Versuchsbeschreibung: Die männlichen Mäuse stammen von Charles River Laboratories in Sulzfeld. In einem ersten Experiment werden vier Gruppen von je 8 Mäusen gebildet. Sie bekommen am Tag ihrer Ankunft und 2 x im Abstand von 7 Tagen entweder eine Kochsalzlösung oder das mittels Hitze abgetötete Bakterium Mycobacterium vaccae in die Nase gesprüht. Ab dem letzten Behandlungstag werden die Tiere einzeln gehalten. 7 Tage später wird die Hälfte der Tiere (mit oder ohne Mycobacterium-Behandlung) in Gruppen von je 4 Mäusen für 20 Tage mit einem fremden, sehr dominanten Männchen zusammengesetzt. Um Gewöhnung zu vermeiden, erfolgt nach 8 und 15 Tagen ein Umsetzen der Tiere zu einem neuen dominanten Männchen. So soll ein chronischer psychosozialer Stress simuliert werden, der beim Menschen zu Dickdarmentzündung und Posttraumatischem Stresssyndrom (PTSD) führen kann. Die für diese Konfrontation genutzten dominanten Männchen entstammen einer Zuchtlinie, die genetisch bedingt bereits sehr aggressiv sind. Dominante Mäuse, die die rangniederen Mäuse in Vortests beißen, werden für die eigentlichen Versuche nicht eingesetzt.

Am Tag 19 wird bei allen Tieren für 5 Minuten der sogenannte Elevated Plus Maze Test durchgeführt. Hier wird eine Maus in ein erhöhtes Plus-förmiges Labyrinth mit zwei offenen und zwei geschlossenen Armen gesetzt. Mäuse, die sich eher in den geschützten, geschlossenen Bereichen aufhalten, gelten als ängstlich. Am 20. Tag müssen alle Tiere einen „Open-Field-/Novel Object-Test“ durchlaufen, um ebenfalls die Ängstlichkeit der Tiere zu bewerten. Dabei wird eine Maus zu einem runden Objekt in eine Box gesetzt und es wird beobachtet ob sie sich neugierig dem Objekt nähert oder ängstlich am Rand aufhält. Am nächsten Tag erfolgt der sogenannte Social preference/avoidance test. Hier werden die Tiere in eine Box gesetzt, in die ein Käfig mit einer unbekannten männlichen Maus gesetzt wird. Es wird wieder gemessen, wie häufig und wie nah die jeweilige Maus diesem Käfig kommt. Direkt nach diesem Test werden die Mäuse einzeln gehalten und bekommen für 7 Tage eine Substanz über das Trinkwasser verabreicht, die zu starken und extrem schmerzhaften Entzündungen des Dickdarms führt. Nach diesen 7 Tagen werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet und Darm bzw. Lymphknoten für weitere Untersuchungen entnommen.

In einer zweiten Versuchsreihe werden ebenfalls insgesamt 32 Tiere eingesetzt, allerdings direkt einzeln gehalten. Ansonsten ist der Versuchsablauf wie oben beschrieben.

Die Studie wird finanziert durch The Office of Naval Research (Behörde, die Wissenschafts- und Technologie-Programme der US Navy und der Marine Corps koordiniert, ausführt und fördert, Genehmigungsnummer N00014-17-S-B001).

Bereich: Stressforschung, Entzündungsforschung, Psychiatrie

Originaltitel: Intranasal Mycobacterium vaccae administration prevents stress-induced aggravation of dextran sulfate sodium (DSS) colitis

Autoren: Mattia Amorosoa (1), Elena Kemptera (1), Tasnim Eleslamboulya (1), Christopher A. Lowry (2,3,4,5), Dominik Langgartnera (1), Stefan O. Reber (1)*

Institute: (1) Sektion Molekulare Psychosomatik, Psychosomatische Medizin und Psychotherapie, Universitätsklinikum Ulm, Albert-Einstein-Allee 23, 89081 Ulm, (2) Department of Integrative Physiology, Center for Neuroscience, and Center for Microbial Exploration, University of Colorado Boulder, USA, (3) Department of Physical Medicine & Rehabilitation and Center for Neuroscience, University of Colorado Anschutz Medical Campus, Aurora, USA, (4) Veterans Health Administration, Rocky Mountain Mental Illness Research Education and Clinical Center (MIRECC), The Rocky Mountain Regional Medical Center, Aurora, USA, (5) Military and Veteran Microbiome: Consortium for Research and Education (MVM-CoRE), Aurora, USA

Zeitschrift: Brain, Behavior, and Immunology 2019; 80: 595-604

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5043

Versuchsbeschreibung:

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Originaltitel:

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Art der Veröffentlichung:

Dokumenten-ID: 5042

Versuchsbeschreibung: Die Genehmigung der Versuche erfolgt durch die Regierungsbehörde in Tübingen (TVA Nr-1187, TVA Nr-1255, TVA-Nr-1194, O-197, TVA Nr-1087). Ein Teil der Mäuse wird von Jackson Laboratories, Bar Harbour, USA, bezogen. Außerdem werden für die Studie speziell gentechnisch veränderte Mäuseembryonen „hergestellt“ und zum Austragen in scheinschwangere Mäuse eingepflanzt. Anschließend erfolgen verschiedene Verpaarungen mit Tieren, die jeweils bestimmte genetische Veränderungen aufweisen, um Nachwuchs zu erhalten, der ganz spezielle Genzusammensetzungen aufweist.

In der eigentlichen Studie werden mit diesem Nachwuchs oder anderen Mäusen bzw. Schweinen verschiedene Einzelversuche durchgeführt:

8 Wochen alte Mäuse, die aufgrund ihrer genetischen Veränderungen zu viel eines bestimmten Enzyms bilden, das zur Zerstörung der Darmwand führt, bekommen – um diese krankhafte Reaktion noch zu verstärken – ein Antibiotikum in die Bauchhöhle gespritzt. Kontrolltiere erhalten Kochsalzlösung gespritzt. Einige Stunden später wird ihre Bewegungsaktivität im Käfig sowohl während einer Dunkel- und einer Licht-Phase gemessen. Was danach mit den Tieren geschieht, wird nicht erwähnt. Allerdings gibt es Ergebnisse aus Blut- und Organ-Untersuchungen 0, 12 bzw. 24 Stunden nach der Behandlung mit dem Antibiotikum, so dass eine bestimmte Anzahl an Tieren vermutlich zu den jeweiligen Zeitpunkten getötet wird. Außerdem verstirbt laut Autoren die Mehrheit der Tiere kurz nach dem Spritzen des Antibiotikums. Viele der überlebenden Mäuse zeigen starke Hinweise auf eine Blutvergiftung wie abfallende Körpertemperatur, Abmagerung, Blutarmut und insgesamt veränderte Blutwerte.

Bei anderen Tieren wird künstlich eine akute, extrem schmerzhafte Entzündung des Dickdarms erzeugt. Dafür müssen sie entweder einen bestimmten Stoff über das Trinkwasser zu sich nehmen oder bekommen eine in Alkohol gelöste Chemikalie direkt in den Darm gespritzt. Beide Substanzen führen zur Zerstörung der Darmschleimhaut und zu Immunreaktionen des Körpers. Im Anschluss bekommen sie weitere 7 Tage lang die darmschädigende Substanz über das Trinkwasser verabreicht und werden am 8. Tag auf nicht genannte Weise getötet.

Eine Gruppe Mäuse erhält ein bereits bei Menschen mit chronischen Darmentzündungen eingesetztes Medikament in die Vene gespritzt. 24 Stunden danach bekommen sie ein Antibiotikum oder Kochsalzlösung in die Bauchhöhle injiziert. Wieder 24 Stunden später werden sie getötet.

Unter Narkose werden 8-9 Wochen alte Mäuse in Rückenlage auf einer Platte fixiert. Eine Druckwelle wird auf den Brustkorb gerichtet und führt zu einer beidseitigen Lungenquetschung. Außerdem werden bei den Tieren zum Nachstellen eines Mehrfachtraumas künstlich ein Schädel-Hirn-Trauma und ein Bruch des Oberschenkelknochens ausgelöst. Wie das genau erfolgt, soll in einer anderen Studie nachzulesen sein. Allerdings stimmt die genannte Quelle nicht. Zur Induktion eines Blutungsschocks (Schock aufgrund sehr starken Blutverlustes) wird einem Teil der Mäuse mit Mehrfachtrauma zusätzlich über einen Katheter so viel Blut abgenommen, dass der Blutdruck bis auf einen bestimmten Wert stark absinkt. 4 Stunden nach dem Mehrfachtrauma werden die Tiere durch Blutentzug aus dem Herzen getötet. Kontrolltiere werden in Narkose gelegt, aber ohne Mehrfachtrauma und Blutentzug.

Schweinen wird unter Narkose über einen Katheter 30 % ihres gesamten Blutes entzogen. Was weiter mit den Tieren geschieht, wird nicht erwähnt. Allerdings gibt es Ergebnisse aus feingeweblichen Untersuchungen des Darms, so dass sie vermutlich ebenfalls getötet werden.

Einer Gruppe von Mäusen wird in Narkose der Bauch aufgeschnitten und der Blinddarm abgebunden. Anschließend wird in diesen ein Loch gebohrt, so dass Darminhalt in die Bauchhöhle gelangt. Dadurch kommt es zu einer schmerzhaften Bauchfellentzündung. Die Bauchwunde wird verschlossen, die Tiere bekommen Schmerzmittel und werden in den nächsten Stunden beobachtet. Wieder erfolgt keine Erwähnung auf den weiteren Verbleib der Mäuse.

Ein Teil der Mäuse wird getötet, um aus Darmstücken kleine Mini-Därme herzustellen.

Die Arbeit wird gefördert vom Sonderforschungsbereich 1149 (Projekt A6), DFG, Forschungskern SyStaR, Böhringer Ingelheim Ulm University Biocenter, NDIMED-Verbund PancChip, Deutsche Krebshilfe, Fritz-Thyssen Stiftung.

Bereich: Entzündungsforschung, Schockforschung, Sepsisforschung

Originaltitel: Thirty-eight-negative kinase 1 mediates traumainduced intestinal injury and multi-organ failure

Autoren: Milena Armacki (1), Anna Katharina Trugenberger (1), Ann K. Ellwanger (1), Tim Eiseler (1), Christiane Schwerdt (2), Lucas Bettac (1), Dominik Langgartner (3), Ninel Azoitei (1), Rebecca Halbgebauer (4), Rüdiger Groß (1), Tabea Barth (1), André Lechel (1), Benjamin M. Walter (1), Johann M. Kraus (5), Christoph Wiegreffe (6), Johannes Grimm (7), Annika Scheffold (8), Marlon R. Schneider (9), Kenneth Peuker (10), Sebastian Zeißig (10), Stefan Britsch (6), Stefan Rose-John (11), Sabine Vettorazzi (12), Eckhart Wolf (9), Andrea Tannapfel (13), Konrad Steinestel (14), Stefan O. Reber (3), Paul Walther (15), Hans A. Kestler (5), Peter Radermacher (16), Thomas F.E. Barth (7), Markus Huber-Lang (4), Alexander Kleger (1), Thomas Seufferlein (1)*

Institute: (1) Klinik für Innere Medizin I, Universitätsklinikum Ulm, Albert-Einstein-Allee 23, 89081 Ulm, (2) Waldkrankenhaus “Rudolph Elle” Eisenberg, Lehrstuhl für Orthopädie Uniklinik Jena, Jena, (3) Sektion Molekulare Psychosomatik, Psychosomatische Medizin und Psychotherapie, Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (4) Institut für Klinische und Experimentelle Trauma-Immunologie (ITI), Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (5) Institut für Medizinische Systembiologie, Universität Ulm, Ulm, (6) Institut für Molekulare und Zelluläre Anatomie, Universität Ulm, Ulm, (7) Institut für Pathologie, Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (8) Klinik für Innere Medizin III, Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (9) Genzentrum München, LMU München, München, (10) Center for Regenerative Therapies Dresden (CRTD), TU Dresden, Dresden, (11) Biochemisches Institut, CA Universität Kiel, Kiel, (12) Institut für Molekulare Endokrinologie der Tiere, Universität Ulm, Ulm, (13) Institut für Pathologie, Ruhr Universität Bochum, Bochum, (14) Institut für Pathologie und Molekularpathologie, Bundeswehrkrankenhaus Ulm, Ulm, (15) Zentrale Einrichtung Elektronenmikroskopie, Universität Ulm, Ulm, (16) Anästhesiologische Pathophysiologie und Verfahrensentwicklung, Universitätsklinikum Ulm, Ulm

Zeitschrift: The Journal of Clinical Investigation 2018; 128(11): 5056-5072

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5041

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter den Nummern G0244/16 und G0193/14 genehmigt. Die 6-8 Wochen alten, weiblichen und männlichen Ratten (Zuchtlinie Wistar) werden von Janvier Labs bezogen. Zur Bestimmung der für die Hauptversuche benötigten Zyklusphase werden bei den weiblichen Ratten täglich Scheidenspülungen durchgeführt. Bei so einer Spülung wird sehr wahrscheinlich ohne Narkose Flüssigkeit in die Scheide gespritzt und anschließend wieder aufgefangen, um die enthaltenen Zellen untersuchen zu können.

Für den eigentlichen Versuch werden die Tiere in Narkose gelegt und der Kopf wird fixiert, indem die Ohren in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen festgeschraubt werden. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten und über einem bestimmten Hirnareal ein etwa 4 x 4 mm großes Stück Schädelknochen entfernt. Anschließend wird abgewartet, bis die Narkose nur noch schwach wirkt, was der Fall ist, wenn die Tiere ihre Schnurrhaare bewegen. Durch das Loch im Kopf wird eine Elektrode bis in einen bestimmten Hirnbereich vorgeschoben, der für die Verarbeitung von sexuellen Stimuli zuständig ist. Danach wird über die Elektrode dieser Bereich mit elektrischen Impulsen aktiviert und gleichzeitig Körperbewegungen und –reaktionen der Tiere, die für Paarungsverhalten typisch sind, dokumentiert, z.B. Penis-, bzw. Klitorisbewegungen. Sobald das der Fall ist, wird an der Stelle, an der sich die Elektrode zu dem Zeitpunkt im Gehirn befindet, eine Verletzung gesetzt und die Tiere getötet, indem Formaldehyd ins Herz gespritzt wird. Danach werden die Gehirne für feingewebliche Untersuchungen entfernt.

8 Wochen alte weibliche und männliche Ratten werden in dergleichen Weise operiert. Danach bekommen sie eine Flüssigkeit in eine bestimmte Region des Gehirns gespritzt, die der Sichtbarmachung der Signalwege von Nerven dient. Anschließend wird das Schädeldach mit Silikon und Zahnzement wieder verschlossen. 7 Tage nach dem Eingriff werden die Tiere in Narkose gelegt und durch Formaldehydinjektion ins Gehirn getötet. Auch ihre Gehirne werden für feingewebliche Untersuchungen entfernt.

Die Arbeit wurde unterstützt durch die Humboldt-Universität zu Berlin, das Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und NeuroCure.

Bereich: Hirnforschung

Originaltitel: Physiological and anatomical outputs of rat genital cortex

Autoren: Constanze Lenschow (1,2)*, Michael Brecht (1,3)*

Institute: (1) Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin, Philippstr. 13, Haus 6, 10115 Berlin, (2) Aktuelle Adresse: Champalimaud Centre for the Unknown, Avenida Brasília, Lissabon, Portugal, (3) NeuroCure Exzellenzcluster, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin

Zeitschrift: Cerebral Cortex 2018; 28: 1472-1486

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5040

Versuchsbeschreibung: Die männlichen Mäuse werden von Charles River, Sulzfeld, erworben. Es handelt sich um eine gängige Zuchtlinie („Experiment“-Mäuse) sowie um eine Zuchtlinie mit größeren und aggressiveren Tieren („Aggressor“-Maus). Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen (Nr. 1216, 1219, 1195) genehmigt. Nach Ankunft werden alle Mäuse zunächst eine Woche lang einzeln gehalten.

Bei einigen Mäusen wird zunächst unter Narkose ein Herzfrequenzmessgerät in die Bauchhöhle einoperiert, das auch die Bewegungsaktivität misst. Dazu wird der Bauch aufgeschnitten. Zwei Elektroden werden von dem Gerät unter der Haut bis in der Nähe des Schlüsselbeins bzw. der Rippe verlegt. Der Bauch wird wieder zugenäht.

Eine Woche später starten die Experimente. Dies ist der Zeitpunkt „Tag 1“, an dem jeweils 4 „Experiment“-Mäuse 19 Tage lang mit einer „Aggressor“-Maus in einem Käfig gehalten werden. Während dieser Zeit stehen die „Experiment“-Mäuse unter ständigem Stress, da die „Aggressor“-Maus permanent die „Experiment“-Mäuse durch ihr aggressives Verhalten unterdrückt und somit psychosozialer Stress ausgelöst werden soll (rangniedere Kolonie-Haltung). Damit sich die jeweils zusammen gehaltenen Mäuse nicht aneinander gewöhnen, werden die „Experiment“-Mäuse nach 8 und 15 Tagen zu einer neuen, fremden Aggressor-Maus in den Käfig gesetzt, damit das Stresslevel nicht abflaut.

Nach 20 Tagen werden zwei Gruppen mit 14 bzw. 16 Tieren nach CO2-Betäubung geköpft, um Herz, Torso-Blut, Nebennieren, Thymus und Gewebe zu entnehmen, mit denen verschiedene Untersuchungen durchgeführt werden.

Mit den 31 „Experiment“-Mäusen wird nach 19 Tagen rangniederer Kolonie-Haltung der „Open field / Novel object“-Test (Offenes Feld / neues Objekt) gemacht. Die Maus wird mit einem Objekt in eine Kiste gesetzt und es wird beobachtet, ob sie das Objekt neugierig beschnuppert oder sich eher ängstlich an den Wänden aufhält. Am nächsten Tag nach diesem Test werden 8 der „Experiment“-Mäuse in einen Käfig gesetzt, in dem sie durch eine Plexiglasscheibe von der „Aggressor“-Maus getrennt sind, diese aber sehen, riechen und hören können. Bei einer weiteren Gruppe von 8 Tieren erfolgt die Trennung mit einer undurchsichtigen Trennscheibe, so dass sie die „Aggressor“-Maus riechen und hören, aber nicht sehen können. Die letzte Gruppe von 9 Tieren wird einzeln gehalten ohne jeglichen Kontakt zu einer „Aggressor“-Maus.

In dieser Zeit, also ab Tag 20, wird die Herzfrequenz aller „Experiment“-Mäuse aufgezeichnet, bis sie an Tag 49 dem SPAT (Soziale Präferenz und Vermeidungstest) unterzogen werden. Dazu werden die „Experiment“-Mäuse in eine Kiste mit einem Drahtkäfig mit einer unbekannten „Aggressor“-Maus gesetzt. Die Bewegungen der „Experiment“-Maus werden aufgezeichnet und ausgewertet. Langes Verweilen weit ab vom Käfig in den Ecken soll auch hier ein Zeichen für soziale Ängste sein. An Tag 50 werden auch diese Mäuse nach CO2-Betäubung geköpft, um Herz, Torso-Blut, Gehirn, Nebennieren, Thymus und Gewebe zu entnehmen, mit denen verschiedene Untersuchungen durchgeführt werden.

Die Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Stressforschung, Psychologie, Psychiatrie, Verhaltensforschung

Originaltitel: Sensory contact to the stressor prevents recovery from structural and functional heart damage following psychosocial trauma

Autoren: Sandra Foertsch (1), Ina Lackner (2), Birte Weber (1), Andrea M. Füchsl (1), Dominik Langgartner (1), Eva Wirkert (1), Sebastian Peters (3), Giorgio Fois (4), Jochen Pressmar (2), Jörg M. Fegert (5), Manfred Frick (4), Harald Gündel (6), Miriam Kalbitz (2), Stefan O. Reber (1)*

Institute: (1) Sektion Molekulare Psychosomatik, Psychosomatische Medizin und Psychotherapie, Universitätsklinikum Ulm, Albert-Einstein-Alle 23, 89081 Ulm, (2) Klinik für Unfall-, Hand-, Plastische und Wiederherstellungschirurgie, Universitätsklinikum Ulm, (3) Klinik und Poliklinik für Neurologie, Universitätsklinikum Regensburg, Regensburg, (4) Institut für Allgemeine Physiologie, Universität Ulm, Ulm, (5) Kinder- und Jugendpsychiatrie / Psychotherapie, Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (6) Psychosomatische Medizin und Psychotherapie, Universitätsklinikum Ulm, Ulm

Zeitschrift: Brain, Behavior, and Immunity 2019; 80: 667-677

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5039

Versuchsbeschreibung: Es werden 3 männliche Rhesusaffen im Alter von 13, 11 und 11 Jahren ungenannter Herkunft verwendet. Betont wird, dass die Affen an die Laborprozesse gewöhnt sind und bereits bei vielen anderen Projekten eingesetzt wurden.

Unter Narkose wird eine aus Acrylzement geformte Kappe mit Schrauben auf dem Schädel der Affen verankert. Die Kappe dient als Halter für einen Stecker und einen Kopfhalter. Nach der Operation werden die Affen „trainiert“ bestimmte Verhaltensweisen auszuführen. Es wird nicht erwähnt, aber üblicherweise werden die Affen für die Experimente in einem sogenannten Primatenstuhl fixiert, in dem ihr Kopf mit Hilfe des Haltebolzens über die gesamte Zeit eines Versuchs bewegungsunfähig gehalten wird.

Die Affen müssen mit den Augen einen Punkt auf einem Monitor anstarren und einen Schalter drücken. Dann erscheint an variablen Stellen des Bildschirms ein sich bewegender Balken. Der Affe darf den Blick nicht von dem Punkt wegbewegen. Verschwindet der Balken, muss das Tier den Schalter loslassen. In einem weiteren Versuch muss der Affe einen Punkt fixieren, während auf dem Bildschirm bunte Buchstaben erscheinen. Verdunkelt sich der Punkt, muss der Affe den Schalter loslassen. Die Augenbewegungen werden mit einem Video-Okulargerät aufgezeichnet, einer Art großen Brille, die die Bewegungen des Auges verfolgt.

Erwähnt wird, dass die Affen bei Ausführung der gewünschten Verhaltens Wasser oder verdünnten Fruchtsaft erhalten. Nicht erwähnt wird, dass üblicherweise die Affen über einen gewissen Zeitraum vor den Experimenten nichts zu trinken erhalten, damit sie genügend durstig sind, um die Aufgaben nach Willen der Forscher zu erfüllen.

Haben die Tiere die Aufgabe gelernt, erfolgt in einer zweiten Operation eine Schädelöffnung am Hinterkopf mit einem Ultraschallschneider. Es wird ein Stück Schädelknochen herausgeschnitten und ein Elektroden-Array (Platte mit mehreren Elektroden) wird auf die harte Hirnhaut aufgebracht, ohne sie zu durchdringen. Ein Kabel führt von den Elektroden durch ein gebohrtes Loch durch die Schädeldecke zu der Kappe. Das Schädelknochenstück wird wieder eingesetzt und mit eine Titanplatte, Knochenzement und Knochenschrauben fixiert. Ein Rahmen wird zudem in der Schädeldecke verankert, welcher als Halterung für eine Schutzhülle für den Stecker dient. Zudem werden an der Stirnseite Gegenelektroden in nicht näher beschriebener Weise implantiert.

Der eine Affe kann sich 2, der andere 5 und der dritte Affe 18 Wochen erholen, bevor sie für die Experimente eingesetzt werden. Die Affen müssen die antrainierten Verhaltensweisen ausführen, während über die auf der harten Hirnhaut liegenden Elektroden Nervenströme gemessen werden. Die Daten werden in verschiedenen Sitzungen über einen Zeitraum von bis zu mehreren Wochen gesammelt. Was danach mit den Affen passiert, ist nicht beschrieben.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, der Zentralen Forschungsförderung und der Creative Unit I-SEE der Universität Bremen sowie einem Stipendium der Studienstiftung des deutschen Volkes gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie

Originaltitel: Visual epidural field potentials possess high functional specificity in single trials

Autoren: Benjamin Fischer (1*), Andreas Schander (2), Andreas K. Kreiter (1), Walter Lang (2), Detlef Wegener (1)*

Institute: (1) Institut für Hirnforschung, Zentrum für Kognitionswissenschaften, Universität Bremen, Hochschulring 16a, 28359 Bremen, (2) Institut für Mikrosensoren, -aktoren und -systeme (IMSAS), Universität Bremen, Bremen

Zeitschrift: bioRxiv; 2019; 122(4): 1634-1648

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5038

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von dem Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz NRW genehmigt. Genmanipulierte Mäuse, die unterschiedliche genetische Veränderungen aufweisen, werden vom Jackson Laboratory (Bar Habour, Maine, USA), der University of California, San Francisco, USA, sowie vom Max-Planck-Institut für Experimentelle Medizin (Göttingen), bezogen.

3-6 Monate alte, gentechnisch veränderte Mäuse werden mit einem Narkosemittel betäubt. Mittels einer Glaspipette wird ein Gemisch in verschiedene Hirnbereiche gespritzt, welches dazu führt, dass die Nervenzellen erregt werden, wenn diese mit Licht bestrahlt werden. Über einem Bohrloch wird ein Keramikring in die Schädeldecke über den zu untersuchenden Gehirnbereich eingesetzt, durch den ein (Licht leitendes) Fiberglasstück gesteckt wird, welches mit dem Keramikring verbunden ist. An diesen Ring kann ein Glasfaserkabel angeschlossen werden, welches den Lichtreiz in die betreffenden Gehirnregionen leitet. Nach dieser Operation wird den Mäusen ein Schmerzmittel gespritzt, sie werden von da ab in Einzelkäfigen gehalten. Ein Mittel, welches die Nervenaktivität anfärbt, wird ein paar Tage vor den Verhaltensexperimenten mittels einer Glaspipette direkt in 3 Gehirnregionen gespritzt.

Dann werden die Mäuse 3 Angst-/Stresstests unterzogen und ihr Verhalten dokumentiert. Eine Maus wird auf ein erhöhtes Labyrinth („Elevated Plus Maze“) gesetzt, in dem sich geschlossene und offene Bereiche befinden. Mäuse fürchten sich von Natur aus vor offenen Flächen - je mehr Zeit ein Tier in den „sicheren“, geschlossenen Bereichen verbringt, als desto ängstlicher gilt es. Vor dem Versuch wird das Schädel-Gehirn-Implantat mit einem Glasfaserkabel verbunden und die Gehirnzellen mit Licht aktiviert. So soll untersucht werden, ob die Aktivität bestimmter Nervenzellen einen angsterhöhenden oder angsterniedrigenden Effekt hat. Hier müssen 42% der Mäuse von den Ergebnissen ausgeschlossen werden, da diese wiederholt von den offenen Stellen des Versuchsaufbaus herunterfallen.

Beim Open-Field-Test wird das Tier in eine Kiste mit einer hell erleuchteten Fläche gesetzt. Je länger es sich an den umgebenden „sicheren“ Wänden aufhält, als desto ängstlicher gilt es. Auch hier werden Lichtreize durch das Schädelimplantat in das Gehirn geleitet. Für den „Novelty-suppressed-feeding“-Test müssen die Mäuse für 24 Stunden hungern. Das Schädel-Implantat wird mittels Glasfaserkabel verbunden und die Maus in das Feld gesetzt, in dessen Mitte ein Futterpellet liegt. Je früher sich die Maus in die „ungeschützte“ Mitte des Kreises wagt und zu fressen anfängt, als umso weniger ängstlich gilt sie.

90 Minuten nach Beendigung der Verhaltensexperimente werden die Mäuse mittels einer gespritzten Überdosis Narkosemittel getötet und die Gehirne für Analysen entnommen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Angstverhaltensforschung, Hirnforschung, Neurophysiologie

Originaltitel: Enhanced activity of pyramidal neurons in the infralimbic cortex drives anxiety behaviour

Autoren: Laura Berg (1), Josephine Eckardt (2), Olivia Andrea Masseck (1,3)*

Institute: (1) Hochauflösende Fluoreszenzmikroskopie, Fakultät für Biologie und Biotechnologie, Universitätsstr. 150, Gebäude ND, Ruhr-Universität Bochum, 44801Bochum, (2) Abteilung für Systemische Neurowissenschaften, Ruhr-Universität Bochum, Bochum, (3) Synthetische Biologie, Universität Bremen, Bremen

Zeitschrift: PLOS ONE; 2019; e0210949

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5037

Versuchsbeschreibung: Zwei männliche Rhesusaffen, deren Herkunft nicht beschrieben ist, werden zunächst „trainiert“, bis sie die Experimente kennen und korrekt ausführen. Danach wird unter Narkose eine Vorrichtung als Kopfhalter sowie eine Elektrodenkammer auf dem Schädel implantiert. Diese werden mit Knochen- und Zahnzement sowie Schrauben auf dem Schädelknochen fixiert. Die Elektrodenkammer wird über ein Bohrloch im Schädelknochen über einer bestimmten Hirnregion montiert, von der aus Elektroden in das Gehirngewebe eingeführt werden können. Die Affen können sich 6 Wochen erholen, bevor sie für die Experimente eingesetzt werden.

Die Augenbewegungen werden mit einem nicht näher beschriebenen Blickerfassung-Gerät aufgezeichnet. Für die Experimente werden die Affen in einem sogenannten Primatenstuhl fixiert, in dem ihr Kopf mit Hilfe des Haltebolzens über die gesamte Zeit eines Versuchs bewegungsunfähig gehalten wird.

Die Affen müssen mit den Augen einen Punkt auf einem Bildschirm anstarren und einen Schalter drücken, wenn sie eine Veränderung in der Geschwindigkeit oder Farbveränderung des Punktes erkennen. Dabei dürfen sie sich nicht von anderen auf dem Bildschirm auftretenden Ereignissen ablenken lassen.

Nicht erwähnt wird das System, mit dem die Affen dazu gebracht werden, bei dem Versuch „mitzuarbeiten“: üblicherweise erhalten diese über einen gewissen Zeitraum vor den Experimenten nichts zu trinken und während der Versuche bei einer gewünschten Durchführung einer Verhaltensweise ein paar Tropfen Wasser verabreicht. Haben die Affen die Aufgaben gelernt, werden durch die implantierte Kammer Elektroden in das Hirngewebe eingelassen, um Nervenaktivitäten in einem bestimmten Bereich zu messen. Was danach mit den Affen passiert, wird nicht beschrieben.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, zwei zentrale Forschungsförderung-Zuwendungen der Universität Bremen sowie einem Stipendium der Studienstiftung des deutschen Volkes gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie

Originaltitel: Task-specific, dimension-based attentional shaping of motion processing in monkey area MT

Autoren: Bastian Schledde, F. Orlando Galashan, Magdalena Przybyla, Andreas K. Kreiter, Detlef Wegener*

Institute: Institut für Hirnforschung, Zentrum für Kognitionswissenschaften, Universität Bremen, Hochschulring 16a, 28359 Bremen

Zeitschrift: Journal of Neurophysiology; 2017; 118(3): 1542-1555

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5036

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Landesbehörde Sachsen (TVV 36/15) genehmigt. Da die Universität Leipzig auch als genehmigende Behörde angegeben ist, ist es zu vermuten, dass die Versuche in Leipzig durchgeführt wurden.

Es werden 85 weibliche Mäuse im Alter von 12 Wochen verwendet. Die Herkunft der Tiere ist nicht erwähnt. Unter Narkose wird bei den Mäusen der Brustkorb aufgeschnitten, um das Herz freizulegen. Bei 70 Mäusen wird ein Herzkranzgefäß, das einen Teil des Herzens mit Blut versorgt, abgebunden, sodass kein Blut mehr hindurchfließen kann, um so einen Herzinfarkt nachzubilden. 15 Mäuse dienen als Kontrolle. Ihr Brustkorb wird aufgeschnitten, aber die Blutgefäße werden nicht abgebunden.

Eine Woche nach dem operativen Eingriff wird bei den Mäusen unter Narkose eine Herz-Ultraschall-Untersuchung durchgeführt. Bei 23 der 70 Tiere, deren Blutgefäßen abgebunden wurden, beobachtet man eine mehr als 80 %ige Reduktion der normalen Herzfunktion. Herz und Lunge sind vergrößert. Nur diese Tiere (Herzinfarkt Gruppe) und die 15 Kontrolltiere werden weiter analysiert. Das Schicksal der restlichen 47 Mäuse wird nicht erwähnt. In den nächsten 9 Wochen bekommen die Kontrolltiere und 11 Tiere der Herzinfarkt-Gruppe normales Futter. Die restliche 12 Mäuse der Herzinfarkt-Gruppe bekommen in dieser Zeit eine Testsubstanz in ihr Futter. Am Ende der neunten Woche werden die Tiere wieder in Narkose gelegt und ihre Herzfunktion wird analysiert. Danach werden die Mäuse auf unbekannte Weise getötet und ihre Herzen und Zwerchfelle für weiteren Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der Fondation Leducq, der EU Initiative Horizon 2020, AFBS (A Foundation for Building Strength) und der Wilhelm-Müller-Stiftung Mannheim finanziell unterstützt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung, Herz-Kreislauf-Chirurgie, Pharmakologie

Originaltitel: Small-molecule-mediated chemical knock-down of MuRF1/MuRF2 and attenuation of diaphragm dysfunction in chronic heart failure

Autoren: Volker Adams (1)*, T. Scott Bowen (2), Sarah Werner (3), Peggy Barthel (1), Christina Amberger (3), Anne Konzer (4,5), Johannes Graumann (4,5), Peter Sehr (6), Joe Lewis (6), Jan Provaznik (6), Vladimir Benes (6), Petra Büttner (3), Alexander Gasch (7), Norman Mangner (1), Christian C. Witt (7), Dittmar Labeit (7,8) Axel Linke (1), Siegfried Labeit (7,8)

Institute: (1) Labor für experimentelle und molekulare Kardiologie, Technische Universität Dresden, Herzzentrum Dresden, Fetscherstr. 74, 01307 Dresden, (2) School of Biomedical Sciences, University of Leeds, Leeds, UK, (3) Klinik und Poliklinik für Kardiologie, Universitätsklinikum Leipzig, Herzzentrum Leipzig, Leipzig, (4) Scientific Service Group Biomolecular Mass Spectrometry, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (5) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort RheinMain, Rhein-Main, (6) European Molecular Biology Laboratory, Heidelberg, (7) Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Heidelberg, (8) Myomedix GmbH, Neckargemünd

Zeitschrift: Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle 2019; 10(5): 1102-1115

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5035

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Landesdirektion Sachsen genehmigt. Ein Teil der Tiere stammt aus institutseigener Zucht und ein Teil wird von der Versuchstierzucht Jackson Laboratory (unerwähnter Standort) bezogen. Die Tiere werden gentechnisch verändert, sodass sie bestimmte Nierenzellen oder ein wichtiges Protein in der Niere nicht produzieren können. Die 8 bis 12 Wochen alte Mäuse bekommen erst für 18 Tage im Wasser und dann noch ca. 2,5 Monate mit dem Futter ein Antibiotikum, das die Wirkung der genetischen Veränderungen stimuliert. Einen Monat nach Beginn des Experiments (der erste Tag der Antibiotikagabe) wird unter Narkose eine Niere operativ entfernt. Dazu wird die Flanke der Mäuse aufgeschnitten. Zwei Monate nach der Operation wird eine Spritze in das Herz der Tiere gestochen, um Blut zu entnehmen, gleichzeitig wird eine Kochsalzlösung in ihr Herzen injiziert, das die Tiere tötet.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und der Graduiertenakademie der TU Dresden finanziell gefördert.

Bereich: Nierenforschung, Nierenphysiologie

Originaltitel: Renin cells with defective Gsa/cAMP signaling contribute to renal endothelial damage

Autoren: Anne Steglich (1), Friederike Kessel (1), Linda Hickmann (1), Michael Gerlach (1, 2), Peter Lachmann (1, 3), Florian Gembardt (1), Mathias Lesche (4), Andreas Dahl (4), Anna Federlein (5), Frank Schweda (5), Christian P. M. Hugo (1), Vladimir T. Todorov (1)*

Institute: (1) Abteilung für Nephrologie/Dialyse, Medizinische Klinik und Poliklinik III, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Fetscherstr. 74, 01307 Dresden, (2) Core Facility Cellular Imaging (CFCI), Medizinische Fakultät Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden, (3) Klinik und Poliklinik für Viszeral-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden, (4) Dresden-concept Genome Center, Center for Molecular and Cellular Bioengineering (CMCB), Technische Universität Dresden, Dresden, (5) Institut für Physiologie, Universität Regensburg, Regensburg

Zeitschrift: Pflügers Archiv - European Journal of Physiology 2019; 471(9): 1205-1217

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5034