Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche von der Regierung von Oberbayern. Die Mäuse entstammen der hausinternen Zucht des MPI für Psychiatrie. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse generiert, bei denen die Funktion bestimmter Neuronen (Nervenzellen) im Vorderhirn ausgeschaltet werden kann. Die zahlreichen Tiere, die hierfür benutzt und getötet wurden, sind in der angegeben Tierzahl von 80 Mäusen nicht enthalten. Eine Woche vor Beginn der Verhaltenstests werden die Mäuse einzeln in Käfigen gehalten (Mäuse sind hochsoziale Rudeltiere). Die Verhaltenstests werden vormittags durchgeführt, also während der Ruhephase der Mäuse (Mäuse sind nachtaktiv). Morgens und nachmittags wird den Tieren Blut aus der Schwanzvene entnommen, um die Stresshormonspiegel zu bestimmen. Mit einer Gruppe von Mäusen werden folgende Verhaltenstests durchgeführt, die Angst und/oder Stress auslösen sollen:

1. Der Open Field-Test (OF): Hierbei wird eine Maus in eine Ecke einer offenen Fläche gesetzt. Die Bewegung der Maus wird beobachtet, ebenso, wie oft sie sich im inneren und äußeren Bereich der Fläche aufhält. Über diesen Test soll die Reaktion der Tiere auf eine unbekannte Umgebung analysiert werden.

2. Der Dark/Light Box-Test (DaLi): Mit diesem Test soll das Angstverhalten der Tiere untersucht werden. Die Mäuse werden in eine rechteckige Box gesetzt, die einen hellen und einen dunklen Bereich hat. Die Maus kann sich in der Box frei bewegen und es wird gezählt, wie oft sie den hellen Bereich betritt. Mäuse meiden von Natur aus Helligkeit.

3. Elevated Plus Maze-Test (EPM): Das Tier wird auf ein erhöhtes kreuzförmiges Labyrinth gesetzt, in dem sich geschlossene und offene Bereiche befinden. Es wird analysiert, wie oft sich die Maus in den offenen bzw. geschlossenen Bereichen aufhält. Mäuse fürchten sich von Natur aus vor offenen Flächen. Dies ist ein weiterer Test zur Untersuchung des Angstverhaltens der Mäuse.

4. Forced Swim-Test (FST): Über diesen Test sollen depressive Zustände bei den Tieren erfasst werden. Die Maus wird in einen mit Wasser gefüllten 2l-Behälter platziert, so dass sie keinen Kontakt zum Boden hat. 6 min. lang wird beobachtet, wie die Maus versucht, sich über Wasser zu halten und irgendwann aufgibt.

Eine weitere Gruppe an Mäusen durchläuft folgende Tests:

1. Acoustic Startle Response-Test (ASR): Die Maus wird in einen Plastikzylinder gesteckt und 5 min. lang einem Dauer-Geräuschpegel von 50 dB ausgesetzt. Anschließend wird das Tier dann 136-mal einer Reihe von lauteren Tönen in zufälliger Reihenfolge exponiert (75, 90, 105 und 115 dB). Die Bewegungen der Maus als Reaktion auf die Geräusche werden über Sensoren im Boden des Gefäßes gemessen. 2. Fear Conditioning-Test (FC): Hierbei handelt es sich um ein mehrtägiges Experiment. Die Maus wird an Tag 0 in eine Box mit Gitterboden gesteckt, nach 3 min. ertönt 20 s lang ein 80 dB lautes Geräusch, anschließend wird das Tier über die Gitterstäbe im Boden 2 s lang einem elektrischen Schock ausgesetzt. Die Maus verbleibt danach noch weitere 60 s in der Box. Am nächsten Tag (Tag 1) wird das Tier in einen Plastikzylinder gesteckt und die akustische Prozedur widerholt, wobei der Ton für 3 min. abgespielt wird und der elektrische Schock ausbleibt. Am darauffolgenden Tag (Tag 2) wird die Maus wieder in die Box mit dem Gitterboden gesteckt und der ganzen Prozedur inklusive Elektroschock ausgesetzt. Nach 30 Tagen werden die Tests von Tag 1 und 2 wiederholt. Die Stressreaktion der Maus wird erfasst, indem ausgewertet wird, ob und wie lange die Maus in eine Schockstarre verfällt.

Eine dritte Gruppe von Mäusen wird einem Test namens Chronic Social Defeat Stress Paradigm (CSDS) ausgesetzt. Hierüber werden Angstverhalten und depressive Zustände untersucht. Der Test erstreckt sich über 21 Tage. Eine Maus wird für 5 min. in einen fremden Käfig gesteckt, in dem sich bereits eine dominante Maus befindet, die ihr Revier verteidigt, so dass der Eindringling mehrmals von ihr attackiert und bekämpft wird. Nun verbleibt die fremde Maus 24 Stunden in dem Käfig der dominanten Maus, wobei die Tiere durch eine perforierte Metall-Trennwand physisch voneinander getrennt werden, den anderen jedoch noch über Geruch und Gehör wahrnehmen. Die Tiere werden auf dieselbe Weise jeden Tag einer neuen dominanten Maus ausgesetzt, wobei die Begegnungen bzgl. der Tageszeit variiert werden, um die Situation unberechenbarer für die Tiere zu machen. In der letzten Woche des CSDS werden mit den Mäusen zusätzlich 4 der oben aufgeführten Verhaltenstests (OF, FST, EPM, DaLi), sowie der Social Avoidance-Test durchgeführt. Beim letzterem wird die Maus zunächst für 2,5 min. auf einer offenen Fläche platziert, auf der sich ein leerer Käfig befindet. Anschließend wird sie für 2,5 min. dem gleichen Setup ausgesetzt, wobei sich jedoch in dem Käfig eine fremde Maus befindet. Es wird ausgewertet, wie lange sich die Maus jeweils in der Nähe des Käfigs aufhält.

Im Anschluss an die Verhaltenstests werden alle Mäuse durch Überdosis eines Narkosegases getötet und weitere Untersuchungen an Gehirnen und anderen Geweben durchgeführt, sowie Blutproben analysiert.

Die Arbeit wurde u.a. finanziert von der Max-Planck-Gesellschaft und vom BMBF (Bundesministerium für Bildung und Forschung).

Bereich: Angstverhaltensforschung, Stressforschung, Neurobiochemie

Originaltitel: Deletion of CRH from GABAergic forebrain neurons promotes stress resilience and dampens stress-induced changes in neuronal activity

Autoren: Nina Dedic (1,2), Claudia Kühne (1), Karina S. Gomes (1,3), Jakob Hartmann (2,4), Kerry J. Ressler (2), Mathias V. Schmidt (4), Jan M. Deussing (1)*

Institute: (1)* Molekulare Neurogenetik, Max-Planck-Institut für Psychiatrie, Kraepelinstr. 2-10, 80804 München, (2) Department of Psychiatry, Harvard Medical School und McLean Hospital, Belmont, USA, (3) Laboratory of Neuropsychopharmacology, Paulista State University, Araraquara, Brasilien, (4) Neurobiologie der Stressresilienz, Max-Planck-Institut für Psychiatrie, München

Zeitschrift: Frontiers in Neuroscience 2019; 13: 986

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5217

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche von der Regierung von Oberbayern (Referenznummer 55.2-1-54-2532-133-2014). Die hier verwendeten Mäuse sind frei von jeglichen Keimen und entstammen einer speziellen keimfreien Tierhaltung der TU München.

Es werden sowohl gentechnisch unveränderte (Wildtyp-) Mäuse eingesetzt als auch gentechnisch veränderte Knockout-Mäuse, die als „Modell“ für chronisch-entzündliche Darmerkrankungen dienen. Diese Tiere entwickeln aufgrund der genetischen Mutation chronische Darmentzündungen, die für die Mäuse mit starken Schmerzen verbunden sind. Zuvor aufbereitete Stuhlproben von menschlichen Spendern, die an Morbus Crohn leiden, werden keimfreien Mäusen per Schlundsonde verabreicht, um eine Besiedelung des tierischen Darms mit der menschlichen Darmflora zu erzielen. Dies geschieht einmalig oder dreimal an drei aufeinanderfolgenden Tagen (ohne Betäubung). Nach 4 Wochen werden alle Tiere auf nicht genannte Weise getötet, um diverse Untersuchungen durchzuführen.

Die Arbeit wurde finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und dem Leona and Harry Helmsley Charitable Trust (IBDOT Consortium).

Bereich: Gastroenterologie, Entzündungsforschung, Immunologie

Originaltitel: Integrated microbiota and metabolite profiles link Crohn’s disease to sulfur metabolism

Autoren: Amira Metwaly (1), Andreas Dunkel (2), Nadine Waldschmitt (1), Abilash Chakravarthy Durai Raj (3), Ilias Lagkouvardos (4), Ana Maria Corraliza (5), Aida Mayorgas (5), Margarita Martinez-Medina (6), Sinah Reiter (7), Michael Schloter (3), Thomas Hofmann (7), Matthieu Allez (8), Julian Panes (5), Azucena Salas (5), Dirk Haller (1,4)*

Institute: (1)* Lehrstuhl für Ernährung und Immunologie, TU München, Gregor-Mendel-Str. 2, 85354 Freising, (2) Leibniz-Institut für Lebensmittel-Systembiologie an der Technischen Universität München, Freising, (3) Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, München, (4) ZIEL Institute for Food and Health, TU München, Freising, (5) Inflammatory Bowel Disease Unit, Hospital Clinic de Barcelona, IDIBAPS, Barcelona, Spanien, (6) Laboratory of Molecular Microbiology, Department of Biology, Universitat de Girona, Girona, Spanien, (7) Lehrstuhl für Lebensmittelchemie und Molekulare Sensorik, TU München, Freising, (8) APHP, Hopital Saint Louis, Department of Gastroenterology, INSERM UMRS 1160, Paris Diderot, Sorbonne Paris-Cité University, Paris, Frankreich

Zeitschrift: Nature Communications 2020; 11(1): 4322

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5216

Versuchsbeschreibung: Für die Genehmigung wird eine Kommission der Universität Freiburg angegeben (Nr.: 35-9185.81/G14-122). Die Ratten (Zuchtlinie Sprague-Dawley) stammen von Charles River in Sulzfeld. Sie werden in drei Gruppen mit jeweils 6 Tieren eingeteilt. Unter Narkose wird allen Tieren über eine Kanüle, die in die vordere Kammer des linken Auges gestochen wird, Kochsalzlösung ins Auge gespritzt. Dadurch kommt es zu einem erhöhten Augeninnendruck, gefolgt von einer Sauerstoffunterversorgung der Netzhaut. Der „Erfolg“ dieser Prozedur wird durch ein Mikroskop kontrolliert. Nach 60 Minuten wird die Kochsalzlösung wieder abgelassen. Die Tiere der 2. und 3. Gruppe werden anschließend für 60 Minuten in eine luftdichte Kammer gebracht, in der die Luft aus einem Argon-Sauerstoff-Nitrogen-Gemisch besteht. Argon ist ein Edelgas, das eine nervenschützende Funktion haben soll. Zusätzlich bekommen die Ratten der 3. Gruppe eine Stunde vor der Spritze ins Auge eine Testsubstanz in die Schwanzvene injiziert. 24 Stunden nach Ende der Versuche werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet und die Augen für weitere Untersuchungen entfernt. Gefördert wurden die Versuche von der Klinik für Anästhesiologie und Intensivmedizin der Universität Freiburg.

Bereich: Augenheilkunde, Neurologie

Originaltitel: Argon reduces microglial activation and inflammatory cytokine expression in retinal ischemia/reperfusion injury

Autoren: Ulrich Goebel, Stefanie Scheid, Sashko Spassov, Nils Schallner, Jakob Wollborn, Hartmut Buerkle, Felix Ulbrich*

Institute: Klinik für Anästhesiologie und Intensivmedizin, Universitätsklinikum Freiburg, Hugstetter Str. 55, 79106 Freiburg

Zeitschrift: Neural Regeneration Research 2021; 16(1): 192-198

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5215

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Behörde für Gesundheit und Verbraucherschutz in Hamburg genehmigt. Es werden Wildtyp-Mäuse, Mäuse mit einem Gendefekt und deren gesunden Geschwister verwendet. Die kranken Mäuse bilden Gelenkveränderungen wie Entzündungen, Steifheit und Knorpelabbau aus, die an Mukolipidose (seltene Erbkrankheit) beim Mensch erinnern. Mehrere Gruppen von Mäusen werden zu verschiedenen Zeitpunkten auf nicht beschriebene Weise getötet und ihre Knochen, Gelenke und Sehnen mit Bildgebung und feingeweblich untersucht.

10 männliche, 5-7 Monate alte Wildtyp-Mäuse und 7 genetisch kranke Mäuse werden Verhaltenstests unterzogen. Beim GripStrengthMeter-System werden die Mäuse am Schwanz hochgehoben und sie „dürfen“ sich mit den Vorderpfoten an einem Metallgriff festhalten, der mit einem Dynamometer zur Kraftmessung verbunden ist. Dabei werden die Tiere so lange am Schwanz hochgezogen, bis sie loslassen. Jede Maus muss diese Prozedur in 3 Sitzungen im Abstand von 45 Minuten über sich ergehen lassen. Dabei wird sie ebenfalls 3 x im Abstand von 10 Sekunden am Schwanz hochgezogen.

Im sogenannten Open Field Test werden 4-6 Monate alte Mäuse in die Ecke einer weißen 50x50 cm großen und 40 cm hohen beleuchteten Box gesetzt. 20 Minuten lang werden das Verhalten und die Bewegungsaktivität der Maus beobachtet.

Zur Testung der Koordination müssen sich Mäuse im Alter von 4, 6 und 8 Monate dem Rotarod-Test unterziehen. Dafür werden sie auf einen sich rotierenden Stab gesetzt und müssen dort balancieren ohne herunterzufallen. Zur Gewöhnung rotiert der Stab „nur“ 2 x pro Minute über 2 Minuten. Die eigentliche Testphase besteht aus 4 Sitzungen mit einem Abstand von 45 Minuten. In jeder Sitzung dreht sich der Stab 4-34 x pro Minute über 4,5 Minuten, d.h., er rotiert immer schneller. Es wird gemessen, wann die Maus herunterfällt.

Neben den Tierversuchen werden auch Mukolipidose-Patienten sowie deren Knochenmaterial, das bei Operationen anfällt, untersucht.

Die Studie wurde finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft, dem Europäischen Forschungsrat, der Research Animal Facility und der Isotope Lab Facility des Universitätsklinikums Hamburg-Eppendorf.

Bereich: Rheumaforschung, Arthroseforschung, Orthopädie

Originaltitel: Imbalanced cellular metabolism compromises cartilage homeostasis and joint function in a mouse model of mucolipidosis type III gamma

Autoren: Lena Marie Westermann (1) , Lutz Fleischhauer (2,3), Jonas Vogel (3) , Zsuzsa Jenei-Lanzl (4) , Nataniel Floriano Ludwig (5) , Lynn Schau (6) , Fabio Morellini (6) , Anke Baranowsky (1), Timur A. Yorgan (1) , Giorgia Di Lorenzo (1)*, Michaela Schweizer (7) , Bruna de Souza Pinheiro (8) , Nicole Ruas Guarany (9) , Fernanda Sperb-Ludwig (8) , Fernanda Visioli (10), Thiago Oliveira Silva (11), Jamie Soul (1)2, Gretl Hendrickx (1) , J. Simon Wiegert (13), Ida V. D. Schwartz (8,11), Hauke Clausen-Schaumann (3) , Frank Zaucke (4) , Thorsten Schinke (1) , Sandra Pohl (1)*, Tatyana Danyukova (1)*

Institute: (1) Institut für Osteologie und Biomechanik, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Lottestr. 59, 22529 Hamburg, (2) Forschungslabor für Experimentelle Unfallchirurgie und Regenerative Medizin, Klinik für Allgemeine, Unfall- und Wiederherstellungschirurgie, Klinikum der Universität München, Ludwig-Maximilians Universität, München, (3) Centrum für Angewandtes Tissue Engineering und Regenerative Medizin (Canter), Hochschule München, München, (4) Dr. Rolf M. Schwiete Forschungsbereich für Arthrose, Orthopädische Universitätsklinik Friedrichsheim, Universitätsklinikum Frankfurt am Main, Frankfurt, (5) Post-Graduate Program in Genetics and Molecular Biology, Federal University of Rio Grande do Sul, Porto Alegre, Brasilien, (6) Forschungsgruppe Verhaltensbiologie, Zentrum für Molekulare Neurobiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (7) Zentrum für Molekulare Neurobiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (8) Department of Genetics, Federal University of Rio Grande do Sul, Porto Alegre, Brasilien, (9) Occupational Therapy Faculty, Federal University of Pelotas, Pelotas, Brasilien, (10) Pathology Department, Federal University of Rio Grande do Sul, Porto Alegre, Brasilien, (11) Post-Graduate Program in Medicine: Medical Sciences, Federal University of Rio Grande do Sul, Porto Alegre, Brasilien, (12) Skeletal Research Group, Biosciences Institute, Newcastle University, Newcastle upon Tyne, England, (13) Forschungsgruppe Synaptische Informationsverarbeitung, Zentrum für Molekulare Neurobiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg

Zeitschrift: The Company of Biologists 2020; 13: dmm046425

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5214

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Bundesministerium für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz, Baden-Württemberg. Mäuse (teilweise von Charles River bezogen) unterschiedlicher Stämme und mit Gendefekten werden miteinander verpaart und nur bestimmte Tiere werden in den verschiedenen Versuchen eingesetzt.

Ein Teil der Mäuse bekommt den Farbstoff Bengalrosa in die Bauchhöhle gespritzt und die Tiere werden mit dem Kopf in einen Rahmen eingespannt. Es wird nicht erwähnt, dass diese Prozedur unter Narkose geschieht, aber es ist davon auszugehen. Der Schädelknochen wird geöffnet und das Hirngewebe wird an einer bestimmten Stelle mit Licht einer bestimmten Wellenlänge bestrahlt. Das Licht und der zuvor injizierte Farbstoff bewirken eine Verklumpung des Blutes, d.h., die Blutgefäße im Gehirn verstopfen. So wird ein Schlaganfall simuliert.

Bei anderen Mäusen wird eine Stichwunde am Kopf hervorgerufen. An einer bestimmten Stelle wird eine Kanüle in das Gehirn gestochen und verbleibt dort 5 Minuten.

Bei einer anderen Tiergruppe wird unter Narkose ein Faden über die linke Halsschlagader in die mittlere Hirnarterie vorgeschoben und 45 Minuten später wieder herausgezogen. Dies führt zu einem Verschluss des Blutgefäßes, d.h. das Gewebe wird nicht mehr durchblutet. Dies ist eine weitere Art, einen Schlaganfall zu simulieren.

Gruppen von Mäusen bekommen zusätzlich zu diesen Hirnverletzungen eine Mikropumpe unter die Haut des Nackens implantiert, über die täglich ein Wirkstoff abgegeben wird, der dazu führt, dass das für die Blutgerinnung wichtige Fibrinogen im Körper zerstört wird. Ein anderer Teil bekommt 8 – 3 Tage vor der Operation das Krebsmedikament Tamoxifen in die Bauchhöhle gespritzt. Dieses bewirkt ein Anschalten bestimmter Gene bei den genmanipulierten Mäusen. Außerdem erhalten alle Tiere mehrfach zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Operation eine Substanz, die Zellen markiert, in die Bauchhöhle gespritzt und werden anschließend durch Infusion einer eiskalten Salzlösung und Formalin ins Herz unter Narkose getötet. Das Gehirn wird für weitere Untersuchungen entnommen.

Finanziell gefördert wurde die Arbeit von International Graduate Academy Fellowship des Landes Baden-Württemberg, dem Deutschen Akademischen Austauschdienst, Fazit Foundation Graduate fellowship, dem Verteidigungsministerium der Vereinigten Staaten, der Europäischen Kommission und der Deutschen Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Fibrinogen induces neural stem cell differentiation into astrocytes in the subventricular zone via BMP signaling

Autoren: Lauriane Pous (1,2), Sachin S. Deshpande (1,2), Suvra Nath (1,2), Szilvia Mezey (1,2), Subash C. Malik (1,2), Sebastian Schildge (1,2), Christian Bohrer (1,2), Könül Topp (1,2), Dietmar Pfeifer (3), Francisco Fernández-Klett (4), Soroush Doostkam (5), Dennis K. Galanakis (6), Verdon Taylor (7), Katerina Akassoglou (8,9), Christian Schachtrup (1,10)*

Institute: (1)* Institut für Anatomie und Zellbiologie, Medizinische Fakultät, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Albertstr. 17, 79104 Freiburg, (2) Fakultät für Biologie, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (3) Klinik für Innere Medizin I: Hämatologie, Onkologie und Stammzelltransplantation, Universitätsklinikum Freiburg, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (4) Labor für Molekulare Psychiatrie, Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (5) Institut für Neuropathologie, Universitätsklinikum Freiburg, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (6) Department of Pathology, State University of New York, New York, USA, (7) Department of Biomedicine, Embryology and Stem Cell Biology, University of Basel, Basel, Schweiz, (8) Gladstone Institutes, San Francisco, USA, (9) Department of Neurology, University of California San Francisco, San Francisco, USA, (10) Center for Basics in NeuroModulation (NeuroModulBasics), Medizinische Fakultät, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg

Zeitschrift: Nature Communications 2020; 11: 630

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5213

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche von der Behörde für Lebensmittelsicherheit und Veterinärwesen Hamburg (Nr. 18/21). Die Mäuse (C57BL/6) stammen von Jackson Laboratory in Bar Harbor, USA. Unter Gasnarkose werden die Tiere mit dem Kopf in einen Rahmen eingespannt und die Kopfhaut mittig 1 cm aufgeschnitten. Dann wird ein 0,9 mm großes Loch über einem bestimmten Hirnbereich in die Schädeldecke gebohrt. Über eine Kanüle, die 3,7 mm tief ins Gehirn gestochen wird, wird ein Bakterienenzym ins Gewebe gespritzt, das zur Gewebezerstörung und damit zu einer lang andauernden Blutung führt. Die Mäuse bekommen über einen Katheter in der Schwanzvene Kontrastmittel gespritzt und es werden Untersuchungen mit zwei verschiedenen bildgebenden Geräten gemacht (MPI = Magnetpartikel-Bildgebung und MRT = Magnetresonanztomografie). Im Anschluss werden die Tiere über eine Formaldehydinjektion ins Herz getötet und ihre Gehirne für weitere Untersuchungen entnommen.

Gefördert wurde die Arbeit vom Forschungszentrum Medizintechnik Hamburg, von der Hertie-Stiftung, der Deutschen Forschungsgemeinschaft, der Hermann und Lily Schilling Stiftung und dem Bundesministerium für Bildung und Forschung.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Schlaganfallforschung

Originaltitel: Monitoring intracranial cerebral hemorrhage using multi-contrast real-time magnetic particle imaging

Autoren: Patryk Szwargulski (2,4), Maximilian Wilmes (1), Ehsan Javidi (1), Florian Thieben (2,4), Matthias Graeser (2,4), Martin Koch (5), Cordula Gruettner (6), Gerhard Adam (3), Christian Gerloff (1), Tim Magnus (1), Tobias Knopp (2,4), Peter Ludewig (1)*

Institute: (1)* Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinistr. 52, 20246 Hamburg, (2) Sektion für experimentelle biomedizinische Bildgebung, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (3) Klinik für Diagnostische und Interventionelle Radiologie und Nuklearmedizin, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (4) Institut für Biomedizinische Bildgebung, Technische Universität Hamburg, Hamburg, (5) Institut für Medizintechnik, Universität zu Lübeck, Lübeck, (6) micromod Partikeltechnologie GmbH, Rostock

Zeitschrift: ACS Nano 2020; 14(10): 13913-13923

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5212

Versuchsbeschreibung: Für die Genehmigung wird die Ethik-Kommission der Universität Freiburg (G-14/116) angegeben. Die Ratten (männliche Sprague Dawley) stammen von Janvier Labs in Saint-Berthevin, Frankreich. Die Haltung der Tiere und die Versuche finden am Universitätsklinikum Freiburg statt. In Narkose wird ihnen über einen Schnitt in der Luftröhre ein Katheter zur mechanischen Beatmung eingeführt. Außerdem bekommen sie einen Katheter in die große Halsschlagader zur Blutentnahme und über eine Spritze in die Bauchhöhle ein Mittel, welches muskelentspannend wirkt. Die Ratten werden an ein künstliches Beatmungsgerät angeschlossen. In zwei verschiedenen Varianten wird dann bei den Tieren eine Lungenverletzung hervorgerufen: Die erste Gruppe bekommt 20 Minuten nach Beginn der künstlichen Beatmung eine Flüssigkeit in die Lunge gespritzt, die eine Schädigung des Lungengewebes herbeiführt. Die Flüssigkeit wird wieder abgesaugt (so genannte „Spülung“). Der „Erfolg“ dieser Lungenverletzung wird 30 Minuten nach der Spülung über die Bestimmung von Gasen in einer Blutprobe kontrolliert. Liegt eine Schädigung vor, werden die Tiere vier Stunden lang auf vier verschiedene Weisen künstlich beatmet.

Bei der zweiten Gruppe wird die Schädigung des Lungengewebes durch die Nutzung eines für Ratten ungeeigneten Beatmungsgerätes verursacht, welches mit zu großen Luftmengen arbeitet. Dadurch entsteht ein zu hoher Druck im Gewebe und die Lungenbläschen platzen. Ist die Lungenverletzung durch Bestimmung der Blutgase nachgewiesen, werden die Tiere an ein geeignetes Gerät angeschlossen und über 3 Stunden auf vier verschiedene Weisen künstlich beatmet. Am Ende der Versuche werden die Ratten durch Ausbluten getötet und ihre Lungen weiter untersucht.

Die Studie wurde finanziert von der Deutschen Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Lungenforschung

Originaltitel: Sine ventilation in lung injury models: a new perspective for lung protective ventilation

Autoren: Sashko Spassov*, Christin Wenzel, Sara Lozano?Zahonero, Dimona Boycheva, Lea Streicher, Johannes Schmidt, Stefan Schumann

Institute: Arbeitsgruppe „Klinische Atemphysiologie“, Klinik für Anästhesiologie und Intensivmedizin, Universitätsklinikum Freiburg, Hugstetter Str. 55, 79106 Freiburg

Zeitschrift: Scientific Reports 2020; 10: 11690

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5211

Versuchsbeschreibung: Verwendet werden 34 erwachsene Tauben (Columba livia) (vermutlich normal, im Licht ausgebrütet) unbekannten Geschlechts von lokalen Züchtern sowie 15 dunkel ausgebrütete erwachsene Tauben aus laboreigener Zucht.

Die Tauben erhalten ein Schmerzmittel und werden betäubt. Es wird das Gift von Cholerabakterien an einer bestimmten Stelle jeweils in zwei unterschiedlichen Tiefen in den linken oder rechten Rotundus gespritzt, ein bestimmter Hirnbereich, der bei Vögeln wichtig für die Verarbeitung des Sehens ist. Die im Licht ausgebrüteten Tauben bekommen zusätzlich einen Farbstoff in den Rotundus der gegenüberliegenden Seite gespritzt. Gift und Farbstoff wanden entlang der Nerven und markieren diese. Nach zwei Tagen werden die Tauben unter Narkose durch Injektion von Formalin ins Herz getötet. Im Gehirn werden die zuvor markierten Strukturen untersucht.

Die Arbeit wurde finanziert von der Deutschen Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Hirnforschung, Sehforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Light-dependent development of the tectorotundal projection in pigeons

Autoren: Sara Letzner (1), Martina Manns(2)*, Onur Güntürkün (1)

Institute: (1) Fakultät für Psychologie, Institut für Kognitive Neurowissenschaft, AE Biopsychologie, Ruhr-Universität Bochum, Bochum, (2) Abteilung für Experimentelle und Molekulare Psychiatrie, Klinik für Psychiatrie, Psychotherapie und Präventivmedizin, Ruhr-Universität Bochum, Alexandrinenstraße 1-3, 44791 Bochum

Zeitschrift: European Journal of Neuroscience 2020; 52: 3561–3571

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5210

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz in Nordrhein-Westfalen (LANUV) genehmigt. Die männlichen Ratten der Zuchtlinie Long Evans stammen von der Zuchtfirma Janvier Labs. 13 Ratten werden unter Narkose operiert. Der Kopf wird in einen stereotaktischen Halter eingespannt. Mit einem Bohrroboter wird ein Loch an einer bestimmten Stelle durch den Schädelknochen gebohrt. Bei 7 Tieren wird 6-OHDA in das Hirngewebe injiziert. Die Substanz zerstört bestimmte Nervenzellen und wird routinemäßig verwendet, um bei Tieren Parkinson-ähnliche Symptome auszulösen. 6 Ratten erhalten stattdessen eine wirkungslose Kochsalzlösung. Bei allen 13 Ratten wird eine Plastikkanüle in das Loch gesteckt und befestigt.

Am nächsten Tag werden die Tiere mit einem Bildgebenden Verfahren (MRI) gescannt, um den richtigen Sitz der Kanüle zu überprüfen. Zwischen 13 und 29 Tagen nach der Operation wird bei jedem Tier folgende Prozedur durchgeführt: Die Ratte wird betäubt, eine Elektrode wird durch die Kanüle in eine bestimmte Hirnregion eingelassen und befestigt. Das Tier erwacht aus der Narkose und wird in eine kleine Box gesetzt. Die Elektrode wird mit einem Kabel verbunden und es werden elektrische Ströme über die Elektrode verabreicht (Tiefe Hirnstimulation). Zeigt die Ratten Nebenwirkungen wie Zähneknirschen und Würgen, wird die Stromstärke verringert. Nach 15 Minuten bekommt das Tier eine radioaktive Substanz in die Bauchhöhle injiziert. Nach 40 Minuten wird die Ratten erneut anästhesiert, die Elektrode wird entfernt und der Kopf des Tieres wird mittels Positronen-Emissions-Tomographie (PET) gescannt.

19 Ratten dienen als „normale Population“ und werden nur der PET-Untersuchung unterzogen. Schließlich werden alle Ratten auf nicht genannte Weise getötet, um ihr Hirn feingeweblich zu untersuchen.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Bereich: Parkinson-Forschung

Originaltitel: Effects of subthalamic deep brain stimulation on striatal metabolic connectivity in a rat hemiparkinsonian model

Autoren: Nadine Apetz (1), Elena Kordys (1), Mascha Simon (1), Britta Mang (1), Markus Aswendt (2), Dirk Wiedermann (2), Bernd Neumaier (1,3), Alexander Drzezga (4), Lars Timmermann (5), Heike Endepols (1,3,4)*

Institute: (1) Institut für Radiochemie und Experimentelle Molekulare Bildgebung, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum, Universität zu Köln, Kerpener Str. 62, 50937 Köln, (2) Abteilung In-vivo-NMR, Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung, Köln, (3) Institut für Neurowissenschaften und Medizin, Nuklearchemie (INM-5), Forschungszentrum Jülich, Jülich, (4) Klinik und Poliklinik für Nuklearmedizin, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum, Universität zu Köln, Köln, (5) Klinik und Poliklinik für Neurologie, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum, Universität zu Köln, Köln

Zeitschrift: Disease Models & Mechanisms 2019; 12(5): dmm039065

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5209

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz in Nordrhein-Westfalen (LANUV) genehmigt. Mäuse zweier gentechnisch veränderter Stämme, sogenannte transgene Mäuse stammen aus dem Universitätsklinikum Essen und der Technischen Universität München. Die Tiere werden in der Tierhaltungsanlage der Universität zu Köln gehalten und gezüchtet. Zwei weitere transgene Mäuselinien werden miteinander verpaart und gezüchtet.

Einigen Mäusen wird Tamoxifen verabreicht, ein Krebsmedikament, das bei Mäusen verwendet wird, um bestimmte Gene zu aktivieren. Die Verabreichung erfolgt per Schlundsonde über 5 Tage. Drei Tage später werden bei einigen Mäusen Hautwunden erzeugt, indem unter Narkose zwei Biopsien (runde Gewebeproben) aus der Rückenhaut gestanzt werden. Anderen Mäusen werden Hautkrebszellen unter die Haut der rechten Flanke injiziert, woraus sich Tumore entwickeln. Die Mäuse mit den Wunden werden 7 Tage später getötet. Der Zeitpunkt der Tötung der Mäuse mit den Tumoren ist unklar. Die Tötungsart wird nicht erwähnt. Es werden außerdem Mäuse getötet, um aus ihren Lungen Zellen für Zellkulturen zu gewinnen.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Krebshilfe, die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Köln Zukunftsprogramm der Universität zu Köln unterstützt.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Mitochondrial respiration controls neoangiogenesis during wound healing and tumor growth

Autoren: L.M. Schiffmann (1,2,3), J.P. Werthenbach (1), F. Heintges-Kleinhofer (1), J.M. Seeger (1), M. Fritsch (1), S.D. Günther (1), S. Willenborg (4,5), S. Brodesser (6), C. Lucas (6), C. Jüngst (7), M.C. Albert (1), F. Schorn (1), A. Witt (1), C.T. Moraes (8), C.J. Bruns (2,3), M. Pasparakis (9), M. Krönke (1), S.A. Eming (4,5), O. Coutelle (1), H. Kashkar (1,4)*

Institute: (1) Institut für Medizinische Mikrobiologie, Immunologie und Hygiene (IMMIH), Cologne Excellence Cluster on Cellular Stress Responses in Aging-Associated Diseases (CECAD), Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum, Universität zu Köln, Goldenfelsstraße 19-21, 50935 Köln, (2) Klinik für Allgemein-, Viszeral-, Tumor- und Transplantationschirurgie, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum, Universität zu Köln, Köln, (3) Centre for Integrated Oncology (CIO) Köln-Bonn, Köln, (4) Center for Moleculare Medicine (CMMC), Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum, Universität zu Köln, Köln, (5) Abteilung Dermatologie, Cologne Excellence Cluster on Cellular Stress Responses in Aging-Associated Diseases (CECAD), Universität zu Köln, Köln , (6) Lipidomics/Metabolomics Facility, Cologne Excellence Cluster on Cellular Stress Responses in Aging-Associated Diseases (CECAD), Universität zu Köln, Köln, (7) Imaging Facility, Cologne Excellence Cluster on Cellular Stress Responses in Aging-Associated Diseases (CECAD), Universität zu Köln, Köln, (8) Department of Neurology, Miller School of Medicine Miami, University of Miami, Miami, Florida, USA, (9) Institut für Genetik, Cologne Excellence Cluster on Cellular Stress Responses in Aging-Associated Diseases (CECAD), Centre for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Köln

Zeitschrift: Nature Communications 2020; 11: 3653

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5208