Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde in Sachsen genehmigt. Es werden mindestens 16 junge Axolotl mit einer Körperlänge von 12 cm eingesetzt. Axolotl sind mexikanische Schwanzlurche. Die Tiere werden durch Eintauchen in eine Benzocainlösung betäubt. Dann wird bei 12 der Tiere ein 5 mm großen Stück des rechten Unterkiefers herausgeschnitten, wobei eine Papierschablone als Orientierungshilfe verwendet wird. Es werden Knorpel, Knochen, Haut, Bindegewebe, Muskeln und Schleimhaut entfernt. Es werden etwa 43 % des Umfangs des rechten Unterkiefers entfernt. Die weiteren Axolotl werden ebenfalls betäubt, es wird jedoch kein Stück des Kiefers entfernt.

Die Regeneration des Unterkiefers wird über einen Zeitraum von 90 Tagen verfolgt, dazu werden die Tiere zu verschiedenen Zeitpunkten fotografiert.

Zu verschiedenen Zeitpunkten – nach 5, 14, 35 und 90 Tagen – werden einzelne Tiere entnommen und mit einer Überdosis Benzocain getötet. Die Unterkieferregion wird entnommen und in feine Scheiben geschnitten untersucht. Zusätzlich werden Gewebeproben aus der sich regenerierenden Kieferregion entnommen und die Aktivität von Genen überprüft. Diese wird mit aus der Literatur entnommenen Daten von Axolotl verglichen, denen Gliedmaße abgetrennt wurden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Alexander von Humboldt-Stiftung und die Dresden International Graduate School for Biomedicine and Bioengineering (DIGS-BB) gefördert.

Bereich: Regenerationsforschung

Originaltitel: Axolotl mandible regeneration occurs through mechanical gap closure and a shared regenerative program with the limb

Autoren: Julia Kramer (1), Rita Aires (2)*, Sean D. Keeley (2), Tom Alexander Schröder (1), Günter Lauer (1), Tatiana Sandoval-Guzmán (2,3)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden, (2)* Medizinische Klinik und Poliklinik III, UniversitätsCentrum für Gesundes Altern, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Fetscherstraße 74, 01307 Dresden, (3) Paul Langerhans Institut Dresden des Helmholtz Zentrum München, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden

Zeitschrift: Disease Models & Mechanisms 2024; 17(9): dmm050743

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5789

Versuchsbeschreibung: Die Versuche an Axolotl (mexikanische Schwanzlurche) und Krallenfröschen werden von der Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB-55.2.2532.Vet_03-19–63 genehmigt. Versuche an Rippenmolchen finden in Schweden statt und werden durch das Schwedische Zentralamt für Landwirtschaft unter den Nummern 18190–18 und 5723–2019 genehmigt.

Die Krallenfrosch-Kaulquappen sowie junge Axolotl mit einer Körperlänge von fünf bis sieben Zentimetern stammen aus der Tierzuchtanlage des Biocenters Martinsried der Ludwig-Maximilians-Universität München. Die Molche stammen aus der Aquatischen Forschungseinrichtung des Karolinska Instituts in Schweden, wo auch die Versuche an ihnen stattfinden. Für die Experimente werden sowohl Larven als auch erwachsene Tiere verwendet.

Axolotl und Krallenfrösche werden betäubt, indem sie in Wasser gegeben werden, dem die Chemikalie MS-222 zugesetzt ist. Anschließend werden die Tiere in kleine Schalen mit einer eiskalten Flüssigkeit gegeben, die ebenfalls das Narkosemittel enthält. Dort werden sie auf nicht genannte Art auf einer Silikon-Platte fixiert, so dass ihr Bauch nach oben zeigt. Die Haut und der Herzbeutel der Tiere werden aufgeschnitten. Mit feinen Glas-Pipetten werden farbige Markierungsmittel in das schlagende Herz injiziert. Nach der Injektion verbleiben die Tiere für 10, 20 oder 60 Minuten in Narkose. Dann wird ihnen das Herz herausgeschnitten, sie werden enthauptet und ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Weitere Tiere werden durch Perfusion getötet, indem ihnen Flüssigkeit in das Herz gepumpt wird, die das Blut verdrängt. Dann werden das Gehirn und das Rückenmark entnommen.

Die Molche werden auf ein mit Betäubungsmittel getränktes Tuch gelegt. Ihnen werden ebenfalls die Markierungssubstanzen in die Aorta (Hauptschlagader) injiziert. Nach 20 Minuten werden die Molche in Narkose geköpft. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Karolinska Institut (Schweden), den Schwedischen Forschungsrat und die Knut and Alice Wallenberg Foundation (Schweden) gefördert.

Bereich: Tierphysiologie, Regenerationsforschung

Originaltitel: Species specific blood–brain barrier permeability in amphibians

Autoren: Sophie Antesberger (1), Beate Stiening (2), Michael Forsthofer (3), Alberto Joven Araus (4), Elif Eroglu (4), Jonas Huber (2), Martin Heß (2), Hans Straka (2), Rosario Sanchez Gonzalez (2)*

Institute: (1) Graduate School of Systemic Neurosciences, Ludwig-Maximilians-Universität München, Planegg, (2)* Fakultät für Biologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Großhaderner Str. 2, 82152 Planegg, (3) Department of Neuroscience, University of Sussex, Brighton and Hove, Großbritannien, (4) Department of Cell and Molecular Biology, Karolinska Institutet, Stockholm, Schweden

Zeitschrift: BMC Biology 2025; 23: 43

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5788

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Gesundheit und Verbraucherschutz Hamburg genehmigt. Die weiblichen Frettchen werden bei einem kommerziellen Züchter (Euroferret, Dänemark) gekauft und nach ihrer Ankunft in Gruppen gehalten. Den Frettchen wird ein Hormonchip implantiert, um die Läufigkeit zu unterdrücken. Dafür werden die Tiere mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert.

Die Frettchen werden in drei Gruppen eingeteilt. Die erste Gruppe wird mit dem gasförmigen Narkosemittel Isofluran narkotisiert, die zweite Gruppe mit Sevofluran. Dazu werden die Frettchen für 5 Minuten in eine mit dem jeweiligen Narkosemittel gefüllte Box der Maße 40 x 20 x 27 cm gesetzt. Dann werden die Tiere aus der Kammer genommen und erhalten weiteres Narkosemittel über eine Maske. Ihr Puls wird über eine um ihren Schwanz gelegte Manchette gemessen. Den Tieren wird Blut aus einer Vene des Hinterbeins entnommen und untersucht. Bei zwei Frettchen gelingt dies nicht, bei ihnen wird Blut aus einer Vene des Vorderbeins entnommen.

Die dritte Gruppe wird fixiert und erhält keine Narkose. Dazu werden sie entweder im Nacken festgehalten oder ihr Kiefer wird mit einer Hand fixiert, während die andere Hand das Frettchen am Rücken festhält. Sobald sich die fixierten Frettchen „entspannen“, wird auch ihnen Blut aus einer Beinvene entnommen. Wenn sich ein Frettchen nicht „entspannt und unterordnet“, soll der Versuch abgebrochen und kein Blut entnommen werden.

Bei einem Teil der Frettchen werden Blutwerte festgestellt, die auf eine Anämie (Blutarmut) hindeuten. Um zu überprüfen, ob diese Veränderungen durch die Narkose bedingt sind, wird bei diesen Frettchen eine Woche später eine erneute Blutentnahme durchgeführt – diesmal ohne Narkose.

Das weitere Schicksal der Frettchen wird nicht beschrieben. Vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Bereich: Versuchstierkunde, Tiermedizin

Originaltitel: Influence of volatile anaesthetics on haematology and clinical chemistry in ferrets

Autoren: Marie-Luise Schröder*, Aline Reitmeier

Institute: Forschungstierhaltung, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Martinistrasse 52, 20246, Hamburg

Zeitschrift: BMC Veterinary Research 2024; 20: 551

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5787

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt. Die Frettchen stammen aus der Zucht des Paul-Ehrlich-Instituts in Langen. Es werden zwei verschiedene Staupeviren verwendet.

Zu Beginn des Experiments werden die Frettchen in Gruppen eingeteilt. In einem ersten Versuchsteil werden Frettchen mit einem von zwei Hundestaupe-Viren infiziert. Dazu werden die Tiere narkotisiert und ihnen wird das Virus in etwas Flüssigkeit in die Nase getröpfelt. Sieben Tage später werden die Frettchen getötet. Es werden Gewebeproben aus der Lunge, Milz und den Lymphknoten entnommen und untersucht. Aus den Geweben werden die Staupeviren isoliert. Die so gewonnenen Viren werden wiederum verwendet, um neue Frettchen zu infizieren. Dieser Prozess, in dem Viren aus infizierten Frettchen gewonnen und dann zur Infektion neuer Frettchen verwendet wird, wird noch einmal wiederholt.

In einem zweiten Versuchsteil werden weitere Frettchen in verschiedene Gruppen eingeteilt, die entweder mit einem der beiden ursprünglichen Staupeviren oder mit den bereits in Frettchen vermehrten Viren infiziert werden. Nach der Infektion werden die Frettchen täglich auf Anzeichen von Krankheit überprüft. Ein Teil der Frettchen entwickelt Fieber von bis zu über 41°C. Je nach Virus-Typ entwickelt ein Teil der Frettchen ab dem 6. Tag nach der Infektion Hautveränderungen und Ausschläge. Zudem werden die Frettchen zweimal wöchentlich gewogen. Ein Frettchen verliert über 10% seines Körpergewichts. Ebenfalls zweimal wöchentlich wird den Frettchen unter Narkose Blut aus einer Vene entnommen.

Wenn die Tiere Anzeichen einer schweren Erkrankung zeigen oder vorgegebene gesundheitliche Schwellenwerte erreichen, werden sie getötet. Diese Schwellenwerte werden in der Publikation nicht genannt. In einem Artikel, der in der vorliegenden Publikation zitiert wird, werden die Frettchen beispielsweise getötet, wenn sie mehr als 48 Stunden keine Nahrung zu sich nehmen, über 15 % an Körpergewicht verlieren, neurologische Symptome wie Krämpfe entwickeln oder im Sterben liegen. Vermutlich sind die Tötungskriterien hier ähnlich gewählt.

Bei einem der getesteten Virustypen werden alle damit infizierten Frettchen 13 bis 15 Tage nach der Infektion getötet. Bei einem weiteren Virustyp wird eines der Tiere getötet. Bei den anderen Virustypen erholen sich die Frettchen wieder von der Erkrankung.

Von einem Virustyp werden drei weitere „Passagen“ erstellt, d. h. sie werden weitere drei Mal in Frettchen vermehrt. Die Symptome der Frettchen werden über einen Zeitraum von 28 Tagen untersucht. Auch werden Viren gentechnisch verändert und zur Infektion von Frettchen verwendet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Bundesministerium für Gesundheit (BMG) gefördert.

Bereich: Tierseuchenforschung, Virologie

Originaltitel: Genetic diversity accelerates canine distemper virus adaptation to ferrets

Autoren: Oliver Siering (1), Mareike Langbein (1), Maike Herrmann (1), Kevin Wittwer (1), Veronika von Messling (2), Bevan Sawatsky (1), Christian K. Pfaller (1,3)*

Institute: (1) Abteilung Veterinärmedizin, Paul-Ehrlich-Institut, Bundesinstitut für Impfstoffe und biomedizinische Arzneimittel, Paul-Ehrlich-Straße 51-59, 63225 Langen, (2) Abteilung Lebenswissenschaften, Bundesministerium für Bildung und Forschung, Berlin, (3) Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester, USA

Zeitschrift: Journal of Virology 2024; 98(8): e00657-24

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5786

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Freie Hansestadt Bremen unter der Nummer 160; 500-427-103-7/2018-1-5 genehmigt. Die Fische werden mit einem Schleppnetz im August 2020 im Kongsfjord (Norwegen) gefangen. Im Alfred-Wegener-Institut werden die Tiere nach Größe sortiert, um Kannibalismus zu vermeiden. Die Versuche finden zwischen November 2021 und Februar 2022 statt. Es werden Fische eingesetzt, die etwa 20 cm lang sind.

Zu Beginn des Experiments werden die Fische in Narkose mit sogenannten „Tags“ markiert, die ihnen unter die Haut implantiert werden, so dass von außen ein Code aus Buchstaben und Zahlen lesbar ist.

Für Untersuchungen mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanztomographie (MRT)) werden die Fische in eine enge mit Wasser durchströmte Messkammer gesetzt. Die Kammer ist 24 cm lang, 4 cm breit und 4,5 cm hoch, so dass sich die Fische darin kaum bewegen können. Die Kammer wird in einem Magnetresonanz (MR)-Scanner positioniert. Vor Beginn der Messung wird bis zu 15 Minuten gewartet, damit sich die Fische „beruhigen“ können. Jeder Fisch bleibt für durchschnittlich 3,5 Stunden im MR-Scanner. Währenddessen sind die Fische wach und nicht betäubt. In diesem Zeitraum werden verschiedene MR-Bilder aufgenommen. Dann werden die Fische in ihre Haltungstanks zurückgebracht.

Diese Prozedur wird über einen Zeitraum von 4 Monaten alle 4 Wochen wiederholt. Ein Teil der Weibchen laicht in der Messkammer ab, was möglicherweise auf den Stress durch das „wiederholte Handling“ zurückzuführen ist.

Am Ende des Versuchs werden die Fische getötet. Dazu wird ihrem Wasser eine Chemikalie zugesetzt, die zur Betäubung und Tötung von Fischen verwendet wird. Die Keimdrüsen werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Helmholtz-Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Umweltforschung, Tierschutz, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Tracking gonadal development in fish: An in vivo MRI study on polar cod, Boreogadus saida (Lepechin, 1774)

Autoren: Nicole Vogt (1), Felizitas C. Wermter (2), Jasmine Nahrgang (3), Daniela Storch (1), Christian Bock (1)*

Institute: (1) Sektion Integrative Ökophysiologie, Alfred-Wegener-Institut, Helmholtz-Zentrum für Polar- und Meeresforschung, Am Handelshafen 12, 27570 Bremerhaven, (2) Arbeitsgruppe in-vivo-MR, Fachbereich 2 (Chemie/Biologie), Universität Bremen, Bremen, (3) Department of Arctic and Marine Biology, UiT The Arctic University of Norway, Tromsø, Norwegen

Zeitschrift: NMR in Biomedicine 2024; 37(12): e5231

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5785

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Freien Hansestadt Bremen unter der Nummer 160; 500-427-103-7/2018-1-5 genehmigt. Die Kurzkopf-Aalmuttern werden mit Reusen auf einer Polarsternexpedition in der Antarktis im März 2018 gefangen. Sie werden an Bord über einen Zeitraum von 2 Monaten zum Alfred-Wegener-Institut transportiert. Während des Transports sowie im Institut werden sie bei 0°C Wassertemperatur gehalten. Die Aalmuttern werden von einem anderen Forschungsschiff (RV Uthörn) des Alfred-Wegener-Instituts im Herbst 2020 vor Helgoland gefangen. Sie werden zunächst drei Monate lang bei 12°C Wassertemperatur gehalten und dann langsam an eine Wassertemperatur von 4°C gewöhnt.

Vor Beginn des eigentlichen Versuchs werden die Fische für 5 bis 7 Tage nicht gefüttert. Anschließend beginnt das Erwärmungsexperiment. Die Temperatur wird schrittweise erhöht – bei den Kurzkopfaalmuttern 5 Tage lang um 2°C pro Tag auf 10°C, bei den Aalmuttern 7 Tage lang um 3°C pro Tag auf 22°C. In ihrem natürlichen Lebensraum leben die Kurzkopf-Aalmuttern bei -1°C bis 1°C, die Aalmuttern bei -1°C bis 18°C.

Zu verschiedenen Zeitpunkten werden jeweils einige Fische entnommen, gewogen und erhalten eine Injektion mit einem radioaktiv markierten Eiweißbaustein. Entweder 1,5 oder 3 Stunden nach der Injektion werden die Fische durch einen Kopfschlag betäubt und anschließend durch das Durchschneiden des Rückenmarks getötet. Dann wird Muskelgewebe entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Helmholtz-Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Tierphysiologie, Umweltforschung

Originaltitel: Evolutionary adaptation of protein turnover in white muscle of stenothermal antarctic fish: Elevated cold compensation at reduced thermal responsiveness

Autoren: Nina Krebs (1)*, Christian Bock (1), Jan Tebben (2), Felix C. Mark (1), Magnus Lucassen (1), Gisela Lannig (1), Hans-Otto Pörtner (1)*

Institute: (1) Sektion Integrative Ökophysiologie, Alfred-Wegener-Institut, Helmholtz-Zentrum für Polar- und Meeresforschung, Am Handelshafen 12, 27570 Bremerhaven, (2) Sektion Ökologische Chemie, Alfred-Wegener-Institut, Helmholtz-Zentrum für Polar- und Meeresforschung, Bremerhaven

Zeitschrift: Biomolecules 2023; 13(10): 1507

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5784

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde genehmigt. Es werden 60 Goldfische verwendet, die mindestens zwei Jahre alt sind. Die Tiere stammen vom Großhändler Aquarium Glaser GmbH (Rodgau). Vor den eigentlichen Versuchen werden die Fische für mindestens 20 Wochen in Gruppen in Glasbehältern gehalten.

Die Fische werden in 5 Gruppen von jeweils 12 Tieren eingeteilt: eine Kontrollgruppe und vier experimentelle Gruppen.

Die experimentellen Gruppen werden über einen Zeitraum von 4 Wochen einer häufig als Weichmacher eingesetzten Chemikalie (Phtalat) oder einer Ersatzsubstanz in einer von zwei Konzentrationen ausgesetzt. Die Chemikalien werden dafür in etwas Flüssigkeit dem Wasser zugefügt, in dem die Fische leben. Bei der Kontrollgruppe wird dem Aquariumswasser eine Flüssigkeit ohne Weichmacher beigemischt. Während der vierwöchigen Exposition sterben 2 Fische, die den Weichmachern ausgesetzt waren.

Im Anschluss werden die Fische für 15 Minuten in Wasser gegeben, dem eine betäubende Chemikalie zugesetzt wurde. Dann werden sie in eine Messkammer gegeben und sie werden künstlich beatmet. Dafür wird ihnen mit einem Schlauch mit Sauerstoff angereichertes Wasser in den Mund und über die Kiemen gepumpt. Das Wasser enthält auch die betäubende Chemikalie. Der Schädel der Fische wird geöffnet. Das Kleinhirn wird angehoben, um an das darunter liegende Markhirn zu gelangen. Zusätzlich wird ein Stück der Wirbelsäule auf Rumpfhöhe freigelegt und mit einer Stimulationselektrode versehen. Damit sich die Fische während der Versuche nicht bewegen, wird ihnen ein die Muskeln lähmender Wirkstoff in die Muskeln des Rumpfes gespritzt.

Es wird eine feine Elektrode in eine besonders große Nervenzelle (das sogenannte Mauthner-Neuron) im Markhirn der Fische gesteckt. Eine weitere Elektrode wird in einen Muskel geschoben. 10 Minuten später wird ein elektrischer Puls an die Wirbelsäule angelegt und die Reaktion des Mauthner-Neurons darauf gemessen. Zusätzlich werden Töne und Lichtblitze als Reize eingesetzt. Jeder Reiz wird mindestens 40-mal angewendet. Dabei wird festgestellt, dass sich die Weiterleitung von Impulsen in den Nervenzellen durch die Weichmacher verändert hat. Am Ende der Messungen werden die Fische auf nicht genannte Art getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Umwelttoxikologie

Originaltitel: Exposure to phthalate plasticizer compromises normal brain function in an adult vertebrate

Autoren: Benedikt Maric, Stefan Schuster, Peter Machnik*

Institute: Lehrstuhl für Tierphysiologie, Universität Bayreuth, Universitätsstr. 30, 95440 Bayreuth

Zeitschrift: Ecotoxicology and Environmental Safety 2024; 286: 117187

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5783

Versuchsbeschreibung: Die Versuche an Rhesusaffen werden in Göttingen durchgeführt und durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter den Nummern 33.42502-04-15/1807 und -16/2370 genehmigt. Versuche an Ratten werden in Stanford/USA durchgeführt. Versuche an Menschen werden an der Universitätsmedizin Göttingen durchgeführt und durch das Paul-Ehrlich-Institut genehmigt.

Die Ratten werden narkotisiert und künstlich beatmet. Ihre Brustwand wird aufgeschnitten und eine Arterie, die das Herz versorgt, wird für 60 Minuten abgeklemmt. Dies soll einen Herzinfarkt nachahmen. Vier Tage nach diesem Eingriff werden die Tiere in zwei Gruppen aufgeteilt und ihr Brustkorb wird erneut geöffnet. Den Ratten wird ein aus Herzmuskelgewebe bestehendes Pflaster auf das zuvor geschädigte Herz genäht. Eine Gruppe erhält ein aus Stammzellen von Rhesusaffen gezüchtetes Herzmuskelgewebe. Bei den Ratten der anderen Gruppe wird ein Implantat eingesetzt, das vorher durch Strahlung abgetötet wurde. Unter Narkose werden die Herzen der Ratten mit bildgebenden Verfahren untersucht. Vier Wochen nach dem Einpflanzen des „Herzpflasters“ werden die Ratten auf nicht genannte Art getötet und ihr Herz wird entnommen und untersucht.

In einer weiteren Versuchsreihe werden 14 Rhesusaffen aus einer Zuchtkolonie des Deutschen Primatenzentrums in Göttingen eingesetzt. Die Tiere werden narkotisiert und künstlich beatmet und ihre Herzen werden mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanztomographie) untersucht. Ihnen werden Telemetriesensoren unter die Haut des Brustkorbs implantiert, die das Herz überwachen.

Ungefähr 44 Tage später werden die Affen erneut narkotisiert und ihr Herz wird mit dem bildgebenden Verfahren untersucht. Für das Einsetzen des Herzmuskelimplantats wird der Brustkorb im Bereich zwischen der fünften und sechsten Rippe geöffnet. Dann wird der Herzbeutel aufgeschnitten. Die Tiere erhalten entweder einzelne Implantate oder 5 übereinander gelegte Implantate. Zwei Rhesusaffen erhalten Implantate, die aus körpereigenen Zellen bestehen, die anderen Tiere erhalten Implantate, die aus Zellen fremder Affen hergestellt wurden. Die Implantate werden am Herz festgenäht, und anschließend wird der Brustkorb wieder chirurgisch verschlossen. Bei den Tieren wird das Immunsystem unterdrückt, damit es die Implantate, die aus Zellen eines anderen Affen bestehen, nicht abstößt. Dafür erhält ein Teil der Affen ein das Immunsystem unterdrückendes Medikament, andere Affen erhalten eine Kombination aus zwei Medikamenten. Die Gabe dieser Medikamente wird bereits einige Tage vor der Operation begonnen. Die Rhesusaffen, denen körpereigenes Herzgewebe eingepflanzt wurde, erhalten keine Immunsuppression. Bei zwei Tieren wird die Immunsuppression nach drei Monaten gestoppt, um zu untersuchen, was passiert, wenn das Implantat abgestoßen wird.

Während des Versuchs werden die Rhesusaffen zu bestimmten Zeitpunkten erneut mit dem bildgebenden Verfahren untersucht. Zusätzlich wird den Tieren regelmäßig Blut abgenommen und untersucht, dies geschieht bis zu 10-mal innerhalb von 168 Tagen. Für die Blutabnahme, die aus einer Vene des Oberschenkels erfolgt, werden die Tiere narkotisiert.

In einem zweiten Versuch werden weitere 20 Rhesusaffen, die ebenfalls aus der Zuchtkolonie des Deutschen Primatenzentrums in Göttingen stammen, eingesetzt. Einer der Affen hat nur ein geringes Gewicht und nimmt nicht zu. Dieses Tier wird aus dem Versuch genommen. Was mit ihm passiert, wird nicht erwähnt.

Die 19 verbleibenden Tiere werden narkotisiert und es wird ihnen ein gerinnungshemmendes Medikament injiziert. Über ein Blutgefäß des Oberschenkels wird ein Katheter in das linke Herzkranzgefäß geschoben. Dort wird ein in den Katheter eingebauter Ballon aufgeblasen, so dass er das Gefäß drei Stunden lang verschließt. Dadurch kommt es zu Schädigung des Herzens, welches nicht mehr ausreichend mit Sauerstoff versorgt wird. Dies soll einen Herzinfarkt nachahmen. Fünf der 19 Affen sterben in Folge des Eingriffs; 3 davon an Blutungskomplikationen, 2 an plötzlichem Herztod.

Die verbleibenden 14 Affen, bei denen sich aufgrund der Schädigung des Herzens eine Herzinsuffizienz entwickelt, werden ungefähr 6 Monate nach der Schädigung des Herzens narkotisiert. Dann werden ihnen wie im vorherigen Versuchsteil beschrieben entweder 2- oder 5-lagige Gewebeimplantate auf das Herz genäht. Ein Teil der Tiere erhält das Immunsystem unterdrückende Medikamente. Alle Affen werden mehrfach unter Narkose mit einem bildgebenden Verfahren untersucht und es wird Blut abgenommen.

Am Ende der Versuche (3 oder 6 Monate nach dem Einsetzen des Gewebeimplantats) werden die Affen narkotisiert und durch Injektion eines Tötungsmittels getötet. Die Herzen und weitere Organe werden herausgeschnitten und feingeweblich untersucht. Bei einem Teil der Tiere werden knorpelartige Zellen im Bereich des Implantats gefunden Zusätzlich werden Daten eines menschlichen Herzens gezeigt. Das Herz stammt von einer Patientin, der im Rahmen einer klinischen Studie ein ähnliches Gewebeimplantat (mit menschlichen Zellen besiedelt) implantiert wurde. Etwa 3 Monate später erhielt die Patientin ein menschliches Spenderherz, ihr explantiertes eigenes Herz wird in dieser Studie untersucht.

Die Versuche wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK) gefördert. Der korrespondierende Autor ist Gründer der Repairon GmbH, die ihr Geschäft auf Gewebeimplantate für den Einsatz am Menschen aufbauen will.

Bereich: Tissue Engineering, Herz-Kreislauf-Chirurgie, Transplantationsmedizin

Originaltitel: Engineered heart muscle allografts for heart repair in primates and humans

Autoren: Ahmad-Fawad Jebran (1,2), Tim Seidler (2,3,4), Malte Tiburcy (2,5), Maria Daskalaki (2,6), Ingo Kutschka (1,2), Buntaro Fujita (7,8), Stephan Ensminger (7,8), Felix Bremmer (2,9), Amir Moussavi (2,10), Huaxiao Yang (11,12), Xulei Qin (11,12), Sophie Mißbach (2,6,13), Charis Drummer (2,6), Hassina Baraki (1,2), Susann Boretius (2,10), Christopher Hasenauer (14), Tobias Nette(14), Johannes Kowallick (2,14), Christian O. Ritter (2,14), Joachim Lotz (2,14), Michael Didié (2,3), Mathias Mietsch (2,13), Tim Meyer (2,5), George Kensah (1,2), Dennis Krüger (15), Md Sadman Sakib (15), Lalit Kaurani (15), Andre Fischer (2,15,16,17), Ralf Dressel (2,18), Ignacio Rodriguez-Polo (2,6), Michael Stauske (2,6), Sebastian Diecke (19,20), Kerstin Maetz-Rensing (21), Eva Gruber-Dujardin (21), Martina Bleyer (21), Beatrix Petersen (2,22), Christian Roos (22), Liye Zhang (22), Lutz Walter (2,22), Silke Kaulfuß (23), Gökhan Yigit (2,23), Bernd Wollnik (2,17,23), Elif Levent (2,5), Berit Roshani (24), Christiane Stahl-Henning (24), Philipp Ströbel (9), Tobias Legler (2,25), Joachim Riggert (2,25), Kristian Hellenkamp (3), Jens-Uwe Voigt (26), Gerd Hasenfuß (2,3), Rabea Hinkel (2,13), Joseph C. Wu (11,12), Rüdiger Behr (2,6), Wolfram-Hubertus Zimmermann (2,5,17,27,28)*

Institute: (1) Klinik für Herz-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Niedersachsen, Göttingen, (3) Klinik für Kardiologie und Pneumologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (4) Abteilung für Kardiologie, Campus Kerckhoff der Justus-Liebig-Universität Gießen, Kerckhoff-Klinik, Bad Nauheim, (5)* Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Universitätsmedizin Göttingen, Robert-Koch-Str. 40, 37075 Göttingen, (6) Forschungsplattform Degenerative Erkrankungen, Deutsches Primatenzentrum - Leibniz-Institut für Primatenforschung (DPZ), Göttingen, (7) Klinik für Herz- und thorakale Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Lübeck, Lübeck, (8) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Hamburg/Kiel/Lübeck, Lübeck, (9) Institut für Pathologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (10) Abteilung Funktionelle Bildgebung, Deutsches Primatenzentrum (DPZ), Göttingen, (11) Stanford Cardiovascular Institute, Stanford University School of Medicine, Stanford, USA, (12) Department of Medicine, Division of Cardiovascular Medicine, Stanford University School of Medicine, Stanford, USA, (13) Abteilung Versuchstierkunde, Deutsches Primatenzentrum - Leibniz-Institut für Primatenforschung (DPZ), Göttingen, (14) Institut für Klinische und Interventionelle Radiologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (15) Forschungsgruppe Epigenetik und Systemmedizin bei Neurodegenerativen Erkrankungen, Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Göttingen, (16) Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (17) Exzellenzcluster Multiscale Bioimaging: von molekularen Maschinen zu Netzwerken erregbarer Zellen (MBExC), Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (18) Institut für Zelluläre und Molekulare Immunologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (19) Pluripotent Stem Cells Platform, Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin (MDC) und Charité—Universitätsmedizin Berlin, Corporate Member of Freie Universität Berlin and Humboldt-Universität zu Berlin, (20) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Berlin, Berlin, (21) Pathologie, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Göttingen, (22) Abteilung Primatengenetik, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Göttingen, (23) Institut für Humangenetik, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (24) Plattform Infektionsmodelle, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Göttingen, (25) Zentralabteilung Transfusionsmedizin, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (26) Department of Cardiovascular Sciences, Catholic University of Leuven and Department of Cardiovascular Diseases, University Hospitals Leuven, Leuven, Belgien, (27) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Göttingen, (28) Fraunhofer-Institut für Translationale Medizin und Pharmakologie (ITMP), Göttingen

Zeitschrift: Nature 2025; 639: 503-511

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5782

Versuchsbeschreibung: Die Experimente werden von der Regierung von Oberbayern unter den Nummern ROB-55.2-2532.Vet_02-21-195 und ROB-55.2-2532.Vet_02-23-53 genehmigt. Die Mäuse stammten aus der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld. Sie sind weiblich und 10 Wochen alt und werden unter sterilen Bedingungen am Klinikum der Technischen Universität München gehalten.

Die Mäuse werden in drei Gruppen aufgeteilt. Tieren der Gruppe 1 wird täglich der aus der Hanf-Pflanze stammende Wirkstoff Cannabidiol in die Bauchhöhle injiziert. Zwei Wochen nach Beginn der Injektionen werden die Mäuse mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Dann wird mit einem Kleintier-Bestrahlungsgeräts das Herz und ein Teil der Lunge mit 16 Gy bestrahlt, um eine Schädigung des Gewebes an der Innenseite des Herzens hervorzurufen. Im Anschluss an die Bestrahlung wird den Mäusen 2 Wochen lang weiterhin Cannabidiol in die Bauchhöhle injiziert. So erhalten diese Mäuse über einen Zeitraum von 4 Wochen täglich eine Injektion in die Bauchhöhle. Allein dies ist äußerst stressvoll für die Tiere, zudem ist bekannt, dass es zu Komplikationen wie einer Bauchfellentzündung führen kann.

Die Mäuse der Gruppe 2 werden ebenso bestrahlt wie die Mäuse der 1. Gruppe, sie erhalten jedoch kein Cannabidiol.

Die Tiere der dritten Gruppe werden behandelt wie die Tiere der 2. Gruppe, allerdings wird die Bestrahlung nur zum Schein durchgeführt.

Die Mäuse werden 2 oder 10 Wochen nach der Bestrahlung durch Genickbruch getötet. Es werden Proben aus Lunge und anderen Organen entnommen und untersucht. In den Geweben der Mäuse werden akute Entzündungsanzeichen und Hinweise auf Gewebeschädigungen gefunden.

Zusätzlich werden Versuche mit aus den Lungen von Mäusen gewonnenen Zellen durchgeführt. Vermutlich werden dafür weitere Mäuse getötet.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Pharmakologie, Radiologie, Krebsforschung

Originaltitel: Cannabidiol (CBD) protects lung endothelial cells from irradiation-induced oxidative stress and inflammation in vitro and in vivo

Autoren: Lisa Bauer (1,2), Bayan Alkotub (3,4), Markus Ballmann (5), Morteza Hasanzadeh Kafshgari (2), Gerhard Rammes (5), Gabriele Multhoff (1,2)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Radioonkologie und Strahlentherapie, TUM School of Medicine and Health, Klinikum der Technischen Universität München (TUM Klinikum), Ismaninger Straße 22, 81675 München, (2) Forschungsgruppe Experimentelle Radioonkologie und Radiobiologie, Zentralinstitut für translationale Krebsforschung (TranslaTUM), TUM School of Medicine and Health, Klinikum der Technischen Universität München (TUM Klinikum), München, (3) Institute of Biological and Medical Imaging (IBMI), Helmholtz Zentrum München (HMGU) Neuherberg, (4) Lehrstuhl für Biologische Bildgebung, Zentralinstitut für translationale Krebsforschung (TranslaTUM), TUM School of Medicine and Health, Klinikum der Technischen Universität München (TUM Klinikum), München, (5) Klinik für Anästhesiologie und Intensivmedizin, TUM School of Medicine and Health, Klinikum der Technischen Universität München (TUM Klinikum), München

Zeitschrift: Cancers 2024; 16(21): 3589

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5781

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 84–02.04.2017.A142 genehmigt. Die Mäuse stammen aus der Zucht der Uniklinik Bonn oder von der Versuchstierzucht Charles River.

Mindestens einem Teil der Mäuse wird eine Detergens-Lösung in die Bauchhöhle gespritzt. Den Tieren wird 3 Tage später für 6 bis 24 Stunden die Nahrung entzogen. Die Mäuse verlieren dabei zwischen 3,2 % (nach 6-stündigem Hungern) und 14,6 % (nach 24-stündigem Hungern) ihres Körpergewichts. Zusätzlich werden weitere Mäuse eingesetzt, denen Futter zur freien Verfügung steht. Sie dienen als Kontrolle.

Die Mäuse werden durch Genickbruch getötet und es werden Blutproben sowie Proben aus Leber, Gehirn und Muskel entnommen und untersucht.

Tiere, denen das Futter länger entzogen wurde, haben einen niedrigen Blutzucker. Das Hungern verursacht Veränderungen des Stoffwechsels und es werden Hinweise für einen Muskelabbau gefunden.

Die Arbeiten wurden durch die Medizinische Fakultät der Universität Bonn und die Max-Planck-Gesellschaft gefördert.

Bereich: Hormon- und Stoffwechselphysiologie

Originaltitel: Starvation-induced metabolic rewiring affects mTORC1 composition in vivo

Autoren: Kaade Edgar (1), Simone Mausbach (1), Nina Erps (2), Marc Sylvester (1,3), Farhad Shakeri (4,5), Ron D. Jachimowicz (2,6,7), Volkmar Gieselmann (1), Melanie Thelen (1,2,6)*

Institute: (1) Institut für Biochemie und Molekularbiologie, Medizinische Fakultät, Rheinische Friedrich-Wilhelms-Universität Bonn, Nussallee 11, 53115 Bonn, (2) Max-Planck-Institut für Biologie des Alterns, Köln, (3) Core Facility Analytical Proteomics, Medizinische Fakultät, Rheinische Friedrich-Wilhelms-Universität Bonn, Bonn, (4) Institut für Medizinische Biometrie, Informatik und Epidemiologie (IMBIE), Medizinische Fakultät, Rheinische Friedrich-Wilhelms-Universität Bonn, Bonn, (5) Institute for Genomic Statistics and Bioinformatics, Medizinische Fakultät, Rheinische Friedrich-Wilhelms-Universität Bonn, Bonn, (6) Klinik für Innere Medizin I, Centrum für Integrierte Onkologie Aachen Bonn Köln Düsseldorf (CIO ABCD), Uniklinik Köln, Köln, (7) Cologne Excellence Cluster on Cellular Stress Response in Aging-Associated Diseases (CECAD), Universität Köln, Köln

Zeitschrift: Scientific Reports 2024; 14: 28296

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5780