Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES), Oldenburg, unter den Nummern 33.9-42502-04-10/0296 und 33.19-42502-04-19/3307 genehmigt.

Es werden weibliche Mäuse des Zuchtstammes C57BL/6 von der Zuchtfirma Envigo, Niederlande, bezogen. Die Tiere werden mit Eiterbakterien (Staphylococcus aureus) infiziert, indem ihnen diese in die Schwanzvene injiziert werden. Dabei werden je nach Gruppe 2 unterschiedliche Bakterienstämme eingesetzt. Nach 21 Tagen werden die Tiere durch Ersticken mit CO2 getötet.

Einige Mäuse erhalten während der ersten 10 Tage nach der Infektion 10 % Traubenzucker ins Trinkwasser. Sie werden nach 21 Tagen getötet. Weiteren infizierten und nicht infizierten Mäusen wird am Tag 21 eine Substanz in die Bauchhöhle injiziert, die sich in das Erbgut der Zellen einbaut, wodurch die Zellteilung getestet werden kann. 24 Stunden später werden auch diese Tiere getötet. Milz und das Knochenmark von Oberschenkel und Schienbein der Mäuse werden auf Vorhandensein der Bakterien untersucht.

Die Arbeit wurden unterstützt durch das Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung und die Deutsche Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Infektionsforschung

Originaltitel: Dysregulated immunometabolism is associated with the generation of myeloid-derived suppressor cells in Staphylococcus aureus chronic infection

Autoren: Oliver Dietrich (1), Alexander Heinz (2), Oliver Goldmann (3) Robert Geffers (4), Andreas Beineke (5), Karsten Hiller (2,6), Antoine-Emmanuel Saliba (1), Eva Medina (3)*

Institute: (1) Helmholtz-Institut für RNA-basierte Infektionsforschung (HIRI), Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung (HZI), Josef-Schneider-Straße 2/D15, 97080 Würzburg, (2) Abteilung für Bioinformatik und Biochemie und Braunschweiger Zentrum für Systembiologie (BRICS), Technische Universität Braunschweig, Braunschweig, (3) Forschungsgruppe Infektion und Immunologie, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (4) Genomanalyse, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (5) Institut für Pathologie, Tiermedizinische Hochschule Hannover, Hannover, (6) Bioinformatik der Infektionsforschung Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig

Zeitschrift: Journal of Innate Immunity 2022; 14: 257-274

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5648

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Ministerium für Energie, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung in Kiel unter den Nummern 83-7/06 und 28-3/10 genehmigt. Es werden genmanipulierte Mäuse verwendet, denen das Gen für einen bestimmten Botenstoff des Immunsystems fehlt. Diese Tiere zwei verschiedener Zuchtlinie werden von Yoichiro Iwakura, Universität Tokio, und der Medizinischen Hochschule Hannover bereitgestellt. Nicht genmanipulierte, sogenannte Wildtyp-Mäuse stammen aus der Zucht Charles River, Sulzfeld. Die Tiere werden im Forschungszentrum Borstel gehalten.

Gruppen von Mäusen werden Tuberkulosebakterien in unterschiedlich großen Mengen mittels eines Aerosols ausgesetzt. Dazu werden die Bakterien in einer Suspension vernebelt und die Mäuse dem Nebel 40 Minuten lang ausgesetzt. Je nach Gruppe sterben die Mäuse unterschiedlich schnell. Nicht genmanipulierte Mäuse streben nach durchschnittlich 283 Tagen, genmanipulierte 100 Tage eher. Dabei wird erwähnt, dass „humane Endpunkte“ angewandt werden, d.h., die Mäuse werden getötet, wenn sie „schweren Stress“ zeigen. Welche Symptome das sind, und auf welche Weise die Tiere getötet werden, wird nicht beschrieben.

Weitere Gruppen von Mäusen werden aus dem Blut von Schafen stammende Antikörper in eine Vene injiziert (welche Vene wird nicht erwähnt). Dies bewirkt, dass die Neutrophilen – bestimmte weiße Blutkörperchen) aus dem Blut verschwinden („Depletion“). Auch diese Mäuse werden mit Tuberkulosebakterien infiziert. Zu verschiedenen Zeitpunkten werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet. Die Lungen der getöteten Tiere werden für feingewebliche Untersuchungen herausgeschnitten.

Bereich: Infektionsforschung

Originaltitel: High-dose Mycobacterium tuberculosis H37rv infection in IL-17A- and IL-17A/F-deficient mice

Autoren: Kristina Ritter (1), Jochen Behrends (2), Dominik Rückerl (3), Alexandra Hölscher (1), Johanna Volz (1), Immo Prinz (4), Christoph Hölscher (1,5)*

Institute: (1) Infektionsimmunologie, Forschungszentrum Borstel, Parkallee 1, 23845 Borstel, (2) Fluoreszenz-Zytometrie, Forschungszentrum Borstel, Borstel, (3) Lydia Becker Institute of Immunology and Inflammation, School of Biological Sciences, University of Manchester, Manchester Großbritannien, (4) Zentrum für Molekulare Neurobiologie Hamburg, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (5) Klinisches Tuberkulose-Zentrum, Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Braunschweig

Zeitschrift: Cells 2022; 11: 2875

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5647

Versuchsbeschreibung: Eine Genehmigungsbehörde oder -nummer wird nicht genannt. Es werden Nacktmäuse verwendet. Den Mäusen werden unter Narkose sogenannte Rückenhautkammern implantiert. 6 Mäuse erhalten ein Standardmodell aus Titan und 6 Mäuse ein selbst entwickeltes, 3D-gedrucktes Kunststoffmodell. Bei der Implantierung beider Modelle wird die Rückenhaut der Maus stark gespannt zwischen zwei Rahmen geklemmt wie bei einem Sandwich. Die Titankammer ist 36x24 mm groß und wiegt 3,8 g, was etwa 20% des Mäusegewichts entspricht. Befestigt wird die Titankammer mit 3 Titanschrauben, die durch die Haut gebohrt werden. Die 3D-Druck-Kammer ist „nur“ 24x20 mm groß, wiegt 1,5 g und es werden keine Schrauben eingesetzt. Zusammengehalten werden die Rahmen durch chirurgische Nähte. Beiden Kammern gemeinsam ist, dass auf einer Seite ein großes Loch in die Haut gestanzt wird, so dass durch eine Art Bullauge im Rahmen die kleinen Adern in der Unterhaut am lebenden Tier beobachtet werden können.

Die Mäuse werden nach der Operation einzeln gehalten. 7, 12 und 20 Tage nach der Operation werden die Mäuse betäubt und es wird registriert, wie weit die Kammer zur Seite gekippt ist. Gewicht und Kotproben sowie Anzeichen von Schmerz werden zwei Tage vor der Implantation sowie 1, 10 und 20 Tage danach protokolliert. 3 Tage nach der Operation bekommen die Mäuse unter Narkose einen fluoreszierenden Farbstoff in die Schwanzvene oder das Venengeflecht hinter dem Auge injiziert. Dann werden durch das „Bullauge“ der Kammer die kleinen Blutgefäße, durch die der Farbstoff fließt, mit einem Mikroskop untersucht.

Drei Wochen nach der Operation werden alle Tiere auf nicht genannte Weise getötet. Die Studie wird gefördert durch den Europäischen Sozialfonds, das Ministerium für Bildung, Wissenschaft und Kultur von Mecklenburg-Vorpommern und die Deutsche Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Versuchstierkunde

Originaltitel: 3D printed lightweight dorsal skin fold chambers from PEEK reduce chamber related animal distress

Autoren: Wentao Xie (1,2), Matthias Lorenz (3), Friederike Poosch (4), Rupert Palme (5), Dietmar Zechner (1), Brigitte Vollmar (1), Eberhard Grambow (1,6)*, Daniel Strüder (1,4)

Institute: (1) Institut für Experimentelle Chirurgie, Universitätsklinikum Rostock, Schillingallee 69a, 18057 Rostock, (2) Department of Vascular and Thyroid Surgery, Department of General Surgery, The First Affiliated Hospital of Anhui Medical University, Hefei 230022, China, (3) Hochschule Wismar, University of Applied Sciences: Technology, Business and Design, Wismar, (4) Klinik und Poliklinik für Hals-Nasen-Ohrenheilkunde, Kopf- und Halschirurgie “Otto Koerner”, Universitätsklinikum Rostock, Rostock, (5) Abteilung für Physiologie, Pathophysiologie und Experimentelle Endokrinologie, Institut für Biomedizinische Wissenschaften, Veterinärmedizinische Universität Wien, Wien, Österreich, (6) Klinik und Poliklinik für Allgemein-, Viszeral-, Thorax-, Gefäß- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Rostock, Rostock

Zeitschrift: Scientific Reports 2022; 12: 11599

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5646

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz Hamburg unter der Nummer 16/12 genehmigt.

Es werden 4 weibliche Ratten der Zuchtlinie Wistar verwendet. Die Herkunft der Tiere wird nicht erwähnt. Rücken und Bauch der Tiere werden unter Narkose geschoren. Parallel zur Wirbelsäule werden 6 je 1 cm lange Schnitte in die Rückenhaut gemacht. Dabei werden 3 verschiedenen Techniken eingesetzt: ein herkömmliches Skalpell, ein herkömmliches Elektrochirurgiegerät und ein neues Lasergerät. Bei der elektrochirurgischen Methode wird eine Neutralelektrode am Bauch angelegt, wofür er geschoren wurde. So erhält jede Ratte jeweils 2 Schnitte mit einer der 3 Techniken. Die Schnitte sind jeweils mit 1 cm Abstand zueinander. Die Schnitte durchtrennen alle Hautschichten bis auf den Muskel. Die Schnitte werden jeweils mit 2 Nähten chirurgisch genäht. Die Tiere erhalten Schmerzmittel und Antibiotika und werden in den ersten 10 Tagen nach der OP einzeln gehalten. 21 Tage nach der Operation werden die Ratten auf nicht genannte Weise getötet. Die Rückenhaut wird entfernt, in dünne Scheiben geschnitten und untersucht.

Die Studie wurde durch den Europäischen Forschungsrat unterstützt.

Bereich: Mikrochirurgie, Chirurgie

Originaltitel: Comparative study of wound healing in rat skin following incision with a novel picosecond infrared laser (PIRL) and different surgical modalities

Autoren: Hannes Petersen (1)*, Fatemeh Tavakoli (1), Sebastian Kruber (2), Adrian Münscher (1), Alexandra Gliese (1), Nils-Owe Hansen (2), Stephanie Uschold (2), Dennis Eggert (3), Wesley D. Robertson (2), Tobias Gosau (4), Susanne Sehner (5), Marcel Kwiatkowski (6), Hartmut Schlüter (6), Udo Schumacher (4), Rainald Knecht (1) R.J. Dwayne Miller (2)

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Hals-Nasen-Ohrenheilkunde, Kopf-Hals-Chirurgie und -Onkologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinistr. 52, 20251 Hamburg, (2) Max-Planck-Institut für Struktur und Dynamik der Materie, Hamburg (3) Heinrich-Pette-Institute, Leibnitz Institut für Experimentelle Virologie, Hamburg, (4) Institut für Anatomie und Experimentelle Morphologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinistr. 52, 20251 Hamburg, (5) Institut für Medizinische Biometrie und Epidemiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinistr. 52, 20251 Hamburg, (6) Institut für Klinische Chemie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinistr. 52, 20251 Hamburg

Zeitschrift: Lasers in Surgery and Medicine 2016; 48: 385-391

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5645

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Behörde für Gesundheit und Verbraucherschutz, Amt für Lebensmittelsicherheit und Veterinärwesen unter den Nummern G80/16, N105/16 und N109/19 genehmigt. Es werden männliche Mäuse zweier genmanipulierter Zuchtstämme verwendet. SCID-Mäuse werden von der Zuchtfirma Charles River, Wilmington, MA, USA bestellt und die NSG-Mäuse von The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME, USA. Beide Maus-Linien haben durch Genmanipulation eine geschwächte körpereigene Immunabwehr.

In einem ersten Experiment werden 20 Mäusen menschliche Prostata-Krebszellen unter die Haut an den Schulterblättern der rechten Seite injiziert. Der entstehende Tumor wird regelmäßig vermessen und wenn er mehr als 1 cm3 groß ist, wird er unter Narkose herausgeschnitten. Dies ist nach etwa 23-29 Tagen der Fall. In den folgenden etwa 20 Tagen entsteht ein neuer Tumor und wen dieser wieder die genannte Größe erreicht hat, werden die Mäuse auf nicht genannte Weise getötet.

Eine zweite Gruppe von 31 Mäusen wird genauso behandelt, nur, dass 2 Wochen nach der Krebszellinjektion ein Teil der Tiere chirurgisch kastriert wird. Die dritte Gruppe von 30 Mäusen wird genauso behandelt und auch kastriert. Zusätzlich erhält ein Teil der Tiere ab dem 7 Tag nach der Krebszellinjektion wöchentlich bis zur Tötung den Wirkstoff Zeledronsäure in die Bauchhöhle gespritzt. Dieser wird seit rund 20 Jahren zur Behandlung von Osteoporose bei Frauen in den Wechseljahren eingesetzt. Außerdem wird bei diesen Tieren an Tag 17 des Experiments ein Farbstoff in die Bauchhöhle injiziert und die Tiere werden mit einem Bildgebenden Verfahren untersucht. Nach der Tötung werden die Lungen, die Oberschenkel- und Oberarmknochen herausgeschnitten und auf das Vorhandensein von Tochtergeschwulsten untersucht.

Die Arbeit wurde unterstützt durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und die Stiftung „Forschung für Leben“.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Efficacy of zoledronic acid for the elimination of disseminated tumor cells in a clinically relevant, spontaneously metastatic prostate cancer xenograft model

Autoren: Lukas Clemens Böckelmann (1,2), Vera Freytag (1), Ann-Kristin Ahlers (1), Hanna Maar (1,3), Tobias Gosau (1), Anke Baranowsky (4,5), Rüdiger Schmitz (1), Klaus Pantel (6), Udo Schumacher (1), Marie-Therese Haider (1), Tobias Lange (1,3)*

Institute: (1) Institut für Anatomie und Experimentelle Morphologie, Zentrum für Experimentelle Medizin, Universitäres Cancer Center, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinistr. 52, 20251 Hamburg, (2) Klinik für Onkologie, Hämatologie und Knochenmarktransplantation, Universitäres Cancer Center, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (3) Institut für Anatomie I, Mitteldeutsches Krebszentrum, Universitätsklinikum Jena, Jena, (4) Institut für Osteologie und Biomechanik, Zentrum für Experimentelle Medizin, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (5) Klinik und Poliklinik für Unfallchirurgie und Orthopädie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (6) Institut für Tumorbiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg

Zeitschrift: Bone 2023; 171: 116741

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5644

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Behörde für Justiz und Verbraucherschutz Hamburg und Freiburg genehmigt, eine Nummer wird nicht genannt.

Bei dem Paper handelt es sich um ein Protokoll, d.h., einer Anleitung für die Durchführung einer einseitigen Lungentransplantation bei Mäusen. Bei der Erstellung des Protokolls werden Wildtyp-Mäuse, gekauft von der Zuchtfirma The Jackson Laboratory, als „Empfänger“-Tiere verwendet. Den „Spender“-Mäusen, die vom Till Strowig Lab, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung (Braunschweig) stammen, fehlt ein bestimmtes Gen, so dass sie vermehrt an Tumoren erkranken.

Die „Spender“-Maus wird narkotisiert und durch einen Tubus (Schlauch) in der Luftröhre künstlich beatmet. Das Tier wird auf den Rücken gelegt, die Haut geschoren und der Länge nach vom Unterbauch bis zum Kinn aufgeschnitten. Das Brustbein und Zwerchfell werden aufgeschnitten, so dass Bauch- und Brusthöhle geöffnet werden. Die untere Hohlvene wird eingeschnitten. In die Lungenarterie wird speziellen Flüssigkeit gespritzt, gleichzeitig strömt das Blut des Tieres aus der Hohlvene aus, bis die Lunge blutleer ist. Das Tier stirbt dadurch. Die beiden Lungen und das Herz werden als Block herausgeschnitten. Unter einem Mikroskop wird die linke Lunge abpräpariert.

Die „Empfänger“-Maus wird narkotisiert und halb auf dem Rücken, halb auf der rechten Seite positioniert. Der linke Brustkorb wird geschoren und zwischen zwei Rippen vom Brustbein bis zur Wirbelsäule aufgeschnitten. In dem Schnitt wird ein Instrument angebracht, das die beiden Rippen auseinanderspreizt. Die linke Lunge wird aus dem entstandenen Loch herausgeholt. Die Lunge der „Spender“-Maus wird nun an die winzigen Lungenarterie-, vene und Luftröhre der „Empfänger“-Maus angenäht. Dabei kommen Hülsen zum Einsatz, die über die Nähte gesetzt werden. Schließlich wird der linke Lungenflügel der „Empfänger“-Maus abgeschnitten. Die Wunde am Brustkorb wird zugenäht. Die Maus soll in den nächsten Tagen einzeln gehalten werden und Schmerzmittel bekommen.

14 Tage nach der Transplantation werden die Mäuse erneut betäubt und in ihre Schwanzvene werden Krebszellen injiziert. 24 Stunden später werden die Tiere noch einmal betäubt. Ihr Brustkorb wird aufgeschnitten, in ihre linke Herzkammer wird ein Schnitt gemacht, in die rechte Herzkammer wird Flüssigkeit injiziert. So wird das ganze Blut des Tieres ausgetauscht, wodurch die Maus stirbt.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Protocol for orthotopic single-lung transplantation in mice as a tool for lung metastasis studies

Autoren: Anastasios D. Giannou (1,2,3)*, Birte Ohm (4), Dimitra E. Zazara (5,6), Jöran Lücke (1,2,3), Tao Zhang (1,2), Morsal Sabihi (1,2), Philipp Seeger, (3), Jun Oh (6), Rainer Grotelüschen (3), Philipp Busch (3), Oliver Mann (3), Thilo Hackert (3), Jakob R. Izbicki (3), Yoshito Yamada (7,8), Samuel Huber (1,2), Wolfgang Jungraithmayr (4,8)

Institute: (1) Molekulare Immunologie und Gastroenterologie, I. Medizinische Klinik und Poliklinik, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinistr. 52, 20251 Hamburg, (2) Hamburg Center for Translational Immunology (HCTI), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (3) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Thoraxchirurgie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (4) Klinik für Thoraxchirurgie, Universitätsklinikum Freiburg, Medizinische Fakultät, Universität Freiburg, Freiburg, (5) Abteilung für Experimentelle Feto-Maternale Medizin, Klinik für Geburtshilfe und Pränatalmedizin, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (6) Universitätskinderklinik, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (7) Department of Thoracic Surgery, Kyoto University Hospital, Kyoto, Japan, (8) Klinik für Thoraxchirurgie, Universitätsklinikum Zürich, Zürich, Schweiz

Zeitschrift: STAR Protocols 2023; 4(4): 102701

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5643

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Behörde für Justiz und Verbraucherschutz Hamburg unter der Nummer (006/2018) genehmigt. Ein Teil der 12-18 Wochen alten männlichen Mäuse stammt von der Zuchtfirma Charles River (Bar Harbor, ME, USA). Weitere Mäuse mit einem durch Genmanipulation hervorgerufenen Gendefekt werden gezüchtet (vermutlich vor Ort in Hamburg). Den Tieren fehlt ein Rezeptor für ein bestimmtes Protein, das bei der Entstehung von Gewebeschäden nach einem Schlaganfall eine Rolle spielen soll. Die Mäuse werden über mindestens 8 Generationen mit nicht genmanipulierten „Wildtyp-Mäusen“ gekreuzt. Für das Experiment werden sowohl Nachkommen dieser Zuchten verwendet, die den Gendefekt aufweisen als auch ihre gesunden Geschwister. Narkotisierten Mäusen (mit und ohne Gendefekt) wird die Haut an einer Seite des Halses aufgeschnitten. Es wird eine „temporärer Verschluss der Mittleren Hirnarterie (tMCAO) durchgeführt. Für Details wird auf ältere Arbeiten verwiesen. Dabei werden zwei Arterien, die den Kopf mit Blut versorgen, abgebunden. Es wird ein Schnitt in eine Arterie gemacht und ein Faden wird eingeführt. Dieser wird bis zur mittleren Hirnarterie geschoben, wo das Blutgefäß so dünn ist, dass der Faden es verstopft. So soll ein Schlaganfall simuliert werden. Mit einem Laser-Doppler wird geprüft, ob die Hirnarterie vollständig verstopft ist. Mäuse mit weniger als 80%-Verstopfungsrate werden aus dem Versuch genommen, d.h. sehr wahrscheinlich getötet. Nach 40 Minuten wird der Faden entfernt, so dass das Gehirn wieder durchblutet wird. Das Ausmaß der Schädigung des Hirngewebes wird mit einem Magnetresonanztomographen für kleine Tiere bestimmt. Bei einem Teil der Mäuse wird unter Narkose der Kopf in einen stereotaktischen Apparat eingespannt und es wird ein Loch in den Schädelknochen gebohrt. Durch das Loch werden bestimmte Nanokörper direkt in das Gehirn injiziert. Weitere Mäuse erhalten die Nanokörper in eine Vene injiziert. Den Tieren wird der Farbstoff Luciferin 3 Stunden vor und einen Tag nach dem künstlich ausgelösten Schlaganfall in die Bauchhöhle gespritzt. 24 Stunden nach dem künstlich ausgelösten Schlaganfall werden alle Mäuse getötet, indem ihnen unter Narkose das Konservierungsmittel Formalin ins Herz gespritzt wird. Die Gehirne werden feingeweblich untersucht. Die Arbeit wurde unterstützt durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, Hermann und Lilly Schilling Stiftung, die Else-Kröner-Stiftung und Italian Association for Cancer Research.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Blocking P2X7 by intracerebroventricular injection of P2X7 specific nanobodies reduces stroke lesions

Autoren: Maximilian Wilmes (1), Carolina Pinto Espinoza (1,2), Peter Ludewig (1), Joschi Stabernack (1), Arthur Liesz (3,5), Annette Nicke (4), Mathias Gelderblom (1), Christian Gerloff (1), Simonetta Falzoni (6), Eva Tolosa (2), Francesco Di Virgilio (6), Björn Rissiek (1), Nikolaus Plesnilla (3), Friedrich Koch-Nolte (2), Tim Magnus (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Neurologie, Universitätsklinikum Eppendorf (UKE) Hamburg, Martinistr. 52, 20251 Hamburg, (2) Institut für Immunologie, Universitätsklinikum Eppendorf (UKE) Hamburg, (3) Institut für Schlaganfall- und Demenzforschung, Universitätsklinikum München, München, (4) SyNergy Cluster for Systems Neurology, München, (5) Walther Straub Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (6) Department of Medical Sciences, University of Ferrara, Ferrara, Italien

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2022; 19: 256

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5642

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Behörde für Justiz und Verbraucherschutz Hamburg unter der Nummer (N065/2020) genehmigt. Die Herkunft der männlichen Mäuse wird nicht erwähnt. Die Mäuse erhalten zwei Tage lang ein Schmerzmittel ins Trinkwasser. Dann werden die Tiere narkotisiert und ihr Rücken wird großflächig geschoren. Entlang der Wirbelsäule wird 1 ml Kochsalzlösung injiziert, die das Rückenmark bei der Verbrühung schützen soll. Die Tiere erhalten ein Protein in die Bauchhöhle gespritzt, das die Bildung von Blutzellen anregen soll sowie ein Schmerzmittel. Dann werden die Tiere rücklings in ein Kunststoffgestell gelegt und ihr Rücken wird in kochendes (98°C) Wasser getaucht. Die verbrühte Hautfläche beträgt 5 x 2,5 cm, was 20-25% der Gesamthautfläche einer Maus beträgt. Die Dauer der Verbrühung variiert je nach Gruppe. Je 5 Mäuse werden für 4, 6 oder 7 Sekunden eingetaucht, eine Gruppe von 5 Mäusen wird als Kontrolle nicht verbrüht. Eine weitere Gruppe von 2 Mäusen wird für 10 Sekunden eingetaucht. Diese Tiere sterben innerhalb von 9 Stunden, weswegen keine weiteren Mäuse über diesen Zeitraum verbrüht werden. Die Mäuse, die 4 oder 6 Sekunden verbrüht wurden, überleben den Untersuchungszeitraum von 72 Stunden. Sie werden nach 72 Stunden betäubt und durch Genickbruch getötet. 4 der 5 Mäuse mit einer Verbrühungszeit von 7 Sekunden sterben innerhalb von 72 Stunden unterschiedlich schnell. Die überlebende Maus wird am Versuchsende getötet. Es werden weitere 8 Tiere der 7-Sekunden-Verbrühung ausgesetzt, die nach 24 Stunden getötet werden. Bei allen gestorbenen und getöteten Mäusen werden Haut-, Lungen- und Leberproben zur Analyse entnommen. Die Arbeit wurde durch die Georg & Jürgen Rickertsen Stiftung und die Werner Otto Stiftung finanziell unterstützt

Bereich: Pathophysiologie, Wundheilung, Immunologie

Originaltitel: Murine scald models characterize the role of neutrophils and neutrophil extracellular traps in severe burns

Autoren: Julia Elrod (1,2)*, Moritz Lenz (2), Antonia Kiwit (2), Lina Armbrust (2), Lavinia Schönfeld (2), Konrad Reinshagen (2), Laia Pagerols Raluy (2), Christoph Mohr1, Ceren Saygi (3), Malik Alawi (3), Holger Rohde (4), Martin Herrmann (1,5,6), Michael Boettcher (1,2)

Institute: (1) Universitätsklinik für Jugend- und Kinderchirurgie, Universitätsklinikum Mannheim, Universität Heidelberg, (2)* Kinderchirurgie, Universitätsklinikum Eppendorf (UKE) Hamburg, Martinistr. 52, 20251 Hamburg, (3) Zentrum für Bioinformatik, Universitätsklinikum Eppendorf, Hamburg, (4) Institut für Medizinische Mikrobiologie, Virologie und Hygiene, Universitätsklinikum Eppendorf, Hamburg, (5) Medizinische Abteilung, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg und Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (6) Deutsches Zentrum Immuntherapie DZI, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg und Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2023: 10.3389/fimmu.2023.1113948

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5641

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Leipzig unter den Nummern TVV 02/17 und TVV 56/15 genehmigt. Die Mäuse und Ratten stammen von der Zuchtfirma Charles River, Sulzfeld, die Schafe vom Lehr- und Versuchsgut der Veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig.

Bei Mäusen, Ratten und Schafen wird auf folgende Weise ein künstlicher Schlaganfall ausgelöst: Bei den Mäusen wird unter Narkose der Hals an der rechten Seite aufgeschnitten. Die Halsschlagader wird eingeschnitten und ein Faden wird eingefädelt und bis ins Gehirn geschoben. Hier ist das Blutgefäß so dünn, dass es durch den Faden verstopft wird. Der Faden wird in dieser Position belassen und die Wunde vernäht. Bei den Ratten wird ebenfalls die rechte Halsschlagader aufgeschnitten und ein Schlauch eingeführt und bis zu einem das Gehirn versorgenden Gefäß vorgeschoben. Dann wird über den Schlauch ein Blutgerinnsel ins Gefäß gespritzt, wodurch dieses verstopft. Das Gerinnsel ist von einer Ratte, es wird aber nicht erwähnt, wie es gewonnen wird. Der Schlauch wird entfernt und die Wunde vernäht. Bei den Schafen wird unter Narkose der Schädelknochen am Schläfenbein aufgebohrt. Die harte Hirnhaut wird eingeschnitten und die mittlere Hirnarterie wird mit einer Klemme abgeklemmt, durch die elektrischer Strom geleitet wird. Das Gewebe wird dadurch zerstört, wodurch das Blutgefäß verstopft wird.

Das „erfolgreiche“ Erzielen des Schlaganfalls wird bei den Mäusen und Ratten durch die Beobachtung neurologischer Defizite (z.B. im Kreis drehen) nachgewiesen. Bei den Schafen wird zur Bestätigung des Verschlusses der Hirnarterie ein bildgebendes Verfahren eingesetzt. Jeweils einige Mäuse werden 4, 24 oder 72 Stunden nach der Operation getötet, die Ratten nach 24 Stunden und die Schafe nach 2 Wochen. Die Tötungsart wird nicht genannt. Das Hirngewebe wird in Scheiben geschnitten und untersucht.

Die Arbeit wurde durch den Europäischen Sozialfonds und die Deutsche Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Regionally altered immunosignals of surfactant protein-G vascular and non-vascular elements of the neurovascular unit after experimental focal cerebral ischemia in mice, rats, and sheep

Autoren: Dominik Michalski (1)*, Willi Reimann (1,2), Emma Spielvogel (1,2), Bianca Mages (3), Bernd Biedermann (2), Henryk Barthel (4), Björn Nitzsche (4,5), Stefan Schob (6), Wolfgang Härtig (2)

Institute: Klinik und Poliklinik für Neurologie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (2) Paul-Flechsig-Institut für Hirnforschung, Universität Leipzig, Leipzig, (3) Institut für Anatomie, Universität Leipzig, Leipzig, (4) Klinik und Poliklinik für Nuklearmedizin, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (5) Veterinär-Anatomisches Institut, Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig, Leipzig, (6) Neuroradiologie, Universitätsklinikum Halle, Halle (Saale)

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2022; 23(11): doi: 10.3390/ijms23115875.

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5640

Versuchsbeschreibung: Die Genehmigungen der Experimente erfolgen durch eine nicht genannte Behörde in Sachsen unter der Nummer TVV39/13 (Schweine) und TVV15/16 (Mäuse).

Die Schweine der Rasse „Deutsche Landrasse“ stammen von der Firma Kitzen in Pegau. Die Tiere sind männlich und wiegen 25-30 kg. Bei diesem Gewicht sind Schweine der Landrasse gewöhnlich 8-9 Wochen alt, also noch Ferkel. Im Paper werden die Tiere als „adult“, also „erwachsen“ bezeichnet.

Die 9 Schweine werden in 3 Gruppen zu je 3 Tieren eingeteilt. An einer Stelle ist von 3 + 4 + 4 Schweinen die Rede. Zwei Gruppen Schweine werden unter Narkose operiert. Der Bauch wird aufgeschnitten und 70% der Leber werden herausgeschnitten. Dabei erhalten 3 Schweine eine Lösung mit bestimmten menschlichen Knochenmarkszellen in die Blutbahn infundiert. Die Knochenmarkszellen stammen aus Abfall aus Knie- oder Hüftoperationen. 3 Schweine erhalten eine zellfreie Kochsalzlösung. Die dritte Gruppe Schweine wird „scheinoperiert“, d.h., der Bauch wird aufgeschnitten, aber die Leber wird intakt gelassen. Der Bauch aller Tiere wird verschlossen, die Tiere erhalten Schmerzmittel und sie werden in den nächsten 24 Stunden beobachtet. Nach 24 Stunden werden die Schweine durch Injektion in Kaliumchlorid in die Blutbahn getötet. Die Lungen und der Leberrest werden herausgeschnitten und untersucht.

Die Herkunft der Mäuse wird nicht erwähnt. Es werden immundefiziente Tiere verwendet, d.h. sie haben ein geschwächtes Abwehrsystem. Die Mäuse sind männlich und 12 Wochen alt. Ihnen werden Leberzellen entnommen. Wie genau dies erfolgt, ist aus der aktuellen Studie und einer früheren Studie, auf die verwiesen wird, nicht zu ersehen. Auch wird nicht erwähnt, was mit den Mäusen im Anschluss geschieht. Vermutlich werden sie getötet.

Die Arbeit wurde unterstützt durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft und der Medizinischen Fakultät der Universität Leipzig

Bereich: Transplantationsmedizin

Originaltitel: Mesenchymal stromal cells mitigate liver damage after extended resection in the pig by modulating thrombospondin-1/TGF-beta

Autoren: Sandra Nickel (1,2), Sebastian Vlaic (3,4), Madlen Christ (1), Kristin Schubert (5), Reinhard Henschler (6), Franziska Tautenhahn (1), Caroline Burger (1), Hagen Kühne (1), Silvio Erler (7), Andreas Roth (8), Christiane Wild (1), Janine Brach (1), Seddik Hammad (9,10), Claudia Gittel (11), Manja Baunack (11), Undine Lange (1), Johannes Broschewitz (1), Peggy Stock (1), Isabella Metelmann (1), Michael Bartels (1,15), Uta-Carolin Pietsch (12), Sebastian Krämer (1), Uwe Eichfeld (1), Martin von Bergen (5,13), Steven Dooley (5,13), Hans-Michael Tautenhahn, (9), Bruno Christ (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Viszerale, Transplantations-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (2) Klinik für Allgemeine, Viszeral- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Jena, Jena, (3) Systembiologie und Bioinformatik, Leibniz-Institut für Naturstoffforschung und Infektionsbiologie – Hans-Knöll-Institut (HKI), Jena, (4) Lehrstuhl für Bioinformatik, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena, (5) Molekulare Systembiologie, Helmholtz-Zentrum für Umweltforschung UFZ, Leipzig, (6) Institut für Transfusionsmedizin, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (7) Institut für Biologie, Gruppe Tierökologie, Martin-Luther-Universität Halle, Halle/Saale, (8) Klinik und Poliklinik für Orthopädie, Unfallchirurgie und Plastische Chirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (9) Medizinische Klinik II, Molekulare Hepatologie, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Heidelberg, (10) Faculty of Veterinary Medicine, Department of Forensic and Toxicology, South valley University, Qena, Ägypten, (11) Klinik für Großtiere, Universität Leipzig, Leipzig, (12) Klinik für Anästhesiologie und Intensivmedizin, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (13) Institut für Biochemie, Universität Leipzig, Leipzig, (14) Forschungsprogramm „Else Kröner-Forschungskolleg AntiAge“, Universitätklinikum Jena, Jena

Zeitschrift: Npj Regenerative Medicine 2021; 6(84): https://doi.org/10.1038/s41536-021-00194-4

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5639