Versuchsbeschreibung: Es werden verschiedene transgene, d.h. gentechnisch veränderte Mäuse verwendet. Sie stammen z.T. aus dem Institut für Ernährungsmedizin, Else-Körner-Fresenius-Zentrum für Ernährungsmedizin, Technische Universität München, Freising-Weihenstephan. Mit gentechnischen Mitteln werden Mäuse "hergestellt", die eine Veränderung eines bestimmten Gens aufweisen. Patientenstudien haben ergeben, dass diese Veränderung für ein beschleunigtes Wachstum von Brustkrebs eine Rolle spielt. Die Mäuse werden im Alter von 3, 6 oder 9 Monaten durch Genickbruch getötet, um die Tumorgröße zu messen. Weiterhin werden Untersuchungen mit Zellen aus Mäuse-Embryonen vorgenommen.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: A single nucleotide change in the mouse genome accelerates breast cancer progression

Autoren: Nina Seitzer, Thomas Mayr, Sylvia Streit, Axel Ullrich*

Institute: Institut für Molekularbiologie, Max-Planck-Institut für Biochemie, Am Klopferspitz 18, 85152 Martinsried

Zeitschrift: Cancer Research 2010: 70(2), 802-812

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4105

Versuchsbeschreibung: Die krebshemmende Wirkung von INNO-206 (Derivat des Anti-Krebs-Mittels Doxorubicin, das in der Chemotherapie Anwendung findet) wird an verschiedenen "Tiermodellen" untersucht, die Brust-, Eierstocks-, Bauchspeicheldrüsen oder Lungenkrebs simulieren sollen. Hierfür wird eine nicht genau spezifizierte Zahl weiblicher Mäuse verwendet. Die Tiere werden unter sterilen Bedingungen in Einzelkäfigen gehalten und erhalten sterilisiertes Futter sowie Wasser mit saurem pH-Wert (zwecks Desinfektion). Tumorzellen (beim Bauchspeicheldrüsenmodell menschliche Tumorzellen) aus In-vitro-Kulturen werden den betäubten Tieren unter die Haut der linken Rumpfseite transplantiert. Die Mäuse werden in verschiedene Gruppen zu je sechs bis acht Tieren aufgeteilt. Wenn der Tumor eine bestimmte Größe erreicht hat, bekommen die Tiere intravenös entweder eine Glucose-Phosphatpufferlösung als Placebo, Doxorubicin oder INNO-206 in wöchentlichen Zeitabständen verabreicht. Die Tumorgröße wird zweimal wöchentlich gemessen und das Körpergewicht der Tiere alle drei bis vier Tage erfasst.

Beim "Tiermodell" für Bauchspeicheldrüsenkrebs werden die Mäuse mit Isofluran-Gas narkotisiert und der Bauch wird aufgeschnitten, um Tumorzellen in die Bauchspeicheldrüse zu injizieren. Die Tiere werden wieder zugenäht. Nach 18 Tagen werden die Tiere in Gruppen unterteilt und zwei Zyklen einer wöchentlichen Behandlung entweder mit Doxorubicin oder INNO-206 unterzogen. Das Tumorwachstum wird beobachtet.

Alle Tiere werden nach einem nicht genanntem Zeitraum getötet, um den Tumor fotografisch zu dokumentieren und dessen Gewicht zu erfassen. Leber, Nieren, Milz und Magen werden ebenfalls entfernt, um die Streuung des Tumors zu untersuchen. Die Autoren geben an, dass Doxorubicin ab einer bestimmten Dosierung zu inakzeptabler Toxizität und Todesfällen bei Nacktmäusen führt.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: INNO-206, the (6-maleimidocaproylhydrazone derivative of doxorubicin), shows superior antitumor efficacy compared to doxorubicin in different tumor xenograft models and in an orthotopic pancreas carcinoma model

Autoren: R. Graeser (1,2)*, N. Esser (1,2)*, H. Unger (1)*, I. Fichtner (3), A. Zhu (4), C. Unger (1)*, F. Kratz (1)*

Institute: (1) Abteilung für medizinische Onkologie, klinische Forschung, Breisacher Str. 117, 79106 Freiburg, Deutschland, (2) ProQinase GmbH, Breisacher Straße 117, 79106 Freiburg, (3) Max Delbrück Center, 13122 Berlin, (4) Innovive Pharmaceuticals, New York, NY 10022

Zeitschrift: Invest New Drugs: 2010, 28, 14-19

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4104

Versuchsbeschreibung: SARS-Viren von einem beim Ausbruch 2002/2003 infizierten Patienten aus Frankfurt/M werden "nachgebaut". Es werden verschiedene Untersuchungen mit Zellkulturen gemacht. Außerdem werden vier Gruppen zu je drei Goldhamster über die Nase mit SARS-Viren infiziert. Kontrolltiere erhalten abgetötete Viren. Die Hamster stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories. Die Tiere werden einen oder drei Tage nach der Infektion getötet, um ihre Lungen zu untersuchen. Die Tierversuche fanden in Bonn statt.

Die Autoren bemerken, dass es bei den kleinen Tiergruppen keine wesentlichen Unterschiede feststellbar waren, dass sie aber nicht mehr Tiere verwenden wollten.

Die Arbeit wurde unterstützt durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung, (Projekt "Ökologie und Pathogenese von SARS"), die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Sino-German Center für Science Promotion.

Bereich: Virologie

Originaltitel: Reverse genetic characterization of the natural genomic deletion in SARS-Coronavirus strain Frankfurt-1 open reading frame 7b reveals an attenuating function of the 7b protein in-vitro and in-vivo

Autoren: Susanne Pfefferle (1)*, Verena Krähling (2), Vanessa Ditt (3), Klaus Grywna (1), Elke Mühlberger (2,4,5), Christian Drosten (1,3)

Institute: (1) Klinische Virologie Gruppe, Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin, Bernhard-Nocht-Str. 74, 20359 Hamburg, (2) Institut für Virologie, Philipps-Universität Marburg, (3) Institut für Virologie, Medizinisches Zentrum Universität Bonn, (4) National Infectious Diseases Laboratories Institute, Boston, USA, (5) Department of Microbiology, Boston University School of Medicine, Boston, USA

Zeitschrift: Virology Journal 2009: 6, 131, doi:10.1186/1743-422X-6-131

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4103

Versuchsbeschreibung: Die Mäuse verschiedener Zuchtlinien werden im Bernhard-Nocht-Institut und im Universitätskrankenhaus Eppendorf gezüchtet. Trypansoma cruzi, ein einzelliger Parasit, ist der Erreger der tropischen Chagas-Krankheit Latein-Amerikas, die durch Insekten auf Menschen übertragen wird. Die Parasiten hemmen die körpereigene Immunabwehr. Im Labor werden die Einzeller in Zellkulturen gezüchtet. Durch eine Injektion in die Bauchhöhle werden Mäuse mit den Parasiten infiziert. 5, 15, 20 und 25 Tage nach der Infektion werden Blutproben aus der Schwanzvene entnommen, um die Menge der Parasiten im Blut zu bestimmen. Andere infizierte Mäuse werden getötet, um die Milzen für weitere Experimente zu verwenden. Es werden außerdem diverse In-vitro-Versuche mit Zellkulturen durchgeführt.

Die Studie wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Bereich: Tropenmedizin, Parasitologie, Immunologie, Molekularimmunologie

Originaltitel: Sialylated ligands on pathogenic Trypanosoma cruzi interact with Siglec-E (sialic acid-binding Ig-like lectin-E)

Autoren: Hanna Erdmann (1), Christiane Steeg (1), Friedrich Koch-Nolte (2), Bernhard Fleischer (1,2), Thomas Jacobs (1)*

Institute: (1) Abteilung für Immunologie, Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin, Bernhard-Nocht-Str. 74, 20359 Hamburg, (2) Institut für Immunologie, Universitätskrankenhaus Eppendorf Hamburg

Zeitschrift: Cellular Microbiology 2009: 11(11), 1600-1611

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4102

Versuchsbeschreibung: Es werden neun verschiedene Linien transgener Mäuse sowie normale Mäuse verwendet. Die Tiere stammen aus den Zuchten des Bernhard-Nocht-Instituts, Hamburg, dem Forschungszentrum Borstel und aus La Jolla, Californien, USA. Die Versuche finden (sehr wahrscheinlich) im Bernhard-Nocht-Instituts, Hamburg, statt. Die transgenen Mäuse werden über mindestens zehn Generationen mit normalen Mäusen rückgekreuzt. Den transgenen Mäusen fehlen z.T. bestimmte Immunzellen ("Killerzellen"). Den Tieren werden Amöben (Entamoeba histolytica), einzellige Darmparasiten, die beim Menschen die Amöbenruhr hervorrufen und auch zu Leberabszessen führen können, in die Leber injiziert. Mäuse, denen die Killerzellen fehlen, entwickeln größere Leberabszesse. Nach sieben Tagen werden die Tiere getötet. Vorherige Versuche hatten ergeben, dass der 7. Tag nach der Infektion am günstigsten ist, um die Größe der Leberabszess zu beurteilen. Anderen Mäusen wird ein Molekül von der Oberfläche der Amöben in die Bauchhöhle injiziert, welches die Killerzellen aktiviert. Auch sie werden am 7. Tag getötet.

Bereich: Tropenmedizin, Parasitologie, Immunologie

Originaltitel: Natural Killer T cells activated by a lipopeptidophosphoglycan from Entamoeba histolytica are citically important to control amebic liver abscess

Autoren: Hannelore Lotter (1)*, Nestor Gonzalez-Roldan (1,2,3,4), Buko Lindner (5), Florian Winau (6), Armando Isibasi (3), Martha Moreno-Lafont (4), Artur J. Ulmer (7), Otto Holst (2)*, Egbert Tannich (1), Thomas Jacobs (1)

Institute: (1) Abteilung für Immunologie, Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin, Bernhard-Nocht-Str. 74, 20359 Hamburg, (2) Abteilung für Strukturelle Biochemie, Forschungszentrum Borstel, Leibniz-Zentrum für Medizin und Biowissenschaften Borstel, (3) Unidad de Investigacion Medica en Immunoquimica, Hospital de Especialidades del Centro Medico Nacional Siglo XXI, Mexico City, Mexiko, (4) Departemento de Immunologia, Instituto Politecnico Nacional, Mexico City, Mexiko, (5) Abteilung für Immunochemie, Forschungszentrum Borstel, Leibniz-Zentrum für Medizin und Biowissenschaften Borstel, (6) Immune Disease Institute and Department of Pathology, Havard Medical School, Boston, Massachusetts, USA, (7) Abteilung für Immunologie und Zelbiologie, Forschungszentrum Borstel, Leibniz-Zentrum für Medizin und Biowissenschaften Borstel

Zeitschrift: PLoS Pathogens 2009: 5(5), e1000434

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4101

Versuchsbeschreibung: Es werden Mäuse verwendet, die genetisch so manipuliert sind, dass bei Injektion von Diphterie-Gift bestimmte Immunzellen temporär ausgeschaltet werden (DEREG-Mäuse). Die Tiere werden am Bernhard-Nocht-Institut, Hamburg, gehalten und gezüchtet. Die DEREG-Mäuse werden mit nicht genmanipulierten C57BL/6-Mäusen verpaart. Ihre Nachkommen werden auf Vorhandensein der genetischen Veränderung untersucht. Es werden sowohl die genveränderten als auch die normalen Geschwister für die folgenden Versuche verwendet.

Zerebrale Malaria wird durch einzellige Blutparasiten (Plasmodium falciparum) hervorgerufen und durch Anopheles-Mücken übertragen. Am Bernhard-Nocht-Institut werden diese Parasiten gezüchtet, indem sie abwechselnd einen Zyklus in Mücken und Mäusen durchlaufen. Mit Parasiten infizierte rote Blutkörperchen aus dem Blut der Mäuse wird DERAG- und normalen Mäusen in die Bauchhöhle injiziert. 90-100% der infizierten Tiere entwickeln innerhalb von 6 – 8 Tagen typische Symptome: Gewichtsverlust, Bewegungsstörungen und Krämpfe. Die Symptome werden täglich nach einem Punkteschema bewertet. Sieben bis neun Tage nach der Infektion werden die Mäuse getötet, um "unnötiges Leiden zu vermeiden". Andere infizierte Mäuse werden nach sechs Tagen getötet, um Gehirn und Milz zu untersuchen.

Die Studie wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Bereich: Tropenmedizin, Parasitologie, Immunologie

Originaltitel: Limited role of CD4+Foxp3+ regulatory T cells in the control of experimental cerebral malaria

Autoren: Christiane Steeg (1), Guido Adler (1), Tim Sparwasser (2), Bernhard Fleischer (1), Thomas Jacobs (1)*

Institute: (1) Abteilung für Immunologie, Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin, Bernhard-Nocht-Str. 74, 20359 Hamburg, (2) Zentrum für Experimentelle und Klinische Infektionsforschung, Twincore, Hannover

Zeitschrift: The Journal of Immunology 2009: 183, 7014-7022

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4100

Versuchsbeschreibung: Es werde Mäuse verschiedener Zuchtlinien verwendet. Die Tiere stammen von Charles River Laboratories, vom Max-Planck-Institut für Infektionsbiologie, Berlin, und vom Universitätskrankenhaus Eppendorf, Hamburg. Knockout-Mäuse (Lang-DTR) werden am Bernhard-Nocht-Institut gezüchtet. Die Lang-DTR-Mäuse sind so genetisch manipuliert, dass bei Injektion von Diphterie-Gift bestimmte Immunzellen temporär ausgeschaltet werden. Die Injektionen werden mehrfach wiederholt, so dass die Immunzellen nicht wieder nachgebildet werden können. Diesen Mäusen sowie "normalen" Mäusen werden Parasiten in die Sohle einer Hinterpfote injiziert. Leishmania major ist ein einzelliger Parasit, Erreger der tropischen Krankheit Leishmaniose, die durch Sandfliegen übertragen wird und bei Menschen und Tieren vorkommen kann. Der Verlauf der Infektion wird täglich protokolliert. Die Schwellung der Hinterpfote wird einmal wöchentlich begutachtet. Zu unterschiedlichen Zeitpunkten werden die Mäuse getötet, um die Hinterpfote, die Leistenlymphknoten und die Milz zu untersuchen. In einem anderen Experiment werden Immunzellen aus der Milz von Mäusen gewonnen, markiert und in Lang-DTR-Mäuse injiziert, bei denen zuvor durch Injektion von Diphterie-Toxin die Immunzellen vernichtet worden sind. Die Tiere werden 48 oder 72 Stunden später getötet.

Bereich: Tropenmedizin, Parasitologie, Immunologie

Originaltitel: Priming of CD8+ and CD4+ t cells in experimental leishmaniasis is initiated by different dendritic cell subtypes

Autoren: Nancy Brewig (1), Adrien Kissenpfennig (2), Bernard Malissen (3), Alexandra Veit (1), Thomas Bickert (1), Bernhard Fleischer (1), Sven Mostböck (4), Uwe Ritter (1,4)*

Institute: (1) Abteilung für Immunologie, Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin, Bernhard-Nocht-Str. 74, 20359 Hamburg, (2) Center for Infection and Immunity, School of Medicine, Denistry & Biomedical Sciences, Queens University Belfast, Großbritannien, (3) Centre d’immunologie de Marseille-Luminy, Marseille, Frankreich, (4) Institut für Immunologie, Universität Regensburg, Franz-Josef-Strauss-Allee 11, 93053 Regensburg

Zeitschrift: The Journal of Immunology 2009: 182, 774-783

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4099

Versuchsbeschreibung: Es werden Mäuse zweier Linien (BALB/c und C57BL/6) verwendet. Die Herkunft der Tiere wird nicht genannt. Die C57BL/6-Mäuse sind bekannt dafür, dass sie gegenüber dem einzelligen, tropischen Parasiten Leishmania major, der durch Sandfliegen auf Menschen und Tiere übertragen werden kann, relativ resistent sind. Es tritt an der Injektionsstelle lediglich eine Schwellung auf. Bei BALB/c-Mäusen hingegen kommt es zu geschwürartigen Hautveränderungen. Die Parasiten werden gentechnisch verändert und geklont. Außerdem werden genetisch unveränderte "Wild-Typ"-Parasiten verwendet. Die Parasiten stammen aus der Haut und den Lymphknoten von infizierten Mäusen.

Mäuse der beiden Linien werden mit den gentechnisch veränderten oder den Wild-Typ-Parasiten infiziert, indem diese in die Fußsohlen beider Hinterpfoten injiziert werden. Einmal wöchentlich werden die Pfoten auf den Umfang der Schwellung überprüft. Bevor die Schwellungen anfangen zu ulzerieren (Geschwüre zu bilden), werden die Mäuse getötet. Das Gewebe der Pfoten sowie der Lymphknoten wird untersucht. Die genetisch veränderten Parasiten rufen verstärkte Symptome hervor.

Es werden außerdem In-vitro-Versuche mit den genetisch veränderten Parasiten gemacht. Dazu werden Knochenmarkszellen von Mäusen gewonnen und mit Parasiten infiziert.

Bereich: Tropenmedizin, Parasitologie

Originaltitel: Overexpression of a single Leishmania major gene enhances parasite infectivity in vivo and in vitro

Autoren: Linda Reiling, Mareike Chrobak, Christel Schmetz, Joachim Clos*

Institute: Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin, Bernhard-Nocht-Str. 74, 20359 Hamburg

Zeitschrift: Molecular Microbiology 2010: 76(5), 1175-1190

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4098

Versuchsbeschreibung: Die Affen einer nicht genannten Art werden zunächst "trainiert", in einem Primatenstuhl zu sitzen und eine Aufgabe am Bildschirm zu erlernen. Als Trainingsmethode wird Durst eingesetzt. Die Tiere erhalten so wenig zu Trinken, dass sie durstig genug sind, um für ein paar Tropfen Flüssigkeit, zu tun, was von ihnen verlangt wird. Dann werden die Affen unter Narkose operiert. In den Schädel wird über der Sehrinde ein Loch gebohrt. Darüber wird eine verschließbare Kammer montiert, durch die später Elektroden in das Hirngewebe eingeführt werden können. Außerdem wird ein Haltebolzen auf dem Kopf mit Dentalzement und Schrauben befestigt. Auf die Lederhaut der Augen werden Metallspulen angebracht, mit denen die Augenbewegungen registriert werden können.

In den folgenden Experimenten wird bei den im Primatenstuhl sitzenden Affen der Kopf mit Hilfe des implantierten Haltebolzens unbeweglich angeschraubt. Die Tiere müssen einen roten Punkt auf einem Bildschirm anstarren. Wenn dieser Punkt erlischt und an einer anderen Stelle ein grüner Punkt erscheint, müssen sie die Augen schnell zu dem grünen Punkt bewegen. Gleichzeitig messen die Elektroden, die durch das Bohrloch in das Gewebe der Sehrinde eingeführten werden, elektrische Nervenaktivitäten.

Das weitere Schicksal der Affen wird nicht beschrieben. Üblicherweise werden die Tiere für zahlreiche weitere Experimente herangezogen.

Die Studie wurde unterstützt durch: Deutsche Forschungsgemeinschaft, Human Frontiers Science Program Grant, National Institute of Health Grant und European Union Research Grant MEMORY 6FP.

Bereich: Hirnforschung, Sehforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Neural dynamics of saccadic supression

Autoren: Frank Bremmer (1,2)*, Michael Kubischik (1), Klaus-Peter Hoffmann (1), Bart Krekelberg (3)

Institute: (1) Allgemeine Zoologie und Neurobiologie, Ruhr-Universität Bochum, 44780 Bochum, (2) Abteilung Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Renthof 7, 35032 Marburg, (3) Rutgers University, Center for Molecular and Behavioral Neuroscience, Newark, New Jersey, USA

Zeitschrift: The Journal of Neuroscience, 2009: 29(4), 12374-12383

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4097

Versuchsbeschreibung: Die Affen einer nicht genannten Art werden zunächst "trainiert” in einem sogenannten Primatenstuhl zu sitzen und Aufgaben an einem Bildschirm auszuführen. Für gute Kooperation erhalten die Tiere etwas Saft oder Wasser. Vor der Sitzung bekommen die Tiere über einen nicht genannten Zeitraum nichts zu trinken. Die Affen müssen mit den Augen auf einen roten Punkt auf einem Bildschirm starren. Haben die Tiere die Aufgabe gelernt, werden sie operiert. Auf dem Kopf werden ein Haltebolzen angebracht sowie eine zylindrische Stahlkammer über einem Bohrloch. Beide werden mit Zahnzement und Schrauben auf dem Schädel verankert. Auf die Lederhaut der Augen werden kleine Metallspulen implantiert, mit denen später die Augenbewegungen verfolgt werden können. Ein Kabel führt von den Spulen zu einem Adapter, der im Zahnzement am Kopf befestigt ist.

Für die eigentlichen Versuche wird der Kopf der im Primatenstuhl sitzenden Affen unbeweglich angeschraubt. Bei anderen Versuchen können die Tiere den Kopf frei bewegen. Die Tiere müssen mit den Augen einen roten Punkt in der Mitte des Bildschirms anstarren. Gleichzeitig erscheinen fließende Linien, die entweder am Horizont zusammenlaufen oder wie ein Wirbel rotieren. Über die Metallkammer und das Bohrloch im Schädelknochen werden mit einem Antriebsgerät Elektroden in bestimmte Hirnbereiche getrieben, um die Aktivitäten einzelner Nervenzellen zu messen.

Die Studie wurde durch die deutsche Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Bereich: Hirnforschung, Sehforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Visual selectivity for heading in monkey area MST

Autoren: Frank Bremmer (1,2)*, Michael Kubischik (1), Martin Pekel (1), Klaus-Peter-Hoffmann (1), Markus Lappe (3)

Institute: Allgemeine Zoologie und Neurobiologie, Ruhr-Universität Bochum, 44780 Bochum, (2) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Renthof 7, 35032 Marburg, (3) Psychologisches Institut II, Westfälische Wilhelms-Universität Münster

Zeitschrift: Experimental Brain Research 2010: 200, 51-60

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4096