Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Hamburg unter den Nummern 45/17, 007/22 und 108/24 genehmigt. Es werden Mäuse einer Vielzahl verschiedener transgener Linien verwendet. Manchen Linien fehlt das Gen für das Protein GDF-15, dessen Einfluss untersucht werden soll. Nicht genveränderte Mäuselinie stammen von der Zuchtfirma Charles River und drei transgene Linien von The Jackson Laboratory (beide ohne Nennung von Ort und Land). Die Quellen jeweils einer transgenen Linie sind: Institut für Funktionelle Neuroanatomie, Universität Heidelberg; Institut für Synaptische Neurowissenschaften, ZNMH, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf; Institut für Molekulare und Zelluläre Kognition, ZNMH, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf und Klinik und Poliklinik für Unfallchirurgie und Orthopädie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf. Die weiblichen und männlichen Mäuse sind zu Beginn der Versuche 6-20 Wochen alt.

Bei den Mäusen wird eine Experimentelle Autoimmunenzephalomyelitis (EAE) ausgelöst, ein künstlich ausgelöster Zustand, der den Symptomen einer Multiple Sklerose beim Menschen ähneln soll. Dazu wird den Tieren das auf Mineralöl basierende Freunds Adjuvans zusammen mit inaktivierten Tuberkulosebakterien unter die Haut gespritzt. Am gleichen Tag und zwei Tage später wird das Gift von Keuchhustenbakterien in die Bauchhöhle injiziert. Dadurch wird das körpereigene Immunsystem dazu gebracht, das eigene Nervengewebe anzugreifen. Die Tiere werden täglich bezüglich ihrer Symptome nach einem Punkteschema bewertet: 0 = keine Defizite, 1 = Schwanzschwäche, 2 = Hinterbeinschwäche, 3 = teilweise Hinterbeinlähmung, 4 = vollständige Hinterbeinlähmung und Vorderbeinschwäche, 5 = sterbend oder tot. Mäuse, die 4 Punkte erreichen oder Tiere, die sich mehr als 7 Tage nicht von einer Hinterbeinlähmung erholen, werden aus „Tierschutzgründen“ getötet.

Es wird eine Vielzahl verschiedener Versuche mit den unterschiedlichen transgenen Tieren durchgeführt. Dabei wird Gruppen von Mäusen das Protein GDF-15 oder andere Moleküle täglich unter die Haut gespritzt. Kontrollgruppen erhalten eine wirkungslose Substanz. Nach 9 oder 15 Tagen wird ein Teil der Tiere durch CO2 getötet. Bei anderen Mäusen wird über 25 Tage die Überlebenszeit getestet.

In einem anderen Versuchsteil wird Mäusen ein Vektor injiziert. Das sind Viren, die die DNA für das Protein GDF-15 in das Tier einschleusen. Dazu werden die Mäuse durch ein Narkosegas betäubt und der Vektor wird in das Blutgefäßgeflecht hinter dem Auge gespritzt. Die Tiere werden nach 9 Tagen getötet.

Da bekannt ist, dass eingeschleustes GDF-15 zu Appetitverlust führt, werden Gruppen von Mäusen „paargefüttert“, d.h. eine mit dem Vektor behandelte und eine unbehandelte Gruppe erhält jeweils die gleiche reduzierte Futtermenge, um die Futteraufnahme zu vergleichen.

Weitere Mäuse erhalten eine Substanz ins Trinkwasser, bevor bei ihnen EAE ausgelöst wird.

Schwangere Mäuse werden am 15. Schwangerschaftstag getötet, um Gehirnzellen für Zellkulturen zu gewinnen.

Die Studie wurde gefördert durch: Deutsche Forschungsgemeinschaft, Bundesministerium für Bildung und Forschung, Else-Kröner-Fresenius-Stiftung und Werner-Otto-Stiftung.

Bereich: Multiple Sklerose-Forschung, Neuroimmunologie

Originaltitel: A GDF-15–GFRAL axis controls autoimmune T cell responses during neuroinflammation

Autoren: Jana K. Sonner (1,2), Audrey Kahn (1,2), Lars Binkle-Ladisch (1,2), Jan Broder Engler (1,2), Beatrice Haack (3), Christina Zeiler (1,2), Lisa Unger (1,2), Simone Bauer (1,2), Felix Fischbach (1,2), Giovanni Almanzar (4), Mark Walkenhorst (1,2), Christina Mayer (1,2), Aneta Kolakowska (1,2), Sebastian Graute (5), Caren Ramien (1,2), Ingo Winschel (1,2), Nicola Rothammer (1,2), Markus Heine (5), Verena Horneffer-van der Sluis (6), Vincent Thiemann (3), Vanessa Vieira (1,2), Nina Meurs (1,2), Thomas Renné (6,7,8), Martina Prelog (4), Sebastian Beck Jørgensen (9), Randy J. Seeley (10), Anke Diemert (11), Petra C. Arck (2,11), Stefan M. Gold (1,12), Joerg Heeren (5), Jörg Wischhusen (3), Manuel A. Friese (1,2)*

Institute: (1) Institut für Neuroimmunologie und Multiple Sklerose, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinistr. 22, 20246 Hamburg, (2) Hamburg Center for Translational Immunology, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg (3) Experimentelle Tumorimmunologie, Frauenklinik und Poliklinik, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg (4) Rheumatologie / Spezielle Immunologie, Kinderklinik, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg (5) Institut für Biochemie und Molekulare Zellbiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (6) Institut für Klinische Chemie und Laboratoriumsmedizin, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg (7) Centrum für Thrombose and Hämostase (CTH), Universitätsmedizin, Johannes-Gutenberg-Universität Mainz, Mainz (8) Irish Centre for Vascular Biology, School of Pharmacy and Biomolecular Sciences, Royal College of Surgeons in Ireland, Dublin, Irland, (9) Bio Innovation Hub Transformational Research Unit, Novo Nordisk, Boston, USA, (10) Department of Surgery, University of Michigan, Ann Arbor, USA, (11) Klinik für Geburtshilfe und Pränatalmedizin, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg (12) Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Campus Benjamin Franklin, Berlin

Zeitschrift: Nature Immunology 2026; 27:503-515

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5861

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer 23 177-07 / G 08-4-003 genehmigt. Die Herkunft der Hunde wird nicht genannt. Die 12 Beaglehunde werden in zwei Gruppen („gefüttert“ und „nüchtern“) zu je 6 Tieren eingeteilt.

Alle Tiere müssen zunächst 25 Stunden fasten. In der „gefüttert“-Gruppe erhalten die Hunde die Hälfte einer Tagesration Futter. 15 Minuten später wird ihnen eine Tablette eines neuen Floh- und Zeckenmittels oral eingegeben. Dazu wird die Tablette hinten auf die Zunge gelegt und das Tier durch etwas Wasser zum Schlucken gebracht. Anschließend erhalten die Hunde dieser Gruppe die zweite Hälfte der Tagesration Futter. In der „nüchtern“-Gruppe wird den Hunden die Tablette in der gleichen Weise verabreicht, aber sie bekommen weitere 8 Stunden kein Futter.

Den Tieren werden Blutproben entnommen: vor der Tablettengabe, 2, 4 und 8 Stunden danach und in den folgenden 3 Monaten weitere 13 Mal. Das Blut wird auf die Konzentration des Floh- und Zeckenmittels untersucht. Das weitere Schicksal der Hunde wird nicht beschrieben.

Bereich: Tiermedizin, Veterinärparasitologie

Originaltitel: The effect of food on the pharmacokinetics of oral fluralaner in dogs

Autoren: Feli M. Walther*, Mark J. Allan, Rainer K.A. Roepke, Martin C. Nürnberger

Institute: MSD Animal Health Innovation GmbH, Zur Propstei, 55270 Schwabenheim

Zeitschrift: Parasites & Vectors 2014, 7:84

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5860

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) genehmigt. Eine Genehmigungsnummer wird nicht genannt. Die weiblichen Schafe stammen von der Firma Preclinics GmbH, Potsdam und werden am Forschungsinstitut für Experimentelle Medizin der Charité – Universitätsmedizin Berlin gehalten. Zwischen den Eingriffen werden sie auch auf einer Weide in der Umgebung von Berlin gehalten.

Unter Narkose wird zunächst eine Computertomographie des Herzens durchgeführt. Mindestens 6 Tage später werden die Schafe erneut narkotisiert und auf die rechte Seite gelegt. Die Haut der linken Brustwand wird geschoren und zwischen zwei Rippen wird ein 5 cm langer Schnitt gesetzt. Der Brustkorb wird eröffnet und ein Stück des Herzbeutels in der Größe zwischen 9x6 cm und 12x12 cm wird herausgeschnitten. Die Wunden werden chirurgisch verschlossen. Aus dem Herzbeutelgewebe werden Herzklappen geformt.

Drei Tage nach der ersten Operation werden die Tiere erneut in Narkose gelegt. Ein Katheter wird durch die Halsvene in das Herz geschoben, um eine Angiographie (Sichtbarmachung der Blutgefäße) durchzuführen. Dann wird mit einer selbstgebauten Vorrichtung eine aus Herzbeutelgewebe geformte Herzklappe durch die Halsvene in das Herz eingeführt und über der Pulmonalklappe abgesetzt. Das Herzbeutelgewebe stammt aus demselben Schaf, also nicht von den anderen Tieren. Ein Schaf wird einen Tag nach der Operation wegen einer traumatischen Beinverletzung getötet, ein zweites aus dem gleichen Grund nach 4 Monaten. Im Abstand von 3 Monaten werden die verbleibenden Tiere unter Narkose mit verschiedenen bildgebenden Verfahren untersucht. Ein Schaf wird nach 13 Monaten getötet, die beiden letzten Tiere nach 20,5 Monaten. Vor der Tötung wird noch einmal das Herz mit bildgebenden Verfahren untersucht. Die Tötung erfolgt durch Injektion von Kaliumchlorid. Die Herzen und die eingepflanzte Herzklappe werden herausgeschnitten und untersucht.

Die Arbeit wurde unterstützt durch das Bundesministerium für Wirtschaft und Energie.

Bereich: Herz-Kreislauf-Chirurgie

Originaltitel: Long-term function of a novel autologous transcatheter pulmonary heart valve implant in an adult animal model

Autoren: Jonathan Kiekenap (1,2)*, Xiaolin Sun (1,2), Yimeng Hao (1,2), Marvin Steitz (1,2), Alexander Breitenstein-Attach (1,2), Jasper Emeis (1), Felix Berger (1,2), Boris Schmitt (1,2,3,4)*

Institute: (1) Deutsches Herzzentrum der Charité (DHZC), Charité – Universitätsmedizin Berlin, Campus Virchow Klinikum, Augustenburger Platz 1, 13353 Berlin, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung e.V. (DZHK), Standort Berlin, Berlin, (3) Berlin Institute of Health (BIH), Berlin, (4) BIH Center of Regenerative Therapies, Berlin

Zeitschrift: Catheter and Cardiovascular Interventions 2024; 103: 597-606

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5859

Versuchsbeschreibung: Welche Behörde die Versuche genehmigt hat, wird nicht erwähnt. Es werden Mäuse 7 verschiedener Zuchtlinien verwendet, 5 davon sind genmanipuliert. Die Tiere stammen aus folgenden Quellen: Charles River Laboratories (ohne Ortsangabe), The Jackson Laboratory (ohne Ortsangabe) und Richard Locksley von der University of California, San Francisco, USA. Die Mäuse sind weiblich und 6-20 Wochen alt. Weitere nicht-genmanipulierte Mäuse werden „inhouse“, also vermutlich an der Universität Bonn, gezüchtet. Die genmanipulierten Mäuse werden zum Teil miteinander gekreuzt.

Bei den Mäusen werden auf unterschiedliche Weise allergische Reaktionen ausgelöst: Dazu werden die Tiere mit dem Narkosegas Isofluran narkotisiert, um ihnen Papain in die Nase zu sprühen. Papain ist ein aus der Papaya gewonnenes Enzym. Dieses wird 3, 6 und 13 Tage später wiederholt. 18 Stunden nach dem letzten Einsprühen in die Nase, werden die Tiere getötet und ihre Lungen herausgeschnitten und bestimmte Immunzellen aus der Lunge werden kultiviert und untersucht. Die Tötungsmethode wird nicht genannt.

Bei weiteren Mäusen wird die allergische Reaktion ausgelöst, indem der in Erde vorkommende Pilz Alternaria alternata unter Narkose in die Nase gesprüht wird. Dies wird ebenfalls 3, 6 und 13 Tage später wiederholt und die Mäuse werden 18 Stunden später getötet. Zum Vergleich wird Kontrollgruppen von Mäusen zu den gleichen Zeitpunkten eine wirkungslose Flüssigkeit in die Nase gesprüht.

Bei den mit Papain behandelten Mäusen wird an 7 Tagen zusätzlich eine Testsubstanz in die Nase gesprüht, die die allergische Reaktion mindern soll. Die Tiere werden dafür jedes Mal narkotisiert. Weitere Gruppen von Mäusen erhalten eine andere Testsubstanz. Kontrollgruppen wird eine wirkungslose Flüssigkeit in die Nase gesprüht.

Weitere Mäuse werden mit dem Spulwurm Nippostrongylus brasiliensis infiziert, indem 500 Larven des Wurms unter die Haut injiziert werden. Nach 4, 7 und 10 Tagen werden jeweils einige infizierte Mäuse getötet und ihre Lungen werden untersucht.

Die Arbeit wurde unterstützt durch das Ministerium für Wissenschaft und Bildung Nordrhein-Westfalen, Human Frontiers Science Program und die Deutsche Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Immunologie

Originaltitel: Tolerance to ferroptosis facilitates lipid metabolism and pathogenic type 2 immunity in allergic airway inflammation

Autoren: Chantal Wientjens (1), Maria Doverman (1), Jelena Zurkovic (2), Tushar More (3), Jayagopi Surendar (1), Svetozar Nesic (4,5), Carola Sarici (1), Timon D. Utecht (1), Johanna Pohl (1), Jonathan Pollock (6,7), David Voehringer (6,7), Karsten Hiller (3), Christoph Thiele (2), Christoph Wilhelm (1)*

Institute: (1) Immunpathologie, Institut für Klinische Chemie und Klinische Pharmakologie, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum Bonn, Universität Bonn, Zone Nord, Gebäude 12, Raum 1G402, Venusberg-Campus 1, 53127 Bonn, (2) Life & Medical Sciences Institute (LIMES), Universität Bonn, Bonn, (3) Institut für Bioinformatik, Biotechnologie und Biochemie, Braunschweiger Zentrum für Systembiologie, Technische Universität Braunschweig, Braunschweig, (4) Institut für Medizinische Biometrie, Informatik und Epidemiologie, Medizinische Fakultät Bonn, Bonn, (5) Institut für Genomik, Statistik und Bioinformatik, Medizinische Fakultät Bonn, Bonn, (6) Institut für Infektionsbiologie, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (7) Profilzentrum Immunmedizin (FAU-i-MED), Friedrich-Alexander Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen

Zeitschrift: Immunity 2026; 59: 322-338

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5858

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer AZ 33.19-42502-04-12/0820 genehmigt. Die 12 männlichen Rhesusaffen im Alter von 3,5 bis 5 Jahre stammen aus der Zucht des Deutschen Primatenzentrums (DPZ). Die Versuche finden am DPZ statt. Die Affen werden zu zweit in Käfigen gehalten, mitunter werden sie aber auch einzeln separiert.

Alle Tiere werden mit SIV („Affen-AIDS“) infiziert, indem ihnen unter Narkose Viren in die Blutbahn gespritzt werden. Bei je 6 Tieren wird das normale SIV-Virus verwendet bzw. eine gentechnisch veränderte Variante des Virus. Regelmäßig werden unter Betäubung aus einer Oberschenkelvene Blutproben entnommen, zunächst täglich, dann alle 4 Tage und schließlich einmal monatlich. Zusätzlich werden bei den Affen, ebenfalls in Narkose, bis zu 9 Mal mittels eines Endoskops Biopsien aus dem Darm entnommen und bis zu 8 Mal Lymphknoten chirurgisch entfernt.

5 der 6 Tiere, die mit dem normalen SIV-Virus infiziert wurden, sowie 2 der Affen, die die veränderten Variante erhalten haben, entwickeln innerhalb von bis zu 80 Wochen hochgradige Symptome von Affen-Aids mit chronischem Durchfall, starker Abmagerung, Husten und Blutarmut. Sie werden mit einer Überdosis Narkosemittel vor Ablauf der Studie getötet und verschiedene Organe werden für weitere Untersuchungen entnommen. Am Ende der Studie, also nach 89 Wochen, werden auch die überlebenden Affen mit einer Überdosis Narkosemittel getötet und ihre Organe werden entnommen.

Die Arbeit wurde finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), dem National Institute of Health (NIH), dem Southwest National Primate Research Center sowie dem Biomedical Primate Research Centre (BPRC).

Bereich: AIDS-Forschung

Originaltitel: Vpr attenuates antiviral immune responses and is critical for full pathogenicity of SIVmac239 in rhesus macaques

Autoren: Alexandre Laliberté (1), Caterina Prelli Bozzo (1), Christiane Stahl-Hennig (2), Victoria Hunszinger (1), Simone Joas (1), Ulrike Sauermann (2), Berit Roshani (2), Antonina Klippert (2), Maria Daskalaki (2), Kerstin Mätz-Rensing (2), Nicole Stolte-Leeb (2), Gregory K. Tharp (3), Dietmar Fuchs (2), Prachi Mehrotra Gupta (3), Guido Silvestri (3), Sydney A. Nelson (3), Laura Parodi (4), Luis Giavedoni (4), Steven E. Bosinger (3), Konstantin M.J. Sparrer (1), Frank Kirchhoff (1)*

Institute: (1) Institut für Molekulare Virologie, Universitätsklinikum Ulm, Meyerhofstr. 1, 89081 Ulm, (2) Deutsches Primatenzentrum (DPZ), Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (3) Emory National Primate Research Center, Emory Vaccine Center and Department of Pathology & Laboratory Medicine, Emory University, Atlanta, USA, (4) Host-Pathogen Interactions Program, Southwest National Primate Research Center, Texas Biomedical Research Institute, San Antonio USA

Zeitschrift: iScience 2023; 26(12): 108351

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5857

Versuchsbeschreibung: Laut Autoren werden die Versuche von der Tierschutzkommission Sachsen-Anhalt unter der Referenznummer 42502-2-1277 Uni MD genehmigt. Eine Tierschutzkommission ist aber nicht für die Genehmigung von Tierversuchen zuständig.

Für die Versuche werden Ratten verwendet, die so gezüchet wurden, dass sie im Alter von 6-8 Wochen spontan extremen Bluthochdruck entwickeln und eine hohe Neigung zu Schlaganfällen haben. Sie stammen von Charles River Laboratories International Inc. (Wilmington, USA). Als Kontrolle dienen Ratten der Zuchtlinie Wistar, die von Charles River Laboratories (Sulzfeld) stammen.

Bei einem Teil der Ratten wird von der 8. bis zur 32. Lebenswoche zweimal wöchentlich der Blutdruck gemessen. Dafür wird eine Manschette am Schwanz angelegt und jeweils 10 Mal aufgepumpt.

In den Versuchen werden Ratten eingesetzt, die entweder 6-8 Wochen (Initial-Gruppe), 24-25 Wochen (früh-chronische Gruppe) oder 32-34 Wochen (spät-chronische Gruppe) alt sind. Mit den Tieren werden an 5 aufeinanderfolgenden Tagen Verhaltenstests durchgeführt. Im „Open Field Test“ werden die Ratten in eine Plexiglasbox gesetzt. Über einen Zeitraum von 10 Minuten wird per Videoaufzeichnung analysiert, ob Bewegungsstörungen vorliegen, und ob sich die Tiere vorwiegend im Zentrum oder im geschützten Randbereich aufhalten. Im „Prepulse Inhibition Test“ (PPI) werden sie in schallisolierte Boxen gesetzt und 25 Minuten lauten Tönen (bis 120 dB) ausgesetzt, um die Schreckreaktion zu messen. 120 dB ist die Schmerzgrenze für das menschliche Ohr und entspricht in etwa einem startenden Düsenjet.

Einem Teil der Tiere wird ein Kontrastmittel in die Bauchhöhle gespritzt. 30 Minuten später werden sie mit Narkosegas narkotisiert und ihr Kopf in einem Positronen-Emissions-Tomograph und anschließend in einem Magnet-Resonanz-Tomograph gescannt.

Am Ende der Versuche werden alle Tiere durch Injektion eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird ihnen eine Nadel ins Herz gestochen, durch die eine Fixierlösung in den Blutkreislauf geleitet wird. Ihre Gehirne werden entnommen und untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Bluthochdruckforschung

Originaltitel: Vascular and neural transcriptomics reveal stage-dependent pathways to inflammation and cognitive dysfunction in a rat model of hypertension

Autoren: Philipp Arndt (1,2)*, Lorena Morton (3), Michael Briese (4), Naomi Lämmlin (5), Hendrik Mattern (2, ), Md. Hasanuzzaman (1,2), Melina Westhues (1,2), Mahsima Khoshneviszadeh (1,2), Silke Appenzeller (7), Daniel Gündel (8), Magali Toussaint (8), Peter Brust (8), Torsten Kniess (9), Anja Oelschlegel (10), Jürgen Goldschmidt (10,11), Sven Meuth (12), Patrick Müller (13), Rüdiger Braun-Dullaeus (13), Grazyna Debska-Vielhaber (1), Stefan Vielhaber (1), Axel Becker (14), Alexander Dityatev (2, 11, 15), Solveig Henneicke (1, 2), Michael Sendtner (4), Ildiko Dunay (3), Stefanie Schreiber (1, 2, 11)

Institute: (1) Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Magdeburg A. ö. R., Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Leipziger Str. 44, 39120 Magdeburg, (2) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Standort Magdeburg, Magdeburg, (3) Institut für Inflammation und Neurodegeneration, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg, (4) Institut für Klinische Neurobiologie, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg, (5) Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (6) Biomedizinische Magnetresonanz, Fakultät für Naturwissenschaften, Otto-von-Guericke-Universität, Magdeburg, (7) Comprehensive Cancer Center Mainfranken, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg, (8) Abteilung Neuroradiopharmaka, Institut für Radiopharmazeutische Krebsforschung, Helmholtz-Zentrum Dresden-Rossendorf, Leipzig, (9) Abteilung Radiopharmazeutische und Chemische Biologie, Institut für Radiopharmazeutische Krebsforschung, Helmholtz-Zentrum Dresden-Rossendorf, Dresden, (10) Leibniz-Institut für Neurobiologie, Magdeburg, (11) Center for Behavioral Brain Sciences (CBBS), Magdeburg, (12) Klinik für Neurologie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (13) Klinik für Kardiologie und Angiologie, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg (14) Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg (15) Medizinische Fakultät, Otto-von-Guericke-Universität, Magdeburg

Zeitschrift: Journal of the American Heart Association 2025; 0: e036789

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5856

Versuchsbeschreibung: Die Versuche wurden vom Landesverwaltungsamt Sachsen-Anhalt unter der Nummer 42502-2-1556 UniMD genehmigt. Die Mäuse stammen aus der hauseigenen Zucht. Verwendet werden 6 bis 8 Wochen alte Tiere, die genetisch so verändert sind, dass sie eine erhöhte Neigung zur Entwicklung von Melanomen (schwarzer Hautkrebs) haben.

Um die Entstehung von Tumoren auszulösen, werden die Mäuse in Gruppen aufgeteilt und auf verschiedene Arten behandelt:

• Der Rücken der Tiere wird rasiert und ein krebserregender Stoff (DMBA) auf die Haut aufgetragen.

• Der Rücken wird rasiert und die Tiere werden zweimal wöchentlich mit UV-Licht bestrahlt bis sich Tumoren bilden. Ob die Mäuse dafür in Narkose gelegt werden und, wann sie Tumore entwickeln, wird nicht erwähnt.

• In Transplantationsversuchen werden Mäusen verschiedene Mäuse-Hauttumorzellen in die Haut der rechten Flanke gespritzt. Diese stammen direkt von anderen Mäusen oder aus bereits etablierten Zelllinien.

Das Tumorwachstum wird regelmäßig gemessen. Die Tiere werden getötet, sobald die Tumore einen Durchmesser von 2 cm überschreiten oder, wenn die Tiere Krankheitsanzeichen zeigen. Welche das sind, wird nicht beschrieben. Auch die genaue Tötungsmethode der Mäuse wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde durch die Else Kröner-Fresenius-Stiftung und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Dermatologie

Originaltitel: Transactivation of Met signaling by oncogenic Gnaq drives the evolution of melanoma in Hgf-Cdk4 mice

Autoren: Miriam Mengoni (1), Andreas Dominik Braun (1), Sahithi Seedarala (1), Susanne Bonifatius (1), Evi Kostenis (2), Denny Schanze (3), Martin Zenker (3), Thomas Tüting (1), Evelyn Gaffal (1)*

Institute: (1) Labor für Experimentelle Dermatologie, Universitätshautklinik, Medizinische Fakultät Universitätsklinikum Magdeburg, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Leipziger Str. 44, 39120 Magdeburg, (2) Molekulare, Zelluläre und Pharmakobiologie, Institut für Pharmazeutische Biologie, Universität Bonn, Bonn, (3) Institut für Humangenetik, Universitätsklinikum Magdeburg, Magdeburg

Zeitschrift: Cancer Gene Therapy 2024; 31: 884-893

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5855

Versuchsbeschreibung: Die Versuche wurden vom Landesverwaltungsamt Halle unter der Nummer 42502-2-1260 genehmigt. Vor den eigentlichen Versuchen werden Mäuse mit verschiedenen genetischen Hintergründen über mehrere Generationen miteinander verpaart, um Mäuse zu bekommen, bei denen Nervenzellen des Gehirns (Astrozyten) ein bestimmtes Enzym nicht produzieren können. Um zu prüfen, ob die Tiere die gewünschten Veränderungen aufweisen, wird ihnen die Schwanzspitze abgeschnitten und das Erbgut untersucht.

Ein Teil der Mäuse, deren Erbgut wie gewünscht verändert ist, werden im Alter von 1-2 Tagen auf nicht näher beschriebene Weise getötet, um Hirngewebe zu entnehmen.

Für die Hauptversuche werden 8 bis 12 Wochen alte Mäuse verwendet. Bei den Tieren werden folgendermaßen Symptome ausgelöst, die der menschlichen Multiple Sklerose (MS) ähneln sollen: Den Mäusen wird eine Mischung aus einem bestimmten Eiweiß in Freund-Adjuvans unter die Haut gespritzt. Freund-Adjuvans ist ein Gemisch aus Paraffinöl und abgetöteten Tuberkulosebakterien. Außerdem wird ihnen das Toxin (Gift) von Keuchhustenbakterien in die Bauchhöhle injiziert. Letztere Injektion wird nach 2 Tagen wiederholt. Auf diese Weise wird das körpereigene Immunsystem dazu gebracht, die eigenen Nervenzellen anzugreifen und Multiple-Sklerose-ähnliche Symptome zu zeigen.

Die Tiere entwickeln daraufhin Lähmungserscheinungen, die täglich anhand eines Punkteschemas bewertet werden: 0 (keine Symptome), 0,5-1 (Schwanzschwäche), 2 (Hinterbeinschwäche), 2,5 (Nachziehen der Hinterbeine), 3 (vollständige Lähmung eines Hinterbeins), 3,5 (Hinterbeinlähmung und Vorderbeinschwäche), 4 (schwere Vorderbeinschwäche) bis 5 (sterbend oder tot). In den folgenden Tagen verlieren die Mäuse bis zu 20 % ihres Körpergewichts. In der Punkteskala wird durchschnittlich ein Wert von 2,7 erreicht, was schweren Lähmungserscheinungen beider Hinterbeine entspricht. 15 Tage nach der zweiten Injektion des Bakteriengiftes werden die Mäuse in Narkose gelegt und getötet, indem ihr Blutsystem mit einer konservierenden Lösung durchspült wird. Üblicherweise wird dafür eine Kanüle direkt ins Herz gestochen. Rückenmark und Gehirn werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Multiple-Sklerose-Forschung, Neuroimmunologie

Originaltitel: Astrocytic-OTUD7B ameliorates murine experimental autoimmune encephalomyelitis by stabilizing glial fibrillary acidic protein and preventing inflammation

Autoren: Kunjan Harit (1), Wenjing Yi (1), Andreas Jeron (2), Jakob Schmidt (3), Ruth Beckervordersandforth (3), Emanuel Wyler (4), Artür Manukyan (5), Martina Deckert (5), Helena Radbruch (6), Thomas Conrad (7), Markus Landthaler (4,9), Xu Wang (1,10), Gopala Nishanth (1) & Dirk Schlüter (1,11)*

Institute: (1) Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene, Universitätsklinikum Magdeburg A. ö. R., Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Leipziger Str. 44, 39120 Magdeburg, (3) Institut für Biochemie, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (4) Berlin Institute for Medical Systems Biology (BIMSB), Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin in der Helmholtz-Gemeinschaft (MDC), Berlin, (5) Institut für Neuropathologie, Medizinische Fakultät und Universitätsklinikum Köln, Universität zu Köln, Köln, (6) Institut für Neuropathologie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (7) Genomics Technology Platform, Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin, Berlin, (8) Berlin Institute of Health (BIH) in der Charité, Berlin, (9) Institut für Biologie, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (10) Oujiang Laboratory (Zhejiang Lab for Regenerative Medicine, Vision and Brain Health), School of Pharmaceutical Sciences, Wenzhou Medical University, Wenzhou, China, (11) Exzellenzcluster Resolving Infection Susceptibility (RESIST), (EXC 2155), Medizinische Hochschule Hannover, Hannover

Zeitschrift: Nature Communications 2025; 16: 9279

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5854

Versuchsbeschreibung: Laut Autoren wurden die Versuche von der „Ethikkommission“ des Landes Sachsen-Anhalt genehmigt. Eine „Ethikkommission“ ist aber nicht für die Genehmigung von Tierversuchen zuständig.

Die männlichen Wüstenrennmäuse (Meriones unguiculatus) stammen aus der hauseigenen Zuchtkolonie. Die Tiere bekommen ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt und die Schädelhaut wird auf der Oberseite des Kopfes aufgeschnitten. Über eine im Bereich der Nasenwurzel auf dem Knochen festgeklebte Schraubenmutter wird der Kopf fixiert. Auf der rechten Kopfseite wird ein Loch von 1 mm Durchmesser in den Schädelknochen gebohrt. Darüber wird eine Elektrode in einen bestimmten, am Hören beteiligten Bereich des Gehirns geschoben. Anschließend wird das Loch mit Kleber verschlossen und die Elektrode ebenfalls mit Kleber am Knochen fixiert. Auf der linken Schädelhälfte wird ein weiteres Loch für den Referenzdraht gebohrt, der ebenfalls mit Kleber fixiert wird. Nach der Operation bekommen die Gerbils für 2 Tage ein Schmerzmittel und dürfen sich für mindestens 3 Tage „erholen“.

Um den richtigen Sitz der Elektroden zu überprüfen, werden die Tiere in eine schallisolierte Kammer gesetzt. Aus einem 1 m entfernten Lautsprecher werden verschiedene Töne mit 70 dB Lautstärke abgespielt. Das ist vergleichbar mit einem Staubsauger. Gleichzeitig wird über die Elektroden die Hirnaktivität gemessen.

Die eigentlichen Versuche erfolgen in einer sogenannten Shuttle-Box. Diese besteht aus einem Kasten mit Gitterboden, der über eine Hürde von 3 cm in zwei Abteile unterteilt ist. An beiden Seiten der Box befinden sich Lautsprecher. Die Tiere werden in die Box gesetzt und darauf trainiert, dass auf einen bestimmten Ton (CS+) über den Gitterboden des aktuellen Abteils ein elektrischer Schock erfolgt. Um diesen zu entgehen, müssen die Tiere innerhalb von 6 Sekunden über die Hürde in das andere Abteil springen. Ertönt ein anderer Ton (CS-), sollen die Tiere im Abteil verbleiben, um dem elektrischen Schock im anderen Abteil zu entgehen. Diese Trainingsphase dauert insgesamt 6 Wochen, in denen die Tiere täglich 2 Mal im Abstand von mindestens 5 Stunden „trainiert“ werden.

In einer zweiten Versuchsreihe werden über einen Zeitraum von 4 Wochen die vorher aufgestellten Regeln wöchentlich gewechselt. Das bedeutet, der „sichere“ Ton wird zum „Gefahren-Ton“ und umgekehrt. Während der ebenfalls zweimal täglich stattfindenden Sitzungen dieser Versuchsreihe werden die im Gehirn der Gerbils implantierten Elektroden über ein Kabel mit Messgeräten verbunden, um die Aktivität der Hirnnerven zu messen. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Layer-specific cortical dynamics during transitions from error monitoring to decision execution in reversal learning

Autoren: E. Acun (1), M. Zempeltzi (1, 4), K. E. Deane (1,5), M. Deliano (1), V. Kannan (1, 6), F. W. Ohl (1, 2), M. F. K. Happel (1, 3)*

Institute: (1) Leibniz-Institut für Neurobiologie, Brenneckestraße 6, 39118 Magdeburg, (2) Institut für Biologie, Fakultät für Naturwissenschaften, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg, (3) MSB Medical School Berlin, Fakultät Medizin, Berlin, (4) Fraunhofer-Institut für Fabrikbetrieb und -automatisierung IFF, Magdeburg, (5) University of California Riverside, Riverside, USA, (6) Ludwig-Maximilians-Universität, Fakultät für Biologie, München

Zeitschrift: Communications Biology 2025; 9:69

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5853

Versuchsbeschreibung: Die Versuche wurden von der zuständigen Genehmigungsbehörde des Landes Sachsen-Anhalt genehmigt, eine Genehmigungsnummer wird nicht genannt. Es werden zwei Javaneraffen (Macaca fascicularis) mit den Bezeichnungen C und L verwendet. Den Tieren werden operativ auf nicht näher beschriebene Weise ein Kopfhalter sowie zwei Messkammern über dem Schädel implantiert. Üblicherweise wird der Kopfhalter am Schädel festgeschraubt. Zur Befestigung der Messkammern werden ebenfalls ein bis mehrere Löcher in den Schädel gebohrt, so dass später während der Versuche über diese Löcher Elektroden ins Gehirn gestochen werden können.

In den Experimenten werden die Tiere in einem Primatenstuhl sitzend mit Hilfe des Kopfhalters fixiert und sie müssen vier verschiedene visuelle oder akustische Aufgaben lösen. Ein Durchgang startet mit dem Aufleuchten von zwei LED-Lichtern, die links und rechts vor dem Affen angebracht sind. Der Affe muss daraufhin innerhalb von 4 Sekunden einen Hebel greifen und diesen festhalten. Nach 1,5 Sekunden werden zwei kurze Töne (S1 und S2) vorgespielt, die durch eine Pause getrennt sind. Je nach Aufgabe und Tonfolge muss der Affe den Hebel loslassen („Go“-Reaktion) oder weiter festhalten („NoGo“-Reaktion), um eine „Belohnung“ in Form von etwas Wasser zu erhalten. Damit die Tiere bei den Versuchen mitmachen, erhalten sie üblicherweise außerhalb des Versuchsraums keine Flüssigkeit, so dass sie durch Durst gezwungen werden, sich die benötigte Flüssigkeit in den Versuchen „zu verdienen“.

Die Studie gliedert sich in zwei Teile mit unterschiedlichen Regeln, die durch die Farbe und Position der LEDs angezeigt werden: In Teil I (Gedächtnisaufgaben) gelten Regeln basierend auf Tonfrequenzen (z. B. rot/links für 1 kHz, grün/rechts für 3 kHz). In Teil II muss entweder die Gleichheit von Tönen erkannt oder auf ein Rauschsignal reagiert werden.

Während der Aufgaben wird die Aktivität der Gehirnnerven über Elektroden, die über die Messkammern in bestimmte Bereiche des Gehirns geschoben wurden, gemessen. Gleichzeitig werden die Augenbewegungen der Affen mit einer Kamera aufgezeichnet. Das weitere Schicksal der Affen wird nicht erwähnt. Es ist davon auszugehen, dass sie in weiteren Versuchen eingesetzt werden.

Die Arbeit wurde durch den Europäischen Fonds für regionale Entwicklung und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Behavior-related visual activations in the auditory cortex of nonhuman primates

Autoren: Ying Huang (1)*, Michael Brosch (1, 2)

Institute: (1) Forschungsgruppe Vergleichende Neurowissenschaften, Leibniz-Institut für Neurobiologie, Brenneckestraße 6, 39118 Magdeburg, (2) Center for Behavioral Brain Sciences (CBBS), Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg

Zeitschrift: Progress in Neurobiology 2024; 240: 102637

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5852