Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von dem Regierungspräsidium Dresden (Aktenzeichen: 24 (D)-9168.11–1/2013–17) genehmigt.

Es werden dreizehn 7 Jahre alte weibliche Merinoschafe verwendet. Die Tiere stammen von einem lokalen Züchter (Theinert, Canitz). Die Tiere werden im Tierexperimentellen Zentrum Dresden unterbracht. Am Tag des operativen Eingriffs werden die Tiere in Narkose gelegt, ihre Köpfe werden geschoren, und die Haut und darunterliegendes Gewebe aufgeschnitten, um den Schädel freizulegen. In den Schädel werden drei kreisförmige Löcher mit einem Durchmesser von 10 mm und einer Tiefe von 4 mm gebohrt. Das erste Loch wird leer gelassen, das zweite wird mit Knochenstaub aus dem Schädelknochen des jeweiligen Tieres und das dritte mit bioaktivem Glasgranulat gefüllt. Eine Silikonplatte wird auf dem Schädel gelegt und die Haut darüber zugenäht. Zwei Wochen nach der Operation wird den Schafen eine Substanz, die neu gebildeten Knochen markiert, an mehreren Stellen des Rückens gespritzt. Drei Wochen nach dem operativen Eingriff werden die Tiere unter Narkose durch Injektion eines Tötungsmittels getötet, ihre Schädel werden für weitere Analysen entnommen.

Bereich: Knochenchirurgie, Biomaterial-Forschung

Originaltitel: The obliteration of noncritical size bone defects with bone dust or bone replacement material (bioactive glass S53P4)

Autoren: Anne Kluge (1), Marcus Neudert (1), Christiane Kunert-Keil (1), Susen Lailach (1), Thomas Zahnert (1), Max Kemper (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Hals-, Nasen- und Ohrenheilkunde, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus Dresden, Technische Universität Dresden, Fetscherstr. 74, 01307 Dresden

Zeitschrift: Otology & Neurotology 2019; 40(4): e415–e423

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5030

Versuchsbeschreibung: Woher die Tiere stammen, wird nicht erwähnt. Für die Lungentransplantationsversuche werden 4 „Spender-Schweine“ und 4 „Empfänger-Schweine“ eingesetzt. Die Spender-Schweine werden vor dem Versuch medikamentös behandelt, dann betäubt und künstlich beatmet. Es wird ein Herzflimmern erzeugt, woran die Tiere sterben, anschließend werden sie noch 3 Stunden lang weiter künstlich beatmet (solange ihre Körper noch warm sind). 10 Minuten vor Ende der künstlichen Beatmung werden den Tieren MSCs (mesenchymale Stammzellen), die menschlichen Patienten aus dem Brustbein entnommen wurden, auf zwei verschiede Arten verabreicht: Als Infusion in die Blutbahn oder per Inhalation als Aerosol über die künstliche Beatmung.

Die Lungen der Spender-Schweine werden mit einer Lösung gespült und verbleiben bis zur Transplantation weitere 3 Stunden in den toten Tieren. Währenddessen werden die Empfänger-Schweine für die anstehende Transplantation vorbereitet. Unter Betäubung wird der Brustkorb geöffnet und der linke Lungenflügel entfernt. Die linken Spenderlungen werden in die Empfänger-Schweine transplantiert. Die Schweine werden noch 4 Stunden am Leben erhalten und dann getötet. Die Lungen werden entnommen und untersucht.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziert.

Bereich: Transplantationsmedizin, Lungenforschung

Originaltitel: Localization of exogenous mesenchymal stem cells in a pig model of lung transplantation

Autoren: Tanja Piatkowski (1), Christina Brandenberger (1,2), Parwis Rahmanian (3), Yeong-Hoon Choi (3), Mohamed Zeriouh (3), Anton Sabashnikov (3), Thorsten Wittwer (3), Thorsten C. W. Wahlers (3), Matthias Ochs (1,2,4), Christian Mühlfeld (1,2,4)*

Institute: (1)* Institut für Funktionelle und Angewandte Anatomie, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) Exzellenzcluster REBIRTH (Von Regenerativer Biologie zu Rekonstruktiver Therapie), Hannover, (3) Klinik und Poliklinik für Herz- und Thoraxchirurgie, Herzzentrum, Universität zu Köln, Köln, (4) Biomedical Research in Endstage and Obstructive Lung Disease Hannover (BREATH), Mitglied des Deutschen Zentrums für Lungenforschung (DZL), Hannover

Zeitschrift: The Thoracic and Cardiovascular Surgeon 2018; 66(1): 63-70

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5029

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Verbraucherschutz, Abteilung C Lebensmittel- und Veterinärwesen, Saarbrücken, genehmigt (Referenznummer 08/2015). Die Mäuse stammen aus der hausinternen Zucht des Instituts für Klinisch-Experimentelle Chirurgie der Universität des Saarlandes. Es werden sowohl Wildtyp-Mäuse (genetisch nicht verändert) eingesetzt, als auch gentechnisch veränderte Mäuse, deren Zellen über grüne Fluoreszenz sichtbar gemacht werden können. Alle Mäuse werden einzeln in Käfigen gehalten (Mäuse sind hochsoziale Rudeltiere).

Um Fettgewebe zu gewinnen, werden 12 Mäuse im Alter von 11 Wochen unter Narkose getötet. Aus den Fettzellen werden die feinen Blutgefäße isoliert und ein Teil davon mit Erythropoietin kultiviert. Erythropoietin ist ein körpereigenes Hormon, dessen Wirkung auf die Blutgefäße hier untersucht werden soll.

24 Mäuse werden Rückenhautkammern implantiert. Rückenhautkammern werden seit langem in Tierversuchen verwendet, um Veränderungen in der Blutgefäßbildung (Vaskularisierung) über Tage oder Wochen hinweg im lebenden Tier zu beobachten. Die Maus wird betäubt und die Kammer chirurgisch implantiert. Dabei wird die Rückenhaut gespannt und zwischen 2 Metallrahmen fixiert, die anschließend fest zusammengeschraubt werden - hierzu werden Löcher in die Haut der Maus geschnitten. In der Mitte der Metallrahmen befindet sich ein durchsichtiges Beobachtungsfenster, durch das man die Blutgefäße der Maus durch die extrem gespannte Haut beobachten kann. Im Bereich des Beobachtungfensters werden dem Tier Unterhautgewebe und Muskelschichten herausgeschnitten. Die Kammer wird mit Flüssigkeit gefüllt.

48 Stunden nach dem schweren operativen Eingriff werden die Mäuse in 3 Gruppen eingeteilt: Bei einer Gruppe werden mit Erythropoietin kultivierte Blutgefäße in die Rückenhautkammer eingebracht, bei der zweiten Gruppe Blutgefäße, die ohne Erythropoietin kultiviert wurden und bei der dritten Gruppe Blutgefäße, die nach der Isolation gar nicht kultiviert wurden. Nach 3, 6, 10 und 14 Tagen werden die Tiere jeweils durch eine Spritze in die Bauchhöhle narkotisiert und die Blutgefäße in der Rückenhautkammer mikroskopisch analysiert. Nach 14 Tagen werden alle Mäuse durch Überdosis eines Narkosemittels getötet, die Rückenhautkammern werden herausgeschnitten und weiteren Untersuchungen unterzogen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziert.

Bereich: Tissue Engineering, Gefäßforschung

Originaltitel: Erythropoietin promotes network formation of transplanted adipose tissue-derived microvascular fragments

Autoren: P. Karschnia, C. Scheuer, A. Heß, T. Später, M.D. Menger, M.W. Laschke*

Institute: Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universität des Saarlandes, 66421 Homburg/Saar

Zeitschrift: European Cells and Materials 2018; 35: 268-280

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5028

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Genehmigungsnummer 84-02.04.2014.A157) genehmigt. Es werden 16 Schweine aus einer Kreuzung der Landrasse und Pietrain-Rasse benutzt (83,2 ± 3,6 kg). Die Herkunft der Tiere wird nicht erwähnt.

Die Schweine werden in Narkose gelegt. Über einen Schlauch in der Luftröhre werden die Tiere künstlich beatmet. Operativ werden vier Katheter gelegt: in eine Vene und eine Arterie im Oberschenkel, in die Halsvene, und in die Harnblase durch den Bauch. Die Tiere werden in zwei Gruppen zu je 8 Tieren eingeteilt. Der ersten Gruppe (Speiseröhrenwärmeaustauscher-Gruppe) wird ein 60 cm-langes, 1 cm-dickes Silikonrohr durch den Mund in die Speiseröhre eingeführt. Die zweite Gruppe (Decke-Gruppe) bekommt zwei Kühldecken pro Tier – eine wird unter und eine auf das Tier gelegt. Ein Wasserkreislauf innerhalb der beiden Instrumente (Silikonrohr und Kühldecke) erlaubt, die Körpertemperatur der Tiere zu senken, und es wird untersucht, mit welchem Instrument die Tiere schneller und stabiler gekühlt werden. Die Temperatur des Wassers schwankt zwischen 3 und 41 Grad Celsius. Die Körpertemperatur der Schweine wird kontinuierlich über ein Thermometer in der Halsvene gemessen. Die normale Körpertemperatur beträgt 38,5 – 39,5 Grad. Die Tiere werden schnellstmöglich bis 33 Grad gekühlt und 8 Stunden auf dieser Temperatur gehalten, bevor sie wieder erwärmt werden. Am Ende des Experiments werden die Schweine unter Narkose getötet und die Speiseröhren werden für weiteren Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von dem Zentralen Innovationsprogramm Mittelstand (ZIM) des Bundesministeriums für Wirtschaft und Energie finanziell unterstützt.

Bereich: Intensivmedizin, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Esophageal heat exchanger versus water-circulating cooling blanket for targeted temperature management

Autoren: Daniel C. Schroeder (1)*, Alexandra C. Maul (2), Maria Guschlbauer (2, 3), Simon-Richard Finke (1), David de la Puente Bethencourt (1), Tobias Neumann (1), Stephan A. Padosch (1), Thorsten Annecke (1), Bernd W. Böttiger (1), Anja Sterner-Kock (2), Holger Herff (1)

Institute: (1) Klinik für Anästhesiologie und Operative Intensivmedizin, Uniklinik Köln, Kerpener Straße 62, Gebäude 8b/8c, 50937 Köln, (2) Experimentelle Medizin, Uniklinik Köln, Köln, (3) Dezentrales Tierhaltungsnetzwerk, Uniklinik Köln, Köln

Zeitschrift: Therapeutic Hypothermia and Temperature Management 2019; 9(4): 251-257

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5026

Versuchsbeschreibung: Die Genehmigung der Versuche erfolgt durch das Regierungspräsidium Karlsruhe. Die männlichen Wistar-Ratten stammen aus der Zucht von Charles River, Sulzfeld.

Jeweils vier Tiere werden in einem Käfig gehalten und einem umgekehrten Tag/Nachtrhythmus ausgesetzt. Versuche werden an fünf Tagen pro Woche über einen Zeitraum von 8-9 Wochen durchgeführt. In einem „Training“ wird jeweils eine Ratte in eine Bedienungskammer gesetzt. Das Tier wird dazu gebracht, sich durch Drücken eines Hebels mit zehnprozentigem Alkohol oder einer Saccharinlösung (Süßstofflösung) zu versorgen. Während der ersten drei Trainingstage wird den Ratten für 18 Stunden täglich die Zufuhr von Wasser verwehrt. Die 72 Tiere werden in Gruppen mit unterschiedlichen Versuchsanordnungen aufgeteilt, wobei unter anderem die Abgabe von Alkohol oder Saccharin mit jeweils unterschiedlichen Anreizen wie blinkendem Licht oder Gerüchen verknüpft wird. Das entstandene (Sucht)Verhalten wird durch Entzug der Substanzen ausgelöst und dann durch erneute Zufuhr reaktiviert. Bei 28 Ratten wird zusätzlich in Narkose eine Kopfhalterung montiert und über ein Bohrloch wird ein Fluoreszenzfarbstoff in bestimmte Hirnregionen injiziert. Alle Ratten werden nach Beendigung der Versuche in Narkose durch Eröffnen des Herzens entblutet und die Gefäße mit einem Fixierungsmittel aufgefüllt. Nach Abschneiden des Kopfes wird ihr Gehirn entnommen und untersucht.

Die Arbeit wurde finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und dem EU Förderprogramm für Forschung und Innovation “Horizon 2020“

Bereich: Alkoholforschung, Suchtforschung

Originaltitel: Choice for drug or natural reward engages largely overlapping neuronal ensembles in the infralimbic prefrontal cortex

Autoren: Simone Pfarr (1), Laura Schaaf (1), Janine K. Reinert (2), Elisabeth Paul (1), Frank Herrmannsdörfer (2), Martin Roßmanith (1), Thomas Kuner (2), Anita C. Hansson (1), Rainer Spanagel (1), Christoph Körber (2)*, Wolfgang H. Sommer (1,3)*

Institute: (1) Institut für Psychopharmakologie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Quadrat J5, 68159 Mannheim, (2) Institut für Anatomie und Zellbiologie; Funktionale Neuroanatomie, Medizinische Fakultät der Universität Heidelberg, Heidelberg, (3) Klinik für Abhängiges Verhalten und Suchtmedizin, Arbeitsgruppe translationale Suchtforschung, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: The Journal of Neuroscience 2018; 38 (14): 3507-3519

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5025

Versuchsbeschreibung: Die Versuche an den genmanipulierten männlichen Mäusen aus institutseigener Zucht werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. Die 40 männlichen Mäuse werden einzeln und in umgekehrtem Tag/Nachtrhythmus in Käfigen gehalten. Bei 20 Tieren wird in einem nicht näher beschriebenen operativen Eingriff ein großer Teil des Ischiasnervs eines Beins durchtrennt, was zu anhaltenden Schmerzen, Gefühlsstörungen und Lähmungen führt. Die anderen 20 Tiere werden einer Scheinoperation unterzogen. Eine Woche vor und nach der Operation sowie 12 Wochen nach der Operation werden Tests am operierten Bein zur Bewertung der subjektiven Schmerzen durchgeführt. Beim Kühlplattentest werden die Mäuse auf eine 2 Grad kalte Platte gesetzt und die Dauer bis zum Auftreten von Abwehrreaktionen wird gemessen. Im sogenannten von-Frey-Test müssen die Tiere auf einem Drahtgitter sitzen und steife Kunststofffasern zunehmender Dicke werden von unten wiederholt - insgesamt mindestens 25 Mal - gegen ihre Zehenballen gedrückt. Die Mäuse reagieren mit einem Zurückziehen des Fußes als Ausdruck ihrer Schmerzempfindung. Die Mäuse mit dem durchtrennten Ischiasnerv zeigen erhöhte Empfindlichkeit, d.h. Schmerzempfinden gegenüber Kälte und Berührung mit den Fasern.

Zur Feststellung von Veränderungen im Gehirn durch die akuten Schmerzen und der eventuellen Entwicklung eines chronischen Schmerzsyndroms werden 20 Mäuse zu drei Zeitpunkten in Narkose versetzt und jeweils drei unterschiedlichen bildgebenden Untersuchungsverfahren ausgesetzt. Über das weitere Schicksal der Mäuse nach Beendigung der Experimente werden keine Angaben gemacht.

Die Experimente werden von der Deutschen Forschungsgemeinschaft, SFB1158/B04, finanziell unterstützt.

Bereich: Neuropathologie

Originaltitel: Longitudinal structural and functional brain network alterations in a mouse model of neuropathic pain

Autoren: Ainhoa Bilbao (1,2)*, Claudia Falfán-Melgoza (1,2), Robert Becker (3), Sathish Kumar Singaravelu (1,2), Markus Sack (3), Alexander Sartorius (3), Rainer Spanagel (2), Wolfgang Weber-Fahr (3)*

Institute: (1) Arbeitsgruppe Verhaltensgenetik, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Quadrat J5, 68159 Mannheim, (2) Institut für Psychopharmakologie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim, (3) Arbeitsgruppe Translationale Bildgebung, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Neuroscience 2018; 387: 104-115

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5024

Versuchsbeschreibung: Die unbekannte Anzahl an Ratten wird mit einem Narkose-Schmerzmittel-Gemisch durch Einspritzung in die Bauchhöhle betäubt. Für die Operation wird der Kopf einer Ratte in ein sogenanntes stereotaktisches System gespannt. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten und ein 2 x 2 mm großes Loch wird in die Schädeldecke nahe des zu untersuchenden Hirnbereichs gebohrt. Die Hirnhaut wird aufgeklappt und eine Sonde mit 18 Mikroelektroden eingeführt, die an einem Kabel befestigt ist. Das Schädelloch wird mit der ausgebohrten Schädelplatte wieder verschlossen, wobei das Kabel aus der Schädeldecke herausragt. Die Ränder des Lochs werden mittels Gelschaum verschlossen und das operierte Schädelareal mit einem Plastikgemisch überdeckt. Das nun aus der Schädeldecke herausstehende Kabel wird mit einer Art Stecker verbunden, welcher mit 4-5 Knochenschrauben im Rattenschädel verankert wird.

Für jede Messung der Hirnaktivität werden die Ratten in nicht genauer beschriebener Weise in Narkose versetzt. Dies geschieht 3 und 36 Tage nach der Operation. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) sowie der Exzellenzstrategie des Bundes und der Länder gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie

Originaltitel: Silicon-based microfabrication of free-floating neural probes and insertion tool for chronic applications

Autoren: Andreas Schander (1)*, Heiko Stemmann (2), Andreas K. Kreiter (2), Walter Lang (1)

Institute: (1) Institut für Mikrosensoren, -aktoren und -systeme (IMSAS), Universität Bremen, Bremen, (2) Institut für Hirnforschung, Zentrum für Kognitionswissenschaften, Universität Bremen, Bremen

Zeitschrift: Micromachines 2018; 9: 131. doi: 10.3390/mi9030131

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5023

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Senator für Gesundheit Bremen genehmigt. 5 männliche Rhesusaffen, deren Herkunft nicht beschrieben ist, werden unter Narkose Schrauben in den Schädelknochen, eine Vorrichtung als Kopfhalter sowie eine Elektrodenkammer implantiert. Diese werden mit Knochenzement und Zahnzement fixiert. Die Elektrodenkammer wird über ein Bohrloch im Schädelknochen über einer bestimmten Hirnregion montiert, von der aus 6 bzw. 4 Elektroden in das Gehirngewebe eingeführt werden, die Signale aufnehmen können. Die Affen können sich 6 Wochen erholen, bevor die Experimente beginnen.

Für die Experimente werden die Affen in einem sogenannten Primatenstuhl fixiert, in dem ihr Kopf mit Hilfe des Haltebolzens über die gesamte Zeit eines Versuchs bewegungsunfähig gehalten wird. Zunächst werden die Affen „trainiert“. Die Trainingsmethode wird nicht näher beschrieben, aber üblicherweise wird Durst eingesetzt. Als „Belohnung“ für ein wunschgemäßes Verhalten, erhalten die Tiere etwas Flüssigkeit. Die Aufgabe besteht darin, mit den Augen einen Punkt auf einem Monitor anzustarren und einen Schalter zu drücken. Dann erscheint an variablen Stellen des Bildschirms ein sich bewegender Balken. Der Affe darf den Blick nicht von dem Punkt wegbewegen. Verschwindet der Balken, muss das Tier den Schalter loslassen. Zeigt der Affen die gewünschte Reaktion, erhält er eine kleine Menge Wasser oder verdünnten Traubensaft. Lässt er den Hebel zu früh oder zu spät los oder wendet er den Blick ab, gibt es nichts zu trinken. Da diese Flüssigkeitsverabreichung eine Belohnung darstellt, kann – obwohl nicht erwähnt - davon ausgegangen werden, dass die Affen unter starkem Flüssigkeitsentzug leiden, da nur unter Durstgefühl eine kleine Menge Flüssigkeit eine Belohnung darstellt.

Die dabei auftretenden Nervenströme im Gehirn werden von den sich im Gehirn befindlichen Elektroden aufgezeichnet.

Die Affen werden weiterhin mit diesen Vorrichtungen im Gehirn für andere Versuche eingesetzt, welche das gleiche Hirnareal im Fokus haben. Dabei verbleiben die Elektroden über Tage, Wochen oder auch Monate (keine genauere Definition) im Gehirngewebe. Was danach mit den Affen passiert, wird nicht beschrieben.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie

Originaltitel: Optimizing the yield of multi-unit activity by including the entire spiking activity

Autoren: Eric Drebitz*, Detlef Wegener *, Bastian Schledde, Andreas K. Kreiter

Institute: Institut für Hirnforschung, Zentrum für Kognitionswissenschaften, Universität Bremen, Bremen

Zeitschrift: Frontiers in Neuroscience 2019; 13: 83

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5022

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom LAVES genehmigt (Referenznummer 33.19-42502- 04-12/0891), die Schweine, denen transgene Embryonen eingepflanzt werden, entstammen der hausinternen Zucht des Instituts für Nutztiergenetik, Mariensee. Die transgenen Embryonen werden erzeugt, indem aus 27 Tage alten Schweine-Föten Zellen isoliert und dann in vitro genetisch modifiziert werden. Wie die Föten aus den Muttertieren entfernt werden und wie viele Muttertiere dafür eingesetzt wurden, wird in der vorliegenden Arbeit nicht beschrieben. Diese Sauen sind aufgrund fehlender Informationen nicht in der oben genannten Anzahl der Tiere mit inbegriffen.

12 jungen weiblichen Mutterschweinen werden jeweils ca. 100 transgene Embryonen implantiert. Bei 7 Sauen wird eine Schwangerschaft festgestellt, 7 Ferkel werden tot geboren und 4 lebend. Ein schwangeres Muttertier wird 27 Tage nach der Empfängnis getötet und die 9 Föten entnommen, um Untersuchungen an ihren Zellen durchzuführen und diese für weitere Klonierungen einzusetzen. Ein lebend geborenes transgenes Ferkel wird im Alter von 4 Monaten getötet, um die Folgen der Genmutation in seinen Organen zu untersuchen. Ein nicht transgenes Ferkel wird ebenso getötet, um zum Vergleich für die Analysen eine Kontrolle zu haben. Im weiteren Verlauf wird den Ferkeln für diverse Untersuchungen noch über mehrere Wochen hinweg regelmäßig Blut abgenommen. Ihr weiteres Schicksal wird nicht beschrieben.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziert.

Bereich: Xenotransplantationsforschung, Gentechnik

Originaltitel: Pigs expressing the human inhibitory ligand PD-L1 (CD 274) provide a new source of xenogeneic cells and tissues with low immunogenic properties

Autoren: Anna Buermann (1), Stoyan Petkov (2), Björn Petersen (2), Rabea Hein (1), Andrea Lucas-Hahn (2), Wiebke Baars (1), Antje Brinkmann (1), Heiner Niemann (2)*, Reinhard Schwinzer (1)*

Institute: (1) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) Institut für Nutztiergenetik, Friedrich-Löffler-Institut, Mariensee, Höltystr. 10, 31535 Neustadt

Zeitschrift: Xenotransplantation 2018; 25(5): e12387. Doi: 10.1111/xen.12387

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5021

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Tübingen unter der Nummer TVA HG 4/12 genehmigt. Die Versuche werden mit Wildtyp-Mäusen (genetisch unverändert) und transgenen Mäusen durchgeführt, bei denen ein menschliches Gen eingebaut wurde. Dieses Gen ist eines von vielen, die bei erblichen Formen von Parkinson im Menschen verändert sind. Von der erblichen Form von Parkinson sind weniger als 10% der Patienten betroffen.

Die Tiere entstammen höchstwahrscheinlich der hausinternen Zucht der Universität Tübingen und werden auch dort gehalten. Mit den 14 Wochen alten transgenen und den unveränderten Mäusen werden mehrere Versuche durchgeführt, bei denen die Tiere Stressfaktoren ausgesetzt werden. Bezeichnet wird dies als „chronic unpredictable mild stress protocol“, also „chronisches, unvorhersehbares, mildes (!) Stress-Protokoll. Dieses Protokoll besteht aus 7 verschiedenen Arten von Stress, denen die Tiere 8 Wochen lang (!) ohne Pause ausgesetzt werden.

Die Stress-Arten sehen folgedermaßen aus:

- Einengung (1 Stunde lang): Hierbei werden die Tiere einzeln in enge Röhrchen gesteckt, in denen sie völlig bewegungsunfähig sind.

- Käfig in Schieflage (2 Stunden lang).

- Direkte Konfrontation mit einer Ratte (30 Minuten lang).

- Wasser-Entzug (16 Stunden lang): Das Wasser wird den Mäusen in der Nacht entzogen. Mäuse sind nachtaktiv, tagsüber schlafen sie die ganze Zeit, daher fehlt ihnen das Wasser in der Aktivitätsphase.

- Futter-Entzug (16 Stunden lang): Auch das Futter wird den Mäusen nachts, also in der aktiven Phase, entzogen. Mäuse reagieren viel empfindlicher auf Futterentzug als Menschen, denn sie nehmen von Natur aus in der aktiven Phase ständig Futter zu sich. Junge Mäuse können beispielsweise nach 12-24 Stunden Futterentzug bereits sterben.

- Licht-Stress (12 Stunden lang nachts).

- Vertauschter Tag-Nacht-Zyklus (das ganze Wochenende über): Tagsüber, wenn die Mäuse schlafen, werden sie der Dunkelheit ausgesetzt, nachts, wenn die Tiere aktiv sind, der Helligkeit. Die Mäuse kommen so kaum zur Ruhe.

Nach 3 Tagen Stress und am Ende der 56-tägigen Stressperiode werden jeweils einige Mäuse durch Genickbruch getötet, der Kopf wird abgeschnitten, um Blut zu gewinnen. Mit anderen Stress ausgesetzten Mäusen wird im Alter von 6 Monaten Verhaltenstests, z.B. zum Angstverhalten durchgeführt. So wird eine Maus in eine Box mit einer hellerleuchteten und einer dunklen Hälfte gesetzt. Es wird beobachtet, wie lange sich die Maus im dunklen Bereich aufhält, was als ängstliches Verhalten gilt.

Die Verhaltenstests werden zudem zweimal mit einer Gruppe männlicher Mäuse durchgeführt (ebenfalls genetisch unveränderte und genetisch veränderte Tiere), im Alter von 13 und 20 Monaten.

In der Publikation wird erwähnt, dass einige Tiere während des Versuchszeitraums gestorben sind. Es wird nicht gesagt, warum bzw. woran die Tiere verstorben sind oder ob und aus welchen Gründen sie getötet wurden.

Mitfinanziert wurde die Arbeit u.a. vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), vom Interdisziplinären Zentrum für Klinische Forschung (IZKF), vom Ministerium für Wissenschaft, Forschung und Kunst Baden-Württemberg, vom Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD), von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und von der Universität Tübingen.

Bereich: Parkinson-Forschung, Stressforschung

Originaltitel: Distinct stress response and altered striatal transcriptome in alpha-synuclein overexpressing mice

Autoren: Zinah Wassouf (1), Thomas Hentrich (1), Nicolas Casadei (1), Mirko Jaumann (2), Marlies Knipper (2), Olaf Riess (1), Julia M. Schulze-Hentrich (1)*

Institute: (1) Institut für Medizinische Genetik und angewandte Genomik, Universität Tübingen, Calwerstraße 7, 72076 Tübingen, (2) Molekulare Hörphysiologie, Universitätsklinik für Hals-, Nasen- und Ohrenheilkunde, Tübinger Hörforschungszentrum, Universität Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: Frontiers in Neuroscience 2019; 12: 1033. Doi: 10.3389/fnins.2018.01033

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5020