Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden von der Regierung von Oberbayern unter den Nummern 55.2-2532.Vet_02-20-190 und 55.2-2532.Vet_02-16-138 genehmigt. Es werden Mäuse der häufig in Tierversuchen verwendeten Zuchtlinie C57BL/6 eingesetzt. Außerdem werden genmanipulierte Mäuse verwendet, denen bestimmte Gene fehlen oder bei denen bestimmte Gene in weißen Blutkörperchen ausgeschaltet sind. Ein Teil der Mäuse stammt aus der Versuchstierzucht Jackson Laboratories, andere Mäuse stammen vom Institut für Physiologie der Universität Duisburg-Essen.

Ein Teil der Tiere wird im Alter von 6 bis 8 Wochen zweimal innerhalb von 4 Stunden bestrahlt. Danach wird ihnen Knochenmark von Kontrollmäusen oder von verschiedenen genetisch veränderten Mäusen übertragen. Wie das Knochenmark gewonnen und übertragen wird, wird nicht beschrieben. Diese Tiere werden als sogenannte Knochenmark-Chimären verwendet, also als Tiere, deren blutbildendes System aus Zellen anderer Mäuse stammt.

Bei den Mäusen wird in Narkose eine Thrombose, also ein Blutgerinnsel, in der unteren Hohlvene erzeugt. Dafür wird der Bauch aufgeschnitten und die untere Hohlvene freigelegt. Um das Gefäß wird mit Hilfe eines Platzhalters ein Faden geschlungen. Danach wird der Platzhalter wieder entfernt. Dadurch ist die Vene nicht vollständig verschlossen, aber der Blutfluss wird so stark vermindert, dass sich ein Blutgerinnsel bildet. Mäuse, bei denen es während der Operation zu Blutungen oder Verletzungen der unteren Hohlvene kommt, werden in der Auswertung des Versuchs nicht berücksichtigt. Ob und wie viele Tiere davon betroffen sind und was mit ihnen geschieht, wird nicht angegeben.

Bei einem Teil der Mäuse wird 48 Stunden nach der Operation die untere Hohlvene herausgeschnitten, um das Gewicht des Blutgerinnsels zu bestimmen. Daraus ergibt sich, dass die Tiere spätestens zu diesem Zeitpunkt getötet werden. Wie die Tötung erfolgt, wird nicht beschrieben.

Bei weiteren Mäusen wird unmittelbar vor der Operation ein markierter Antikörper in die Schwanzvene gespritzt. 48 Stunden später wird ein zweiter markierter Antikörper in die Schwanzvene gespritzt. 24 Stunden danach werden die Mäuse getötet und die untere Hohlvene mit dem Blutgerinnsel wird entnommen und feingeweblich untersucht.

Die Arbeit wurde durch den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Deutsche Herzstiftung, die Else Kröner-Fresenius-Stiftung, das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), die Corona Foundation, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), LMUexcellent, die Leducq Foundation, die Medizinische Fakultät der LMU und das European Joint Programme for Rare Diseases gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung, Gefäßforschung, Immunologie

Originaltitel: Immunothrombolytic monocyte-neutrophil axes dominate the single-cell landscape of human thrombosis and correlate with thrombus resolution

Autoren: Kami Pekayvaz (1,2), Badr Kilani (1), Markus Joppich (3), Luke Eivers (1), Sophia Brambs (1), Viktoria Knottenberg (1), Sezer Akgöl (1), Keyang Yue (1), Lukas Li (1), Alejandro Martinez-Navarro (1), Rainer Kaiser (1,2), Nina Meißner (4), Heiko Schulz (5), Larissa Belz (1), Anastassia Akhalkatsi (1), Sven Stockhausen (1), Tonina T. Mueller (1,2,7), Simon Millonig (1), Lea Hartelt (1), Christoph Gold (1,2), Aleksandar Janjic (6), Vivien Polewka (1), Franziska Wendler (1), Augustin Droste zu Senden (1), Anna Titova (1), Alexander Leunig (1,2), Michael Voelkl (7,8), Bernd Engelmann (7), Moritz R. Hernandez Petzsche (9), Tobias Boeckh-Behrens (9), Thomas Liebig (10), Sandra Winning (11), Joachim Fandrey (11), Martin Dichgans (2,4,12,13), Wolfgang Enard (6), Ralf Zimmer (3), Steffen Tiedt (4), Steffen Massberg (1,2), Leo Nicolai (1,2), Konstantin Stark (1,2)*

Institute: (1) Medizinische Klinik und Poliklinik I, LMU Klinikum, Marchioninistr. 15, 81377 München, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort München, München, (3) Lehr- und Forschungseinheit Bioinformatik, Institut für Informatik, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (4) Institut für Schlaganfall- und Demenzforschung, LMU Klinikum, München, (5) Pathologisches Institut, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (6) Anthropology & Human Genomics, Fakultät für Biologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (7) Institut für Laboratoriumsmedizin, LMU Klinikum, München, (8) Medizinische Klinik und Poliklinik III, LMU Klinikum, München, (9) Abteilung für Diagnostische und Interventionelle Neuroradiologie, School of Medicine and Health, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, München, (10) Institut für Diagnostische und Interventionelle Neuroradiologie, LMU Klinikum, München, (11) Institut für Physiologie, Universität Duisburg-Essen, Essen, (12) Munich Cluster for Systems Neurology (SyNergy), München, (13) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), München

Zeitschrift: Immunity 2025; 58(5): 1343–1358

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5881

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Freiburg unter der Nummer G-21/030 genehmigt. Die Mäuse werden bei verschiedenen kommerziellen Züchtern gekauft (Taconic Biosciences, The Jackson Laboratory, Charles River, Envigo, Janvier Labs). Zusätzlich werden sogenannte Wildling-Mäuse durch nicht näher beschriebenen Embryotransfer von Labormäusen in pseudoträchtige Wildmäuse erzeugt und anschließend gezüchtet. Alle Mäuse werden am Universitätsklinikum Freiburg gehalten.

Zu Beginn der Versuche werden fünf Wildling-Mäuse mit CO² erstickt. Ihre Bauchhöhle wird geöffnet und der letzte Abschnitt des Dünndarms und der Blinddarm werden entnommen. Der Darminhalt wird herausgedrückt und aufgearbeitet.

Der aufbereitete Darminhalt wird auf Labormäuse übertragen. Dazu bekommt in einem Käfig jeweils nur eine von fünf Mäusen den Darminhalt mit einer Sonde in den Magen eingegeben. Die unbehandelten Mäuse haben über den Kot der behandelten Mäuse Kontakt mit dem Wildling-Mikrobiom. Es werden dann über 28 Tage Kotproben der einzelnen Mäuse gesammelt und untersucht. Wie es gelingt, den gesammelten Kot individuellen Mäusen zuzuordnen und ob und wie lange die sozialen Tiere dafür einzeln gehalten werden, wird nicht erwähnt.

In einem anderen Versuchsteil wird Wildling-Mäusen Darmmaterial von Labormäusen mit einer Sonde in den Magen verabreicht. Nach der Übertragung sammeln die Forschenden über 28 Tage Kotproben von den Mäusen. Ob die Labormäuse dafür auch getötet werden, wird nicht beschrieben.

Ein Teil der Mäuse wird zusätzlich mit dem Bakterium Citrobacter rodentium infiziert. Die Bakterien werden den Mäusen mit einer Sonde direkt in den Magen verabreicht. Durch die Infektion erleidet ein Teil der Mäuse Gewichtsverlust von bis zu etwa 15 % ihres Körpergewichts.

Für weitere Untersuchungen wird den Mäusen Blut entnommen. Die Blutentnahme erfolgt durch kardiale Punktion, also durch eine Punktion des Herzens. Vermutlich geschieht dies in Narkose, bevor die Tiere auf nicht genannte Art getötet werden. Zusätzlich werden verschiedene Organe und Gewebe, unter anderem Darm, Blinddarm, bestimmte Lymphknoten, Leber und Lunge entnommen und untersucht.

Die Versuche wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das European Research Council, die Wilhelm Sander-Stiftung und die Deutsche Exzellenz Strategie gefördert.

Bereich: Versuchstierkunde, Immunologie

Originaltitel: Laboratory mice engrafted with natural gut microbiota possess a wildling-like phenotype

Autoren: Solveig Runge (1,2,3)*, Silvia von Zedtwitz (3), Alexander M. Maucher (3,4), Philipp Bruno (1,2), Lisa Osbelt (5), Bei Zhao (3), Anne M. Gernand (3), Till R. Lesker (5), Katja Gräwe (6), Manuel Rogg (6), Christoph Schell (6), Melanie Boerries (7,8), Till Strowig (5,9)*, Geoffroy Andrieux (7)*, Benedikt Hild (10)*, Stephan P. Rosshart (1,2,3)*

Institute: (1) Abteilung für Mikrobiomik, Universitätsklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), Erlangen, (2) Medizinische Klinik 1, Universitätsklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), Erlangen, (3) Klinik für Innere Medizin II, Universitätsklinikum Freiburg, Hugstetter Str. 55, 79106 Freiburg, (4) Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), Erlangen, (5) Forschungsgruppe Mikrobielle Immunregulation, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (6) Institut für Klinische Pathologie, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (7) Institut für Medizinische Bioinformatik und Systemmedizin, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (8) Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung (DKTK), Partnerstandort Freiburg, eine Partnerschaft zwischen dem Deutschen Krebsforschungszentrum (DKFZ) und dem Universitätsklinikum Freiburg, (9) Zentrum für Individualisierte Infektionsmedizin (CiiM), eine gemeinsame Initiative von Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung und der Medizinischen Hochschule Hannover, Hannover, (10) Klinik für Gastroenterologie, Hepatologie und Transplantationsmedizin, Universitätsklinikum Essen, Universität Duisburg-Essen, Essen

Zeitschrift: Nature Communications 2025; 16: 5301

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5880

Versuchsbeschreibung: Versuche an Wirbellosen erfordern mit Ausnahme von Kopffüßern wie Oktopussen in Deutschland keine Genehmigung. In der Studie werden Fadenwürmer (C. elegans) im Labor auf speziellen Nährböden gezüchtet. Ein Teil der Tiere stammt von externen Forschungseinrichtungen (vom Caenorhabditis Genetics Center und von der Stanford University, beides USA).

Erwachsene trächtige Fadenwürmer werden in einem Bleichmittel aufgelöst, sodass nur die Eier übrigbleiben. Die aus den Eiern geschlüpften Jungtiere werden aufgezogen. Sobald die Tiere das Erwachsenenstadium erreicht haben, werden sie in eine Flüssigkeit überführt und in kleine Vertiefungen in einem Gelblock gegeben.

Anschließend werden die Tiere einer Druckwelle ausgesetzt. Dazu wird ein Gasgemisch in einer speziellen Apparatur gezündet, so dass die Druckwelle der Explosion das Gel mit den Fadenwürmern trifft. Diese Versuche finden auf dem Testgelände Technische Sicherheit der Bundesanstalt für Materialforschung und -prüfung in Baruth/Mark in Zusammenarbeit mit der Bundeswehr statt. In anderen Versuchen wird ein spezielles medizinischen Gerät verwendet, das ähnliche Druckwellen erzeugt. Diese Versuche finden am Lehrstuhl II – Neuroanatomie der Anatomische Anstalt der Medizinische Fakultät der Ludwig-Maximilians-Universität München statt. Eine Vergleichsgruppe von Tieren wird gleich behandelt – sie werden ebenfalls in die Gelblöcke gesetzt und wieder herausgenommen –, aber sie werden keiner Druckwelle ausgesetzt. Nach der Behandlung werden alle Tiere wieder auf ihre Nährböden zurückgebracht und über einen längeren Zeitraum beobachtet.

Dabei wird ihre Bewegungsfähigkeit untersucht. Dazu werden die Fadenwürmer in eine Flüssigkeit gegeben und es wird gezählt, wie oft sie ihren Körper innerhalb von 30 Sekunden hin und her bewegen. Nach der Druckwellenbehandlung bewegen sich die Fadenwürmer weniger. Außerdem wird getestet, wie empfindlich sie auf Berührungen reagieren. Dazu wird ein Augenbrauenhaar an einem Zahnstocher befestigt und die Fadenwürmer werden jeweils fünfmal mit dem Haar berührt. Reagiert ein Tier, indem es stoppt oder sich wegbewegt, wird dies als Reaktion gezählt. Tiere, die der Druckwelle ausgesetzt waren, reagieren weniger häufig.

Die Nervenzellen der Fadenwürmer werden mit einem Mikroskop untersucht. Dafür werden sie auf ein Gel gelegt, das eine Chemikalie enthält, die die Muskeln der Tiere lähmt. Das weitere Schicksal der Fadenwürmer wird nicht beschrieben.

Die Arbeiten erhielten keine externe Förderung.

Bereich: Militärforschung, Traumatologie, Neurologie

Originaltitel: Explosive shock wave exposure leads to age-accelerated motor and sensory decline in C. elegans

Autoren: Jessica Tittelmeier (1), Henrik Seeber (2), Dennis Grasse (3), Nirav Barapatre (1), Christoph Schmitz (1), Daniel Krentel (3), Steffen Grobert (4), Carmen Nussbaum-Krammer (1)*

Institute: (1) Lehrstuhl II – Neuroanatomie, Anatomische Anstalt, Medizinische Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München, Pettenkoferstraße 11, 80336 München, (2) Helmut-Schmidt-Universität, Universität der Bundeswehr Hamburg, Hamburg, (3) Bundesanstalt für Materialforschung und -prüfung, Berlin, (4) Planungsamt der Bundeswehr, Berlin

Zeitschrift: bioRxiv 2025;12.19.695190, doi: https://doi.org/10.64898/2025.12.19.695190

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5879

Versuchsbeschreibung: Die Versuche in München werden durch die Regierung von Oberbayern genehmigt. Weitere Versuche finden in Würzburg statt und werden von der Regierung von Unterfranken genehmigt. Zusätzlich werden Versuche in Budapest durchgeführt.

Es werden Mäuse verschiedener Linien eingesetzt, die zum Teil gentechnisch verändert sind. Ein Teil der Mäuse stammt von der Versuchstierzucht Charles River, andere Mäuse werden am Institut für Schlaganfall- und Demenzforschung in München gezüchtet oder von Prof. Denes (HUN-REN Institute of Experimental Medicine, Budapest ) und Prof. Stegner (Institut für Experimentelle Biomedizin, Uniklinikum Würzburg) zur Verfügung gestellt. Die meisten Mäuse sind etwa 10–12 Wochen alt; zusätzlich gibt es auch eine Gruppe älterer Tiere (20 Monate).

Die Mäuse werden mit einem Narkosegas (Isofluran) betäubt. Danach wird die Haut zwischen Ohr und Auge aufgeschnitten und der Schädel freigelegt. Es wird eine Sonde auf dem Schädel angebracht, die den Blutfluss im Gehirn misst. Dann wird die Haut am Hals aufgeschnitten. Die linke gemeinsame Halsschlagader und die linke äußere Halsschlagader werden abgebunden. Ein dünner, silikonbeschichteter Faden wird in ein weiteres Blutgefäß eingeführt und so weit vorgeschoben, bis er eine wichtige Hirnarterie blockiert. Dadurch wird die Blutversorgung im Gehirn unterbrochen. So soll eine beim Menschen umgangssprachlich als Mini- oder Mikroschlaganfall bezeichnete Durchblutungsstörung simuliert werden. Nach 5, 15 oder 30 Minuten wird der Faden wieder entfernt, sodass das Blut wieder fließen kann. Es gibt auch Kontrolltiere, bei denen alle Schritte durchgeführt werden, außer dem Einführen des Fadens.

Weitere Tiere werden ebenfalls betäubt, die Halsschlagadern auf beiden Seiten freigelegt und mit Klemmen 5 Minuten lang verschlossen.

Einigen Tieren werden vor den Eingriffen in Narkose Substanzen in einen mit Flüssigkeit gefüllten Raum im Gehirn injiziert. Dabei wird entweder ein Wirkstoff gegeben, der bestimmte Immunzellen im Gehirn beeinflusst, oder eine Energieträger-Substanz, oder eine wirkungslose Kontrolllösung. Diese Injektionen erfolgen ebenfalls unter Narkose.

Die aus der Minderdurchblutung des Gehirns resultierende Beeinträchtigung der Mäuse wird in Tests untersucht. Beim sogenannten Neuroscore werden verschiedene Funktionen bewertet, zum Beispiel Aussehen (Fell, Augen), Körperhaltung, Beweglichkeit und gezielte Bewegungen. Diese Tests erfolgen vor dem Eingriff und 4, 24 und 48 Stunden sowie 3 Tage später. Dabei werden bei einem Teil der Mäuse neurologische Defizite festgestellt. Welche Defizite dies konkret sind, z.B. Gangstörungen, veränderte Aktivität, wird nicht erwähnt.

Ein weiterer Test ist ein Labyrinthversuch. Dabei befinden sich die Mäuse auf einer runden Plattform mit 20 Löchern. Unter einem der Löcher befindet sich eine kleine Box, in der die Mäuse sich verstecken können. Die Mäuse werden zunächst an die Aufgabe gewöhnt und trainiert. Wenn sie es nicht innerhalb von zwei Minuten schaffen die Box zu finden, wird ein Glasbecher über die Maus gestülpt und die Maus durch Schieben des Bechers zu der Öffnung geführt, unter der sich die Box befindet. Nach den Operationen wird der Test erneut durchgeführt. Es wird gemessen, wie schnell die Mäuse die Box finden.

Bei einem Teil der Mäuse wird vor dem operativen Verschließen der Hirngefäße ein gläsernes Fenster am Schädel kreiert. Dafür werden sie narkotisiert und ihr Kopf wird in einem stereotaktischen Halter fixiert. Die Haut über dem Schädel und das Bindegewebe wird entfernt, ein durchsichtiger Zahnzement wird auf den Schädel aufgebracht und darauf ein kleines Glasplättchen festgeklebt. Nach einer Erholungsphase werden die Mäuse erneut narkotisiert und in dem Halter fixiert. Dann wird ihre Gehirnaktivität mehrfach vor und nach dem operativen Verschließen der Hirngefäße mit speziellen Bildgebungsverfahren durch das Glasplättchen hindurch gemessen. Die Bildgebung wird bei jeder Maus sechsmal durchgeführt: Vor dem Eingriff, während das Blutgefäß mit dem Faden verstopft ist, 4 Stunden später, sowie nach 1, 3 und 7 Tagen.

Bei anderen Tieren wird ein 3 mm großes Loch in den Schädel eingebracht durch das vor und nach dem künstliche Auslösen der Durchblutungsstörung das Gehirn mit Bildgebung untersucht wird. Bei einem Teil der Untersuchungen sind die Mäuse wach.

Einige Tiere werden außerdem mit einer Bildgebung untersucht. Dazu wird ihnen eine radioaktive Substanz über die Schwanzvene injiziert. Danach werden mehrere Aufnahmen zu verschiedenen Zeitpunkten vor und nach der Operation durchgeführt.

Für weitere Analysen werden Tiere zu bestimmten Zeitpunkten narkotisiert. Einem Teil der Mäuse werden zuvor verschiedene Substanzen injiziert. Den Mäusen wird dann eine Nadel ins Herz gesteckt, durch die eine Flüssigkeit gepumpt wird, die das Blut austauscht. Dabei sterben die Tiere. Ihre Gehirne werden entnommen und untersucht.

Um Flüssigkeit aus dem Gehirn zu untersuchen, wird bei einem Teil der Mäuse unter Narkose eine Sonde durch ein kleines Loch im Schädel in das Gehirn geschoben und mit Zahnzement fixiert. Nach mehreren Wochen wird darüber Flüssigkeit aus dem Gehirn gesammelt.

Bei einigen Mäusen wird unter Narkose mit einem feinen Glasröhrchen Blut aus einem Gefäß hinter dem Auge entnommen. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Blocking microglial reactivity via purinergic receptors prevents subacute cognitive deficits after TIA

Autoren: Gemma Llovera (1), Steffanie Heindl (1), Daniel P. Varga (1), Nikolett Lenart (2), Sebastian Kallabis (3,4), Vanessa Göb (5), David Stegner (5), Raphael Escaig (6), Leo Nicolai (6,7), Nicolai Franzmeier (1,8,9), Felix Meissner (3), Adam Denes (2,10), Arthur Liesz (1,8)*

Institute: (1) Institut für Schlaganfall- und Demenzforschung (ISD), LMU Klinikum, Feodor-Lynen-Straße 17, 81377 München, (2) Laboratory of Neuroimmunology, HUN-REN Institute of Experimental Medicine, Budapest, Ungarn, (3) Abteilung Systemimmunologie und Proteomik, Institut für Angeborene Immunität, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (4) Core Facility Translational Proteomics, Institut für Angeborene Immunität, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (5) Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Rudolf-Virchow Zentrum - Center for Integrative and Translational Bioimaging, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg, (6) Medizinische Klinik und Poliklinik I, LMU Klinikum, München, (7) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Munich Heart Alliance, München, (8) Munich Cluster for Systems Neurology (SyNergy), München, (9) University of Gothenburg, The Sahlgrenska Academy, Institute of Neuroscience and Physiology, Department of Psychiatry and Neurochemistry, Mölndal und Göteborg, Schweden, (10) Institut für Schlaganfall- und Demenzforschung (ISD), LMU Klinikum, München

Zeitschrift: EMBO Molecular Medicine 2026; 18: 1150-1173

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5878

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Eine Genehmigungsnummer wird nicht genannt.

Es werden gentechnisch veränderte Mäuse verwendet, bei denen eine bestimmte Gruppe hemmender Nervenzellen im Gehirn gezielt farblich markiert werden kann. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory. Für die eigentlichen Versuche werden neun Mäuse verwendet. Zusätzlich werden bereits vorhandene Daten von 8 Mäusen aus früheren Versuchen ausgewertet.

Die neun Mäuse werden narkotisiert und mit dem Kopf in einen Halteapparat eingespannt. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten. Auf dem Schädel wird ein Haltebügel festgeklebt und mit Zahnzement befestigt. Dieser Bügel dient später dazu, die wachen Mäuse während der Messungen am Kopf zu fixieren.

Über einem bestimmten Bereich der Großhirnrinde wird ein 1,2 x 2 Millimeter großes Stück des Schädelknochens entfernt. Durch diese Öffnung werden an mehreren Stellen zwei gentechnisch veränderte Viren in das Gehirn injiziert. Ein Virus führt dazu, dass die Aktivität von Nervenzellen durch ein fluoreszierendes Signal sichtbar wird. Das zweite Virus markiert eine bestimmte Gruppe hemmender Nervenzellen rot.

Anschließend wird über der Öffnung ein durchsichtiges Fenster in den Schädel eingesetzt. Der Raum zwischen Schädel und Fenster wird mit Agarose-Gel ausgefüllt, und das Fenster wird mit Zahnzement befestigt. Auf der Oberfläche des Gehirns werden Elektroden zur Aufzeichnung der elektrischen Hirnaktivität angebracht. Zwei weitere Drahtelektroden werden in die Nackenmuskulatur eingeführt, um die Muskelaktivität zu messen.

Nach der Operation werden die Mäuse einzeln gehalten und erhalten mindestens zehn Tage zur „Erholung“.

Die Mäuse werden eine Woche lang täglich von den Experimentierenden angefasst. Danach werden sie in vier Sitzungen an die Fixierung des Kopfes gewöhnt. Die Dauer der Fixierung wird von 30 Sekunden über 3 und 10 Minuten bis auf 30 Minuten gesteigert. Zwischen den Fixierungen liegen zehnminütige Pausen.

Für die eigentlichen Messungen werden die Mäuse während ihrer üblichen Schlafphase an dem auf dem Schädel befestigten Haltebügel fixiert. Die Tiere sollen in dieser Position von selbst einschlafen. Im Wachzustand und in verschiedenen Schlafphasen werden gleichzeitig die elektrischen Hirnströme, die Aktivität der Nackenmuskulatur und die Aktivität von Nervenzellen in der Großhirnrinde aufgezeichnet. Zusätzlich werden Nervenzellen mit einem Mikroskop durch das Schädelfenster beobachtet.

An den neun Mäusen werden insgesamt 26 Messsitzungen durchgeführt. Die einzelnen Tiere durchlaufen zwischen einer und fünf Sitzungen. Eine Sitzung dauert zwischen 37 und 359 Minuten, also bis zu knapp sechs Stunden. Insgesamt werden 2.452,55 Minuten Wachzustand, 1.545,37 Minuten langsamwelliger Schlaf und 179,73 Minuten REM-Schlaf ausgewertet. V Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), den Europäischen Forschungsrat, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und durch die Hertie-Stiftung gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Biorhythmusforschung

Originaltitel: VIP interneuron activity during sleep conveys the cortical infraslow oscillation

Autoren: Kilian Rolle (1), Louisa Weber (1), Jan Born (1,2,3,4), Niels Niethard (1,2,5)*

Institute: (1) Institut für Medizinische Psychologie und Verhaltensneurobiologie, Universität Tübingen, Otfried-Müller-Straße 25, 72076 Tübingen, (2) Deutsches Zentrum für Diabetesforschung, Institut für Diabetesforschung und Stoffwechselerkrankungen des Helmholtz Zentrums München an der Universität Tübingen, Tübingen, (3) Deutsches Zentrum für Psychische Gesundheit, Tübingen, (4) Centrum für Integrative Neurowissenschaften, Universität Tübingen, Tübingen, (5) Department of Cognitive Sciences, University of California, Irvine, USA

Zeitschrift: Cell Reports 2025; 44(12): 116669

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5877

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 81-02.04.2023.A145 genehmigt. Es werden Zebrafischlinien verwendet, die genetisch so verändert sind, dass bestimmte Zelltypen leuchten.

Es werden Experimente an frühen Embryonen durchgeführt. In das gerade befruchtete Ei wird eine Substanz injiziert. Diese Substanz ist eine Kombination aus einem Antikörper (ein Eiweiß, das normalerweise gezielt an bestimmte Zellen bindet) und einem Zellgift. Die Injektion führt dazu, dass sich die Embryonen nicht weiterentwickeln und innerhalb eines Tages sterben.

Ältere Fischlarven werden zunächst betäubt und dann in Agarose bewegungsunfähig fixiert. Mit einer feinen Nadel werden verschiedene Konzentrationen des Antikörper-Zellgift-Konjugats oder ein fluoreszierender Kontrollantikörper in die Hirnflüssigkeit der Larven injiziert. Durch die Injektion werden bestimmte Zellen im Gehirn, die an der Entfernung von Abfallstoffen beteiligt sind, zerstört. Nach der Behandlung werden die Tiere – um die speziellen Zellen sichtbar zu machen - mikroskopisch untersucht und je nach dem, wie viele der speziellen Zellen noch vorhanden sind (keine, wenige, viele) in Gruppen eingeteilt und wieder in normales Wasser gesetzt.

Zu hohe Dosen des Gifts führen zu Schwellungen im Körper und Schäden an anderen Gefäßen und zum Tod der Tiere. Alle überlebenden Fische werden über einen Zeitraum von wenigen Tagen bis zu 1,5 Jahren beobachtet.

In einem weiteren Versuch wird bei heranwachsenden und erwachsenen Fischen unter Betäubung mit einer Nadel der Schädelknochen durchstochen und eine fluoreszierende Substanz in das Gehirn injiziert. Maximal einen Tag später werden die Fische auf nicht genannte Art getötet, ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Universität Münster gefördert.

Bereich: Entwicklungsbiologie

Originaltitel: Loss of meningeal lymphatic endothelial cells results in formation of a newly forming vascular network with scavenging function

Autoren: Katharina Uphoff (1), Andreas van Impel (1), Lars Muhl (2), Martin Stehling (3), Christer Betsholtz (2,4), Stefan Schulte-Merker (1)*

Institute: (1) Institut für kardiovaskuläre Organogenese und Regeneration, Medizinische Fakultät, Universität Münster, Röntgenstraße 16, 48149 Münster, (2) Department of Medicine, Huddinge, Karolinska Institutet, Huddinge, Schweden, (3) Zentrale Einheit für Durchflusszytometrie, Max-Planck-Institut für Molekulare Biomedizin, Münster, (4) Department of Immunology, Genetics and Pathology, Uppsala University, Uppsala, Schweden

Zeitschrift: Development 2026; 153(4): dev204988

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5876

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz des Landes Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 81-02.04.2020.A405 genehmigt. Die Mäuse werden in der Tierhaltungseinrichtung des Max-Planck-Instituts für molekulare Biomedizin in Münster gehalten.

Weibliche Mäuse werden im Alter von etwa sechs bis acht Wochen hormonell behandelt, dazu erhalten sie zwei Injektionen in die Bauchhöhle: zuerst ein aus dem Blut schwangerer Pferde gewonnenes Hormon (PMSG), und 48 Stunden später ein menschliches Schwangerschaftshormon (hCG), das den Eisprung auslöst.

Die Mäuse werden durch Genickbruch getötet, ihre Eileiter werden entnommen und daraus die reifen Eizellen isoliert.

Parallel dazu wird männlichen Mäusen Gewebe aus den Nebenhoden entnommen. Vermutlich werden die Mäuse dafür getötet, was jedoch nicht explizit erwähnt wird. Aus dem Gewebe werden Spermien gewonnen.

Es werden jeweils einzelne Spermien mit einer feinen Nadel direkt in die Eizellen injiziert. Die so erzeugten Embryonen werden anschließend im Labor kultiviert. Sobald sie das Zweizellstadium erreichen, werden sie mechanisch in ihre beiden Zellen (die sogenannten Blastomere) getrennt. Die einzelnen Zellen werden entweder weiter kultiviert oder für genetische Analysen verwendet. Ein Teil der daraus entstehenden Embryonen entwickeln sich im Labor weiter bis zum sogenannten Blastozystenstadium, das ist das Stadium, in dem sich Embryonen in die Gebärmutter einnisten.

Diese Blastozysten werden anschließend in weibliche Mäuse eingesetzt. Die sogenannten Empfängermäuse werden dazu 3 Tage zuvor in einen Zustand der Scheinträchtigkeit versetzt, indem sie sich mit Männchen mit durchtrennten Samenleitern paaren. Für den Embryotransfer werden die Tiere durch Injektion von Betäubungsmitteln in die Bauchhöhle narkotisiert. Die Gebärmutter wird chirurgisch freigelegt, und jeweils 8 Embryonen werden mit einer feinen Glaspipette in den Uterus eingebracht. Danach werden die Wunden mit Metallklammern verschlossen.

Kurz vor dem normalen Geburtstermin (etwa 18,5 Tage nach Befruchtung) wird ein Kaiserschnitt durchgeführt. Dabei wird überprüft, ob sich lebensfähige Föten entwickelt haben. Das weitere Schicksal der Empfängermäuse und der per Kaiserschnitt entbundenen, vermutlich lebensfähigen Jungtiere wird nicht erwähnt.

Die Versuche wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Entwicklungsbiologie

Originaltitel: Animal and vegetal materials of mouse oocytes segregate at first zygotic cleavage: a simple mechanism that makes the two-cell blastomeres differ reciprocally from the start

Autoren: Thomas Nolte (1), Reza Halabian (2), Steffen Israel (1), Yutaka Suzuki (3), Roberto A. Avelar (4), Daniel Palmer (4), Georg Fuellen (4), Wojciech Makalowski (2), Michele Boiani (1)*

Institute: (1) Abteilung Zell- und Gewebedynamik, Max-Planck-Institut für Molekulare Biomedizin, Röntgenstraße 20, 48149 Münster, (2) Institut der Bioinformatik, Medizinische Fakultät, Universität Münster, Münster, (3) Department of Computational Biology and Medical Sciences, Graduate School of Frontier Sciences, University of Tokyo, Chiba, Japan, (4) Institut für Biostatistik und Informatik in Medizin und Alternsforschung, Universitätsmedizin Rostock, Rostock

Zeitschrift: Molecular Human Reproduction 2025; 31(1): gaae045

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5875

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) genehmigt. Die Mäuse stammen aus der kommerziellen Zucht Charles River Laboratories. Es werden verschiedene Mäuse eingesetzt, darunter auch solche, die gentechnisch so verändert sind, dass sie kein funktionsfähiges Immunsystem haben.

Normalen, nicht gentechnisch veränderten Mäusen wird unter Narkose eine radioaktiv markierte Substanz in die Schwanzvene injiziert. Anschließend werden die Tiere mit bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei werden zunächst Positronen-Emissions-Tomographie (PET)-Scans durchgeführt und am Abschluss eine Computertomographie. Diese Untersuchungen finden über verschiedene Zeiträume statt: direkt nach der Injektion über bis zu 90 Minuten sowie zusätzlich zu einem späteren Zeitpunkt, etwa nach 240 bis 260 Minuten.

Den Mäusen mit defektem Immunsystem werden menschliche Krebszellen unter die Haut der Schulter injiziert. Einem Teil der Tiere werden dazu menschliche Brustkrebszellen (MDA-MB-231) injiziert, anderen Mäusen werden Bauchspeicheldrüsenkrebszellen (AsPC-1) gespritzt. Bei jeder Maus werden die Zellen an 2 verschiedenen Stellen (rechte und linke Schulter) injiziert. An den Injektionsstellen wachsen dann Tumore, deren Wachstum über einen nicht genannten Zeitraum beobachtet und mit einem Messschieber verfolgt wird. Die Tumore aus menschlichen Brustkrebszellen werden bis zu 632 mm3 groß. Das entspricht der Größe einer kleinen Kirsche. Die Bauchspeicheldrüsenkrebs-Tumore werden bis zu 102 mm3 groß. Das entspricht einem Durchmesser von fast 6 mm.

Den tumortragenden Mäusen wird in Narkose eine radioaktiv markierte Substanz in die Schwanzvene injiziert. Wie viel Zeit zwischen der Injektion der Tumorzellen und der Injektion der radioaktiven Substanz vergeht wird nicht erwähnt, nur dass die Tumoren die oben genannten Größen aufweisen. In einigen Versuchen erhalten die Mäuse vor der Injektion der radioaktiven Substanz zusätzlich eine nicht radioaktive Substanz injiziert. Im Anschluss werden die Mäuse wiederholt mit bildgebenden Verfahren untersucht, wie zuvor die gentechnisch nicht veränderten Mäuse. Die Messungen erfolgen direkt nach der Injektion der radioaktiven Substanz und zu verschiedenen späteren Zeitpunkten, zuletzt nach etwa vier Stunden.

Nach den bildgebenden Untersuchungen werden die Mäuse durch Genickbruch getötet und es werden verschiedene Organe entnommen und untersucht.

Zusätzlich werden Versuche mit menschlichen Gewebeproben, die bei der Entfernung von Tumoren gewonnen wurden, durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die National Institutes of Health (NIH, USA) gefördert.

Bereich: Nuklearmedizin, Bildgebende Verfahren, Krebsforschung

Originaltitel: Fluorine-18-labeled nucleotide analogs targeting ecto-5'-nucleotidase (CD73) for positron emission tomography imaging of solid tumors

Autoren: Clemens Dobelmann (1), Constanze C. Schmies (2), Georg Wilhelm Rolshoven (2), Mirko Scortichini (3), Stefan Wagner (4), Andreas Isaak (1), Riham M. Idris (2), Jennifer Dabel (1), Lucie Grey (5), Karolina Losenkova (6), Susanne Moschütz (7), Haneen Al Hroub (2), Antje Keim (7), Sandra Höppner (1), Jouko Sandholm (8), Pia Boström (9), Maija Hollmén (6), Norbert Sträter (7), Sven Hermann (1), Gennady G. Yegutkin (6), Kenneth A. Jacobson (3), Sonja Schelhaas (1), Christa E. Müller (2)*, Anna Junker (1,10)*

Institute: (1) Europäisches Institut für Molekulare Bildgebung, Universität Münster, Röntgenstraße 16, 48149 Münster, (2) Pharma-Zentrum-Bonn, Abteilung Pharmazeutische & Medizinische Chemie, Pharmazeutisches Institut, Universität Bonn, Bonn, (3) Molecular Recognition Section, Laboratory of Bioorganic Chemistry, National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases, National Institutes of Health, Bethesda, USA, (4) Klinik für Nuklearmedizin, Universitätsklinikum Münster, Münster, (5) Institut für Pharmazeutische und Medizinische Chemie, Universität Münster, Münster, (6) Medicity Research Laboratory and InFLAMES Flagship, University of Turku, Turku, Finnland, (7) Institut für Bioanalytische Chemie, Biotechnologisch-Biomedizinisches Zentrum, Universität Leipzig, Leipzig, (8) Turku Bioscience Centre, University of Turku and Åbo Akademi University, Turku, Finnland, (9) Department of Pathology, University of Turku and Turku University Central Hospital, Turku, Finnland, (10) Werner Siemens Imaging Center, Eberhard Karls Universität Tübingen, Abteilung für Präklinische Bildgebung und Radiopharmazie, Exzellenzcluster EXC 2180: Individualisierung von Tumortherapien durch molekulare Bildgebung und funktionelle Identifizierung therapeutischer Zielstrukturen (iFIT), Tübingen

Zeitschrift: Angewandte Chemie International Edition 2026; e22758, doi.org/10.1002/anie.202522758

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5874

Versuchsbeschreibung: Der Versuch wird durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) unter der Nummer 81–02.04.2021.A459 genehmigt. Es werden 25 weibliche Schweine der Rasse Deutsche Landrasse eingesetzt, die zwischen drei und sechs Monate alt sind. Die Tiere werden in der Zentralen Tierexperimentellen Einrichtung der Universität Münster gehalten (Albert-Schweitzer-Campus 1, Gebäude A8, 48149 Münster).

Vor dem eigentlichen Versuch werden die Schweine für zwölf Stunden nüchtern gehalten. Dann werden sie durch Injektion mehrerer Medikamente in einen Muskel narkotisiert. Ein Zugang in eine Ohrvene wird gelegt und den Schweinen wird ein Schlauch in die Luftröhre geschoben, durch den sie mechanisch beatmet werden. Es werden mehrere Katheter in die Oberschenkelarterie und große Venen des Halses eingesetzt. Während des gesamten Experiments werden Narkose- und Schmerzmittel verabreicht.

Die Schweine werden in zwei Gruppen eingeteilt: Die Tiere einer Gruppe erhalten 5 bis 7 Liter Flüssigkeit als Infusion, damit der Druck in den Venen steigt. Zusätzlich werden sie mit stärkerem Druck beatmet. Bei den Schweinen der anderen Gruppe wird keine Flüssigkeit infundiert und sie werden normal beatmet.

30 Minuten nachdem sich stabile Druckwerte eingestellt haben, wird der Bauch der Schweine mittig geöffnet, und die Leber freigelegt. Der linke seitliche Leberlappen wird entfernt. Für die Durchtrennung des Lebergewebes werden drei unterschiedliche Techniken eingesetzt. Bei der ersten Methode wird das Gewebe mit einer Klemme zerdrückt. Bei der zweiten Methode wird ein Ultraschallinstrument verwendet, das gleichzeitig schneidet und kleine Gefäße verschließt. Bei der dritten Methode wird das Gewebe zunächst aufgebrochen und dann mit einem Klammergerät durchtrennt. Um zu untersuchen, wie stark es aus den Wunden blutet, wird das abgesaugte Blut gesammelt und die verwendeten, mit Blut getränkten Tupfer gewogen.

Nach der Operation wird geprüft, ob Galle aus der Schnittfläche austritt. Dazu wird ein Katheter in den Gallengang eingelegt, und es werden 20 ml des Narkosemittels Propofol eingespritzt. Wenn an der Schnittfläche Flüssigkeit austritt, gilt der Test als positiv.

Die Beobachtung endet etwa 30 Minuten nach der Operation. Das weitere Schicksal der Schweine wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden von der Medizinischen Fakultät der Universität Münster gefördert.

Bereich: Chirurgie, Leberforschung

Originaltitel: Impact of parenchymal transection techniques on intraoperative blood loss during liver resection in a porcine model of elevated central venous pressure: A comparative study

Autoren: Felicia Kneifel (1), Annika Mohr (1), Alexander D. Bungert (1), Tristan Wagner (2), Mazen Juratli (1), Haluk Morgul (1), Finnja Marie Krug (3), Tim-Gerald Kampmeier (4), Christian Ertmer (3), Andreas Andreou (1), Philipp Houben (1), Shadi Katou (1), Andreas Pascher (1), Benjamin Strücker (1), Felix Becker (1)*

Institute: (1) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Münster, Albert-Schweitzer-Campus 1, Gebäude W1, Waldeyerstraße 1, 48149 Münster, (2) Allgemein-, Viszeral-, Thorax- und Transplantationschirurgie, Uniklinik Köln, Köln, (3) Klinik für Anästhesiologie, operative Intensivmedizin und Schmerztherapie, Universitätsklinikum Münster, Münster, (4) Anästhesiologie, Intensivmedizin und Schmerztherapie, Klinikum Warendorf „Joseph Zumloh“, Warendorf

Zeitschrift: Annals of Hepatology 2025; 30(1): 101787

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5873

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Darmstadt unter den Nummern V54-19c20/15-F126/1005_1011 und F126/2006 genehmigt. Es werden Bartagamen eingesetzt, die ungefähr 1,5 bis 3 Jahre alt sind und aus der institutseigenen Kolonie stammen.

Die Bartagamen werden in Narkose gelegt und künstlich beatmet. Die Haut über dem Schädel wird entfernt. Dann werden beidseitig Löcher in den Schädel geschnitten. Die Hirnhäute werden entfernt, um Elektroden in einen bestimmten Hirnbereich einzusetzen. Zusätzlich werden Drähte unter der harten Hirnhaut befestigt. Das freigelegte Gehirn wird mit Kochsalzlösung, Gel und Vaseline bedeckt. Die Elektroden werden am Schädel festgeklebt und in den folgenden Tagen langsam in das Gehirn vorgeschoben.

Vor den eigentlichen Messungen werden die Tiere an eine „Schlafarena“ gewöhnt.

Für die Aufzeichnungen werden sie jeweils etwa eine Stunde vor dem Ausschalten des Lichts in diese Arena gesetzt. Über die eingepflanzten Elektroden werden Hirnströme aufgezeichnet. Gleichzeitig werden die Tiere mit Infrarotkameras überwacht. Bei einem Teil der Tiere wird zusätzlich ein Draht in einen Nackenmuskel eingeführt, um die Muskelaktivität zu messen. In den Schlafversuchen werden den schlafenden Tieren Lichtblitze auf die geschlossenen Augen gegeben. Die Lichtblitze dauern je nach Versuch unterschiedlich lang. Teilweise werden sie alle 30 Minuten in zufälligen Phasen des Schlafrhythmus gegeben. In anderen Versuchen werden wiederholt 1 Sekunde lange Lichtblitze in Abständen zwischen 80 und 240 Sekunden gezeigt. In weiteren Versuchen werden wache Tiere Licht-Dunkel-Wechseln ausgesetzt. Dazu werden Licht und Dunkelheit 9- bis 13-mal in festen Abständen abgewechselt. Die Tiere sind dabei wach, aufgerichtet und aufmerksam. Anschließend bleibt das Licht ausgeschaltet. Auch dabei werden die Hirnströme aufgezeichnet.

Bei einem Teil der schlafenden Tiere wird ein Auge mit einer schwarzen Kunststoffkappe abgedeckt, die mit Silikon befestigt wird. Danach werden Lichtblitze gezeigt. Die Augenkappe wird am folgenden Morgen entfernt.

Bei weiteren Tieren wird unter Narkose ein Markierungsstoff in ein Auge injiziert. Dazu werden Schuppen über dem Auge entfernt und der Stoff über einen Einschnitt in den Glaskörper des Auges gespritzt. Zehn Tage später werden diese Tiere narkotisiert und durch Enthauptung getötet. Die Köpfe werden mit einem Konservierungsmittel durchströmt, die Gehirne werden herausgenommen, und in Scheiben geschnitten.

Das weitere Schicksal der übrigen Tiere wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde durch die Max-Planck-Gesellschaft, den Europäischen Forschungsrat sowie durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Biorhythmusforschung

Originaltitel: Central pattern generator control of a vertebrate ultradian sleep rhythm

Autoren: Lorenz A. Fenk, Juan Luis Riquelme, Gilles Laurent

Institute: Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Max-von-Laue-Str. 4, 60438 Frankfurt am Main

Zeitschrift: Nature 2024; 636: 681–689

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5872