Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern am 6. Juni 2018 unter der Nummer ROB-55.2-2532.Vet_02-17-174 genehmigt. In der Studie werden vier gesunde, junge Schweine im Alter von drei bis vier Monaten eingesetzt.

Den Schweinen werden Beruhigungsmittel in einen Muskel injiziert. Anschließend wird ihnen ein Narkosemittel in eine Vene gespritzt; dann wird die Narkose durch eine Infusion aufrechterhalten. Die Tiere werden mechanisch beatmet.

Katheter werden in die Blutgefäße der Beine und des Halses eingeführt und bis ins Herz vorgeschoben. Bei drei der vier Schweine wird zusätzlich der Brustkorb aufgeschnitten. Den Tieren wird dafür ein Betäubungsmittel an die Nerven gespritzt, und ein weiteres Medikament verabreicht, das die Muskeln entspannt. Elektrodenkatheter werden in unterschiedlichen Bereichen des Herzens platziert. Die Elektroden geben elektrische Impulse ab, um den natürlichen Herzrhythmus gezielt zu verändern.

Nach Abschluss der Untersuchungen werden die Schweine in Narkose mit einer Überdosis des Medikaments Pentobarbital getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Boston Scientific (Marlborough, USA) gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Influence of heart rate and change in wavefront direction through pacing on conduction velocity and voltage amplitude in a porcine model: A high-density mapping study

Autoren: Theresa Isabelle Wilhelm (1,2,3), Thorsten Lewalter (1,4), Judith Reiser (5), Julia Werner (5), Andreas Keil (6), Tobias Oesterlein (6), Lukas Gleirscher (1), Klaus Tiemann (1,7), Clemens Jilek (1,7)*

Institute: (1) Peter Osypka Herzzentrum München, Internistisches Klinikum München Süd GmbH, Am Isarkanal 36, 81379 München, (2) Klinik für Augenheilkunde Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (3) Medical Graduate Center, TUM School of Medicine and Health, Technische Universität München, München, (4) Medizinische Fakultät, Universität Bonn, (5) Zentrum für Präklinische Forschung, Klinikum rechts der Isar, TUM School of Medicine and Health, Ismaninger Straße 22, 81675 München, (6) Boston Scientific Medizintechnik GmbH, Düsseldorf, (7) Klinik und Poliklinik für Innere Medizin I, TUM School of Medicine and Health, Technische Universität München, München

Zeitschrift: Journal of Personalized Medicine 2024; 14(5): 473

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5791

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB-55.2-2532.Vet_02-17-214 am 16. Februar 2023 genehmigt. Es werden Aachener Minipigs verwendet, die von der Firma Heinrichs Tierzucht GmbH (Heinsberg) stammen. Die Schweine werden mindestens 14 Tage vor Beginn der Experimente an das Zentrum für Präklinische Forschung der Technischen Universität München gebracht. Sie werden täglich begutachtet und gewogen. Den Schweinen wird über einen in eine Vene gelegten Katheter Blut entnommen. Das Blut wird vier Tage lang unter verringertem Sauerstoffgehalt inkubiert und dann von Zellpartikeln gereinigt und mit einem Hydrogel vermischt.

Die Schweine erhalten über den Katheter Medikamente und Narkosemittel und sie werden intubiert. Jedem Schwein werden auf dem Rücken 16 rechteckige Hautstücke mit einer Größe von jeweils 1,5 x 1,5 cm herausgeschnitten, jeweils 8 auf jeder Seite der Wirbelsäule. Die Wunden sind ca. 1 cm tief und reichen bis auf die Bindegewebsschicht unter der Haut. Die Wunden werden in vier Gruppen aufgeteilt: Bei der ersten Gruppe wird die Wunde mit dem Gemisch aus bei geringem Sauerstoffgehalt behandelten Serum und Hydrogel behandelt, bei der zweiten mit einem Gemisch aus normalem Serum und Hydrogel. Eine dritte Gruppe erhält lediglich Hydrogel ohne Serum und die vierte Gruppe wird nur mit einer Kochsalzlösung behandelt. Nach dem Eingriff werden die Wunden mit Pflaster abgedeckt und in mehreren Schichten verbunden. Den Tieren wird eine speziell für Schweine gefertigte „Weste“ angezogen und sie werden einzeln gehalten.

An den Tagen 5, 10, 14 und 21 nach der Operation werden die Schweine erneut in Narkose versetzt. Die Verbände werden entfernt, die Wunden werden fotografiert und mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dann werden jeweils vier der Wunden aus dem Rücken der Schweine herausgeschnitten und untersucht. Die dabei entfernten Hautstücke sind 2 x 2 cm groß. Die dadurch entstehenden Wunden werden zugenäht. Die verbleibenden Wunden im Rücken der Schweine werden erneut mit einem der verschiedenen Hydrogele oder Kochsalzlösung behandelt. Die Wunden werden dann erneut verbunden und mit einer „Weste“ bedeckt.

Das weitere Schicksal der Schweine wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Wundheilung, Biomaterialforschung

Originaltitel: Hypoxia preconditioned serum hydrogel (HPS-H) accelerates dermal regeneration in a porcine wound model

Autoren: Jun Jiang (1), Tanita Man (1), Manuela Kirsch (1), Samuel Knoedler (1), Kirstin Andersen (2), Judith Reiser (2), Julia Werner (2), Benjamin Trautz (1), Xiaobin Cong (1), Selma Forster (1), Sarah Alageel (3), Ulf Dornseifer (4), Arndt F. Schilling (5), Hans-Günther Machens (1)*, Haydar Kükrek (1), Philipp Moog (1)*

Institute: (1) Experimentelle Plastische Chirurgie, Klinik für Plastische Chirurgie und Handchirurgie, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, Ismaninger Str. 22, 81675 München, (2) Zentrum für Präklinische Forschung, Klinikum rechts der Isar, TUM School of Medicine and Health, Ismaninger Straße 22, 81675 München (3) Cellular Therapy and Immunobiology, Research and Innovation, King Faisal Specialist Hospital & Research Center, Riad, Saudi-Arabien, (4) Klinik für Plastische, Rekonstruktive und Ästhetische Chirurgie, Isar Klinikum, München, (5) Klinik für Unfallchirurgie, Orthopädie und Plastische Chirurgie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen

Zeitschrift: Gels 2024; 10(11): 748

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5790

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde in Sachsen genehmigt. Es werden mindestens 16 junge Axolotl mit einer Körperlänge von 12 cm eingesetzt. Axolotl sind mexikanische Schwanzlurche. Die Tiere werden durch Eintauchen in eine Benzocainlösung betäubt. Dann wird bei 12 der Tiere ein 5 mm großen Stück des rechten Unterkiefers herausgeschnitten, wobei eine Papierschablone als Orientierungshilfe verwendet wird. Es werden Knorpel, Knochen, Haut, Bindegewebe, Muskeln und Schleimhaut entfernt. Es werden etwa 43 % des Umfangs des rechten Unterkiefers entfernt. Die weiteren Axolotl werden ebenfalls betäubt, es wird jedoch kein Stück des Kiefers entfernt.

Die Regeneration des Unterkiefers wird über einen Zeitraum von 90 Tagen verfolgt, dazu werden die Tiere zu verschiedenen Zeitpunkten fotografiert.

Zu verschiedenen Zeitpunkten – nach 5, 14, 35 und 90 Tagen – werden einzelne Tiere entnommen und mit einer Überdosis Benzocain getötet. Die Unterkieferregion wird entnommen und in feine Scheiben geschnitten untersucht. Zusätzlich werden Gewebeproben aus der sich regenerierenden Kieferregion entnommen und die Aktivität von Genen überprüft. Diese wird mit aus der Literatur entnommenen Daten von Axolotl verglichen, denen Gliedmaße abgetrennt wurden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Alexander von Humboldt-Stiftung und die Dresden International Graduate School for Biomedicine and Bioengineering (DIGS-BB) gefördert.

Bereich: Regenerationsforschung

Originaltitel: Axolotl mandible regeneration occurs through mechanical gap closure and a shared regenerative program with the limb

Autoren: Julia Kramer (1), Rita Aires (2)*, Sean D. Keeley (2), Tom Alexander Schröder (1), Günter Lauer (1), Tatiana Sandoval-Guzmán (2,3)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden, (2)* Medizinische Klinik und Poliklinik III, UniversitätsCentrum für Gesundes Altern, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Fetscherstraße 74, 01307 Dresden, (3) Paul Langerhans Institut Dresden des Helmholtz Zentrum München, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden

Zeitschrift: Disease Models & Mechanisms 2024; 17(9): dmm050743

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5789

Versuchsbeschreibung: Die Versuche an Axolotl (mexikanische Schwanzlurche) und Krallenfröschen werden von der Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB-55.2.2532.Vet_03-19–63 genehmigt. Versuche an Rippenmolchen finden in Schweden statt und werden durch das Schwedische Zentralamt für Landwirtschaft unter den Nummern 18190–18 und 5723–2019 genehmigt.

Die Krallenfrosch-Kaulquappen sowie junge Axolotl mit einer Körperlänge von fünf bis sieben Zentimetern stammen aus der Tierzuchtanlage des Biocenters Martinsried der Ludwig-Maximilians-Universität München. Die Molche stammen aus der Aquatischen Forschungseinrichtung des Karolinska Instituts in Schweden, wo auch die Versuche an ihnen stattfinden. Für die Experimente werden sowohl Larven als auch erwachsene Tiere verwendet.

Axolotl und Krallenfrösche werden betäubt, indem sie in Wasser gegeben werden, dem die Chemikalie MS-222 zugesetzt ist. Anschließend werden die Tiere in kleine Schalen mit einer eiskalten Flüssigkeit gegeben, die ebenfalls das Narkosemittel enthält. Dort werden sie auf nicht genannte Art auf einer Silikon-Platte fixiert, so dass ihr Bauch nach oben zeigt. Die Haut und der Herzbeutel der Tiere werden aufgeschnitten. Mit feinen Glas-Pipetten werden farbige Markierungsmittel in das schlagende Herz injiziert. Nach der Injektion verbleiben die Tiere für 10, 20 oder 60 Minuten in Narkose. Dann wird ihnen das Herz herausgeschnitten, sie werden enthauptet und ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Weitere Tiere werden durch Perfusion getötet, indem ihnen Flüssigkeit in das Herz gepumpt wird, die das Blut verdrängt. Dann werden das Gehirn und das Rückenmark entnommen.

Die Molche werden auf ein mit Betäubungsmittel getränktes Tuch gelegt. Ihnen werden ebenfalls die Markierungssubstanzen in die Aorta (Hauptschlagader) injiziert. Nach 20 Minuten werden die Molche in Narkose geköpft. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Karolinska Institut (Schweden), den Schwedischen Forschungsrat und die Knut and Alice Wallenberg Foundation (Schweden) gefördert.

Bereich: Tierphysiologie, Regenerationsforschung

Originaltitel: Species specific blood–brain barrier permeability in amphibians

Autoren: Sophie Antesberger (1), Beate Stiening (2), Michael Forsthofer (3), Alberto Joven Araus (4), Elif Eroglu (4), Jonas Huber (2), Martin Heß (2), Hans Straka (2), Rosario Sanchez Gonzalez (2)*

Institute: (1) Graduate School of Systemic Neurosciences, Ludwig-Maximilians-Universität München, Planegg, (2)* Fakultät für Biologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Großhaderner Str. 2, 82152 Planegg, (3) Department of Neuroscience, University of Sussex, Brighton and Hove, Großbritannien, (4) Department of Cell and Molecular Biology, Karolinska Institutet, Stockholm, Schweden

Zeitschrift: BMC Biology 2025; 23: 43

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5788

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Gesundheit und Verbraucherschutz Hamburg genehmigt. Die weiblichen Frettchen werden bei einem kommerziellen Züchter (Euroferret, Dänemark) gekauft und nach ihrer Ankunft in Gruppen gehalten. Den Frettchen wird ein Hormonchip implantiert, um die Läufigkeit zu unterdrücken. Dafür werden die Tiere mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert.

Die Frettchen werden in drei Gruppen eingeteilt. Die erste Gruppe wird mit dem gasförmigen Narkosemittel Isofluran narkotisiert, die zweite Gruppe mit Sevofluran. Dazu werden die Frettchen für 5 Minuten in eine mit dem jeweiligen Narkosemittel gefüllte Box der Maße 40 x 20 x 27 cm gesetzt. Dann werden die Tiere aus der Kammer genommen und erhalten weiteres Narkosemittel über eine Maske. Ihr Puls wird über eine um ihren Schwanz gelegte Manchette gemessen. Den Tieren wird Blut aus einer Vene des Hinterbeins entnommen und untersucht. Bei zwei Frettchen gelingt dies nicht, bei ihnen wird Blut aus einer Vene des Vorderbeins entnommen.

Die dritte Gruppe wird fixiert und erhält keine Narkose. Dazu werden sie entweder im Nacken festgehalten oder ihr Kiefer wird mit einer Hand fixiert, während die andere Hand das Frettchen am Rücken festhält. Sobald sich die fixierten Frettchen „entspannen“, wird auch ihnen Blut aus einer Beinvene entnommen. Wenn sich ein Frettchen nicht „entspannt und unterordnet“, soll der Versuch abgebrochen und kein Blut entnommen werden.

Bei einem Teil der Frettchen werden Blutwerte festgestellt, die auf eine Anämie (Blutarmut) hindeuten. Um zu überprüfen, ob diese Veränderungen durch die Narkose bedingt sind, wird bei diesen Frettchen eine Woche später eine erneute Blutentnahme durchgeführt – diesmal ohne Narkose.

Das weitere Schicksal der Frettchen wird nicht beschrieben. Vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Bereich: Versuchstierkunde, Tiermedizin

Originaltitel: Influence of volatile anaesthetics on haematology and clinical chemistry in ferrets

Autoren: Marie-Luise Schröder*, Aline Reitmeier

Institute: Forschungstierhaltung, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Martinistrasse 52, 20246, Hamburg

Zeitschrift: BMC Veterinary Research 2024; 20: 551

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5787

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt. Die Frettchen stammen aus der Zucht des Paul-Ehrlich-Instituts in Langen. Es werden zwei verschiedene Staupeviren verwendet.

Zu Beginn des Experiments werden die Frettchen in Gruppen eingeteilt. In einem ersten Versuchsteil werden Frettchen mit einem von zwei Hundestaupe-Viren infiziert. Dazu werden die Tiere narkotisiert und ihnen wird das Virus in etwas Flüssigkeit in die Nase getröpfelt. Sieben Tage später werden die Frettchen getötet. Es werden Gewebeproben aus der Lunge, Milz und den Lymphknoten entnommen und untersucht. Aus den Geweben werden die Staupeviren isoliert. Die so gewonnenen Viren werden wiederum verwendet, um neue Frettchen zu infizieren. Dieser Prozess, in dem Viren aus infizierten Frettchen gewonnen und dann zur Infektion neuer Frettchen verwendet wird, wird noch einmal wiederholt.

In einem zweiten Versuchsteil werden weitere Frettchen in verschiedene Gruppen eingeteilt, die entweder mit einem der beiden ursprünglichen Staupeviren oder mit den bereits in Frettchen vermehrten Viren infiziert werden. Nach der Infektion werden die Frettchen täglich auf Anzeichen von Krankheit überprüft. Ein Teil der Frettchen entwickelt Fieber von bis zu über 41°C. Je nach Virus-Typ entwickelt ein Teil der Frettchen ab dem 6. Tag nach der Infektion Hautveränderungen und Ausschläge. Zudem werden die Frettchen zweimal wöchentlich gewogen. Ein Frettchen verliert über 10% seines Körpergewichts. Ebenfalls zweimal wöchentlich wird den Frettchen unter Narkose Blut aus einer Vene entnommen.

Wenn die Tiere Anzeichen einer schweren Erkrankung zeigen oder vorgegebene gesundheitliche Schwellenwerte erreichen, werden sie getötet. Diese Schwellenwerte werden in der Publikation nicht genannt. In einem Artikel, der in der vorliegenden Publikation zitiert wird, werden die Frettchen beispielsweise getötet, wenn sie mehr als 48 Stunden keine Nahrung zu sich nehmen, über 15 % an Körpergewicht verlieren, neurologische Symptome wie Krämpfe entwickeln oder im Sterben liegen. Vermutlich sind die Tötungskriterien hier ähnlich gewählt.

Bei einem der getesteten Virustypen werden alle damit infizierten Frettchen 13 bis 15 Tage nach der Infektion getötet. Bei einem weiteren Virustyp wird eines der Tiere getötet. Bei den anderen Virustypen erholen sich die Frettchen wieder von der Erkrankung.

Von einem Virustyp werden drei weitere „Passagen“ erstellt, d. h. sie werden weitere drei Mal in Frettchen vermehrt. Die Symptome der Frettchen werden über einen Zeitraum von 28 Tagen untersucht. Auch werden Viren gentechnisch verändert und zur Infektion von Frettchen verwendet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Bundesministerium für Gesundheit (BMG) gefördert.

Bereich: Tierseuchenforschung, Virologie

Originaltitel: Genetic diversity accelerates canine distemper virus adaptation to ferrets

Autoren: Oliver Siering (1), Mareike Langbein (1), Maike Herrmann (1), Kevin Wittwer (1), Veronika von Messling (2), Bevan Sawatsky (1), Christian K. Pfaller (1,3)*

Institute: (1) Abteilung Veterinärmedizin, Paul-Ehrlich-Institut, Bundesinstitut für Impfstoffe und biomedizinische Arzneimittel, Paul-Ehrlich-Straße 51-59, 63225 Langen, (2) Abteilung Lebenswissenschaften, Bundesministerium für Bildung und Forschung, Berlin, (3) Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester, USA

Zeitschrift: Journal of Virology 2024; 98(8): e00657-24

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5786

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Freie Hansestadt Bremen unter der Nummer 160; 500-427-103-7/2018-1-5 genehmigt. Die Fische werden mit einem Schleppnetz im August 2020 im Kongsfjord (Norwegen) gefangen. Im Alfred-Wegener-Institut werden die Tiere nach Größe sortiert, um Kannibalismus zu vermeiden. Die Versuche finden zwischen November 2021 und Februar 2022 statt. Es werden Fische eingesetzt, die etwa 20 cm lang sind.

Zu Beginn des Experiments werden die Fische in Narkose mit sogenannten „Tags“ markiert, die ihnen unter die Haut implantiert werden, so dass von außen ein Code aus Buchstaben und Zahlen lesbar ist.

Für Untersuchungen mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanztomographie (MRT)) werden die Fische in eine enge mit Wasser durchströmte Messkammer gesetzt. Die Kammer ist 24 cm lang, 4 cm breit und 4,5 cm hoch, so dass sich die Fische darin kaum bewegen können. Die Kammer wird in einem Magnetresonanz (MR)-Scanner positioniert. Vor Beginn der Messung wird bis zu 15 Minuten gewartet, damit sich die Fische „beruhigen“ können. Jeder Fisch bleibt für durchschnittlich 3,5 Stunden im MR-Scanner. Währenddessen sind die Fische wach und nicht betäubt. In diesem Zeitraum werden verschiedene MR-Bilder aufgenommen. Dann werden die Fische in ihre Haltungstanks zurückgebracht.

Diese Prozedur wird über einen Zeitraum von 4 Monaten alle 4 Wochen wiederholt. Ein Teil der Weibchen laicht in der Messkammer ab, was möglicherweise auf den Stress durch das „wiederholte Handling“ zurückzuführen ist.

Am Ende des Versuchs werden die Fische getötet. Dazu wird ihrem Wasser eine Chemikalie zugesetzt, die zur Betäubung und Tötung von Fischen verwendet wird. Die Keimdrüsen werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Helmholtz-Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Umweltforschung, Tierschutz, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Tracking gonadal development in fish: An in vivo MRI study on polar cod, Boreogadus saida (Lepechin, 1774)

Autoren: Nicole Vogt (1), Felizitas C. Wermter (2), Jasmine Nahrgang (3), Daniela Storch (1), Christian Bock (1)*

Institute: (1) Sektion Integrative Ökophysiologie, Alfred-Wegener-Institut, Helmholtz-Zentrum für Polar- und Meeresforschung, Am Handelshafen 12, 27570 Bremerhaven, (2) Arbeitsgruppe in-vivo-MR, Fachbereich 2 (Chemie/Biologie), Universität Bremen, Bremen, (3) Department of Arctic and Marine Biology, UiT The Arctic University of Norway, Tromsø, Norwegen

Zeitschrift: NMR in Biomedicine 2024; 37(12): e5231

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5785

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Freien Hansestadt Bremen unter der Nummer 160; 500-427-103-7/2018-1-5 genehmigt. Die Kurzkopf-Aalmuttern werden mit Reusen auf einer Polarsternexpedition in der Antarktis im März 2018 gefangen. Sie werden an Bord über einen Zeitraum von 2 Monaten zum Alfred-Wegener-Institut transportiert. Während des Transports sowie im Institut werden sie bei 0°C Wassertemperatur gehalten. Die Aalmuttern werden von einem anderen Forschungsschiff (RV Uthörn) des Alfred-Wegener-Instituts im Herbst 2020 vor Helgoland gefangen. Sie werden zunächst drei Monate lang bei 12°C Wassertemperatur gehalten und dann langsam an eine Wassertemperatur von 4°C gewöhnt.

Vor Beginn des eigentlichen Versuchs werden die Fische für 5 bis 7 Tage nicht gefüttert. Anschließend beginnt das Erwärmungsexperiment. Die Temperatur wird schrittweise erhöht – bei den Kurzkopfaalmuttern 5 Tage lang um 2°C pro Tag auf 10°C, bei den Aalmuttern 7 Tage lang um 3°C pro Tag auf 22°C. In ihrem natürlichen Lebensraum leben die Kurzkopf-Aalmuttern bei -1°C bis 1°C, die Aalmuttern bei -1°C bis 18°C.

Zu verschiedenen Zeitpunkten werden jeweils einige Fische entnommen, gewogen und erhalten eine Injektion mit einem radioaktiv markierten Eiweißbaustein. Entweder 1,5 oder 3 Stunden nach der Injektion werden die Fische durch einen Kopfschlag betäubt und anschließend durch das Durchschneiden des Rückenmarks getötet. Dann wird Muskelgewebe entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Helmholtz-Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Tierphysiologie, Umweltforschung

Originaltitel: Evolutionary adaptation of protein turnover in white muscle of stenothermal antarctic fish: Elevated cold compensation at reduced thermal responsiveness

Autoren: Nina Krebs (1)*, Christian Bock (1), Jan Tebben (2), Felix C. Mark (1), Magnus Lucassen (1), Gisela Lannig (1), Hans-Otto Pörtner (1)*

Institute: (1) Sektion Integrative Ökophysiologie, Alfred-Wegener-Institut, Helmholtz-Zentrum für Polar- und Meeresforschung, Am Handelshafen 12, 27570 Bremerhaven, (2) Sektion Ökologische Chemie, Alfred-Wegener-Institut, Helmholtz-Zentrum für Polar- und Meeresforschung, Bremerhaven

Zeitschrift: Biomolecules 2023; 13(10): 1507

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5784

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde genehmigt. Es werden 60 Goldfische verwendet, die mindestens zwei Jahre alt sind. Die Tiere stammen vom Großhändler Aquarium Glaser GmbH (Rodgau). Vor den eigentlichen Versuchen werden die Fische für mindestens 20 Wochen in Gruppen in Glasbehältern gehalten.

Die Fische werden in 5 Gruppen von jeweils 12 Tieren eingeteilt: eine Kontrollgruppe und vier experimentelle Gruppen.

Die experimentellen Gruppen werden über einen Zeitraum von 4 Wochen einer häufig als Weichmacher eingesetzten Chemikalie (Phtalat) oder einer Ersatzsubstanz in einer von zwei Konzentrationen ausgesetzt. Die Chemikalien werden dafür in etwas Flüssigkeit dem Wasser zugefügt, in dem die Fische leben. Bei der Kontrollgruppe wird dem Aquariumswasser eine Flüssigkeit ohne Weichmacher beigemischt. Während der vierwöchigen Exposition sterben 2 Fische, die den Weichmachern ausgesetzt waren.

Im Anschluss werden die Fische für 15 Minuten in Wasser gegeben, dem eine betäubende Chemikalie zugesetzt wurde. Dann werden sie in eine Messkammer gegeben und sie werden künstlich beatmet. Dafür wird ihnen mit einem Schlauch mit Sauerstoff angereichertes Wasser in den Mund und über die Kiemen gepumpt. Das Wasser enthält auch die betäubende Chemikalie. Der Schädel der Fische wird geöffnet. Das Kleinhirn wird angehoben, um an das darunter liegende Markhirn zu gelangen. Zusätzlich wird ein Stück der Wirbelsäule auf Rumpfhöhe freigelegt und mit einer Stimulationselektrode versehen. Damit sich die Fische während der Versuche nicht bewegen, wird ihnen ein die Muskeln lähmender Wirkstoff in die Muskeln des Rumpfes gespritzt.

Es wird eine feine Elektrode in eine besonders große Nervenzelle (das sogenannte Mauthner-Neuron) im Markhirn der Fische gesteckt. Eine weitere Elektrode wird in einen Muskel geschoben. 10 Minuten später wird ein elektrischer Puls an die Wirbelsäule angelegt und die Reaktion des Mauthner-Neurons darauf gemessen. Zusätzlich werden Töne und Lichtblitze als Reize eingesetzt. Jeder Reiz wird mindestens 40-mal angewendet. Dabei wird festgestellt, dass sich die Weiterleitung von Impulsen in den Nervenzellen durch die Weichmacher verändert hat. Am Ende der Messungen werden die Fische auf nicht genannte Art getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Umwelttoxikologie

Originaltitel: Exposure to phthalate plasticizer compromises normal brain function in an adult vertebrate

Autoren: Benedikt Maric, Stefan Schuster, Peter Machnik*

Institute: Lehrstuhl für Tierphysiologie, Universität Bayreuth, Universitätsstr. 30, 95440 Bayreuth

Zeitschrift: Ecotoxicology and Environmental Safety 2024; 286: 117187

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5783

Versuchsbeschreibung: Die Versuche an Rhesusaffen werden in Göttingen durchgeführt und durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter den Nummern 33.42502-04-15/1807 und -16/2370 genehmigt. Versuche an Ratten werden in Stanford/USA durchgeführt. Versuche an Menschen werden an der Universitätsmedizin Göttingen durchgeführt und durch das Paul-Ehrlich-Institut genehmigt.

Die Ratten werden narkotisiert und künstlich beatmet. Ihre Brustwand wird aufgeschnitten und eine Arterie, die das Herz versorgt, wird für 60 Minuten abgeklemmt. Dies soll einen Herzinfarkt nachahmen. Vier Tage nach diesem Eingriff werden die Tiere in zwei Gruppen aufgeteilt und ihr Brustkorb wird erneut geöffnet. Den Ratten wird ein aus Herzmuskelgewebe bestehendes Pflaster auf das zuvor geschädigte Herz genäht. Eine Gruppe erhält ein aus Stammzellen von Rhesusaffen gezüchtetes Herzmuskelgewebe. Bei den Ratten der anderen Gruppe wird ein Implantat eingesetzt, das vorher durch Strahlung abgetötet wurde. Unter Narkose werden die Herzen der Ratten mit bildgebenden Verfahren untersucht. Vier Wochen nach dem Einpflanzen des „Herzpflasters“ werden die Ratten auf nicht genannte Art getötet und ihr Herz wird entnommen und untersucht.

In einer weiteren Versuchsreihe werden 14 Rhesusaffen aus einer Zuchtkolonie des Deutschen Primatenzentrums in Göttingen eingesetzt. Die Tiere werden narkotisiert und künstlich beatmet und ihre Herzen werden mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanztomographie) untersucht. Ihnen werden Telemetriesensoren unter die Haut des Brustkorbs implantiert, die das Herz überwachen.

Ungefähr 44 Tage später werden die Affen erneut narkotisiert und ihr Herz wird mit dem bildgebenden Verfahren untersucht. Für das Einsetzen des Herzmuskelimplantats wird der Brustkorb im Bereich zwischen der fünften und sechsten Rippe geöffnet. Dann wird der Herzbeutel aufgeschnitten. Die Tiere erhalten entweder einzelne Implantate oder 5 übereinander gelegte Implantate. Zwei Rhesusaffen erhalten Implantate, die aus körpereigenen Zellen bestehen, die anderen Tiere erhalten Implantate, die aus Zellen fremder Affen hergestellt wurden. Die Implantate werden am Herz festgenäht, und anschließend wird der Brustkorb wieder chirurgisch verschlossen. Bei den Tieren wird das Immunsystem unterdrückt, damit es die Implantate, die aus Zellen eines anderen Affen bestehen, nicht abstößt. Dafür erhält ein Teil der Affen ein das Immunsystem unterdrückendes Medikament, andere Affen erhalten eine Kombination aus zwei Medikamenten. Die Gabe dieser Medikamente wird bereits einige Tage vor der Operation begonnen. Die Rhesusaffen, denen körpereigenes Herzgewebe eingepflanzt wurde, erhalten keine Immunsuppression. Bei zwei Tieren wird die Immunsuppression nach drei Monaten gestoppt, um zu untersuchen, was passiert, wenn das Implantat abgestoßen wird.

Während des Versuchs werden die Rhesusaffen zu bestimmten Zeitpunkten erneut mit dem bildgebenden Verfahren untersucht. Zusätzlich wird den Tieren regelmäßig Blut abgenommen und untersucht, dies geschieht bis zu 10-mal innerhalb von 168 Tagen. Für die Blutabnahme, die aus einer Vene des Oberschenkels erfolgt, werden die Tiere narkotisiert.

In einem zweiten Versuch werden weitere 20 Rhesusaffen, die ebenfalls aus der Zuchtkolonie des Deutschen Primatenzentrums in Göttingen stammen, eingesetzt. Einer der Affen hat nur ein geringes Gewicht und nimmt nicht zu. Dieses Tier wird aus dem Versuch genommen. Was mit ihm passiert, wird nicht erwähnt.

Die 19 verbleibenden Tiere werden narkotisiert und es wird ihnen ein gerinnungshemmendes Medikament injiziert. Über ein Blutgefäß des Oberschenkels wird ein Katheter in das linke Herzkranzgefäß geschoben. Dort wird ein in den Katheter eingebauter Ballon aufgeblasen, so dass er das Gefäß drei Stunden lang verschließt. Dadurch kommt es zu Schädigung des Herzens, welches nicht mehr ausreichend mit Sauerstoff versorgt wird. Dies soll einen Herzinfarkt nachahmen. Fünf der 19 Affen sterben in Folge des Eingriffs; 3 davon an Blutungskomplikationen, 2 an plötzlichem Herztod.

Die verbleibenden 14 Affen, bei denen sich aufgrund der Schädigung des Herzens eine Herzinsuffizienz entwickelt, werden ungefähr 6 Monate nach der Schädigung des Herzens narkotisiert. Dann werden ihnen wie im vorherigen Versuchsteil beschrieben entweder 2- oder 5-lagige Gewebeimplantate auf das Herz genäht. Ein Teil der Tiere erhält das Immunsystem unterdrückende Medikamente. Alle Affen werden mehrfach unter Narkose mit einem bildgebenden Verfahren untersucht und es wird Blut abgenommen.

Am Ende der Versuche (3 oder 6 Monate nach dem Einsetzen des Gewebeimplantats) werden die Affen narkotisiert und durch Injektion eines Tötungsmittels getötet. Die Herzen und weitere Organe werden herausgeschnitten und feingeweblich untersucht. Bei einem Teil der Tiere werden knorpelartige Zellen im Bereich des Implantats gefunden Zusätzlich werden Daten eines menschlichen Herzens gezeigt. Das Herz stammt von einer Patientin, der im Rahmen einer klinischen Studie ein ähnliches Gewebeimplantat (mit menschlichen Zellen besiedelt) implantiert wurde. Etwa 3 Monate später erhielt die Patientin ein menschliches Spenderherz, ihr explantiertes eigenes Herz wird in dieser Studie untersucht.

Die Versuche wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK) gefördert. Der korrespondierende Autor ist Gründer der Repairon GmbH, die ihr Geschäft auf Gewebeimplantate für den Einsatz am Menschen aufbauen will.

Bereich: Tissue Engineering, Herz-Kreislauf-Chirurgie, Transplantationsmedizin

Originaltitel: Engineered heart muscle allografts for heart repair in primates and humans

Autoren: Ahmad-Fawad Jebran (1,2), Tim Seidler (2,3,4), Malte Tiburcy (2,5), Maria Daskalaki (2,6), Ingo Kutschka (1,2), Buntaro Fujita (7,8), Stephan Ensminger (7,8), Felix Bremmer (2,9), Amir Moussavi (2,10), Huaxiao Yang (11,12), Xulei Qin (11,12), Sophie Mißbach (2,6,13), Charis Drummer (2,6), Hassina Baraki (1,2), Susann Boretius (2,10), Christopher Hasenauer (14), Tobias Nette(14), Johannes Kowallick (2,14), Christian O. Ritter (2,14), Joachim Lotz (2,14), Michael Didié (2,3), Mathias Mietsch (2,13), Tim Meyer (2,5), George Kensah (1,2), Dennis Krüger (15), Md Sadman Sakib (15), Lalit Kaurani (15), Andre Fischer (2,15,16,17), Ralf Dressel (2,18), Ignacio Rodriguez-Polo (2,6), Michael Stauske (2,6), Sebastian Diecke (19,20), Kerstin Maetz-Rensing (21), Eva Gruber-Dujardin (21), Martina Bleyer (21), Beatrix Petersen (2,22), Christian Roos (22), Liye Zhang (22), Lutz Walter (2,22), Silke Kaulfuß (23), Gökhan Yigit (2,23), Bernd Wollnik (2,17,23), Elif Levent (2,5), Berit Roshani (24), Christiane Stahl-Henning (24), Philipp Ströbel (9), Tobias Legler (2,25), Joachim Riggert (2,25), Kristian Hellenkamp (3), Jens-Uwe Voigt (26), Gerd Hasenfuß (2,3), Rabea Hinkel (2,13), Joseph C. Wu (11,12), Rüdiger Behr (2,6), Wolfram-Hubertus Zimmermann (2,5,17,27,28)*

Institute: (1) Klinik für Herz-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Niedersachsen, Göttingen, (3) Klinik für Kardiologie und Pneumologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (4) Abteilung für Kardiologie, Campus Kerckhoff der Justus-Liebig-Universität Gießen, Kerckhoff-Klinik, Bad Nauheim, (5)* Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Universitätsmedizin Göttingen, Robert-Koch-Str. 40, 37075 Göttingen, (6) Forschungsplattform Degenerative Erkrankungen, Deutsches Primatenzentrum - Leibniz-Institut für Primatenforschung (DPZ), Göttingen, (7) Klinik für Herz- und thorakale Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Lübeck, Lübeck, (8) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Hamburg/Kiel/Lübeck, Lübeck, (9) Institut für Pathologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (10) Abteilung Funktionelle Bildgebung, Deutsches Primatenzentrum (DPZ), Göttingen, (11) Stanford Cardiovascular Institute, Stanford University School of Medicine, Stanford, USA, (12) Department of Medicine, Division of Cardiovascular Medicine, Stanford University School of Medicine, Stanford, USA, (13) Abteilung Versuchstierkunde, Deutsches Primatenzentrum - Leibniz-Institut für Primatenforschung (DPZ), Göttingen, (14) Institut für Klinische und Interventionelle Radiologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (15) Forschungsgruppe Epigenetik und Systemmedizin bei Neurodegenerativen Erkrankungen, Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Göttingen, (16) Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (17) Exzellenzcluster Multiscale Bioimaging: von molekularen Maschinen zu Netzwerken erregbarer Zellen (MBExC), Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (18) Institut für Zelluläre und Molekulare Immunologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (19) Pluripotent Stem Cells Platform, Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin (MDC) und Charité—Universitätsmedizin Berlin, Corporate Member of Freie Universität Berlin and Humboldt-Universität zu Berlin, (20) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Berlin, Berlin, (21) Pathologie, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Göttingen, (22) Abteilung Primatengenetik, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Göttingen, (23) Institut für Humangenetik, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (24) Plattform Infektionsmodelle, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Göttingen, (25) Zentralabteilung Transfusionsmedizin, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (26) Department of Cardiovascular Sciences, Catholic University of Leuven and Department of Cardiovascular Diseases, University Hospitals Leuven, Leuven, Belgien, (27) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Göttingen, (28) Fraunhofer-Institut für Translationale Medizin und Pharmakologie (ITMP), Göttingen

Zeitschrift: Nature 2025; 639: 503-511

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5782