Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz NRW (LANUV) unter der Nummer AZ 50.05-230-74/05 genehmigt. Es werden weibliche Hunde aus der institutseigenen Tierversuchsanlage verwendet.

Die Hunde werden in Narkose gelegt. Auf beiden Halsseiten werden zwei Hautschnitte gemacht, die parallel zueinander und zu der darunterliegenden Halsschlagader verlaufen. Das Gefäß wird freipräpariert und in den Hautstreifen, der zwischen den beiden Schnitten entstanden ist, eingewickelt. Die Ränder des Streifens werden miteinander vernäht. Die beiden äußeren Wundränder werden unter der eingewickelten Arterie durchgeführt und ebenfalls miteinander vernäht.

Einige Wochen später werden die Tiere erneut in Narkose gelegt. Ihnen wird ein EKG angelegt und über die Halsschlagader wird zur Blutdruckmessung ein Katheter bis kurz vor das Herz geschoben. Zur künstlichen Beatmung werden die Hunde intubiert. Zu Beginn der Versuche wird den Hunden zweimalig 10 ml kalte Kochsalzlösung in eine Beinvene gespritzt. Dies wird im Laufe der Versuche alle 30 Minuten wiederholt. Ebenfalls alle 30 Minuten werden Blutproben entnommen. Am linken Hinterbein werden Elektroden angeschlossen, mit denen die Nerven der Muskulatur stimuliert werden. Über eine Magensonde wird eine Messsonde bis in den Magen vorgeschoben.

30 Minuten nach Versuchsbeginn wird bei einem Teil der Hunde die Atemfrequenz über die künstliche Beatmung über zwei Stunden lang so stark reduziert, dass es bei ihnen im Blut zu einem starken Anstieg des Kohlendioxidgehalts kommt. Dadurch steht dem Körper zu wenig Sauerstoff zur Verfügung. Anschließend wird 60 Minuten lang die Atemfrequenz langsam wieder auf die normale Geschwindigkeit gebracht.

Mit anderen Hunden wird ebenso verfahren. Sie bekommen aber eine Stunde nach künstlicher Senkung der Atemfrequenz eine Substanz in die Vene gespritzt. Wiederum eine Stunde später wird ihnen ein Hormon in die Vene gespritzt.

Bei einer Gruppe von Hunden wird die Atemfrequenz nicht verändert, aber eine Stunde nach Beginn der Narkose die Substanz gespritzt.

Insgesamt dauern die Versuche 3,5 Stunden. Was danach mit den Hunden geschieht, wird nicht beschrieben. Vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Bereich: Intensivmedizin, Anästhesiologie, Sepsisforschung

Originaltitel:

Autoren: Silke Maria Naber, Referent: Olaf Picker (Düsseldorf), Korreferent: Stefan A. Topp

Institute: Klinik für Anästhesiologie der Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf

Zeitschrift: Dissertation zur Erlangung des Grades eines Doktors der Medizin, Düsseldorf 2014

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Dissertation

Dokumenten-ID: 5758

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesministerium für Energie, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung unter den Nummern 72-5/13 und 56-7/18 genehmigt. Es werden genmanipulierte Mäuse von Yoichiro Iwakura von der Universität Tokio, Japan, und Nico Ghilardi von der Firma Gentech, South San Francisco, USA, verwendet. Weitere genveränderte Zuchtpaare stammen von der Medizinischen Hochschule Hannover. Diese Mäuse werden am Institut für Tierzucht und -Haltung der Christian-Albrechts-Universität Kiel gezüchtet. Nicht genveränderte „Wildtyp“-Mäuse werden von der Zuchtfirma Charles River (ohne Ortsbezeichnung) bezogen. Bei den unterschiedlich genmanipulierten Mäusen fehlt jeweils ein Gen für verschiedene Botenstoffe, die für die körpereigene Immunreaktion wichtig sind.

Gruppen von Mäusen der verschiedenen Genmanipulationen und Wildtyp-Mäuse werden gegen Tuberkulose geimpft. Dazu wird dreimal im Abstand von jeweils 2 Wochen der Impfstoff in eine Fußsohle injiziert. Kontrollmäuse erhalten stattdessen eine wirkungslose Flüssigkeit injiziert. 4 Wochen nach der 3. Impfung werden die Tiere mit Tuberkulose infiziert. Dazu werden sie 40 Minuten lang einem Aerosol ausgesetzt, das Tuberkulose-Bakterien enthält. 24 Stunden später wird überprüft, ob die ganze Lunge infiziert ist. Es wird nicht erwähnt, aber es ist anzunehmen, dass dafür einige Mäuse getötet werden.

2, 3 und 6 Wochen nach der Infektion werden jeweils mehrere Mäuse aus jeder Gruppe auf nicht genannte Weise getötet, um die Lungen zu untersuchen.

Die Arbeit wurde durch die Universität Lübeck unterstützt.

Bereich: Infektionsforschung

Originaltitel: Interleukin 23 instructs protective multifunctional CD4 T cell responses after immunization with the Mycobacterium tuberculosis subunit vaccine H1 DDA/TDB independently of interleukin 17A

Autoren: Kristina Ritter (1), Jochen Behrends (2), Hanna Erdmann (1), Jasmin Rousseau (1), Alexandra Hölscher (1), Johanna Volz (1), Immo Prinz (3,4), Thomas Lindenstrøm (5), Christoph Hölscher (1)

Institute: (1) Infektionsimmunologie, Forschungszentrum Borstel, Parkallee 1, 23845 Borstel, (2) Fluoreszenz-Zytometrie, Forschungszentrum Borstel, (3) Institut für Immunologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (4) Zentrum für Molekulare Neurobiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (5) Department of Infectious Disease Immunology, Statens Serum Institut, Kopenhagen, Dänemark

Zeitschrift: Journal of Molecular Medicine 2021; 99(11); 1585-1602

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5757

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES), Oldenburg unter der Nummer AZ 33.12-42502-04-14/1536 genehmigt. Es werden 21 genmanipulierte Schweine aus dem Institut für Nutztiergenetik, Friedrich-Loeffler-Institut, Mariensee, verwendet. Den Tieren fehlt ein Gen für ein bestimmtes Enzym, wodurch die Abstoßungsreaktion bei der Transplantation von fremdem Gewebe verringert werden soll. Die genmanipulierten Schweine werden danach „normal“ gezüchtet und für die Versuche werden Jungtiere von verschiedenen Eltern im Alter von 3-6 Monaten verwendet, die die Genveränderung aufweisen. 4 nicht genmanipulierte „Wildtyp“-Schweine stammen aus dem gleichen Institut und sind zu Beginn der Versuche 3 Monate alt. Von einem Schlachthof werden Herzklappen und Stücke der vom Herzen abgehenden Aorta (Hauptschlagader) von Schweinen und Schafen bezogen.

Die Klappen und Aortenstücke werden mit zwei unterschiedlichen Methoden dezellularisiert, d.h., es werden sämtliche Zellen entfernt, so dass nur noch ein Gerüst übrigbleibt.

Sowohl die genmanipulierten als auch die „Wildtyp“schweine werden narkotisiert, der Brustkorb wird auf der linken Seite aufgeschnitten. Den Tieren wird jeweils eine Aortenherzklappe mit einem Stück Aorta oder eine pulmonale Klappe eingepflanzt. Der Brustkorb wird chirurgisch verschlossen. Die Herzklappen werden mittels eines bildgebenden Verfahrens, bei dem eine Sonde in die Speiseröhre eingeführt wird (transösophageale-Echokardiographie), untersucht. Die Tiere erhalten Schmerzmittel und Antibiotika.

In den folgenden drei Monaten werden 10 Mal Blutproben genommen. 4 Schweine sterben einige Tage nach der Operation an Komplikationen. Nach drei Monaten werden die Herzklappen bei 18 der überlebenden Schweine erneut in Narkose mittels Echokardiographie untersucht. Anschließend werden die Tiere noch in Narkose „euthanasiert“. Die Herzklappen werden herausgeschnitten und untersucht. Drei Schweine werden erst nach sechs Monaten getötet. Die untersuchten Klappen zeigen teilweise, insbesondere die vom Schaf stammenden, schwerwiegende krankhafte Veränderungen und Deformationen.

Die Arbeit wurde unterstützt durch Fördergemeinschaft deutsche Kinderherzzentren e.V., Deutsche Herzstiftung e.V. und die Deutsche Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Xenotransplantationsforschung, Transplantationsmedizin, Herzchirurgie

Originaltitel: Immunological and functional features of decellularized xenogeneic heart valves after transplantation into GGTA1-KO pigs

Autoren: Robert Ramm (1), Tobias Goecke (1,2), Peter Köhler (3), Igor Tudorache (2), Serghei Cebotari (2), Anatol Ciubotaru (2), Samir Sarikouch (2), Klaus Höffler (2), Friederike Bothe (4), Björn Petersen (3), Axel Haverich (1,2), Heiner Niemann (3)*, Andres Hilfiker (1,2)

Institute: (1) Leibniz Forschungslaboratorien für Biotechnologie und künstliche Organe (LEBAO), Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) Klinik für Herz-, Thorax-, Transplantations- und Gefäßchirurgie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (3) Institut für Nutztiergenetik, Friedrich-Loeffler-Institut, Mariensee, (4) Medimplant GmbH, Hannover

Zeitschrift: Regenerative Biomaterials 2021; 8(5):rbab036. doi: 10.1093/rb/rbab036

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5756

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Behörde für Gesundheit und Verbraucherschutz Hamburg unter der Nummer G15/66 genehmigt. Die Mäuse werden in der Tierhaltung des Universitätsklinikums Hamburg-Eppendorf gezüchtet. Es handelt sich um nicht genmanipulierte „Wildtyp“-Mäuse der Zuchtlinie C57BL/6J und verschiedentlich genmanipulierte Mäuse, bei denen bestimmte Abwehrzellen der Leber (Makrophagen) das Gen für ein bestimmtes Protein (TREM2) ausbilden oder nicht ausbilden.

Es werden mehrere Studien mit Leberzellen von Mäusen durchgeführt. Dazu werden sowohl Wildtyp als auch genmanipulierte Mäuse im Alter von 8-12 Wochen getötet. Manche Mäuse erhalten Liposomen oder Lipoproteine (Komplex aus Eiweiß und Fett) in die Schwanzvene injiziert, bevor sie 2 Tage später getötet werden. Letztere wurden zuvor aus anderen Mäusen isoliert. Bei weiteren Mäusen werden die Lipoproteine markiert, bevor sie den Tieren in die Schwanzvene injiziert werden. Die Art der Tötung wird für diese Mäuse zum Teil nicht genannt, z.T. wird den Tieren eine Lösung in die Pfortader (Blutgefäß, das zur Leber führt) injiziert. Eine Narkose hierfür ist wahrscheinlich.

Weitere Gruppen von Mäusen werden ab einem Alter von 8 Wochen unterschiedlich gefüttert. Einige erhalten 16 Wochen lang eine fettreiche Nahrung, andere werden 26 Wochen mit fettreichem Futter gefüttert, dem eine bestimmte Aminosäure fehlt. Dadurch soll eine Nicht-alkoholische Fettlebererkrankung simuliert werden. Bei allen diesen Tieren wird nach der genannten Zeit unter Narkose Blut aus dem Herzen entnommen. Anschließend wird ihnen eine konservierende Lösung in die Blutbahn injiziert, wodurch sie sterben.

Es werden zum Vergleich Untersuchungen mit Leberzellen von menschlichen Patienten durchgeführt. Die Zellen entstammen Gewebeproben, die bei unterschiedlichen chirurgischen Eingriffen genommen wurden.

Die Arbeit wurden unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft, dem Bundesland Hamburg und der Mühlbauer-Stiftung.

Bereich: Leberforschung, Innere Medizin

Originaltitel: TREM2 regulates the removal of apoptotic cells and inflammatory processes during the progression of NAFLD

Autoren: Imke Liebold (1,2), Simon Meyer (3), Markus Heine (3), Anastasia Kuhl (3), Jennifer Witt (3), Leah Eissing (3), Alexander W. Fischer (3,4,5), Anja Christina Koop (1), Johannes Kluwe (1,6), Julian Schulze zur Wiesch (1), Malte Wehmeyer (1), Uwe Knippschild (7), Ludger Scheja (3), Joerg Heeren (3), Lidia Bosurgi* (1,2), Anna Worthmann* (3)

Institute: (1) I. Medizinische Klinik und Poliklinik, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinistraße 52, 20251 Hamburg, (2) Protozoen-Immunologie, Bernhard-Nocht-Institut für Tropische Medizin, Bernhard-Nocht-Straße 74, 20359 Hamburg, (3) Institut für Biochemie und Molekulare Zellbiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinistraße 52, 20251 Hamburg, (4) Department of Molecular Metabolism, Harvard T. H. Chan School of Public Health, Harvard University, Boston, USA, (5) Department of Cell Biology, Harvard Medical School, Boston, USA, (6) Klinik für Innere Medizin und Gastroenterologie, Evangelisches Amalie Sieveking-Krankenhaus, Hamburg, (7) Klinik für Allgemein- und Viszeralchirurgie, Universitätsklinikum Ulm, Ulm

Zeitschrift: Cells 2023; 12; 341. doi.org/10.3390/cells12030341

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5755

Versuchsbeschreibung: Bei diesem Paper handelt es sich um einen Review, also eine Übersichtsarbeit über die Ergebnisse vergangener Experimente. Einen großen Teil dieser Veröffentlichung nehmen Versuche an Nacktmullen ein, die am Max-Delbrück-Zentrum Berlin durchgeführt und in Fachpublikationen veröffentlicht wurden. Bezug genommen wird vor allem auf folgende Arbeit:

Park T.J. et al. Fructose-driven glycolysis supports anoxia resistance in the naked mole-rat. Science 2017; 356(6335): 307-311

Nacktmulle sind kleine Nagetiere, die im Osten Afrikas in großen Kolonien von bis zu 300 Tieren in unterirdischen Gängen leben. Die Anpassung an diese Lebensweise hat dazu geführt, dass sie mit weniger Sauerstoff auskommen, mehr Kohlendioxid in der Luft tolerieren und sich unempfindlicher gegenüber Schmerzen zeigen. Außerdem bekommen sie seltener Krebs. Diese Eigenschaften wurden durch entsprechende Tierversuche herausgefunden. Diese werden in dem Paper ausführlich beschrieben. Zum Vergleich werden Mäuse den gleichen Bedingungen ausgesetzt.

So werden Mäuse und Nacktmulle 5 % Sauerstoff ausgesetzt (normal sind 21 %). Die Mäuse sterben durchschnittlich nach 12 Minuten, während die Nacktmulle 5 Stunden überleben. An der Stelle wird der Sauerstoffmangel-Versuch abgebrochen. Bei 0 % Sauerstoff hören die Mäuse nach 40 Sekunden auf, zu atmen, bei den Nacktmullen dauert es 240 Sekunden (4 Minuten). Allerdings sterben die Mäuse, während die Nacktmulle sogar 5 Minuten ohne Sauerstoff überleben, wenn sie anschließend wieder Raumluft ausgesetzt werden.

Dann werden Nacktmulle 10, 18 oder 30 Minuten einer Atmosphäre mit 0 % Sauerstoff ausgesetzt und gleichzeitig werden Herzrate, EKG und EEG gemessen. Um herauszufinden, wie viel Kohlendioxid (CO2) die Tiere tolerieren, werden sowohl Mäuse als auch Nacktmulle in eine Arena gesetzt, bei der an einem Ende 2,5 % Kohlendioxid (normal sind 0,03 %) eingeleitet werden und an der gegenüberliegenden Ecke normale Raumluft. Es wird beobachtet, wo sich die Tiere aufhalten. Der gleiche Versuch wird mit 5 und 10 % CO2 wiederholt. Mäuse vermeiden bereits 2,5 %, während Nacktmulle nur 10 % CO2 vermeiden.

Um herauszufinden, inwieweit das CO2 die Lungen schädigt, werden Mäuse und Nacktmulle 15 Minuten lang unterschiedlichen Konzentrationen ausgesetzt und anschließend getötet.

Mäusen und Nacktmullen wird Capsaicin (eine in Paprika vorkommende scharfe Substanz) in die Haut eine Hinterpfote gespritzt. Mäuse reagieren mit Lecken und Abwehrbewegungen, während Nacktmulle nicht reagieren. Auf andere Schmerzreize wie Kneifen und Hitze reagieren Nacktmulle jedoch.

Es werden außerdem Nacktmulle getötet, um an Hirnschnitten Untersuchungen durchzuführen.

Bereich: Tierphysiologie

Originaltitel: Extreme physiology extreme tolerance to hypoxia, hypercapnia, and pain in the naked mole-rat

Autoren: Thomas J. Park (1), Jane Reznick (2)

Institute: (1) Department of Biological Sciences and Laboratory of Integrative Neuroscience, University of Illinois at Chicago, Chicago, IL, USA, (2) Cologne Excellence Cluster for Cellular Stress Responses in Aging-Associated Diseases (CECAD), Medizinische Fakultät und Universitätsklinikum, Universität zu Köln, Joseph-Stelzmann-Str. 26, 50931 Köln

Zeitschrift: Journal of Muscle Research and Cell Motility 2023; 44:61-72

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5754

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer G0156/15 vom Landesamt für Gesundheit und Soziales genehmigt. Die Mäuse stammen von Charles River Laboratories (ohne Nennung eines Ortes oder Landes). Es handelt sich um männliche Mäuse im Alter von 12-15 Wochen.

Bei allen Tieren wird unter Narkose ein Schlaganfall hervorgerufen. Dazu wird ein Fenster in den Schädelknochen gebohrt. Die Größe des Fensters wird nicht genannt. Die mittlere Hirnarterie wird mit einem Elektrokauter verschlossen, d.h., durch Hitze wird das Gewebe zerstört. Durch den Verschluss wird das Hirngewebe dahinter nicht mehr durchblutet, es kommt zu einem Schlaganfall. Nach dem Aufwachen aus der Narkose bekommen die Mäuse ein Schmerzmittel ins Trinkwasser.

24 Stunden später werden die Mäuse erneut narkotisiert. Der Kopf der Tiere wird mittels eines bildgebenden Verfahrens (MRT) untersucht. Es werden zwei Bohrlöcher von 2 mm Durchmesser in den Schädel gebohrt. Durch ein Bohrloch wird eine Elektrode eingeführt, die auf der harten Hirnhaut bestimmte Hirnströme, sogenannte Streudepolarisierungen, misst. Gleichzeit wird mit einem bildgebenden Verfahren (Laser Speckle Imaging) der Blutfluss in den Hirnblutgefäßen gemessen. Die Messungen erstrecken sich über 3 Stunden.

Dabei werden die Tiere in 3 Gruppen zu je 10 Tieren eingeteilt. Bei der Kontrollgruppe werden nur die Messungen durchgeführt. Bei der zweiten Gruppe wird ein mit Kaliumchlorid getränkter Wattebausch für etwa 5 Minuten in das zweite Bohrloch gehalten. Dadurch sollen Streudepolarisierungen ausgelöst werden. Dieses wird während der drei Stunden dauernden Messungen alle 15-20 Minuten wiederholt. Bei der dritten Gruppe wird zusätzlich zu der Kaliumchlorid-Applikation alle 45 Minuten das Narkosemittel Ketamin in die Bauchhöhle der Tiere injiziert, was die Streudepolarisierungen vermindern soll.

Weitere 24 Stunden später werden die Mäuse erneut narkotisiert, mittels MRT untersucht und anschließend durch Köpfen getötet.

Die Arbeit wurde unterstützt durch „Forschungspool“ der Carl-von-Ossietzky-Universität Oldenburg

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Ketamine induced prevention of SD associated late infarct progression in experimental ischemia

Autoren: A. Zdunczyk (1,2), L. Schumm (1,2), S.O.A. Helgers (3,4), M. Nieminen-Kelhä (1,2), X. Bai (1,2), S. Major (2,5,6), J.P. Dreier (2,5,6,7,8), N. Hecht (1,2), Johannes Woitzik (3,4,9)*

Institute: (1) Klinik für Neurochirurgie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Kooperationspartner der Freien Universität Berlin und Humboldt-Universität zu Berlin und Berlin Institute of Health, Campus Virchow-Klinikum, Mittelallee 2, 13353 Berlin, (2) Centrum für Schlaganfallforschung, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Kooperationspartner der Freien Universität Berlin und Humboldt-Universität zu Berlin und Berlin Institute of Health, Berlin, (3) Klinik für Neurochirurgie, Carl-von-Ossietzky-Universität Oldenburg, Oldenburg, (4) Forschungszentrum Neurosensorik, Carl-von-Ossietzky-Universität Oldenburg, Oldenburg, (5) Klinik für Neurologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Kooperationspartner der Freien Universität Berlin und Humboldt-Universität zu Berlin und Berlin Institute of Health, Berlin, (6) Experimentelle Neurologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Kooperationspartner der Freien Universität Berlin und Humboldt-Universität zu Berlin und Berlin Institute of Health, Berlin, (7) Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, Berlin, (8) Einstein Center for Neurosciences Berlin, Berlin, (9) Universitätsklinik für Neurochirurgie, Evangelisches Krankenhaus Oldenburg, Oldenburg

Zeitschrift: Scientific Reports 2024; 14: 10186

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5753

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde (die ersten beiden Nummern sehr wahrscheinlich Landesamt für Gesundheit und Soziales) unter den Nummern G0239/16, G0030/18 und 2020N000070 genehmigt.

Die Herkunft der Tiere wird nicht genannt. Die Ratten sind männlich und 4-8 Wochen alt.

Bei etwa 23 Ratten wird eine vom Herzen abgehende Hauptschlagader mit einem Clip verengt. Für Details zu der Operation wird auf eine ältere Arbeit verwiesen. Der Durchmesser des Blutgefäßes wird so verengt, dass er nur noch 0,8 mm misst. Das Herz muss gegen den Widerstand anpumpen, es kommt zum Herzversagen. Eine Gruppe von 23 Kontrolltieren wird genauso operiert, aber ohne dass ein Clip gesetzt wird. 3, 5 und 9 Wochen nach der Operation wird ein Herzultraschall durchgeführt. Die Tiere werden dazu mit einem Narkosegas betäubt. Außerdem werden die vom Herzen abgehenden Blutgefäße mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

Die Mäuse sind beiderlei Geschlechts und 8-15 Wochen alt. Bei 34 Mäusen wird unter Narkose der Brustkorb aufgeschnitten, eine Herzkranzarterie wird dauerhaft mit einem chirurgischen Faden abgebunden. Dadurch wird das Herz nur noch teilweise durchblutet und es kommt zu einem Herzinfarkt. Zum Vergleich werden die Daten von 49 nicht operierten Mäusen verwendet. Die Mäuse werden ebenfalls mit Herzultraschall und einem bildgebenden Verfahren untersucht. Am Ende der Versuche werden alle Tiere unter Narkose entweder durch Ausbluten oder Genickbruch getötet, ihre Herzen und Lungen werden untersucht.

Die Arbeit wurde unterstützt durch Deutschen Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Corona-Stiftung, Deutsche Stiftung für Herzforschung, Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), und die Deutsche Herzstiftung.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Ultrasonographic assessment of pulmonary and central venous congestion in experimental heart failure

Autoren: Niklas Hegemann (1,2,3,4), Pengchao Sang (1,2,3,4), Jonathan H. Kim (3,4), Ceren Koçana (1,2,3,4), Noor Momin (5), Jan Klages (2,6), Mariya M. Kucherenko (1,2,3,4), Christoph Knosalla (1,2,4), Benjamin O’Brien (2,4,6,7), Szandor Simmons (3,4), Matthias Nahrendorf (5), Wolfgang M. Kuebler (3,4), Jana Grune (1,2,3,4,5)*

Institute: Klinik für Herz-, Thorax und Gefäßchirurgie, Deutsches Herzzentrum der Charité (DHZC), Augustenburger Platz 1, 13353 Berlin, (2) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Kooperationspartner der Freien Universität Berlin und Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin (3) Institut für Physiologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Kooperationspartner der Freien Universität Berlin und Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (4) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK) Berlin, (5) Center for Systems Biology, Massachusetts General Hospital and Harvard Medical School, Boston, Massachusetts, USA, (5) Klinik für Kardioanästhesiologie und Intensivmedizin, Deutsches Herzzentrum der Charité, Berlin, (7) William Harvey Research Institute, London, Großbritannien

Zeitschrift: American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology 2024; 326(2): H433–H440

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5752

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales unter der Nummer G0226/19) genehmigt. Die Mäuse werden von der Versuchstierzucht Janvier Labs, Frankreich, bestellt. Es handelt sich um männliche Mäuse der Zuchtlinie C57BL/6N im Alter von 8-9 Wochen.

Über einen Zeitraum von 15 Wochen erhalten 12 Mäuse ein fettreiches Futter (60 % kcal Fett) und 10 Mäuse ein normales Futter (9 % kcal Fett). Die Mäuse der fettreich ernährten Gruppe nehmen deutlich an Gewicht zu. In Woche 14 wird der Blutdruck am wachen Tier gemessen. Um Stress zu vermeiden, werden die Tiere zunächst daran gewöhnt, in einer Röhre zu sitzen, aus der der Schwanz herausguckt. Bei der Blutdruckmessung wird eine Manschette um den Schwanz gelegt. Nach 15 Wochen werden die Tiere betäubt. Es wird eine Blutprobe durch Stich in das Venengeflecht hinter dem Auge genommen. Zudem wird ein Herz-Ultraschall durchgeführt. Anschließend werden die Mäuse durch Genickbruch getötet. Herz und Lungen werden herausgeschnitten und untersucht.

Die Arbeit wurde unterstützt durch: Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Deutsches Ministerium für Bildung und Forschung (BMBF), Siemens Healthcare, Deutsche Gesellschaft für Kardiologie, Deutsche Herzstiftung, Deutsche Diabetes-Gesellschaft, Deutsche Forschungsgemeinschaft, Bundesinstitut für Risikobewertung, Einstein Stiftung Berlin.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung, Übergewichtforschung

Originaltitel: Assessment of myocardial microstructure in a murine model of obesity-related cardiac dysfunction by diffusion tensor magnetic resonance imaging at 7T

Autoren: David Lohr (1), Arne Thiele (2,3), Max Stahnke (2,3), Vera Braun (2,3), Elia Smeir (2,3), Joachim Spranger (3,4), Sebastian Brachs (3,4), Robert Klopfleisch (5), Anna Foryst-Ludwig (2,3), Laura M. Schreiber (1), Ulrich Kintscher (2,3), Niklas Beyhoff (2,3,6,7)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Molekulare und zelluläre Bildgebung, Comprehensive Heart Failure Center (CHFC), Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg, (2) Charité – Universitätsmedizin Berlin, Kooperationspartner der Freien Universität Berlin und Humboldt-Universität zu Berlin, Max Rubner Center (MRC) für kardiovaskuläre metabolische renale Forschung, AG Kardiovaskuläre Pharmakologie und Lipide, Campus Charité Mitte, Hessische Str. 3-4, 10115 Berlin, (3) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Berlin, Berlin, (4) Charité – Universitätsmedizin Berlin, Kooperationspartner der Freien Universität Berlin und Humboldt-Universität zu Berlin, Max Rubner Center (MRC) für kardiovaskuläre metabolische renale Forschung, AG Endokrinologie und Stoffwechselstörungen, (5) Institut für Veterinärpathologie, Veterinärmedizinische Fakultät, Freie Universität Berlin, Berlin, (6) Berlin Institute of Health at Charité - Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (7) Charité – Universitätsmedizin Berlin, Kooperationspartner der Freien Universität Berlin und Humboldt-Universität zu Berlin, Klinik für Kardiologie, Campus Benjamin Franklin, Berlin

Zeitschrift: Frontiers in Cardiovascular Medicine 2022; 9. doi/10.3389/fcvm.2022.839714

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5751

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Verbraucherschutz in Saarbrücken unter den Nummern 65/2013, 12/2014, 34/2016, 36/2016, 03/2021 und 08/2021 genehmigt.

Es werden verschiedene gentechnisch veränderte Mäuse verwendet. Zusätzlich werden verschiedene gentechnisch veränderte Mäuse miteinander gekreuzt, um Mäuse mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalten. Die Mäuse werden am Centrum für Integrative Physiologie und Molekulare Medizin der Universität des Saarlandes in Homburg gehalten. Zum Zeitpunkt der eigentlichen Versuche sind die Mäuse zwischen 11 und 13 Wochen alt. Einem Teil der Mäuse wird zuvor im Alter von 4 Wochen an 5 aufeinander folgenden Tagen ein Wirkstoff (Tamoxifen) in die Bauchhöhle injiziert.

Im Alter von 13 Wochen wird einem Teil der Mäuse eine Flüssigkeit in die Bauchhöhle injiziert, die Lipopolysaccharid (LPS) enthält. Dabei handelt es sich um Verbindungen, die auf der Zellmembran von bestimmten Bakterien vorkommen und eine überschießende Immunreaktion zur Folge haben, die hier eine Blutvergiftung nachbilden soll. Dabei entzündet sich auch das Gehirn, was bei den Mäusen zu Müdigkeit, Muskelschwäche und anderen Krankheitszeichen wie einer verminderten Nahrungs- und Wasseraufnahme führt. Anderen Mäusen wird Flüssigkeit ohne LPS injiziert.

Ein Teil der Mäuse wird in Verhaltenstests untersucht. Dazu werden die Tiere in einen Kasten der Grundfläche 50 x 50 cm gesetzt und es wird beobachtet, wie sich die Mäuse bewegen. Mäuse, denen LPS injiziert wurde, bewegen sich kaum, was als durch die Entzündung des Gehirns verursachtes depressionsähnliches Verhalten und Müdigkeit interpretiert wird.

In einem weiteren Test werden die Mäuse einzeln in Käfigen gehalten, in denen sich zwei Trinkflaschen befinden, eine mit Wasser und eine mit einer gesüßten Lösung. Zwei Tage lang wird beobachtet, ob die Mäuse bevorzugt die gesüßte Flüssigkeit trinken. Mäuse, denen LPS injiziert wurde, trinken weniger gesüßte Flüssigkeit, was als depressionsähnlicher Verlust der Fähigkeit, Freude zu empfinden, interpretiert wird.

Anderen Mäusen wird ein Farbstoff in eine Schwanzvene injiziert. Zum Teil wird ihnen 10 Minuten später eine weitere Substanz in die Bauchhöhle injiziert. Zwei Stunden später werden die Mäuse getötet und es wird eine Flüssigkeit in ihr Herz gepumpt. Dann wird das Gehirn der Mäuse entnommen und untersucht.

Ein anderer Teil der Mäuse wird im Alter von 10 Wochen narkotisiert. Ihr Kopf wird in einen stereotaktischen Rahmen eingespannt, ihre Kopfhaut wird aufgeschnitten und ein gentechnisch verändertes Virus wird in das Gehirn der Tiere injiziert. Dann wird die Kopfhaut vernäht. Drei Wochen später wird den Mäusen das LPS injiziert. 2 und 4 Stunden später wird den Mäusen eine Chemikalie in die Bauchhöhle gespritzt. Zu verschiedenen Zeitpunkten danach werden die Mäuse in den Verhaltenstests eingesetzt oder getötet.

Anderen Mäusen werden ebenso Viren in das Gehirn injiziert. Sie werden erneut narkotisiert, ihre Kopfhaut wird aufgeschnitten und es wird ein Loch in den Schädel gebohrt. Die Hirnhaut wird entfernt und auf dem Loch wird mit Zahnzement eine Glasplättchen festigt, so dass ein ca. 3 mm großes „Fenster“ entsteht, durch das man das Gehirn der Mäuse sieht. Zusätzlich wird eine Haltevorrichtung, mit der man den Kopf der Mäuse fixieren kann, mit Zahnzement am Schädel der Mäuse befestigt. Eine Woche nach der Operation werden die Mäuse drei Tage lang trainiert, vermutlich wird dabei die Fixierung des Kopfes geübt.

Dann werden die wachen Mäuse mit Hilfe des am Kopf befestigten Halters fixiert. Ihr Körper wird in eine Plastikröhre gezwängt, damit sie sich nicht bewegen können. Dann wird mit einem Mikroskop durch das Glasplättchen das Gehirn der Tiere beobachtet. Ein Teil der Tiere wird mit einem gasförmigen Narkosemittel betäubt, dann wird ihnen ein Wirkstoff injiziert. Danach wird erneut ihr Gehirn beobachtet.

Weitere Mäuse werden bis zu 6-mal innerhalb von 6 Stunden verschiedene Substanzen in die Bauchhöhle gespritzt. Dann werden sie getötet und untersucht.

Die Tötung der Mäuse erfolgt zu verschiedenen Zeitpunkten nach der LPS-Injektion. Ein Teil der Mäuse wird dazu durch Injektion eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert und erhält dann eine Überdosierung der Narkosemittel, woran die Tiere sterben. Andere Tiere werden getötet, indem sie narkotisiert werden und dann eine eiskalte Lösung oder eine konservierende Lösung in ihr Herz gepumpt wird. Weitere Mäuse werden in Narkose durch Genickbruch und Köpfung getötet. Dann wird das Gehirn entnommen und in feine Scheiben geschnitten. An den Scheiben wird die Aktivität der Nervenzellen untersucht. Die letzten Mäuse werden 72 Stunden nach der LPS-Injektion getötet.

Zusätzlich werden Zellkulturversuche durchgeführt, in denen Zellen aus dem Gehirn neugeborener Mäuse eingesetzt werden. Dazu werden weitere Mäuse getötet.

Die Versuche wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Europäische Kommission, die Fritz Thyssen Stiftung und die Medizinische Fakultät der Universität des Saarlandes gefördert.

Bereich: Sepsisforschung

Originaltitel: Adenosine triggers early astrocyte reactivity that provokes microglial responses and drives the pathogenesis of sepsis-associated encephalopathy in mice

Autoren: Qilin Guo (1,2), Davide Gobbo (1), Na Zhao (1,3), Hong Zhang (4), Nana-Oye Awuku (5), Qing Liu (1), Li-Pao Fang (1,2), Tanja M. Gampfer (6), Markus R. Meyer (6), Renping Zhao (4), Xianshu Bai (1,2), Shan Bian (7), Anja Scheller (1,2), Frank Kirchhoff (1,2)*, Wenhui Huang (1,2)*

Institute: (1) Molecular Physiology, Centrum für Integrative Physiologie und Molekulare Medizin (CIPMM), Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße 100, Gebäude 48, 66424 Homburg, (2) Centrum für geschlechtsspezifische Biologie und Medizin (CGBM), Universität des Saarlandes, Homburg, (3) Fachrichtung Anatomie und Zellbiologie. Universität des Saarlandes, Homburg, (4) Biophysics, Centrum für Integrative Physiologie und Molekulare Medizin (CIPMM), Universität des Saarlandes, Homburg, (5) Molecular Neurophysiology, Centrum für Integrative Physiologie und Molekulare Medizin (CIPMM), Universität des Saarlandes, Homburg, (6) Pharmakologie und Toxikologie, Präklinisches Zentrum für Molekulare Signalverarbeitung (PZMS), Universität des Saarlandes, Homburg, (7) Institute for Regenerative Medicine, Shanghai East Hospital, Frontier Science Center for Stem Cell Research, School of Life Sciences and Technology, Tongji University, Shanghai, China

Zeitschrift: Nature Communications 2024; 15: 6340

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5750

Versuchsbeschreibung: Der Versuch wird durch das Landesamt für Verbraucherschutz Saarbrücken unter der Nummer 21/2019 genehmigt und finden am Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie in Homburg statt.

Die Ratten werden in drei Gruppen eingeteilt. Alle Ratten werden mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Die Bauchhöhle wird aufgeschnitten und Ratten-Darmkrebszellen werden in den linken Leberlappen injiziert.

8 Tage später werden die Ratten erneut mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert, sie werden in Rückenlage fixiert und die Bauchhöhle wird erneut geöffnet. Die heranwachsenden Tumoren werden mit Ultraschall und einem bildgebenden Verfahren untersucht. Im Schnitt sind die Tumore zu diesem Zeitpunkt 0,5 cm groß.

Dann wird den Ratten der ersten Gruppe ein Chemotherapeutikum in eine im Bauchraum verlaufende Vene injiziert. Bei der zweiten Gruppe wird das Chemotherapeutikum direkt in den Tumor injiziert. Bei der dritten Gruppe wird den Ratten das Chemotherapeutikum sowohl in den Tumor als auch in die Vene injiziert.

Bei den Ratten der Gruppen 2 und 3 wird die Leber so bewegt, dass der linke Leberlappen frei zugänglich ist. Es werden zwei nadelförmige Elektroden so in die Leber gestochen, dass der Tumor zwischen ihnen liegt. Über die Elektroden werden 8 kurze elektrische Impulse abgegeben. Dadurch sollen die Zellen zwischen den Elektroden das Chemotherapeutikum besser aufnehmen. Die Nadeln werden aus der Leber gezogen und die Blutung wird mit Mull gestoppt. Die Leber wird wieder in ihre normale Position geschoben, dann wird der Bauchraum wieder verschlossen.

5 Tage nach diesem Eingriff werden die Ratten erneut narkotisiert und ihre Bauchhöhle wird geöffnet. Der in der Leber wachsende Tumor wird mit Ultraschall und einem bildgebenden Verfahren untersucht. Es wird den Ratten Blut aus der im Bauchraum verlaufenden Hohlvene genommen. Dann werden die Ratten durch eine Überdosis Narkosemittel getötet. Teile der Leber mit dem darin gewachsenen Tumor werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Homburger Forschungsförderungsprogramm der Medizinischen Fakultät der Universität des Saarlandes (HOMFOR) gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Leberforschung

Originaltitel: Electrochemotherapy with intravenous, intratumoral, or combined administration of bleomycin in the treatment of colorectal hepatic metastases in a rat model

Autoren: Antonios E. Spiliotis (1,2)*, Sebastian Holländer (3), Gudrun Wagenpfeil (4), Robert Eisele (3), Spyridon Nika (5), Orestis Mallis Kyriakides (3), Matthias W. Laschke (1), Michael D. Menger (1), Matthias Glanemann (3), Gereon Gäbelein (3)

Institute: (1) Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße Geb. 65, 66424 Homburg, (2) Chirurgische Klinik, Charite - Universitätsmedizin Berlin, Campus Virchow Klinikum, Augustenburger Platz 1 (Geländeadresse: Mittelallee 4), 13353 Berlin, (3) Klinik für Allgemeine Chirurgie, Viszeral-, Gefäß- und Kinderchirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes, Homburg, (4) Institut für Medizinische Biometrie, Epidemiologie und Medizinische Informatik, Universitätsklinikum des Saarlandes, Homburg, (5) Klinik für Urologie und Kinderurologie, Universitätsklinikum des Saarlandes, Homburg

Zeitschrift: Scientific Reports 2024; 14: 17361

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5749