosis eines Narkosemittels getötet, ihr Zwerchfell und Aorta werden für Analysen der Zellbestandteile entnommen.

Diese Arbeit wurde von den Boehringer Ingelheim Fonds und dem Deutschen Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung finanziell unterstützt.

Bereich: Biochemie, Stoffwechselphysiologie, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Comparison of mitochondrial superoxide detection ex vivo/in vivo by mitoSOX HPLC method with classical assays in three different animal models of oxidative stress

Autoren: Sanela Kalinovic (1), Matthias Oelze (1), Swenja Kröller-Schön (1), Sebastian Steven (1), Ksenija Vujacic-Mirski (1), Miroslava Kvandová (1), Isabella Schmal (1), Ahmad Al Zuabi (1), Thomas Münzel (1,2), Andreas Daiber (1,2)*

Institute: (1) Zentrum für Kardiologie, Labor für Molekulare Kardiologie, Universitätsmedizin Mainz, 55131 Mainz, (2) Standort Rhein-Main, Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Langenbeckstr. 1, 55131 Mainz

Zeitschrift: Antioxidants 2019; 8(11): 514. doi:10.3390/antiox8110514

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5090

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Genehmigungsnummer 84-02.04.202016.A071) genehmigt. Es werden 60 Wildmeerschweinchen-Jungtiere verwendet. Die Tiere stammen aus institutseigener Zucht des Lehrstuhls für Verhaltensforschung der Universität Bielefeld. Ein Mikrochip wird zur Erkennung der einzelnen Tiere unter die Haut im Schulterbereich implantiert. Die Tiere werden in 24 Gruppen gehalten. Während der Verhaltenstests werden die Tiere einzeln in je 0,8 m2 große Käfige gesetzt. Vier Männchen zeigen ein höheres Aggressionsniveau und werden dauerhaft einzeln gehalten. Im Alter von ca. 33 Tage werden die Meerschweinchen in zwei gleich große Gruppen aufgeteilt. Die erste Gruppe (CORT) bekommt Cortisol, ein Stresshormon, drei Wochen lang mit dem Futter, um eine chronische Stressreaktion nachzuahmen. Die zweite Gruppe (Kontroll-Gruppe) bekommt kein Cortisol. Die Tiere werden täglich so lange einzeln gehalten bis sie die geplante Menge an Futter gegessen haben. In sechs Fällen bleiben die Tiere über Nacht im Einzelkäfigen.

Eine Woche nach dem Ende der Cortisol-Verabreichung werden fünf Verhaltenstests mit allen Tieren gemacht. Diese Versuchsreihe wird ein und zwei Monaten später wiederholt. Für den ersten Verhaltenstest werden die Meerschweinchen für eine Stunde mit einem neuen Gegenstand im Käfig konfrontiert und es wird gemessen, wie oft sie den Gegenstand innerhalb von 15 Minuten berühren. Für den zweiten Test werden die Tiere für 5 Stunden einzeln in einem neuen Käfig gesperrt. Danach öffnet sich eine Tür zu einem weiteren Käfig und die Tiere haben drei weitere Stunden, um den ersten und zweiten Käfig zu erkunden. Bei dem dritten Verhaltenstest werden die Meerschweinchen für 30 Sekunden auf den Rücken gelegt. Es wird gemessen, wie lange die Tiere kämpfen und versuchen, sich aus dieser unnatürlichen Position zu befreien. Für den vierten Test wird jedes Tier für eine Minute auf die Hand eines Forschers gesetzt und es wird gemessen, wie sie mit dieser stressvollen Situation umgehen. Im fünften Verhaltenstest werden zwei Tiere des gleichen Geschlechts, die einander vorher nicht begegnet sind, in einen Käfig gesetzt. Es wird beobachtet, ob die Tiere aggressiv (Körperhaltung, Verfolgung, Zähneklappern, Angriffe, Beißen), freundlich (Berührung, Schnüffeln) oder neutral (Begegnung vermeiden) miteinander umgehen. In zwei Fällen wird der Versuch frühzeitig unterbrochen, da die Tiere sehr heftig miteinander kämpfen.

Eine Woche nach jeder Versuchsreihe wird Blut von einem Tier aus jedem Käfig entnommen. Dazu wird eine Vene am Ohr des Tieres durchgestochen und die Blutprobe mittels einer Glaskapillare entnommen. Nach den Versuchen werden die Tiere zurück an den Lehrstuhl für Verhaltensforschung geben.

Diese Arbeit wurde von der Leopoldina Postdoc Stiftung finanziell unterstützt.

Bereich: Verhaltensforschung, Hormonforschung

Originaltitel: Cortisol during adolescence organises personality traits and behavioural syndromes

Autoren: Anja Guenther (1,2)*, Ton A.G.G. Groothuis (2), Oliver Krüger (1), Vivian C. Goerlich-Jansson (3)

Institute: (1) Lehrstuhl für Verhaltensforschung, Fakultät für Biologie, Morgenbreede 45, 33615 Bielefeld, (2) GELIFES – Groningen Institute for Evolutionary Life Sciences, University of Groningen, Niederlande, (3) Department of Animals in Science and Society, Utrecht University, Utrecht, Niederlande

Zeitschrift: Hormones and Behavior 2018; 103: 129-139

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5089

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Genehmigungsnummer 84 02.05.40.17.009) genehmigt. Es werden 15 männliche Zebrafinken, die 10-Tage alte Küken haben, verwendet. Die Tiere stammen aus institutseigener Zucht des Lehrstuhls für Verhaltensforschung der Universität Bielefeld und die Experimente werden vor Ort durchgeführt. Die Tiere werden bis zum Tag des Experiments zusammen mit ihren Weibchen und Küken gehalten.

Am Tag des Experiments werden jeweils zwei bis drei Küken für eine halbe Stunde in eine Socke gesteckt und danach wieder zu ihren Müttern gebracht. Die männlichen Zebrafinken werden einzeln in einem Käfig untergebracht. Ein kleines Stück Alufolie wird als Reflektor auf den Köpfen der Tiere befestigt, um später die Kopfbewegungen registrieren zu können. Acht Tiere werden mittels eines Lüftungssystems eine Stunde lang dem Geruch der Socke, in der ihre eigenen Küken waren, ausgesetzt. Die restlichen sieben Tiere bekommen den Geruch einer sauberen Socke. Die Finken werden mittels einer Kamera beobachtet und es wird gezählt, wie häufig sie ihren Kopf nach links oder rechts bewegen. Eine Stunde nach Beginn der Geruchseinleitung werden die Tiere getötet, indem ihnen ein starkes Betäubungsmittel in einen Muskel und eine weitere Lösung ins Herz gespritzt werden. Ihre Gehirne werden für weitere Analysen in Scheiben geschnitten.

Die Arbeit wurde durch ein Freigeist-Stipendium der Volkswagen Stiftung finanziell unterstützt.

Bereich: Verhaltensforschung, Sinnesphysiologie, Hirnforschung, Neurobiologie, Neurobiochemie

Originaltitel: Social odour activates the hippocampal formation in zebra ?nches (Taeniopygia guttata

Autoren: Sarah Golüke (1), Hans-Joachim Bischof (1), Jacob Engelmann (2), Barbara A. Caspers (1), Uwe Mayer (3)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Verhaltensforschung, Fakultät für Biologie, Universität Bielefeld, Morgenbreede 45, 33615 Bielefeld, (2) AG Active Sensing, Universität Bielefeld, Bielefeld, (3) Center for Mind/Brain Sciences, University of Trento, Rovereto, Italien

Zeitschrift: Behavioural Brain Research 2019; 364: 41-49

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5088

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Genehmigungsnummer 8.87-50-10.34.08.033) genehmigt. Es werden sechs weibliche Bentheimer Schafe im Alter von 12 bis 18 Monate verwendet. Die Herkunft der Tiere wird nicht erwähnt.

Zwei der Tiere wurden mittels Kaiserschnitt zur Welt gebracht und 12 Monate lang aufgezogen, bis sie in den Experimenten eingesetzt werden. Das Nabelschnurblut dieser Tiere wird eingefroren. Alle 6 Schafe bekommen ein Schmerzmittel, werden in Narkose gelegt und künstlich beatmet. Ihr rechtes Hinterbein wird geschoren, die Haut und die weichen Gewebe werden aufgeschnitten und ein 2 cm-langes Stück ihres Schienbeins wird mit einer Säge herausgeschnitten und entfernt.

Die Schafe werden in drei Gruppen mit je zwei Tieren eingeteilt: Der ersten Gruppe (Test-Gruppe) wird ein mit Nabelschnurblutzellen besiedeltes Gerüst aus Rinderknochen in die Lücke des Schienbeins eingesetzt. Die Nabelschnurblutzellen stammen dabei von dem seit der Geburt aufbewahrten und aufgetauten Blut desselben Schafes. Die zweite Gruppe (HA-Gruppe) bekommt ein Gerüst ohne Zellen. Bei der dritten Gruppe wird die Lücke leer gelassen.

Um die Knochenenden in der richtigen Position zu halten, wird ein sogenannter Fixateur externe angelegt. Dazu werden 6 in das Schienbein gebohrte Nägel außen mit einem Metallgerüst zusammengeschraubt. Die Tiere bekommen drei Tage nach der Operation Schmerzmittel.

Bei Tieren aller Gruppen entstehen Infektionen um die Nägel im Schienbein. Bei einem Schaf löst sich der Fixateur und das Tier muss eine Woche nach der Operation getötet werden. Zu unterschiedlichen Zeitpunkten wird der Fixateur mit einem Gerät verbunden, das einige biomechanische Eigenschaften des Knochens misst. Zu den gleichen Zeitpunkten werden Röntgenbilder von dem operierten Bein der Tiere gemacht und es werden Blutproben aus einer Beinvene genommen. Sechs Monate nach der Operation werden die Tiere mittels einer Überdosis eines Betäubungsmittels getötet.

Diese Arbeit wurde von der Christiane- und Claudia-Hempel-Stiftung, gegründet von F. W. Hempel & Co. Erze und Metalle (GmbH & Co.) KG, Oberhausen, finanziell gefördert.

Bereich: Knochenchirurgie, Biomaterial-Forschung, Unfallmedizin, Traumatologie

Originaltitel: Biomechanical stability and osteogenesis in a tibial bone defect treated by autologous ovine cord blood cells—a pilot study

Autoren: Monika Herten (1), Christoph Zilkens (2), Fritz Thorey (3), Tjark Tassemeier (1), Sabine Lensing-Höhn (2), Johannes C. Fischer (4), Martin Sager 5, Rüdiger Krauspe (2), Marcus Jäger (1)*

Institute: (1) Zentrum für Orthopädie und Unfallchirurgie, Universitätsklinikum Essen, Hufelandstasse 55, 45147 Essen, (2) Klinik für Orthopädie und Unfallchirurgie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (3) Internationales Zentrum für Hüft-, Knie- und Fußchirurgie, Sporttraumatologie ATOS-Klinik Heidelberg, Heidelberg (4) Institut für Transplantationsdiagnostik und Zelltherapeutika (ITZ), Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (5) Tierversuchsanlage, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf

Zeitschrift: Molecules 2019; 24(2): 295

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5087

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Landesdirektion Sachsen (TVV-35/2016 und TVV-52/2015) genehmigt. Es werden sowohl Jungtiere, als auch erwachsene Zebrafische verwendet. Fünf Tage alte Zebrafisch-Jungtiere werden genetisch verändert, damit sie wichtige Gehirnzellen nicht ausbilden können. Diese Fische werden verschiedenen Kombinationen an Substanzen und Giften ausgesetzt, die die Nervenzellen, die ihre Muskeln in Bewegung setzen, schädigen. Die Tiere werden auf nicht genannte Weise getötet. Die erwachsenen Zebrafische werden durch eine Lösung betäubt. Mit einer spitzen Nadel wird ein Loch in ihren Schädel gestochen. Eine Glaskanüle wird durch dieses Loch in das Gehirn der Tiere geführt und Substanzen, die Alzheimer-ähnliche Symptome verursachen sollen, werden injiziert. Nach sieben Tage werden die Fische auf nicht genannte Weise getötet und ihre Gehirne werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde finanziell unterstützt vom DFG-Research Center, der Max-Planck-Gesellschaft, dem Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), dem EU-Förderprogramm Horizon 2020 und dem EU Programm Neurodegenerative Disease Research (JPND).

Bereich: Alzheimer-Forschung, Neurologie, Neuropathologie, Neurobiochemie, Neuropharmakologie

Originaltitel: Dual inhibition of GSK3ß and CDK5 protects the cytoskeleton of neurons from neuroinflammatory-mediated degeneration in vitro and in vivo

Autoren: Lydia Reinhardt (1,2), Susanne Kordes (2,3), Peter Reinhardt (1,2,11), Michael Glatza (1,2), Matthias Baumann (3), Hannes C.A. Drexler(4), Sascha Menninger (3), Gunther Zischinsky (3), Jan Eickhoff (3), Claudia Fröb (1), Prabesh Bhattarai (1,5), Guruchandar Arulmozhivarman (1), Lara Marrone (1), Antje Janosch (6), Kenjiro Adachi (2), Martin Stehling (2), Eric N. Anderson (7,8), Masin Abo-Rady (1), Marc Bickle (6), Udai Bhan Pandey (7,8,9), Michell M. Reimer (1), Caghan Kizil (1,5), Hans R. Schöler (2,10), Peter Nussbaumer (3), Bert Klebl (3), Jared L. Sterneckert (1,2)*

Institute: (1) DFG-Zentrum für Regenerative Therapien Dresden (CRTD), Technische Universität Dresden, Fetscherstr. 105, 01307 Dresden, (2) Abteilung Zell- und Entwicklungsbiologie, Max-Planck-Institut für molekulare Biomedizin, Röntgenstrasse 20, 48149 Münster, (3) Lead Discovery Center GmbH, Dortmund, (4) Bioanalytische Massenspektrometrie, Max-Planck-Institut für molekulare Biomedizin, Münster, (5) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen in der Helmholtz-Gesellschaft, Dresden, (6) Max-Planck-Institut für molekulare Zellbiologie und Genetik, Dresden, (7) Department of Pediatrics, Division of Child Neurology, Children’s Hospital of Pittsburgh, University of Pittsburgh School of Medicine, Pittsburgh, USA, (8) Department of Human Genetics, University of Pittsburgh Graduate School of Public Health, Pittsburgh, USA, (9) Department of Neurology, University of Pittsburgh School of Medicine, Pittsburgh, USA, (10) Medizinische Fakultät, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (11) AbbVie Deutschland GmbH & Co. KG, Neuroscience Discovery, Ludwigshafen

Zeitschrift: Stem Cell Reports 2019; 12(3): 502-517

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5086

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Baden-Württemberg (Referenznummer 35/9185.81–3/ 940) und vom Thüringer Landesamt für Lebensmittelsicherheit und Verbraucherschutz (Referenznummern 03–053/16 und 03–061/16) genehmigt. Die Mäuse entstammen der EUCOMM Collection (München) und der hauseigenen Zucht des Fritz-Lipmann-Instituts in Jena.

Um die Tumor-bildenden Eigenschaften menschlicher Zelllinien zu untersuchen, werden diese Mäusen, die an einem geschwächten Immunsystem leiden, im Alter von 4-6 Wochen an 4 Stellen unter die Rückenhaut gespritzt. Es wird einmal wöchentlich geprüft, ob Tumore bei den Tieren gewachsen sind. Bei allen Tieren bilden sich Tumore aus. Die Überlebenskurven zeigen, dass die Mäuse nach ca. 15 - 40 Tagen sterben.

In einem weiteren Versuch werden gentechnisch veränderte Mäuse „hergestellt“. Die sicherlich große Zahl an Tieren, die an dieser Stelle für die Züchtung eingesetzt und getötet wurden, wird nicht genannt. Es wird ein Gen herunterreguliert, das im Zusammenhang mit der Krebsentstehung stehen soll. Es wird erwartet, dass diese Mäuse eine geringere Überlebensrate aufweisen, da sie Lymphdrüsenkrebs (Lymphome) mit Tochtergeschwulsten ausbilden. Um den gesundheitlichen Zustand der Mäuse zu überprüfen, werden sie die ersten 18 Monate lang monatlich gewogen und danach wöchentlich. Die Mäuse werden durch eine Überdosis CO2 getötet, sobald sie mehr als 15% ihres Körpergewichts innerhalb von 2 Wochen verlieren oder einen mindestens 2 mm großen Mastdarmvorfall erleiden oder einen sichtbaren Tumor ausbilden. Die Überlebenskurven dieser Tiere zeigen, dass sie nach ca. 10 bis 30 Monaten aufgrund dieser Kriterien getötet werden. Bei den gentechnisch veränderten Tieren entwickeln 88% der Mäuse Tumore (Lymphome). Tiere, bei denen das Gen nicht runterreguliert ist, entwickeln zu 73% keine Tumore, zu 21% Lymphome und zu je ca. 2% Tumore der Haut, der Leber und der Eierstöcke. Nach der Tötung werden den Mäusen diverse Organe entnommen und untersucht.

Die Versuche wurden finanziert von der Erich und Gertrud Roggenbuck Stiftung, der Deutschen Krebshilfe, der Europäischen Union und der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG).

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Aneuploidy-inducing gene knockdowns overlap with cancer mutations and identify Orp3 as a B-cell lymphoma suppressor

Autoren: Sospeter N. Njeru (1,8), Johann Kraus (2), Jitendra K. Meena (1,9), André Lechel (3), Sarah-Fee Katz (3), Mukesh Kumar (4), Uwe Knippschild (5), Anca Azoitei (4), Felix Wezel (4), Christian Bolenz (4), Frank Leithäuser (6), André Gollowitzer (7), Omid Omrani (1), Christian Hoischen (1), Andreas Koeberle (7,10), Hans A. Kestler (2)*, Cagatay Günes (4)*, K. Lenhard Rudolph (1)*

Institute: (1) Leibniz-Institut für Alternsforschung - Fritz-Lipmann-Institut e.V. (FLI), Beutenbergstraße 11, 07745 Jena, (2) Institut für medizinische Systembiologie, Universität Ulm, Albert-Einstein-Allee 11, 89081 Ulm, (3) Klinik für Innere Medizin I, Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (4) Klinik für Urologie, Universitätsklinikum Ulm, Albert-Einstein-Allee 23, 89081 Ulm, (5) Klinik für Allgemein- und Viszeralchirurgie, Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (6) Institut für Pathologie, Universität Ulm, Ulm, (7) Institut für Pharmazie, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena, (8) Aktuelle Adresse: Paul-Ehrlich-Institut, Abteilung Immunologie, Langen, (9) Aktuelle Adresse: Baylor College of Medicine, Houston, Texas, USA, (10) Aktuelle Adresse: Michael Popp Research Institute, University of Innsbruck, Innsbruck, Österreich

Zeitschrift: Oncogene 2019; 39(7): 1445-1465

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5085