Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Verbraucherschutz, Abteilung C Lebensmittel- und Veterinärwesen, Saarbrücken, genehmigt (Referenznummer 29/2014). Die Mäuse stammen aus dem Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie der Universität des Saarlands, Homburg/Saar. Es werden sowohl Wildtyp-Mäuse (genetisch nicht verändert) eingesetzt, als auch gentechnisch veränderte Mäuse, deren Zellen über grüne Fluoreszenz sichtbar gemacht werden können (GFP-Mäuse).

54 Wildtyp-„Spender“-Mäuse und 37 GFP-„Spender“-Mäuse werden narkotisiert und das Fettgewebe der Nebenhoden herausgeschnitten. In der Studie wird nicht erwähnt, was mit diesen Mäusen weiter geschieht. Aus den Fettzellen werden die feinen Blutgefäße isoliert, die auf verschiedene Weisen präpariert und untersucht werden. Weiteren „Empfänger“-Mäuse werden Rückenhautkammern implantiert.

Rückenhautkammern werden seit langem in Tierversuchen verwendet, um Veränderungen in der Blutgefäßbildung (Vaskularisierung) über Tage oder Wochen hinweg in vivo (im lebenden Tier) zu beobachten. Die Maus wird betäubt und die Kammer wird - wie bei einem Sandwich - chirurgisch implantiert. Dabei wird die Rückenhaut gespannt und zwischen 2 Metallrahmen fixiert, die anschließend fest zusammengeschraubt werden - hierzu werden Löcher in die Haut der Maus gebohrt. In der Mitte der Metallrahmen befindet sich ein rundes Beobachtungsfenster. Dadurch kann man die Blutgefäße der Maus durch die extrem gespannte Haut am lebenden Tier beobachten und mikroskopieren. Im Bereich des Beobachtungfensters werden dem Tier Unterhautgewebe und Muskelschichten herausgeschnitten und das Gewebe mit einem Glasplättchen abgedeckt, damit es nicht austrocknet.

48 Stunden nach dem schweren operativen Eingriff wird ein Teil der aus den GFP-„Spender“-Mäusen isolierten Blutgefäße in die Rückenhautkammern von 24 „Empfänger“-Mäuse integriert. Durch Zusatz von Insulinähnlichen Wachstumsfaktoren soll deren Wirkung auf die Blutgefäß-Neubildung bei den Mäusen untersucht werden. Nach 3, 6, 10 und 14 Tagen werden die Tiere jeweils betäubt, ihnen wird ein fluoreszierendes Mittel mit einer Nadel in das Venengeflecht hinter dem Auge gespritzt und die Blutgefäße in den Rückenhautkammern mikroskopisch analysiert. Nach 14 Tagen werden alle Mäuse getötet, die Rückenhautkammern wieder herausgeschnitten und weiteren Untersuchungen unterzogen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziert.

Bereich: Gefäßforschung, Tissue Engineering

Originaltitel: Insulin-like growth factor 1 stimulates the angiogenic activity of adipose tissue-derived microvascular fragments

Autoren: Matthias W Laschke*, Elena Kontaxi, Claudia Scheuer, Alexander Heß, Philipp Karschnia, Michael D Menger

Institute: Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar

Zeitschrift: Journal of Tissue Engineering 2019; 10: 1-11

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5099

Versuchsbeschreibung: Die Ratten werden an der Tierversuchseinrichtung der Universität Halle gehalten. Zwei Gruppen von Ratten werden 2 verschiedene Tumorzellarten in die Hinterpfoten gespritzt. Diese Tumorzellen wachsen an der Einspritzstelle zu oberflächlichen Tumoren, die die Unterhaut und die obere Hautschicht verdrängen. Erreichen die Tumore eine Größe von ca. 1,5 Milliliter Volumen, soll der pH-Wert des Tumors und des umliegenden Gewebes gesenkt werden. Bei einer Gruppe von Ratten wird der pH-Wert gesenkt, indem Milchsäure in das Tumorgewebe gespritzt wird. Die andere Gruppe Ratten erhält eine Substanz in die Bauchhöhle gespritzt, die den Zuckerstoffwechsel beeinflusst, und die Tiere werden in einer sauerstoffarmen Atmosphäre gehalten. Statt dem normalen 21% Sauerstoffanteil werden die Tiere in einer Umgebung mit 8% Sauerstoffanteil gehalten, d.h., die Tiere leiden unter extremer Atemnot. Dies führt ebenfalls dazu, dass der pH-Wert sinkt. Eine Kontrollgruppe Ratten wird bei normalem Sauerstoffgehalt gehalten. Nach 24 Stunden werden die Ratten auf nicht näher beschriebene Weise getötet, das Tumorgewebe wird herausgeschnitten und auf die Marker untersucht.

Die Arbeit wurde gefördert von der Deutschen Forschungsgemeinschaft sowie durch eine freie Förderung der Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Extracellular acidosis modulates the expression of epithelial-mesenchymal transition (EMT) markers and adhesion of epithelial and tumor cells

Autoren: Anne Riemann*, Mandy Rauschner, Marina Gießelmann, Sarah Reime, Verena Haupt, Oliver Thews

Institute: Julius-Bernstein-Institut für Physiologie, Medizinische Fakultät der Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, Magdeburger Str. 6, 06112 Halle (Saale)

Zeitschrift: Neoplasia 2019; 21 (5): 450-458

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5098

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesverwaltungsamt Halle (Saale) unter der Nummer H1-4/44G genehmigt. Ca. 10 Wochen alte weibliche Schweine (33 kg) werden einzeln gehalten. Sie werden in 3 Gruppen aufgeteilt, von denen je 15 eine spezielle Futtermischung über 4 Wochen erhalten, die entweder Proteine aus Lupine, Rindfleisch oder Milch (Casein) enthält.

Am Anfang und am Ende werden Blutproben aus der Halsvene genommen, die Schweine werden wöchentlich gewogen. Nach Ablauf von 4 Wochen werden die Schweine 5 Stunden nach der letzten Mahlzeit mit einer Injektion in Narkose versetzt und ausgeblutet, wodurch der Tod eintritt.

Leber und Darm werden für Laboruntersuchungen entnommen. Kot und Urin werden ebenfalls im Labor untersucht.

Die Arbeit wurde gefördert vom Kompetenzcluster für Ernährung und kardiovaskuläre Gesundheit (nutriCARD) Halle-Jena-Leipzig (wiederum vom Bundesministerium für Bildung und Forschung gefördert) sowie vom Kompetenzcluster Ernährungsforschung (NutriAct) Berlin-Potsdam (wiederum vom Bundesministerium für Bildung und Forschung gefördert).

Bereich: Ernährungsphysiologie, Ernährungswissenschaft, Ökotrophologie, Stoffwechselphysiologie

Originaltitel: Metabolic footprint and intestinal microbial changes in response to dietary proteins in a pig model

Autoren: Alexandra Schutkowski (1,2)*, Bettina König (1,2), Holger Kluge (1,2), Frank Hirche (1,2), Andrea Henzec (4), Tanja Schwerdtle (3,4), Stefan Lorkowski (2,5), Christine Dawczynski (2,3), Alexander Gabel (6) , Ivo Große (6,7), Gabriele I. Stangl (1,2)

Institute: (1) Martin Luther Universität Halle-Wittenberg, Institut für Agrar- und Ernährungswissenschaften, Von Danckelmann Platz 2, 06120 Halle (Saale), (2) Kompetenzcluster für Ernährung und kardiovaskuläre Gesundheit (nutriCARD), Halle-Jena-Leipzig, (3) Institut für Ernährungswissenschaften, Universität Potsdam, Nuthetal, (4) Kompetenzcluster Ernährungsforschung (NutriAct), Berlin-Potsdam, (5) Institut für Ernährungswissenschaften, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena, (6) Institut für Informatik, Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, Halle (Saale), (7) Deutsches Zentrum für integrative Biodiversitätsforschung (iDiv) Halle-Jena-Leipzig, Halle (Saale)

Zeitschrift: Journal of Nutritional Biochemistry 2019; 67: 149-160

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5097

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Die 8 Jahre alten Rhesusaffen stammen aus der Zucht des Deutschen Primatenzentrums in Göttingen und werden in Innen-Käfigen gehalten. Während des Versuchszeitraums werden die Affen nach einem „kontrollierten Fütterungsprotokoll“ ernährt, welches in dieser Publikation nicht detaillierter beschrieben wird. Die Tiere erhalten ihre tägliche Wasserration als „Belohnung“ während der Versuche, ansonsten haben sie keinen Zugang zu Wasser. Dadurch soll die Motivation gesteigert werden, dass die Tiere sich die Flüssigkeit als Belohnung für die absolvierten Experimente „verdienen“. Wenn nötig, erhalten sie nach Abschluss eines Versuchs noch zusätzliches Wasser.

Vor Beginn der Versuche werden die Affen unter Narkose einer Gehirnoperation unterzogen. Hierbei werden ein Titanhalter auf dem Schädel und eine Elektrodenkammer über einem Bohrloch auf dem Schädel montiert, die dazu dienen, den Kopf des Tieres während der Versuche zu fixieren, Elektroden ins Gehirn einzulassen und Wirkstoffe ins Gehirn einzuleiten.

Die Versuche mit den Affen werden in einer abgedunkelten „Konditionierungskammer“ durchgeführt, wobei die Tiere in einem Primatenstuhl sitzen. Der Kopf des Affen wird mit dem Titanhalter fixiert. Am Primatenstuhl ist ein Mundstück befestigt, aus dem der Affe kleine Flüssigkeitsmengen als Belohnung für korrekt gelöste Aufgaben erhält. Vor dem Affen befindet sich ein Monitor, auf dem ihm diverse visuelle Reize präsentiert werden. Als Startsignal für die anstehenden Aufgaben nimmt der Affe einen Hebel in die Hand und fixiert seinen Blick auf einen zentralen Punkt auf dem Bildschirm. Nun erscheinen graue Punkte, die sich über den Monitor in verschiedene Richtungen bewegen. Der Affe erhält seine Flüssigkeits-Belohnung, wenn er die ganze Zeit über sowohl den Hebel festhält, als auch seinen Blick auf den zentralen Punkt richtet. Es wird erwähnt, dass die Affen dieser „Fixierungs-Aufgabe“ abwechselnd mit einer anderen Verhaltens-Aufgabe ausgesetzt werden, bei der eine aktive Mitarbeit des Affen verlangt wird. Diese andere Aufgabe wird in der vorliegenden Arbeit nicht näher beschrieben.

Bei den in der vorliegenden Publikation beschriebenen Versuchen sind die Affen durchgehend bei vollem Bewusstsein. Um die Vorgänge im Gehirn der Affen zu messen, werden während der Versuche bis zu 3 Glaselektroden ins Gehirn eingeführt. An den Elektroden befinden sich jeweils 2 kleine Vorratsbehälter, die mit Substanzen gefüllt werden, die die Gehirnaktivität beeinflussen. Die Nervenaktivitäten im Gehirn der Affen werden gemessen, und der Einfluss von 2 verschiedenen psychoaktiven Substanzen getestet, die während der Versuche ins Gehirn eingeleitet werden. An jedem Versuchstag wird bei den Affen die Gehirnaktivität abwechselnd ohne pharmakologische Behandlung und unter Einfluss eines Psychopharmakons gemessen, wobei insgesamt bis zu 6 Versuchsblöcke hintereinander ohne Unterbrechung stattfinden „bis die Affen gesättigt sind und nicht mehr weiterarbeiten“ (Zitat). Ein Versuchsblock dauert hierbei 15 Minuten, währenddessen soll der Affe 108 Aufgaben korrekt lösen. Eine komplette Versuchsreihe erstreckt sich folglich über 1,5 Stunden und der Affe muss in dieser Zeit knapp 650 Aufgaben lösen. Was nach Beendigung der Versuche mit den Affen geschieht, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziell unterstützt.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Neuropharmakologie

Originaltitel: Dopamine gates visual signals in monkey prefrontal cortex neurons

Autoren: Maximilian Stalter (1), Stephanie Westendorff (1), Andreas Nieder (1)*

Institute: (1) Lehrstuhl Tierphysiologie, Institut für Neurobiologie, Universität Tübingen, Auf der Morgenstelle 28, 72076 Tübingen

Zeitschrift: Cell Reports 2020; 30: 164–172

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5096

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen und dem Landratsamt Tübingen genehmigt (Referenznummer ZP3/15). Die Aaskrähen (Corvus corone corone) stammen aus der hausinternen Zucht der Universität Tübingen. Sie werden zu dritt in Innen-Käfigen mit den Maßen 360 x 240 x 300 cm gehalten, was die Autoren der Studie als „groß“ bezeichnen. Während des Versuchszeitraums werden die Krähen nach einem „kontrollierten Fütterungsprotokoll“ ernährt. Das bedeutet, dass sie nur wenig oder gar keine Nahrung erhalten (wird in der Publikation nicht näher erläutert), um die Motivation der Tiere zu steigern, sich ihr Futter als „Belohnung“ für die zu absolvierten Experimente zu „verdienen“. Wenn nötig, erhalten sie nach Abschluss eines Versuchs noch zusätzliches Futter.

Im Alter von 3 Monaten wird mit dem Training der Krähen begonnen. Dem Tier wird vom Experimentator ein optisches Signal präsentiert, woraufhin es einen Laut von sich geben soll. Wenn es das tut, erhält es vom Experimentator Futter als Belohnung. Nachdem eine Krähe auf die Signale zuverlässig mit Lauten reagiert, wird das Training in eine Konditionierungskammer verlagert.

In dieser abgedunkelten Kammer von 1 m Kantenlänge wird eine Krähe auf einer Sitzstange platziert, an der sie mit Lederriemen festgebunden wird. Vor der Krähe befindet sich ein Monitor, auf dem ihr verschiedene Symbole präsentiert werden. Über einen Infrarot-Strahl und einen Reflektor, der sich auf dem Kopf der Krähe befindet, wird die gewünschte Kopfposition, also wenn das Tier auf den Monitor schaut, automatisch erkannt. Der Reflektor wird vor den Versuchen unter Vollnarkose operativ im Kopf der Krähe verankert - wie genau das abläuft, wird in der vorliegenden Publikation nicht beschrieben. Unter dem Monitor befindet sich ein automatischer Futterspender, aus dem das Tier als Belohnung für eine korrekt gelöste Aufgabe Futterpellets und Mehlwürmer erhält. Zudem ertönt in diesem Fall ein akustisches Signal aus einem Lautsprecher. Löst die Krähe die Aufgabe nicht erwartungsgemäß, bekommt sie kein Futter aus dem Spender und es ertönt auch kein Signal.

Nachdem eine Krähe ein sogenannte „Go“-Signal (blaues Quadrat auf dem Monitor) erlernt hat, auf das sie mit einem Laut reagieren soll, wird ihr das „Warten“-Signal (weißes Quadrat) antrainiert, das dem Go-Signal vorangeht. Hier soll das Tier nun keinen Laut von sich geben, und wird „bestraft“, falls es dies doch tut, indem die Aufgabe unterbrochen wird und die Futterbelohnung ausbleibt. Sobald die Krähen in mind. 80% der Fälle korrekt reagieren, erlernen sie als nächstes eine variable Dauer des Warte-Signals und das sogenannte „Catch“-Signal (weißes Quadrat), während dessen sie auch keinen Laut von sich geben sollen. Zum Schluss wird den Krähen antrainiert, dass sie während des gesamten Warte-Signals und 300 ms danach den Kopf so positionieren, dass sie auf den Monitor blicken. Über den Infrarot-Strahl und den Reflektor auf dem Kopf der Krähe wird die korrekte Positionierung festgestellt. Die erste Versuchsreihe, bei der die Krähen zunächst durch korrekte Kopfposition starten, dann warten (weißer Quadrat) und dann entweder einen Laut von sich geben (blaues Quadrat) oder nicht (verbleibendes weißes Quadrat) wird im Alter von 8-10 Monaten durchgeführt. Die Versuchsreihe umfasst insgesamt 10 Durchgänge an 10 aufeinanderfolgenden Tagen.

Im Alter von 20-22 Monaten wird eine zweite Versuchsreihe mit einem abgewandelten Protokoll gestartet. Hierbei werden die Signale (weißes/blaues Quadrat) vertauscht und zusätzlich zum Go-Signal ein NoGo-Signal (türkisfarbenes Quadrat) eingeführt, bei dem die Krähen dafür belohnt werden, keinen Laut von sich zu geben. Diese Versuchsreihe wird nur noch mit zwei Krähen durchgeführt, weil die dritte Krähe für einen elektrophysiologischen Langzeitversuch eingesetzt wurde. Das Training für die veränderten Aufgaben in der zweiten Versuchsreihe dauert zwischen 3 und 12 Tagen, die Krähen benötigen bis zu 2400 Anläufe. Die Laute und das Verhalten der Krähen werden aufgezeichnet und analysiert. Was mit den Tieren nach den Versuchen geschieht, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziell unterstützt.

Bereich: Verhaltensforschung, Tierphysiologie

Originaltitel: Volitional control of vocalizations in corvid songbirds

Autoren: Katharina F. Brecht (1)*, Steffen R. Hage (2), Natalja Gavrilov (1), Andreas Nieder (1)*

Institute: (1) Lehrstuhl Tierphysiologie, Institut für Neurobiologie, Universität Tübingen, Auf der Morgenstelle 28, 72076 Tübingen, (2) Neurobiology of Vocal Communication, Werner Reichardt-Centrum für integrative Neurowissenschaften, Universität Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: PLoS Biology 2019; 17(8): e3000375

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5095

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium unter der Nummer HF02/11 genehmigt. Es werden transgene (genmanipulierte) Mäuse von Professor Juncker, Hertie-Institut Tübingen, verwendet sowie nicht genmanipulierte „Wildtyp“-Mäuse der Zuchtlinie C57BL/6J, die von der Zuchtfirma Charles River Laboratories, Sulzfeld, bezogen werden. Transgene und Wildtyp-Mäuse werden gezüchtet – normalerweise geschieht dies über mehrere Generationen. Den Jungtieren wird die Schwanzspitze abgeschnitten, um anhand der Gewebeprobe festzustellen, ob die gewünschte Genveränderung stattgefunden hat.

Die transgenen Nachkommen der gezüchteten Mäuse gelten als Alzheimer-Modell, denn sie bilden im Alter von 6 Wochen bis 5 Monaten Ablagerungen in verschiedenen Hirnbereichen aus, die denen menschlicher Alzheimer-Patienten ähneln sollen. Außerdem weisen die transgenen Mäuse Verhaltensstörungen auf. Es gibt verschiedene genmanipulierte Mäuse („Alzheimer-Modelle“), die unterschiedliche Alzheimer-ähnliche Symptome aufweisen, wie Gedächtnisverlust und Veränderungen in der sozialen Interaktionsfähigkeit. Die hier verwendeten transgenen APP/PS1-Mäuse haben Verhaltensstörungen. Im Alter von 5 Monaten wird 6 transgenen Mäusen 21 Tage lang das Epilepsiemedikament Topiramat per Schlundsonde oral verabreicht. Sechs weitere transgene Mäuse erhalten zum Vergleich eine wirkungslose Substanz. Außerdem wird das Medikament an eine nicht genannte Anzahl Wildtyp-Mäuse verabreicht.

Am ersten Tag der Behandlung sowie nach 11 und 21 Tagen werden Verhaltensexperimente durchgeführt. Eine fremde Maus wird zu einer Testmaus in den Käfig gesetzt. Das Verhalten wird 15 Minuten lang beobachtet. Alzheimer-Mäuse zeigen weniger Interaktion mit der fremden Maus. Beim Nestbau-Test werden einer Maus Streu und zerschnittene Papiertücher in den Käfig gelegt. Am nächsten Morgen wird beurteilt, ob die Tiere aus den Papierschnipseln Nester gebaut haben. Alzheimer-Mäuse tun dies weniger. Durch die Behandlung mit dem Epilepsiemedikament bauen die Tiere Nester und interagieren mehr mit der fremden Maus.

Nach dem letzten Verhaltenstest werden die Mäuse getötet, indem Formaldehyd in ihr Herz injiziert wird. Mit dem pumpenden Herz durchströmt die Fixierungslösung den Körper und tötet das Tier. Hier nicht erwähnt, aber normalerweise werden die Tiere vorher betäubt.

Bereich: Alzheimer-Forschung

Originaltitel: Amelioration of behavioral impairment and neuropathology by antiepileptic drug topiramate in a transgenic Alzheimer’s Disease model mice, APP/PS1

Autoren: Brice Ayissi Owona*, Caroline Zug, Hermann J. Schluesener, Zhi-Yuan Zhang

Institute: Abteilung für Immunopathologie des Nervensystems, Institut für Pathologie und Neuropathologie, Universität Tübingen, Calwerstr. 3, 72076 Tübingen

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2019; 20: 3003. Doi:10.3390/ijms20123003

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5094

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen genehmigt (ohne Nennung der Genehmigungsnummer). Die Ratten der Zuchtlinie Wistar werden von Charles River Laboratories (ohne Nennung des Ortes) bezogen. Den Tieren wird unter Narkose ein Loch in den Schädelknochen gebohrt, die harte Hirnhaut wird entfernt, darunter befindet sich das Gehirn. Eine Kanüle wird im Loch positioniert und mit Zahnzement am Schädel befestigt. Von der Kanüle führt ein Schlauch zu einer Minipumpe, die unter der Rückenhaut angebracht wird. Dazu wird eine Tasche in die Rückenhaut geschnitten.

Den Ratten wird der Hals auf 2 cm Länge aufgeschnitten, um an die Halsarterie zu gelangen. In diese wird ein Schlauch eingeführt. Nun wird die Ratte in einen Magnetresonanztomographen (MRT) gelegt. Über den Schlauch wird ein Kontrastmittel in das Gehirn eingeleitet. Mit dem MRT werden alle 2 Minuten Aufnahmen vom Gehirn gemacht, während der Schlauch in der Halsarterie vorgeschoben wird, bis die mittlere Hirnarterie durch den Schlauch ausgefüllt und so verstopft wird. So kommt es zu einer Mangeldurchblutung des Hirngewebes wie bei einem Schlaganfall. Durch Zurückziehen des Schlauches kann der Blutfluss zum Gehirn wieder geöffnet werden. Das weitere Schicksal der Ratten wird nicht beschrieben.

Die Arbeit wurde unterstützt durch den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF).

Bereich: Schlaganfallforschung, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Early detection and monitoring of cerebral ischemia using calcium-responsive MRI probes

Autoren: Tanja Savic (1), Guiseppe Gambino (1), Vahid S. Bokharaie (2), Hamid R. Noori (2), Nikos K. Logothetis (3,4), Goran Angelovski (1)*

Institute: (1) MRT Kontrastmittel für Neuro-Imaging, Max-Planck-Institut für Biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (2) Neuronale Konvergenz, Max-Planck-Institut für Biologische Kybernetik, Tübingen, (3) Physiologie kognitiver Prozesse, Max-Planck-Institut für Biologische Kybernetik, Tübingen, (4) Department of Imaging Science and Biomedical Engineering, University of Manchester, Manchester, Großbritannien

Zeitschrift: PNAS 2019; 116 (41): 20666-20671

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5093

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Kommission unter der Nummer DE RLP 23 177-07/G13-1-047 genehmigt. Es werden 40 männliche Ratten der Zuchtlinie Wistar verwendet. Die Tiere werden von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Köln, bezogen.

Unter Narkose werden Haut und Muskeln an der Hüfte der Tiere aufgeschnitten und es wird ein Loch in das obere Ende des Oberschenkelknochens bis in das Knochenmark gebohrt. Die Markhöhle wird stufenweise (1 mm, 1,5 mm und 2 mm) ausgefräst. Zwei Klemmen werden im großen Gesäßmuskel so gesetzt, dass ein 0,5 cm großes Loch im Muskel entsteht. Nach drei Minuten werden die Klemmen entfernt und die Wunde wird verschlossen. Ein großes Stück des Schädelknochens wird entfernt, um das Gehirn freizulegen. Eine 4 mm dicke pneumatische Pistole wird gegen das Gehirn der Tiere geschossen und verursacht eine Hirnverletzung. Nach der Hirnverletzung wird das zuvor entfernte Stück Schädelknochen wiedereingesetzt und angeklebt, die Kopfhaut wird zugenäht. Die Tiere bekommen ein Schmerzmittel im Wasser, aber keine entzündungshemmende Mittel.

Bei 10 Tieren wird nur die Markhöhle ausgefräst (Knochenverletzung), 10 Tiere bekommen eine Knochenverletzung und zusätzlich eine „mittlere“ 2 mm tiefe Hirnverletzung, 10 Tiere bekommen eine Knochenverletzung und eine „schwere“ 2,5 mm tiefe Hirnverletzung und 10 Tiere bekommen nur eine „schwere“ 2,5 mm tiefe Hirnverletzung. Nach 12 Wochen werden die Ratten mit CO2 getötet, Die Hüfte wird mittels Mikro-Computertomographie untersucht.

Diese Arbeit wurde von der Belgian Society for Orthopedics and Traumatology (BVOT) finanziell unterstützt.

Bereich: Unfallmedizin, Traumatologie, Knochenchirurgie

Originaltitel: Traumatic brain injury enhances the formation of heterotopic ossification around the hip: an animal model study

Autoren: Joris Anthonissen (1,2)*, Clara T. Steffen (1), Beat Alessandri (3), Andreas Baranowski (1), Pol Maria Rommens (1), Jan Victor (2), Alexander Hofmann (1)

Institute: (1) Zentrum für Orthopädie und Unfallchirurgie, Universitätsmedizin Mainz, Langenbeckstraße 1, 55131 Mainz, (2) Department of Orthopaedic Surgery and Traumatology, Ghent University Hospital, Ghent, Belgien, (3) Institut für Neurochirurgische Pathophysiologie, Universitätsmedizin Mainz, Mainz

Zeitschrift: Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery 2019; doi: 10.1007/s00402-019-03326-0

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5092

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES, Genehmigungsnummer 12/0825) genehmigt. Die 90 männlichen 28 Tage alten Ratten der Zuchtlinie Wistar werden von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, bezogen und einzeln gehalten. 60 Tiere bekommen je drei Flaschen mit unterschiedlichem Alkoholgehalt (5, 10 und 20%) und eine Flasche mit Wasser. 30 Ratten („Kontrolltiere“) bekommen vier Flaschen mit Wasser. Die Ratten werden in 9 Gruppen mit je 10 Tieren eingeteilt – sechs Gruppen bekommen Alkohol und 3 bekommen nur Wasser. Alle vier Wochen wird der Alkohol für drei Tage entzogen, indem die Alkoholflaschen aus den Käfigen entnommen und nach 3 Tagen wieder zurückgesetzt werden. So werden die Ratten süchtig gemacht. Der Flüssigkeitsgehalt jeder Flasche wird täglich gemessen, um den Alkoholkonsum der Tiere zu bestimmen.

Ein Jahr nach dem Beginn des Experiments werden 9 Ratten aus der Alkohol-Gruppe und 9 aus der Kontrollgruppe getötet. Unter CO2-Narkose wird den Tieren mit einer Spritze ins Herz gestochen, um eine Blutprobe zu entnehmen. Anschließend erfolgt die Tötung durch Köpfen.

Nun wird den süchtigen Ratten der Alkohol entzogen und bei den Kontroll-Ratten werden 3 von 4 Wasserflaschen entfernt. 16 Tiere (8 Alkohol- und 8 Kontroll-Ratten) werden einen Tag danach und 18 Tiere (9+9) 6 Tage danach auf die oben beschriebene Weise getötet.

Nach sechs Tagen Alkoholentzug wird den restlichen 29 Tieren täglich über 8 Tage entweder ein von zwei unterschiedlichen Hormonen des Gehirns oder eine wirkungslose Lösung in der Bauchhöhle gespritzt. Die Hormone sollen das Alkoholverlangen herabsetzen. An den letzten drei Tagen von dieser Behandlung bekommen die Tiere wieder die Alkoholflaschen. Am achten Tag werden alle 29 Tiere wie oben beschrieben getötet. Neun Tiere sterben aus unbekannten Gründen bevor das Experiment beendet ist.

Diese Arbeit wurde von der Hochschulinternen Leistungsförderung (HiLF) der Medizinische Hochschule Hannover (MHH) finanziell unterstützt.

Bereich: Alkoholforschung

Originaltitel: Alcohol withdrawal and proopiomelanocortin neuropeptides in an animal model of alcohol dependence

Autoren: Lars H. Müschen (1,2), Mathias Rhein (1,3), Viktoria Hoppe (1,4), Nadine John (5), Kerstin Schwabe (5), Helge Frieling (1,3), Stefan Bleich (1,3), Marc A. N. Muschler (1,3)*

Institute: (1) Klinik für Psychiatrie, Sozialpsychiatrie und Psychotherapie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg-Straße 1, 30625 Hannover, (2) Klinik für Neurologie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover, (3) Labor für molekulare Neurowissenschaften, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Feodor-Lynen-Str. 35, 30625 Hannover, (4) Klinik für Frauenheilkunde und Geburtshilfe, Franziskus Hospital, Bielefeld, (5) Klinik für Neurochirurgie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH) Hannover

Zeitschrift: Neuropsychobiology 2019; 78: 118-127

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5091

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz (Koblenz, Genehmigungsnummer 23 177-07/G 18-1-001) genehmigt. Es werden 16 sechs Wochen alte männliche Ratten der Zuchtlinie Wistar aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, verwendet.

Bei je 3 Ratten werden 3 verschiedene Krankheitsbilder künstlich hervorgerufen: Bei drei Tieren wird Streptozotozin in eine Vene injiziert, eine Substanz, die die Insulin produzierenden Zellen in der Bauchspeicheldrüse zerstört, und so zu Symptomen der Zuckerkrankheit bei den Ratten führt. Durch mehrere Blutproben in den folgenden Tagen wird dies bestätigt. Kontrolltiere bekommen eine harmlose Substanz gespritzt.

Drei Ratten bekommen täglich 7 Tage lang Angiotensin II verabreicht, ein Hormon, das Bluthochdruck verursacht. Kontrolltiere bekommen eine harmlose Substanz.

Weiteren Ratten wird unter Isofluran-Narkose die Rückenhaut zwischen den Schultern aufgeschnitten und eine Mikropumpe unter die Haut implantiert. Mit dieser Pumpe wird vier Tage lang eine Nitroglyzerin-Lösung infundiert, eine Substanz, die die Blutgefäße weitet. Einige Kontrolltiere erhalten eine harmlose Lösung. Nach 8 Wochen (Gruppe 1), 7 Tage (Gruppe 2) und 4 Tage (Gruppe 3) werden die Tiere mit einer Überdosis eines Narkosemittels getötet, ihr Zwerchfell und Aorta werden für Analysen der Zellbestandteile entnommen.

Diese Arbeit wurde von den Boehringer Ingelheim Fonds und dem Deutschen Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung finanziell unterstützt.

Bereich: Biochemie, Stoffwechselphysiologie, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Comparison of mitochondrial superoxide detection ex vivo/in vivo by mitoSOX HPLC method with classical assays in three different animal models of oxidative stress

Autoren: Sanela Kalinovic (1), Matthias Oelze (1), Swenja Kröller-Schön (1), Sebastian Steven (1), Ksenija Vujacic-Mirski (1), Miroslava Kvandová (1), Isabella Schmal (1), Ahmad Al Zuabi (1), Thomas Münzel (1,2), Andreas Daiber (1,2)*

Institute: (1) Zentrum für Kardiologie, Labor für Molekulare Kardiologie, Universitätsmedizin Mainz, 55131 Mainz, (2) Standort Rhein-Main, Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Langenbeckstr. 1, 55131 Mainz

Zeitschrift: Antioxidants 2019; 8(11): 514. doi:10.3390/antiox8110514

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5090