Versuchsbeschreibung: Die unbekannte Anzahl an Ratten wird mit einem Narkose-Schmerzmittel-Gemisch durch Einspritzung in die Bauchhöhle betäubt. Für die Operation wird der Kopf einer Ratte in ein sogenanntes stereotaktisches System gespannt. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten und ein 2 x 2 mm großes Loch wird in die Schädeldecke nahe des zu untersuchenden Hirnbereichs gebohrt. Die Hirnhaut wird aufgeklappt und eine Sonde mit 18 Mikroelektroden eingeführt, die an einem Kabel befestigt ist. Das Schädelloch wird mit der ausgebohrten Schädelplatte wieder verschlossen, wobei das Kabel aus der Schädeldecke herausragt. Die Ränder des Lochs werden mittels Gelschaum verschlossen und das operierte Schädelareal mit einem Plastikgemisch überdeckt. Das nun aus der Schädeldecke herausstehende Kabel wird mit einer Art Stecker verbunden, welcher mit 4-5 Knochenschrauben im Rattenschädel verankert wird.

Für jede Messung der Hirnaktivität werden die Ratten in nicht genauer beschriebener Weise in Narkose versetzt. Dies geschieht 3 und 36 Tage nach der Operation. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) sowie der Exzellenzstrategie des Bundes und der Länder gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie

Originaltitel: Silicon-based microfabrication of free-floating neural probes and insertion tool for chronic applications

Autoren: Andreas Schander (1)*, Heiko Stemmann (2), Andreas K. Kreiter (2), Walter Lang (1)

Institute: (1) Institut für Mikrosensoren, -aktoren und -systeme (IMSAS), Universität Bremen, Bremen, (2) Institut für Hirnforschung, Zentrum für Kognitionswissenschaften, Universität Bremen, Bremen

Zeitschrift: Micromachines 2018; 9: 131. doi: 10.3390/mi9030131

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5023

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Senator für Gesundheit Bremen genehmigt. 5 männliche Rhesusaffen, deren Herkunft nicht beschrieben ist, werden unter Narkose Schrauben in den Schädelknochen, eine Vorrichtung als Kopfhalter sowie eine Elektrodenkammer implantiert. Diese werden mit Knochenzement und Zahnzement fixiert. Die Elektrodenkammer wird über ein Bohrloch im Schädelknochen über einer bestimmten Hirnregion montiert, von der aus 6 bzw. 4 Elektroden in das Gehirngewebe eingeführt werden, die Signale aufnehmen können. Die Affen können sich 6 Wochen erholen, bevor die Experimente beginnen.

Für die Experimente werden die Affen in einem sogenannten Primatenstuhl fixiert, in dem ihr Kopf mit Hilfe des Haltebolzens über die gesamte Zeit eines Versuchs bewegungsunfähig gehalten wird. Zunächst werden die Affen „trainiert“. Die Trainingsmethode wird nicht näher beschrieben, aber üblicherweise wird Durst eingesetzt. Als „Belohnung“ für ein wunschgemäßes Verhalten, erhalten die Tiere etwas Flüssigkeit. Die Aufgabe besteht darin, mit den Augen einen Punkt auf einem Monitor anzustarren und einen Schalter zu drücken. Dann erscheint an variablen Stellen des Bildschirms ein sich bewegender Balken. Der Affe darf den Blick nicht von dem Punkt wegbewegen. Verschwindet der Balken, muss das Tier den Schalter loslassen. Zeigt der Affen die gewünschte Reaktion, erhält er eine kleine Menge Wasser oder verdünnten Traubensaft. Lässt er den Hebel zu früh oder zu spät los oder wendet er den Blick ab, gibt es nichts zu trinken. Da diese Flüssigkeitsverabreichung eine Belohnung darstellt, kann – obwohl nicht erwähnt - davon ausgegangen werden, dass die Affen unter starkem Flüssigkeitsentzug leiden, da nur unter Durstgefühl eine kleine Menge Flüssigkeit eine Belohnung darstellt.

Die dabei auftretenden Nervenströme im Gehirn werden von den sich im Gehirn befindlichen Elektroden aufgezeichnet.

Die Affen werden weiterhin mit diesen Vorrichtungen im Gehirn für andere Versuche eingesetzt, welche das gleiche Hirnareal im Fokus haben. Dabei verbleiben die Elektroden über Tage, Wochen oder auch Monate (keine genauere Definition) im Gehirngewebe. Was danach mit den Affen passiert, wird nicht beschrieben.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie

Originaltitel: Optimizing the yield of multi-unit activity by including the entire spiking activity

Autoren: Eric Drebitz*, Detlef Wegener *, Bastian Schledde, Andreas K. Kreiter

Institute: Institut für Hirnforschung, Zentrum für Kognitionswissenschaften, Universität Bremen, Bremen

Zeitschrift: Frontiers in Neuroscience 2019; 13: 83

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5022

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom LAVES genehmigt (Referenznummer 33.19-42502- 04-12/0891), die Schweine, denen transgene Embryonen eingepflanzt werden, entstammen der hausinternen Zucht des Instituts für Nutztiergenetik, Mariensee. Die transgenen Embryonen werden erzeugt, indem aus 27 Tage alten Schweine-Föten Zellen isoliert und dann in vitro genetisch modifiziert werden. Wie die Föten aus den Muttertieren entfernt werden und wie viele Muttertiere dafür eingesetzt wurden, wird in der vorliegenden Arbeit nicht beschrieben. Diese Sauen sind aufgrund fehlender Informationen nicht in der oben genannten Anzahl der Tiere mit inbegriffen.

12 jungen weiblichen Mutterschweinen werden jeweils ca. 100 transgene Embryonen implantiert. Bei 7 Sauen wird eine Schwangerschaft festgestellt, 7 Ferkel werden tot geboren und 4 lebend. Ein schwangeres Muttertier wird 27 Tage nach der Empfängnis getötet und die 9 Föten entnommen, um Untersuchungen an ihren Zellen durchzuführen und diese für weitere Klonierungen einzusetzen. Ein lebend geborenes transgenes Ferkel wird im Alter von 4 Monaten getötet, um die Folgen der Genmutation in seinen Organen zu untersuchen. Ein nicht transgenes Ferkel wird ebenso getötet, um zum Vergleich für die Analysen eine Kontrolle zu haben. Im weiteren Verlauf wird den Ferkeln für diverse Untersuchungen noch über mehrere Wochen hinweg regelmäßig Blut abgenommen. Ihr weiteres Schicksal wird nicht beschrieben.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziert.

Bereich: Xenotransplantationsforschung, Gentechnik

Originaltitel: Pigs expressing the human inhibitory ligand PD-L1 (CD 274) provide a new source of xenogeneic cells and tissues with low immunogenic properties

Autoren: Anna Buermann (1), Stoyan Petkov (2), Björn Petersen (2), Rabea Hein (1), Andrea Lucas-Hahn (2), Wiebke Baars (1), Antje Brinkmann (1), Heiner Niemann (2)*, Reinhard Schwinzer (1)*

Institute: (1) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) Institut für Nutztiergenetik, Friedrich-Löffler-Institut, Mariensee, Höltystr. 10, 31535 Neustadt

Zeitschrift: Xenotransplantation 2018; 25(5): e12387. Doi: 10.1111/xen.12387

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5021

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Tübingen unter der Nummer TVA HG 4/12 genehmigt. Die Versuche werden mit Wildtyp-Mäusen (genetisch unverändert) und transgenen Mäusen durchgeführt, bei denen ein menschliches Gen eingebaut wurde. Dieses Gen ist eines von vielen, die bei erblichen Formen von Parkinson im Menschen verändert sind. Von der erblichen Form von Parkinson sind weniger als 10% der Patienten betroffen.

Die Tiere entstammen höchstwahrscheinlich der hausinternen Zucht der Universität Tübingen und werden auch dort gehalten. Mit den 14 Wochen alten transgenen und den unveränderten Mäusen werden mehrere Versuche durchgeführt, bei denen die Tiere Stressfaktoren ausgesetzt werden. Bezeichnet wird dies als „chronic unpredictable mild stress protocol“, also „chronisches, unvorhersehbares, mildes (!) Stress-Protokoll. Dieses Protokoll besteht aus 7 verschiedenen Arten von Stress, denen die Tiere 8 Wochen lang (!) ohne Pause ausgesetzt werden.

Die Stress-Arten sehen folgedermaßen aus:

- Einengung (1 Stunde lang): Hierbei werden die Tiere einzeln in enge Röhrchen gesteckt, in denen sie völlig bewegungsunfähig sind.

- Käfig in Schieflage (2 Stunden lang).

- Direkte Konfrontation mit einer Ratte (30 Minuten lang).

- Wasser-Entzug (16 Stunden lang): Das Wasser wird den Mäusen in der Nacht entzogen. Mäuse sind nachtaktiv, tagsüber schlafen sie die ganze Zeit, daher fehlt ihnen das Wasser in der Aktivitätsphase.

- Futter-Entzug (16 Stunden lang): Auch das Futter wird den Mäusen nachts, also in der aktiven Phase, entzogen. Mäuse reagieren viel empfindlicher auf Futterentzug als Menschen, denn sie nehmen von Natur aus in der aktiven Phase ständig Futter zu sich. Junge Mäuse können beispielsweise nach 12-24 Stunden Futterentzug bereits sterben.

- Licht-Stress (12 Stunden lang nachts).

- Vertauschter Tag-Nacht-Zyklus (das ganze Wochenende über): Tagsüber, wenn die Mäuse schlafen, werden sie der Dunkelheit ausgesetzt, nachts, wenn die Tiere aktiv sind, der Helligkeit. Die Mäuse kommen so kaum zur Ruhe.

Nach 3 Tagen Stress und am Ende der 56-tägigen Stressperiode werden jeweils einige Mäuse durch Genickbruch getötet, der Kopf wird abgeschnitten, um Blut zu gewinnen. Mit anderen Stress ausgesetzten Mäusen wird im Alter von 6 Monaten Verhaltenstests, z.B. zum Angstverhalten durchgeführt. So wird eine Maus in eine Box mit einer hellerleuchteten und einer dunklen Hälfte gesetzt. Es wird beobachtet, wie lange sich die Maus im dunklen Bereich aufhält, was als ängstliches Verhalten gilt.

Die Verhaltenstests werden zudem zweimal mit einer Gruppe männlicher Mäuse durchgeführt (ebenfalls genetisch unveränderte und genetisch veränderte Tiere), im Alter von 13 und 20 Monaten.

In der Publikation wird erwähnt, dass einige Tiere während des Versuchszeitraums gestorben sind. Es wird nicht gesagt, warum bzw. woran die Tiere verstorben sind oder ob und aus welchen Gründen sie getötet wurden.

Mitfinanziert wurde die Arbeit u.a. vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), vom Interdisziplinären Zentrum für Klinische Forschung (IZKF), vom Ministerium für Wissenschaft, Forschung und Kunst Baden-Württemberg, vom Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD), von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und von der Universität Tübingen.

Bereich: Parkinson-Forschung, Stressforschung

Originaltitel: Distinct stress response and altered striatal transcriptome in alpha-synuclein overexpressing mice

Autoren: Zinah Wassouf (1), Thomas Hentrich (1), Nicolas Casadei (1), Mirko Jaumann (2), Marlies Knipper (2), Olaf Riess (1), Julia M. Schulze-Hentrich (1)*

Institute: (1) Institut für Medizinische Genetik und angewandte Genomik, Universität Tübingen, Calwerstraße 7, 72076 Tübingen, (2) Molekulare Hörphysiologie, Universitätsklinik für Hals-, Nasen- und Ohrenheilkunde, Tübinger Hörforschungszentrum, Universität Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: Frontiers in Neuroscience 2019; 12: 1033. Doi: 10.3389/fnins.2018.01033

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5020

Versuchsbeschreibung: Die Genehmigung der Versuche erfolgt durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (Genehmigungsnummer G-0088/16). Hochschwangere Ratten werden von den Forschungseinrichtungen für Experimentelle Medizin (FEM) der Charité Universitätsmedizin zur Verfügung gestellt. Innerhalb der ersten 12 Lebensstunden werden die Rattenbabys in zwei Gruppen eingeteilt. Die Jungtiere der ersten Gruppe werden zusammen mit den jeweiligen Muttertieren in eine Umgebung mit Raumluft (21 % Sauerstoff) verbracht. Die Ratten der zweiten Gruppe erhalten 80 % Sauerstoff, jeweils an den ersten drei oder fünf Tagen nach der Geburt. Zur Vermeidung einer Sauerstoffvergiftung werden die Muttertiere rotiert und alle 24 Stunden jeweils zu Jungtieren mit Raumluft oder hohem Sauerstoffgehalt gesetzt. Das bedeutet, die Mütter werden von ihren Jungen getrennt und fremden Jungen vorgesetzt. Alle Rattenbabys erhalten jetzt zwei- bis dreimalig im 48-Stunden-Abstand (beginnend mit dem Tag der Geburt) entweder eine wirkungslose Pufferlösung oder eine hoch konzentrierte Koffeinlösung in die Bauchhöhle gespritzt.

Alle Jungtiere werden entweder am Ende der „Begasung“ mit 80 % Sauerstoff (Tag 3 bzw. 5) oder am Tag 15 nach der Geburt betäubt und getötet. Anschließend wird die Lunge für weitere Untersuchungen entnommen.

Bereich: Neugeborenenkunde

Originaltitel: Antioxidative effects of caffeine in a hyperoxia-based rat model of bronchopulmonary dysplasia

Autoren: Stefanie Endesfelder*, Evelyn Strauß, Till Scheuer, Thomas Schmitz, Christoph Bührer

Institute: Klinik für Neonatologie, Charité Universitätsmedizin Berlin, Augustenburger Platz 1, 13353 Berlin

Zeitschrift: Respiratory Research 2019; 20: 88

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5019

Versuchsbeschreibung: Eine Genehmigung der Versuche erfolgt durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) in Berlin. Die 6-8 Wochen alten Mäuse, die von Janvier Labs in Frankreich stammen, werden in 2 Gruppen eingeteilt (Kontroll- und Medikamentengruppe). Je nach Gruppen-Zugehörigkeit bekommen die Tiere an vier aufeinanderfolgenden Tagen entweder Kochsalzlösung oder ein Medikament unter die Haut gespritzt, welches die Herzmuskelzellen schädigt und dadurch zu Vernarbungen im Gewebe und zum Infarkt führen kann. Zwei Tiere der Medikamentengruppe sterben innerhalb der ersten Tage, eines davon durch einen Herzinfarkt. Innerhalb der Woche nach der letzten Spritze werden die Tiere Belastungstests unterzogen. Dafür werden sie auf ein Laufband gesetzt, dessen Geschwindigkeit und Neigungswinkel ständig erhöht werden. Jede Maus muss dort bis zur Erschöpfung laufen. Dies ist bei beiden Gruppen nach etwa 21-22 Minuten der Fall. Erneut eine Woche später werden bei allen Tieren EKGs durchgeführt und die Mäuse anschließend auf nicht genannte Weise getötet. Die Herzen werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Gefördert wurde die Studie vom Deutschen Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung, dem Bundesministerium für Bildung und Forschung und der Deutschen Gesellschaft für Kardiologie.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Characterization of myocardial microstructure and function in an experimental model of isolated subendocardial damage

Autoren: Niklas Beyhoff (1,2), David Lohr (3), Anna Foryst-Ludwig (1,2), Robert Klopfleisch (4), Sarah Brix (1,2), Jana Grune (1,2,5), Arne Thiele (1,2), Lasti Erfinanda (2,5), Arata Tabuchi (2,5), Wolfgang M. Kuebler (2,5), Burkert Pieske (2,6), Laura M. Schreiber (3), Ulrich Kintscher (1,2)*

Institute: (1) Institut für Pharmakologie, Center for Cardiovascular Research (CCR), Charite - Universitätsmedizin Berlin, Hessische Str. 3-4, 10115 Berlin, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Berlin, (3) Lehrstuhl für Zelluläre und Molekulare Bildgebung, Deutsche Zentrum für Herzinsuffizienz, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg, (4) Institut für Tierpathologie, Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Berlin, (5) Institut für Physiologie, Charite - Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (6) Klinik für Innere Medizin – Kardiologie, Campus Virchow Klinikum, Charité - Universitätsmedizin Berlin und Deutsches Herzzentrum Berlin (DHZB), Berlin

Zeitschrift: AHA Journals Hypertension 2019; 74: 295-304

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5018

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Genehmigungsnummern 84-02.04.2014.A042 und 84-02.04.2014.A037) genehmigt. 6 Wochen alte C57Bl/6N Mäuse werden von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, gekauft. Einige der Tiere werden gentechnisch manipuliert, um verschiedene Mutationen in ihrem Erbgut zu erzeugen. Diese Mäuse werden weiter gezüchtet, üblicherweise geschieht dies über mehrere Generationen.

Es wird eine Vielzahl an Versuchen jeweils mit verschiedenen genmanipulierten Mäusen durchgeführt. In einem Versuch bekommt die Hälfte der Mäuse normales Futter mit 5,5 % Fettgehalt (Kontrollgruppe) und die andere Hälfte bekommt Futter mit hohem Fettgehalt (35,5 %, HFD Gruppe) ab der dritten Lebenswoche. Nach 24 Wochen werden mindestens 8 Tiere je Gruppe getötet und Gewebe wird für eine Fettanalyse entnommen. Die Art der Tötung wird nicht erwähnt.

Den Kontroll- und HFD-Gruppen werden Mäuse zugeordnet, die die gleiche Mutation entweder im ganzen Körper oder nur in den Muskeln aufweisen. Die ersten nehmen unter den HFD-Bedingungen ab und entwickeln einen Tremor (Zittern), die Mäuse der zweiten Gruppe nehmen dabei zu und entwickeln keinen Tremor. Bei mindestens 41 Mäusen der Kontroll- und HFD-Gruppe werden durch einen Schnitt in den Schwanz einige Blutstropfen gewonnen, um den Blutzuckergehalt zu messen. Üblicherweise geschieht dies ohne Narkose.

Den Mäusen wird eine Insulin- oder Glukose-haltige Lösung in die Bauchhöhle gespritzt und 15, 30, 60 und 120 Minuten danach wird wieder in den Schwanz geschnitten, um weitere Blutentnahmen zu ermöglichen. Mindestens 40 Mäusen wird unter Narkose ein Katheter durch die Halsvene bis zur Leber geführt und implantiert. 5-6 Tage nach dem Eingriff werden die Tiere in sehr enge Röhren, in denen sie völlig bewegungsunfähig sind, bis zu 3 Stunden eingesperrt. Während dieser Zeit wird den Tieren durch den Katheter direkt in die Leber eine Insulin- und Glukose-haltige Lösung kontinuierlich verabreicht, der Schwanz der Tiere wird regelmäßig zur Blutentnahme eingeschnitten. Am Ende dieses Versuchs werden die Mäuse geköpft und mehrere Organe werden zur Analyse entnommen. Es wird nicht erwähnt, ob die Tiere vor der Tötung betäubt werden.

Im Alter von 19 Wochen werden Kontroll- und HFD-Mäuse mindestens 6 Tage einzeln in kleine Messkammern gesperrt, in denen verschiedene Stoffwechselgrößen erfasst werden. Danach werden die Tiere entweder durch Genickbruch oder mittels Narkose in Überdosierung getötet und ihre Organe werden zur Analyse entnommen.

Diese Arbeit wurde finanziell gefördert von dem Leibniz Preis, dem Exzellenzcluster CECAD (finanziert von der Deutschen Forschungsgemeinschaft), dem Bundesministerium für Bildung und Forschung zusammen mit dem Deutschen Zentrum für Diabetesforschung e.V., dem Cologne Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), der Alexander von Humboldt-Stiftung, dem Köln Fortune Programm der Universität zu Köln, den Schweizerischen Nationalfonds zur Förderung der wissenschaftlichen Forschung und der Universität Basel.

Bereich: Diabetes-Forschung, Ernährungswissenschaft

Originaltitel: CerS1-derived C18:0 ceramide in skeletal muscle promotes obesity-induced insulin resistance

Autoren: Sarah M. Turpin-Nolan (1,2,3)*, Philipp Hammerschmidt (1,2,3), Weiyi Chen (1,2,3), Alexander Jais (1,2,3), Katharina Timper (1,2,3), Motoharu Awazawa (1,2,3), Susanne Brodesser (3), Jens C. Brüning (1,2,3,4)*

Institute: (1) Department of Neuronal Control of Metabolism, Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung, Gleueler Strasse 50, 50931 Köln, (2) Poliklinik für Endokrinologie, Diabetologie und Präventivmedizin (EDP), Uniklinik Köln, Köln, (3) Exzellenzcluster CECAD und Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Köln

Zeitschrift: Cell Reports 2019; 26: 1-10

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5017

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom LANUV, Recklinghausen, genehmigt. Die weiblichen, 4 Wochen alten Ratten der Zuchtlinie Wistar werden bei Charles River Laboratories, Sulzfeld, gekauft. Es werden heranwachsende, weibliche Ratten ausgewählt, da Magersucht (Anorexia nervosa) vor allem bei weiblichen Teenagern vorkommt. In ihrem Einzelkäfig steht ein Laufrad zur Verfügung. Daher wird das Hungern der Tiere als ABA (Aktivität-basierende Anorexie) bezeichnet.

Nach einer 10-tägigen Eingewöhnungsphase erhält eine Gruppe von 12 Ratten nur 40% der normalen Futterration, mit der Folge, dass die Tiere innerhalb einer Woche 25% ihres Gewichts verlieren (akutes Hungern). Dann wird dieses Gewicht 2 Wochen gehalten, indem die Tiere täglich gewogen werden und die Futtermenge angepasst wird (chronisches Hungern). Zu Beginn der Hungerperiode wiegen die Tiere etwa 125 g und am Ende 90 g. 12 Ratten der Kontrollgruppe werden normal gefüttert und nehmen als Jungtiere in dieser Zeit von 125 g auf etwa 170 g zu. Die Ratten der Hungergruppe wiegen also am Ende nur knapp halb so viel wie ihre gefütterten Artgenossen. Schließlich werden alle Tiere getötet.

In einer zweiten Versuchsreihe mit 12 „Versuchs“ratten und 11 Kontrolltieren erhalten die Tiere nach der 7-tägigen akuten und der 14-tägigen chronischen Hungerperiode für 20 Tage eine normale Futtermenge. Zu Beginn und am Ende der Wiederaufnahme der normalen Fütterung werden Magnetresonanz-Aufnahmen vom Kopf gemacht. Dann werden die Tiere getötet. Die zuvor gehungerten Ratten nehmen innerhalb der 20 Tage stark zu, so dass sie am Tag ihrer Tötung fast so viel auf die Waage bringen, wie die Kontrolltiere. Die Tötung (vermutlich bei allen Ratten) erfolgt mittels Durchströmen mit künstlicher Rückenmarksflüssigkeit. Üblicherweise wird dazu ein Tier narkotisiert, der Brustkorb wird aufgeschnitten und ein Katheter in die vom Herzen wegführende Arterie gelegt. Nun wird eine Flüssigkeit in den Blutkreislauf gepumpt, bis alles Blut ausgetauscht ist und das Tier stirbt.

Die Versuche wurden durch die Uniklinik RWTH Aachen finanziert.

Bereich: Psychiatrie

Originaltitel: The reduction of astrocytes and brain volume loss in anorexia nervosa – the impact of starvation and refeeding in a rodent model

Autoren: Linda Frintrop (1)*, Stefanie Trinh (1), Johanna Liesbrock (1,2), Christina Leunissen (1), Julia Kempermann (1), Serhat Etdöger (1), Martien J. Kas (3,4), René Tolba (5), Nicole Heussen (6,7), Joseph Neulen (8), Kerstin Konrad (2), Vera Päfgen (9), Fabian Kiessling (9), Beate Herpertz-Dahlmann (2), Cordian Beyer (1), Jochen Seitz (2)

Institute: (1) Neuroanatomie, Uniklinik RWTH Aachen, Wendlinweg 2, 52074 Aachen, (2) Klinik für Psychiatrie, Psychosomatik und Psychotherapie des Kinder- und Jugendalters, Uniklinik RWTH Aachen, Aachen, (3) Department of Translational Neuroscience, Brain Center Rudolf Magnus, University Medical Center Utrecht, , Utrecht, Niederlande, (4) Groningen Institute for Evolutionary Life Sciences, University of Groningen, Groningen, Niederlande, (5) Institut für Versuchstierkunde und Zentrallaboratorium für Versuchstiere, Uniklinik RWTH Aachen, Aachen, (6) Institut für Medizinische Statistik, Uniklinik RWTH Aachen Aachen, (7) Zentrum für Biostatistik und Epidemiologie, Sigmund-Freud-Universität, Wien, Österreich, (8) Klinik für Gynäkologische Endokrinologie und Reproduktionsmedizin, Uniklinik RWTH Aachen, Aachen, (9) Institut für Experimentelle Molekulare Bildgebung, RWTH Aachen, Aachen

Zeitschrift: Translational Psychiatry 2019; 9: 159

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5016

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Genehmigungsnummer 84-02.04.2017.A037) genehmigt. Die Herkunft der Tiere und der Ort, an dem die Experimente durchgeführt werden, werden nicht erwähnt. Die Tiere werden gentechnisch manipuliert, um verschiedene Mutationen in ihrem Erbgut zu erzeugen. Um bestimmte embryonale Zellen zu isolieren, werden schwangere Mäuse am Anfang des letzten Schwangerschaftsdrittels betäubt und durch Genickbruch getötet. 74 Feten mit 5 verschiedenen Mutationshintergründen werden aus den Gebärmüttern ihrer getöteten Mütter geschnitten und zerkleinert.

46 Mäuse im Alter von 9 bis 12 Wochen bekommen eine Woche lang eine Substanz ins Trinkwasser, die eine Dickdarmentzündung bei den Tieren hervorruft. Die Tiere werden täglich gewogen und nach 7, 8 oder 21 Tagen getötet. Ihr Dickdarm wird analysiert. Die Tötungsart wird nicht erwähnt.

Das Rückenfell von 11 Wild–Typ- und 19 gentechnisch veränderten Mäusen wird geschoren und eine krebserregende Lösung wird auf die Haut aufgetragen. Die Tiere bekommen diese Lösung zweimal wöchentlich für 25 Wochen und werden bis zur Feststellung von Hauttumoren beobachtet.

Um Lungenkrebs bei 35 Mäusen hervorzurufen, wird den Tieren unter Narkose ein Katheter durch den Mund bis in die Luftröhre gesteckt und eine krebserregende Substanz hinein gesprüht. Die Mäuse werden wöchentlich auf Lungentumoren untersucht.

24 Wild-Typ-Mäusen und 45 mutierten Mäusen wird unter Narkose eine krebserregende Lösung in das rechte Hinterbein gespritzt, um ein Fibrosarkom (eine bestimmte Krebsart) bei den Tieren herbeizuführen. Die Mäuse werden wöchentlich auf Tumoren gecheckt und die Bestimmung der Größe ihrer Tumoren erfolgt unter Narkose durch Magnetresonanztomographie (MRT). Zusätzlich untersucht die Studie wie lange die Mäuse, bei denen Lungenkrebs oder ein Fibrosarkom hervorgerufen wurde, überleben. Einer „Überlebenskurve“ zufolge sterben die Mäuse mit Lungenkrebs nach einigen Wochen bis Monaten. Nach 6-10 Monaten sind alle Mäuse tot. Es wird allerdings nicht erwähnt, ob und wie die Tiere vorzeitig getötet werden, demzufolge ist anzunehmen, dass die Tiere qualvoll an den Tumoren sterben.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft, dem Bundesland NRW als Teil der EFRE Initiative, der Else-Kröner-Fresenius Stiftung, der Europäischen Kommission, der Deutschen Krebshilfe, dem Bundesministerium für Forschung und Bildung und von dem Köln Fortune Programm der Universität zu Köln finanziell gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Gentechnik

Originaltitel: The Cdkn1aSUPER mouse as a tool to study p53-mediated tumor suppression

Autoren: Alessandro Torgovnick (1,2,3)*, Jan Michel Heger (1,2), Vasiliki Liaki (1,2) Jörg Isensee (4), Anna Schmitt (1,2) Gero Knittel (1,2), Arina Riabinska (1,2), Filippo Beleggia (1,2), Lucie Laurien (2), Uschi Leeser (1,5), Christian Jüngst (2), Florian Siedek (6,) Wenzel Vogel (7), Niklas Klümper (7), Hendrik Nolte (2), Maike Wittersheim (8), Lars Tharun (8), Roberta Castiglione (1,2,8), Marcus Krüger (2), Astrid Schauss (2), Sven Perner (7), Manolis Pasparakis (2), Reinhard Büttner (8,9), Thorsten Persigehl (6), Tim Hucho (4), Grit Sophie Herter-Sprie (1,2), Björn Schumacher (2,3,9)*, Hans Christian Reinhardt (1,2,9)*

Institute: (1) Klinik I für Innere Medizin, Universitätsklinik Köln, Weyertal 115b, 50931 Köln, (2) Exzellenzcluster CECAD, Universität zu Köln, Köln, (3) Institut für Genomstabilität in Alterung und Erkrankung, Universität zu Köln, Köln, (4) Klinik für Anästhesiologie und Operative Intensivmedizin, Experimentelle Anästhesiologie und Schmerzforschung, Köln, (5) SYNLAB Holding Deutschland GmbH, Augsburg, (6) Institut für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinik Köln, Köln, (7) Institut für Pathologie, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein Campus Lübeck und Leibniz Forschungszentrum Borstel, Leibniz-Zentrum für Medizin und Biowissenschaften, Lübeck und Borstel, (8) Institut für Pathologie, Universitätsklinik Köln, Köln, (9) Center for Molecular Medicine, Uniklinik Köln, Köln

Zeitschrift: Cell Reports 2018; 25: 1027–1039

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5015

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom LANUV (Genehmigungsnummer 84–02.04.2015.A487) genehmigt. Die Tiere stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld. Die Mäuse gehören zwei unterschiedlichen genetischen Linien an - C57Bl/6N (mit schwarzem Fell) und Balb/c (mit weißem Fell, Albinos). 6 bis 8 Wochen alte weibliche C57Bl/6N Mäuse dienen als „Modell“ für eine akute Schnittverletzung. Unter Narkose wird die Mitte der Hornhaut des rechten Auges mit einer Nadel durchbohrt und mit einer Mikroschere 1 mm längs aufgeschnitten. Nach der OP bekommen die Mäuse dreimal täglich für drei Tage Augentropfen.

Als „Tiermodell“ für ein chronisches Hornhauttrauma werden 6 bis 8 Wochen alte weiblichen Balb/c Mäuse benutzt. Unter Narkose werden drei Nähte im rechten Auge jedes Tieres unter der Hornhaut angebracht und nach 14 Tagen wieder entfernt. Um die Rolle von Makrophagen (eine Art Immunzellen) für das Wachstum der Blut- und Lymphgefäße zu untersuchen, wird den Tieren unter Narkose entweder ein Stoff, der die Makrophagen abbaut, oder eine Kontrolllösung jeden zweiten Tag für eine Woche in die Augen gespritzt. Die Mäuse, denen Nähte unter der Hornhaut angebracht wurden, erhalten die Substanzen weiter zu verschiedenen Zeitpunkten zwischen 7 und 35 Tage in den Augen gespritzt. Zu dem jeweiligen Zeitpunkt werden Tiere beider Gruppen getötet, ihren Augen werden seziert und für weitere Analysen benutzt. Die Art der Tötung wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, dem Center for Molecular Medicine Cologne und der Arrest Blindness Vereinigung finanziell unterstützt.

Bereich: Immunologie, Augenheilkunde

Originaltitel: Phase-specific functions of macrophages determine injury-mediated corneal hem- and lymphangiogenesis

Autoren: A. Kiesewetter (1,2), C. Cursiefen (1,3), Sabine A. Eming (2,3,4)*, Deniz Hos (1,3)*

Institute: (1) Zentrum für Augenheilkunde, Universitätsklinik Köln, 50937 Köln, (2)* Klinik und Poliklinik für Dermatologie und Venerologie, Universitätsklinik Köln, Universität zu Köln, Kerpener Str. 62, 50937 Köln, (3)* Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Robert-Koch-Str. 21, 50931 Köln, (4) Exzellenzcluster CECAD, Universität zu Köln, 50937 Köln

Zeitschrift: Scientific Reports 2019; 9: 308. DOI:10.1038/s41598-018-36526-6

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5014