Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken in Würzburg genehmigt. Die Goldfische stammen von Aquarium Glaser GmbH (Rodgau) und sind zum Zeitpunkt der Versuche zwischen 5,65 und 10 cm lang. Vor den Versuchen werden die Tiere für 4 Wochen in einem Glasbecken gehalten, dann wird ihr Gesundheitszustand überprüft und durch Reaktion auf akustische oder visuelle Reize getestet, ob sie sehen und hören können. Ausschließlich gesunde Tiere werden in den folgenden Versuchen eingesetzt, dies sind 98 Fische.

Die Tiere werden in verschiedene Gruppen eingeteilt. In einem Versuchsteil werden Gruppen von Fischen 4 Wochen lang unterschiedlichen Konzentrationen der Weichmacher Bisphenol A (BPA) oder Bisphenol S (BPS), einem Hormon oder einer Kontrollsubstanz ausgesetzt. Dazu werden die Chemikalien in unterschiedlichen Konzentrationen dem Wasser, in dem die Fische leben, zugesetzt. Aus der Gruppe, die dem Hormon ausgesetzt ist, sterben zwei Tiere nach 3 Wochen.

In einem anderen Versuch werden die akuten Wirkungen von BPA und BPS untersucht. Die mit den Wirkstoffen vorbehandelten Goldfische werden in Narkose versetzt. Dazu wird eine Chemikalie in das Wasser gegeben. 15 Minuten später werden die Fische aus dem Wasser genommen. Es wird ihnen auf den Hinterkörper gedrückt, was normalerweise Fluchtversuche auslöst, um zu überprüfen, ob die Narkose wirkt.

Den regungslosen Tieren wird über einen Schlauch Wasser, das Sauerstoff und Narkosemittel enthält, in den Mund gepumpt, welches dann über die Kiemen wieder austritt. Bei den Tieren, bei denen die akute Wirkung von BPA und BPS untersucht wird, werden die Chemikalien dem zur Beatmung verwendeten Wasser zugesetzt.

Der Schädel der Fische wird mit einer Zange geöffnet, das Kleinhirn wird angehoben und die Mauthner Neurone und Teile des Rückenmarks werden freigeschnitten. Bei Mauthner Neuronen handelt es sich um auffällig große Nervenzellen, die bei Fischen vorkommen und bei Reflexen und beim Fluchtverhalten eine Rolle spielen. Es werden Elektroden angebracht, um die Aktivität der Neuronen zu messen. Die Mauthner Neuronen werden stimuliert, was zu Muskelzuckungen führt. Um die Zuckungen zu unterdrücken, wird den Fischen ein Wirkstoff gespritzt, der die Muskeln entspannt.

Dann werden die Mauthner Neuronen mehrfach elektrisch gereizt, und dem Fisch werden Töne vorgespielt oder er wird Lichtsignalen ausgesetzt. Während dessen wird die Aktivität der Mauthner Neuronen gemessen. Die Prozedur dauert zwischen 20 und 90 Minuten.

Nach den Messungen werden die Fische noch in Narkose getötet, indem ihr Gehirn „mechanisch zerstört“ wird. Die Arbeiten werden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Umwelttoxikologie, Toxikologie, Neurologie

Originaltitel: Bisphenols exert detrimental effects on neuronal signaling in mature vertebrate brains

Autoren: Elisabeth Schirmer, Stefan Schuster, Peter Machnik

Institute: Lehrstuhl für Tierphysiologie, Universität Bayreuth, Universitätsstraße 30, 95440 Bayreuth

Zeitschrift: Communications Biology 2021; 4: 465

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5495

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit in Oldenburg genehmigt.

In den Versuchen werden 5 taube Katzen eingesetzt, die höchstwahrscheinlich aus der Zucht der Medizinischen Hochschule Hannover stammen, in der seit mindestens 20 Jahren taube, weiße Katzen für Tierversuche gezüchtet werden. Die Taubheit der Tiere wird im ersten Lebensmonat durch Messung der Aktivität des Gehirns als Reaktion auf Töne überprüft. Dazu werden die Tiere vermutlich in Narkose versetzt, Elektroden unter die Haut geschoben und es werden ihnen Töne vorgespielt, wie die Autoren in einer anderen Publikation berichten. Die Testung auf Taubheit wird außerdem direkt vor den Versuchen erneut durchgeführt. Zusätzlich werden 8 hörende Katzen eingesetzt.

Die Tiere werden in Narkose versetzt. Dann wird ein Luftröhrenschnitt gesetzt und die Katzen werden künstlich beatmet. Der Kopf der Katzen wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Der Schädel wird im Scheitelbereich geöffnet und eine Elektrode wird auf der Gehirnhaut platziert, welche die Aktivität des Gehirns aufnimmt. Eine zweite Elektrode wird im Nackenmuskel eingepflanzt. Den Tieren werden Töne vorgespielt und die Aktivität des Gehirns wird aufgenommen.

Bei einem Teil der hörenden Tiere werden die Haarzellen der Cochlea (Teil des Innenohrs), welche Schall in elektrische Signale umwandeln, durch das Spritzen einer Chemikalie in das Ohr zerstört, so dass die Tiere auf dem betreffenden Ohr taub werden.

Den tauben Katzen (mit angeborener oder künstlich herbeigeführter Taubheit) wird in ein Ohr eine Hörprothese, das sogenannte Cochlea-Implantat, eingesetzt. Ein Teil des Implantats wird dabei unter Narkose durch das Ohr bis in das Innenohr vorgeschoben. Der äußere Teil wird mit zahnmedizinischem Kunststoff am Kopf des Tieres befestigt.

Der Schädel der Tiere wird auf einer Seite oberhalb des für das Hören zuständigen Teils des Gehirns geöffnet und die Hirnhaut wird entfernt. Eine Elektrode wird auf verschiedene Stellen des Gehirns gelegt und die Aktivität der Nervenzellen im Gehirn während einer elektrischen oder akustischen Stimulation des Ohrs der anderen Körperseite gemessen. Dann wird eine Elektrodenkammer auf das Gehirn gelegt, die Elektroden in das Gehirn geschoben und wiederum die Aktivität der Nervenzellen gemessen. Ein Teil der Elektroden wird mit einem Farbstoff versehen, mit dessen Hilfe später die Eindringtiefe in das Gehirn anhand des Einstichkanals nachvollzogen werden kann.

Im Anschluss an die Versuche werden die Katzen in Narkose getötet. Dazu wird ihnen der Brustkorb aufgeschnitten und eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt. Diese verdrängt das Blut und die Tiere sterben. Das Gehirn der Tiere wird entnommen und in feine Scheiben geschnitten untersucht. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die National Science Foundation (USA), das Deutsche Zentrum für Luft- und Raumfahrt (DLR), die MED-El GmbH und den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) gefördert.

Bereich: Hörforschung, Hirnforschung

Originaltitel: Deficient recurrent cortical processing in congenital deafness

Autoren: Prasandhya Astagiri Yusuf (1)*, Aly Lamuri (1), Peter Hubka (2), Jochen Tillein (2,3), Martin Vinck (4,5)*, Andrej Kral (2,6)

Institute: (1) Department of Medical Physics/Medical Technology IMERI, Faculty of Medicine, University of Indonesia, Jakarta, Indonesien, (2) Verbundinstitut für Audio- und Neurotechnologie (VIANNA) und Laboratories of Experimental Otology (LEO), Hals-Nasen-Ohrenklinik, Medizinische Hochschule Hannover, Stadtfelddamm 34, 30625 Hannover, (3) MED-EL GmbH, Starnberg, (4) Ernst Strüngmann Institut for Neuroscience in Cooperation with Max Planck Society, Frankfurt am Main, (5) Donders Centre for Neuroscience, Department of Neuroinformatics, Radboud University Nijmegen, Nijmegen, Niederlande, (6) Department of Biomedical Sciences, School of Medicine and Health Sciences, Macquarie University, Sydney, Australien,

Zeitschrift: Frontiers in Systems Neuroscience 2022; 16: 806142

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5494

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer KY6/12 genehmigt. In den Versuchen werden zwei männliche Rhesusaffen (als „H07“ und „A11“ bezeichnet) eingesetzt, die ca. 12 und 15 Jahre alt sind.

Jedem Tier wird eine Haltestange aus Metall am Schädel befestigt. Um diese Stange anzupassen, werden die Schädel der Tiere zunächst mit einem bildgebenden Verfahren vermessen, wofür die Affen wahrscheinlich narkotisiert werden. Für die Befestigung der Haltestange werden die Tiere in Narkose versetzt und ihr Kopf wird in einem stereotaktischen Rahmen fixiert. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten und es werden Löcher für die Schrauben in den freigelegten Schädel gebohrt. Der Haltegriff wird auf dem Schädel positioniert und mit Schrauben befestigt.

Im Anschluss an diese Operation werden die Tiere an den Versuchsablauf gewöhnt. Dieser besteht darin, dass sie in einem Primatenstuhl sitzen, wobei ihr Kopf mit dem zuvor implantierten Haltebolzen fixiert wird. Über ein spezielles Gerät, ein sogenanntes Stereoskop, werden den Affen Bilder gezeigt, wobei es das Gerät ermöglicht, jedem Auge verschiedene Bilder zu zeigen. Die Affen lernen während des Trainings, ihren Blick auf einen bestimmten Bereich des gezeigten Bildes zu fixieren. Machen sie die vorgegebene Aufgabe wie von den Forschern gewünscht, erhalten sie als „Belohnung“ etwas Flüssigkeit. Damit die Tiere kooperieren, wird ihnen üblicherweise außerhalb der Trainingseinheiten nicht ausreichend Flüssigkeit gegeben.

Nach der Trainingsphase werden die Affen erneut operiert. Unter Narkose wird der Schädel geöffnet und eine 4 x 4 mm große Elektrodenplatte in einen bestimmten Bereich des Gehirns implantiert. In den eigentlichen Versuchen sitzen die Affen in einem Primatenstuhl und werden mit dem am Schädel befestigten Haltegriff fixiert. Über das Stereoskop wird ihnen zunächst ein Punkt gezeigt, auf den sie den Blick fixieren müssen. Dann wird den Tieren ein sich bewegendes Muster aus Streifen gezeigt, dessen Linien sich in eine Richtung aus dem Blickfeld hinausbewegen. Dieses Bild wird nur einem Auge oder beiden Augen gezeigt, wobei das Muster sich in verschiedene Richtungen bewegt. Nach zwei Sekunden wird eine andere Kombination aus Bildern verwendet. Der Versuch wird auch mit Punkten statt Streifen durchgeführt. Während die Affen die beweglichen Muster anschauen, werden die Augenbewegungen aufgezeichnet und über die Elektroden die Aktivität des Gehirns vermessen.

Das weitere Schicksal der Affen wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Tübingen AI Center und den Exzellenzcluster Maschinelles Lernen gefördert.

Bereich: Hirnforschung

Originaltitel: Decoding internally generated transitions of conscious contents in the prefrontal cortex without subjective reports

Autoren: Vishal Kapoor (1,2)*, Abhilash Dwarakanath (1), Shervin Safavi (1,3), Joachim Werner (1), Michel Besserve (1,4), Theofanis I. Panagiotaropoulos (1,5)*, Nikos K. Logothetis (1,2,6)

Institute: (1) Abteilung Physiologie kognitiver Prozesse, Max-Planck-Institut für biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (2) International Center for Primate Brain Research, Center for Excellence in Brain Science and Intelligence Technology (CEBSIT), Institute of Neuroscience (ION), Chinese Academy of Sciences, Schanghai, China, (3) International Max Planck Research School, Tübingen, (4) Abteilung Empirische Inferenz, Max-Planck-Institut für Intelligente Systeme, Tübingen, (5) Cognitive Neuroimaging Unit, CEA, DSV/I2BM, INSERM, Universite Paris-Sud, Universite Paris-Saclay, Neurospin Center, Gif/Yvette, Frankreich, (6) Division of Imaging Science and Biomedical Engineering, University of Manchester, Manchester, Großbritannien

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 1535

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5493

Versuchsbeschreibung: Das Gehirn eines weiblichen Rhesusaffen, welcher zuvor für einen anderen Versuch getötet wurde, wird entnommen, konserviert und mit einem hochauflösenden bildgebenden Verfahren untersucht. Aus den gewonnenen Daten wird ein „Atlas“ des Gehirns des Affen erstellt.

Um die Nützlichkeit des so gewonnenen Atlas zu zeigen, werden Versuche mit drei lebenden Affen durchgeführt. Zwei der Tiere sind männlich, das andere weiblich. Um ihre Köpfe fixieren zu können, werden ihnen in einer Operation Haltestäbe am Schädel festgeschraubt. Ob diese Operation Teil der vorliegenden Studie ist oder der Haltestab aus vorangegangenen Versuchen stammt, wird nicht erwähnt. Die Tiere werden in Narkose versetzt und ihr Kopf mit dem Haltebolzen fixiert. Ihnen wird ein flackerndes Schachbrettmuster auf einem Monitor gezeigt. Gleichzeitig wird die Aktivität in ihrem Gehirn mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Die Messung wird bei jedem Tier zweimal durchgeführt. Die Ergebnisse werden mit dem anhand des Gehirns des toten Tieres erstellten Atlas verglichen.

Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, das National Institute of Mental Health (USA) und das National Institute of Neurological Disorders and Stroke (USA) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neuroanatomie, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: The subcortical atlas of the rhesus macaque (SARM) for neuroimaging

Autoren: Renée Hartig (1,2,3), Daniel Glen (4), Benjamin Jung (5,6), Nikos K. Logothetis (2,7,11), George Paxinos (8), Eduardo A. Garza-Villarreal (9), Adam Messinger (6), Henry C. Evrard (1,2,10,11)*

Institute: (1) Werner Reichardt Centrum für Integrative Neurowissenschaften (CIN), Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (2)* Max-Planck-Institut für biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (3) Abteilung für Psychiatrie und Psychotherapie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Universitätsmedizin Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim, (4) Scientific and Statistical Computing Core, National Institute of Mental Health, Bethesda, USA, (5) Department of Neuroscience, Brown University, Providence, USA, (6) Laboratory of Brain and Cognition, National Institute of Mental Health, Bethesda, USA, (7) University of Manchester, Manchester, Großbritannien, (8) Neuroscience Research Australia and The University of New South Wales, Sydney, Australien, (9) Instituto de Neurobiologia, Universidad Nacional Autónoma de México campus Juriquilla, Queretaro, Mexiko, (10) Nathan S. Kline Institute for Psychiatric Research, Center for Biomedical Imaging and Neuromodulation, Orangeburg, USA, (11) International Center for Primate Brain Research, Songjiang, Schanghai, China

Zeitschrift: NeuroImage 2021; 235: 117996

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5492

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, Referenznr. 84–02.04.2015.A245), dem Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES, Referenznr. 33.19-42502-04-19/3222) und der kantonalen Veterinärbehörde in Bern (Schweiz, Referenznr. 81/18) genehmigt.

In drei Laboren an unterschiedlichen Standorten (Münster, Oldenburg, Bern in der Schweiz) soll der Einfluss der Experimentatoren auf die Ergebnisse untersucht werden. Hierbei wird verglichen, ob ein Versuch unter standardisierten Bedingungen mit nur einem Experimentator sich in der Reproduzierbarkeit (Wiederholbarkeit) der Ergebnisse von einem Versuchsaufbau unterscheidet, der von mehreren Experimentatoren durchgeführt wird. Pro Standort werden jeweils 96 weibliche, sieben Wochen alte (bei Ankunft im Labor) Mäuse zweier Inzuchtstämme (je Stamm 48 Tiere) verwendet. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River. Sie werden getrennt nach Stamm in Zweiergruppen und in allen drei Laboren unter gleichen Laborbedingungen gehalten.

Im standardisierten Design werden pro Stamm 12 Tiere von einem Experimentator getestet, während beim heterogenen Design drei verschiedene Experimentatoren beteiligt sind (pro Experimentator 4 Mäuse pro Stamm). Die Versuche beginnen, wenn die Tiere zehn Wochen alt sind und dauern acht Tage. Es werden vier Tests zur Untersuchung des Angstverhaltens durchgeführt.

Im Elevated Plus Maze-Test wird das Tier auf ein erhöhtes Labyrinth gesetzt, in dem sich geschlossene und offene Bereiche befinden. Mäuse fürchten sich von Natur aus vor offenen Flächen. Ein Tier gilt als umso ängstlicher, je mehr Zeit es in den geschlossenen Bereichen verbringt.

Im Dark Light-Test, wird die Maus für eine Minute in den zunächst verschlossenen dunklen Teil einer Box, die aus einem miteinander verbundenen dunklen und hellen Kompartiment besteht, gesetzt. Dann darf die Maus fünf Minuten lang die Box erkunden und das Verhalten wird beobachtet. Der Aufenthalt im dunklen Bereich gilt wiederum als Zeichen für Angst.

Der Open Field-Test funktioniert nach dem gleichen Prinzip. Hier wird geschaut, inwieweit die Maus sich in den offenen Bereich einer Box traut.

Im Novel Cage-Test wird die Maus für fünf Minuten in einen neuen Käfig gesetzt und es wird beobachtet, wie oft sie sich auf ihre Hinterpfoten aufrichtet und ihre Schnauze in die Luft streckt.

Im Nest-Test geht es darum, das Nestbauverhalten zu beobachten, wenn der Maus das Nestmaterial weggenommen und stattdessen ein Baumwollnest bereitgestellt wird. Die Nestqualität wird vom Experimentator bewertet.

Es werden zudem drei Tage nach Versuchsbeginn Kotproben genommen. Hierfür wird die Maus für drei Stunden in einen anderen Käfig gesetzt.

Über das weitere Schicksal der Tiere ist nichts bekannt. Üblicherweise werden die Tiere nach dem Versuch getötet, um beispielsweise Organe zu untersuchen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Verhaltensforschung

Originaltitel: Do multiple experimenters improve the reproducibility of animal studies?

Autoren: Vanessa Tabea von Kortzfleisch (1,2)*, Oliver Ambrée (3), Natasha A. Karp (4), Neele Meyer (3), Janja Novak (5), Rupert Palme (6), Marianna Rosso (5), Chadi Touma (3), Hanno Würbel (5), Sylvia Kaiser (1,2), Norbert Sachser (1,2), S. Helene Richter (1, 2)

Institute: (1) Institut für Neuro- und Verhaltensbiologie, Abteilung für Verhaltensbiologie, Universität Münster, Badestraße 13, 48149 Münster, (2) Otto Creutzfeldt Zentrum für Kognitive und Verhaltens-Neurowissenschaften, Universität Münster, (3) Abteilung Verhaltensbiologie, Universität Osnabrück, (4) Data Sciences & Quantitative Biology, Discovery Sciences, R&D, AstraZeneca, Cambridge, Großbritannien, (5) Division of Animal Welfare, Universität Bern, Schweiz, (6) Department of Biomedical Sciences, Veterinärmedizinische Universität Wien, Österreich

Zeitschrift: PLoS Biology 2022; 20(5):e3001564

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5491

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Es werden 4 erwachsene Rhesusaffen in den Versuchen eingesetzt. Den Tieren wird eine Haltestange am Schädel befestigt, mit der ihr Kopf fixiert werden kann. Ob diese Stange für die in dieser Studie beschriebenen Versuche implantiert wird oder bereits aus vorausgegangenen Versuchen stammt, wird nicht beschrieben.

Die Affen werden in Narkose versetzt und mit einem Laser wird ein Teil ihrer Netzhaut verbrannt, so dass sich dort eine Narbe bildet. Die Netzhautverletzung wird den Tieren an beiden Augen beigebracht.

Für die Versuche werden die Affen ebenfalls in Narkose versetzt und intubiert. Zusätzlich erhalten sie einen Wirkstoff, der die Bewegung der Augen unterdrückt und ihr Kopf wird mit Hilfe der implantierten Haltestange fixiert. Ihr Augenhintergrund wird fotografiert. Ihnen werden dann verschiedene sich bewegende Muster gezeigt. Gleichzeitig wird ihr Gehirn mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Diese Untersuchung wird mehrfach durchgeführt, erstmals vor der Laserbehandlung, dann am Tage der Laserbehandlung, 14 Tage später und mehrfach in den 5 Monaten danach.

Zwei Affen werden im Anschluss an die Versuche in Narkose mit einem Tötungsmittel getötet. Ihre Augen werden entnommen und die Netzhaut wird untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die lichtempfindlichen Zellen durch die Laserbehandlung zerstört wurden. In derselben Versuchsreihe werden einem der Affen 16 Elektroden in das Gehirn eingeführt, die zugehörigen Versuche werden in einer anderen Publikation beschrieben (Datenbank ID: 3407).

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, das National Institutes of Health (USA), die Europäische Union und den Merit Award (USA) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Sehforschung

Originaltitel: Macaque area V2/V3 reorganization following homonymous retinal lesions

Autoren: Georgios A. Keliris (1,2)*, Yibin Shao (1), Michael C. Schmid (1,3), Mark Augath (1,4), Nikos K. Logothetis (1,5,6), Stelios M. Smirnakis (7)*

Institute: (1) Abteilung für Physiologie kognitiver Prozesse, Max-Planck-Institut für biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (2) Bio-Imaging Lab, Department of Biomedical Sciences, University of Antwerp, Campus Drie Eiken, Universiteitsplein 1, 2610 Wilrijk, Belgien, (3) Schmid Research Group, Medicine Section, University of Fribourg, Freiburg, Schweiz, (4) Institute of Biomedical Engineering, ETH Zurich, Zürich, Schweiz, (5) International Center for Primate Brain Research, Shanghai, China, (6) Division of Imaging Science and Biomedical Engineering, University of Manchester, Manchester, Großbritannien, (7) Department of Neurology, Brigham and Women’s Hospital and Jamaica Plain Veterans Administration Hospital, 60 Fenwood Road, Harvard Medical School, Boston, USA

Zeitschrift: Frontiers in Neuroscience 2022; 16: 757091

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5490

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 81-02.04.2018.A303 genehmigt. Es werden Mäuse eines Inzuchtstamms und gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory und werden miteinander gekreuzt, um Mäuse mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalten.

Zu Beginn der Versuche sind die Mäuse zwischen 8 und 13 Wochen alt. Die Tiere werden für 16 Stunden im Dunkeln gehalten. Dann werden ihnen Tropfen in die Augen gegeben, die ihre Pupillen weiten. Im Anschluss werden die Tiere für eine Stunde einem hellen Licht ausgesetzt, die Lichtstärke ist dabei 15.000 LUX, was in etwa der Intensität der Behandlungsleuchte beim Zahnarzt entspricht. Anderen Tieren wird mit einer medizinischen Lampe für 10 Minuten Licht einer Stärke von 50.000 LUX in die Augen gestrahlt. Unter diesen Bedingungen kommt es zu einer durch das Licht verursachten Entzündung und einem Absterben von lichtempfindlichen Zellen der Netzhaut.

Einem Teil der Tiere wird zusätzlich täglich ein Wirkstoff, anderen Mäusen eine wirkstofffreie Lösung in die Bauchhöhle gespritzt. Die erste Spritze erhalten sie am Tag vor der Lichtexposition.

Jeweils ein Teil der Tiere wird 1 Tag, 3 oder 4 Tage nach der Lichtexposition durch Spritzen von Narkosemitteln in die Bauchhöhle in Narkose versetzt und ihnen werden Tropfen in die Augen gegeben, die die Pupillen weiten. Dann werden die Augen mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei wird festgestellt, dass ein Teil der Tiere unter einer erheblichen Verringerung der Dicke der Netzhaut leidet. Im Anschluss an die Untersuchung werden die Tiere durch Genickbruch getötet. Die Augen werden entnommen, und in feine Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden von der Rühling-Stiftung, der Brunenbusch-Stein Stiftung, Fight for Sight (Großbritannien), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Pro Retina-Stiftung, die Erhard Rüther Stiftung, die Dr. Gaide-Stiftung und die Velux Foundation (Dänemark) unterstützt. Die Veröffentlichung wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Projekt DEAL gefördert.

Bereich: Augenheilkunde, Sehforschung, Neuroimmunologie

Originaltitel: Genetic targeting or pharmacological inhibition of galectin 3 dampens microglia reactivity and delays retinal degeneration

Autoren: Mona Tabel (1), Anne Wolf (1), Manon Szczepan (2), Heping Xu (2), Herbert Jägle (3), Christoph Moehle (4), Mei Chen (2), Thomas Langmann (1,5)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Experimentelle Immunologie des Auges, Zentrum für Augenheilkunde, Uniklinik Köln, Kerpener Straße 62, 50937 Köln, (2) Wellcome Wolfson Institute for Experimental Medicine, School of Medicine, Dentistry and Biomedical Sciences, Queen’s University Belfast, Belfast, Großbritannien, (3) Klinik und Poliklinik für Augenheilkunde, Universitätsklinikum Regensburg, Regensburg, (4) Kompetenzzentrum Fluoreszente Bioanalytik, Universität Regensburg, Regensburg, (5) Zentrum für Molekulare Medizin der Universität zu Köln (CMMC), Universität zu Köln, Köln

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2022; 19: 229

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5489

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter den Nummern G19/21, G11/65, G15/19, und G09/88 sowie G10/100 genehmigt.

Es werden Mäuse eingesetzt, die durch Genmanipulation unter einer schweren Immunschwäche leiden. Den Tieren werden im Alter von 12 Wochen verschiedene Krebszellen unter die Haut am Schulterblatt gespritzt. Einem Teil der Mäuse wird zweimal pro Woche ein Wirkstoff oder eine wirkstofffreie Lösung in die Bauchhöhle gespritzt. Das Wachstum des Tumors wird beobachtet und die Mäuse werden getötet, sobald der Tumor eine Masse von 10% des zu Versuchsbeginn ermittelten Gewichts der Tiere aufweist oder sobald der Tumor aufbricht. Der Tumor und die Lungen werden entnommen. Bei einem Teil der Tiere werden auch der Oberschenkelknochen und das Schienbein entnommen. Die Lungen und das Knochenmark werden auf Metastasen untersucht.

In einem anderen Versuch wird Gruppen von 12 Wochen alten Mäusen entweder dreimal innerhalb eines Tages ein Wirkstoff oder eine wirkstofffreie Lösung in die Bauchhöhle gespritzt. Vier Stunden nach der letzten Injektion werden die Tiere narkotisiert. Dann wird den Tieren das Herz und die Lunge für weitere Untersuchungen herausgeschnitten.

Zusätzlich werden Versuche mit Zellen durchgeführt, die aus den Lungen von 7 bis 10 Tage alten Mäusen gewonnen werden. Wahrscheinlich werden die Tiere zur Gewinnung der Zellen getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Roggenbuck-Stiftung und den Veterans Administration Merit Award (USA) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Tumor cell E-selectin ligands determine partial efficacy of bortezomib on spontaneous lung metastasis formation of solid human tumors in vivo

Autoren: Tobias Lange (1)*, Ursula Valentiner (1), Daniel Wicklein (1), Hanna Maar (1) Vera Labitzky (1), Ann-Kristin Ahlers (1), Sarah Starzonek (1), Sandra Genduso (1), Lisa Staffeldt (1), Carolin Pahlow (1), Anna-Maria Dück (1), Christine Stürken (1), Anke Baranowsky (2), Alexander T. Bauer (3), Etmar Bulk (4), Albrecht Schwab (4), Kristoffer Riecken (5), Christian Börnchen (6), Rainer Kiefmann (6), Valsamma Abraham (7), Horace M. DeLisser (7), Timo Gemoll (8), Jens K. Habermann (8), Andreas Block (9), Klaus Pantel (10), Udo Schumacher (1)

Institute: (1) Institut für Anatomie und Experimentelle Morphologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Martinistraße 52, 20251 Hamburg, (2) Klinik und Poliklinik für Unfallchirurgie und Orthopädie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (3) Klinik für Dermatologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (4) Institut für Physiologie II, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (5) Forschungsabteilung Zell- und Gentherapie, Klinik für Stammzelltransplantation, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (6) Klinik und Poliklinik für Anästhesiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (7) Pulmonary, Allergy and Critical Care Division, Department of Medicine, School of Medicine, University of Pennsylvania, Philadelphia, USA, (8) Sektion für Translationale Chirurgische Onkologie und Biomaterialbanken, Universität zu Lübeck und Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Lübeck, Lübeck, (9) Zentrum für Onkologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (10) Institut für Tumorbiologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg

Zeitschrift: Molecular Therapy 2022; 30(4): 1536-1552

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5488

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Soziales, Familie, Gesundheit und Verbraucherschutz in Hamburg unter der Nummer 122/17 genehmigt. Es werden verschiedene Mäuse, die zum Teil gentechnisch verändert sind, eingesetzt. Die Tiere stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory oder werden von anderen Wissenschaftlern zur Verfügung gestellt und werden in der Tierhaltung des Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf gehalten. Zusätzlich werden verschiedene Mäuse miteinander verpaart, um Mäuse mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalten.

Im Alter von 10-16 Wochen werden einige der Tiere verschiedenen Verhaltenstests unterzogen. Damit diese bei den eigentlich nachtaktiven Tieren zu den regulären Arbeitszeiten durchgeführt werden können, werden die Tiere zuvor über 3 Wochen an einen verschobenen Tag- und Nachtrhythmus gewöhnt. Die Versuche werden dann am Tag und unter schwacher Beleuchtung durchgeführt.

In einem Test wird untersucht, wie die Tiere auf neue Gerüche reagieren. Dafür werden sie in einen Test-Käfig gesetzt. In zwei Öffnungen des Käfigs werden zwei Röhrchen gesteckt, die entweder Vanille- oder Mandelgeruchsproben enthalten oder leer sind. Die Röhrchen werden dann ausgetauscht und es wird per Videoaufzeichnung beobachtet, wie lange die Tiere an den verschiedenen Röhrchen schnüffeln.

In einem anderen Versuch wird ein Filterpapier mit einer Lösung getränkt, die eine Chemikalie enthält. Diese Chemikalie kommt auch im Analsekret von Füchsen vor und löst bei Mäusen eine angeborene Furcht vor dem Raubtier aus. Das Papier wird im Käfig befestigt und eine Maus für 12 Minuten in den Käfig gesetzt. Die Reaktion der Mäuse auf den Geruch wird mit Video aufgezeichnet und es wird gemessen, wie lange die Mäuse bewegungslos vor Angst erstarren.

Im sogenannten Open Field Test werden die Tiere in eine nach oben offene und beleuchtete Box gesetzt und für 15 Minuten beobachtet. Es wird gemessen welche Distanz sie zurücklegen, und ob sie sich eher an den Wänden der Box oder weiter in der Mitte aufhalten. Längeres Verweilen im Randbereich wird dabei als Ängstlichkeit gewertet.

Beim erhöhten Plus-Labyrinth werden die Tiere für 5 Minuten in 75 cm Höhe auf eine Konstruktion gesetzt, die aus zwei sich kreuzenden Stegen besteht. Von den vier Armen des „Labyrinths“ sind zwei offen und zwei haben Seitenwände. Per Videoaufnahme wird festgehalten, wie oft die Tiere auf die Arme mit oder ohne Seitenwände laufen. Auch wird gemessen, wie oft die Mäuse Kot absetzen oder sich putzen. Daraus soll auf die generelle Ängstlichkeit der Tiere geschlossen werden.

Andere Tiere werden in Narkose versetzt. Dann wird ihnen ein Proteinbruchstück zusammen mit dem sogenannten Freund-Adjuvans unter die Haut gespritzt. Dabei handelt es sich um eine Lösung, die Mineralöl und abgetötete Tuberkulosebakterien enthält und zu einer starken lokalen Entzündung führt. Zusätzlich wird ihnen zweimal ein Wirkstoff gespritzt. In der Folge richtet sich das Immunsystem der Tiere gegen ihr eigenes Gehirn und Rückenmark, wodurch sich diese entzünden. Die Tiere werden den Geruchstests mit Vanille- und Mandelduft und dem Fuchs-Geruch unterzogen. Sie werden über einen Zeitraum von 30 Tagen beobachtet und ihre Symptome, die bis zur vollständigen Lähmung der Hinterbeine, bei gleichzeitiger teilweiser Lähmung der Vorderbeine, reichen, werden nach einem Punkteverfahren bewertet. Tiere mit schweren Symptomen werden getötet.

Zur Gewinnung und weiteren Untersuchung des Gehirns werden die Tiere mit einer Spritze in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird ihr Herz freigeschnitten und eine Nadel ins Herz gestoßen. Durch die Nadel wird eine konservierende Flüssigkeit ins Herz gepumpt, woran die Tiere sterben.

Zusätzlich werden Versuche mit Gehirnzellen durchgeführt, welche aus Mäuse-Embryonen gewonnen werden. Es ist davon auszugehen, dass zur Gewinnung dieser Zellen weitere, schwangere Mäuse getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Sinnesphysiologie, Neurobiochemie, Neuropathologie, Neuroimmunologie

Originaltitel: Neuronal adenosine A1 receptor is critical for olfactory function but unable to attenuate olfactory dysfunction in neuroinflammation

Autoren: Charlotte Schubert (1), Kristina Schulz (2), Simone Träger (1), Anna-Lena Plath (3), Asina Omriouate (3), Sina C. Rosenkranz (1), Fabio Morellini (3), Manuel A. Friese (1)*, Daniela Hirnet (2)*

Institute: (1) Institut für Neuroimmunologie und Multiple Sklerose (INIMS), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Falkenried 94, 20251 Hamburg, (2) Abteilung Neurophysiologie, Institut für Zell- und Systembiologie der Tiere, Universität Hamburg, Martin-Luther-King-Platz 3, 20146 Hamburg, (3) Forschungsgruppe Verhaltensbiologie, Zentrum für Molekulare Neurobiologie (ZMNH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg

Zeitschrift: Frontiers in Cellular Neuroscience 2022; 16: 912030

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5487

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde unter der Nummer AZ101/15 genehmigt. Sieben Schweine mit einem Gewicht von 75 bis 85 kg werden am Universitären Herz- und Gefäßzentrum Hamburg operiert. Vorab wird das zu implantierende Gerät, welches die Reparatur der Hauptschlagader erleichtern soll und eigentlich auf den Menschen ausgelegt ist, an den Durchmesser der Hauptschlagader eines 80 kg schweren Schweins angepasst, wozu tote Schweine mit einem bildgebenden Verfahren untersucht werden.

Den Schweinen werden verschiedene Medikamente, darunter Beruhigungs- und Narkosemittel, in einen Muskel gespritzt. Dann werden weitere Narkosemittel in eine Vene gespritzt. Die Tiere werden intubiert und beatmet. Mehrere Sonden und Katheter werden in verschiedene Blutgefäße (die rechte Halsschlagader, die Drosselvene, in eine Oberschenkelarterie und in eine Arterie des Brustkorbs) eingeführt. Zusätzlich wird ein Katheter in die Arterie des linken Herzvorhofs geschoben, durch den später kleine farbmarkierte Partikel injiziert werden.

Die hinter dem Bauchfell liegende Hauptschlagader wird freigeschnitten und mehrere davon abzweigende Gefäße werden abgebunden. Ein die Bauchorgane versorgendes Gefäß wird durchtrennt und mit der Hauptschlagader verbunden. Die Hauptschlagader wird eingeschnitten und das zu implantierende Gerät durch den Einschnitt in die Ader geschoben. Dort entfaltet sich das Gerät, so dass es den Blutfluss durch die Hauptschlagader unterbindet. Nacheinander werden verschiedene Gefäße an dem Gerät festgenäht, so dass das Blut nun durch die Schläuche des Geräts fließt. Das Einsetzen des Geräts dauert 65 bis 83 Minuten. Bei einem Schwein verschiebt sich das eingesetzte Gerät, weil der Operateur von dem empfohlenen Protokoll des Herstellers abweicht. Dieses Tier wird aus dem Versuch ausgeschlossen und vermutlich getötet.

Der Blutfluss wird über einen Zeitraum von 6 Stunden beobachtet und mit einem Bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die Blutversorgung der Nieren beeinträchtigt ist, was die Experimentatoren auf Abweichungen der Gefäßgröße zwischen Schwein und Mensch, für welchen das Gerät entwickelt wurde, zurückführen.

Dann werden die Tiere durch das Spritzen des Tötungsmittels T61 in Narkose getötet. Das implantierte Gerät wird wieder entnommen, ein Teil der Leber, beide Nieren, ein Teil des Darms und das Rückenmark werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Terumo Aortic gefördert, welche aus der Firma, die die Materialien für das hier getestete implantierbare Gerät entwickelt hat, hervorgegangen ist.

Bereich: Herz-Kreislauf Chirurgie, Biomedizinische Technik

Originaltitel: In vivo evaluation of a new hybrid graft using retrograde visceral perfusion for thoracoabdominal aortic repair in an animal model

Autoren: Sabine Wipper (1)*, Harleen K. Sandhu (2), Tilo Kölbel (3), Anthony L. Estrera (2), Constantin Trepte (4), Christoph Behem (4), Charles C. Miller III (2), E. Sebastian Debus (3)

Institute: (1) Universitätsklinik für Gefäßchirurgie, Medizinische Universität Innsbruck, Anischstraße 35, 6020 Innsbruck, Österreich. (2) Department of Cardiothoracic and Vascular Surgery, McGovern Medical School at UTHealth, Houston, USA, (3) Klinik und Poliklinik für Gefäßmedizin, Universitäres Herz- und Gefäßzentrum Hamburg, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinstrasse 52, 20246 Hamburg, (4) Klinik und Poliklinik für Anästhesiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg

Zeitschrift: JTCVS Techniques 2022; 15: 1-8

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5486