Versuchsbeschreibung: Bei der vorliegenden Publikation handelt es sich um einen Übersichtsartikel, der die experimentelle Verwendung und die Anwendungsgebiete der sogenannten Rückenhautkammer beschreibt. Rückenhautkammern werden seit langem in Tierversuchen verwendet, um in erster Linie Veränderungen in der Blutgefäßbildung (Vaskularisierung) über Tage oder Wochen hinweg im lebenden Tier zu beobachten. Weitere Anwendungsgebiete sind z.B. Entzündungsforschung, Biomaterial-Forschung, Dermatologie oder auch die Untersuchung von Wundheilungsprozessen.

Die Rückenhautkammer wird in erster Linie eingesetzt bei Mäusen, Ratten und Hamstern. Auch gentechnisch veränderte Tiere werden häufig für die Versuche eingesetzt, z.B. Mäuse mit geschwächtem Immunsystem. Das Tier wird betäubt und die Kammer chirurgisch implantiert. Dabei wird die Rückenhaut gespannt und wie bei einem Sandwich zwischen 2 Metallrahmen fixiert, die anschließend fest zusammengeschraubt werden - hierzu werden Löcher in die Haut des Tieres gebohrt. In der Mitte der Metallrahmen befindet sich ein rundes Beobachtungsfenster. Dadurch kann man die Blutgefäße des Tieres durch die extrem gespannte Haut am lebenden und wachen Tier beobachten und mikroskopieren. Im Bereich des Beobachtungfensters werden dem Tier Haut- und Muskelschichten herausgeschnitten (ca. 15 mm Durchmesser) und das Gewebe mit einem Glasplättchen abgedeckt, damit das Gewebe nicht austrocknet.

Ein geübter Experimentator brauche max. 30 min. für die Anbringung der Kammer, schreiben die Autoren. Es gibt verschiedenste Rückenhautkammer-Modelle, die hier beschriebenen wiegen ca. 2 Gramm für Mäuse und ca. 4 Gramm für Ratten und Hamster. Es wird empfohlen, für die Rückenhautkammer-Anbringung Mäuse mit einem Körpergewicht von 22-25 Gramm einzusetzen, bei Hamstern 60-80 Gramm und bei Ratten 150-200 Gramm. Bei Mäusen wiegt die Kammer also etwa ein Zehntel des Körpergewichtes. Die Kammer für Mäuse ist etwa 40 mm breit und 20 mm hoch. Vergleichbar würde ein 70 kg schwerer und 170 cm großer Mensch ein 7 kg schweres und 70x35 cm (entspricht etwa einem Standardkopfkissen) großes Metallkonstrukt tage- oder wochenlang ununterbrochen auf dem Rücken tragen.

Die Tiere sollten sich 48 Stunden nach dem operativen Eingriff „erholen“, erst danach sollten die eigentlichen Versuche starten. Bei der Erforschung von Biomaterialien, z.B. für die Implantologie, und zur Analyse der Abstoßungsreaktion des umliegenden Gewebes wird die Material-Probe in die Kammer eingebracht. Ggf. kann ein Silikon-Pad zur zusätzlichen Fixierung in die Kammer integriert werden. Auch implantierte Tumore können in der Kammer beobachtet und untersucht werden, hierfür werden auch Kaninchen eingesetzt. Nach Anbringung der Kammer wird das darin befindliche Gewebe, je nach Versuchsaufbau, über mehrere Tage oder Wochen hinweg mikroskopisch untersucht. Die ganze Zeit über lebt das Tier mit der Kammer auf dem Rücken und ist bei vollem Bewusstsein. Für die mikroskopischen Analysen, die meist im Abstand von wenigen Tagen erfolgen, wird dem Tier i.d.R. eine fluoreszierende Substanz injiziert, meist durch Spritzen in die Schwanzvene oder in das Venengeflecht hinter dem Auge. Hierfür wird das Tier betäubt. Nach Ende der Versuche werden die Tiere fast immer getötet und das Gewebe in der Kammer weiteren Analysen unterzogen.

Bereich: Biomaterialforschung, Gefäßforschung, Entzündungsforschung

Originaltitel: The dorsal skinfold chamber: window into the dynamic interaction of biomaterials with their surrounding host tissue

Autoren: MW Laschke (1,2)*, B Vollmar (1,3), MD Menger (1,2)

Institute: (1)* Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar, (2) Collaborative Research Center AO Foundation, Universität des Saarlandes, Homburg/Saar, (3) Institut für Experimentelle Chirurgie, Universität Rostock, Rostock

Zeitschrift: European Cells and Materials 2011; 22: 147-64

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5104

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden in Bayern genehmigt (Referenznummer 55.2-1-54-2531-89-12), die zuständige Behörde wird nicht genannt. Die Mäuse entstammen der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, und werden einzeln in Käfigen gehalten (Mäuse sind hochsoziale Rudeltiere).

Allen Mäusen werden Rückenhautkammern implantiert. Rückenhautkammern werden seit langem in Tierversuchen verwendet, um in erster Linie Veränderungen in der Blutgefäßbildung (Vaskularisierung) über Tage oder Wochen hinweg in vivo (beim lebenden Tier) zu beobachten. Die Maus wird betäubt und die Kammer chirurgisch implantiert. Dabei wird die Rückenhaut gespannt und wie bei einem Sandwich zwischen 2 Metallrahmen fixiert, die anschließend fest zusammengeschraubt werden - hierzu werden Löcher in die Haut der Maus gebohrt. In der Mitte der Metallrahmen befindet sich ein rundes Beobachtungsfenster. Dadurch kann man die Blutgefäße der Maus durch die extrem gespannte Haut am lebenden und wachen Tier beobachten und mikroskopieren. Die Kammer wiegt 3 Gramm, also über ein Zehntel des Körpergewichtes der Mäuse. Vergleichbar würde ein 70 kg schwerer Mensch ein 7 oder 8 kg schweres Konstrukt tagelang ununterbrochen auf dem Rücken tragen.

Auf der einen Seite des Beobachtungsfensters wird ein Hautlappen mit darunterliegendem Muskel herausgeschnitten und oben am Rahmen befestigt. Dadurch, dass einige Blutgefäße durchschnitten wurden, kommt es in dem Gewebelappen zu einer Mangeldurchblutung und Absterben des Gewebes vor allem an der Spitze des Lappens. Die Mäuse werden in 3 Gruppen eingeteilt. Die erste Gruppe erhält 30 Minuten vor der Anbringung der Rückenhautkammer eine hohe Dosis Erythropoetin (EPO) in die Bauchhöhle gespritzt, und nach der Anbringung niedrigere Dosen 30 Minuten später, 24 Stunden danach und dann alle 12 Stunden - 10 Tage lang. Die zweite Gruppe erhält in gleicher Weise eine niedrigere Dosis EPO und die dritte Gruppe (Kontrolle) eine wirkungslose Kontrolllösung. EPO ist ein Hormon, das die Blutbildung fördert und als Dopingmittel missbraucht wird.

1, 3, 5, 7, und 10 Tage nach Anbringen der Kammer wird das darin befindliche Gewebe mikroskopiert, wobei die Tiere durch eine Spritze in die Bauchhöhle betäubt werden. Vor der Mikroskopie wir ihnen eine fluoreszierende Substanz in das Venengeflecht hinter dem Auge gespritzt. Am Tag des Eingriffs sowie 3, 7, und 10 Tage danach wird den Tieren Blut aus der Schwanzvene abgenommen. Bei der Kontrollgruppe stirbt die Hälfte des mangeldurchbluteten Gewebes in der Kammer ab. Nach 10 Tagen werden alle Tiere getötet und das Gewebe in der Rückenhautkammer untersucht.

Bereich: Gefäßforschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Long-term pre- and postconditioning with low doses of erythropoietin protects critically perfused musculocutaneous tissue from necrosis

Autoren: Daniel Schmauss (1,2), Andrea Weinzierl (1,2), Fabian Weiss (1), Jose T. Egana (1,3), Farid Rezaeian (1,4), Ursula Hopfner (1), Verena Schmauss (1), Hans-Günther Machens (1), Yves Harder (1,2,4)*

Institute: (1) Klinik für Plastische Chirurgie und Handchirurgie, Universitätsklinikum rechts der Isar, Technische Universität München, Ismaninger Str. 22, 81675 München, (2)* Division of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery, Ospedale Regionale di Lugano (ORL), Sede Italiano, Ente Ospedaliero Cantonale (EOC), Viganello-Lugano, Lugano, Schweiz, (3) Institute for Biological and Medical Engineering, Pontificia Universidad Católica de Chile, Macul – Santiago, Chile, (4) Medizinische Fakultät, Universität Zürich, Zürich, Schweiz

Zeitschrift: Journal of Controlled Release 2019; 305: 155–164

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5103

Versuchsbeschreibung: Es wird nicht erwähnt, woher die Mäuse für diese Studie stammen und wo genau die Versuche genehmigt wurden. Auch wird nicht gesagt, welche Mauslinie eingesetzt wird und welches Alter oder Geschlecht die Tiere haben.

Den Mäusen werden mit einem heißen Draht jeweils 3 Wunden am Rücken zugefügt und ihnen wird dann in diesem Bereich Rückenhautkammern implantiert. 24 Stunden später erfolgt die lokale genetische Manipulation der Maus, indem im Bereich der Wunden mithilfe eines Magneten eine Lösung aufgetragen wird, die zu einer genetischen Modifikation führt. 5 Minuten lang wird ein Magnetfeld angelegt, und die Lösung danach wieder abgewaschen. Weitere Tiere mit Rückenhautkammern werden der lokalen Genmanipulation unterzogen, ohne dass ihnen Wunden zugefügt werden (Anzahl der Tiere wird nicht genannt). Wie die Kammer angebracht wird, wird nicht beschrieben.

Rückenhautkammern werden seit langem in Tierversuchen verwendet, um in erster Linie Veränderungen in der Blutgefäßbildung (Vaskularisierung) über Tage oder Wochen hinweg in vivo (am lebenden Tier) zu beobachten. Die Maus wird betäubt und die Kammer chirurgisch implantiert. Dabei wird die Rückenhaut gespannt und wie bei einem Sandwich zwischen 2 Metallrahmen fixiert, die anschließend fest zusammengeschraubt werden - hierzu werden Löcher in die Haut der Maus gebohrt. In der Mitte der Metallrahmen befindet sich ein rundes Beobachtungsfenster. Dadurch kann man die Blutgefäße der Maus durch die extrem gespannte Haut am lebenden und wachen Tier beobachten und mikroskopieren. Im Bereich des Beobachtungfensters werden dem Tier Haut- und Muskelschichten herausgeschnitten und das Gewebe mit einem Glasplättchen abgedeckt, damit das Gewebe nicht austrocknet.

Nach 3, 6 und 9 Tagen wird das Gewebe in der Rückenhautkammer mikroskopiert, nachdem den Tieren eine fluoreszierende Substanz in die Schwanzvene gespritzt wird. Es wird nicht beschrieben, ob die Tiere betäubt sind oder dabei in einer Röhre fixiert werden, was üblicherweise der Fall ist. Die Tiere, denen keine Wunden zugefügt wurden, werden nach 6 Tagen bildgebenden Verfahren unterzogen. Auch dieser Ablauf wird nicht weiter beschrieben, ebenso wird nicht erwähnt, was im Anschluss an die Versuche mit allen Tieren geschieht.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und vom Ministerium für Innovation, Wissenschaft und Forschung des Landes Nordrhein-Westfalen (MIWFT-NRW) finanziert.

Bereich: Wundheilung, Gefäßforschung

Originaltitel: Local anti-angiogenic therapy by magnet-assisted downregulation of SHP2 phosphatase

Autoren: Sarah Rieck (1), Yvonn Heun (2), Alexandra Heidsieck (3), Olga Mykhaylyk (4), Alexander Pfeifer (5), Bernhard Gleich (3), Hanna Mannell (2), Daniela Wenzel (1)*

Institute: (1) Institut für Physiologie 1, Life & Brain Center, Medizinische Fakultät, Universität Bonn, Sigmund-Freud-Str. 25, 53105 Bonn, (2) Walter-Brendel-Zentrum für Experimentelle Medizin, BMC, Ludwig-Maximilians-Universität, München, (3) Munich School of BioEngineering, Technische Universität München, München, (4) Institut für Molekulare Immunologie und Experimentelle Onkologie, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, München (5) Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Universitätsklinikum Bonn, Bonn

Zeitschrift: Journal of Controlled Release 2019; 305: 155–164

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5102

Versuchsbeschreibung: Die Mäuse für diese Studie werden von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, bezogen. Die Versuche werden von einem Komitee der Medizinischen Faultät der Ruhr-Universität Bochum (Nr. No. 8.87–50.10.37.09.135) genehmigt.

Allen Mäusen werden Rückenhautkammern implantiert. Rückenhautkammern werden seit langem in Tierversuchen verwendet, um in erster Linie Veränderungen in der Blutgefäßbildung (Vaskularisierung) über Tage oder Wochen hinweg in vivo (am lebenden Tier) zu beobachten. Die Maus wird betäubt und die Kammer chirurgisch implantiert. Dabei wird die Rückenhaut gespannt und wie bei einem Sandwich zwischen 2 Metallrahmen fixiert, die anschließend fest zusammengeschraubt werden - hierzu werden Löcher in die Haut der Maus gebohrt. In der Mitte der Metallrahmen befindet sich ein rundes Beobachtungsfenster. Dadurch kann man die Blutgefäße der Maus durch die extrem gespannte Haut am lebenden und wachen Tier beobachten und mikroskopieren. Im Bereich des Beobachtungfensters werden dem Tier eine Hautschicht und darunterliegende Muskelschichten herausgeschnitten. Im Bereich des Beobachtungsfensters wird im Hautmuskel zusätzlich eine Wunde verursacht, indem der Maus ein Stück des Gewebes ausgestanzt wird. Das Fenster wird mit einem Glasplättchen abgedeckt, damit das Gewebe nicht austrocknet.

24 Stunden nach dem schweren operativen Eingriff kommen die Mäuse unter Narkose in die sogenannte Taucherbox, die in der vorliegenden Arbeit entwickelt wurde. Es handelt sich dabei um eine mit Wasser gefüllte Plastikbox, die dazu dient, die Wirkung von elektrischen Schockwellen auf biologisches Gewebe – in diesem Fall auf das Gewebe in der Rückenhautkammer der Maus – zu testen. Die betäubte Maus wird in eine enge Plastikröhre gesteckt, aus der die Rückenhautkammer herausragt. In dieser Röhre wird die Maus mit dem Rücken nach unten an der Taucherbox befestigt, so dass die Rückenhautkammer in das Wasser eingetaucht ist. Dann werden durch eine Öffnung in der Taucherbox Schockwellen eingeleitet, die auf die Rückenhautkammer treffen. Die Mäuse werden in 5 Gruppen eingeteilt, eine Kontrollgruppe, die keine Schockwellen erhält und 4 Gruppen, die Schockwellen verschiedener Stärke ausgesetzt werden. Die Prozedur dauert über eine halbe Stunde. Das Gewebe in der Rückenhautkammer wird 1 Tag nach der Operation, sowie 3, 5, 7 und 11 Tage danach fotografiert und mikroskopiert.

Bei 13% der Mäuse kommt es im Verlauf der Versuche zu diversen Komplikationen, u.a. treten Ödeme und Entzündungen auf. Außer den Komplikationen, die detailliert beschrieben werden, wird nichts dazu gesagt, was genau am Ende untersucht wird und was mit den Tieren geschieht.

Die Studie wurde von der Deutschen Gesetzlichen Unfallversicherung (DGUV) finanziert.

Bereich: Wundheilung

Originaltitel: A novel technique for the standardized application of shock waves in experimental research: the diver box

Autoren: Heiko Sorg (1), Daniel J Tilkorn (1), Jonas Kolbenschlag (2), Inga Zwetzich (3), Joerg Hauser (1), Ole Goertz (2), Nick Spindler (4), Stefan Langer (4), Andrej Ring (3)*

Institute: (1) Klinik für Plastische, Rekonstruktive und Ästhetische Chirurgie, Handchirurgie, Alfred-Krupp-Krankenhaus Essen, Essen, (2) Klinik für Plastische, Rekonstruktive und Ästhetische Chirurgie, Handchirurgie, Martin-Luther-Krankenhaus, Berlin, (3) Klinik für Plastische, Rekonstruktive und Ästhetische Chirurgie, Handchirurgie, St. Rochus Hospital Castrop-Rauxel, Katholische St. Lukas Gesellschaft, Glückaufstraße 10, 44575 Castrop-Rauxel, (4) Klinik und Poliklinik für Orthopädie, Unfallchirurgie und Plastische Chirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig

Zeitschrift: Ultrasound in medicine & biology 2018; 44(7): 1563-1568

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5101

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Verbraucherschutz, Abteilung C Lebensmittel- und Veterinärwesen, Saarbrücken, genehmigt (Referenznummer 66/2010). Woher die Mäuse stammen, wird nicht erwähnt.

Allen Mäusen werden Rückenhautkammern implantiert. Rückenhautkammern werden seit langem in Tierversuchen verwendet, um Veränderungen in der Blutgefäßbildung (Vaskularisierung) über Tage oder Wochen hinweg in vivo (am lebenden Tier) zu beobachten. Die Maus wird betäubt und die Kammer chirurgisch implantiert. Dabei wird die Rückenhaut gespannt und wie bei einem Sandwich zwischen 2 Metallrahmen fixiert, die anschließend fest zusammengeschraubt werden - hierzu werden Löcher in die Haut der Maus gebohrt. In der Mitte der Metallrahmen befindet sich ein rundes Beobachtungsfenster von 1,5 cm Durchmesser. Dadurch kann man die Blutgefäße der Maus durch die extrem gespannte Haut am lebenden und wachen Tier beobachten und mikroskopieren. Im Bereich des Beobachtungfensters werden dem Tier eine Hautschicht und darunterliegende Muskelschichten herausgeschnitten und das Gewebe mit einem Glasplättchen abgedeckt, damit es nicht austrocknet.

72 Stunden nach dem schweren operativen Eingriff wird die Kammer geöffnet und bei der Hälfte der Mäuse das darin befindliche Gewebe des lebenden Tieres mit einer Substanz behandelt, die starke Entzündungsreaktionen verursacht. Um die Wirkung des Schmerzmittels Diclofenac (bekannt unter dem Handelsnamen Voltaren) zu testen, wird bei einem Teil der Mäuse ein wirkstoffhaltiges Gel in die Kammer eingebracht. Bei den restlichen Mäusen (Kontrollgruppe) wird ein wirkstofffreies Gel appliziert. 1 Stunde vor der Behandlung, sowie 1, 4 und 24 Stunden danach werden die Tiere jeweils kurz betäubt und ihnen wird ein fluoreszierendes Mittel mit einer Nadel in das Venengeflecht hinter dem Auge gespritzt. Sobald die Tiere wieder wach sind, werden sie in einem sogenannten Restrainer fixiert - das ist ein enges röhrenförmiges Gefäß, in das die Maus hineingesteckt wird, so dass sie sich nicht mehr bewegen kann. Die Entzündungsvorgänge im Gewebe in der Rückenhautkammer werden nun an den fixierten Mäusen mikroskopisch analysiert. Nach den letzten Aufnahmen werden alle 14 Tiere durch Überdosis eines Narkosemittels getötet, die Rückenhautkammern herausgeschnitten und weiteren Untersuchungen unterzogen.

Ein zweites Experiment wird mit weiteren 14 Mäusen durchgeführt. Bei diesen Tieren wird in der Rückenhautkammer die Bildung von Thromben (Blutgefäß-Verschlüssen) hervorgerufen, indem Blutgefäße in der Kammer mit Licht bestimmter Wellenlänge bestrahlt werden. Bei der Hälfte der Mäuse wird jeweils Diclofenac-haltiges oder -freies Gel (Kontrolle) auf das Gewebe appliziert und die Wirkung auf die Thromben-Bildung 30 Minuten später mikroskopisch untersucht wie oben beschrieben. Auch diese Mäuse werden wie oben beschrieben getötet.

Bereich: Entzündungsforschung, Dermatologie, Gefäßforschung

Originaltitel: The dorsal skinfold chamber: A valuable model for the in vivo evaluation of topical formulations

Autoren: Indra N Dahmke, Emmanuel Ampofo, Michael D Menger, Matthias W Laschke*

Institute: Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar

Zeitschrift: Experimental Dermatology 2019; 28: 940-947

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5100

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Verbraucherschutz, Abteilung C Lebensmittel- und Veterinärwesen, Saarbrücken, genehmigt (Referenznummer 29/2014). Die Mäuse stammen aus dem Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie der Universität des Saarlands, Homburg/Saar. Es werden sowohl Wildtyp-Mäuse (genetisch nicht verändert) eingesetzt, als auch gentechnisch veränderte Mäuse, deren Zellen über grüne Fluoreszenz sichtbar gemacht werden können (GFP-Mäuse).

54 Wildtyp-„Spender“-Mäuse und 37 GFP-„Spender“-Mäuse werden narkotisiert und das Fettgewebe der Nebenhoden herausgeschnitten. In der Studie wird nicht erwähnt, was mit diesen Mäusen weiter geschieht. Aus den Fettzellen werden die feinen Blutgefäße isoliert, die auf verschiedene Weisen präpariert und untersucht werden. Weiteren „Empfänger“-Mäuse werden Rückenhautkammern implantiert.

Rückenhautkammern werden seit langem in Tierversuchen verwendet, um Veränderungen in der Blutgefäßbildung (Vaskularisierung) über Tage oder Wochen hinweg in vivo (im lebenden Tier) zu beobachten. Die Maus wird betäubt und die Kammer wird - wie bei einem Sandwich - chirurgisch implantiert. Dabei wird die Rückenhaut gespannt und zwischen 2 Metallrahmen fixiert, die anschließend fest zusammengeschraubt werden - hierzu werden Löcher in die Haut der Maus gebohrt. In der Mitte der Metallrahmen befindet sich ein rundes Beobachtungsfenster. Dadurch kann man die Blutgefäße der Maus durch die extrem gespannte Haut am lebenden Tier beobachten und mikroskopieren. Im Bereich des Beobachtungfensters werden dem Tier Unterhautgewebe und Muskelschichten herausgeschnitten und das Gewebe mit einem Glasplättchen abgedeckt, damit es nicht austrocknet.

48 Stunden nach dem schweren operativen Eingriff wird ein Teil der aus den GFP-„Spender“-Mäusen isolierten Blutgefäße in die Rückenhautkammern von 24 „Empfänger“-Mäuse integriert. Durch Zusatz von Insulinähnlichen Wachstumsfaktoren soll deren Wirkung auf die Blutgefäß-Neubildung bei den Mäusen untersucht werden. Nach 3, 6, 10 und 14 Tagen werden die Tiere jeweils betäubt, ihnen wird ein fluoreszierendes Mittel mit einer Nadel in das Venengeflecht hinter dem Auge gespritzt und die Blutgefäße in den Rückenhautkammern mikroskopisch analysiert. Nach 14 Tagen werden alle Mäuse getötet, die Rückenhautkammern wieder herausgeschnitten und weiteren Untersuchungen unterzogen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziert.

Bereich: Gefäßforschung, Tissue Engineering

Originaltitel: Insulin-like growth factor 1 stimulates the angiogenic activity of adipose tissue-derived microvascular fragments

Autoren: Matthias W Laschke*, Elena Kontaxi, Claudia Scheuer, Alexander Heß, Philipp Karschnia, Michael D Menger

Institute: Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar

Zeitschrift: Journal of Tissue Engineering 2019; 10: 1-11

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5099

Versuchsbeschreibung: Die Ratten werden an der Tierversuchseinrichtung der Universität Halle gehalten. Zwei Gruppen von Ratten werden 2 verschiedene Tumorzellarten in die Hinterpfoten gespritzt. Diese Tumorzellen wachsen an der Einspritzstelle zu oberflächlichen Tumoren, die die Unterhaut und die obere Hautschicht verdrängen. Erreichen die Tumore eine Größe von ca. 1,5 Milliliter Volumen, soll der pH-Wert des Tumors und des umliegenden Gewebes gesenkt werden. Bei einer Gruppe von Ratten wird der pH-Wert gesenkt, indem Milchsäure in das Tumorgewebe gespritzt wird. Die andere Gruppe Ratten erhält eine Substanz in die Bauchhöhle gespritzt, die den Zuckerstoffwechsel beeinflusst, und die Tiere werden in einer sauerstoffarmen Atmosphäre gehalten. Statt dem normalen 21% Sauerstoffanteil werden die Tiere in einer Umgebung mit 8% Sauerstoffanteil gehalten, d.h., die Tiere leiden unter extremer Atemnot. Dies führt ebenfalls dazu, dass der pH-Wert sinkt. Eine Kontrollgruppe Ratten wird bei normalem Sauerstoffgehalt gehalten. Nach 24 Stunden werden die Ratten auf nicht näher beschriebene Weise getötet, das Tumorgewebe wird herausgeschnitten und auf die Marker untersucht.

Die Arbeit wurde gefördert von der Deutschen Forschungsgemeinschaft sowie durch eine freie Förderung der Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Extracellular acidosis modulates the expression of epithelial-mesenchymal transition (EMT) markers and adhesion of epithelial and tumor cells

Autoren: Anne Riemann*, Mandy Rauschner, Marina Gießelmann, Sarah Reime, Verena Haupt, Oliver Thews

Institute: Julius-Bernstein-Institut für Physiologie, Medizinische Fakultät der Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, Magdeburger Str. 6, 06112 Halle (Saale)

Zeitschrift: Neoplasia 2019; 21 (5): 450-458

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5098

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesverwaltungsamt Halle (Saale) unter der Nummer H1-4/44G genehmigt. Ca. 10 Wochen alte weibliche Schweine (33 kg) werden einzeln gehalten. Sie werden in 3 Gruppen aufgeteilt, von denen je 15 eine spezielle Futtermischung über 4 Wochen erhalten, die entweder Proteine aus Lupine, Rindfleisch oder Milch (Casein) enthält.

Am Anfang und am Ende werden Blutproben aus der Halsvene genommen, die Schweine werden wöchentlich gewogen. Nach Ablauf von 4 Wochen werden die Schweine 5 Stunden nach der letzten Mahlzeit mit einer Injektion in Narkose versetzt und ausgeblutet, wodurch der Tod eintritt.

Leber und Darm werden für Laboruntersuchungen entnommen. Kot und Urin werden ebenfalls im Labor untersucht.

Die Arbeit wurde gefördert vom Kompetenzcluster für Ernährung und kardiovaskuläre Gesundheit (nutriCARD) Halle-Jena-Leipzig (wiederum vom Bundesministerium für Bildung und Forschung gefördert) sowie vom Kompetenzcluster Ernährungsforschung (NutriAct) Berlin-Potsdam (wiederum vom Bundesministerium für Bildung und Forschung gefördert).

Bereich: Ernährungsphysiologie, Ernährungswissenschaft, Ökotrophologie, Stoffwechselphysiologie

Originaltitel: Metabolic footprint and intestinal microbial changes in response to dietary proteins in a pig model

Autoren: Alexandra Schutkowski (1,2)*, Bettina König (1,2), Holger Kluge (1,2), Frank Hirche (1,2), Andrea Henzec (4), Tanja Schwerdtle (3,4), Stefan Lorkowski (2,5), Christine Dawczynski (2,3), Alexander Gabel (6) , Ivo Große (6,7), Gabriele I. Stangl (1,2)

Institute: (1) Martin Luther Universität Halle-Wittenberg, Institut für Agrar- und Ernährungswissenschaften, Von Danckelmann Platz 2, 06120 Halle (Saale), (2) Kompetenzcluster für Ernährung und kardiovaskuläre Gesundheit (nutriCARD), Halle-Jena-Leipzig, (3) Institut für Ernährungswissenschaften, Universität Potsdam, Nuthetal, (4) Kompetenzcluster Ernährungsforschung (NutriAct), Berlin-Potsdam, (5) Institut für Ernährungswissenschaften, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena, (6) Institut für Informatik, Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, Halle (Saale), (7) Deutsches Zentrum für integrative Biodiversitätsforschung (iDiv) Halle-Jena-Leipzig, Halle (Saale)

Zeitschrift: Journal of Nutritional Biochemistry 2019; 67: 149-160

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5097

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Die 8 Jahre alten Rhesusaffen stammen aus der Zucht des Deutschen Primatenzentrums in Göttingen und werden in Innen-Käfigen gehalten. Während des Versuchszeitraums werden die Affen nach einem „kontrollierten Fütterungsprotokoll“ ernährt, welches in dieser Publikation nicht detaillierter beschrieben wird. Die Tiere erhalten ihre tägliche Wasserration als „Belohnung“ während der Versuche, ansonsten haben sie keinen Zugang zu Wasser. Dadurch soll die Motivation gesteigert werden, dass die Tiere sich die Flüssigkeit als Belohnung für die absolvierten Experimente „verdienen“. Wenn nötig, erhalten sie nach Abschluss eines Versuchs noch zusätzliches Wasser.

Vor Beginn der Versuche werden die Affen unter Narkose einer Gehirnoperation unterzogen. Hierbei werden ein Titanhalter auf dem Schädel und eine Elektrodenkammer über einem Bohrloch auf dem Schädel montiert, die dazu dienen, den Kopf des Tieres während der Versuche zu fixieren, Elektroden ins Gehirn einzulassen und Wirkstoffe ins Gehirn einzuleiten.

Die Versuche mit den Affen werden in einer abgedunkelten „Konditionierungskammer“ durchgeführt, wobei die Tiere in einem Primatenstuhl sitzen. Der Kopf des Affen wird mit dem Titanhalter fixiert. Am Primatenstuhl ist ein Mundstück befestigt, aus dem der Affe kleine Flüssigkeitsmengen als Belohnung für korrekt gelöste Aufgaben erhält. Vor dem Affen befindet sich ein Monitor, auf dem ihm diverse visuelle Reize präsentiert werden. Als Startsignal für die anstehenden Aufgaben nimmt der Affe einen Hebel in die Hand und fixiert seinen Blick auf einen zentralen Punkt auf dem Bildschirm. Nun erscheinen graue Punkte, die sich über den Monitor in verschiedene Richtungen bewegen. Der Affe erhält seine Flüssigkeits-Belohnung, wenn er die ganze Zeit über sowohl den Hebel festhält, als auch seinen Blick auf den zentralen Punkt richtet. Es wird erwähnt, dass die Affen dieser „Fixierungs-Aufgabe“ abwechselnd mit einer anderen Verhaltens-Aufgabe ausgesetzt werden, bei der eine aktive Mitarbeit des Affen verlangt wird. Diese andere Aufgabe wird in der vorliegenden Arbeit nicht näher beschrieben.

Bei den in der vorliegenden Publikation beschriebenen Versuchen sind die Affen durchgehend bei vollem Bewusstsein. Um die Vorgänge im Gehirn der Affen zu messen, werden während der Versuche bis zu 3 Glaselektroden ins Gehirn eingeführt. An den Elektroden befinden sich jeweils 2 kleine Vorratsbehälter, die mit Substanzen gefüllt werden, die die Gehirnaktivität beeinflussen. Die Nervenaktivitäten im Gehirn der Affen werden gemessen, und der Einfluss von 2 verschiedenen psychoaktiven Substanzen getestet, die während der Versuche ins Gehirn eingeleitet werden. An jedem Versuchstag wird bei den Affen die Gehirnaktivität abwechselnd ohne pharmakologische Behandlung und unter Einfluss eines Psychopharmakons gemessen, wobei insgesamt bis zu 6 Versuchsblöcke hintereinander ohne Unterbrechung stattfinden „bis die Affen gesättigt sind und nicht mehr weiterarbeiten“ (Zitat). Ein Versuchsblock dauert hierbei 15 Minuten, währenddessen soll der Affe 108 Aufgaben korrekt lösen. Eine komplette Versuchsreihe erstreckt sich folglich über 1,5 Stunden und der Affe muss in dieser Zeit knapp 650 Aufgaben lösen. Was nach Beendigung der Versuche mit den Affen geschieht, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziell unterstützt.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Neuropharmakologie

Originaltitel: Dopamine gates visual signals in monkey prefrontal cortex neurons

Autoren: Maximilian Stalter (1), Stephanie Westendorff (1), Andreas Nieder (1)*

Institute: (1) Lehrstuhl Tierphysiologie, Institut für Neurobiologie, Universität Tübingen, Auf der Morgenstelle 28, 72076 Tübingen

Zeitschrift: Cell Reports 2020; 30: 164–172

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5096

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen und dem Landratsamt Tübingen genehmigt (Referenznummer ZP3/15). Die Aaskrähen (Corvus corone corone) stammen aus der hausinternen Zucht der Universität Tübingen. Sie werden zu dritt in Innen-Käfigen mit den Maßen 360 x 240 x 300 cm gehalten, was die Autoren der Studie als „groß“ bezeichnen. Während des Versuchszeitraums werden die Krähen nach einem „kontrollierten Fütterungsprotokoll“ ernährt. Das bedeutet, dass sie nur wenig oder gar keine Nahrung erhalten (wird in der Publikation nicht näher erläutert), um die Motivation der Tiere zu steigern, sich ihr Futter als „Belohnung“ für die zu absolvierten Experimente zu „verdienen“. Wenn nötig, erhalten sie nach Abschluss eines Versuchs noch zusätzliches Futter.

Im Alter von 3 Monaten wird mit dem Training der Krähen begonnen. Dem Tier wird vom Experimentator ein optisches Signal präsentiert, woraufhin es einen Laut von sich geben soll. Wenn es das tut, erhält es vom Experimentator Futter als Belohnung. Nachdem eine Krähe auf die Signale zuverlässig mit Lauten reagiert, wird das Training in eine Konditionierungskammer verlagert.

In dieser abgedunkelten Kammer von 1 m Kantenlänge wird eine Krähe auf einer Sitzstange platziert, an der sie mit Lederriemen festgebunden wird. Vor der Krähe befindet sich ein Monitor, auf dem ihr verschiedene Symbole präsentiert werden. Über einen Infrarot-Strahl und einen Reflektor, der sich auf dem Kopf der Krähe befindet, wird die gewünschte Kopfposition, also wenn das Tier auf den Monitor schaut, automatisch erkannt. Der Reflektor wird vor den Versuchen unter Vollnarkose operativ im Kopf der Krähe verankert - wie genau das abläuft, wird in der vorliegenden Publikation nicht beschrieben. Unter dem Monitor befindet sich ein automatischer Futterspender, aus dem das Tier als Belohnung für eine korrekt gelöste Aufgabe Futterpellets und Mehlwürmer erhält. Zudem ertönt in diesem Fall ein akustisches Signal aus einem Lautsprecher. Löst die Krähe die Aufgabe nicht erwartungsgemäß, bekommt sie kein Futter aus dem Spender und es ertönt auch kein Signal.

Nachdem eine Krähe ein sogenannte „Go“-Signal (blaues Quadrat auf dem Monitor) erlernt hat, auf das sie mit einem Laut reagieren soll, wird ihr das „Warten“-Signal (weißes Quadrat) antrainiert, das dem Go-Signal vorangeht. Hier soll das Tier nun keinen Laut von sich geben, und wird „bestraft“, falls es dies doch tut, indem die Aufgabe unterbrochen wird und die Futterbelohnung ausbleibt. Sobald die Krähen in mind. 80% der Fälle korrekt reagieren, erlernen sie als nächstes eine variable Dauer des Warte-Signals und das sogenannte „Catch“-Signal (weißes Quadrat), während dessen sie auch keinen Laut von sich geben sollen. Zum Schluss wird den Krähen antrainiert, dass sie während des gesamten Warte-Signals und 300 ms danach den Kopf so positionieren, dass sie auf den Monitor blicken. Über den Infrarot-Strahl und den Reflektor auf dem Kopf der Krähe wird die korrekte Positionierung festgestellt. Die erste Versuchsreihe, bei der die Krähen zunächst durch korrekte Kopfposition starten, dann warten (weißer Quadrat) und dann entweder einen Laut von sich geben (blaues Quadrat) oder nicht (verbleibendes weißes Quadrat) wird im Alter von 8-10 Monaten durchgeführt. Die Versuchsreihe umfasst insgesamt 10 Durchgänge an 10 aufeinanderfolgenden Tagen.

Im Alter von 20-22 Monaten wird eine zweite Versuchsreihe mit einem abgewandelten Protokoll gestartet. Hierbei werden die Signale (weißes/blaues Quadrat) vertauscht und zusätzlich zum Go-Signal ein NoGo-Signal (türkisfarbenes Quadrat) eingeführt, bei dem die Krähen dafür belohnt werden, keinen Laut von sich zu geben. Diese Versuchsreihe wird nur noch mit zwei Krähen durchgeführt, weil die dritte Krähe für einen elektrophysiologischen Langzeitversuch eingesetzt wurde. Das Training für die veränderten Aufgaben in der zweiten Versuchsreihe dauert zwischen 3 und 12 Tagen, die Krähen benötigen bis zu 2400 Anläufe. Die Laute und das Verhalten der Krähen werden aufgezeichnet und analysiert. Was mit den Tieren nach den Versuchen geschieht, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziell unterstützt.

Bereich: Verhaltensforschung, Tierphysiologie

Originaltitel: Volitional control of vocalizations in corvid songbirds

Autoren: Katharina F. Brecht (1)*, Steffen R. Hage (2), Natalja Gavrilov (1), Andreas Nieder (1)*

Institute: (1) Lehrstuhl Tierphysiologie, Institut für Neurobiologie, Universität Tübingen, Auf der Morgenstelle 28, 72076 Tübingen, (2) Neurobiology of Vocal Communication, Werner Reichardt-Centrum für integrative Neurowissenschaften, Universität Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: PLoS Biology 2019; 17(8): e3000375

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5095