Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur-, Umwelt- und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen genehmigt. Eine Genehmigungsnummer wird nicht genannt.

Es werden 94 Rattenbabys verwendet sowie ca. 32 Rattenmütter. Die Tiere stammen aus der hauseigenen Zucht. Eine Gruppe von schwangeren Ratten erhält am 20. Schwangerschaftstag LPS in die Bauchhöhle injiziert. LPS sind Bestandteile aus der Wand von E.coli-Bakterien, die zu einer Entzündung im Körper führen. Eine zweite Gruppe schwangere Ratten erhält stattdessen eine wirkungslose Kochsalzlösung injiziert. Die Tiere werden täglich bis zwei Tage nach der Niederkunft gewogen, auch die Rattenbabys werden vom ersten Lebenstag an täglich gewogen.

Ab dem 3. Lebenstag werden einige Mütter aus jeder Gruppe mit ihren Babys für 48 Stunden in einer Kammer gehalten, in die Luft mit 80 % Sauerstoff eingeleitet wird. Die anderen Tiere atmen während dieser Zeit normale Luft mit 21 % Sauerstoff. Unmittelbar nach den 48 Stunden und am 11. Lebenstag wird jeweils ein Teil der Rattenbabys getötet. Dazu werden die Tiere anästhesiert und es erfolgt eine Injektion einer eiskalten Flüssigkeit in das schlagende Herz. Das Blut des Tieres wird durch die Flüssigkeit ausgetauscht, wodurch das Tier stirbt. Das Gehirn wird herausgeschnitten und untersucht. Das Schicksal der Rattenmütter wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde unterstützt durch den Hermann-Seippel-Preis – Deutscher Forschungspreis für Kinderheilkunde, die Graute-Oppermann-Stiftung und die Europäische Union.

Bereich: Neugeborenheilkunde, Kinderheilkunde

Originaltitel: Prenatal inflammation exacerbates hyperoxia induced neonatal brain injury

Autoren: Meray Serdar, Kay-Anja Walther, Markus Gallert, Karina Kempe, Stefanie Obst, Nicole Labusek, Ralf Herrmann, Josephine Herz, Ursula Felderhoff-Müser*, Ivo Bendix*

Institute: Klinik für Kinderheilkunde I, Neonatologie und Experimentelle Perinatale Neurowissenschaften, Zentrum für Translationale Neuro- und Verhaltenswissenschaften (C-TNBS), Universitätsmedizin Essen, Universität Duisburg-Essen, Hufelandstr. 55, 45147 Essen

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2025; 22: 57

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5851

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur-, Umwelt- und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer G1772/20 genehmigt. Die Herkunft der Ratten wird nicht genannt. Die Versuche finden an der Universitätsmedizin Essen statt.

Es werden 26 Rattenbabys verwendet sowie eine nicht genannte Anzahl Rattenmütter. 13 zwei Tage alte Rattenbabys werden mit ihren Müttern 7 Tage lang in Kammern gehalten, in die Luft mit 80 % Sauerstoff eingeleitet wird. 13 gleichaltrige Jungtiere atmen in dieser Zeit Luft mit normalem Sauerstoffgehalt von 21 %. Die stillenden Mütter werden täglich zwischen dem hohen Sauerstoffgehalt und normaler Luft gewechselt, um Sauerstoffstress bei ihnen zu vermeiden. Wie genau und ob sie dabei von ihren Jungen getrennt werden, wird nicht beschrieben. Die Jungtiere werden täglich gewogen. Im Alter von 11 Tagen werden die Jungtiere durch eine Injektion in Narkose versetzt. Der rechte Lungenlappen wird abgebunden und herausgeschnitten. Über die Luftröhre wird 5 Minuten lang unter Druck eine fixierende Lösung (Paraformaldehyd) in den linken Lungenlappen gepresst. Gleichzeitig wird eiskalte Kochsalzlösung in das Herz injiziert, so dass sich diese über den Blutkreislauf im Körper verteilt. Dadurch sterben die Tiere. Das Schicksal der Mütter wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde unterstützt durch den Hermann-Seippel-Preis – Deutscher Forschungspreis für Kinderheilkunde, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Europäische Union.

Bereich: Neugeborenheilkunde, Kinderheilkunde

Originaltitel: A novel model for simultaneous evaluation of hyperoxia-mediated brain and lung injury in neonatal rats

Autoren: Stefanie Obst (1), Meray Serdar (1), Josephine Herz (1), Karina Kempe (1), Meriem Assili (1), Mandana Rizazad (1), Dharmesh Hirani (2,3), Miguel A. Alejandre Alcazar (2,3,4), Stefanie Endesfelder (5), Marius A. Möbius (6,7), Mario Rüdiger (6,7), Ursula Felderhoff-Müser (1), Ivo Bendix (1)*

Institute: (1) Klinik für Kinderheilkunde I, Neonatologie und Experimentelle Perinatale Neurowissenschaften, Zentrum für Translationale Neuro- und Verhaltenswissenschaften (C-TNBS), Universitätsmedizin Essen, Universität Duisburg-Essen, Hufelandstr. 55, 45147 Essen, (2) Institut für Lungengesundheit (ILH), Cardiopulmonary Institute (CPI), Mitglied des Deutschen Zentrums für Lungenforschung, Universität Gießen, Universities of Gießen and Marburg Lung Center (UGMLC), Gießen, (3) Translationale Experimentelle Pädiatrie, Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Universität zu Köln, Köln, (4) Cologne Excellence Cluster for Stress Responses in Ageing-Associated Diseases (CECAD) und Zentrum für Molekulare Medizin Köln (ZMMK), Universität zu Köln, Köln, (5) Klinik für Neonatologie, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Berlin (6) Neonatologie und Pädiatrische Intensivmedizin, Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Universitätsklinikum, Technische Universität Dresden, Dresden, (7) Sächsisches Zentrum für Feto-Neonatale Gesundheit, Universitätsklinikum, Technische Universität Dresden, Dresden

Zeitschrift: Cells 2025; 14: 443

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5850

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern (LALLF M-V) unter der Nr. 7221.3-1-011/23 genehmigt. Die Schweine (12 Sauen und 2 Eber) stammen von einer kommerziellen Schweinezuchtanlage.

Alle Sauen werden mit Ohrmarken versehen und ihnen wird auf nicht näher beschriebene Weise Blut genommen. Zunächst werden 10 Sauen (Versuch 1) mit dem Stamm „Estonia2014“ der Afrikanischen Schweinepest infiziert. Dafür bekommen sie in jedes Nasenloch 2 ml einer virushaltigen Lösung geträufelt und 6 ml in den Mund gespritzt. Bei der Lösung handelt es sich um eine Suspension, die aus Milzen von im Rahmen von früheren Versuchen infizierten Schweinen hergestellt wurde. 2 Sauen werden räumlich getrennt gehalten und dienen als Kontrolltiere. In den folgenden Tagen erfolgt bei den infizierten Tieren eine tägliche Temperaturmessung über den Anus. 7 Tage nach der Infektion wird den Schweinen auf nicht näher beschriebene Weise Blut entnommen. Die infizierten Sauen entwickeln klinische Symptome wie Fieber, Appetitlosigkeit, Lähmungen, Krämpfe, erschwerte Atmung oder Hautblutungen. Die Symptome werden nach einem Punkteschema bewertet. Tiere, die eine bestimmte Punktzahl erreichen, werden unter tiefer Narkose mit dem Tötungsmittel Pentobarbital oder durch Entbluten getötet. Blutproben und verschiedene Organe wie Gehirn, Knochenmark, Milz und Lymphknoten werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Nur 3 der 10 Schweine überleben bis zum 24. Tag nach der Infektion. Diese werden mit 10 weiteren, gesunden Schweinen vergesellschaften (Versuch 2). 7 Tage nach der Vergesellschaftung wird den neu infizierten auf nicht näher beschriebene Weise Blut abgenommen. Innerhalb von wenigen Tagen zeigen die neu infizierten Sauen ebenfalls Symptome einer Infektion, die nach einem Punkteschema bewertet werden. Von den 10 Schweine, die vergesellschaftet wurden, überleben nur 2 Sauen.

Den 5 überlebenden Sauen sowie die 2 Kontroll-Sauen werden 80 Tage nach der Infektion (Versuch 2) Blutproben entnommen. Im Anschluss werden sie hormonell synchronisiert. Dafür erfolgt zunächst 18 Tage lang eine nicht näher beschriebene orale Gabe eines Hormons. Das heißt, es wird entweder über das Futter oder Wasser verabreicht oder über einen Schlauch direkt in den Magen eingegeben. An den folgenden zwei Tagen bekommen die Tiere jeweils ein Hormon in einen Muskel gespritzt. Während der nächsten Tage werden 2 x täglich zwei Eber zu den Sauen geführt, um die Bereitschaft zur künstlichen Befruchtung zu beurteilen. Jede Sau wird, sobald dies der Fall ist, mindestens 2 x mit kommerziell erworbenen Ebersamen künstlich befruchtet. Dafür wird üblicherweise ein flexibler Katheter über die Scheide bis zur Gebärmutter geschoben. 30-35 Tagen nach der künstlichen Befruchtung wird die Schwangerschaft mittels Ultraschall bestätigt. Eine der Kontroll-Sauen ist nicht schwanger, eine Sau aus Versuch 2 verliert ihre Embryos nach 99 Tagen.

Alle 61 geborenen Ferkel erhalten am 3. Lebenstag eine Ohrmarke und bekommen ein Eisenpräparat unter die Haut gespritzt. 5 der 12 Ferkel von der Kontroll-Sau bekommen am 5. Lebenstag Immunglobuline, die aus Blutproben von Ferkeln eines vorherigen Versuches gewonnen wurden (Genehmigungsnummer 7221.3-1.1-004/20), in die Bauchhöhle gespritzt.

Am 7. Lebenstag werden alle 12 Ferkel der Kontroll-Sau sowie 27 Ferkel von genesenen Sauen mit dem Stamm „Armenia2008“ der Afrikanischen Schweinepest infiziert. Dafür bekommen sie in jedes Nasenloch 0,5 ml einer virushaltigen Milz-Flüssigkeits-Mischung geträufelt und 1 ml in den Mund gespritzt. Die klinischen Symptome werden mit einem Punkteschema erfasst. Alle Tiere entwickeln hohes Fieber und klinische Symptome wie Appetitlosigkeit, Hautblutungen und Durchfall. 4 Ferkel werden aufgrund der Schwere der Symptome am 4. Tag nach der Infektion auf nicht näher beschriebene Weise getötet. Die restlichen Ferkel werden 6-9 Tage nach der Infektion ebenfalls getötet, Blutproben werden genommen und verschiedene Organe für weitere Untersuchungen entnommen. Die Mütter, deren Ferkel infiziert wurden, werden im ebenfalls getötet.

Von den Ferkeln, die nicht infiziert worden sind, werden innerhalb von 60 Tagen 8-9 x auf nicht näher beschriebene Weise Blutproben entnommen. Was mit ihnen und ihren Müttern danach geschieht, wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde durch Horizon 2020 ERA-NET und das Friedrich-Loeffler-Institut gefördert.

Bereich: Tierseuchenforschung, Virologie

Originaltitel: Maternal immunity and African swine fever virus: understanding the limits of passive protection

Autoren: Virginia Friedrichs (1), Mathias Streitz (2), Martin Beer (1), Sandra Blome (1)*, Alexander Schäfer (1)

Institute: (1) Institut für Virusdiagnostik, Friedrich-Loeffler-Institut, Süduferstr. 10, 17493 Greifswald – Insel Riems, (2) Abteilung für experimentelle Tierhaltung und Biosicherheit (ATB), Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald – Insel Riems

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2025; 16: 1593820

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5849

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden in Baden-Württemberg unter der Nummer AT 1/12 genehmigt, die Genehmigungsbehörde wird nicht genannt. Die Göttinger-Minipigs werden in der spezialisierten Versuchstierzucht Ellegaard Goettingen Minipigs A/S in Dalmose, Dänemark gekauft, sind weiblich und rund neun Monate alt. Die Versuche finden der Tierhaltung der Eberhard Karls Universität Tübingen statt.

Vor den eigentlichen Versuchen lernen die Schweine, in einer speziellen Hängematte zu liegen, die Löcher für die Beine hat. Außerdem werden sie daran gewöhnt, speziell angefertigte Jacken zu tragen. Die Schweine erhalten eine Beruhigungsspritze. Es wird ihnen ein Venenkatheter in eine Ohrvene gelegt und sie werden narkotisiert. Ihnen wird ein Schlauch in die Luftröhre geschoben, über den sie künstlich beatmet werden.

Der Rücken der Schweine wird rasiert. Mithilfe von Schablonen werden Quadrate mit innenliegenden Kreisen auf dem Rücken markiert. Die Markierungen werden mit einem Permanentmarker aufgetragen und dann tätowiert.

In den markierten Kreisen wird jeweils ein rundes Stück Haut ausgeschnitten. Jede Wunde ist zwei Zentimeter breit und etwa sechs Millimeter tief und reicht damit durch die gesamte Hautschicht. Pro Tier werden insgesamt acht solcher tiefen Wunden herausgeschnitten.

Direkt nach dem Herstellen der Wunden werden unterschiedliche Behandlungsformen getestet. Einige Wunden bekommen eine kollagen-gelatinebasierte Matrix in verschiedenen Materialdichten, andere erhalten dieselbe Matrix zusätzlich mit einem Wachstumsfaktor in unterschiedlichen Konzentrationen. Manche der Mittel werden nur einmal aufgetragen, andere werden alle zwei Tage erneut auf die Wunde gegeben. Zwei weitere Wunden pro Tier werden mit handelsüblichen Produkten behandelt. Die Kontrollwunden bleiben unbehandelt.

Die Wunden werden mit Folien abgedeckt. Danach wird den Tieren ihre speziell angefertigte Jacke angezogen und mithilfe eines Klebeverbands befestigt.

Alle zwei Tage wird der Verband erneuert. Dabei hängen die Schweine in den Hängematten. Dadurch wird für den Verbandswechsel keine Narkose gebraucht. Bei jedem Verbandswechsel werden die Wunden fotografiert. Während der gesamten Studie werden regelmäßig Blutproben genommen Am 21. Tag der Studie erhalten die Tiere erneut eine Narkose und werden mit dem Tötungsmittel T61 getötet. Hautstücke mit den Wunden werden herausgeschnitten und untersucht.

Bereich: Wundheilung

Originaltitel: The Goettingen minipig as an experimental model in wound-healing studies

Autoren: Wiebke Eisler (1)*, Manuel Held (1), Afshin Rahmanian-Schwarz (2), Jan-Ole Baur (3), Adrien Daigeler (1), Markus Denzinger (4)

Institute: (1) Klinik für Hand-, Plastische, Rekonstruktive und Verbrennungschirurgie, BG Klinik Tübingen, Eberhard Karls Universität Tübingen, Schnarrenbergstraße 95, 72076 Tübingen, (2) Klinik für Plastische, Rekonstruktive und Ästhetische Chirurgie, Handchirurgie, Klinikum Traunstein, Ludwig-Maximilians-Universität München, (3) Hautklinik, Uniklinik Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (4) Klinik für Kinderchirurgie, Klinik St. Hedwig, Universitätsklinikum Regensburg, Regensburg

Zeitschrift: JPRAS Open 2024; 40: 336-345

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5848

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern unter den Nummern 7221.3-2-042/17 und 7221.3-1-010/22 genehmigt. Die Kaninchen stammen aus einer institutseigenen Zucht des Friedrich-Loeffler-Instituts. Die Schweine werden in einem landwirtschaftlichen Betrieb (Landboden Glasin, Glasin) gekauft.

Jedes der 7 Kaninchen erhält einen von sieben Impfstoffkandidaten gegen Hepatitis E. Die Impfstoffe werden dabei jeweils als Mischung aus Impfstoff und einem Mittel, das die Immunreaktion verstärkt (ein sogenanntes Adjuvans), unter die Haut gespritzt.

Diese Impfungen werden in Abständen von drei Wochen wiederholt. Für einen Teil der Impfstoffe zeigt sich, dass die Injektion unter die Haut keine Antikörper erzeugt; deshalb erfolgt die weitere Verabreichung in einen Muskel. Vor jeder Impfung wird Blut aus einer Vene am Bein entnommen. Die Immunisierung endet bei jedem Kaninchen, sobald sich zeigt, dass sich der Antikörperspiegel nicht weiter erhöht. Dazu erhalten die Kaninchen bis zu 11 Injektionen. Das weitere Schicksal der Kaninchen wird nicht erwähnt.

Die beiden aussichtsreichsten Impfstoffkandidaten werden dann in einem weiteren sogenannten Tiermodell getestet. Dazu werden 22 Ferkel eingesetzt. Sie werden in fünf Gruppen aufgeteilt. Die Schweine der beiden Impfgruppen erhalten den jeweiligen Impfstoff als Injektion in den Gesäßmuskel zusammen mit einem Adjuvans. Es finden zwei Impfungen statt, die 28 Tage auseinander liegen. Einer anderen Gruppe wird nur das Adjuvans ohne den Impfstoff gespritzt und die Tiere der zwei restlichen Gruppen erhalten keine Injektion.

Vier Wochen nach der zweiten Impfung werden alle Tiere außer einer der unbehandelten Kontrollgruppen mit einem infektiösen Leberhomogenat, das Hepatitis E Viren enthält, infiziert, indem es den Tieren in eine Vene injiziert wird. Das Leberhomogenat stammt von einem Wildschwein, das im Rahmen eines anderen Tierversuchs mit dem Virus infiziert wurde.

Anschließend werden alle 2 bis 3 Tage Blutproben genommen. Während des Versuchs werden die Tiere fortlaufend beobachtet. Bei einem Teil der Tiere tritt Durchfall auf.

Am Ende des Versuchs, am Tag 85, werden alle Schweine elektrisch betäubt und danach durch Ausbluten getötet. Dann werden Proben aus verschiedenen Organen wie Gehirn, Niere, Leber, Lymphknoten und Milz entnommen und untersucht.

Die Versuche wurden durch das Helmholtz-Zentrums für Infektionsforschung (HZI) und die Helmholtz-Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Impfstoffforschung, Virologie

Originaltitel: Design and analysis of novel HEV vaccine variants and evaluation of two selected candidates in a porcine infection model

Autoren: Isabella Hrabal (1)*, Elmira Aliabadi (2,3), Saskia Weber (1,4), George Liam Ssebyatika (5), Thomas Krey (5), Cora M. Holicki (1,6), Laura Schmid (1,7), Katja Dinkelborg (2,8,9), Charlotte Schröder (10), Christine Fast (1), Patrick Behrendt (2,8,9), Martin H. Groschup (1,11), Martin Eiden (1)

Institute: (1) Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger (INNT), Friedrich-Loeffler-Institut, Südufer 10, 17493 Greifswald - Insel Riems, (2) Experimentelle Virologie, TWINCORE, Zentrum für Experimentelle und Klinische Infektionsforschung, Hannover, (3) Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (4) Institut für Virusdiagnostik, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald - Insel Riems, (5) Institut für Biochemie, Universität zu Lübeck, Lübeck, (6) Erasmus MC, Department of Viroscience, Rotterdam, Niederlande, (7) Institut für molekulare Virologie und Zellbiologie, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald - Insel Riems, (8) Klinik für Gastroenterologie, Hepatologie, Infektiologie und Endokrinologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (9) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung, Standort Braunschweig-Hannover, Braunschweig, (10) Abteilung für experimentelle Tierhaltung und Biosicherheit, Friedrich-Loeffler-Institut, Südufer 10, 17493 Greifswald - Insel Riems, (11) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung, Standort Hamburg-Lübeck-Borstel-Riems, Greifswald

Zeitschrift: Liver International 2025; 45(9): e70246

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5847

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Freie und Hansestadt Hamburg, Behörde für Gesundheit und Verbraucherschutz unter den Nummern ORG842 und ORG1089 genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse und normale Mäuse eingesetzt, die im Tierhaus des Universitätsklinikums Hamburg-Eppendorf gehalten werden.

Die gentechnisch veränderten Mäuse tragen eine Veränderung im Erbgut, die dazu führt, dass ein bestimmtes Eiweiß der Netzhaut fehlt. Sie zeigen bereits ab dem 14. Lebenstag Anzeichen einer Entzündung der Augen. Bestimmte Rezeptoren in der Netzhaut sterben nach und nach ab. Die Tiere entwickeln somit eine schwere voranschreitende Zerstörung der Netzhaut. Durch massive Verluste an Photorezeptoren ist ihr Sehvermögen in den späteren Phasen des Versuchs mindestens schwer eingeschränkt.

Die Augen der Mäuse werden in verschiedenen Altersstufen: mit 14, 28, 56, 112 und 168 Tagen untersucht. Dafür werden die Tiere zu den jeweiligen Zeitpunkten auf nicht genannte Art getötet und die Augen entnommen.

Die Versuche wurden durch die Helmut Ecker Stiftung gefördert.

Bereich: Augenheilkunde, Sehforschung

Originaltitel: Atp1b2Atp1b1 knock-in mice exhibit a cone–rod dystrophy-like phenotype

Autoren: Susanne Bartsch, Yevgeniya Atiskova, Stefanie Schlichting, Elke Becker, Maike Herrmann, Udo Bartsch*

Institute: Experimentelle Ophthalmologie, Klinik und Poliklinik für Augenheilkunde, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Martinistraße 52, 20246 Hamburg

Zeitschrift: Cells 2025; 14(12): 878

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5846

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Behörde für Justiz und Verbraucherschutz in Hamburg unter den Nummern N122/17 und N20/21 genehmigt. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River und sind 9 bis 11 Wochen alt und weiblich. Sie werden in der Zentralen Tierhaltung des Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf gehalten.

Die Mäuse werden an einen umgekehrten Licht-/Dunkelrhythmus gewöhnt, so dass es tagsüber dunkel ist und die Mäuse zu normalen Arbeitszeiten aktiv sind. An diesen neuen Rhythmus gewöhnen sie sich mindestens drei Wochen lang. Die Verhaltenstests selbst finden später im Rotlicht statt, das für Mäuse kaum sichtbar ist.

Ein Teil der Mäuse wird mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Dann wird ihnen eine Mischung unter die Haut gespritzt. Diese Mischung besteht aus einem kleinen Eiweißstück, das normalerweise im Nervensystem vorkommt, und einem starken Immunstimulator. Dadurch greift das Immunsystem der Mäuse die eigenen Nervenzellen an. Zur Verstärkung der Nervenentzündung wird ihnen zweimal im Abstand von zwei Tagen zusätzlich das Gift von Keuchhustenbakterien in die Bauchhöhle gespritzt.

Ab dem siebten Tag nach Auslösen der Nervenentzündung werden die Mäuse täglich gewogen und auf Anzeichen von Lähmungen untersucht. Ein spezielles Punktesystem beschreibt die Stärke der Symptome: von einem schlaffen Schwanz bis hin zu schweren Lähmungen der Hinter- und Vorderbeine. Leiden die Tiere länger als 7 Tage unter einer vollständigen Lähmung der Hinterbeine oder sind alle 4 Gliedmaße gelähmt oder verlieren sie mehr als ein Viertel ihres Gewichts, werden sie auf nicht beschriebene Art getötet.

Für die Verhaltenstests gewöhnen sich die Mäuse erst fünf Tage lang an die Testkäfige. Jeden Tag werden sie einmal in den Käfig gesetzt. Zusätzlich zu den Mäusen, bei denen eine Entzündung der Nervenzellen ausgelöst wurde, werden gesunde Mäuse eingesetzt, sie dienen als Kontrolle. Der eigentliche Geruchstest zur Unterscheidung von Düften findet einmal zwischen Tag 9 und 11 nach der Induktion der Nervenentzündung und dann ein zweites Mal an Tag 28 statt. Die Maus befindet sich dabei in einem Käfig mit zwei kleinen Öffnungen oder Röhren. Zuerst sind beide Seiten ohne Duft. Danach riecht eine Seite nach Vanille (Dr. Oetker) und im letzten Durchgang eine Seite nach Vanille und die andere nach Mandel. Die Zeit, die die Maus schnüffelnd an den Röhren verbringt, wird gemessen.

Im zweiten Geruchstest wird die Maus einem Geruch ausgesetzt, der Raubtiergeruch nachahmt. Ein kleines Stück Papier mit der nach Raubtier riechenden Substanz wird an die Wand eines Käfigs geklebt. Die Maus wird in dem Käfig eingeschlossen und es wird beobachtet, wie oft und wie lange die Maus „einfriert“, also regungslos verharrt – ein Zeichen für Angst.

Am Ende der Versuche werden die Mäuse auf verschiedene Arten getötet. Für Untersuchungen des Gehirns werden die Tiere narkotisiert. Danach wird ihnen eine Nadel ins Herz gestochen, durch die ihr Blut herausgespült und durch eine konservierende Lösung ersetzt wird. Für andere Untersuchungen werden die Mäuse mit Kohlendioxid erstickt und die Riechkolben des Gehirns werden entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Multiple-Sklerose-Forschung

Originaltitel: Neuroinflammation causes mitral cell dysfunction and olfactory impairment in a multiple sclerosis model

Autoren: Charlotte Schubert (1), Kristina Schulz (2), Jana K. Sonner (1), Alexandros Hadjilaou (1,3), Anna-Lena Seemann (1,2), Janine Gierke (2), Vanessa Vieira (1), Nina Meurs (1), Marcel S. Woo (1), Christian Lohr (2), Fabio Morellini (4), Daniela Hirnet (2), Manuel A. Friese (1)*

Institute: (1) Institut für Neuroimmunologie und Multiple Sklerose (INIMS), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Martinistraße 52, 20246 Hamburg, (2) Institut für Zell- und Systembiologie der Tiere, Universität Hamburg, Hamburg, (3) Arbeitsgruppe Protozoen-Immunologie, Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin, Hamburg, (4) Forschungsgruppe Verhaltensbiologie, Zentrum für Molekulare Neurobiologie (ZMNH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2025; 22: 71

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5845

Versuchsbeschreibung: Die Versuche und die Haltung der Tiere werden durch das Regierungspräsidium Mittelfranken (Ansbach) unter der Nummer 54-2532.1-02/13 und das Regierungspräsidium Unterfranken (Würzburg) unter der Nummer 55.2.2-2532-2-540 genehmigt. Die Gerbils (Wüstenrennmäuse) werden bei der Versuchstierzucht Janvier in Le Genest-Saint-Isle, Frankreich gekauft.

Jede Rennmaus wird einzeln in einer kleinen Röhre aus Drahtgitter gesetzt, in der sie sich kaum bewegen kann. Die Röhre liegt auf einer Plattform, unter der ein Bewegungssensor angebracht ist. Vor dem Tier stehen in 10 cm Entfernung zwei Lautsprecher: einer spielt einen sehr lauten Schreckreiz ab, der andere liefert ein leiseres Hintergrundrauschen. Der Schreckreiz ist 115 Dezibel laut, das ist etwa die Lautstärke eines Presslufthammers in 1 Meter Entfernung. Die Tiere sollen sich erst 15 Minuten an die Röhre gewöhnen. Danach erhalten sie fünf laute Schreckreize hintereinander, damit sich ihre panische Reaktion darauf etwas legt.

Nun beginnt der eigentliche Test: Bei verschiedenen Arten von Hintergrundrauschen taucht manchmal eine kurze Lücke im Rauschen auf, bevor der laute Schreckreiz kommt, und manchmal nicht. Diese Kombinationen wiederholen sich viele Male, insgesamt wird die Reaktion pro Gerbil auf 120 „Stimuli“ gemessen. Der Bewegungssensor misst dabei, wie stark die Tiere aus Angst zusammenzucken. An einem anderen Tag erfolgt eine Messung der Reaktion von Nervenzellen im Hirnstamm auf Töne (ABR), um die Hörschwellen jedes Tieres zu bestimmen. Dafür werden die Rennmäuse narkotisiert. Drei drahtförmige Elektroden werden unter die Haut gestochen: eine hinter dem Ohr, das untersucht wird, eine zwischen den Ohren und eine an der Schwanzwurzel. Den Gerbils werden Töne in verschiedenen Frequenzen und Lautstärken vorgespielt. Über die Elektroden werden dabei die Hirnströme gemessen. Der Test wird für beide Ohren durchgeführt.

Fünf Tage nach diesen Tests findet das eigentliche Lärmtrauma statt. Unter Narkose wird in ein Ohr der Rennmaus ein Schaumstoffstöpsel eingesetzt. Das andere Ohr bleibt offen und zeigt in Richtung des Lautsprechers. Bei einem Teil der Gerbils wird dieses offene Ohr 75 Minuten lang mit einem sehr lauten Ton von 115 Dezibel beschallt. Das entspricht wieder der Lautstärke eines Presslufthammers. Bei den restlichen Gerbils läuft derselbe Ton genauso lange, allerdings nur mit 65 Dezibel Lautstärke, das ist etwa die Lautstärke eines Staubsaugers.

Vier Tage später werden wieder ABR-Messungen durchgeführt. Die Ohren, die dem lauten Trauma ausgesetzt waren, zeigen einen deutlichen Hörverlust.

An Tag 7 oder 13 nach den Beschallung wird der Test, in dem die Gerbils in einer Röhre aus Drahtgitter beschallt werden und ihre Schreckreaktion gemessen wird, wiederholt. Bei 8 Tieren finden die Experimentatoren Anzeichen für einen Tinnitus.

Dann werden die Gerbils mit Kohlendioxid erstickt und enthauptet. Ihre Gehirne werden entnommen und untersucht.

Die Versuche wurden von der Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hörforschung

Originaltitel: Tinnitus is associated with increased extracellular matrix density in the auditory cortex of Mongolian gerbils

Autoren: Konstantin Tziridis (1)*, Antonia Maul (1), Jwan Rasheed (1), Patrick Krauss (1,2), Achim Schilling (1,2), Holger Schulze (1)

Institute: (1) Experimentelle HNO-Heilkunde, Lehrstuhl für Hals-Nasen-Ohrenheilkunde, Universitätsklinikum Erlangen, Waldstraße 1, 91054 Erlangen, (2) Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Cognitive Computational Neuroscience (CCN group), Lehrstuhl für Mustererkennung, Erlangen

Zeitschrift: BMC Neuroscience 2024: 25: 52

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5844

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Unterfranken genehmigt. Die Mäuse werden bei der Versuchstierzucht Charles River (Sulzfeld) gekauft. Die Tiere werden ab einem Alter von 8 Wochen und über die Dauer des gesamten Versuchs einzeln gehalten, was für die sozialen Tiere eine schwere Belastung ist.

Am ersten Versuchstag erfolgt die sogenannte „Social Fear Conditioning (SFC)“, also das Erlernen sozialer Angst. Dafür wird jede Maus einzeln in eine Kammer gesetzt. Nach einer kurzen Eingewöhnungszeit bekommt die Maus zunächst einen leeren Drahtkäfig in die Kammer gestellt. Danach wird der Käfig durch einen identischen Käfig ersetzt, in der sich eine unbekannte Maus befindet. Das löst normalerweise soziales Erkundungsverhalten aus. Die Kontrollmäuse (SFC–) dürfen das andere Tier beschnuppern, ohne dass dies Folgen hat.

Bei den sozial-angst-konditionierten Mäusen (SFC+) erhält die Maus jedes Mal, wenn sie sich dem Artgenossen nähert, einen elektrischen Fußschock. Je nachdem, wie oft die Maus Kontakt zum Artgenossen aufnimmt, bekommt sie ein bis fünf solcher Stromschläge. Sobald die Maus zwei Minuten lang keinerlei Kontakt mehr sucht, endet der Durchgang. Die Sitzung dauert im Schnitt ca. zehn Minuten. Auf diese Weise lernt die Maus, Angst vor sozialem Kontakt zu haben.

Am Tag nach dieser Konditionierung beginnt die Behandlung. Die Mäuse werden in drei Gruppen eingeteilt. Jeweils eine Gruppe bekommt nun normales Wasser oder Wasser, das einen der beiden Wirkstoffe Vildagliptin oder Linagliptin enthält. Diese Medikamente werden normalerweise zur Behandlung von Diabetes beim Menschen eingesetzt.

Nach insgesamt 30 Tagen wird die erlernte soziale Angst überprüft. Dafür werden den Mäusen nacheinander erst drei leere Drahtkäfige in ihren Heimatkäfig gestellt und dann sechs Drahtkäfige, in denen jeweils eine unbekannte Maus sitzt. Jeder Drahtkäfig bleibt drei Minuten lang im Heimatkäfig der Maus, die getestet wird. Verminderte Untersuchung der Käfige mit den Artgenossen zeigt soziale Angst an. Die Mäuse die soziale Angst gelernt haben, nähern sich den Artgenossen kaum.

Vier Tage später, am Tag 34, folgt ein weiterer Test. Dafür wird die Maus in ein sogenanntes „Elevated Plus Maze“ gesetzt – ein erhöhter Kreuzgang mit zwei offenen und zwei geschlossenen Armen. Normalerweise meiden Mäuse die hellen offenen Bereiche.

Am Tag 38 wird der Fellzustand bewertet. Schlechter gepflegtes Fell wird als verminderte Selbstfürsorge bewertet, was als Zeichen für depressionsähnliches Verhalten gilt. Am Abend desselben Tages erhält jede Maus etwas Baumwollmaterial. Am nächsten Morgen wird bewertet, wie gut ihr daraus gebautes Nest gelungen ist. Die sozial ängstlichen Mäuse bauen weniger gute Nester.

Am Tag 39 wird bei allen Mäusen ein Forcierter Schwimmtest (FST) durchgeführt. Dazu wird jede Maus für sechs Minuten in einen durchsichtigen Zylinder gesetzt, der mit Wasser gefüllt ist. Die Maus kann nicht entkommen und muss schwimmen. Es wird gemessen, wie viel Zeit sie schwimmt und versucht zu entkommen und wie lange sie bewegungslos im Wasser treibt. Ein längeres regungsloses Treiben gilt als Hinweis auf ein depressionsähnliches Verhalten.

Parallel zu den Verhaltensuntersuchungen werden Körpergewicht und Trinkmenge beobachtet. Die Mäuse, die Linagliptin erhalten, trinken weniger. Daher wird die Menge des Medikaments im Trinkwasser erhöht.

Das weitere Schicksal der Mäuse wird nicht erwähnt. Möglicherweise wird der Versuch weitergeführt und die Ergebnisse später veröffentlicht.

Die Versuche erhielten keine externe Förderung.

Bereich: Angstverhaltensforschung, Psychologie, Psychopharmakologie

Originaltitel: Early treatment with vildagliptin and linagliptin reduces social fear and prevents the onset of comorbid depression in a mouse model of social anxiety disorder

Autoren: Iulia Zoicas*, Johannes Kornhuber

Institute: Psychiatrische und Psychotherapeutische Klinik, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU) und Universitätsklinikum Erlangen, Schwabachanlage 6, 91054 Erlangen

Zeitschrift: Neuropharmacology 2025; 279: 110656

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5843

Versuchsbeschreibung: Die Genehmigung durch eine Genehmigungsbehörde wird nicht genannt. Die Tauben stammen aus einem „lokalen Bestand“. Sie werden in einer offenen Voliere gehalten. Die Tiere erhalten nur so viel Futter, dass sie 80-85% ihres Normalgewichtes wiegen.

Die Tests erfolgen an 5 Tagen pro Woche. Eine Taube wird in eine Kammer gesetzt, an deren einer Wand sich drei Tasten befinden. Über jeder Taste befinden sich drei Lampen, die weiß, rot oder grün leuchten können. Die Tiere müssen lernen, dass sie bei einem bestimmten Verhalten, für 3 Sekunden Zugang zu Futter bekommen. Zunächst muss die mittlere Taste bei Aufleuchten einer weißen Lampe angepickt werden. Dann muss mehrfach gepickt werden – bis zu 15 Mal – um an Futter zu gelangen. Als nächstes muss die Taube die rechte oder linke Taste picken, wenn dort eine rote oder grüne Lampe aufleuchtet, nachdem sie 15 Mal auf die mittlere Taste gepickt hat. Schließlich wird die Zeit zwischen den 15 Picks und dem Aufleuchten der roten und grünen Lampe um bis zu 2 Sekunden verlängert. Nur, wenn die Taube alles richtig macht, bekommt, sie Futter. Bei einer falschen Reaktion wird sie mit dem Ausgehen der Lichter „bestraft“ und die Versuchseinheit beginnt von neuem. Eine Session besteht aus 80 Versuchseinheiten innerhalb von 15 Minuten.

In einem zweiten Test müssen die Tauben 30 Körner in 30 Gramm Kies herauspicken. Es wird gezählt, wie viele sie gefunden hat. Der Test wird innerhalb von 2 Wochen 10 Mal durchgeführt.

Wenn die Tauben in dem ersten Test mit den Lampen mindestens 80% richtige Reaktionen zeigen, werden sie operiert. Unter Narkose wird der Kopf in einen stereotaktischen Halteapparat eingespannt. An einer bestimmten Stelle des Gehirns wird eine Elektrode eingelassen. Es wird nicht erwähnt, aber dafür muss ein Loch in den Schädelknochen gebohrt werden. Über die Elektrode wird 5-10 Sekunden lang elektrischer Strom eingeleitet, der das umliegende Gewebe zerstört. Bei 6 Tauben wird ein bestimmter Teilbereich des Gehirns zerstört, bei 5 Tauben ein anderer, bei weiteren 6 Tauben beide Teilbereiche und 5 Tiere dienen als Kontrolle. Bei ihnen wird eine Elektrode in das Gehirn eingeführt, ohne eine Gewebezerstörung mit Strom erfolgt. Zwei Tauben sterben wenige Tage nach der Operation.

3-5 Tage nach der Operation werden bei den überlebenden Tieren die beschriebenen Tests wiederholt. Der Lampentest wird in 6 Sessions an 10 Tagen durchgeführt, dann erfolgt eine Ruheperiode von 21-29 Tagen und es werden erneut 6 Sessions durchgeführt. Der Korn-Kies-Unterscheidungstest wird 10 Mal innerhalb von einer Woche durchgeführt. Schließlich werden alle Tauben unter Narkose getötet, indem ihnen Paraformaldehyd ins Herz injiziert wird. Die Gehirne werden untersucht.

Die Arbeit wurde unterstützt durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und den deutschen Akademischen Austauschdienst.

Bereich: Neurobiologie

Originaltitel: Nonspatial and subdivision-specific working memory deficits after selective lesions of the avian prefrontal cortex

Autoren: Bettina Diekamp (1)*, Anna Gagliardo (2), Onur Güntürkün (1)

Institute: (1) Biopsychologie, Institut für Psychologie, Ruhr-University Bochum, Universitätsstraße 150, 44801 Bochum, (2) Department of Ethology, Ecology, and Evolution, University of Pisa, Pisa, Italien

Zeitschrift: The Journal of Neuroscience 2002; 22(21): 9573-9580

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5842