Ihre Abfrage

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit unter der Nummer 33.19-42502-05-17A206 genehmigt. Durchgeführt werden sie am Institut für Parasitologie in Hannover, wo die Tiere auch gehalten werden. Ein Teil der Tiere wurde zuvor bereits in Versuchen eingesetzt, in denen sie mit anderen Parasiten infiziert wurden.

Die Tiere werden paarweise gehalten. Die Katzen werden in Innenhaltung gehalten und ihnen wird Beschäftigungsmaterial wie Spielzeug und Kratzmöglichkeiten zur Verfügung gestellt. Die Hunde haben Zugang zu einem betonierten Außenbereich und erhalten ebenfalls Spielzeug. Acht Katzen im Alter von 4 Monaten bis 12 Jahren werden mit einem Hakenwurm (Ancylostoma tubaeforme) infiziert, indem ihnen Larven des Wurms oral verabreicht werden. Wie dies geschieht, wird nicht beschrieben. Die Hakenwürmer können unter anderem Blutarmut, Durchfall und Entwicklungsverzögerungen verursachen. Konkrete Symptome der in diesem Versuch eingesetzten Katzen werden nicht genannt.

Drei der Katzen aus dem Versuch mit dem Hakenwurm (7 Monate alt) und zwei weitere, 3 Monate alte Katzen werden später mit einem Rundwurm (Toxocara cati) infiziert, indem ihnen Eier des Parasiten oral verabreicht werden. Die Symptome dieser Infektion treten üblicherweise bei Jungtieren auf und umfassen Durchfall, Erbrechen, Wachstumsstörungen und Bauchbeschwerden bis zu einem Darmverschluss. Die Symptome der in dieser Studie eingesetzten Katzen werden nicht genannt.

Sieben Hunden im Alter von 5 Monaten bis 5 Jahren werden Larven eines Hakenwurms (Uncinaria Stenocephala) oral verabreicht. Der Parasit kann vor allem bei Jungtieren zu Durchfällen führen. Ein weiterer Hund wird nicht infiziert, lebt aber mit einem infizierten Hund zusammen.

Von den Katzen und Hunden werden über einen Zeitraum von bis zu 102 Tagen jeden 2. Tag Kotproben gesammelt und analysiert.

Es wird festgestellt, dass auch der Hund, der nicht infiziert wurde, 30 Tage nach Beginn des Versuchs Hakenwurm-Eier ausscheidet. Bei zwei Hunden tritt während der Versuche eine Infektion mit einem anderen Parasiten aus früheren Infektionsversuchen erneut auf, obwohl die Tiere zuvor entwurmt wurden.

Die Veröffentlichung der Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Tierärztliche Hochschule Hannover finanziell unterstützt.

Bereich: Veterinärparasitologie, Tiermedizin, Diagnostik

Originaltitel: Evaluation of a commercial coproantigen immunoassay for the detection of Toxocara cati and Ancylostoma tubaeforme in cats and Uncinaria stenocephala in dogs

Autoren: Daniela Hauck (1), Katharina Raue (1), Katrin Blazejak (1), Rita M. Hanna (2), David A. Elsemore (2), Nikola Pantchev (3), Christina Strube (1)*

Institute: (1) Institut für Parasitologie, Zentrum für Infektionsmedizin, Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 17, 30559 Hannover, (2) IDEXX Laboratories Inc, Westbrook, USA, (3) IDEXX Laboratories, Kornwestheim

Zeitschrift: Parasitology Research 2022: doi.org/10.1007/s00436-022-07715-0

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5501

Versuchsbeschreibung: Die Versuche mit Frettchen und Hamstern werden am Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald, Insel Riems durchgeführt und durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) des Bundeslands Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer LVL MV TSD/7221.3-1-004/21 genehmigt. Die Hamster stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs, die Frettchen wurden am Friedrich-Loeffler-Institut gezüchtet.

Sechs Goldhamster werden mit einer Inhalationsnarkose narkotisiert. Dann wird ihnen Flüssigkeit, die zwei verschiedene SARS-CoV-2 Viren der Alpha- und Delta-Variante enthält, in die Nase geträufelt. Einen Tag später werden 6 weitere Hamster zu den zuvor infizierten Tieren gesetzt. Die durch Einträufeln der Viren in die Nase infizierten Hamster werden 3 Tage später auf nicht genannte Weise getötet und ihre Organe werden untersucht. In den Käfigen werden sie durch 6 neue Hamster ersetzt.

Zusätzlich wird der Versuch auch mit Hamstern durchgeführt, denen die Delta- und Omikron-BA.1 Variante des SARS-CoV-2 Virus in die Nase geträufelt wird. Auch hier werden wie oben beschrieben zu verschiedenen Zeitpunkten neue Hamster in den Käfig gesetzt. Die Ansteckung der Hamster untereinander wird beobachte, indem Proben aus der Nase der Tiere genommen werden. Dazu werden die Tiere narkotisiert, dann wird ihnen Flüssigkeit in die Nase geträufelt, die aus der Nase auslaufende Flüssigkeit wird aufgefangen und analysiert. Dies geschieht täglich für 9 Tage und für weitere 12 Tage an jedem 2. Tag. Dann werden die Tiere getötet und ihr Lungengewebe untersucht. Tiere, die während des Versuchs mehr als 20 % ihres Körpergewichts verlieren, werden bereits zuvor getötet. Dies betrifft 11 Hamster.

12 Frettchen, die jeweils paarweise in Käfigen leben, werden in einem ähnlichen Versuch eingesetzt. Jeweils eines der Frettchen wir aus dem Käfig genommen und es wird unter Narkose eine Mischung aus zwei SARS-CoV-2-Varianten in die Nase geträufelt. 24 Stunden nach der Infektion werden die Frettchen zurück zu den nicht infizierten Tieren in die Käfige gesetzt. Bei allen Frettchen wird in den folgenden 8 Tagen täglich unter Narkose die Nase gespült, danach wird die Prozedur alle 2 Tage vorgenommen. 21 Tage nach der Infektion werden die Tiere getötet.

In einem weiteren Versuch werden 12 Frettchen in miteinander verbundenen Käfigen gehalten. Neun der Tiere werden narkotisiert und ihnen wird entweder die Delta- oder die Omikron Variante von SARS-CoV-2 in etwas Flüssigkeit in die Nase geträufelt. 24 Stunden nach der Infektion werden die Tiere zurück in den Gemeinschaftskäfig gegeben. Allen Tieren wird 8 Tage lang täglich und danach alle 2 Tage unter Narkose die Nase gespült. 6 Tage nach der Infektion werden 6 der Frettchen auf nicht genannte Art getötet und ihre Organe werden untersucht. Den anderen Frettchen wird 14 Tage nach der Infektion Blut abgenommen, dann werden auch sie getötet.

Zusätzlich werden auch Versuche mit Mäusen durchgeführt, die am Institut für Virologie und Immunologie der Universität Bern stattfinden, wo die Mäuse auch „produziert“ werden. Diese Versuche werden vom Kanton Bern genehmigt (Nr. BE43/20). Die Mäuse werden ab sieben Tage vor Versuchsbeginn einzeln in Käfigen gehalten. Die Mäuse sind gentechnisch so verändert, dass sie ein menschliches Protein auf ihren Zellen tragen, so dass der Virus SARS-CoV-2 in der Lage ist, ihre Zellen zu infizieren. Ein Teil der Mäuse wird narkotisiert und ihnen werden entweder Viren der Delta- oder der Omikron-Variante oder eine Mischung beider Varianten in die Nase geträufelt. In einem weiteren Versuch werden die Mäuse zunächst mit einem mRNA-Impfstoff geimpft. 5 Wochen nach der Impfung wird den geimpften Tieren und einer Gruppe von ungeimpften Tieren eine von drei Virus-Varianten in die Nase geträufelt. Alle Mäuse werden täglich gewogen und es werden Abstriche aus dem Rachen genommen. Die Tiere werden 2 oder 6 Tage nach der Infektion getötet und ihre Organe werden untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft (BMEL), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Lungenliga Bern, die Swiss National Science Foundation (SNSF) und die Europäische Kommission gefördert.

Bereich: Corona-Forschung, Virologie, Infektionsforschung

Originaltitel: The spike gene is a major determinant for the SARS-CoV-2 Omicron-BA.1 phenotype

Autoren: G. Tuba Barut (1,2), Nico Joel Halwe (3), Adriano Taddeo (1,2), Jenna N. Kelly (1,2,4,5), Jacob Schön (3), Nadine Ebert (1,2), Lorenz Ulrich (3), Christelle Devisme (1,2), Silvio Steiner (1,2), Bettina Salome Trüeb (1,2), Bernd Hoffmann (3), Inês Berenguer Veiga (1,2), Nathan Georges François Leborgne (1,2), Etori Aguiar Moreira (1, 2), Angele Breithaupt (6), Claudia Wylezich (3), Dirk Höper (3), Kerstin Wernike (3), Aurélie Godel (1,2), Lisa Thomann (1,2), Vera Flück (1,2), Hanspeter Stalder (1,2), Melanie Brügger (1,2), Blandina I. Oliveira Esteves (1,2), Beatrice Zumkehr (1,2), Guillaume Beilleau (1,2,7), Annika Kratzel (1,2), Kimberly Schmied (1,2), Sarah Ochsenbein (1,2), Reto M. Lang (1,2,7), Manon Wider (8), Carlos Machahua (9,10), Patrick Dorn (11,12), Thomas M. Marti (11, 12), Manuela Funke-Chambour (9,10), Andri Rauch (4,13), Marek Widera (14), Sandra Ciesek (14), Ronald Dijkman (4,5,8), Donata Hoffmann (3), Marco P. Alves (1,2,4)*, Charaf Benarafa (1,2,4)*, Martin Beer (3,5)*, Volker Thiel (1,2,4,5)*

Institute: (1) Institut für Virologie und Immunologie, Universität Bern, Bern, Schweiz, (2) Departement für Infektionskrankheiten und Pathobiologie, Vetsuisse-Fakultät, Universität Bern, Länggassstrasse 122, 3012 Bern, Schweiz, (3)* Institut für Virusdiagnostik, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, (4) Multidisciplinary Center for Infectious Diseases, Universität Bern, Bern, Schweiz, (5) European Virus Bioinformatics Center, Jena, (6) Abteilung für experimentelle Tierhaltung und Biosicherheit, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald-Insel Riems, Greifswald, (7) Graduate School for Cellular and Biomedical Sciences, Universität Bern, Bern, Schweiz, (8) Institut für Infektionskrankheiten, Universität Bern, Bern, Schweiz, (9) Universitätsklinik für Pneumologie, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (10) Universitätsklinik für Pneumologie, Department for BioMedical Research, Universität Bern, Bern, Schweiz, (11) Universitätsklinik für Thoraxchirurgie, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (12) Department for BioMedical Research, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (13) Universitätsklinik für Infektiologie, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (14) Institut für Medizinische Virologie, Universitätsklinikum Frankfurt, Goethe-Universität Frankfurt, Frankfurt am Main

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 5929

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5500

Versuchsbeschreibung: Zwei verschiedene Japanwachtel-Zuchtlinien werden über 2 Generationen gekreuzt, woraus 920 Wachteln der sogenannten F2-Generation entstehen, von denen 758 in den vorliegenden Versuchen eingesetzt werden.

Ab einem Alter von 10 Tagen erhalten die Tiere ein Futter aus Mais und Sojabohnen, welches nur wenig Phosphor enthält. Außerdem werden sie einzeln in sogenannten metabolischen Käfigen gehalten, um Futteraufnahme und Exkremente individuell bestimmen zu können. Diese Haltung ist nicht artgerecht für Wachteln, die natürlicherweise in Gruppen leben. Die Menge des aufgenommenen Phosphors wird über die Menge des aufgenommenen Futters bestimmt. Um die Verwertung des Phosphors zu bestimmen, wird der Kot der Tiere gesammelt und analysiert. Die Tiere werden mehrfach gewogen und die Gewichtszunahme ermittelt.

An ihrem 15. Lebenstag werden die Wachteln auf nicht genannte Art getötet. Teile des Dünndarms werden entnommen und die darin enthaltenen Bakterien werden untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tierernährung, Tierzucht, Nutztierwissenschaften

Originaltitel: Composition of the ileum microbiota is a mediator between the host genome and phosphorus utilization and other efficiency traits in Japanese quail (Coturnix japonica)

Autoren: Valentin Haas*, Solveig Vollmar, Siegfried Preuß, Markus Rodehutscord, Amélia Camarinha-Silva, Jörn Bennewitz

Institute: Institut für Nutztierwissenschaften, Universität Hohenheim, Garbenstr. 17, 70599 Stuttgart

Zeitschrift: Genetics Selection Evolution 2022; 54: 20

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5499

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine Behörde des Landes Nordrhein-Westfalen genehmigt. Die erwachsenen Tauben stammen von einem örtlichen Züchter. Sie werden narkotisiert, ihr Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt, die Kopfhaut wird aufgeschnitten und eine Haltestange mit Zahnzement am Schädelknochen befestigt. Außerdem wird aus Kunststoff eine Mulde auf dem Schädel geformt, durch die später Elektroden in das Gehirn der Tiere gestoßen werden können.

Nach der Operation dürfen die Tiere sich für eine Woche erholen, dann beginnt ihr Training. Dazu befinden sie sich in einem dunklen Raum und ihr Kopf wird mit der Haltestange fixiert. 5 cm vor ihren Augen befinden sich kleine Lampen, die so angebracht sind, dass die Tiere jede Lampe nur mit einem Auge sehen können. Damit die Tiere beim Training kooperieren, wird am Nachmittag des Vortages die Wasserschale aus dem Käfig entfernt. So sollen die Tauben durch Durst dazu gebracht werden, für ein wenig Flüssigkeit beim Training das gewünschte Verhalten zu zeigen. Im Anschluss an das Training erhalten die Tauben für einige Stunden Zugang zu Wasser. Nur an Tagen, an denen kein Training stattfindet, dürfen die Tauben ausreichend trinken.

Den Tieren wird beigebracht, vier verschiedene Farben zu unterscheiden. Auf eine bestimmte Farbe (unterschiedlich für jedes Auge und jedes Tier) sollen sie innerhalb von 3 Sekunden mit einer Kieferbewegung reagieren, auf eine andere Farbe sollen sie nicht reagieren. Eine korrekte Reaktion auf die richtige Farbe wird mit ein wenig Flüssigkeit belohnt. Nach dem Zeigen einer falschen Farbe erhalten die Tiere keine Belohnung, egal ob sie wie gewünscht oder unerwünscht reagieren. Unerwünschtes Verhalten führt aber dazu, dass die falsche Farbe länger gezeigt wird und dadurch für längere Zeit keine Belohnung in Form von Wasser in Aussicht steht. In einer Trainingseinheit wird den Tieren jeweils 20 Mal jede der 4 Farben gezeigt.

Sobald die Tiere in 85 % der Tests wie gewünscht reagieren, werden die Tiere erneut operiert. In Narkose wird der Schädel im Bereich der Kunststoffmulde geöffnet (aufgebohrt) und die Elektroden werden im Gehirn positioniert. Nach der Operation dürfen sich die Tiere für eine Woche erholen, dann werden sie erneut wie oben beschrieben trainiert, bevor die eigentlichen Messungen starten. Während der Versuche wird dann über die in das Gehirn gesteckten Elektroden die Aktivität der Nervenzellen in bestimmten Gehirnarealen gemessen.

Nachdem die Versuche abgeschlossen sind, werden die Tauben narkotisiert, dann wird ihnen eine Nadel ins Herz gestoßen, durch die eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt wird, woran die Tiere sterben. Das Gehirn wird entnommen und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG)und die National Natural Science Foundation of China gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Sehforschung

Originaltitel: “Prefrontal” neuronal foundations of visual asymmetries in pigeons

Autoren: Qian Xiao (1,2)*, Onur Güntürkün (1)*

Institute: (1) Abteilung Biopsychologie, Institut für Kognitive Neurowissenschaft, Fakultät für Psychologie, Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44801 Bochum, (2) Laboratory of Interdisciplinary Research, Institute of Biophysics, Chinese Academy of Sciences, Peking, China

Zeitschrift: Frontiers in Physiology 2022; 13: 882597

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5498

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) des Bundeslands Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer 7221.3-1-075/16 genehmigt.

Die 20 Enten werden im Alter von 4 Wochen gekauft. Den Tieren wird auf nicht genannte Weise Blut abgenommen, um zu prüfen, ob sie bereits mit einem von Zecken übertragenen Virus, welcher eine Gehirnentzündung (Enzephalitis) verursacht, Kontakt hatten. Zusätzlich werden die Enten mit einem Antibiotikum gegen Salmonellen behandelt.

Im Alter von 6 Wochen wird 19 Enten ein Virus, der eine Gehirnentzündung verursacht, in Flüssigkeit gelöst unter die Haut der Kniefalte gespritzt. Eine weitere Ente wird nicht infiziert und dient als Kontrolle. In den folgenden 21 Tagen werden die Tiere täglich auf Symptome geprüft, es wird siebenmal Blut abgenommen, an 9 Tagen werden Abstriche aus dem Rachen und der Kloake genommen und die Tiere werden 11 Mal gewogen. 8 Tage nach der Infektion wird eine der Enten auf nicht genannte Art getötet, weil sie unter Gelenkschwellungen und einer Hautentzündung an den Füßen leidet. 21 Tage nach der Infektion werden auch die restlichen Enten auf nicht genannte Art getötet. Es werden Gewebeproben aus dem Gehirn, der Leber, und weiteren Organen entnommen. Bei der Untersuchung des Gehirns wird festgestellt, dass alle infizierten Tiere unter einer Gehirnentzündung leiden. Zusätzlich weisen 7 Tiere eine Entzündung der Blutgefäße auf.

Die Arbeiten wurden durch das Deutsche Zentrum für Infektionsforschung (DZIF) gefördert.

Bereich: Infektionsforschung, Virologie

Originaltitel: Role of ducks in the transmission cycle of tick-borne encephalitis virus?

Autoren: Friederike Michel (1), Ute Ziegler (1), Christine Fast (1), Martin Eiden (1), Christine Klaus (2), Gerhard Dobler (3), Karin Stiasny (4), Martin H. Groschup (1)*

Institute: (1) Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, (2) Institut für bakterielle Infektionen und Zoonosen, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Jena, (3) Teileinheit Virologie & Rickettsiologie, Institut für Mikrobiologie der Bundeswehr, München, (4) Zentrum für Virologie, Medizinische Universität Wien, Österreich

Zeitschrift: Transboundary and Emerging Diseases 2021; 68(2): 499-508

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5497

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) des Bundeslands Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer LALLF 7221.3-1-023/21, mit dem Titel „FLI 08/21: Aviäre Influenza in Oberflächenwasser“ genehmigt.

80 Enten beiderlei Geschlechts werden im Alter von 10 bis 13 Wochen von einem deutschen Zuchtbetrieb gekauft. Die Tiere werden im Friedrich-Loeffler Institut für 2 Wochen in Bodenhaltung in Gruppen von je 40 Tieren gehalten. Es wird von 20 der Enten Blut entnommen. Zwei Wochen nach ihrer Ankunft werden die Tiere in Gruppen von je 4 bis 10 Tieren in kleine Ställe von jeweils ca. 11 m2 Größe aufgeteilt, die in einigen Bereichen mit Gummimatten ausgelegt sind.

Ein Teil Ställe enthält ein Wasserbecken von 80 cm Durchmesser, welches die Tiere zum Schwimmen und Tauchen nutzen. Die anderen Ställe enthalten lediglich Stülptränken mit Trinkwasser. Das Wasser in den Stülptränken wird täglich erneuert, das Wasser in den Becken lediglich alle 4 Tage. Die Tiere, die kein Wasserbecken zur Verfügung haben, machen häufig Ersatzbewegungen, um das Plantschen zu imitieren, welches zu ihrem arttypischen Verhalten gehört.

Die Enten werden mit Vogelgrippeviren infiziert. Es werden zwei verschiedene Vogelgrippeviren verwendet, die aus der Virensammlung des Friedrich-Loeffler Instituts stammen und in befruchteten Hühnereiern vermehrt werden. Die Infektion der Enten erfolgt dabei auf unterschiedliche Weise: Bei einem Teil der Gruppen werden zwei von 10 Enten direkt infiziert, indem ihnen die Viren in den Schnabel, die Nasen und die Augen geträufelt werden. Dann wird verfolgt, wie sich die Infektion von diesen Tieren auf die 8 anderen Enten der Gruppe ausbreitet. Bei anderen Gruppen erfolgt die Infektion, indem Viren dem Wasser zugesetzt oder auf das Gefieder eines der Vögel aufgetragen werden.

Der Zustand der Tiere wird beobachtet. Einige Enten entwickeln innerhalb der 11 bis 14-tägigen Beobachtungsdauer Symptome, die nicht näher erläutert werden. Drei Tiere entwickeln schwere neurologische Symptome wie Orientierungslosigkeit, Schiefhalten des Kopfes, unkontrollierte Bewegungen (Ataxie) und Bewusstseinsstörungen. Eines dieser Tiere stirbt 6 Tage nach der Infektion in der Nacht, die anderen zwei werden am 7. und 10. Tag auf nicht genannte Art getötet. Eine weitere Ente verletzt sich am Bein und wird aus seiner Gruppe entnommen, was mit dem Tier geschieht, wird nicht erwähnt.

Von den Enten werden täglich Abstriche aus dem Mund, der Kloake und vom Gefieder genommen. Zu verschiedenen Zeitpunkten wird den Tieren jeweils eine Flugfeder ausgerupft, insgesamt zwei- oder viermal innerhalb von 13 Tagen. Zusätzlich werden zu Beginn und am Ende der Versuche von jedem Vogel Blutproben entnommen.

Von Enten, die entweder während der Versuche spontan sterben und den Tieren, die aufgrund ihres schlechten Zustands getötet werden, werden Proben aus der Lunge und aus dem Gehirn herausgeschnitten. Die Proben werden auf die Anwesenheit der Viren untersucht. Das weitere Schicksal der überlebenden Tiere wird nicht genannt.

Die Arbeiten wurden durch das Umweltbundesamt gefördert.

Bereich: Vogelgrippe-Forschung, Tierseuchenforschung, Virologie, Nutztierwissenschaften, Tierhaltung

Originaltitel: Exploring surface water as a transmission medium of avian influenza viruses – systematic infection studies in mallards

Autoren: Ann Kathrin Ahrens (1), Hans-Christoph Selinka (2), Thomas C. Mettenleiter (3), Martin Beer (1), Timm C. Harder (1)*

Institute: (1) Institut für Virusdiagnostik, Friedrich-Loeffler-Institut, Südufer 10, 17493 Greifswald - Insel Riems, (2) Fachgebiet II 1.4, Mikrobiologische Risiken, Umweltbundesamt (UBA), Berlin, (3) Friedrich-Loeffler-Institut, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald - Insel Riems

Zeitschrift: Emerging Microbes & Infections 2022; 11(1): 1250-1261

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5496

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken in Würzburg genehmigt. Die Goldfische stammen von Aquarium Glaser GmbH (Rodgau) und sind zum Zeitpunkt der Versuche zwischen 5,65 und 10 cm lang. Vor den Versuchen werden die Tiere für 4 Wochen in einem Glasbecken gehalten, dann wird ihr Gesundheitszustand überprüft und durch Reaktion auf akustische oder visuelle Reize getestet, ob sie sehen und hören können. Ausschließlich gesunde Tiere werden in den folgenden Versuchen eingesetzt, dies sind 98 Fische.

Die Tiere werden in verschiedene Gruppen eingeteilt. In einem Versuchsteil werden Gruppen von Fischen 4 Wochen lang unterschiedlichen Konzentrationen der Weichmacher Bisphenol A (BPA) oder Bisphenol S (BPS), einem Hormon oder einer Kontrollsubstanz ausgesetzt. Dazu werden die Chemikalien in unterschiedlichen Konzentrationen dem Wasser, in dem die Fische leben, zugesetzt. Aus der Gruppe, die dem Hormon ausgesetzt ist, sterben zwei Tiere nach 3 Wochen.

In einem anderen Versuch werden die akuten Wirkungen von BPA und BPS untersucht. Die mit den Wirkstoffen vorbehandelten Goldfische werden in Narkose versetzt. Dazu wird eine Chemikalie in das Wasser gegeben. 15 Minuten später werden die Fische aus dem Wasser genommen. Es wird ihnen auf den Hinterkörper gedrückt, was normalerweise Fluchtversuche auslöst, um zu überprüfen, ob die Narkose wirkt.

Den regungslosen Tieren wird über einen Schlauch Wasser, das Sauerstoff und Narkosemittel enthält, in den Mund gepumpt, welches dann über die Kiemen wieder austritt. Bei den Tieren, bei denen die akute Wirkung von BPA und BPS untersucht wird, werden die Chemikalien dem zur Beatmung verwendeten Wasser zugesetzt.

Der Schädel der Fische wird mit einer Zange geöffnet, das Kleinhirn wird angehoben und die Mauthner Neurone und Teile des Rückenmarks werden freigeschnitten. Bei Mauthner Neuronen handelt es sich um auffällig große Nervenzellen, die bei Fischen vorkommen und bei Reflexen und beim Fluchtverhalten eine Rolle spielen. Es werden Elektroden angebracht, um die Aktivität der Neuronen zu messen. Die Mauthner Neuronen werden stimuliert, was zu Muskelzuckungen führt. Um die Zuckungen zu unterdrücken, wird den Fischen ein Wirkstoff gespritzt, der die Muskeln entspannt.

Dann werden die Mauthner Neuronen mehrfach elektrisch gereizt, und dem Fisch werden Töne vorgespielt oder er wird Lichtsignalen ausgesetzt. Während dessen wird die Aktivität der Mauthner Neuronen gemessen. Die Prozedur dauert zwischen 20 und 90 Minuten.

Nach den Messungen werden die Fische noch in Narkose getötet, indem ihr Gehirn „mechanisch zerstört“ wird. Die Arbeiten werden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Umwelttoxikologie, Toxikologie, Neurologie

Originaltitel: Bisphenols exert detrimental effects on neuronal signaling in mature vertebrate brains

Autoren: Elisabeth Schirmer, Stefan Schuster, Peter Machnik

Institute: Lehrstuhl für Tierphysiologie, Universität Bayreuth, Universitätsstraße 30, 95440 Bayreuth

Zeitschrift: Communications Biology 2021; 4: 465

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5495

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit in Oldenburg genehmigt.

In den Versuchen werden 5 taube Katzen eingesetzt, die höchstwahrscheinlich aus der Zucht der Medizinischen Hochschule Hannover stammen, in der seit mindestens 20 Jahren taube, weiße Katzen für Tierversuche gezüchtet werden. Die Taubheit der Tiere wird im ersten Lebensmonat durch Messung der Aktivität des Gehirns als Reaktion auf Töne überprüft. Dazu werden die Tiere vermutlich in Narkose versetzt, Elektroden unter die Haut geschoben und es werden ihnen Töne vorgespielt, wie die Autoren in einer anderen Publikation berichten. Die Testung auf Taubheit wird außerdem direkt vor den Versuchen erneut durchgeführt. Zusätzlich werden 8 hörende Katzen eingesetzt.

Die Tiere werden in Narkose versetzt. Dann wird ein Luftröhrenschnitt gesetzt und die Katzen werden künstlich beatmet. Der Kopf der Katzen wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Der Schädel wird im Scheitelbereich geöffnet und eine Elektrode wird auf der Gehirnhaut platziert, welche die Aktivität des Gehirns aufnimmt. Eine zweite Elektrode wird im Nackenmuskel eingepflanzt. Den Tieren werden Töne vorgespielt und die Aktivität des Gehirns wird aufgenommen.

Bei einem Teil der hörenden Tiere werden die Haarzellen der Cochlea (Teil des Innenohrs), welche Schall in elektrische Signale umwandeln, durch das Spritzen einer Chemikalie in das Ohr zerstört, so dass die Tiere auf dem betreffenden Ohr taub werden.

Den tauben Katzen (mit angeborener oder künstlich herbeigeführter Taubheit) wird in ein Ohr eine Hörprothese, das sogenannte Cochlea-Implantat, eingesetzt. Ein Teil des Implantats wird dabei unter Narkose durch das Ohr bis in das Innenohr vorgeschoben. Der äußere Teil wird mit zahnmedizinischem Kunststoff am Kopf des Tieres befestigt.

Der Schädel der Tiere wird auf einer Seite oberhalb des für das Hören zuständigen Teils des Gehirns geöffnet und die Hirnhaut wird entfernt. Eine Elektrode wird auf verschiedene Stellen des Gehirns gelegt und die Aktivität der Nervenzellen im Gehirn während einer elektrischen oder akustischen Stimulation des Ohrs der anderen Körperseite gemessen. Dann wird eine Elektrodenkammer auf das Gehirn gelegt, die Elektroden in das Gehirn geschoben und wiederum die Aktivität der Nervenzellen gemessen. Ein Teil der Elektroden wird mit einem Farbstoff versehen, mit dessen Hilfe später die Eindringtiefe in das Gehirn anhand des Einstichkanals nachvollzogen werden kann.

Im Anschluss an die Versuche werden die Katzen in Narkose getötet. Dazu wird ihnen der Brustkorb aufgeschnitten und eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt. Diese verdrängt das Blut und die Tiere sterben. Das Gehirn der Tiere wird entnommen und in feine Scheiben geschnitten untersucht. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die National Science Foundation (USA), das Deutsche Zentrum für Luft- und Raumfahrt (DLR), die MED-El GmbH und den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) gefördert.

Bereich: Hörforschung, Hirnforschung

Originaltitel: Deficient recurrent cortical processing in congenital deafness

Autoren: Prasandhya Astagiri Yusuf (1)*, Aly Lamuri (1), Peter Hubka (2), Jochen Tillein (2,3), Martin Vinck (4,5)*, Andrej Kral (2,6)

Institute: (1) Department of Medical Physics/Medical Technology IMERI, Faculty of Medicine, University of Indonesia, Jakarta, Indonesien, (2) Verbundinstitut für Audio- und Neurotechnologie (VIANNA) und Laboratories of Experimental Otology (LEO), Hals-Nasen-Ohrenklinik, Medizinische Hochschule Hannover, Stadtfelddamm 34, 30625 Hannover, (3) MED-EL GmbH, Starnberg, (4) Ernst Strüngmann Institut for Neuroscience in Cooperation with Max Planck Society, Frankfurt am Main, (5) Donders Centre for Neuroscience, Department of Neuroinformatics, Radboud University Nijmegen, Nijmegen, Niederlande, (6) Department of Biomedical Sciences, School of Medicine and Health Sciences, Macquarie University, Sydney, Australien,

Zeitschrift: Frontiers in Systems Neuroscience 2022; 16: 806142

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5494

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer KY6/12 genehmigt. In den Versuchen werden zwei männliche Rhesusaffen (als „H07“ und „A11“ bezeichnet) eingesetzt, die ca. 12 und 15 Jahre alt sind.

Jedem Tier wird eine Haltestange aus Metall am Schädel befestigt. Um diese Stange anzupassen, werden die Schädel der Tiere zunächst mit einem bildgebenden Verfahren vermessen, wofür die Affen wahrscheinlich narkotisiert werden. Für die Befestigung der Haltestange werden die Tiere in Narkose versetzt und ihr Kopf wird in einem stereotaktischen Rahmen fixiert. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten und es werden Löcher für die Schrauben in den freigelegten Schädel gebohrt. Der Haltegriff wird auf dem Schädel positioniert und mit Schrauben befestigt.

Im Anschluss an diese Operation werden die Tiere an den Versuchsablauf gewöhnt. Dieser besteht darin, dass sie in einem Primatenstuhl sitzen, wobei ihr Kopf mit dem zuvor implantierten Haltebolzen fixiert wird. Über ein spezielles Gerät, ein sogenanntes Stereoskop, werden den Affen Bilder gezeigt, wobei es das Gerät ermöglicht, jedem Auge verschiedene Bilder zu zeigen. Die Affen lernen während des Trainings, ihren Blick auf einen bestimmten Bereich des gezeigten Bildes zu fixieren. Machen sie die vorgegebene Aufgabe wie von den Forschern gewünscht, erhalten sie als „Belohnung“ etwas Flüssigkeit. Damit die Tiere kooperieren, wird ihnen üblicherweise außerhalb der Trainingseinheiten nicht ausreichend Flüssigkeit gegeben.

Nach der Trainingsphase werden die Affen erneut operiert. Unter Narkose wird der Schädel geöffnet und eine 4 x 4 mm große Elektrodenplatte in einen bestimmten Bereich des Gehirns implantiert. In den eigentlichen Versuchen sitzen die Affen in einem Primatenstuhl und werden mit dem am Schädel befestigten Haltegriff fixiert. Über das Stereoskop wird ihnen zunächst ein Punkt gezeigt, auf den sie den Blick fixieren müssen. Dann wird den Tieren ein sich bewegendes Muster aus Streifen gezeigt, dessen Linien sich in eine Richtung aus dem Blickfeld hinausbewegen. Dieses Bild wird nur einem Auge oder beiden Augen gezeigt, wobei das Muster sich in verschiedene Richtungen bewegt. Nach zwei Sekunden wird eine andere Kombination aus Bildern verwendet. Der Versuch wird auch mit Punkten statt Streifen durchgeführt. Während die Affen die beweglichen Muster anschauen, werden die Augenbewegungen aufgezeichnet und über die Elektroden die Aktivität des Gehirns vermessen.

Das weitere Schicksal der Affen wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Tübingen AI Center und den Exzellenzcluster Maschinelles Lernen gefördert.

Bereich: Hirnforschung

Originaltitel: Decoding internally generated transitions of conscious contents in the prefrontal cortex without subjective reports

Autoren: Vishal Kapoor (1,2)*, Abhilash Dwarakanath (1), Shervin Safavi (1,3), Joachim Werner (1), Michel Besserve (1,4), Theofanis I. Panagiotaropoulos (1,5)*, Nikos K. Logothetis (1,2,6)

Institute: (1) Abteilung Physiologie kognitiver Prozesse, Max-Planck-Institut für biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (2) International Center for Primate Brain Research, Center for Excellence in Brain Science and Intelligence Technology (CEBSIT), Institute of Neuroscience (ION), Chinese Academy of Sciences, Schanghai, China, (3) International Max Planck Research School, Tübingen, (4) Abteilung Empirische Inferenz, Max-Planck-Institut für Intelligente Systeme, Tübingen, (5) Cognitive Neuroimaging Unit, CEA, DSV/I2BM, INSERM, Universite Paris-Sud, Universite Paris-Saclay, Neurospin Center, Gif/Yvette, Frankreich, (6) Division of Imaging Science and Biomedical Engineering, University of Manchester, Manchester, Großbritannien

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 1535

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5493

Versuchsbeschreibung: Das Gehirn eines weiblichen Rhesusaffen, welcher zuvor für einen anderen Versuch getötet wurde, wird entnommen, konserviert und mit einem hochauflösenden bildgebenden Verfahren untersucht. Aus den gewonnenen Daten wird ein „Atlas“ des Gehirns des Affen erstellt.

Um die Nützlichkeit des so gewonnenen Atlas zu zeigen, werden Versuche mit drei lebenden Affen durchgeführt. Zwei der Tiere sind männlich, das andere weiblich. Um ihre Köpfe fixieren zu können, werden ihnen in einer Operation Haltestäbe am Schädel festgeschraubt. Ob diese Operation Teil der vorliegenden Studie ist oder der Haltestab aus vorangegangenen Versuchen stammt, wird nicht erwähnt. Die Tiere werden in Narkose versetzt und ihr Kopf mit dem Haltebolzen fixiert. Ihnen wird ein flackerndes Schachbrettmuster auf einem Monitor gezeigt. Gleichzeitig wird die Aktivität in ihrem Gehirn mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Die Messung wird bei jedem Tier zweimal durchgeführt. Die Ergebnisse werden mit dem anhand des Gehirns des toten Tieres erstellten Atlas verglichen.

Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, das National Institute of Mental Health (USA) und das National Institute of Neurological Disorders and Stroke (USA) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neuroanatomie, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: The subcortical atlas of the rhesus macaque (SARM) for neuroimaging

Autoren: Renée Hartig (1,2,3), Daniel Glen (4), Benjamin Jung (5,6), Nikos K. Logothetis (2,7,11), George Paxinos (8), Eduardo A. Garza-Villarreal (9), Adam Messinger (6), Henry C. Evrard (1,2,10,11)*

Institute: (1) Werner Reichardt Centrum für Integrative Neurowissenschaften (CIN), Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (2)* Max-Planck-Institut für biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (3) Abteilung für Psychiatrie und Psychotherapie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Universitätsmedizin Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim, (4) Scientific and Statistical Computing Core, National Institute of Mental Health, Bethesda, USA, (5) Department of Neuroscience, Brown University, Providence, USA, (6) Laboratory of Brain and Cognition, National Institute of Mental Health, Bethesda, USA, (7) University of Manchester, Manchester, Großbritannien, (8) Neuroscience Research Australia and The University of New South Wales, Sydney, Australien, (9) Instituto de Neurobiologia, Universidad Nacional Autónoma de México campus Juriquilla, Queretaro, Mexiko, (10) Nathan S. Kline Institute for Psychiatric Research, Center for Biomedical Imaging and Neuromodulation, Orangeburg, USA, (11) International Center for Primate Brain Research, Songjiang, Schanghai, China

Zeitschrift: NeuroImage 2021; 235: 117996

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5492