Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken unter der Nummer 55.2.2-2532-2-770 genehmigt. Es werden 12 weibliche Kaninchen in einem Alter von 105 bis 111 Tagen von Charles River (Sulzfeld) gekauft.

Die Tiere werden gewogen. Am nächsten Tag werden den Tieren Schmerzmittel und Betäubungsmittel in einen Muskel gespritzt. Dann wird den Kaninchen ein gasförmiges Narkosemittel über eine Maske verabreicht. Die Außenseite eines Oberschenkels der Kaninchen wird rasiert, die Haut wird aufgeschnitten und die Muskeln zur Seite gespreizt, so dass der Oberschenkelknochen freiliegt. Unterhalb des Hüftkopfs wird ein Loch mit einem Durchmesser von 5 mm gebohrt, was bis zur Knochenmarkhöhle reicht. Dann wird in dieses Loch bei 6 Kaninchen mit einem Spachtel eine Knochenzementmischungen eingefüllt, 6 Kaninchen erhalten eine andere Mischung. Die Wunde wird vernäht. Ein Kaninchen erleidet in der Folge des Eingriffs ein sogenanntes schweres Kompartmentsyndrom, einem schmerzhaften Zustand, bei dem sich Flüssigkeit im Muskel einlagert, wodurch die Durchblutung gestört wird und Nerven geschädigt werden. Das Tier wird vier Tage nach der Operation getötet. Ein weiteres Kaninchen wird 12 Tage nach der Operation getötet, weil sein Oberschenkel bricht.

Sechs Wochen nach der Operation werden die verbliebenen Tiere narkotisiert und mit einem Einschläferungsmittel getötet. Das operierte Bein wird abgetrennt und der Knochen mit dem Knochenzement wird untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Knochenchirurgie, Biomaterialforschung

Originaltitel: Degradation and bone-contact biocompatibility of two drillable magnesium phosphate bone cements in an in vivo rabbit bone defect model

Autoren: Andrea Ewald (1), Andreas Fuchs (2)*, Lasse Boegelein (3), Jan-Peter Grunz (4), Karl Kneist (1), Uwe Gbureck (1), Stefanie Hoelscher-Doht (3)

Institute: (1) Lehrstuhl für Funktionswerkstoffe der Medizin und der Zahnheilkunde, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg, (2)* Klinik und Poliklinik für Mund-, Kiefer- und Plastische Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Würzburg, Pleicherwall 2, 97070 Würzburg, (3) Klinik und Poliklinik für Unfall-, Hand-, Plastische und Wiederherstellungschirurgie, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg, (4) Institut für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg

Zeitschrift: Materials 2023; 16(13): 4650

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5584

Versuchsbeschreibung: Die Versuche an Frettchen werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern (LALLF M-V) unter der Nummer LVL MV TSD/7221.3-2-005/21 genehmigt. Zusätzlich werden Versuche mit Mäusen in Iowa (USA) durchgeführt und dort genehmigt.

Die Versuche an Frettchen werden am Friedrich-Loeffler-Institut durchgeführt. Die fünf weiblichen Frettchen werden vom Paul-Ehrlich-Institut (PEI, Langen) zur Verfügung gestellt und in miteinander verbundenen Käfigen gehalten.

Die Nasen der Frettchen werden mit etwas Flüssigkeit gespült, dazu werden sie narkotisiert. Zwei Tage später wird den Tieren unter Narkose Flüssigkeit, die eine Omicron-Variante des Coronavirus SARS-CoV-2 enthält, in die Nase geträufelt.

In den folgenden 4 Tagen werden die Tiere täglich narkotisiert und ihre Nase wird mit etwas Flüssigkeit gespült, bis Tag 8 nach der Infektion erfolgt die Spülung alle zwei Tage ebenfalls unter Narkose. Zusätzlich werden die Tiere gewogen und täglich begutachtet. 21 Tage nach der Infektion wird Blut entnommen und untersucht. Das weitere Schicksal der Frettchen wird nicht erwähnt.

An der Universität Iowa (USA) werden weibliche 6 bis 8 Wochen alte Mäuse, die aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories stammen, in Narkose versetzt und ihnen werden verschiedene Varianten des Corona-Virus in die Nase geträufelt. Gewicht und Gesundheitszustand der Tiere wird täglich überprüft. Ein Teil der Tiere wird zwei oder fünf Tage nach der Infektion getötet, ihre Lungen werden herausgeschnitten und untersucht. Die verbleibenden Mäuse werden vermutlich sieben Tage nach der Infektion getötet.

Parallel zu den Arbeiten mit Frettchen und Mäusen werden Versuche mit menschlichen Zellen sowie Zellen von Meerkatzen durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft u. Kultur (MWK), die Europäische Union, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das National Institute of Health (NIH, USA) gefördert.

Bereich: Corona-Forschung, Virologie

Originaltitel: Omicron subvariant BA.5 efficiently infects lung cells

Autoren: Markus Hoffmann (1,2)*, Lok-Yin Roy Wong (3), Prerna Arora (1,2), Lu Zhang (1,2), Cheila Rocha (1,2), Abby Odle (3), Inga Nehlmeier (1), Amy Kempf (1,2), Anja Richter (4), Nico Joel Halwe (5), Jacob Schön (5), Lorenz Ulrich (5), Donata Hoffmann (5), Martin Beer (5), Christian Drosten (4), Stanley Perlman (3), Stefan Pöhlmann (1,2)*

Institute: (1) Abteilung Infektionsbiologie, Deutsches Primatenzentrum - Leibniz-Institut für Primatenforschung (DPZ), Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (2) Fakultät für Biologie und Psychologie, Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (3) Departments of Microbiology and Immunology, University of Iowa, Iowa City, USA, (4) Institut für Virologie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Campus Charité Mitte, Berlin, (5)* Institut für Virusdiagnostik (IVD), Friedrich-Loeffler-Institut, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems

Zeitschrift: Nature Communications 2023; 14: 3500

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5583

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern (LALLF M-V) unter den Nummern 7221.3–1.1-051/12 und 7221.3-1-060/17 genehmigt.

Es werden verschiedene Vogelgrippeviren eingesetzt, welche bei Vogelgrippe-Ausbrüchen oder nach einer Übertragung der Viren auf den Menschen isoliert wurden. Zusätzlich werden Vogelgrippeviren gentechnisch verändert. Die Viren werden in befruchteten Hühnereiern, in denen sich 9 bis 11 Tage alte Hühnerembryonen befinden, vermehrt. Die Viren werden verwendet, um Frettchen, Mäuse und Hühner zu infizieren.

Die sechs bis neun Monate alten Frettchen stammen aus der Zucht des Friedrich-Loeffler-Instituts. Die Frettchen werden narkotisiert und die Nase wird mit einer Flüssigkeit ausgewaschen. Dann wird einem Teil der Frettchen eine Flüssigkeit, die Vogelgrippeviren enthält, in die Nase geträufelt. Mindestens ein weiteres Frettchen wird ebenso behandelt, allerdings enthält die Flüssigkeit keine Viren. Die Tiere werden in Käfigen gehalten, in die einen Tag nach der Infektion zusätzliche, nicht infizierte Frettchen gesetzt werden. An diesen Tieren soll die Übertragung der Viren von einem Tier auf ein anderes verfolgt werden. 2, 4, 7 und 10 Tage nach der Infektion werden die Frettchen narkotisiert und ihre Nase wird mit etwas Flüssigkeit ausgespült, welche im Anschluss untersucht wird. Die Frettchen werden täglich kontrolliert. Wenn sie mehr als 25 % ihres Körpergewichts verlieren oder schwere neurologische Symptome zeigen, werden sie getötet. Ein Teil der Frettchen entwickelt einen schweren Krankheitsverlauf mit Nasenausfluss, Atemnot, Lethargie, Zittern und geschlossenen Augen. 10 Tage nach der Infektion werden die Frettchen getötet. Weitere Frettchen werden getötet, ihre Lunge wird herausgeschnitten und aus der Lunge Zellen gewonnen, die in weiteren Versuchen eingesetzt werden.

Sieben Gruppen von jeweils 8 Mäusen werden in Plastikboxen gehalten. Die Tiere werden narkotisiert und den Tieren wird Flüssigkeit, die Vogelgrippeviren enthält, oder Flüssigkeit ohne Viren in die Nase geträufelt. Das Gewicht der Mäuse wird täglich bestimmt. Alle infizierten Mäuse verlieren Gewicht, ein Teil der Tiere zeigt neurologische Symptome. Tiere die mehr als 25 % ihres Körpergewichts verlieren oder schwere neurologische Symptome aufweisen werden unter Narkose durch Enthaupten getötet. Jeweils 3 Mäuse pro Gruppe werden 3 Tage nach der Infektion getötet und Lungen- und Gehirngewebe entnommen und untersucht. Für jeweils 5 Mäuse pro Gruppe werden sogenannte Überlebenskurven erstellt, dass heißt, es wird beobachtet, wie lange die Tiere überleben. Ob alle Tiere bei Erreichen der Abbruchkriterien getötet werden oder Tiere an der Infektion selbst sterben, wird nicht beschrieben. Die ersten Mäuse sterben 4 Tage nach der Infektion, die letzten infiziertem Mäuse 11 Tage nach der Infektion.

4 bis 6 Wochen alte Hühner werden in Gruppen aufgeteilt. Den Tieren wird Flüssigkeit, welche Viren enthält, in die Nase geträufelt. Zu den infizierten Hühnern werden einen Tag nach der Infektion nicht-infizierte Hühner gesetzt, um zu beobachten, wie sich das Virus von einem Tier zum anderen ausbreitet. Die Hühner werden täglich begutachtet und ihr Zustand nach einem Punktesystem bewertet. Gesund erscheinende Tiere erhalten 0 Punkte, Tiere die ein Symptom wie beispielsweise eine Depression, Atemwegserkrankung, Durchfall, eine bläuliche Verfärbung von Kamm oder Kehllappen, einem Gesichtsödem oder neurologische Symptome aufweisen, erhalten einen Punkt. Tiere die mehr als ein Symptom zeigen, erhalten 2 Punkte und tote Hühner werden mit 3 Punkten bewertet. Es wird die mittlere Überlebenszeit der Hühner berechnet. Alle Hühner sterben im Mittel innerhalb von zwei bis 5 Tagen. Eine Tötung der Hühner bei Erreichen bestimmter Symptome wird nicht erwähnt. Zusätzlich werden rote Blutzellen von Hühnern und Truthähnen verwendet, woher sie stammen und wie sie gewonnen werden, wird nicht erwähnt. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Europäische Union, das Deutsche Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), das Land Mecklenburg-Vorpommern und den Europäischen Sozialfonds, den Dutch Research Council (NWO), den Europäischen Forschungsrat (ERC) und die Royal Dutch Academy of Sciences gefördert.

Bereich: Vogelgrippe-Forschung, Virologie

Originaltitel: Phenotypic effects of mutations observed in the neuraminidase of human origin H5N1 influenza A viruses

Autoren: David Scheibner (1), Ahmed H. Salaheldin (1,2), Ola Bagato (1,3), Luca M. Zaeck (1), Ahmed Mostafa (3), Ulrike Blohm (4), Christin Müller (5), Ahmed F. Eweas (6,7), Kati Franzke (8), Axel Karger (1), Alexander Schäfer (4), Marcel Gischke (1), Donata Hoffmann (9), Solène Lerolle (1), Xuguang Li (10,11), Hatem S. Abd El-Hamid (12), Jutta Veits (1), Angele Breithaupt (13), Geert-Jan Boons (14), Mikhail Matrosovich (15), Stefan Finke (1), Stephan Pleschka (5,16), Thomas C. Mettenleiter (17), Robert P. de Vries (14), Elsayed M. Abdelwhab (1)*

Institute: (1) Institut für molekulare Virologie und Zellbiologie (IMVZ), Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, (2) Department of Poultry Diseases, Faculty of Veterinary Medicine, Alexandria University, El-Beheira, Ägypten, (3) Center of Scientific Excellence for Influenza Viruses, National Research Centre (NRC), Water Pollution Research Department, Gizeh, Ägypten, (4) Institut für Immunologie (IfI), Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald-Insel Riems, (5) Institut für klinische Virologie, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen, (6) Department of Medicinal Chemistry, National Research Center, Gizeh, Ägypten, (7) Department of Science, University of Technology and Applied Sciences-Rustaq, Rustaq, Oman, (8) Institut für Infektionsmedizin (IMED), Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald-Insel Riems, (9) Institut für Virusdiagnostik (IVD), Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald-Insel Riems, (10) Centre for Biologics Evaluation, Biologics and Genetic Therapies Directorate, HPFB, Health Canada, Ottawa, Kanada, (11) Department of Biochemistry, Microbiology and Immunology and Emerging Pathogens Research Centre, University of Ottawa, Ottawa, Kanada, (12) Department of Poultry Diseases, Faculty of Veterinary Medicine, Damanhur University, Al-Buheira, Ägypten, (13) Abteilung für experimentelle Tierhaltung und Biosicherheit (ATB), Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald-Insel Riems, (14) Department of Chemical Biology & Drug Discovery, Utrecht Institute for Pharmaceutical Science, Niederlande, (15) Institut für Virologie, Philipps-Universität Marburg, Marburg, (16) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Standort Gießen-Marburg-Langen, (17) Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald-Insel Riems

Zeitschrift: PLoS Pathogens 2023; 19(2): e1011135

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5582

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden auf Antrag von David Bierbach durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales in Berlin unter der Nummer G0117/16 genehmigt. Die Guppys werden an der Lebenswissenschaftlichen Fakultät der Humboldt Universität zu Berlin gehalten. Die dortigen Tiere sind Nachfahren wildgefangener Fische aus Nord-Trinidad. Um Inzucht zu vermeiden, werden regelmäßig auf Feldstudien in Trinidad und Tobago Guppys gefangen und eingekreuzt.

Für jeden Versuch wird ein weiblicher Guppy aus dem Haltungsbecken entnommen und in die Versuchsapparatur gesetzt. Diese besteht aus einem 1 x 1 m großen Becken mit einem Wasserstand von 7 cm. In dem Becken befindet sich in einer Ecke eine kleine Kammer, in die der Guppy zu Beginn des Versuchs gesetzt wird. Eine Tür wird geöffnet, durch die der Fisch aus der Kammer in das Versuchsbecken schwimmen kann. Vor der Kammer kreist eine Guppy-Attrappe. Ein Roboter unter dem Testbecken steuert diese Attrappe mithilfe von zwei Magneten. Eine Kamera über dem Becken überwacht die Bewegung des Guppys und der Attrappe. Wenn der Guppy die Kammer nicht von sich aus innerhalb von 3 Minuten verlässt, wird das Dach der Kammer entfernt und nach weiteren 3 Minuten die gesamte Kammer.

Über den Roboter gesteuert nähert sich die Attrappe dem Guppy an und versucht dann, wenn der Guppy ihn in seiner Nähe akzeptiert, den Guppy an der Wand des Tanks entlangzuführen. Fällt der Guppy mehr als 28 cm hinter der Attrappe zurück, nähert sich die Attrappe erneut an. Dabei wird ausgenutzt, dass die Tiere in der Gruppe ihre Bewegung aneinander anpassen und anderen Fischen folgen.

Die Roboter-bewegte Attrappe nähert sich dem Guppy auf unterschiedliche Weise: entweder langsam und seitlich oder rasch und direkt. Entweder der Roboter steuert die Attrappe so, dass sie sich unabhängig vom Verhalten des Fisches mit immer der gleichen Geschwindigkeit und Winkel nähert, oder die Geschwindigkeit und der Winkel werden in zufälliger Weise geändert.

In einem weiteren Versuch wird der Roboter so programmiert, dass er sich an das Verhalten des Guppys, welches von der Kamera gefilmt wird, anpasst. Reagiert der Guppy vermeidend auf die Annäherung der Attrappe, nähert sich die Attrappe in der Folge langsamer. Wenn der Guppy kein vermeidendes Verhalten zeigt, nähert er sich schneller. Insgesamt werden 82 Tests durchgeführt, die jeweils 10 Minuten dauern. Es wird beobachtet, bei welcher Programmierung des Roboters die Fische häufiger und länger folgen und weniger vermeidendes Verhalten zeigen. Jeder Fisch wird nur einmal in dem Versuch eingesetzt. Nach den Versuchen werden die Guppys zurück in den Haltungstank gesetzt und vermutlich für weitere Versuche oder die Zucht neuer sogenannter Versuchstiere verwendet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die deutsche Exzellenzstrategie und die Andrea von Braun Stiftung gefördert.

Bereich: Verhaltensforschung

Originaltitel: Social competence improves the performance of biomimetic robots leading live fish

Autoren: Moritz Maxeiner (1), Mathis Hocke (1), Hauke J. Moenck (1), Gregor H.W. Gebhardt (1,2), Nils Weimar (3), Lea Musiolek (5,7), Jens Krause (4,6,7), David Bierbach (4,7), Tim Landgraf (1,7)*

Institute: (1) Fachbereich Mathematik und Informatik, Freie Universität Berlin, Arnimallee 14, 14195 Berlin, (2) Computational Systems Neuroscience, Institut für Zoologie, Universität zu Köln, Köln, (3) Institut für Zoologie, Rheinische Friedrich-Wilhelms-Universität Bonn, Bonn, (4) Lebenswissenschaftliche Fakultät, Albrecht Daniel Thaer-Institut für Agrar- und Gartenbauwissenschaften, Humboldt Universität zu Berlin, Invalidenstraße 42, 10099 Berlin, (5) Institut für Informatik, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (6) Leibniz-Institut für Gewässerökologie und Binnenfischerei, Berlin, (7) Cluster of Excellence ‘Science of Intelligence’, Technische Universität Berlin, Berlin

Zeitschrift: Bioinspiration & Biomimetics 2023; 18(4): 045001

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5581

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde genehmigt; vermutlich handelt es sich um die Regierung von Unterfranken in Würzburg. 80 Goldfische beiderlei Geschlechts mit einer durchschnittlichen Länge von 7,3 cm werden von Aquarium Glaser GmbH (Rodgau) gekauft. Die Tiere werden vor dem Beginn der Versuche für mindestens 3 Monate an der Universität Bayreuth in Gruppen von bis zu 20 Fischen in Becken gehalten.

40 Goldfische werden mit dem für Fische gebräuchlichen Narkosemittel Isoeugenol in Narkose versetzt. Dazu werden die Fische für 15 Minuten einzeln in Behältern gegeben, in denen sich Wasser mit Isoeugenol befindet. Nach 10 Minuten in dieser Lösung hören die Fische auf zu schwimmen und verlieren das Gleichgewicht, auf Berührung oder Druck auf den Schwanzansatz zeigen sie keine Reaktion.

Die Fische werden dann in die Messapparatur gegeben und künstlich beatmet. Dazu wird ihnen mit Sauerstoff angereichertes Wasser, welches ebenfalls das Narkosemittel enthält, mit einem Schlauch in den Mund geleitet. Dann wird der Schädel der Fische geöffnet und das Kleinhirn angehoben, um das darunterliegende Mark zu erreichen. Die Hirnhäute werden durchtrennt. Zusätzlich wird ein Teil der Wirbelsäule freigeschnitten. An der Wirbelsäule wird eine Elektrode angelegt. Weil die Fische bei elektrischer Stimulation über diese Elektrode zucken, wird ihnen eine Substanz gespritzt, die sie lähmt. Eine Elektrode wird so in das Gehirn eingelassen, dass sie die Aktivität des Mauthner Neurons messen kann. Dabei handelt es sich um auffällig große Nervenzellen, die bei Fischen vorkommen und bei Reflexen und beim Fluchtverhalten eine Rolle spielen. Eine Referenzelektrode wird in einen Muskel gestochen.

Dann wird mit Hilfe der an der Wirbelsäule angebrachten Elektrode das Mauthner Neuron mehrfach stimuliert und die Aktivität des Neurons gemessen. Im Anschluss werden den Fischen Geräusche in einer Lautstärke von 145 Dezibel vorgespielt, dann wird mit einer Leuchtdiode ins Auge geleuchtet, auch dabei wird die Aktivität des Mauthner Neurons vermessen.

Die Tiere werden in Gruppen aufgeteilt. Bei einer Gruppe der Fische wird die Konzentration des Narkosemittels im Beatmungswasser konstant gehalten, bei den anderen Gruppen wird die Konzentration unterschiedlich stark erhöht. Dann wird das Mauthner Neuron wieder elektrisch, akustisch und optisch stimuliert und seine Aktivität vermessen. Diese Messungen werden insgesamt 5 Mal durchgeführt, wobei zwischen den einzelnen Messungen 10 Minuten Pause liegen.

Zusätzlich wird der Versuch mit 20 Goldfischen durchgeführt, wobei diese Fische mit einem anderen für Fische gebräuchlichen Narkosemittel narkotisiert werden.

Nach den Messungen werden die Fische getötet, indem ihr Gehirn „mechanisch zerstört“ wird. 20 weitere Goldfische werden in Verhaltenstest eingesetzt. 10 der Goldfische werden für 30 Minuten in ein Gefäß mit Wasser gegeben, welches das Narkosemittel Isoeugenol enthält. Dann werden die narkotisierten Fische für 30 Minuten in frisches Wasser ohne Narkosemittel gesetzt und mindestens einmal pro Minute mit einer Leuchtdiode angestrahlt. Dabei wird beobachtet, wann die Fische wieder anfangen sich zu bewegen, zu schwimmen und ab wann sie auf das Anleuchten mit der Diode reagieren. Die anderen 10 Goldfische werden nicht narkotisiert, aber ebenso beobachtet und angeleuchtet. Die Fische aus den Verhaltensversuchen werden nicht getötet und vermutlich in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Anästhesiologie, Neuropharmakologie, Versuchstierkunde

Originaltitel: Recordings in an integrating central neuron reveal the mode of action of isoeugenol

Autoren: Peter Machnik*, Nastaran Biazar, Stefan Schuster

Institute: Lehrstuhl für Tierphysiologie, Universität Bayreuth, Universitätsstraße 30, 95440 Bayreuth

Zeitschrift: Communications Biology 2023; 6: 309

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5580

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer Behörde in Darmstadt unter der Nummer F152/1021 genehmigt. Es werden männliche Mäuse im Alter von 8 bis 12 Wochen eingesetzt, die bei den Versuchstierzuchten Janvier und Charles River gekauft werden.

Die motorischen Funktionen der Mäuse werden mit dem sogenannten Rotarod-Test untersucht. Dazu werden sie auf eine sich drehende Stange gesetzt und es wird beobachtet, wie lange sie sich darauf halten können, bevor sie herunterfallen. Außerdem wird die Schmerzempfindlichkeit der Hinterpfoten gemessen. Dazu wird ein Metallstab gegen die Sohle der Pfote gedrückt und beobachtet, ab welchem Druck die Mäuse die Pfote zurückziehen.

Die Mäuse werden in Narkose versetzt. Um bei den Mäusen Nervenschmerzen zu verursachen, wird der Ischiasnerv auf Höhe des Kniegelenks freigelegt und mehrere seiner Nervenäste werden abgebunden sowie durchtrennt. Ein Nervenast, der für die Sensibilität der Füße wichtig ist, wird intakt gelassen. Dann werden Muskeln und Haut vernäht.

In den folgenden 3 Wochen wird die Schmerzempfindlichkeit der Hinterpfoten der Tiere 5 Mal getestet. Dabei ziehen die Tiere die Pfote, an der die Nervenäste durchtrennt wurden, bereits bei einem geringeren Druck zurück, welcher bei der Pfote der nicht-operierten Seite keinen Schmerz verursacht. Ab dem 5. Tag nach der Durchtrennung der Nerven wird den Mäusen 6 Tage lang zweimal täglich ein Wirkstoff in etwas Flüssigkeit oder aber Flüssigkeit ohne den Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt.

Die Tiere werden 14 oder 21 Tage nach der Operation durch Überdosis eines Narkosemittels, Stich ins Herz und Genickbruch getötet. Verschiedene Gewebe werden entnommen und untersucht. Weitere Mäuse werden getötet, ihre Hinterbeine werden abgetrennt, um Knochenmark für weitere Versuche zu gewinnen. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Fraunhofer Gesellschaft sowie den Europäischen Forschungsrat (ERC) gefördert.

Bereich: Schmerzforschung, Neuropharmakologie, Neuropathologie

Originaltitel: SAFit2 reduces neuroinflammation and ameliorates nerve injury-induced neuropathic pain

Autoren: Saskia Wedel (1), Praveen Mathoor (2), Oliver Rauh (3), Tim Heymann (4), Cosmin I. Ciotu (5), Dominik C. Fuhrmann (2), Michael J. M. Fischer (5), Andreas Weigert (2), Natasja de Bruin (5), Felix Hausch (4), Gerd Geisslinger (1,6), Marco Sisignano (1,6)*

Institute: (1) Institut für Klinische Pharmakologie, Pharmazentrum Frankfurt/ZAFES, Universitätsklinikum Frankfurt, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Theodor Stern Kai 7, 60590 Frankfurt am Main, (2) Biochemie I: Pathobiochemie, Fachbereich Medizin, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt am Main, (3) Plant Membrane Biophysics, Fachbereich Biologie, Technische Universität Darmstadt, Darmstadt, (4) Fachbereich Chemie, Technische Universität Darmstadt, Darmstadt, (5) Zentrum für Physiologie und Pharmakologie, Medizinische Universität Wien, Österreich, (6) Fraunhofer-Institut für Translationale Medizin und Pharmakologie ITMP und Fraunhofer Cluster of Excellence for Immune-Mediated Diseases CIMD, Frankfurt am Main

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2022; 19(1):254

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5579

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer FK/1052 genehmigt. Es werden 10 bis 12 Wochen alte männliche Mäuse eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories in Sulzfeld stammen.

Die Mäuse werden in Narkose versetzt, dann werden auf der rechten Halseite die hirnversorgenden Arterien chirurgisch freigelegt. Drei Halsarterien werden mit einem Seidenfaden abgebunden, eine am Oberkiefer verlaufende Arterie wird mit einem Mikroclip abgeklemmt. In eine der abgebundenen Arterien wird ein Einschnitt gesetzt, durch den ein Faden bis in die Hirnarterie vorgeschoben wird, bis diese durch den Faden verstopft wird. Dann wird der Faden befestigt und für eine Stunde in dieser Position belassen. Dadurch wird der Blutfluss verhindert, wodurch ein Schlaganfall nachgeahmt werden soll. Schließlich wird der Faden entfernt, so dass das Blut wieder in die zuvor mit Sauerstoff unterversorgte Gehirnhälfte fließen kann.

Die Mäuse werden nach diesem Eingriff in verschiedene Gruppen aufgeteilt. Einem Teil der Tiere wird 4 Stunden nach dem Verstopfen der Arterie eine Lösung, die einen Antikörper gegen ein bestimmtes Protein enthält, unter die Haut gespritzt. Anderen Mäusen wird auch ein Antikörper gespritzt, der jedoch nicht gegen das Protein gerichtet ist. Weitere Mäuse werden ebenso behandelt, jedoch erhalten sie die Antikörper-Lösung 15 Stunden nach dem Eingriff. Von mindestens 48 Tieren in diesem Versuchsteil sterben mindestens 13 an den Folgen des Eingriffs. Bei den überlebenden Tieren werden 24 Stunden nach dem Eingriff neurologische Tests durchgeführt. Dabei werden die Mäuse am Schwanz hochgehoben und beobachtet, wie sie die Gliedmaßen oder den Kopf bewegen. Es wird geprüft, ob die Tiere geradeaus gehen können, im Kreis laufen oder auf die Seite fallen. Außerdem wird untersucht, ob die Tiere auf einem schmalen Balken das Gleichgewicht halten können, oder ob sie herunterfallen. Schließlich werden auch noch der Lidschlussreflex und die Reflexe der Ohrmuschel getestet.

Bei den neurologischen Tests fallen mindestens 3 von 19 untersuchten Mäusen beim Versuch zu gehen auf die Seite. Mindestens 9 der 19 Tiere können sich nicht auf dem Balken halten und fallen herunter und 4 der 19 Tiere zeigen keine Reflexe des Augenlieds und der Ohrmuschel. Nach dieser neurologischen Beurteilung werden die Mäuse in Narkose versetzt und durch Genickbruch getötet. Ihr Gehirn wird entnommen und in Scheiben geschnitten untersucht. Zusätzlich werden weitere Mäuse getötet, ihr Gehirn entnommen und an daraus isolierten Zellen Versuche durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch den Excellence Cluster Cardiopulmonary System (ECCPS), das Cardio-Pulmonary-Institute (CPI), das Edinger Institut, das Center for Personalized Translational Epilepsy Research (CePTER), die Landes-Offensive zur Entwicklung Wissenschaftlich-ökonomischer Exzellenz (Hessen) und die LeducQ foundation (USA) gefördert.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Anti osteopontin therapy leads to improved edema and infarct size in a murine model of ischemic stroke

Autoren: Daniel Spitzer (1,2,8), Tim Puetz (1,2), Moritz Armbrust (1), Maika Dunst (1), Jadranka Macas (1,3,5), Florian Croll (1), Karl-Heinz Plate (1,3,4,5,6,8), Yvonne Reiss (1,3,4,5,8), Stefan Liebner (1,6,7,8), Patrick N. Harter (1,3,4,5,8), Sylvaine Guérit (1), Kavi Devraj (1,5,8)*

Institute: (1) Neurologisches Institut (Edinger Institut), Universitätsklinikum Frankfurt, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Heinrich-Hoffmann Straße 7, 60528 Frankfurt am Main, (2) Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Frankfurt, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt am Main, (3) Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung (DKTK), Standort Frankfurt/Mainz, Frankfurt am Main, (4) Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (5) Frankfurt Cancer Institute (FCI), Universitätsklinikum Frankfurt, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt am Main, (6) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort RheinMain, Frankfurt am Main, (7) Excellence Cluster Cardio Pulmonary System (CPI), Standort Frankfurt, Frankfurt am Main, (8) Center for Personalized Translational Epilepsy Research (CePTER), Frankfurt am Main

Zeitschrift: Scientific Reports 2022; 12(1): 20925

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5578

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer FK/1133 genehmigt. Die 29 männlichen Ratten der Zuchtlinie Sprague Dawley sind zum Zeitpunkt der Versuche 8 Wochen alt, stammen aus der Versuchstierzucht Envigo RMS GmbH in Roßdorf und werden in der Zentralen Forschungseinrichtung (ZFE) der Goethe Universität Frankfurt gehalten.

Die Ratten werden durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert. Der Rücken der Tiere wird rasiert, dann werden pro Tier vier Wunden einer Größe von jeweils etwa 1 x 1 cm in die Rückenhaut geschnitten. Dazu wird mit Skalpell und Schere die Haut entfernt, so dass das Bindegewebe freiliegt. Das Bindegewebe wird mit dem Skalpell aufgeraut. Dann werden die Tiere in drei Gruppen aufgeteilt. Bei einer der Gruppen wird ein Antibiotikum auf die Wunden gesprüht. Bei der zweiten Gruppe wird zunächst ein Antibiotikum auf die Wunde gesprüht und dann ein biologischer Kleber. Bei der dritten Gruppe wird ein Gemisch aus Antibiotikum und Kleber auf die Wunden gesprüht. Zwei Tiere sterben noch vor dem Ende des Versuchs.

Die überlebenden Tiere werden 1, 2 oder 4 Stunden nach der Operation durch Spritzen des Betäubungsmittels Pentobarbital und das Herbeiführen eines beidseitigen Pneumothorax, also den Kollaps der Lungen, getötet. Es werden Blut- und Gewebeproben entnommen und untersucht. Die Arbeiten erhielten keine externe Förderung.

Bereich: Infektionsforschung, Biomedizinische Technik, Wundheilung

Originaltitel: Local gentamicin fixation with sprayed fibrin - an in vivo animal study reveals new options to treat soft tissue infections

Autoren: Meike B. Kejwal (1), René D. Verboket (1)*, Katharina Sommer (1), Fabian Dust (1), Dominique Thomas (2), Philipp Störmann (1), Johannes Frank (1), Dirk Henrich (1), Ingo Marzi (1), Maren C. Janko (1)*

Institute: (1) Klinik für Unfall-, Hand- und Wiederherstellungschirurgie, Universitätsklinikum Frankfurt, Theodor-Stern-Kai 7, 60596 Frankfurt am Main, (2) Institut für Klinische Pharmakologie, Goethe-Universität Frankfurt, Frankfurt am Main

Zeitschrift: Journal of Clinical Medicine 2023; 12(10): 3390

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5577

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Freiburg unter der Nummer G-12/035 am 15. Mai 2012 und der Nummer G-17/083 am 29 Juni 2017 genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse bei der Versuchstierzucht Jackson Laboratory gekauft. Weitere Mäuse werden bei der Versuchstierzucht Charles River (Sulzfeld) gekauft oder stammen aus der Zucht des Universitätsklinikum Freiburg. Die Tiere werden über mindestens 10 Generationen miteinander verpaart, um Mäuse mit der gewünschten genetischen Ausstattung zu erhalten. In den eigentlichen Versuchen werden ausschließlich männliche Mäuse im Alter zwischen 10 und 12 Wochen eingesetzt.

Die Mäuse werden durch Injektion von Narkosemitteln in die Bauchhöhle narkotisiert. Die Tiere werden in Rückenlage fixiert und ihr Hals wird rasiert. An der rechten Seite des Halses wird die Haut auf einer Länge von ca. einem Zentimeter aufgeschnitten. Die rechte Halsschlagader wird freigeschnitten, abgebunden und es wird eine Manschette darum gelegt. Bei einem Teil der Mäuse wird die eingesetzte Manschette mit einem Gel behandelt, welches einen bestimmten Eiweißstoff freisetzt, bei anderen Tieren wird das Gel ohne Eiweißzusatz verwendet. Die Wunde wird zugenäht, die Mäuse werden beobachtet bis sie ihr Bewusstsein wiedererlangen und dann wieder zur Gruppe gesetzt.

Die Mäuse werden 14 oder 21 Tage nach dem Eingriff auf nicht genannte Art getötet, die Halsschlagadern werden aus ihren Körpern herausgeschnitten und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Else Kröner-Fresenius-Stiftung und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Arterioskleroseforschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: BMPER improves vascular remodeling and the contractile vascular SMC phenotype

Autoren: Franziska Pankratz (1), Aziza Maksudova (1), Roman Goesele (1), Lena Meier (1), Kora Proelss (1), Katia Marenne (1), Ann-Kathrin Thut (1), Gerhard Sengle (2,3,4,5), Annkatrin Correns (2,3), Jeanina Begelspacher (1,6), Deniz Alkis (1), Patrick M. Siegel (1), Christian Smolka (1), Sebastian Grundmann (1), Martin Moser (1), Qian Zhou (1,7), Jennifer S. Esser (1)*

Institute: (1) Klinik für Kardiologie und Angiologie, Universitäts-Herzzentrum Freiburg, Universitätsklinikum Freiburg, Hugstetter Str. 55, 79106 Freiburg, (2) Zentrum für Biochemie, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum Köln, Universität zu Köln, Köln, (3) Klinik und Poliklinik für Kinder und Jugendmedizin, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum Köln, Universität zu Köln, Köln, (4) Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Köln, (5) Cologne Center for Musculoskeletal Biomechanics (CCMB), Universitätsklinikum Köln, Köln, (6) Anatomisches Institut, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (7) Klinik für Innere Medizin, Universitätsspital Basel, Basel, Schweiz

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2023; 24(5): 4950

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5576

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken unter der Nummer 55.2 DMS-2532-2-352 genehmigt. Die männlichen Nacktratten, denen bestimmte Zellen des Immunsystems fehlen, stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Wilmington, USA).

Die Tiere werden in Narkose versetzt, der rechte Oberschenkel wird auf der Innenseite vom Knie bis zur Leiste längst aufgeschnitten, eine Vene freigelegt und daraus ein 1,5 cm langes Stück herausgeschnitten. Der linke Oberschenkel wird ebenfalls auf der Innenseite aufgeschnitten und die Blutgefäße bis zum Knie freigelegt. Dann wird das zuvor entnommene Venenstück aus dem rechten Oberschenkel mit den Blutgefäßen des linken Oberschenkels vernäht, so dass das eingesetzte Gefäß eine Schleife bildet und durchblutet wird. Diese Gefäßschlaufe wird in eine runde Teflon-Kammer von ca. 2 cm Durchmesser eingelegt. Die Kammer wird mit verschiedenen Gelen gefüllt, in die menschliche Brustkrebszellen eingebracht werden. Bei einigen Tieren wird nur ein Gel ohne Zellen in die Kammer gegeben, sie dienen als Kontrolle. Dann wird die Kammer mit einem Deckel verschlossen und am Oberschenkel festgenäht. Die Haut der Ratten wird mit Nähten verschlossen.

Nach der Operation wird den Tieren ein Antibiotikum unter die Haut gespritzt, sie erhalten für 5 Tage Schmerzmittel und für 5 Tage oral ein Mittel zur Verhinderung von Blutgerinnseln, vermutlich über eine Schlundsonde. Zusätzlich wird den Ratten eine Woche lang zweimal täglich ein Gerinnungshemmer unter die Haut gespritzt.

Ein Teil der Tiere wird nach vier und nach acht Wochen in Narkose versetzt und die implantierte Kammer wird mit verschiedenen bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei wird festgestellt, dass aus der Gefäßschleife Blutgefäße in das Innere der Kammer einsprießen und dort den wachsenden menschlichen Tumor mit Blut versorgen. Außerdem erkennt man auf den Aufnahmen, wie die im Oberschenkel implantierte Kammer auf den Bauchraum der Tiere drückt und dort Organe verschiebt.

Acht Wochen nach dem Einsetzen der Kammer werden die Tiere narkotisiert und ein spezielles Röntgenkontrastmittel wird in das Blutgefäßsystem der Tiere gepumpt. Eine in den rechten Vorhof des Herzens mündende Vene wird zerschnitten, so dass das Blut der Tiere austritt und durch das Kontrastmittel ersetzt wird. Dabei versterben die Ratten. Ihre Körper werden dann im Kühlschrank gelagert, damit das Röntgenkontrastmittel fest wird. Die implantierten Kammern werden herausgeschnitten und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Forschungsstiftung Medizin der Universität Erlangen-Nürnberg und die National Natural Science Foundation of China (China) gefördert. Ein Teil der Materialien wird von der Firma Baxter Deutschland GmbH zur Verfügung gestellt.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: An innovative arteriovenous (AV) loop breast cancer model tailored for cancer

Autoren: Ran An (1,2), Pamela L. Strissel (3), Majida Al-Abboodi (1,4), Jan W. Robering (1,5), Reakasame Supachai (6), Markus Eckstein (7), Ajay Peddi (1,8), Theresa Hauck (1), Tobias Bäuerle (9), Aldo R. Boccaccini (6), Almoatazbellah Youssef (10,11), Jiaming Sun (2), Reiner Strick (3), Raymund E. Horch (1), Anja M. Boos (1,5), Annika Kengelbach-Weigand (1)*

Institute: (1) Tissue Engineering und Regenerative Medizin, Plastisch- und Handchirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen, Krankenhausstraße 12, 91054 Erlangen, (2) Department of Plastic Surgery, Union Hospital, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, Wuhan, China, (3) Frauenklinik, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (4) Institute of Genetic Engineering and Biotechnology, University of Baghdad, Baghdad, Irak, (5) Klinik für Plastische Chirurgie, Hand- und Verbrennungschirurgie, Uniklinik RWTH Aachen, Aachen, (6) Lehrstuhl Biomaterialien, Friedrich Alexander Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (7) Pathologisches Institut, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (8) Klinik für Radiologie, Universitätsklinikum Münster, Münster, (9) Preclinical Imaging Platform Erlangen (PIPE), Radiologisches Institut, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (10) Lehrstuhl für Funktionswerkstoffe der Medizin und Zahnheilkunde, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, (11) Institut für Pathologie der Universität Würzburg, Universität Würzburg, Würzburg

Zeitschrift: Bioengineering 2022; 9(7):280

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5575