Versuchsbeschreibung: Bei je sechs Schafen werden auf zwei verschiedene Methoden die Lendenwirbel 4 – 6 chirurgisch miteinander verbunden. Die Tiere werden narkotisiert. Bei der ersten Methode werden Schrauben durch die Haut in die Wirbelkörper gebohrt. Die Schrauben werden unter der Haut mit einem Metallstab verbunden, so dass die drei Wirbel nicht mehr beweglich sind. Bei der zweiten Methode wird die gleiche Operation ausgeführt mit dem Unterschied, dass die Haut und das darunter liegende Muskelgewebe aufgeschnitten wird. Diese Operationsmethode ist seit Jahren in der Humanmedizin etabliert. Sechs Wochen und drei Monate nach der Operation wird bei den Tieren unter Sedierung ein EMG der Lendenmuskulatur abgeleitet. Anschließend werden die Schafe mit einem Barbiturat getötet, um die Wirbel zu untersuchen.

Bereich: Knochenchirurgie

Originaltitel: Comparison of open versus percutaneous pedicle screw insertion in a sheep model

Autoren: W. Lehmann (1)*, A. Ushmaev (1), A. Ruecker (1), J. Nuechtern (1), L. Grossterlinden (1), P.G. Begemann (2), T. Baeumer (3), J.M. Rueger (1), D. Briem (1)

Institute: (1) Klinik für Trauma, Hand- und Wiederherstellungschirurgie, Universitätsklinik Hamburg, Martinistr. 52, 20246 Hamburg, (2) Klinik für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinik Hamburg, (3) Klinik für Neurologie, Universitätsklinik Hamburg

Zeitschrift: European Spine Journal 2008: 17, 857-863

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 3858

Versuchsbeschreibung: Für das Experiment werden 26-35 Tage alte C57Bl/6 Mäuse, ein für die tierexperimentelle Forschung gezüchteter Inzuchtstamm, verwendet. Die Mäuse werden narkotisiert. Der Kopf der Mäuse wird mit Zahnzement an einer Metallplatte befestigt. Mit einem 2mm langen Schnitt wird der Kopf im Bereich der Sehrinde geöffnet. Ein Kontrastmittel wird mit Druck an drei verschiedenen Stellen 0,3 mm tief in die Sehrinde gespritzt. Die Gehirnrinde wird danach mit einer Agarosemischung und einem Deckglas verschlossen.

Ein bis acht Tage vor dem Experiment werden ein oder beide Augen unter Narkose zugenäht. Dafür werden die Augenlider beschnitten und die Lider dann mit zwei Stichen vernäht. Die Wiederöffnung der Augen erfolgt direkt nach Injektion des Kontrastmittels. Danach werden die Augen über Monitore mit Lichtreizen stimuliert und währenddessen Bilder des Gehirnabschnittes mit einem Fluoreszenzmikroskop aufgenommen. Im Anschluss werden elektrische Signale in der Sehrinde abgeleitet, während die Augen weiter mit Lichtreizen stimuliert werden. Dazu werden Elektroden an 24-36 verschiedenen Stellen bis 0,5 mm tief in die Sehrinde eingebracht. Die Mäuse werden nach dem Experiment getötet.

Die Studie wurde von der Max-Planck-Gesellschaft und den National Institutes of Health gefördert.

Bereich: Sehforschung, Hirnforschung

Originaltitel: Homeostatic regulation of eye-specific responses in visual cortex during ocular dominance plasticity

Autoren: Thomas D. Mrsic-Flogel (1,3)*, Sonja B. Hofer (1), Kenichi Ohki (2), R. Clay Reid (2), Tobias Bonhoeffer (1), Mark Hübener (1)*

Institute: (1) Abteilung für Zelluläre und Systemische Neurobiologie, Max Planck Institut für Neurobiologie, 82152 Martinsried, (2) Department of Neurobiology, Harvard Medical School, Boston, MA, USA, (3) Department of Physiology, University College London, London, UK

Zeitschrift: Neuron 2007: 54, 961-972

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 3857

Versuchsbeschreibung: Für den federführenden Autor ist eine Adresse in den USA angegeben, die Versuche fanden jedoch in Münster statt. Es werden Münstersche Gelbzahnmeerschweinchen verwendet, die von der Zuchtstation des Instituts für Verhaltensbiologie der Universität Münster bereit gestellt werden. Das Münstersche Meerschweinchen unterscheidet sich vor allem durch seine monogame Lebensweise von anderen Meerschweinchen-Arten und reagiert aggressiv gegen fremde Artgenossen. Aufgrund dieser Eigenschaften wird es gerne in der Verhaltensforschung eingesetzt.

Eine Woche vor Beginn des ersten Experiments (Wahlexperiment) werden die Tiere einzeln in 0,5 m2 Innengehegen gehalten. Für das Wahlexperiment wird jeweils ein Weibchen in ein Gehege (sogenannte Wahlkammer) gesetzt, welches über kleine Gänge mit zwei weiteren Gehegen, in welchen jeweils ein Männchen wohnt, verbunden ist. Über elektronische Zähler in den Gängen wird die Anzahl der Besuche des Weibchens bei den Männchen gemessen. Das Weibchen hat ungehinderten Zugang zu den Gehegen der Männchen. Mittels eines Plastikhalsbandes werden die Männchen daran gehindert, in das Gehege des Weibchens zu gelangen. Während der ersten Versuchstage werden die Tiere auf Beißspuren kontrolliert. Werden Beißspuren identifiziert, wird der Versuch sofort abgebrochen. In diesem Fall erfolgt ein neuer Versuch mit anderen Tieren. Hat ein Weibchen ein Wahlexperiment vollständig durchgeführt, wird dieses nicht noch einmal einem Test unterzogen. Die Männchen werden aber in bis zu vier Versuchen mit mindestens einwöchigem Abstand eingesetzt. Es werden 22 Weibchen und 21 Männchen in insgesamt 26 Versuchen verwendet. Wenn sich das Weibchen mit den zwei Männchen verträgt, werden die Tiere über insgesamt 20 Tage in den Gehegen belassen. Wenn das Weibchen am 20. Tag empfängnisbereit wird, wird das Experiment um zwei Tage verlängert, um eine Befruchtung herbei zu führen. Nach jedem Experiment wird das Weibchen bis zur Geburt der Jungen oder bis festgestellt wird, dass das Weibchen nicht trächtig ist, in einem separaten Käfig gehalten. Um den Vaterschaftsstatus der Nachkommen zu überprüfen, wird von den Müttern unter Narkose an der rasierten Hüfte ein Stück Haut herausgeschnitten (0,5-2 mm2).

Für ein zweites Experiment werden sieben langjährige Meerschweinchenpaare verwendet. Dieses Experiment untersucht, welchen Effekt eine Trennung vom Partner und/oder ein neues Gehege auf die Männchen haben. Ein Versuch dauert vier Stunden. Jedes Paar durchläuft fünf Versuche mit jeweils einwöchigen Pausen zwischen den Versuchen. Je nach Versuchsanordnung wird das Männchen in seiner gewohnten Umgebung entweder für vier Stunden allein gehalten oder für die ersten zwei Stunden allein gehalten und dann mit dem Partnerweibchen wieder vereint. Eine analoge Versuchsanordnung in fremder Umgebung und Kontrollversuche werden ebenfalls durchgeführt. Zwei und vier Stunden nach Beginn des Experimentes wird Blut aus der Ohrvene des Männchens entnommen. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

Bereich: Angstverhaltensforschung, Stressforschung

Originaltitel: Female influences on pair formation, reproduction and male stress responses in a monogamous cavy (Galea monasteriensis)

Autoren: Oliver Adrian (1), Sylvia Kaiser (1), Norbert Sachser (1), Pia Jadewerth (1), Petra Löttker (1), Jörg T. Epplen (2), Michael B. Hennessy (3)*

Institute: (1) Institut für Verhaltensbiologie, Universität Münster, (2) Institut für Humangenetik, Universität Bochum, (3) Department of Psychology, Wright State University, 3640 Col Glenn Hwy, Dayton, Ohio 45435, USA

Zeitschrift: Hormones and Behavior 2008: 53, 403-412

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 3856

Versuchsbeschreibung: Für das Hörexperiment werden Fischer-344 Ratten, ein für die tierexperimentelle Forschung gezüchteter Inzuchtstamm, und Mongolische Wüstenrennmäuse unterschiedlichen Alters von der Firma Interfauna, Tuttlingen, bezogen. Mäuse, denen durch gentechnische Manipulation ein bestimmtes Protein fehlt, stammen vom Max-Planck-Institut Martinsried und dem Jackson Laboratory, USA.

Die Tiere werden in Räumlichkeiten gehalten mit maximalen Geräuschpegeln von 50-60 dB. Vor dem Experiment wird den Tieren ein Narkosemittel in den Bauch gespritzt. Die Tiere werden Klicktönen von 0,1 Sekunde Dauer sowie Pfeifgeräuschen mit einer Dauer von 3 Millisekunden ausgesetzt. Die Lautstärkeintensität variiert zwischen 10 und 100 dB. Während der Verabreichung dieser Reize werden mittels Elektroden die elektrischen Impulse im Hörzentrum des Gehirns der Tiere abgeleitet. Drei Elektroden werden dafür an verschiedenen Stellen unter die Haut der Tiere geschoben. Dieses Experiment wird in mehrmonatigen Abständen mehrmals wiederholt, um Altersunterschiede zu dokumentieren. Die Ratten werden bis zu einem Alter von 29, Gerbils bis zu einem Alter von 40 Monaten getestet. Danach werden die Tiere zur Untersuchung des Innenohrgewebes (Gehörgangsschnecke) getötet. Was mit den Mäusen geschieht, ist unklar.

Die Studie begann bereits 1994 und wird von der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Hörforschung, Altersforschung

Originaltitel: BDNF mRNA expression and protein localization are changed in age-related hearing loss

Autoren: Lukas Rüttiger (1), Rama Panford-Walsh (1), Thomas Schimmang (1), Justin Tan (2), Ulrike Zimmermann (1), Karin Rohbock (1), Iris Köpschall (1), Annette Limberger (1), Marcus Müller (3), Jürgen-Theodor Fraenzer (1), Jelka Cimerman (1), Marlies Knipper (1)*

Institute: (1) Molekulare Neurobiologie, Zentrum für Hörforschung Tübingen, Hals-Nasen-Ohrenklinik, Universität Tübingen, Elfriede-Aulhorn-Str. 5, 72076 Tübingen, (2) Instituto de Biologia y Gené:tica Molecular, Universidad de Valladolid y Consejo Superior de Investicaciones Cientificas, Spain, (3) Regenerative Biologie, Zentrum für Hörforschung Tübingen, Hals-Nasen-Ohrenklinik, Universität Tübingen

Zeitschrift: Neurobiology of Aging 2007: 28, 586-601

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 3855

Versuchsbeschreibung: Für die Studie werden männliche Sprague-Dawley Ratten, ein für die tierexperimentelle Forschung ausgezüchteter Albino-Ratten-Stamm, verwendet. Für das Experiment werden die Ratten narkotisiert. Dann wird ein Katheter in die Beinvene und -arterie eingebracht, um den Blutdruck, Blutgase und den Blutzellstatus zu überwachen. Die Ratten werden in einen Magnetresonanzscanner gelegt und am Kopf fixiert. Anschließend wird das Gehirn der Ratten gescannt. Epileptische Anfälle werden nun durch Injektion von Pilocarpinhydrochlorid in den Bauchraum der Ratten erzeugt. Diese Substanz hemmt einen die Muskulatur entspannenden Botenstoff im Gehirn, wodurch Krämpfe hervorgerufen werden. Um starke Muskelkrämpfe der Gliedmassen zu vermeiden, wird den Ratten 30 Minuten vor Gabe von Pilocarpin die beruhigend wirkende Substanz Scopolaminmethylnitrat in den Bauchraum gespritzt. Drei Kontrollratten erhalten nur eine Salzlösung injiziert. 5, 10, 15, 20, 30, 45, 60, 90 und 120 Minuten nach dem Einsetzen der Krämpfe werden die Ratten gescannt. Nach dem Experiment werden die Ratten wieder in ihre Käfige gebracht. Je zwei Ratten werden 30 Minuten und 120 Minuten nach Hervorrufen der Krämpfe sowie 1, 7 und 14 Tage nach dem Experiment getötet und das Gehirn zur Untersuchung entnommen. Drei unbehandelte Kontrolltiere werden ebenfalls getötet und das Gehirn untersucht.

Bereich: Epilepsieforschung, bildgebende Verfahren

Originaltitel: Monitoring of acute generalized status epilepticus using multilocal diffusion MR imaging: early prediction of regional neuronal damage

Autoren: T. Engelhorn (1)*, A. Hufnagel (2), J. Weise (3), M. Baehr (3), A. Doerfler (1)

Institute: (1) Institut für Neuroradiologie, Universität Erlangen, Schwabachanlage 6, 91052 Erlangen, (2) Institut für Neurologie, Universität Essen, Essen, (3) Institut für Neurologie, Universität Göttingen, Göttingen

Zeitschrift: American Journal of Neuroradiology 2007: 28, 321-327

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 3854

Versuchsbeschreibung: Die Schafe werden für die Knieoperation narkotisiert. Am linken Hinterbein eines jeden Schafes wird ein 60-70 mm langes Stück der Sehne des oberflächlich liegenden Beugemuskels herausgetrennt und auf eine entsprechende Länge gedehnt. Bei der Hälfte der Schafe wird diese Sehne als körpereigener Ersatz (Transplantat) für das vordere Kreuzband verwendet. Die restlichen Sehnen werden zunächst in sterilen Plastiktüten verpackt und bei -80 °C eingefroren. Die anderen 24 Schafe erhalten während einer zweiten Operation die Sehne eines jeweils anderen Schafes als Kreuzbandersatz (körperfremdes Transplantat). Für die Kreuzbandoperation wird das linke Kniegelenk geöffnet. Die Kniescheibe wird seitlich verschoben und das vordere Kreuzband herausgetrennt. Das Knie wird nun stark gebeugt. Mittels eines Führungsbolzens werden Tunnel in die Köpfe des Ober- und des Unterschenkelknochens gebohrt. Das Transplantat wird durch den Tunnel gezogen und außen am Knochen des Ober- bzw Unterschenkelkopfes befestigt. Die für die Operation abgetrennten Sehnen und Haltebänder werden wieder an ihrem ursprünglichen Ort befestigt und das Knie danach verschlossen. Vier Schafe sterben in Folge der Operation.

Die Tiere werden nach der Operation in ihre Käfige gebracht. Die Schafe erhalten die ersten drei Tage nach der Operation entzündungshemmende Medikamente. Nach zwei Wochen werden die Schafe in ein Außengehege gebracht, wo sie sich frei bewegen können. Nach jeweils 6, 12 und 52 Wochen wird ein Teil der Tiere durch Injektion von Kaliumchlorid getötet. Das linke Kniegelenk wird zur Untersuchung der mechanischen Belastbarkeit und des Gewebes herausgetrennt.

Bereich: Knochenchirurgie

Originaltitel: Fresh-frozen free-tendon allografts versus autografts in anterior cruciate ligament reconstruction: delayed remodeling and inferior mechanical function during long-term healing in sheep

Autoren: Sven U. Scheffler*, Tanja Schmidt, Insa Gangé:y, Moritz Dustmann, Frank Unterhauser, Andreas Weiler

Institute: Zentrum für Chirurgie des Bewegungsapparates, Institut für Orthopädische Chirurgie und Traumatologie, Universitätsmedizin Charité:, Augustenburger Platz 1, 13353 Berlin

Zeitschrift: The Journal of Arthroscopic and Related Surgery 2008; 24(4), 448-458

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 3853

Versuchsbeschreibung: Für das Experiment werden fünf junge und drei ältere Wüstenrennmäuse mit normalem Hörvermögen sowie fünf ältere Tiere mit eingeschränktem Hörvermögen verwendet. Die Messungen finden in einem geräuscharmen Raum statt. Die Tiere werden in Drahtkäfige gesetzt, in denen sich eine erhöhte Plattform befindet. Diese Plattform ist von einem Infrarotstrahl abgetrennt. Springt die Maus auf die Plattform wird der Lichtstrahl unterbrochen, dieses Signal wird von einem angeschlossenen System registriert. Das System ist mit einer Fütterungsanlage verbunden. Letztere fungiert als Belohnungssystem, wenn die Maus innerhalb von 1,2 Sekunden nach Präsentation eines Reizes von der Plattform springt. Die Tonreize werden über einen Lautsprecher verabreicht. Die Reaktionen der Tiere werden mittels einer Videokamera aufgezeichnet. Zu Beginn werden die Tiere trainiert, auf die Plattform zu springen und 1,2 Sekunden nach Reizpräsentation hinunter zu springen. Bei richtiger Reaktion erhalten die Tiere ein Futterpellet zur Belohnung. Für das Experiment werden die Tiere systematisch mit steigenden Geräuschpegeln im Abstand von 3 dB beschallt. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Hörforschung

Originaltitel: Temporal integration in the gerbil: The effects of age, hearing loss and temporally unmodulated and modulated speech-like masker noises

Autoren: Otto Gleich (1)*, Malte C. Kittel (1), Georg M. Klump (2), Jürgen Strutz (1)

Institute: (1) Abteilung ENT, Universität Regensburg, Franz-Josef-Strauß-Allee 11, 93042 Regensburg, (2) AG Zoophysiologie und Verhalten, Institut für Biologie und Umweltwissenschaften, Universität Oldenburg, 26111 Oldenburg

Zeitschrift: Hearing Research 2007: 224, 101-114

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 3852

Versuchsbeschreibung: Für die Studie werden Bsn Mäuse verwendet, die genetisch bedingt eine gestörte Funktion der Lichtsinneszellen der Netzhaut aufweisen. Mäuse mit normaler Funktion der Lichtsinneszellen dienen als Kontrollen. An den Mäusen werden die elektrischen Ströme in der Netzhaut nach Lichtreizung zu verschiedenen Zeitpunkten gemessen, und zwar: an den Tagen 14/15, 16-18, 20-30 nach der Geburt, nach 2-3 Monaten und nach mehr als einem Jahr. Vor jeder Messung werden die Mäuse über Nacht an die Dunkelheit gewöhnt. Am Morgen werden die Mäuse durch Injektion eines Anästhetikums in den Bauchraum narkotisiert und die Pupillen der Tiere mit Augentropfen weitgestellt. Eine erste Elektrode wird auf der Augenhornhaut befestigt und eine weitere Elektrode unter die Kopfhaut geschoben. Eine dritte Elektrode wird in den Schwanz eingebracht. Die Maus wird seitlich gebettet und der Kopf befestigt. Die Sinneszellen in der Netzhaut werden mit Licht unterschiedlicher Frequenzen und Intensitäten gereizt und die dadurch erzeugten elektrischen Ströme der Sinneszellen abgeleitet.

Nach etwa zwei Jahren werden die Mäuse unter Narkose durch Enthauptung getötet. Die Augen werden herausgetrennt und die Netzhaut zur Untersuchung präpariert.

Die Studie wurde u.a. von der Deutschen Forschungsgesellschaft und einem Preis der Max Planck Gesellschaft finanziert.

Bereich: Sinnesphysiologie

Originaltitel: Structural and functional remodeling in the retina of a mouse with a photoreceptor synaptopathy: plasticity in the rod and degeneration in the cone system

Autoren: Dana Specht (1,2), Susanne tom Dieck (1,2,4), Josef Ammermüller (3), Hanna Regus-Leidig (1,4), Eckart Dieter Gundelfinger (4), Johann Helmut Brandstätter (1)*

Institute: (1) Institut für Biologie, Tierphysiologie, Universität Erlangen-Nürnberg, Staudtstrasse 5, 91058 Erlangen, (2) Max Planck Institut für Gehirnforschung, Neuroanatomie, Frankfurt/Main, (3) AG Neurobiologie, Universität Oldenburg, (4) Leibnitz Institut für Neurobiologie, Magdeburg

Zeitschrift: European Journal of Neuroscience 2007: 26, 2506-2515

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 3851

Versuchsbeschreibung: Für das Experiment werden die Hunde zunächst narkotisiert und der Brustraum geöffnet. Nun wird bei vier Hunden der linke vordere Zweig der absteigenden Herzkranzarterie abgebunden, wodurch ein Herzinfarkt künstlich hervorgerufen wird. Bei den anderen vier Hunden wird ein kleiner Einschnitt am Herzbeutel erzeugt, um eine Operation vorzutäuschen (Schein-OP). Nach vier Tagen wird den Hunden Blut abgenommen. Am Tag 29 nach der Operation werden die Hunde einer Magnetresonanztomographie am Herzen unterzogen. Die Tiere werden dafür narkotisiert und auf die rechte Seite gelegt. Eine Strahlenspule wird auf die linke Brust in Herznähe platziert und EKG-Elektroden auf die rasierte Brust der Hunde angebracht. Nach einer ersten Bildaufnahme mit einem Ganzkörperscanner wird den Hunden ein Kontrastmittel gespritzt, wonach dann weitere Bildsequenzen erzeugt werden. Direkt im Anschluss erfolgt die berührungslose Infarktkartierung. Dazu werden eine Elektrode über die linke Beinarterie sowie ein steuerbarer Verödungskatheder über die rechte Beinarterie in das Herz eingeführt. Über die Katheter werden Messungen während einer Herzfrequenzerhöhung vorgenommen. Im Anschluss an die Kartierung werden die Hunde getötet und das Herz zur Untersuchung entnommen.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Pathologie, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Determination of myocardial infarct size by noncontact mapping

Autoren: Frederik Voss*, Henning Steen, Alexander Bauer, Evangelos Giannitsis, Hugo A. Katus, Rüdiger Becker

Institute: Abteilung für Kardiologie, Universität Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 410, 69120 Heidelberg

Zeitschrift: Heart Rhythm 2008: 5, 308-314

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 3850

Versuchsbeschreibung: Für das Experiment werden trächtige weibliche Wistar-Ratten (Harlan-Winkelmann, Borchen, Deutschland), ein für die tierexperimentelle Forschung gezüchteter Albinostamm, verwendet. Die sehr geselligen Tiere werden vom 13.-19. Tag nach der Befruchtung einzeln in Käfigen gehalten. Am 19. Tag nach der Empfängnis werden die Ratten narkotisiert. Der Bauchraum wird geöffnet, die Gebärmutterhörner freigelegt und die Föten gezählt. Dann werden die Arterien beidseitig des Uterus (Gebärmutter) abgebunden. Ein Teil der Ratten wird scheinoperiert, d.h., die Tiere werden aufgeschnitten, aber die Blutgefäße werden nicht abgebunden. Danach wird die Gebärmutter wieder in den Unterleib gebracht und der Bauchraum zugenäht. Bis auf drei Föten überleben alle das Prozedere. Unbehandelte trächtige Ratten dienen als Kontrollen. Alle trächtigen Ratten gebären zwischen dem 21. und 22. Tag nach der Empfängnis. Aus dem Wurf werden 24 männliche Jungtiere (je sechs von den Kontrollratten, von den scheinoperierten Ratten und den Ratten mit abgebundenen Arterien) für die Weiterbeobachtung ausgewählt. Die übrigen Jungtiere werden getötet. Die ausgewählten Neugeborenen werden zu Pflegemüttern gesetzt, deren eigener Wurf getötet wird. Nach dem Abstillen (am 28. Tag) werden die Jungtiere von der Pflegemutter getrennt.

Alle Jungtiere werden in der ersten Woche nach der Geburt täglich und danach wöchentlich gewogen. In der 7., 15. und 30. Woche nach der Geburt werden die Tiere für 24 Stunden in Stoffwechselkäfigen gehalten, um deren Urin über Löcher im Boden aufzufangen. Nach nächtlichem Nahrungsentzug wird am darauffolgenden Morgen ein Zuckerbelastungstest durchgeführt. Dazu wird den Jungtieren eine hochprozentige Zuckerlösung in den Bauchraum gespritzt. Direkt vor und 30, 60, 90 und 120 Minuten nach Injektion wird Blut aus der Schwanzvene entnommen. Zwei Tage später wird nach erneuten nächtlichem Nahrungsentzug innerhalb von 30-60 Sekunden unter Narkose 2 Milliliter Blut aus der Augenhöhle entnommen. Sechs der Jungtiere überleben die Narkose nicht. Im Alter von 30 Wochen werden die Tiere nach nächtlichem Nahrungsentzug durch Narkose getötet. Das Fettgewebe beidseitig des Nebenhodens und ein Teil des Bauchfettes oberhalb der Baucharterie werden zu Analysezwecken entnommen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und der Universität Erlangen finanziell unterstützt.

Bereich: Reproduktionsforschung

Originaltitel: Uteroplacental insufficiency after bilateral uterine artery ligation in the rat: impact on postnatal glucose and lipid metabolism and evidence for metabolic programming of the offspring by sham operation

Autoren: Kai-Dietrich Nüsken (1,2)*, Jörg Dötsch (1), Manfred Rauh (1), Wolfgang Rascher (1), Holm Schneider (2,3)

Institute: (1) Kinderklinik, Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (2) Experimentelle Medizin, Nikolaus Fiebiger Zentrum für Molekularmedizin, Universität Erlangen-Nürnberg, Loschgestrasse 15, 91054 Erlangen, (3) Experimentelle Neonatologie, Kinderklinik, Medizinische Universität Innsbruck, Österreich

Zeitschrift: Endocrinology 2008:149, 1056-1063

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 3849