Versuchsbeschreibung: Die Versuche, die in Deutschland stattfinden, werden von den jeweils zuständigen Behörden, dem Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz des Landes Nordrhein-Westfalen (Az. 600/A02) und dem Landesamt für Gesundheit und Soziales Berlin (Az. A0292/12) genehmigt. Ein Teil der Versuche wird in Schanghai, China, durchgeführt. Die genmanipulierten Nacktmäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River, Sulzfeld. Die Herkunft der in China verwendeten Tiere wird nicht genannt.

Die Studie vereint drei unterschiedliche Versuche.

Teil 1 vergleicht zwei unterschiedliche Medikamente gegen Leberzellkrebs hinsichtlich der Dauer des Überlebens. 48 Mäusen werden im Rahmen einer nicht näher beschriebenen Operation künstlich gezüchtete Leberkrebszellen in die Leber eingepflanzt, wo sie zu wuchern beginnen. Nach 4-5 Tagen erhalten je 8 Tiere täglich über eine Schlundsonde eines der zu vergleichenden Krebsmittel, 16 Tiere erhalten täglich über eine Schlundsonde eine wirkstofffreie Trägerlösung, 16 Tiere bleiben unbehandelt.

Die Mäuse werden regelmäßig gewogen und hinsichtlich ihres Allgemeinzustandes beobachtet. Sie leiden tumorbedingt unter Bewegungseinschränkung, Atemnot und Wasseransammlung im Bauchraum. Wenn zu dieser Symptomatik eine erniedrigte Körpertemperatur hinzukommt, werden sie aussortiert und auf nicht genannte Weise getötet und obduziert. Die durchschnittliche Überlebenszeit der Mäuse beträgt je nach Therapieverfahren 21 bis 38 Tage. Tiere, die operationsbedingt versterben, werden für die Studie nicht ausgewertet, wodurch sich u.a. die Zahl der verwendeten Tiere erhöht.

Teil 2 der Studie wird in China durchgeführt. Mindestens 30 gentechnisch veränderten Nacktmäusen wird menschliches Leberzellkrebs-Gewebe unter die Haut der rechten Flanke operativ eingepflanzt. Dadurch kann das Wachstum des Tumors besser gemessen werden. Je 10 Tiere erhalten täglich über eine Schlundsonde eines der beiden Medikamente, 10 Tieren wird täglich ein Antikörper in den Bauchraum eingespritzt. Die Mäuse werden auf nicht genannte Weise getötet, wenn der Tumor die Größe von 2000 qmm erreicht hat.

Teil 3 der Studie dient der Erhebung von Daten zur Verteilung der beiden Arzneimittel im Organismus von Mäusen. 12 weibliche, 6-8 Wochen alte Nacktmäuse werden in 4 Gruppen eingeteilt und erhalten je nach Gruppe 5 Tage täglich über eine Schlundsonde eines der beiden Arzneimittel in 2 unterschiedlichen Dosierungen. Die Tiere werden auf nicht genannte Weise getötet und feingeweblich untersucht.

Die Arbeit wurde von Bayer AG finanziell unterstützt. Die meisten Studienteilnehmer sind bei Bayer beschäftigt.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Antitumor Effects of Regorafenib and Sorafenib in Preclinical Models of Hepatocellular Carcinoma

Autoren: Maria Kissel (1), Sandra Berndt (2), Lukas Fiebig (1), Simon Kling (3), Qunsheng Ji (4), Qingyang Gu (4), Tina Lang (5), Frank-Thorsten Hafner (1), Michael Teufel (6), Dieter Zopf (2)*

Institute: (1) Bayer AG, Arzneimittelforschung, Wuppertal, (2) Bayer AG, Arzneimittelforschung, Berlin, Müllerstr. 178, 13353 Berlin, (3) NMI Naturwissenschaftliches und Medizinisches Institut der Universität Tübingen, Reutlingen, (4) Research Service Division, Oncology and Immunology Unit, WuXi AppTec Ltd., Schanghai, China, (5) Bayer Pharma AG, Statistik der Forschung und Klinischen Wissenschaften, Berlin, (6) Bayer Health Care Pharmaceuticals, Whippany, NJ, USA

Zeitschrift: Oncotarget: 2017: 8 (63); 107096-107108

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4902

Versuchsbeschreibung: Die Versuche wurden von der lokal zuständigen Behörde genehmigt, welche wird nicht genannt. Die erwachsenen Sprague Dawley Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories in Sulzfeld.

Der Versuch beinhaltet zwei Fragestellungen zu einem neuen Wirkstoff (BAY41-8543) der Firma Bayer Pharma gegen Lungenhochdruck: 1. Pharmakokinetik des Wirkstoffes bei gesunden Tieren nach oraler Gabe und nach lokaler Gabe in die Luftröhre. 25 Tieren wird der Wirkstoff in unterschiedlicher Dosis entweder über eine Sonde in den Magen oder über einen in Narkose eingeführten Schlauch in die Luftröhre eingegeben. Danach erfolgen in Narkose nach 1, 3 und 6 Stunden Blutentnahmen aus einer Beinvene und zuletzt die Tötung auf nicht genannte Weise.

2. Vergleich unterschiedlicher Dosierungen und Darreichungsarten bei künstlich an Lungenhochdruck krank gemachten Tieren.

Hierzu wird 28 Tage vor dem eigentlichen Versuch bei 50 Tieren durch Einspritzung des für Ratten giftigen Wirkstoffes Monocrotalin unter die Haut künstlich ein Lungenhochdruck erzeugt. Die Ratten leiden an einer Überlastung und dann Versagen des rechten Herzens mit Atemnot, Sauerstoffmangel der Gewebe (Zyanose), Schwäche und Wasseransammlungen im Körper (periphere Ödeme).

Unter erneuter Narkose wird ein Drucksensor in die Arterie des Oberschenkels eingesetzt, mit dem der Blutdruck kontinuierlich gemessen werden kann. Die Tiere werden danach in Einzelkäfigen gehalten. Über einen Zeitraum von zwei Wochen werden die in 5 Gruppen eingeteilten Tiere mit dem Wirkstoff in dem unter 1) beschriebenen unterschiedlichen Vorgehen behandelt. Es werden über einen in die Halsvene eingebrachten Druckkatheter regelmäßig die Lungendrücke gemessen und Blutproben zur Bestimmung der Wirkstoffkonzentration entnommen. Unter Narkose werden Ultraschalluntersuchungen des Herzens durchgeführt. Die Tiere werden auf nicht genannte Weise getötet, Herz- und Lungengewebe werden entnommen und feingeweblich untersucht.

Die Arbeit wird vom Excellence Cluster Cardio-Pulmonary System (ECCPS) der Justus-Liebig-Universität Gießen und dem Deutschen Zentrum für Lungenforschung (Universities of Giessen and Marburg Lung Center UGMLC) finanziell unterstützt.

Bereich: Kardiologie, Lungenforschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Chronic intratracheal application of the soluble guanylyl cyclase stimulator BAY 41-8543 ameliorates experimental pulmonary hypertension

Autoren: Matthieu Amirjanians (1), Bakytbek Egemnazarov (1), Akylbek Sydykov (1), Baktybek Kojonazarov (1), Ralf Brandes (3), Himal Luitel (1), Kabita Pradhan (1), Johann-Peter Stasch (4,5), Gorden Redlich (6), Norbert Weissmann (1), Friedrich Grimminger (1), Werner Seeger (1,2), Hossein Ghofrani (1), Ralph Schermuly (1,2)*

Institute: (1) Universität Gießen, Lungenzentrum (UGLC), Ludwigstraße 23, 35390 Gießen,(2) Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, 61231 Bad Nauheim(3) Johann-Wolfgang-Goethe Universität Frankfurt, Institut für Kardiovaskuläre Physiologie, (4) Bayer Pharma AG, Kardiologie-Forschung, Wuppertal, (5) Institut für Pharmazie, Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, (6) Bayer Pharma AG, Pharmakokinetik Forschung, Wuppertal

Zeitschrift: Oncotarget 2017: 8 (18); 29613-29624

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4901

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Landesdirektion Sachsen genehmigt (Referenznummer TV 34/13). Woher die Pferde (Alter 3-10 Jahre) stammen, wird nicht erwähnt. Es soll ein positiver Effekt von mesenchymalen Stromazellen (MSC) auf die Regeneration von Sehnenverletzungen untersucht werden, die den Pferden zugefügt werden. Die Tiere werden betäubt und an allen vier Beinen wird die Haut eingeschnitten. Mit einer Nadel wird eine Lösung (Kollagenase) in die Sehnen gespritzt, die das Sehnen-Gewebe lokal zerstört. Die Schnitte werden zugenäht und die Wunden mit einem Verband versehen. Dann wird den Tieren Fettgewebe entnommen, das als Quelle für die MSC dient, die den Tieren später verabreicht werden. Nach der Operation müssen die Pferde bis zu 10 Tage lang ein entzündungshemmendes Schmerzmittel erhalten. Nach 2 Wochen werden die Verbände abgenommen und die Fäden entfernt. 1 Woche später werden die MSC verabreicht. Hierfür werden die Tiere sediert und lokal betäubt. An jeweils einem Vorder-und einem Hinterbein an den Stellen, wo die Sehnen zerstört wurden, wird eine Lösung injiziert, die die zuvor isolierten MSC enthält. Bei den anderen beiden Beinen wird eine Kontrolllösung (ohne MSC) gespritzt. Die Beine werden für 2 Tage verbunden, währenddessen erhalten die Tiere erneut ein entzündungshemmendes Schmerzmittel. 3 Pferden werden nach der MSC-Injektion 6 Tage lang täglich Blutproben entnommen. Insgesamt dürfen die Pferde nach der operativen Zerstörung der Sehnen 5 Wochen lang den Stall nicht verlassen. Danach starten sie ein 19-wöchiges „Rehabilitations-Programm“, bei dem sie täglich nur für kurze Zeit kontrolliert bewegt werden.

Ab dem Zeitpunkt der MSC-Injektion werden die Tiere innerhalb von 3 Wochen 5-mal einer MRI (Magnet-Resonanz-Imaging)-Untersuchung ausgesetzt, für die sie jedes Mal sediert werden müssen. Dabei wird der Zustand der zerstörten Sehnenverletzungen mit und ohne MSC-Behandlung analysiert. 3 Wochen nach der MSC-Injektion werden unter Betäubung an den operierten Stellen Sehnen-Biopsien (kleine Gewebeproben) entnommen. Erneut muss allen Tieren bis zu 10 Tage lang entzündungshemmende Schmerzmittel verabreicht werden. Bei 3 Pferden werden zusätzlich zu den Sehnen-Biopsien je 2 Biopsien von Unterhautgewebe und Muskel herausgeschnitten – an der Stelle, wo das Fettgewebe für die MSC-Isolierung entnommen wurde und daneben. Zwei weiteren Pferden ohne Sehnenverletzung werden zum Vergleich operativ Fettgewebe, Unterhaut- und Muskelbiopsien entnommen.

In den folgenden 24 Wochen werden 5 weitere MRI-Untersuchungen der Vorderbeine wie oben beschrieben durchgeführt, wobei die Tiere jedes Mal sediert werden. Es wird erwähnt, dass die Pferde nach der operativen Zerstörung der Sehnen und insbesondere nach den Biopsie-Entnahmen Schmerzen hatten, die mehrtägige Schmerzmittel-Gaben erforderten. Mehrere Wochen nach der operativen Sehnenzerstörung lahmten die Pferde.

24 Wochen nach der MSC-Injektion werden die Pferde getötet (wie, wird nicht erwähnt) und die Sehnen der Vorderbeine inklusive umgebendem Gewebe für weitere Untersuchungen herausgeschnitten.

Die Studie wurde finanziert vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (Projekt BMBF1315883) und vom Sächsischen Staatsministerium für Wissenschaft und Kunst (SMWK).

Bereich: Transplantationsmedizin, Regenerationsmedizin, Tissue Engineering, Wundheilung, Orthopädie

Originaltitel: Long-Term Cell Tracking Following Local Injection of Mesenchymal Stromal Cells in the Equine Model of Induced Tendon Disease

Autoren: Janina Burk (1,2,3)*, Dagmar Berner (4), Walter Brehm (1,2,4), Aline Hillmann (1,2), Carolin Horstmeier (1,2,4), Christoph Josten (5), Felicitas Paebst (4), Giacomo Rossi (6), Susanna Schubert (1,2), Annette B. Ahrberg (1,2,5)

Institute: (1) Sächsischer Inkubator für Klinische Translation (SIKT), Universität Leipzig, Philipp-Rosenthal-Str. 55, 04103 Leipzig, (2) Translationszentrum für Regenerative Medizin (TRM), Universität Leipzig, Leipzig, (3) Veterinär-Physiologisches Institut, Universität Leipzig, Leipzig, (4) Klinik für Pferde, Universität Leipzig, Leipzig, (5) Klinik für Orthopädie, Unfallchirurgie und Plastische Chirurgie, Universität Leipzig, Leipzig, (6) University of Camerino, School of Biosciences and Veterinary Medicine, Matelica (MC), Italien

Zeitschrift: Cell Transplantation 2016: 25(12); 2199-2211

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4900

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Landesdirektion Sachsen genehmigt. Die Schweine stammen von der Agrarproduktion Kitzen e.V., Kitzen, und werden am Medizinisch-Experimentellen Zentrum der medizinischen Fakultät der Universität Leipzig gehalten. 24 Stunden vor Beginn der Versuche bekommen die Tiere kein Futter mehr. Die Tiere werden betäubt und es wird ein Luftröhrenschnitt vorgenommen, um sie während der anstehenden Operation künstlich zu beatmen. Eine Kanüle wird in die Oberschenkelarterie eingeführt, um Blutproben abzunehmen und den Blutdruck zu messen. Urinproben werden mittels eines Katheters gesammelt. Die Schweine erhalten einen 60 cm langen Bauchschnitt und ein großer Teil (70%) der Leber wird herausgeschnitten. Es handelt sich hierbei um eine komplizierte, mehrstündige Operation, während der die Herzfunktion des operierten Tieres mittels Noradrenalin-Gabe aufrechterhalten wird. Der Bauchschnitt wird wieder zugenäht. Über einen Halsvenenkatheter wird jeweils 5 Schweinen entweder eine Lösung mit mesenchymalen Stammzellen (MSC) oder eine neutrale Kontrolllösung verabreicht. Es soll getestet werden, ob die MSC einen schützenden Einfluss auf die Nieren haben, nachdem große Teile der Leber entfernt wurden. Die MSC, die hier verwendet werden, stammen ebenfalls aus Schweinen. Sie werden hergestellt, indem in einem operativen Eingriff der Oberschenkelknochen des Tieres freigelegt und die innere Knochensubstanz herausgeholt wird, aus der dann die MSC gewonnen werden. Im Detail wird die Prozedur in der vorliegenden Arbeit nicht beschrieben, und die Schweine, die für die Herstellung der MSC eingesetzt wurden, werden nicht zu den „Versuchstieren“ dieser Studie gezählt.

Über einen Zeitraum von 24 Stunden nach der Leber-Teilentfernung wird der Blutdruck gemessen, sowie mehrmals Blut- und Urin-Proben über die Katheter gesammelt, die anschließend analysiert werden. Die Tiere befinden sich die ganze Zeit über in Narkose und werden weiterhin mithilfe von Noradrenalin-Gabe am Leben erhalten. Nach 24 Stunden werden die Schweine getötet und die Reste der Leber sowie die Nieren werden für weitere Analysen entnommen.

Eine nicht genannte Anzahl Schweine wird einer sogenannten „Sham“-Operation unterzogen. Hierbei werden die Schweine genauso operiert wie oben beschrieben, allerdings wird die Leber nicht entnommen. Auf diese Weise sollen bei der späteren Datenanalyse solche Effekte identifiziert werden, die nur aufgrund der Leber-Resektion per se entstehen und nicht aufgrund der sonstigen experimentellen Bedingungen. Da die Daten der Sham-Gruppe auch statistisch ausgewertet werden, ist davon auszugehen, dass es min. 3 Tiere sind. Auch diese Tiere werden getötet und die Organe, wie oben beschrieben, entnommen.

Die Versuche und deren Publikation wurden finanziell unterstützt vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (Projekt BMBF1315883), von der Medizinischen Fakultät der Universität Leipzig (Projekt FI 920000-152) und von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG).

Bereich: Innere Medizin, Leberforschung, Nierenphysiologie

Originaltitel: Mesenchymal stem cells correct haemodynamic dysfunction associated with liver injury after extended resection in a pig model

Autoren: Hans-Michael Tautenhahn (1,9), Sandra Brückner (1), Christiane Uder (1), Silvio Erler (2), Madlen Hempel (1), Martin von Bergen (3,4), Janine Brach (1), Sandra Winkler (1), Franziska Pankow (1), Claudia Gittel (5), Manja Baunack (5), Undine Lange (1), Johannes Broschewitz (1), Matthias Dollinger (6), Michael Bartels (1,10), Uta Pietsch (7), Kerstin Amann (8), Bruno Christ (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Viszeral-, Transplantations-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Universität Leipzig, Liebigstraße 21, 04103 Leipzig, (2) Institut für Biologie, Molekulare Ökologie, Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, Halle, (3) Department Molekulare Systembiologie, Helmholtz-Zentrum für Umweltforschung, Leipzig, (4) Institut für Biochemie, Fakultät für Biowissenschaften, Pharmazie und Psychologie, Universität Leipzig, Leipzig, (5) Klinik für Pferde, Universität Leipzig, Leipzig, (6) Klinik für Innere Medizin I, Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (7) Klinik und Poliklinik für Anästhesiologie und Intensivtherapie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (8) Nephropathologische Abteilung, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (9) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Jena, Jena, (10) Klinik für Allgemein- und Viszeralchirurgie, Helios Park-Klinikum Leipzig, Leipzig

Zeitschrift: Scientific Reports 2018: 7(1); 2617. Doi:10.1038/s41598-017-02670-8

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4899

Versuchsbeschreibung: Die Schaf-Versuche werden von der Landesdirektion Sachsen genehmigt, die Wallaby-Versuche von der Tierschutzkommission der Universität Melbourne (The University of Melbourne Animal Institutional Animal Ethics Committee). Das schwangere Mutterschaf stammt aus der Veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig. Die Wallabys (kleine Kängurus) stammen aus der Forschungsabteilung für Beuteltiere der Universität Melbourne in Australien (Marsupial research facility, School of BioSciences, The University of Melbourne).

Die beiden Wallaby-Föten (19 und 22 Tage alt) werden nach Entnahme aus dem Mutterleib mit einer Skalpell-Klinge geköpft. Es wird nicht beschrieben, wie die Föten dem schwangeren Muttertier entnommen werden oder welches Schicksal dieses erleidet. 5 Wallaby-Jungen, die bei der Mutter im Beutel sitzen, werden im Alter von 5 bis 46 Tagen ebenso durch Enthauptung mit einer Skalpell-Klinge getötet. 8 Wallaby-Jungen im Alter von 56 Tagen bis 20 Wochen werden durch eine Spritze in den Muskel sediert und dann durch eine weitere Spritze getötet. Die Trennung von der Mutter ist für Wallaby-Junge in diesem Alter besonders leidvoll. Wallaby-Junge verbleiben naturgemäß das erste halbe Jahr nach der Geburt noch im Beutel der Mutter, wo sie sich an einer Zitze festsaugen. Die getöteten Föten werden in Alkohol eingelegt, den getöteten Jungen wird das Gehirn herausgeschnitten und für spätere Untersuchungen präpariert.

Das schwangere Mutterschaf wird durch eine Injektion betäubt und die Föten (Anzahl unbekannt) werden entnommen. Die Gehirne der Föten werden herauspräpariert und für weitere Analysen konserviert. Es wird nicht beschrieben, wie die Föten entnommen werden und was im Anschluss an den Eingriff mit dem Muttertier passiert.

Die Arbeiten wurden finanziell unterstützt vom Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD, Projekt 57141544) und von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG, Projekt FI 1565/3-1).

Bereich: Entwicklungsbiologie, Hirnforschung, Neuroanatomie

Originaltitel: The Basal Radial Glia Occurs in Marsupials and Underlies the Evolution of an Expanded Neocortex in Therian Mammals

Autoren: Christine Sauerland (1), Brandon R. Menzies (2), Megan Glatzle (1), Johannes Seeger (1), Marilyn B. Renfree (2) and Simone A. Fietz (1)*

Institute: (1) Veterinär-anatomisches Institut, Histologie und Embryologie, Universität Leipzig, An den Tierkliniken 43, 04103 Leipzig, (2) School of BioSciences, The University of Melbourne, Melbourne, Australien

Zeitschrift: Cerebral Cortex 2018: 28(1); 145-157

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4898

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Landesdirektion Sachsen genehmigt (Referenznummern TVV 51/14 für Mäuse, TVV 34/11 für Ratten und TVV 56/15 für Schafe). Die Mäuse und die Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, die Schafe aus der internen Zucht der veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig. Um bestimmte Vorgänge beim Hirnschlag/Schlaganfall zu erforschen, werden 3 „experimentelle Tiermodelle“ verwendet. Bei Mäusen, Ratten und Schafen wird auf unterschiedliche Weise ein fokaler (räumlich begrenzten) Hirnschlag eingeleitet, um Schädigungen der Nerven, des umliegenden Gewebes und der Blutgefäße zu untersuchen.

Die Mäuse werden durch eine Injektion betäubt und in einem operativen Eingriff wird die rechte Halsschlagader freigelegt und ein Faden wird durch die Ader bis ins Gehirn geschoben, wo er eine Hirnarterie verstopft. Somit ist an dieser Stelle der Blutfluss ins Gehirn blockiert, und es kommt zum Hirnschlag. Den Ratten wird zunächst Blut abgenommen, welches im Labor zur Gerinnung gebracht wird, so dass sich Blutgerinnsel bilden. Am darauffolgenden Tag werden die Ratten mit dem Inhalationsanästhetikum Isofluran betäubt, welches kaum schmerzstillend wirkt. Die rechte Halsschlagader wird operativ freigelegt und ein Schlauch eingeführt, durch den ausgewählte 4,5 cm lange Blutgerinnsel injiziert werden. Der Blutfluss spült diese ins Gehirn, wo sie zur Verstopfung der Ader und folglich zum Hirnschlag führen. Mit den Mäusen und Ratten werden in den ersten 24 Stunden neurologische Tests gemacht, um sicherzugehen, dass ein Hirnschlag erfolgt ist. Dies ist bei allen Tieren der Fall. Dabei wird ein Tier am Schwanz gezogen, und es wird beobachtet, ob es sich mit dem Vorderpfoten am Boden festhalten kann. Bei schwerwiegenden Schäden drehen die Tiere sich im Kreis. Anschließend werden die Tiere getötet und eine Lösung ins Blut eingeleitet, die die spätere Mikroskopie des Gehirns erleichtert. Das Gehirn wird herausgeschnitten und für Untersuchungen der Gehirnschäden weiterverarbeitet.

Die Schafe werden durch eine Injektion betäubt. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten, um den seitlichen Schädelknochen operativ freizulegen, in den mit einem Bohrer ein Loch gefräst wird. Die harte Hirnhaut wird eingeschnitten, um die Gehirnschlagader freizulegen. Mit einer sogenannten bipolaren Pinzette wird mittels eines elektrischen Stroms eine Blutgerinnung verursacht und somit die Ader verstopft, was einen Hirnschlag zur Folge hat. Muskeln und Kopfhaut werden wieder zugenäht und die Tiere nach der Operation mit Antibiotika und Schmerzmitteln behandelt. 2 Wochen später wird mittels MRT (Magnetresonanztomografie) geprüft, ob durch den Eingriff tatsächlich sichtbare Gehirnschäden bei den Schafen verursacht wurden. Dies ist bei allen Tieren der Fall. Die Schafe werden im Anschluss durch eine Injektion betäubt und dann durch eine weitere Injektion getötet. Der Schädel wird geöffnet, das Gehirn herauspräpariert und für Analysen der Gehirnschäden weiterverarbeitet.

Die Autoren weisen darauf hin, dass aufgrund der geringen Anzahl an Tieren keine statistischen Aussagen erfolgen können. Es seien weitere Studien beantragt, um dieselben Versuche mit einer größeren Anzahl an Ratten und Schafen zu wiederholen.

Die Arbeiten wurden z.T. vom Europäischen Sozialfonds (ESF, Projekt 100270131) finanziert, die Versuche mit den Schafen wurden von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG, Projekt BA 3425/2-3) mitfinanziert.

Bereich: Schlaganfallforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Damaged neocortical perineuronal nets due to experimental focal cerebral ischemia in mice, rats and sheep

Autoren: Wolfgang Härtig (1)*, Bianca Mages (1,2), Susanne Aleithe (1,2), Björn Nitzsche (3,4), Stephan Altmann (1,2), Henryk Barthel (3), Martin Krueger (5), Dominik Michalski (2)

Institute: (1) Abteilung für Pathophysiologie der Neuroglia, Paul-Flechsig-Institut für Hirnforschung, Universität Leipzig, Liebigstraße 19, 04103 Leipzig, (2) Klinik für Neurologie, Universität Leipzig, Leipzig, (3) Klinik für Nuklearmedizin, Universität Leipzig, Leipzig, (4) Veterinärmedizinische Fakultät, Veterinär-anatomisches Institut, Histologie und Embryologie, Universität Leipzig, (5) Institut für Anatomie, Universität Leipzig, Leipzig

Zeitschrift: Frontiers in Integrative Neuroscience 2017: 11(15). Doi:10.3389/fnint.2017.00015

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4897

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Landesdirektion Sachsen genehmigt (Referenznummer TVV 28/13), woher die Mäuse stammen, wird nicht erwähnt. Die Forschergruppe hat ein neues „Modell“ einer sogenannten Rückenhautkammer entwickelt („Leipziger Kammermodell“). Rückenhautkammern werden seit langem in Tierversuchen verwendet, um Veränderungen in der Blutgefäßbildung (Vaskularisierung) über Tage oder Wochen hinweg in vivo zu beobachten. Die Maus wird betäubt und die Kammer chirurgisch implantiert. Dabei wird die Rückenhaut gespannt und zwischen 2 Metallrahmen fixiert, die anschließend fest zusammengeschraubt werden - hierzu werden Löcher in die Haut der Maus geschnitten. In der Mitte der Metallrahmen befindet sich ein durchsichtiges Beobachtungsfenster, durch das man die Blutgefäße der Maus durch die extrem gespannte Haut beobachten kann. Im Bereich des Beobachtungfensters werden dem Tier Unterhautgewebe und Muskelschichten herausgeschnitten. Die Kammer wird mit Flüssigkeit gefüllt. Nach diesem schweren Eingriff müssen die Tiere 3 Tage lang Schmerzmittel erhalten. 1-2 Tage nach der Operation kommt es zu einer vermehrten Blutansammlung in dem Bereich der Kammer. 8 % der Tiere leiden danach an Infektionen, Ödemen oder Durchblutungsstörungen. Die Kammer verbleibt bis zu 3 Wochen lang am lebenden und wachen Tier. Um die Blutgefäße in der Kammer mikroskopisch zu beobachten, wird die Maus sediert (keine Narkose) und eine fluoreszierende Flüssigkeit in die Schwanzvene gespritzt. Wie die Kammer entfernt wird und welches Schicksal die Tiere danach erleiden, wird nicht beschrieben.

Die Ergebnisse werden mit denen anderer Kammermodelle aus der Literatur verglichen.

Bereich: Versuchstierkunde, Biomedizinische Technik

Originaltitel: Dorsal skinfold chamber models in mice

Autoren: Jeannine Schreiter (1)*, Sophia Meyer (1), Christian Schmidt (1,2), Ronny M. Schulz (1,2), Stefan Langer (1)

Institute: (1) Klinik für Orthopädie, Unfallchirurgie und Plastische Chirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (2) Biotechnologisch-Biomedizinisches Zentrum, Leipzig

Zeitschrift: GMS Interdisciplinary Plastic and Reconstructive Surgery DGPW 2017: 6(10). Doi:10.3205/iprs000112

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4896

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Projektnummer 55.2-1-54-2532-129-14 bei der Regierung von Oberbayern genehmigt. Mäuse der Zuchtlinie C57BL/6 werden von Charles River Laboratories (ohne Ortsangabe) bezogen. Zwei Linien transgene (genmanipulierte) Mäuse, die bestimmte Gene überexpremieren, stammen aus dem Jackson Laboratory (ohne Ortsangabe) und von der Universität Rotterdam, Niederlande.

Bei den Mäusen wird eine Chronisch obstruktive Lungenkrankheit (COPD) hervorgerufen, indem die Tiere 4 Monate lang Zigarettenrauch ausgesetzt werden. Für Details wird auf eine Publikation aus dem Jahr 2014 verwiesen. Nach 4 Monaten werden die Mäuse getötet, um ihre Lungen zu untersuchen. Transgenen Mäusen wird Zuckerwasser angeboten, wodurch es zu einer Überexpremierung des Gens WNT-5A kommt. Eine Woche später wird diesen Mäusen unter Betäubung Elastase, ein Enzym aus der Bauchspeicheldrüse vom Schwein, in die Luftröhre gesprüht. Dies löst bei den Tieren ein Emphysem aus, eine Überblähung der Lungenbläschen. Bei anderen Gruppen von Mäusen wird erst ein Emphysem hervorgerufen und dann werden die Tiere jeden zweiten Tag mit einem Antikörper gegen das Protein WNT-5A behandelt, indem dieses unter Betäubung in die Luftröhre gesprüht wird. Nach 7 Tagen werden die Mäuse getötet, ihre Lungen zerkleinert und untersucht.

In weiteren Experimenten werden Mäuse 10 Tage Zigarettenrauch ausgesetzt und alle zwei Tage mit einer Substanz behandelt, die das WNT-5A-Protein blockieren soll. Nach 10 Tagen werden die Tiere getötet.

Es werden zudem verschiedene Untersuchungen mit Lungenzellen von COPD-Patienten durchgeführt, die bei einer Lungentransplantation angefallen sind. Die Arbeit wurde unterstützt durch die European Respiratory Society und den European Research Council Starting Grant.

Bereich: Lungenforschung

Originaltitel: Noncanonical WNT-5A signaling impairs endogenous lung repair in COPD

Autoren: Hoeke A. Baarsma (1), Wioletta Skronska-Wasek (1), Kathrin Mutze (1), Florian Ciolek (1), Darcy E. Wagner (1), Gerrit John-Schuster (1), Katharina Heinzelmann (1), Andreas Günther (2), Ken R. Bracke (3), Maylis Dagouassat (4), Jorge Boczkowski (4), Guy G. Brusselle (3), Ron Smits (5), Oliver Eickelberg (1), Ali Ö. Yilderim (1), Melanie Königshoff (1)*

Institute: (1) Comprehensive Pneumology Center Munich, Forschungsabteilung Lungenheilung und –Regeneration, Helmholtz Center München, Ludwig-Maximilians-Universität München, Universitätsklinikum Großhadern, Max-Lebsche-Platz 31, 81377 München, (2) Lungenzentrum, Universität Gießen, Gießen, (3) Department of Respiratory Medicine, Ghent University Hospital, Ghent, Belgien, (4) Inserm U9555, Creteil, Frankreich, (5) Department of Gastroenterology and Hepatology, Erasmus MC University Medical Center Rotterdam, Rotterdam, Niederlande

Zeitschrift: Journal for Experimental Medicine 2017: 214(1); 143-163

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4895

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen unter den Nummern TVV 12-014 und 14-016 genehmigt. Die Mäuse der Zuchtlinie BALB/cAnNCrl werden von Charles River Laboratories, Sulzfeld, bezogen. Die Tiere werden täglich dem Rauch von 4 Roth-Händle-Zigaretten ohne Filter ausgesetzt, indem sie in eine Plastikbox gesetzt werden, in die der Rauch eingeleitet wird. Nach 5 Tagen wird eine Pause von 3 Tagen eingelegt. Unter Betäubung werden den Tieren H1N1-Influenzaviren (bekannt als „Schweinegrippe“) in die Nase gesprüht. Dann folgen 4 weitere Tage mit Zigarettenrauch-Exposition. Ein Teil der Mäusegruppen erhält von Beginn an alle zwei Tage Antikörper in die Bauchhöhle injiziert. Diese sollen bestimmte Entzündungsbotenstoffe hemmen. Eine Kontrollgruppe wird nur Zigarettenrauch, aber keinen Viren ausgesetzt, eine weitere Gruppe wird gar nicht behandelt. Die Mäuse der Gruppe, die Rauch und Viren, aber keine Antikörper erhält, verlieren innerhalb von 12 Tagen 15 % ihres Gewichts. Am 12. Tag werden alle Mäuse durch Überdosis des Narkosemittels Pentobarbital in die Bauchhöhle getötet. Ihre Lungen werden herausgeschnitten, zerkleinert und untersucht.

Bereich: Lungenforschung, Tabakforschung

Originaltitel: Neutralization of both IL-1a/IL-1ß plays a major role in suppressing combined cigarette smoke/virus-induced pulmonary inflammation in mice

Autoren: Nahhes Bucher (1), Samuel Mang (1), Martina Keck (1), Michael Przibilla (1), David J. Lamb (1), Felix Schiele (2), Mareike Wittenbrink (2), Klaus Fuchs (2), Birgit Jung (1), Klaus J. Erb (2), Daniel Peter (1)*

Institute: Immunology & Respiratory Disease Research, Boehringer Ingelheim Pharma GmbH & Co. KG, Birkendorfer Str. 65, 88400 Biberach an der Riss, (2) Immune-Mudulation and Biotherapeutics Discovery, Boehringer Ingelheim Pharma GmbH & Co. KG, Biberach an der Riss

Zeitschrift: Pulmonary Pharmacology & Therapeutics 2017: 44; 96-105

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4894

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern genehmigt. Es werden drei verschiedene genmanipulierte Mäuselinien verwendet, denen jeweils ein Gen für bestimmte Proteine in den Zellen der Atemwege fehlt, sowie eine nicht genmanipulierte Zuchtlinie (C57BL/6J). Die Mäuse stammen aus dem Jackson Laboratory, Bar Harbor, USA, KOMP Repository, University of California Davis und Charles River Laboratories (ohne Ortsangabe).

Die Mäuse werden zweimal täglich 50 Minuten, an 5 Tagen pro Woche 100% Zigarettenrauch ausgesetzt, in dem dieser inn eine Box eingeleitet wird, in der die Mäuse sitzen. So soll eine Chronisch obstruktive Lungenkrankheit (COPD) hervorgerufen werden. Nach 4 und 6 Monaten werden jeweils einige Mäuse betäubt. Es wird ein Loch in die Luftröhre geschnitten, durch das ein Schlauch eingeführt wird. Ein Gas wird in die Lunge eingeleitet und 2 Sekunden später wieder abgesaugt, um seinen Gehalt an Kohlenmonoxid zu messen. Dann wird eine Flüssigkeit in die Lunge eingeleitet und wieder abgesaugt, um die Zellen darin zu untersuchen. Kontrollmäuse werden genauso behandelt, nur dass sie statt Rauch gefilterte Luft einatmen.

Anderen Mäusen wird ein Enzym aus Schweine-Bauchspeicheldrüse in den Rachen gesprüht. So soll eine COPD ohne Zigarettenrauch simuliert werden. Wieder anderen Mäusen wird nach 2 oder 4 Montane Rauchbehandlung das Pilzmittel Clotrimazol dreimal wöchentlich für 2 Monate in die Bauchhöhle injiziert, während die Rauchexposition fortgesetzt wird. Das Mittel hemmt ein bestimmtes Enzym, dessen Funktion hier untersucht werden soll. Am Ende werden alle Mäuse auf nicht genannte Weise getötet, um ihre Lungen auf Veränderungen zu untersuchen.

Es werden außerdem Untersuchungen an Lungenzellen von Patienten gemacht, die bei einer Lungentransplantation angefallen sind.

Bereich: Lungenforschung, Tabakforschung

Originaltitel: Cholesterol metabolism promotes B-cell positioning during immune pathogenesis of chronic obstructive pulmonary disease

Autoren: Jie Jia (1,2), Thomas M. Conlon (1,2), Rim S.J. Sarker (1,2), Demet Tasdemir (3), Natalia F. Smirnova (1,2), Barkha Srivastava (1,2), Stijn E. Verleden (4), Gizem Günes (1,2), Xiao Wu (5), Cornelia Prehn (6,7), Jiaqi Gao (1,2), Katharina Heinzelmann (1,2), Jutta Lintelmann (5), Martin Irmler (8), Stefan Pfeiffer (9), Michael Schloter (9), Ralf Rimmerman (5,10), Martin Hrabe de Angelis (7,8,11), Johannes Beckers (7,8,11), Jerzy Adamski (6,7,11), Hasan Bayram (3,12), Oliver Eickelberg (1,2,13)*, Ali Önder Yildirim (1,2)*

Institute: (1)* Comprehensive Pneumology Center (CPC), Institute for Lung Biology and Disease (ILBD), Helmholtz Zentrum München, Max-Lebsche-Platz 31, 81377 München, (2) Mitglied des Deutschen Zentrums für Lungenforschung (DZL), München, (3) Department of Chest Diseases, School of Medicine, University of Gaziantep, Gaziantep, Turkey, (4) Division of Pneumology, KU Leuven, Leuven, Belgien, (5) Gemeinsames Massenspektrometrie Zentrum, Comprehensive Molecular Analytics, Helmholtz Zentrum München, München, (6) Institut für Experimentelle Genetik, Genomanalysezentrum, Helmholtz Zentrum München, München, (7) Deutsches Zentrum für Diabetesforschung (DZD), München, (8) Institut für Experimentelle Genetik, Helmholtz Zentrum München, München, (9) Research Unit Comparative Microbiome Analysis, Helmholtz Zentrum München, München, (10) Universität Rostock, Rostock, (11) Lehrstuhl für Experimentelle Genetik, Technische Universität München, Freising-Weihenstephan, (12) School of Medicine, Koç University, Istanbul, Turkey, (13) Division of Pulmonary Sciences and Critical Care Medicine, University of Colorado, Denver, CO, USA

Zeitschrift: EMBO Molecular Medicine 2018: 10. doi: 10.15252/emmm.201708349

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4893