Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Institution unter der Nummer 06/2022 genehmigt. Ein Teil der Mäuse stammt aus der Zucht des Instituts für Klinisch-Experimentelle Chirurgie in Homburg, weitere Tiere stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory (Bar Harbor, USA).

Zehn Mäuse werden durch Injektion von Narkosemitteln in die Bauchhöhle narkotisiert. Ihre Bauchhöhle wird geöffnet und die im Bauchraum verlaufende Hohlvene wird freigelegt. Aus der Hohlvene wird den Mäusen ihr gesamtes Blut entnommen, woran die Tiere sterben. Aus dem Blut wird ein Plasma hergestellt, das reich an Blutplättchen ist.

Zwölf Mäuse, die gentechnisch so verändert sind, dass ihre Zellen ein farbiges Protein produzieren, werden durch Injektion von Narkosemitteln in die Bauchhöhle narkotisiert. Den Mäusen wird das in der Leistengegend liegende Unterhautfett chirurgisch entnommen und mechanisch zerkleinert.

24 Mäuse werden durch Injektion von Narkosemitteln in die Bauchhöhle narkotisiert. Der Rücken der Mäuse wird rasiert. Die Rückenhaut wird stark gedehnt und zwischen zwei Metallrahmen wie in einem Sandwich fixiert. Die Rahmen werden fest zusammengeschraubt und mit der Haut der Mäuse vernäht. Die Metallrahmen enthalten ein Beobachtungsfenster, durch das die extrem gespannte Haut und darin befindliche Blutgefäße beobachtet werden können. Üblicherweise sind solche Rückenhautkammern 40 x 20 mm groß und wiegen 2-3 Gramm, also etwa ein Zehntel des Körpergewichtes der eingesetzten Mäuse. Nach Anbringen der Rückenhautkammer werden die Mäuse einzeln gehalten, was für die sozialen Tiere eine schwere Belastung darstellt.

Zwei Tage nach dem Anbringen der Rückenhautkammer werden die Mäuse erneut narkotisiert. In den im „Fenster“ der Rückenhautkammer gelegenen Bereich der Haut wird auf einer Seite ein etwa 4 mm großes Loch gestanzt. Bei 8 der Mäuse wird die entstandene Wunde mit einer Mischung aus dem zerkleinerten Fett und dem Blutplasma der anderen Mäuse gefüllt. Bei 8 weiteren Mäusen wird die Wunde nur mit Blutplasma gefüllt und bei den letzten 8 Mäusen wird nur etwas Flüssigkeit in die Wunde gegeben. Dann wird das Beobachtungsfenster in der Rückenhautkammer mit einer Glasscheibe verschlossen. Den Mäusen wird ein Kontrastmittel in ein hinter dem Auge liegendes Venengeflecht injiziert. Die Wunde auf ihrem Rücken wird dann mit verschiedenen Mikroskopie-Verfahren untersucht.

3, 6, 10 und 14 Tage später werden die Mäuse erneut narkotisiert und ihnen wird das Kontrastmittel in die hinter ihren Augen liegenden Blutgefäße injiziert. Dann wird die Wunde an ihrem Rücken unter einem Mikroskop untersucht. Nach der letzten Untersuchung werden die Mäuse noch in Narkose durch Genickbruch getötet. Die Rückenhaut wird herausgeschnitten und untersucht.

Die Arbeiten erhielten keine externe Förderung. Die Publikation der Ergebnisse wurde durch die Universität des Saarlandes finanziert.

Bereich: Wundheilung, Tissue Engineering, Biomaterialforschung

Originaltitel: Nanofat accelerates and improves the vascularization, lymphatic drainage and healing of full-thickness murine skin wounds

Autoren: Ettore Limido (1), Andrea Weinzierl (1,2), Emmanuel Ampofo (1), Yves Harder (3,4), Michael D. Menger (1), Matthias W. Laschke (1)*

Institute: (1) Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße Geb. 65, 66424 Homburg, (2) Department of Plastic Surgery and Hand Surgery, University Hospital Zurich, Zürich, Schweiz, (3) Department of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery, Ospedale Regionale di Lugano, Ente Ospedaliero Cantonale (EOC), Lugano, Schweiz, (4) Faculty of Biomedical Sciences, Università della Svizzera Italiana, Lugano, Schweiz

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2024; 25(2): 851

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5748

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales Berlin (LAGeSo) unter der Nummer T 0073/15 genehmigt. Die Nacktmulle stammen vom Leibniz Institute für Zoo and Wildlife Research (IZW). Dort werden 12 Nacktmullkollonien für Versuchszwecke gehalten. Die Zuchtgenehmigung wurde vom LAGeSo unter der Nummer #ZH 156 erteilt. Die Versuche finden am IZW statt.

Von weiblichen Nacktmullen, die für andere Versuche unter Narkose durch Genickbruch getötet wurden, werden die Eierstöcke entnommen. Aus den Eierstöcken werden die unreifen Eizellen isoliert und in Nährmedium kultiviert.

Von mehreren männlichen Tieren wird Sperma mittels Elektroejakulation gewonnen. Der Prozess wird in der Veröffentlichung nicht beschrieben und eine angegebene Literaturquelle ist nicht auffindbar. In einer anderen Veröffentlichung (doi:10.1371/journal.pone.0150112) wird er wie folgt beschrieben: Die Nacktmulle werden narkotisiert. Den Mullen wird eine Elektrode 1,5 cm tief in den Enddarm geschoben. Durch die Elektrode werden elektrische Impulse abgegeben, deren Stärke so lange erhöht wird, bis der Mull ejakuliert. Dies dauert bis zu 8,5 Minuten. Das Sperma wird mit einer Pipette aus der Harnröhre aufgefangen und in ein Nährmedium gegeben.

Unter einem Mikroskop werden 368 Eizellen mit dem Sperma befruchtet. 209 aus der Befruchtung hervorgegangene Embryonen werden in Nährmedium bis zu 10 Tage lang kultiviert.

Weitere Embryonen werden in aus Mäusen stammenden Eileitern kultiviert. Dazu werden 4 weibliche Mäuse an der Forschungseinrichtung für Experimentelle Medizin der Charité – Universitätsmedizin Berlin mit männlichen Mäusen, denen die Samenleiter durchtrennt wurden, verpaart. 18 Stunden nach der Paarung werden die weiblichen Mäuse, bei denen sich ein vaginaler Pfropfen gebildet hat, auf nicht genannte Art getötet und ihre Eileiter werden entnommen.

Die Eileiter werden auf einer Membran, unter der sich ein Nährmedium befindet, am Leben gehalten. Mit einer Pipette werden die befruchteten Nacktmulleizellen in die Mäuseeileiter eingeführt. Dort werden die Embryonen für 9, 11 oder 12 Tage kultiviert. Dann werden sie mit Flüssigkeit aus den Eileitern gespült und untersucht. Nach 9 Tagen in Kultur im Eileiter können 5 lebende Embryonen gewonnen werden. Nach längerer Kultur in den Eileitern werden keine lebenden Embryonen gefunden.

Die Arbeiten wurden von der Europäischen Union gefördert.

Bereich: Reproduktionsforschung, Stammzellforschung

Originaltitel: In vitro production of naked mole rats’ blastocysts from non breeding females using in vitro maturation and intracytoplasmic sperm injection

Autoren: Raffaella Simone (1,2), Daniel Cižmár (1)*, Susanne Holtze (1), Geert Michel (3), Anje Sporbert (4), Charlotte Okolo (1), Thomas B. Hildebrandt (1,2)

Institute: (1) Abteilung für Reproduktionsbiologie, Leibniz-Institut für Zoo- und Wildtierforschung (IZW) im Forschungsverbund Berlin e.V., Alfred-Kowalke-Straße 17, 10315 Berlin, (2) Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Berlin, (3) Forschungseinrichtung für Experimentelle Medizin (FEM), Servicebereich für Transgene Technologien, Charité–Universitätsmedizin Berlin, Berlin (4) Advanced Light Microscopy Technology Platform, Max Delbrück Centrum für Molekulare Medizin, Campus Buch, Berlin

Zeitschrift: Scientific Reports 2023; 13:22355

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5747

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) unter der Nummer 81–02.04.2019.A354 genehmigt und finden zwischen März und November 2022 statt. Die Mulle sind zwischen 17 und 39 Monate alt und stammen aus Kolonien, die an der Universität Duisburg-Essen gehalten werden.

Die Mulle werden durch Injektion von Narkosemitteln in einen Muskel narkotisiert. Sie werden auf eine Wärmematte gelegt und ihre Körpertemperatur wird mehrfach im Enddarm gemessen. Während der Messungen befinden sich die Mulle in einer schallisolierten Kammer.

Es wird ein Schlauch in das Ohr eingeführt. Mit einem Mikrofon werden feine von den Haarzellen des Ohres ausgehende Geräusche aufgenommen.

Den Mullen werden zwei verschiedene Töne entweder einzeln oder in Kombination vorgespielt. In einem anderen Versuchsteil werden den Tieren leise Töne vorgespielt, die von einem lauten Ton überdeckt werden. Die Frequenzen der Töne werden dabei variiert und die Tests werden für beide Ohren durchgeführt. Dabei werden nicht für alle Mulle alle Frequenzen und beide Ohren gemessen, da die Narkose unterschiedlich lange anhält, was die Experimentatoren dadurch feststellen, dass die Tiere anfangen sich zu bewegen.

3 Mulle, ein Tier pro Art, werden durch Enthauptung getötet. Das Schicksal der verbleibenden 5 Tiere wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Heinsius Houbolt Foundation gefördert.

Bereich: Sinnesphysiologie, Hörforschung

Originaltitel: Otoacoustic emissions in African mole-rats

Autoren: Geoffrey A. Manley (1)*, Bert Maat (2), Sabine Begall (3), Pascal Malkemper (4), Kai R. Caspar (3,5), Leif Moritz (4), Pim van Dijk (2)

Institute: (1) Department für Neurowissenschaften, Fakultät VI - Medizin und Gesundheitswissenschaften und Exzellenzcluster „Hearing for All“, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Carl-von-Ossietzky-Straße 9-11, 26129 Oldenburg, (2) University of Groningen, University Medical Center Groningen, Department of Otorhinolaryngology/Head and Neck Surgery, Groningen, Niederlande, (3) Gruppe Allgemeine Zoologie, Fakultät für Biologie, Universität Duisburg-Essen, Universitätsstr. 5, 45117 Essen, (4) Max Planck Forschungsgruppe Neurobiologie des Magnetsinns, Max-Planck-Institut für Neurobiologie des Verhaltens – CAESAR, Bonn, (5) Institut für Zellbiologie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf

Zeitschrift: Hearing Research 2024; 445: 108994

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5746

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) unter der Nummer 81-02.04.2019.A455 genehmigt.

Die Mulle stammen aus der Zucht der Abteilung Allgemeine Zoologie der Universität Duisburg-Essen, wo die Versuche auch stattfinden. Sie werden in Gruppen in Glasterrarien gehalten. Die Mulle werden in 2 Gruppen eingeteilt. Den Mullen wird eine sogenannte osmotische Pumpe implantiert. Dabei handelt es sich um ein zylinderförmiges Gefäß von 3 cm Länge und einem Durchmesser von 0,7 cm, das mit einer Flüssigkeit gefüllt werden kann, die dann kontinuierlich abgegeben wird.

Die Mulle werden dazu durch Injektion von Narkosemitteln in einen Muskel narkotisiert. Aus einer Vene der Vorderpfote wird Blut abgenommen. Ihre Haut wird unterhalb der Schulterblätter rasiert und aufgeschnitten. Die osmotische Pumpe wird unter die Haut geschoben und die Haut wird vernäht. Bei einer Gruppe von Mullen enthält die osmotische Pumpe Schilddrüsenhormon in Flüssigkeit, bei der zweiten Gruppe Flüssigkeit ohne das Hormon. Zusätzlich wird die Bauchdecke der Tiere aufgeschnitten und ein Temperatursensor in die Bauchhöhle eingebracht. Der Sensor misst alle 20 Minuten die Körpertemperatur der Mulle.

Die Tiere werden über einen Zeitraum von 4 Wochen täglich gewogen und die Wärmeabgabe über ihre Haut wird mit einer Infrarotkamera untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die Tiere, die das Hormon erhalten haben, bis zu 20 % ihres Körpergewichts verlieren. Außerdem ist bei ihnen – im Gegensatz zu den Tieren, die nur Flüssigkeit ohne Hormon erhalten haben – die Körpertemperatur erhöht.

Zur Messung ihres Stoffwechsels wird den Mullen das Futter entzogen. Dann werden sie einzeln in eine kleine luftdichte Kammer der Maße 16 x 7 x 8 cm gesetzt, die aus Stahl besteht und einen Plexiglasdeckel hat, über den die Tiere beobachtet werden können. Die Kammer mit dem Mull wird dann in einem Wasserbad versenkt. Die Tiere werden über einen Schlauch mit Luft versorgt und in der Abluft wird der Gehalt an Sauerstoff gemessen. Dieser Versuch wird durchgeführt, bis sich die Mulle beruhigen und stabile Daten gemessen werden. Wenn sich ein Mull nicht beruhigt, wird der Versuch nach 2 Stunden abgebrochen.

Am Ende der Versuche werden die Mulle narkotisiert und es wird Blut aus einer Vene an der Vorderpfote genommen. Dann werden die Tiere enthauptet. Es werden verschiedene Gewebe und Organe entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Medizinische Fakultät der Universität Duisburg-Essen gefördert.

Bereich: Tierphysiologie, Hormon- und Stoffwechselphysiologie

Originaltitel: Low thyroxine serves as an upstream regulator of ecophysiological adaptations in Ansell’s mole-rats

Autoren: Patricia Gerhardt (1), Sabine Begall (2), Caroline Frädrich (3), Kostja Renko (4), Alexandra Heinrich (1), Josef Köhrle (3), Yoshiyuki Henning (1)*

Institute: (1) Institut für Physiologie, Universitätsklinikum Essen, Universität Duisburg-Essen, Virchowstr. 171, 45147 Essen, (2) Gruppe Allgemeine Zoologie, Fakultät für Biologie, Universität Duisburg-Essen, Universitätsstr. 5, 45117 Essen, (3) Institut für Experimentelle Endokrinologie, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Kooperationspartner der Freien Universität Berlin und Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (4) Bundesinstitut für Risikobewertung (BfR), Deutsches Zentrum zum Schutz von Versuchstieren (Bf3R), Berlin

Zeitschrift: Frontiers in Endocrinology 2024; 15: 1329083

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5745

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine Behörde in Nordrhein-Westfalen unter den Nummern AZ 81–02.04.2018.A166 und AZ 81–02.04.2022.A174 genehmigt. Die Ratten sind zum Zeitpunkt der Versuche 7 Tage alt und werden zusammen mit ihren Müttern am Deutschen Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE) gehalten.

In einer nicht näher beschriebenen Operation wird den Tieren unter Narkose die linke Halsschlagader, die das Gehirn mit Blut versorgt, abgebunden. Zwei Ratten sterben an diesem Eingriff. Die Ratten werden in eine luftdichte und temperierbare Kammer gelegt und dort für 90 Minuten mit 8 % Sauerstoff versorgt, was im Vergleich zum normalen Sauerstoffgehalt der Luft von 21 % viel zu wenig ist. Dabei wird ihre Körpertemperatur bei 36 °C gehalten, was mit einem in den Enddarm geschobenen Thermometer kontrolliert wird. Die Abkühlung erfolgt über eine Kühlmatte am Boden der Kammer. Zwei Gruppen von jungen Ratten wird die Testsubstanz Melatonin in etwas Flüssigkeit oder Flüssigkeit ohne die Substanz in die Bauchhöhle gespritzt. Dann wird ihre Körpertemperatur für 5 Stunden auf 37 °C gehalten.

9 der jungen Ratten sterben während oder nach der Unterversorgung mit Sauerstoff in der Kammer. Dann werden die überlebenden Ratten zurück zu ihren Müttern gebracht. Die anderen jungen Ratten erhalten lediglich die Narkose; sie dienen als Kontrollgruppe.

5, 12, 24, 36 und 48 Stunden nach der Hirnschädigung durch Sauerstoffmangel wird den jungen Ratten erneut die Testsubstanz Melatonin in die Bauchhöhle gespritzt. Ein Teil der Ratten erhält nur Flüssigkeit ohne Testsubstanz. Zu verschiedenen Zeitpunkten wird den Ratten Blut abgenommen.

5 und 24 Stunden nach der Hirnschädigung wird ein Teil der Ratten durch Injektion einer Überdosis eines Schlafmittels in die Bauchhöhle getötet. Teile des Gehirns werden entnommen, verflüssigt und untersucht.

Das Gehirn der Tiere wird 7 Tage nach der Hirnschädigung mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Am selben Tag wird ein Teil der Ratten getötet, indem ihnen eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt wird. Ihr Gehirn wird entnommen, in Scheiben geschnitten und untersucht. Der Verlust an Gehirngewebe beträgt je nach Gruppenzugehörigkeit für die geschädigte Gehirnhälfte im Schnitt bis zu 47 %.

An den Tagen 46 bis 48 nach der Hirnschädigung wird der sogenannte Catwalk-Test durchgeführt. Dabei gehen die Ratten über eine transparente Fläche und ihr Gangbild wird von unten mit einer Kamera aufgenommen und automatisch ausgewertet.

An den Tagen 53 bis 55 nach der Hirnschädigung wird jeweils eine Ratte 5 Minuten lang in eine Box gesetzt, in der sich ein ihr bekannter und ein unbekannter Gegenstand befinden. Es wird auf Video aufgenommen, wie oft sie sich welchem der beiden Gegenstände nähert und wie lange sie sich mit ihm beschäftigt.

60 Tage nach der Hirnschädigung werden die restlichen Tiere durch Einleiten eines Konservierungsmittels in ihr Herz getötet. Ihre Gehirne werden entnommen und untersucht.

Die Versuche wurden durch die Bill and Melinda Gates Foundation gefördert.

Bereich: Neugeborenenkunde, Hirnforschung

Originaltitel: Neuroprotective effect of melatonin in a neonatal hypoxia–ischemia rat model is regulated by the AMPK/mTOR pathway

Autoren: Efe Nacarkucuk, Maria E. Bernis, Anna-Sophie Bremer, Kora Grzelak, Margit Zweyer, Elke Maes, Hannah Burkard, Hemmen Sabir*

Institute: Neonatologie und Pädiatrische Intensivmedizin, Universitätsklinikum Bonn, Bonn und Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Venusberg-Campus 1, Gebäude 99, 53127 Bonn

Zeitschrift: Journal of the American Heart Association 2024; 13(19): e036054

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5744

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe, Referat 35, unter der Nummer AZ35-9185.81/G-289/18 genehmigt. Die Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Envigo (Venray, Niederlande). Sie werden in Gruppen von 4 Ratten in Plastikkäfigen ohne jegliche Beschäftigungsmöglichkeit gehalten.

In einem ersten Versuch werden 80 Ratten beiderlei Geschlechts in drei Gruppen aufgeteilt. Die Tiere der Gruppe 1 werden direkt nach ihrer Ankunft im Labor im Alter von 21 Tagen für einen Zeitraum von 3 Wochen einzeln in Plastikkäfigen gehalten. Für die sozialen Tiere stellt dies eine schwere Belastung dar. Nach Ablauf der 3 Wochen werden sie in Gruppen von 4 Tieren gehalten. Die Ratten der 2. Gruppe werden zunächst in Vierergruppen gehalten und dann ab ihrem 42. Lebenstag für 3 Wochen einzeln in Plastikkäfigen gehalten. Dann werden sie wieder in Gruppen gehalten.

Die 3. Gruppe dient der Kontrolle und wird durchgehend in Gruppen gehalten. Die Tiere werden zu den Zeitpunkten, in denen die anderen Gruppen nach Isolation wieder in Gruppenhaltung gehen, ebenfalls neu mit weiteren Ratten vergesellschaftet.

Beginnend ab ihrem 90. Lebenstag werden bei den Tieren aller drei Gruppen Verhaltenstests durchgeführt. Zwischen den einzelnen Tests liegen 2 Tage.

1. Im sogenannten Erhöhten Plus-Labyrinth Test werden die Ratten einzeln in eine aus zwei sich kreuzenden Segen bestehende Apparatur gesetzt, die sich 50 cm über dem Boden befindet. Das Kreuz bildet 4 Arme, von denen zwei offen sind und die anderen zwei über Seitenwände verfügen. Es wird für 5 Minuten beobachtet, ob sich die Ratten bevorzugt in den geschlossenen oder den offenen Armen aufhalten. Daraus wird auf ihre Ängstlichkeit geschlossen. Bei weiblichen Ratten wird im Anschluss an den Test ein vaginaler Abstrich genommen, um ihren Zyklus zu bestimmen.

2. Im Offenen-Feld-Test werden die Ratten einzeln auf eine von Seitenwänden umgebene Fläche der Maße 50 x 50 cm gesetzt. Dann wird 30 Minuten lang beobachtet, wie sie sich auf der Fläche bewegen und wo sie sich bevorzugt aufhalten.

3. Die Ratte wird für 5 Minuten in die Offenes-Feld Apparatur gesetzt. In der Apparatur befinden sich zwei identische Ikea Gläser. Die Ratte wird dann zurück in ihren Heimatkäfig gesetzt. Anschließend wird sie wieder in die Apparatur gesetzt, in der sich eines der ihr bekannten Gläser befindet und ein neues, anders geformtes Glas. Es wird dann beobachtet, wie lange die Ratte an dem neuen und dem bekannten Glas schnüffelt oder es erkundet.

4. Die Ratte wird zusammen mit einer ihr bekannten oder ihr unbekannten anderen Ratte in die Versuchsapparatur gesetzt. Es wird beobachtet, wie lange sie sich jeweils mit der anderen Ratte beschäftigt. Es wird festgestellt, dass Ratten die zuvor isoliert gehalten wurden, Schwierigkeiten haben, die ihnen bereits bekannten Ratten wiederzuerkennen.

5. Die Ratten werden einzeln in eine Apparatur gesetzt, deren Boden auf 52,5 °C geheizt ist. Es wird beobachtet nach wie langer Zeit die Ratten Anzeichen von Schmerzen zeigen, etwa die Pfoten heben und schütteln oder an ihnen lecken oder beginnen in der Apparatur zu springen. Der Versuch wird beendet, wenn die Ratten Schmerzen zeigen oder aber spätestens nach 30 Sekunden. Bei weiblichen Ratten wird im Anschluss an den Test ein vaginaler Abstrich genommen, um ihren Zyklus zu bestimmen. Es wird festgesellt, dass männliche Ratten, die zuvor isoliert gehalten wurden, früher Anzeichen von Schmerzen zeigen.

In einem weiteren Versuch werden 48 Ratten ebenso in Gruppen aufgeteilt und entweder ab ihrem 21. oder 22. Lebenstag drei Wochen lang einzeln gehalten. Der Versuch verläuft ebenso wie der erste Versuch, allerdings werden die Verhaltenstests nicht durchgeführt. Am Ende des Versuchs, die Ratten sind 90 Tage alt, werden die Ratten auf nicht erwähnte Art „benommen“ gemacht. Üblich ist dazu bspw. eine „leichte Narkose“ mit Kohlendioxid. Dann werden die Ratten mit einer Guillotine geköpft. Ihr Gehirn wird entnommen, eingefroren und später in Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Deutsche Zentrum für Psychische Gesundheit (DZPG) gefördert.

Bereich: Psychologie

Originaltitel: Isolated during adolescence: long-term impact on social behavior, pain sensitivity, and the oxytocin system in male and female rats

Autoren: Akseli P. Graf*, Anita C. Hansson, Rainer Spanagel

Institute: Institut für Psychopharmakologie, Medizinische Fakultät Mannheim, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, J 5, 68159 Mannheim

Zeitschrift: Biology of Sex Differences 2024; 15: 78

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5743

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit) genehmigt. Die weiblichen Ratten werden paarweise gehalten und stammen aus der Versuchstierzucht Harlan (Italien). Die Tiere werden gewogen und am Schwanz markiert. Wie dies geschieht, wird nicht erwähnt; üblich ist dafür eine Tätowierung.

Im Alter von 12 bis 13 Wochen wird den Ratten der Wirkstoff Lithiumchlorid oral, vermutlich mit einer Schlundsonde, verabreicht. Ab 14 Stunden später wird ihnen mehrfach ein Wirkstoff in die Bauchhöhle injiziert, solange, bis die Ratten wiederholte generalisierte Krampfanfälle erleiden. Dies soll einen an Epilepsie ähnelnden Zustand darstellen. 90 Minuten später wird den Ratten ein Beruhigungsmittel bis zu dreimal im Abstand von 15 Minuten in die Bauchhöhle gespritzt, um die Krampfanfälle zu beenden.

Alle 24 Tiere entwickeln generalisierte Krampfanfälle, eine Ratte stirbt 2 Stunden nach der Auslösung der Krampfanfälle. Drei weitere Ratten sterben innerhalb von 72 Stunden.

Nach den Krampfanfällen werden die Tiere dreimal am Tag per Hand mit püriertem Futter gefüttert. Zusätzlich wird ihnen eine zuckerhaltige Lösung unter die Haut gespritzt und sie werden warmgehalten, bis sie sich wieder selbstständig ernähren können.

24 Stunden nach dem Hervorrufen des Epilepsie-ähnlichen Zustands wird einem Teil der Ratten ein zu testender Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Die anderen Ratten erhalten Wasser ohne Wirkstoff in die Bauchhöhle verabreicht. Diese Injektionen finden über einen Zeitraum von 15 Tagen täglich statt.

Eine Woche nach dem Auslösen des Epilepsie-ähnlichen Zustands werden die Ratten mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert, dann wird ihnen eine radioaktive Markierungssubstanz in eine Vene des Schwanzes gespritzt. Direkt nach der Injektion wird die Narkose gestoppt und während sich der Marker in ihrem Körper verteilt, sind die Tiere für 35 bis 30 Minuten wach, bevor sie erneut mit dem gasförmigen Narkosemittel betäubt werden. Dann wird ihr Gehirn mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Ähnlich werden die Ratten 14 Tage und 21 Tage nach dem Auslösen der Krampfanfälle behandelt, allerdings wird ein anderer radioaktiver Marker verwendet.

Ein und zwei Wochen nach dem Auslösen des Epilepsie-ähnlichen Zustands werden die Tiere verschiedenen Verhaltenstests unterzogen.

Im Annäherungs-Reaktions-Test wird ein Stift langsam in Richtung des Gesichts des Tieres bewegt und es wird die Reaktion des Tieres beobachtet.

Im Lärmtest wird mit einem Klicker einige Zentimeter über dem Kopf der Tiere ein Klickgeräusch erzeugt. Die Reaktionen auf das Geräusch werden bewertet.

In einem anderen Test werden die Ratten vom Experimentator umfasst und hochgenommen. Es wird dann bewertet, ob sich das Tier einfach hochnehmen lässt oder schwierig, weil es zum Beispiel die Hand angreift. Die Verhaltenstests werden von verschiedenen Experimentatoren viermal im Abstand von einer Stunde durchgeführt.

Fünf Wochen nach dem Auslösen des Epilepsie-ähnlichen Zustands werden die Ratten einzeln in Käfige gesetzt, in denen zwei Wasserflaschen hängen, eine mit Wasser gefüllt, die andere mit gesüßter Flüssigkeit. Es wird ermittelt, ob und wie stark die Ratten das gesüßte Wasser bevorzugen.

12 Wochen nach dem Auslösen des Epilepsie-ähnlichen Zustands werden die Ratten narkotisiert und ihr Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Es wird eine Elektrode in einen bestimmten Bereich des Gehirns geschoben, wozu Kopfhaut und Schädelknochen geöffnet werden müssen. Die Elektrode wird mit zahnmedizinischem Klebstoff am Schädel befestigt. Eine weitere in den Schädel geschraubte Schraube dient als Erdung. Zusätzlich wird eine Messvorrichtung mit drei weiteren Schrauben im Schädel verankert.

Eine Woche später werden die Ratten einzeln in Plexiglaskäfige gesetzt. Kabel werden an die an ihrem Kopf befestigten Messvorrichtungen angeschlossen. Die Aktivität des Gehirns wird nun über einen Zeitraum von zwei Wochen beobachtet und die Ratten werden auf Video aufgenommen. Alle Krampfanfälle, die die Tiere in dieser Zeit haben, werden aufgenommen und bewertet. Im Schnitt erleiden die Tiere bis zu über 5 Krampfanfälle pro Tag. Die Messung wird nur zum Wiegen der Tiere, zum Reinigen des Käfigs oder wenn die Kabel neu befestigt werden, unterbrochen. Vier Ratten verlieren die am Schädel befestigte Messvorrichtung.

Das weitere Schicksal der Ratten wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Medizinische Hochschule Hannover gefördert. Ein Co-Autor wird durch die Europäische Union, ein weiterer durch die Studienstiftung des Deutschen Volkes und ein dritter durch die Konrad-Adenauer-Stiftung gefördert.

Bereich: Epilepsieforschung

Originaltitel: PET imaging identifies anti-inflammatory effects of fluoxetine and a correlation of glucose metabolism during epileptogenesis with chronic seizure frequency

Autoren: Marion Bankstahl (1,2,3)*, Ina Jahreis (2,4), Bettina J. Wolf (2,4,5), Tobias L. Ross (4), Jens P. Bankstahl (4), Pablo Bascuñana (4,5,6,7)

Institute: (1) Institut für Versuchstierkunde und Zentrales Tierlaboratorium, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Straße 1, 30625 Hannover, (2) Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (3) Biologische Wissenschaften und Pathobiologie, Institut für Pharmakologie, Veterinärmedizinische Universität Wien, Wien, Österreich, (4) Klinik für Nuklearmedizin, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (5) Institute for Auditory Neuroscience, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (6) Brain Mapping Unit, Instituto de Investigación Sanitaria Hospital Clínico San Carlos (IdISCC), Madrid, Spanien, (7) Department of Nuclear Medicine, Instituto de Investigación Sanitaria Hospital Clínico San Carlos (IdISCC), Madrid, Spanien

Zeitschrift: Neuropharmacology 2024; 261: 110178

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5742

Versuchsbeschreibung: Versuche mit Insekten erfordern keine Genehmigung. Die Raupen stammen aus der Zucht der Universität Gießen.

Die Raupen werden mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert und in einer Haltevorrichtung auf nicht genannte Art fixiert. Die Experimentatoren berichten, dass die Raupen 1 bis 2 Minuten nach der Narkose wieder aufwachen. Einem Teil der narkotisierten Tiere wird Flüssigkeit, die ein auf Nanopartikeln beruhendes Kontrastmittel beinhaltet, in ein Gefäß des Rückens, welches dem Herz entspricht, injiziert. Anderen Tieren wird die Flüssigkeit in den Darm injiziert. Die Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Injektion (nach 1 oder 24 Stunden) mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

Weiteren Raupen wird das Kontrastmittel ebenfalls in den Darm injiziert. Dann wird über einen Zeitraum von 24 Stufen der Kot der Tiere gesammelt und untersucht.

Das weitere Schicksal der Raupen wird nicht erwähnt.

Zusätzlich werden Versuche mit Immunzellen von Mäusen durchgeführt, wofür Mäusen Blut aus der unteren Hohlvene abgenommen wird. Da sich diese Vene innerhalb des Bauch- bzw. Brustkorbs befindet, werden die Tiere dafür vermutlich getötet. Die Mäuse werden an der Universität Düsseldorf gehalten.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Alexander von Humboldt-Stiftung und das Dutch Research Council (Niederlande) gefördert.

Bereich: Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Biodegradable polyphosphoester micelles act as both background-free 31P magnetic resonance imaging agents and drug nanocarriers

Autoren: Olga Koshkina (1)*, Timo Rheinberger (1), Vera Flocke (2), Anton Windfelder (3,4), Pascal Bouvain (2), Naomi M. Hamelmann (5), Jos M. J. Paulusse (5), Hubert Gojzewski (1), Ulrich Flögel (2)*, Frederik R. Wurm (1)*

Institute: (1) Sustainable Polymer Chemistry Group, Department of Molecules and Materials, MESA+ Institute of Nanotechnology, Faculty of Science and Technology, University of Twente, Enschede, Niederlande, (2) Experimental Cardiovascular Imaging, Institut für Molekulare Kardiologie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (3) Abteilung Bioressourcen, Fraunhofer-Institut für Molekularbiologie und Angewandte Ökologie IME, Gießen, (4) Labor für Experimentelle Radiologie, Klinik für Diagnostische und Interventionelle Radiologie Justus-Liebig-Universität Gießen, Klinikstr. 33, 35392 Gießen, (5) Biomolecular Nanotechnology Group, Department of Molecules and Materials, MESA+ Institute of Nanotechnology, University of Twente, Enschede, Niederlande

Zeitschrift: Nature Communications 2023; 14: 4351

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5741

Versuchsbeschreibung: Versuche mit Insekten erfordern keine Genehmigung. Die Raupen stammen aus der Zucht der Universität Gießen. Es werden Raupen im letzten Larvenstadium kurz vor der Verpuppung eingesetzt; die Tiere sind zu diesem Zeitpunkt etwa 6,7 cm lang. Die Raupen werden mit einer künstlichen würfelförmigen Nahrung ernährt.

In einer ersten Versuchsreihe werden nach einem einstündigen Nahrungsentzug den Raupen Nahrungswürfel, die mit verschiedenen Flüssigkeiten getränkt wurden, angeboten. Ein Teil der Raupen erhält 12 Stunden lang Nahrung, der ein Bakterium zugesetzt wurde, das in biologischen Schädlingsbekämpfungsmitteln enthalten ist und bei Insekten schwere Darmentzündungen verursacht. Bei einem Teil der Raupen wird zusätzlich zu dem Bakterium ein Antibiotikum dem Futter zugemischt. Anderen Raupen werden über das Futter andere Bakterien oder eine Substanz, die Darmentzündungen hervorruft, verabreicht. Eine weitere Gruppe von Raupen erhält Futter ohne Zusätze.

In einem weiteren Versuch werden den Raupen 4 Tage lang mit Futterwürfeln gefüttert, die mit Bakterien versetzt sind. Für mindestens 272 Raupen wird dann beobachtet, wie viele von ihnen in einem Zeitraum von bis zu 3 Wochen aufgrund der verabreichten Bakterien sterben.

In weiteren Versuchen werden Raupen Futterwürfel mit verschiedenen Mengen einer Substanz gegeben und ein Teil der Raupen erhält auch noch einen weiteren Wirkstoff. Für über 200 Raupen, die so behandelt wurden, wird das Gewicht und das Überleben beobachtet. Dabei wird festgestellt, dass die verabreichte Substanz dazu führt, dass die Raupen weniger zunehmen, und dass bei der höchsten untersuchten Substanzmenge alle Tiere nach 15 Tagen sterben. In einem weiteren Versuch wird einem Teil der Raupen nach der Fütterung entzündungsverursachender Bakterien oder Substanzen ein entzündungshemmendes Medikament gespritzt. Eine Gruppe von Raupen erhält nur eine Injektion von Flüssigkeit ohne Wirkstoff; sie dient als Kontrollgruppe.

12, 36 und 42 Stunden später werden die Raupen mit einem bildgebenden Verfahren (Computertomographie) untersucht. Damit die Raupen sich nicht mehr bewegen können, werden sie auf Eis gekühlt. Dann wird ihnen ein Kontrastmittel in ein am Rücken verlaufendes Gefäß, welches dem Herz entspricht, gespritzt. Anderen Raupen wird das Kontrastmittel bereits vorab über einen Zeitraum von 12 Stunden mit dem Futter verabreicht. Die durch Kälte bewegungsunfähigen Raupen werden mit einem Klebeband auf einer Pappe fixiert. Nach der Kontrastmittelgabe werden die Raupen mit einem bildgebenden Verfahren (Computertomographie, Magnetresonanztomographie oder Positronenemissionstomographie) untersucht. Dabei wird untersucht, wie stark die Darmwand als Reaktion auf die Entzündung anschwillt.

Es werden mindestens 808 Raupen, denen vorab verschiedene Bakterien und/oder Wirkstoffe verabreicht wurden, mit den verschiedenen bildgebenden Verfahren untersucht. Raupen, die sich bei der bildgebenden Untersuchung so stark bewegen, dass das Kontrastmittel nach der Injektion austritt, werden in der Auswertung des Versuchs nicht berücksichtigt.

In weiteren Versuchen werden die Raupen mit einem gasförmigen Narkosemittel betäubt, bevor sie mit bildgebenden Verfahren untersucht werden, wobei sie für einen Teil der Untersuchungen vollständig in ein Gel eingebettet werden.

In weiteren Versuchen wird der isolierte Darm der Tiere mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Wie die Raupen für die Entfernung des Darms getötet werden, wird nicht erwähnt. Zusätzlich werden der Kopf, das Fettgewebe und die Körperflüssigkeit (Hämolymphe) entnommen und untersucht.

Für 24 Raupen, die mit Bakterien versetztes Futter oder Futter ohne Zusätze erhalten haben, werden sogenannte Überlebenskurven ermittelt. Dabei wird beobachtet, dass von den Raupen, die das in Schädlingsbekämpfungsmitteln enthaltene Bakterium erhalten, fast alle vor dem Erreichen des Puppenstadiums sterben.

Weiteren 55 Raupen wird ein weniger gefährliches Bakterium über das Futter verabreicht und 118 Raupen wird Antibiotikum mit oder ohne Bakterium oder aber Bakterien ohne Antibiotika verabreicht. Für diese Tiere wird ebenfalls beobachtet, wie lange sie überleben und wann sie sterben.

In einem weiteren Versuch werden 116 Raupen in einem früheren Larvenstadium (L2) mit Futter gefüttert, das die Bakterien oder die Chemikalie enthalten, die Darmentzündungen verursachen, oder mit Futter ohne Zusatz. Dann wird beobachtet, wie lange die Tiere überleben. Von den 40 Raupen, die das Bakterium erhalten haben, stirbt die letzte 5 Tage später.

Was mit den Raupen geschieht, die die Versuche überleben, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und die National Institutes of Health (NIH, USA) gefördert.

Bereich: Gastroenterologie

Originaltitel: High-throughput screening of caterpillars as a platform to study host–microbe interactions and enteric immunity

Autoren: Anton G. Windfelder (1,2,3), Frank H. H. Müller (4), Benedict Mc Larney (5,6), Michael Hentschel (7), Anna Christina Böhringer (8), Christoph-Rüdiger von Bredow (9), Florian H. Leinberger (1), Marian Kampschulte (3), Lorenz Maier (7), Yvette M. von Bredow (1), Vera Flocke (10), Hans Merzendorfer (8), Gabriele A. Krombach (11), Andreas Vilcinskas (2,12), Jan Grimm (5,6,13,14,15), Tina E. Trenczek (1)*, Ulrich Flögel (10)*

Institute: (1) Institut für Allgemeine Zoologie und Entwicklungsbiologie, Zelluläre Erkennungs- und Abwehrmechanismen, Justus-Liebig-Universität Gießen, Stephanstraße 24, 35390 Gießen, (2) Abteilung Bioressourcen, Fraunhofer-Institut für Molekularbiologie und Angewandte Ökologie IME, Ohlebergsweg 12, 35392 Gießen, (3) Labor für Experimentelle Radiologie, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen, (4) Radiologie und Nuklearmedizin Ludwigshafen, Ludwigshafen, (5) Molecular Pharmacology Program, Memorial Sloan Kettering Cancer Center, New York, USA, (6) Molecular Imaging and Therapy Service, Memorial Sloan Kettering Cancer Center, New York, USA, (7) Universitätsklinik für Nuklearmedizin, Inselspital Bern, Bern, Schweiz, (8) Department Chemie und Biologie, Naturwissenschaftlich-Technische Fakultät, Universität Siegen, Siegen, (9) Professur für Angewandte Zoologie, Fakultät Biologie, Technische Universität Dresden, Dresden, (10) Experimental Cardiovascular Imaging, Institut für Molekulare Kardiologie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (11) Klinik für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinikum Gießen, Gießen, (12) Institut für Insektenbiotechnologie, Arbeitsgruppe Angewandte Entomologie, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen, (13) Pharmacology Department, Weill Cornell Medical College, New York, USA, (14) Department of Radiology, Memorial Sloan Kettering Cancer Center, New York, USA, (15) Department of Radiology, Weill Cornell Medical Center, New York, USA

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13:7216

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5740

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) Berlin unter der Nummer G 0210/18 genehmigt. Die Schafe sind weiblich und werden in Gruppen von mindestens 3 Tieren gehalten. Sie werden in 4 Gruppen aufgeteilt und erhalten eine Ohrmarke.

Die Schafe werden in Narkose versetzt, in Seitenlage gebracht, ihr Vorderkopf wird rasiert und die Haut wird auf der Stirn L-förmig aufgeschnitten. Haut und darunter liegendes Gewebe werden zur Seite geschoben. Die Knochenhaut wird eingeschnitten und vom Knochen gelöst. In den freiliegenden Schädelknochen wird ein rechteckiges Knochenstück von 1 x 2 cm Größe herausgesägt und das entstehende Loch am Rand um 3 mm erweitert. Rund um das wieder eingesetzte Knochenstück entsteht so eine 3 mm breite Lücke zum restlichen Schädel. Bei jedem Schaf wird das Knochenstück mit 2 länglichen Metallplatten befestigt, die mit Schrauben in zuvor in den Knochen gebohrten Löchern fixiert werden. Die Schafe der Gruppe 1 und 2 erhalten Metallplatten aus Titan, Tiere der Gruppe 3 und 4 Platten aus Magnesium. Nach dem Einsetzen der Metallimplantate werden Gewebe und Haut vernäht und mit einem Pflaster abgedeckt. Die Schafe erhalten über mehrere Tage Schmerzmittel und Antibiotika.

Nach der Operation entwickelt ein Teil der Tiere Schwellungen im Operationsbereich. Bei einem Schaf öffnet sich die Wundnaht und bei einem weiteren Schaf bildet sich ein Abszess; diese beiden Tiere müssen erneut operiert werden.

Den Schafen der Gruppe 1 und 3 wird ein und drei Wochen nach der Operation jeweils ein Farbstoff unter die Haut injiziert. Die Tiere der Gruppe 2 und 4 erhalten fünf, acht und elf Wochen nach der Operation ebenfalls jeweils eine Farbstoffinjektion. Die Farbstoffe sollen den sich neu bildenden Knochen anfärben. Ungefähr zwei Wochen nach der Operation wird der Kopf der Schafe geröntgt.

Vier Wochen nach der Operation werden die Tiere der Gruppen 1 und 3 getötet, die Tiere der Gruppen 2 und 4 werden acht Wochen später ebenfalls getötet. Zur Tötung wird den Schafen ein hochdosiertes Narkosemittel gespritzt. Wenn ihre Atmung aussetzt, wird ihnen Kaliumchlorid injiziert, wodurch es zum Herzstillstand kommt. Den Schafen wird ein Stück des Schädels entnommen, welches das freigesägte rechteckige Knochenstück und die Metallimplantate enthält.

Die Arbeiten wurden durch die Karl Leibinger Medizintechnik GmbH & Co. KG gefördert.

Bereich: Knochenchirurgie

Originaltitel: Titanium versus plasma electrolytic oxidation surface-modified magnesium miniplates in a forehead secondary fracture healing model in sheep

Autoren: Paulina Herzog (1)*, Carsten Rendenbach (1)*, Marta Turostowski (1), Agnes Ellinghaus (2), Ana Prates Soares (1,2), Max Heiland (1),Georg N. Duda (2), Katharina Schmidt-Bleek (2), Heilwig Fischer (1,3,4)

Institute: (1) Klinik für Mund-, Kiefer-, Gesichtschirurgie, Charité – Universitätsmedizin, Kooperationspartner der Freien Universität Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin und Berlin Institute of Health, Mittelallee 2, 13353 Berlin, (2) Julius Wolff Institut, Berlin Institute of Health, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (3) Centrum für Muskuloskeletale Chirurgie, Charité – Universitätsmedizin, Kooperationspartner der Freien Universität Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin and Berlin Institute of Health, Berlin, (4) BIH Charité Clinician Scientist Programm, BIH Biomedical Innovation Academy, Berlin Institute of Health, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin

Zeitschrift: Acta Biomaterialia 2024; 185: 98-110

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5739