Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Köln unter den Nummern 84-02.04.2016.A331, 81-02.04.2020.A103 und 81-02.04.2022.A404 genehmigt. Verwendet werden nicht genveränderte Mäuse sowie verschiedene genveränderte Mäuse. Einer Zuchtlinie fehlt der Rezeptor für Interleukin-9, einen Botenstoff des Immunsystems. Weitere Zuchtlinien weisen Veränderungen an anderen für die Immunabwehr wichtigen Genen auf. Die nicht genveränderten Mäuse werden von Charles River Laboratories gekauft. Ein Teil der genveränderten Tiere wird vom Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin in Hamburg zur Verfügung gestellt. Die Tiere werden am Institut für Medizinische Mikrobiologie, Immunologie und Parasitologie des Universitätsklinikums Bonn gezüchtet und gehalten. Ab einem Alter von sechs bis acht Wochen erhalten verschiedene Gruppen von Mäusen für zehn bis zwölf Wochen eine Nahrung, bei der 60 % der Kalorien aus Fett stammen. Dadurch nehmen die Tiere stark an Gewicht zu und entwickeln Störungen der Zucker- und Insulinverarbeitung. Kontrolltiere erhalten gewöhnliche Nahrung. Ein Teil der Mäuse erhält dreimal wöchentlich künstlich hergestelltes Interleukin-9 in die Bauchhöhle gespritzt. Kontrolltiere erhalten eine wirkungslose Salzlösung. Andere Gruppen erhalten ab der fünften Woche der fettreichen Ernährung dreimal wöchentlich eine Testsubstanz in die Bauchhöhle gespritzt. Die Behandlung wird bis zum Ende der zwölfwöchigen fettreichen Ernährung fortgesetzt. Kontrolltiere erhalten Salzlösung. Für Zuckerbelastungstests erhalten die Mäuse sechs Stunden lang keine Nahrung. Danach wird ihnen eine Zuckerlösung in die Bauchhöhle gespritzt. Unmittelbar vor der Injektion sowie 15, 30, 60, 90 und 120 Minuten danach wird ihnen Blut aus einer Schwanzvene entnommen. Bei Insulinbelastungstests erhalten die Tiere vier Stunden lang keine Nahrung. Anschließend wird ihnen Insulin in die Bauchhöhle gespritzt und ebenfalls über zwei Stunden wiederholt Blut aus der Schwanzvene entnommen. Zur Untersuchung ihres Energieverbrauchs werden Mäuse einzeln in sogenannte Stoffwechselkäfige gesetzt. Dort werden Sauerstoffverbrauch, Kohlendioxidabgabe und Bewegung gemessen. Nach zwei Tagen bei 23 °C werden die Tiere für zwei Stunden bei 4 °C gehalten. Nach zwei weiteren Tagen bei 23 °C werden sie zunächst drei Tage lang bei 16 °C und danach sieben Tage bei 4 °C gehalten. Die Tiere und ihre Nahrung werden täglich gewogen. Ein Teil der Tiere verliert durch die Kältebehandlung über 10 % ihres Körpergewichts. Am Ende wird die Körperzusammensetzung der Mäuse mit einem auf Kernspinresonanz beruhenden Messgerät bestimmt. Üblicherweise werden die Tiere dazu in einer engen Halteröhre fixiert, ob sie dazu narkotisiert werden, wird nicht erwähnt. In weiteren Versuchen wird übergewichtigen Mäusen zwei Wochen lang täglich entweder eine wirkungslose Salzlösung oder einen Extrakt aus einem Fadenwurm in die Bauchhöhle gespritzt. Zur Herstellung des Extrakts werden erwachsene Würmer aus der Brusthöhle infizierter Mongolischer Rennmäuse entnommen und zerkleinert. Wie die Rennmäuse infiziert und getötet werden, wird nicht beschrieben. Anschließend werden an den übergewichtigen Mäusen Zucker- und Insulinbelastungstests durchgeführt. Weitere Mäuse werden mit Fadenwürmern infiziert. Wie die Infektion durchgeführt wird, wird nicht beschrieben. In einer zitierten Studie erfolgt die Infektion durch infizierte Rattenmilben. Die Milben übertragen die Larven des Fadenwurms, die Larven wandern in die Brusthöhle des infizierten Tiers und entwickeln sich dort zu adulten Würmern. 30 beziehungsweise 35 Tage später wird Flüssigkeit aus dem Brustraum oder Blut der Ratten entnommen und untersucht. Welche Beschwerden die Infektion bei den Mäusen verursacht, wird nicht beschrieben. Bei einer weiteren Versuchsreihe wird den übergewichtigen Mäusen von der neunten bis zur zwölften Woche zweimal wöchentlich ein Antikörper in die Bauchhöhle gespritzt. Dadurch wird ein Teil ihres Immunsystems zerstört. Kontrolltiere erhalten Salzlösung. Zur Gewinnung von Knochenmark werden Mäuse auf nicht genannte Weise getötet, die Hinterbeine abgetrennt und das Knochenmark aus den Knochen gewonnen. Auch für die Entnahme von Fettgewebe wird weder eine Narkose- noch eine Tötungsmethode genannt. Das weitere Schicksal der übrigen Tiere wird nicht beschrieben. Die Arbeit wurde durch das Universitätsklinikum Bonn, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Deutsche Zentrum für Infektionsforschung und das European and Developing Countries Clinical Trials Partnership Programme (EDCTP2) gefördert.

Bereich: Übergewichtsforschung, Immunologie

Originaltitel: The role of the IL-9–NLRP3 axis in insulin resistance and adipose tissue inflammation during diet-induced obesity

Autoren: Marc P. Hübner (1,2), Dennis de Coninck (3), Benjamin Lenz (1), Jayagopi Surendar (4), Marianne Koschel (1), Narcisse Victor Tchamatchoua Gandjui (5,6), Beng Amuam Andrew (5,6), Lucy Cho Nchang (5,6), Anita Obi Bate Ebob (5,6), Fanny Fri Fombad (5,6), Lisa Marie Springer (1), Lars Eppe (7), Frank A. Schildberg (4), Samuel Wanji (5,6), Achim Hoerauf (1,2), Alexander Pfeifer (3), Indulekha Karunakaran (1)*

Institute: (1) Institut für Medizinische Mikrobiologie, Immunologie und Parasitologie, Universitätsklinikum Bonn, Sigmund-Freud-Str. 25/Haus 63, 53127 Bonn, (2) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung, Standort Bonn-Köln, Bonn, (3) Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (4) Klinik und Poliklinik für Orthopädie und Unfallchirurgie, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (5) Parasite and Vector Biology Research Unit, Department of Microbiology and Parasitology, Faculty of Science, University of Buea, Buea, Kamerun, (6) Research Foundation in Tropical Diseases and the Environment, Buea, Kamerun, (7) University of Oslo, Oslo, Norwegen

Zeitschrift: Cellular & Molecular Immunology 2025; 22: 1478–1490

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5891

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter den Nummern 81-02.04.2019.A026 und 2024-791-Grundantrag genehmigt.

Verwendet werden sechs bis sieben Monate alte männliche und weibliche Mäuse. Neben nicht genveränderten Tieren werden genveränderte Mäuse eingesetzt, bei denen eines von zwei an Entzündungsreaktionen beteiligter Proteine fehlt. Die Zuchtlinien stammen ursprünglich von Millennium Pharmaceuticals. Die Mäuse werden im Haus für Experimentelle Medizin des Universitätsklinikums Bonn gezüchtet und gehalten.

Die Mäuse werden mit einem Narkosegas narkotisiert und mit dem Kopf in einen stereotaktischen Halteapparat eingespannt. Unter den Kopf wird ein mit Wasser gefüllter Gummiball gelegt. Die Kopfhaut wird entlang der Schädelmitte aufgeschnitten. Anschließend schlägt eine elektromagnetisch angetriebene Stahlspitze mit einem Durchmesser von 5 mm einmal mit einer Geschwindigkeit von 5 Metern pro Sekunde auf die Mitte des Schädelknochens. Die Spitze drückt den Schädel dabei 1 mm ein und verbleibt dort für eine Zehntelsekunde. Kontrolltiere werden der gleichen Operation unterzogen, erhalten aber keinen Schlag. Den Mäusen wird drei Tage lang täglich ein Schmerzmittel unter die Haut gespritzt und ein weiteres Schmerzmittel über das Trinkwasser gegeben.

Ein Teil der Mäuse, die eine Scheinoperation hatte, wird unmittelbar danach in Narkose getötet. Einen und sieben Tage nach der Kopfverletzung werden die Bewegungsfähigkeit, Reflexe, Reaktionen und Körperhaltung der Tiere bewertet Bei den verletzten Mäusen werden Störungen der Motorik, der Reflexe oder der Reaktionsfähigkeit festgestellt.

Vor und nach der Kopfverletzung werden zahlreiche Verhaltenstests durchgeführt. Die Mäuse müssen 5 Minuten lang auf einem zunehmend schneller rotierenden Stab laufen, bis sie herunterfallen. Für Nestbautests werden sie einzeln gehalten und erhalten Nestmaterial. Nach der Kopfverletzung bauen sie schlechtere Nester.

Fünf Tage nach dem Schlag auf den Schädel werden die Mäuse auf einen 40 cm über dem Boden liegenden kreisförmigen Laufgang mit offenen und durch Wände geschützten Abschnitten gesetzt. Zwei Tage später werden sie für 15 Minuten in eine 50 cm große offene Kunststoffkammer gesetzt. Ihr Lauf- und Erkundungsverhalten wird aufgezeichnet.

Zur Untersuchung des Kurzzeitgedächtnisses werden den Mäusen drei gleichartige Lego-Objekte gezeigt. Nach einer Stunde wird eines der Objekte an eine andere Stelle versetzt. Es wird gemessen, ob die Tiere das versetzte Objekt häufiger untersuchen.

Vom 10. bis zum 20. Tag nach der Kopfverletzung müssen die Mäuse jeden Tag bis zu viermal in einem mit undurchsichtig eingefärbten Wasser gefüllten Becken schwimmen. Das Becken hat einen Durchmesser von einem Meter. Unter der Wasseroberfläche befindet sich eine nicht sichtbare Plattform. An den ersten fünf Tagen werden sie ins Wasser gesetzt und müssen die Plattform finden. Gelingt ihnen dies nicht innerhalb von einer Minute, werden sie von den Experimentatoren mit der Hand dorthin geführt. In späteren Versuchen wird die Plattform entfernt und untersucht, ob die Tiere an der früheren Position nach ihr suchen.

In einem weiteren Test wird die Plattform sichtbar markiert und an eine andere Stelle versetzt. Ein Teil der Mäuse mit Kopfverletzung schwimmt vermehrt am Rand des Beckens entlang und hat Schwierigkeiten, die Plattform zu finden.

Je nach Versuchsgruppe werden die Mäuse einen, sieben oder 21 Tage nach der Kopfverletzung in Narkose getötet, indem ihnen eine eiskalte Salzlösung durch das Herz in den Blutkreislauf gepumpt wird. Anschließend werden die Gehirne herausgenommen und untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Alzheimer Forschung Initiative e.V., die Hertie Stiftung, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), den luxemburgischen Fonds National de la Recherche, das China Scholarship Council sowie das West China Hospital der Sichuan University gefördert.

Bereich: Traumatologie, Hirnforschung, Neuroimmunologie

Originaltitel: Inflammasome adaptor ASC promotes sustained neuroinflammation and mild cognitive impairment in a closed-head injury model

Autoren: Tao Li (1), Sergio Castro-Gomez (1,2)*, Pablo Botella Lucena (3), Ana Vieira-Saecker (1), Stephanie Schwartz (1,2), Yingying Ding (2), Yushuang Deng (4), Maling Gou (5), Valentin Stein (2), Douglas T. Golenbock (6), Eicke Latz (7,8,9), Michael T. Heneka (3,6)*

Institute: (1) Klinik für Parkinson, Schlaf- und Bewegungsstörungen, Zentrum für Neurologie, Universitätsklinikum Bonn, Universität Bonn, Venusberg-Campus 1, 53127 Bonn, (2) Institut für Physiologie II, Universitätsklinikum Bonn, Universität Bonn, Bonn, (3) Luxembourg Centre for Systems Biomedicine, University of Luxembourg, Belvaux, Luxemburg, (4) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen, Bonn, (5) Department of Biotherapy, Cancer Center and State Key Laboratory of Biotherapy, West China Hospital, Sichuan University, Chengdu, China, (6) Division of Infectious Diseases and Immunology, University of Massachusetts Medical School, Worcester, USA, (7) Institut für Angeborene Immunität, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (8) Centre of Molecular Inflammation Research, Norwegian University of Science and Technology, Trondheim, Norwegen, (9) Deutsches Rheuma-Forschungszentrum, Berlin

Zeitschrift: Journal of Clinical Investigation 2026; 136(7): e199818

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5890

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken unter der Nummer 55.2.2-2532-2-2150-19 genehmigt. Es werden 8 bis 12 Wochen alte gentechnisch veränderte Mäuse verwendet, die in der Tierhaltung der Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg gezüchtet werden. Den gentechnisch veränderten Tieren fehlen wesentliche Bestandteile des Immunsystems.

Für den Versuch werden Zellen eines menschlichen Nierenzellkarzinoms verwendet. Bei einem Teil der Zellen wird ein bestimmter DNA-Abschnitt gentechnisch verändert, der am Wachstum der Tumore beteiligt ist.

Jeder Maus werden fünf Millionen Krebszellen unter die Haut an der rechten Körperseite gespritzt. Die Zellen befinden sich in einer Mischung aus Salzlösung und Matrigel. Matrigel ist eine aus in Mäusen gezüchteten Tumoren gewonnene gelartige Mischung, die kommerziell verfügbar ist.

In den folgenden zehn Wochen wird das Wachstum des entstehenden Tumors zweimal wöchentlich kontrolliert. Dazu werden Länge und Breite des Tumors mit einer Schieblehre gemessen.

Zehn Wochen nach der Injektion werden die Mäuse durch Genickbruch getötet. Eine vorherige Narkose wird nicht erwähnt. Die Tumoren werden herausgeschnitten und gewogen.

Die Arbeit wurde durch das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung des Universitätsklinikums Erlangen, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), den Österreichischen Wissenschaftsfonds und den Verein VHL (von Hippel-Lindau) betroffener Familien e. V. gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: HIF sustain a transcriptional regulatory circuit of EPAS1 expression in renal clear cell carcinoma

Autoren: Stephanie Naas (1), René Krüger (1), Steffen Grampp (1), Victoria Lauer (1), Andre Kraus (1), Julia Naas (2), Fabian Müller (3), Franziska Gsottberger (3), Mario Schiffer (1), Bernd Wullich (4,5), Arndt Hartmann (5,6), Marc P. Stemmler (7), Johannes Schödel (1,5)*

Institute: (1) Medizinische Klinik 4 - Nephrologie und Hypertensiologie, Universitätsklinikum Erlangen und Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Ulmenweg 18, 91054 Erlangen, (2) Center for Integrative Bioinformatics Vienna, Max Perutz Labs, Universität Wien und Medizinische Universität Wien, Vienna BioCenter, Wien, Österreich, (3) Medizinische Klinik 5 – Hämatologie und Internistische Onkologie, Universitätsklinikum Erlangen und Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (4) Urologische und Kinderurologische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen und Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (5) Comprehensive Cancer Center Erlangen-EMN, Erlangen, (6) Pathologisches Institut, Universitätsklinikum Erlangen und Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (7) Lehrstuhl für Experimentelle Medizin 1, Nikolaus-Fiebiger-Zentrum für Molekulare Medizin, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen

Zeitschrift: Nature Communications 2026; 17: 1764

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5889

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken genehmigt. Eine Genehmigungsnummer wird nicht genannt.

Neben nicht genveränderten Mäusen werden gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt, denen aufgrund eines ausgeschalteten Gens ein bestimmtes Enzym fehlt. Diese Tiere werden von den Forschenden als „Modell“ für ein Verhalten verwendet, das nicht auf bestimmte herkömmliche Medikamente gegen Depressionen reagieren soll. Zusätzlich wird eine unbekannte Anzahl Wildtyp-Mäuse eingesetzt, die bei den Verhaltenstests in kleinen Drahtkäfigen eingeschlossen werden.

Die im Versuch befindlichen Mäuse werden eine Woche vor Beginn der Experimente einzeln untergebracht und bleiben während der gesamten, etwa sechs Wochen dauernden Versuchsreihe einzeln, was für die sozialen Tiere schwer belastend ist.

Zur Erzeugung einer Angst vor anderen Mäusen wird ein Teil der Mäuse zunächst in eine Versuchskammer gesetzt. Nach 30 Sekunden wird ein leerer kleiner Drahtkäfig in die Kammer gestellt. Drei Minuten später wird dieser gegen einen gleichartigen Käfig ausgetauscht, in dem eine unbekannte Maus eingeschlossen ist. Sobald die Versuchsmäuse direkten Kontakt zum Käfig oder zur darin befindlichen Maus aufnehmen, erhalten sie über den Boden einen Stromstoß. Die Tiere werden erst in ihren Käfig zurückgebracht, wenn sie zwei Minuten lang keinen weiteren Kontakt zur anderen Maus aufnehmen. Andere Mäuse werden ebenfalls mit einer eingesperrten Maus konfrontiert, erhalten jedoch keine Stromstöße. Sie dienen als Kontrolltiere.

Einen Tag später beginnt bei einem Teil der Mäuse, die Stromstöße erhalten haben, eine vierwöchige Behandlung mit einem Diabetesmedikament, das in ihr Trinkwasser gemischt wird. Am 30. Versuchstag werden die Mäuse in ihrem Einzelkäfig zunächst nacheinander mit drei leeren Drahtkäfigen konfrontiert. Anschließend werden ihnen nacheinander sechs Drahtkäfige präsentiert, in denen jeweils eine unbekannte Maus eingeschlossen ist. Jeder Käfig bleibt drei Minuten im Käfig; dazwischen liegen jeweils drei Minuten. Es wird gemessen, wie lange die Versuchsmäuse die leeren Käfige und die Käfige mit den anderen Mäusen beschnüffeln. Außerdem wird erfasst, ob die Tiere bewegungslos erstarren, wenn sie einen Käfig mit einem unbekannten Artgenossen sehen.

Am 34. Tag werden die Mäuse für fünf Minuten auf ein erhöhtes, kreuzförmiges Labyrinth mit geschützten und ungeschützten Armen gesetzt. Gemessen wird, wie lange sie sich auf den offenen Armen aufhalten und wie oft sie in die geschlossenen Arme laufen. Daraus werden Rückschlüsse auf „angstähnliches“ Verhalten gezogen.

Der Zustand des Fells wird an Tag 37 und 38 an Kopf, Hals, Rücken, Bauch, Vorder- und Hinterpfoten sowie Schwanz beurteilt. Verschmutztes, beschädigtes oder aufgerichtetes Fell wird als Hinweis auf verminderte Körperpflege und „depressionsähnliches“ Verhalten gewertet. Am Abend des 38. Tages wird jeder Maus ein Baumwolltuch in den Einzelkäfig gelegt. Am folgenden Morgen wird bewertet, ob und wie gut sie daraus ein Nest gebaut hat. Ein schlecht gebautes oder fehlendes Nest gilt als Hinweis auf beeinträchtigtes zielgerichtetes Verhalten.

Am 39. Tag wird jede Maus für sechs Minuten in einen durchsichtigen Zylinder gesetzt, der 13 cm hoch mit Wasser gefüllt ist. Die Maus kann in dem Wasser nicht stehen und muss schwimmen. Es wird gemessen, wie lange die Maus nicht aktiv schwimmt, sondern bewegungslos im Wasser treibt. Eine längere Bewegungslosigkeit wird als „depressionsähnliches“ Verhalten gewertet. Das weitere Schicksal der Mäuse wird nicht erwähnt.

Bereich: Angstverhaltensforschung, Psychopharmakologie, Psychiatrie

Originaltitel: Targeting treatment-resistant social anxiety with sitagliptin: Effects on social fear and comorbid depressive-like behavior in a preclinical model

Autoren: Iulia Zoicas*, Johannes Kornhuber

Institute: Psychiatrische und Psychotherapeutische Klinik, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU) und Universitätsklinikum Erlangen, Schwabachanlage 6, 91054 Erlangen

Zeitschrift: Neuropharmacology 2026; 286: 110812

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5888

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen genehmigt. Eine Genehmigungsnummer wird nicht genannt.

Es werden 65 gentechnisch Ratten, 66 nicht gentechnisch veränderte Wurfgeschwister und 24 weitere Ratten verwendet. Die gentechnisch veränderten Ratten tragen ein menschliches Gen. Dadurch bilden sie vermehrt das zugehörige Protein, das sich zu Ablagerungen im Gehirn zusammenlagert. Die Tiere zeigen ein verändertes Sozialverhalten und werden als sogenanntes Modell für soziale Beeinträchtigungen bei Schizophrenie eingesetzt. Die gentechnisch veränderten Ratten und ihre Wurfgeschwister werden in der Zentralen Einrichtung für Tierforschung und wissenschaftliche Tierschutzaufgaben der Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf gezüchtet. Die zusätzlichen Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs in Frankreich.

Die Ratten werden verschiedenen Behandlungsgruppen zugeteilt. Sie werden narkotisiert und mit den Zähnen in einem Halteapparat fixiert. An einer Seite des Rückens wird das Fell entfernt und die Haut etwa zwei Zentimeter lang aufgeschnitten. Unter die Haut wird eine sogenannte osmotische Minipumpe eingesetzt, die ihren Inhalt über mehrere Wochen kontinuierlich an den Körper abgeben soll. Die Wunde wird vernäht. Während der Operation wird Blut entnommen. Eine Ratte stirbt bei der Operation.

Die Pumpen enthalten entweder eine wirkungslose Kontrolllösung oder eines von zwei Medikamenten, die beim Menschen zur Behandlung von Schizophrenie eingesetzt werden. Es werden verschiedene Dosierungen der Medikamente verwendet.

Eine Woche nach der Operation absolvieren die Ratten verschiedene Verhaltenstests. In einem Drei-Kammer-Test wird eine Ratte zunächst allein in eine Arena gesetzt. Danach befindet sich hinter einem Gitter eine ihr unbekannte Ratte. Im letzten Durchgang kommt eine zweite unbekannte Ratte hinzu. Es wird gefilmt und gemessen, wie lange sich die im Versuch befindliche Ratte mit den anderen Ratten beschäftigt.

In einem weiteren Versuch wird jede Ratte zehn Minuten lang auf eine leere quadratische Fläche gesetzt. Ihre Laufstrecke, ihre Geschwindigkeit und die Häufigkeit, mit der sie die Mitte der Arena aufsucht, werden aufgezeichnet.

Für einen Test des Kurzzeitgedächtnisses werden die Tiere fünf Minuten lang in ein T-förmiges Labyrinth gesetzt. Es wird beobachtet, in welcher Reihenfolge sie die drei Arme betreten und wie häufig sie bereits besuchte Arme erneut aufsuchen.

Die Ratten werden eine Nacht lang einzeln gehalten. Am folgenden Morgen erhalten sie für sechs Stunden gleichzeitig eine Flasche mit Wasser und eine Flasche mit zehnprozentiger Zuckerlösung. Es wird gemessen, wie viel die Tiere von welcher Flüssigkeit trinken.

Bei einem weiteren Test können die Ratten zwischen einer Flasche mit Zuckerwasser und der einer fremden Ratte wählen. Die unbekannte Ratte befindet sich hinter einem Gitter. Es wird gemessen, wie lange sich die im Versuch befindliche Ratte bei der anderen Ratte beziehungsweise beim Zuckerwasser aufhält.

Eine Ratte wird vorzeitig getötet, weil sie festgelegte Abbruchkriterien erreicht. Welche gesundheitlichen Probleme auftreten, wird nicht beschrieben.

Etwa drei Wochen nach dem Einpflanzen der Pumpen werden die Ratten getötet. Dazu wird ihnen eine Überdosis eines Narkosemittels gespritzt und sie werden zusätzlich mit einem Narkosegas tief narkotisiert. Andere Ratten werden über das Herz mit einer konservierenden Flüssigkeit durchströmt. Anschließend werden ihre Gehirne herausgenommen. Die Pumpen werden aus den Körpern entfernt und untersucht. Dabei wird festgestellt, dass sich bei einem Teil der Wirkstofflösungen Ablagerungen in den Pumpen gebildet haben. Dadurch erreicht nicht ausreichend viel Wirkstoff den Blutkreislauf der Tiere und die entsprechenden Versuche können nicht ausgewertet werden. Nach Ausschluss mehrerer Tiere wegen technischer Probleme oder einer fehlerhaften genetischen Zuordnung werden nur die Daten von 97 Ratten statistisch ausgewertet.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) unterstützt.

Bereich: Psychiatrie, Psychopharmakologie, Verhaltensforschung

Originaltitel: Pharmacological rescue of social deficits in rats featuring Disrupted-in-Schizophrenia-1 (DISC1) protein aggregation

Autoren: José Dören (1)*, Else Van Gerresheim (2), Sandra Schäble (1), Svenja Troßbach (2), Ann-Christin Langen (2,3), Heike Schneider (4), Werner Steimer (4), Tobias Kalenscher (1), Carsten Korth (2)*

Institute: (1) Arbeitsgruppe Vergleichende Psychologie, Institut für Experimentelle Psychologie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Universitätsstraße 1, 40225 Düsseldorf, (2) Institut für Neuropathologie, Medizinische Fakultät, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf, (3) Klinik für Rheumatologie und Hiller-Forschungszentrum, Medizinische Fakultät, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (4) Institut für Klinische Chemie und Pathobiochemie, Klinikum rechts der Isar der Technischen Universität München, München

Zeitschrift: Schizophrenia 2026; 12: 16

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5887

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Freiburg unter der Nummer G-21/050 genehmigt. Es werden fünf Sprague-Dawley-Ratten eingesetzt. Die Herkunft der Tiere wird nicht genannt.

Die Ratten werden mit einem Narkosegas narkotisiert und ihnen wird ein schmerz- und entzündungshemmendes Medikament unter die Haut gespritzt. Ihre Herzaktivität wird über Elektroden überwacht und aufgezeichnet. Die Tiere werden auf einen beheizten Operationstisch gelegt und eine Temperatursonde wird in den Enddarm eingeführt.

In die rechte Oberschenkelvene wird ein Katheter zur Verabreichung von Medikamenten und Flüssigkeit eingeführt. Die Narkose wird anschließend durch eine kontinuierliche Infusion eines Narkosemittels aufrechterhalten. Zusätzlich erhalten die Tiere kontinuierlich eine Flüssigkeitslösung in die Vene. In die linke Halsschlagader wird ein weiterer Katheter eingeführt, über den der Blutdruck direkt im Blutgefäß gemessen wird.

Die Luftröhre der Ratten wird operativ geöffnet und eine Kanüle eingesetzt, über die die Tiere maschinell beatmet werden. Vor Beginn der Messungen wird den Ratten ein Medikament in die Vene gespritzt, welches die Skelettmuskulatur lähmt.

Durch die Speiseröhre wird ein Schrittmacherkatheter bis in die Nähe des Herzens vorgeschoben. Über diesen Katheter wird das Herz zwei Minuten lang elektrisch gereizt, bis ein Herzstillstand vorliegt. Der Herzstillstand bleibt fünf Minuten lang unbehandelt. Währenddessen werden die Beatmung, die Zufuhr der intravenösen Narkose und die Wärmezufuhr unterbrochen.

Nach fünf Minuten wird die Beatmung wieder aufgenommen. Über dem Brustkorb wird ein neu entwickeltes mechanisches Gerät zur Herzdruckmassage positioniert. Das Gerät drückt den Brustkorb acht Minuten lang mit 200 Kompressionen pro Minute zusammen.

Am Ende des Versuchs werden die Ratten noch in Narkose durch die Injektion einer Kaliumchloridlösung getötet.

Bereich: Intensivmedizin, Herz-Kreislauf-Forschung, Biomedizinische Technik

Originaltitel: Development and evaluation of a mechanical chest compression device for standardized rodent cardiopulmonary resuscitation

Autoren: Sam Joé Brixius (1)*, Jakob Wollborn (2), Johannes Dinkelaker (3), Sonja Bröer (4), Rita Sanchez-Brandelik (5), Katharina Denzer (1), Martin Czerny (1), Georg Trummer (1), Felix Particius Hans (6), Hans-Jörg Busch (6), Jan-Steffen Pooth (6)

Institute: (1) Klinik für Herz- und Gefäßchirurgie, Universitäts-Herzzentrum Freiburg–Bad Krozingen, Universitätsklinikum Freiburg, Medizinische Fakultät, Universität Freiburg, Hugstetter Straße 55, 79106 Freiburg, (2) Department of Anesthesiology, Perioperative and Pain Medicine, Brigham and Women’s Hospital, Harvard Medical School, Boston, USA, (3) Center for Experimental Models and Transgenic Service, Universitätsklinikum Freiburg, Medizinische Fakultät, Universität Freiburg, Stefan-Meier-Straße 17, 79104 Freiburg, (4) Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Berlin, (5) Medizinische Fakultät, Universität Freiburg, Freiburg, (6) Universitäts-Notfallzentrum, Universitätsklinikum Freiburg, Medizinische Fakultät, Universität Freiburg, Freiburg

Zeitschrift: Scientific Reports 2025; 15: 43397

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5886

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Baden-Württemberg genehmigt. Eine Genehmigungsnummer wird nicht genannt. Die Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld, Deutschland).

Zunächst werden bei den Ratten Hörmessungen durchgeführt. Dafür werden die Tiere narkotisiert. Ihnen werden Elektroden unter die Haut gesetzt, unter anderem am Kopf, nahe dem Ohr und am Rücken. Dann werden ihnen unterschiedliche Töne und Lautstärken vorgespielt. Aus den gemessenen elektrischen Antworten des Hirnstamms werden Hörschwellen ermittelt.

Ein Teil der Tiere wird eine Woche später einem Lärmtrauma ausgesetzt. Die narkotisierten Ratten werden dazu 60 Minuten lang mit einem sehr hohen pfeifenden Ton in der Lautstärke eines startenden Flugzeugs beschallt. Die Tiere befinden sich dabei in einer speziellen Schallkammer mit mehreren Lautsprechern und werden auf einem Drehteller bewegt, damit beide Ohren gleichmäßig beschallt werden. Alle 30 Minuten werden Gesundheitszustand und Narkosetiefe kontrolliert. Die Kontrolltiere werden genauso behandelt, aber ohne Beschallung.

Am selben Tag beginnt die Behandlung mit einer Testsubstanz oder einer Kochsalzlösung. Die Substanzen werden den Tieren täglich unter die Haut gespritzt. Die Behandlung erfolgt über 14 Tage. Eine Gruppe erhält eine Schein-Lärmbelastung und Kochsalzlösung, eine weitere Gruppe erhält das Lärmtrauma und Kochsalzlösung. Drei weitere Gruppen erhalten das Lärmtrauma und jeweils eine von drei Testsubstanz-Dosierungen.

Nach dem Lärmtrauma werden die Hörmessungen wiederholt. Bei einem Teil der Tiere erfolgt dies nach 14 Tagen. Andere Tiere werden nach Ende der 14-tägigen Behandlung noch 6 Wochen ohne Behandlung weiter gehalten und danach erneut untersucht.

Zusätzlich werden spezielle Hörtests durchgeführt. Die Tiere erhalten wiederholte Klickreize in immer kürzeren Abständen. Damit wird geprüft, wie gut das Innenohr und der Hörnerv sehr schnell aufeinanderfolgende Reize verarbeiten. In einem weiteren Test wird ein Ton zusammen mit Hintergrundrauschen präsentiert.

Bei einem Teil der Tiere werden elektrische Hirnaktivitäten gemessen. Dafür werden die Ratten narkotisiert und die Haut über dem Schädel wird geöffnet und Gewebe über dem Schädel entfernt. Dann werden mehrere Löcher in den Schädel gebohrt. Elektroden werden über und in verschiedene Hirnregionen platziert. Die Elektroden werden mit Gewebekleber am Schädelknochen befestigt. Anschließend werden mit diesen Elektroden Hirnantworten auf akustische Reize gemessen.

Nach den Versuchen werden die Tiere getötet. Die Tötungsmethode wird nicht beschrieben. Die Innenohren werden entnommen, zerschnitten und untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Firma Dendrogenix S.A., die Europäische Union, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die The Research Foundation – Flanders (Belgien) und den China Scholarship Council gefördert.

Bereich: Hörforschung, Pharmakologie

Originaltitel: DX243 counteracts both acoustic trauma-induced reduction in cortical brain oscillations and cochlear synaptopathy

Autoren: Stefan Fink (1), Csaba Harasztosi (1), Li Xie (1,2), Stephane Silvente (3), Pierre Attali (3), Nicolas Caron (3), Wibke Singer (1), Lukas Rüttiger (1)*, Marlies Knipper (1)*

Institute: (1) Universitätsklinik für Hals-, Nasen- und Ohrenheilkunde, Tübingen Hearing Research Centre (THRC), Molecular Physiology of Hearing, Eberhard Karls Universität Tübingen, Elfriede-Aulhorn-Straße 5, 72076 Tübingen, (2) Department of Otolaryngology - Head and Neck Surgery, Tongji Hospital, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, Wuhan, China, (3) Dendrogenix S.A., Liège, Belgien

Zeitschrift: Frontiers in Pharmacology 16; 2026: 1673189

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5885

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer AK02/23G genehmigt. Laut Publikation erfolgt die Genehmigung durch eine Tierschutzstelle der Universität Tübingen, die tatsächlich genehmigende Behörde wird nicht genannt. Die Entnahme von Organen für Netzhautkulturen erfolgt unter den Nummern AK02/20 M, AK01/22 M, AK08/22 M und AK03/24 M.

In der Studie werden Mäuse mit einer gentechnisch hervorgerufenen Netzhautdegeneration verwendet. Diese Mäuse tragen eine Veränderung im Rhodopsin-Gen. Dadurch sterben Sinneszellen der Netzhaut, die sogenannten Fotorezeptoren, fortschreitend ab. Die gentechnisch veränderten Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht GenOway (Lyon, Frankreich). Zusätzlich werden gentechnisch nicht veränderte Mäuse eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory stammen.

Gentechnisch veränderte Mäuse werden im Alter von 14 oder 17 Tagen getötet. Die genaue Tötungsmethode wird nicht beschrieben. Nach der Tötung werden die Augen entnommen. Die Netzhaut wird entnommen und im Labor kultiviert. An den Kulturen werden verschiedene Wirkstoffe getestet.

Weitere Mäuse werden am 14. Lebenstag durch Injektion von Narkosemitteln unter die Haut narkotisiert. Danach werden Augentropfen zur Pupillenerweiterung gegeben. Mit einer feinen Nadel wird etwas Flüssigkeit mit wirkstoffgefüllten Nanopartikeln in den Glaskörper eines Auges gespritzt. In das andere Auge desselben Tieres wird Flüssigkeit mit leeren Nanopartikeln gespritzt. Nach der Injektion wird ein Antibiotikum auf das Auge gegeben.

Die Mäuse werden bis zum 30. Lebenstag weiter gehalten. Dann werden die Tiere erneut narkotisiert. Es wird eine Kontaktlinse auf die Hornhaut gesetzt. Mit einem speziellen Augen-Bildgebungsgerät werden Aufnahmen der Netzhaut gemacht. Dann werden die Mäuse getötet. Die genaue Tötungsmethode wird nicht beschrieben. Die Augäpfel werden entnommen, aufgearbeitet und mikroskopisch untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Tistou and Charlotte Kerstan Stiftung (Tübingen), Fighting Blindness Canada, die ProRetina Stiftung, die Zinke Heritage Foundation und den China Scholarship Council gefördert.

Bereich: Augenheilkunde, Pharmakologie

Originaltitel: Ocular delivery of different valosin-containing protein (VCP) inhibitory formulations prevents retinal degeneration in rho?I255 mice

Autoren: Bowen Cao (1,2), Ana-Cristina Almansa-Garcia (1,2), Merve Sen (1), Regine Mühlfriedel (1), Mathias W. Seeliger (1), Anne-Sophie Petremann-Dumé (1), Ellen Kilger (1), Anneli Vollert (1), Sylvia Bolz (1), Christine Henes (1), Paolo Caliceti (3), Stefano Salmaso (3), Marius Ueffing (1), Blanca Arango-Gonzalez (1)*

Institute: (1) Forschungsinstitut für Augenheilkunde, Eberhard Karls Universität Tübingen, Elfriede-Aulhorn-Straße 7, 72076 Tübingen, (2) Graduate Training Centre of Neuroscience, Eberhard Karls Universität Tübingen , Tübingen, (3) Department of Pharmaceutical and Pharmacological Sciences, University of Padova, Padua, Italien

Zeitschrift: Journal of Controlled Release 2026; 392: 114670

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5884

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, heute Landesamt für Verbraucherschutz und Ernährung (LAVE), unter der Nummer 2020-A469 genehmigt. In der Studie werden neue Formen von CAR-T-Zellen gegen Krebszellen untersucht. CAR-T-Zellen sind gentechnisch veränderte Immunzellen, die bestimmte Merkmale auf Krebszellen erkennen sollen.

Für die Tierversuche werden gentechnisch veränderte, stark immundefiziente Mäuse eingesetzt. Diesen Mäusen werden unterschiedliche Mengen an menschlichen Lymphdrüsenkrebszellen in die Schwanzvene gespritzt. Die Krebszellen tragen ein leuchtendes Eiweiß, sodass ihre Ausbreitung im Körper der Tiere mit einem bildgebenden Verfahren verfolgt werden kann.

Nachdem das Tumorwachstum bestätigt ist, werden die Tiere in Gruppen eingeteilt. Die Gruppen erhalten unterschiedlich gentechnisch veränderte CAR-T-Zellen oder nicht gentechnisch veränderte menschliche T-Zellen. Die Mäuse werden täglich kontrolliert und die Tumorlast wird wöchentlich unter Narkose mit einem bildgebenden Verfahren gemessen. Die Tiere werden auf nicht näher beschriebene Weise getötet, wenn festgelegte Abbruchkriterien erreicht sind, etwa hohe Tumorlast, Gewichtsverlust, schlechter Allgemeinzustand oder Lähmungen. Aus den Zeitpunkten der Tötung bzw. des Todes wird die Überlebenszeit bestimmt und eine sogenannte Überlebenskurve erstellt. Nach den Kurven sterben die Mäuse zwischen dem etwa 20. und 110. Tag nach der CAR-T-Zell-Injektion, bzw. werden sie getötet.

In einem Versuchsteil wird den Mäusen außerdem alle zwei Wochen bis Tag 51 Blut aus der Schwanzvene entnommen. Dann werden die Mäuse dieses Versuchsteils getötet. Die genaue Tötungsmethode wird nicht beschrieben.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) sowie durch die Deutsche Krebshilfe gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Immunologie

Originaltitel: Overcoming fratricide of CD86 targeting CAR-T cells by defined logic-gate CAR strategy

Autoren: Tobias Riet (1,2), Simon Lennartz (1,2), Niklas Bösing (1,2), Lars Fabian Prinz (1,2), Luise Dähn (1,2), Christof Scheid (1), Michael Hallek (1), Markus Martin Chmielewski (1,2)*

Institute: (1) Klinik I für Innere Medizin, Uniklinik Köln, Kerpener Straße 62, 50937 Köln, (2) Translational Research for Infectious Diseases and Oncology (TRIO), Universität Köln, Robert-Koch-Str. 21, 50931 Köln

Zeitschrift: Experimental Hematology & Oncology 2026; 15:53

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5883

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen genehmigt. Die Genehmigung zur Haltung und Zucht der Mäuse wird durch das Umwelt- und Verbraucherschutzamt, Veterinärabteilung, Köln, erteilt. Genehmigungsnummern werden nicht genannt.

Es werden Mäuse von Charles River, Deutschland, sowie verschiedene genmanipulierte Mäuse eingesetzt. Mehrere genmanipulierte Linien stammen ursprünglich von Jackson Laboratory und werden am Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung in Köln weiter gezüchtet. Für einen Teil der Versuche werden genmanipulierte Mäuse am Francis Crick Institute in London gezüchtet und gehalten.

Ein Teil der Mäuse erhält normale Nahrung. Andere Mäuse erhalten fettreiche Nahrung, um Übergewicht auszulösen. Vor bestimmten Versuchen bleiben die Tiere 16 Stunden über Nacht ohne Nahrung.

In mehreren Versuchsreihen werden Mäuse Nahrungsgerüchen ausgesetzt. Dafür werden zum Beispiel Nahrungspellets in eine Metall-Teekugel gelegt. Bei Kontrolltieren bleibt die Teekugel leer oder es werden andere Gerüche verwendet. Anschließend werden die Tiere getötet und ihre Gehirne werden untersucht. In einigen Versuchen werden die Mäuse dafür narkotisiert, ihr Brustkorb wird geöffnet und Flüssigkeit in das Herz eingeleitet, bis das Blut ersetzt ist. Das Gehirn wird herausgenommen, fixiert, in dünne Scheiben geschnitten und untersucht. In anderen Versuchsteilen werden die Mäuse enthauptet.

Bei einem Teil der Mäuse wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht, welche Gehirnregionen auf Nahrungsgerüche reagieren. Dafür wird ihnen radioaktiv markierte Glukose verabreicht, und anschließend wird die Glukoseaufnahme im Gehirn mittels Positronenemissionstomografie gemessen.

Bei anderen Mäusen wird der Geruchssinn geschädigt. Dazu wird Zinksulfat zunächst in das rechte und 60 oder 90 Minuten später auch in das linke Nasenloch gegeben. Zinksulfat schädigt die Riechschleimhaut, sodass die Tiere schlechter oder gar nicht mehr riechen können. Nach dem Eingeben der Chemikalie werden die Mäuse mit dem Kopf nach unten gehalten, damit die Chemikalie nicht in den Rachen gelangt. Eine Narkose wird dabei nicht erwähnt. Vier Tage später müssen die Mäuse nach 16 Stunden ohne Nahrung einen versteckten Keks finden. Danach werden sie Nahrungsgerüchen ausgesetzt. Die Mäuse werden narkotisiert, dann wir ihr Brustkorb geöffnet und eine konservierende Flüssigkeit in ihr Herz gepumpt, wodurch die Tiere sterben. Nasen- und Hirngewebe werden entnommen und untersucht.

Bei mehreren Gruppen genmanipulierter Mäuse werden unter Narkose Viren in das Gehirn gespritzt. Dafür wird der Kopf der Maus in einem sogenannten stereotaktischen Ramen fixiert, die Kopfhaut geöffnet und der Schädel aufgebohrt. Die Viren werden entweder in den Riechkolben oder in einen Bereich im vorderen Gehirn, der unter anderem an der Verarbeitung von Signalen zur Nahrungsaufnahme beteiligt ist, injiziert. Nach der Operation wird die Haut vernäht. Nach Tagen bis Wochen werden sie weiteren Tests unterzogen und anschließend in Narkose durch Einleitung einer konservierenden Flüssigkeit in ihr Herz getötet, um ihre Gehirne zu untersuchen. Bei bestimmten Mäusen wird zusätzlich eine optische Faser im Gehirn befestigt. Über diese Faser wird später die Aktivität bestimmter Nervenzellen gemessen, wozu ein Kabel an die implantierte Faser angeschlossen wird. Die Mäuse werden mit Nahrungsstücken, nicht essbaren Gegenständen, Nahrungsgerüchen oder anderen Gerüchen konfrontiert. Dabei wird gemessen, wie sich die Nervenzellaktivität verändert. Zum Teil bekommen die Mäuse vorher Kochsalzlösung oder Hormone in die Bauchhöhle gespritzt. Verwendet werden Ghrelin, ein Hunger förderndes Hormon, und GLP-1, ein Sättigungssignal.

Bei weiteren Mäusen werden über die optische Faser Nervenverbindungen zwischen Riechkolben und Septum mit blauem Licht künstlich aktiviert. Danach wird gemessen, wie viel Nahrung die Mäuse aufnehmen. Manche Tiere werden zusätzlich in ein sogenanntes offenes Feld gesetzt, um ihr Bewegungs- und Angstverhalten zu erfassen.

Bei weiteren genmanipulierten Mäusen werden bildgebende Verfahren am Riechkolben durchgeführt. Dabei werden die wachen Tiere mit dem Kopf fixiert, und ihnen werden kurze Nahrungsgeruchspulse dargeboten.

Die Arbeit wurde durch die Max-Planck-Gesellschaft, den Europäischen Forschungsrat, die Cologne Graduate School of Ageing Research, die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Deutsche Zentrum für Diabetesforschung gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Übergewichtsforschung

Originaltitel: A food-sensitive olfactory circuit drives anticipatory

Autoren: Janice Bulk (1,2), Joscha N. Schmehr (1,2), Tobias Ackels (3,4), Rui de Oliveira Beleza (1,2), André Carvalho (1,2), Ayden Gouveia (1,2), Lionel Rigoux (2,5), Vincent Hellier (1,2), Anna Lena Cremer (1,6), Heiko Backes (1,6), Andreas Schaefer (3), Sophie M. Steculorum (1,2,7)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung, Max-Planck-Forschungsgruppe Neurocircuit Wiring and Function, Gleueler Str. 50, 50931 Köln, (2) Exzellenzcluster CECAD, Universität zu Köln, Köln, (3) Sensory Circuits and Neurotechnology Lab, The Francis Crick Institute, London, Großbritannien, (4) Institut für Experimentelle Epileptologie und Kognitionsforschung, Medizinische Fakultät, Universität Bonn, Bonn, (5) Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung, Translational Neurocircuitry Group, Köln, (6) Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung, Multimodal Imaging Group, Köln, (7) Deutsches Zentrum für Diabetesforschung (DZD), Neuherberg

Zeitschrift: Nature Metabolism 2025; 7: 1246–1265

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5882