Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales Berlin genehmigt. Die Herkunft der Mäuse wird nicht genannt. Bei den Tieren werden verschiedene Gendefekte (Knock-out) erzeugt, die sie besonders anfällig für die Entwicklung eines Lymphoms (Lymphdrüsenkrebs) machen. Diese Mäuse werden mit nicht genmanipulierten Mäusen der Zuchtlinie C57BL/6 verpaart. Üblicherweise geschieht dies über mehrere Generationen. Von den Nachkommen werden sowohl Mäuse mit gewünschten Genveränderung und ihre nicht veränderten Geschwister („Wild-Typ“) für die eigentlichen Versuche verwendet.

39 genmodifizierte Mäuse werden auf nicht genannte Art getötet. Krebszellen werden von ihnen isoliert und in der Schwanzvene von 78 Wild-Typ (nicht genetisch veränderten) Mäusen gespritzt. Das führt zu einer Tumorentwicklung in den Lymphknoten der Tiere. Eine Gruppe von Mäusen erhält das bekannte Chemotherapeutikum Cyclophosphamid in die Bauchhöhle gespritzt. Eine zweite Gruppe Mäuse erhält eine Kombination von 4 Medikamenten einmalig und täglich über 4 Tage Kortison gespritzt. Eine Gruppe von Mäusen bleibt unbehandelt. Der Krankheitsverlauf wird bis zu 100 Tagen nach der Chemotherapie beobachtet. Bei 35 der 78 Mäuse wird eine erneute Tumorentwicklung beobachtet und die Chemotherapie wird bei ihnen ein- bis zweimal wiederholt. Viele Mäuse sterben an ihren Tumoren oder müssen wegen eines sehr schlechten Gesundheitszustandes getötet werden. Spätestens 100 Tage nach der ersten Verwendung der Chemotherapeutika werden alle überlebenden Mäuse mittels CO2 getötet. Ihre Lymphknoten und andere Organe werden für weiteren Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Krebshilfe, dem Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), der Helmholtz Gemeinschaft, der Deutschen Forschungsgemeinschaft, dem Förderverein Hämatologie und internistische Onkologie, der Stiftung Charité und der Volkswagenstiftung finanziell unterstützt.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: H3K9me3-mediated epigenetic regulation of senescence in mice predicts outcome of lymphoma patients

Autoren: Kolja Schleich (1), Julia Kase (1), Jan R. Dörr (1), Saskia Trescher (2), Animesh Bhattacharya (1), Yong Yu (3), Elizabeth M. Wailes (1), Dorothy N. Y. Fan (1,4), Philipp Lohneis (5), Maja Milanovic (1), Andrea Lau (1), Dido Lenze (6), Michael Hummel (4,6), Bjoern Chapuy (7), Ulf Leser (2), Maurice Reimann (1), Soyoung Lee (1,3,4), Clemens A. Schmitt (1,3,4,8,9)*

Institute: (1)* Charité – Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Hämatologie, Onkologie und Tumorimmunologie (CVK) und Molekulares Krebsforschungszentrum (MKFZ), Augustenburger Platz 1, 13353 Berlin, (2) Institut für Informatik, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (3) Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin der Helmholtz Gemeinschaft, Robert-Rössle-Straße 10, 13125 Berlin, (4) Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung, Standort Berlin, Berlin, (5) Institut für Pathologie, Uniklinik Köln, (6) Charité – Institut für Pathologie, Berlin, (7) Abteilung für Hämatologie und Onkologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (8) Hämatologie und Internistische Onkologie, Johannes Kepler Universität, Krankenhausstraße 9, 4020 Linz, Österreich, (9) Berliner Institut für Gesundheitsforschung, Anna-Louisa-Karsch-Straße 2, 10178 Berlin

Zeitschrift: Nature Communications 2020; 11: 3651

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5199

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesverwaltungsamt Halle genehmigt. Es werden 2 weibliche und 2 männliche Javaneraffen (Macaca fascicularis) verwendet. Die Herkunft der Tiere wird nicht genannt. Die männlichen Affen wurden vor mehr als einem Jahr in ähnlichen Versuchen eingesetzt, für die weiblichen Affen sind die Experimente völlig unbekannt. Die Tiere werden in Narkose gelegt und ein helmähnliches Metallimplantat wird mittels sechs scharfer langer Bolzen auf dem Schädel befestigt, um die zukünftige Fixierung des Kopfes zu ermöglichen. Ein 21 mm großes Loch wird links (bei 2 Affen) oder rechts (bei 2 Affen) in den Schädel gebohrt und eine verschließbare Elektrodenkammer wird über dem Bohrloch im Bereich der Hörrinde befestigt. Durch die Kammer können später mehrere nadelförmige Elektroden ins Gehirn der Affen eingeführt werden. Die Tiere bekommen Antibiotika und Schmerzmittel über eine nicht genannte Zeitspanne nach der Operation.

Die Affen werden „trainiert“ in einem Fixierstuhl (Primatenstuhl) mit fixiertem Kopf zu sitzen und bestimmte Aufgaben zu erfüllen. In ca. der Hälfte der Versuche wird der Kopf eines der männlichen Affen nicht fest fixiert, sondern wird in eine selbstgemachte Plastikbox geklemmt. Vor dem Primatenstuhl befinden sich drei LED-Lichter und eine Taste. Neben dem Kopf des Tieres gibt es einen Löffel, der jedes Mal mit 0,3 bis 0,8 ml Wasser oder Smoothie als Belohnung befüllt wird, wenn eine Aufgabe richtig erfüllt wird. Das Tier muss die Flüssigkeit vom Löffel ablecken. Die Affen bekommen ansonsten während der gesamten Versuchsdauer keine Flüssigkeit, sondern nur frische Früchte nach den Versuchen und am Wochenende. Die Trainingsphase, in der den Affen beigebracht wird, wie die einzelnen Aufgaben auszuüben sind, dauert 8 Monate. Bei den eigentlichen Versuchen bekommen die Affen verschiedene Licht- und Tonsignale und müssen je nach Aufgabe die Taste vor oder nach einem Tonsignal für eine bestimmte Zeitspanne berühren. Wenn ein Tier die gewünschte Tätigkeit nicht ausübt, zu langsam oder zu schnell ist, oder wenn es nur kurz die Taste berührt, bekommt es für diese Aufgabe keine Flüssigkeit. Die Affen bekommen 60 bis 160 Aufgaben pro Sitzung. Das weitere Schicksal der Affen wird nicht erwähnt.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und dem russischen Staat finanziell unterstützt.

Bereich: Hirnforschung, Hörforschung, Neurobiologie, Neurophysiologie

Originaltitel: Representation of auditory task components and of their relationships in primate auditory cortex

Autoren: Stanislava Knyazeva (1), Elena Selezneva (1), Alexander Gorkin (2), Frank W. Ohl (1,3,4), Michael Brosch (1,4)*

Institute: (1)* Leibniz Institut für Neurobiologie, Brenneckestraße 6, 39118 Magdeburg, (2) Institute of Psychology, Russian Academy of Sciences, Moskau, Russland, (3) Institut für Biologie, Otto-von-Guericke-Universität, Magdeburg, (4) Zentrum für neurowissenschaftliche Forschung, Universitätsplatz 2, Otto-von-Guericke-Universität, 39106 Magdeburg

Zeitschrift: Frontiers in Neuroscience 2020; 14: 306

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5198

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales in Berlin genehmigt (Genehmigungsnummer G0138/12). Die Katzen (Europäisch Kurzhaar) stammen aus der Tierhaltungseinrichtung vom Institut für Tierernährung der Freien Universität Berlin. Kurz nach Beginn der Versuche wird eine Katze aufgrund von nicht näher beschriebenen Gesundheitsproblemen durch eine andere Katze ersetzt. Für die Versuchsreihe werden 10 Katzen auf 6 verschiedene Fütterungsprotokolle aufgeteilt. Die angebotenen Dosenfuttermittel unterscheiden sich in der Eiweißkonzentration und -qualität, jeweils drei mit hoher und drei mit einer niedrigen Proteinqualität. Dabei wird eine hohe Eiweißqualität über einen höheren Fleisch- und Blutanteil erreicht, wohingegen ein höherer Anteil an kollagenhaltigen Inhaltstoffen (Luftröhren und Nebenprodukte der Talg- und Fettgewinnung) zu einer schlechten Eiweißqualität führt.

Jedes Fütterungsprotokoll erstreckt sich über 6 Wochen. Nach den ersten 4 Wochen Gewöhnung, werden zweimal 4 Tage lang mit einer dreitägigen Pause dazwischen Proben gesammelt. Zur individuellen Sammlung von Urin- und Kotproben kommen die Katzen in sogenannte metabolische Käfige. Dabei werden die Urinproben über Container gesammelt, welche mit den Katzenklos verbunden sind. Der Kot verbleibt bis zur Probenentnahme im Katzenklo. Außerdem wird den Katzen am letzten der 4 Sammlungstage Blut abgenommen. Gehalten werden die Katzen in Gruppen, die Fütterung erfolgt aber individuell. Während der Sammlungsphase werden sie einzeln gehalten. Am Ende der 6 Wochen wird getauscht, d.h. jede Katze wird nach einem anderen Fütterungsprotokoll ernährt. Was mit den Katzen nach Beendigung der Versuche passiert ist dem Artikel nicht zu entnehmen.

Bereich: Tierernährung

Originaltitel: Influence of protein concentration and quality in a canned diet on urine composition, apparent nutrient digestibility and energy supply in adult cats

Autoren: Nadine Paßlack (1)*, Barbara Kohn (2), Marcus G. Doherr (3), Jürgen Zentek (1)

Institute: (1)* Institut für Tierernährung, Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Königin-Luise-Str. 49, 14195 Berlin, (2) Klinik für kleine Haustiere, Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Berlin, (3) Institut für Veterinär-Epidemiologie und Biometrie, Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Berlin

Zeitschrift: BMC Veterinary Research 2018; 14; 225

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5197

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz in Koblenz (Genehmigungsnummer 23177-07/G15-094 und G18-1-084) genehmigt. Die männlichen Mäuse, von Janvier in Frankreich erworben, werden für die Versuche in 4 Gruppen eingeteilt: Eine Gruppe mit Mäusen wird nicht behandelt und dient als Kontrollgruppe, eine zweite Gruppe wird 7 Tage mit Lärm beschallt. Die dritte Gruppe bekommt eine Infusion mit einem Hormon (Angiotensin II/ ATII), welches den Blutdruck erhöht. Die letzte Gruppe bekommt sowohl die Hormoninfusion als auch die 7-tägige „Behandlung“ mit Lärm.

Für eine dauerhafte Infusion bei den Gruppen 3 und 4 werden die Mäuse mit einer Minipumpe ausgestattet. Unter Narkose wird im Bereich der Flanke die Haut etwa 1 cm aufgeschnitten, die Minipumpen eingebracht und die Haut wieder zugenäht. Die Pumpe gibt über die folgenden 7 Tage das oben genannte blutdrucksteigernde Hormon an das Gewebe der Tiere ab. Nach der Operation werden die Wunden der Tiere mit einer Salbe versorgt. Danach kommen die Tiere in eine sogenannte Geräuschkammer.

Durch einen Lautsprecher, welcher 30 cm über den nach oben offenen Käfigen befestigt ist, kommt ein Ton, dessen maximale Lautstärke bei 85 Dezibel (vergleichbar mit dem Lärm einer Hauptverkehrsstraße oder eines Saxophonspiels) und minimaler Wert bei 72 Dezibel (ähnlich wie Kantinenlärm oder der Lärm eines Großraumbüros) liegt. Täglich 7 Tage lang kommen die Mäuse für zwei Stunden in die Geräuschkammer, wo sie in unregelmäßigen Abständen für jeweils 43 Sekunden mit Lärm beschallt werden.

Alle 2 Tage werden die Mäuse in einer Röhre fixiert und der Blutdruck wird mittels einer Manschette am Schwanz gemessen.

Nach 7 Tagen werden die Tiere unter Gasbetäubung mit einem Stich ins Herz getötet. Verschiedene Organe werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeit wurde gefördert durch die Else Kröner-Fresenius-Stiftung, Böhringer Ingelheim Stiftung, die Deutschen Forschungsgemeinschaft, der Foundation for Polnish Science und durch das Deutsche Forschungszentrum für Herz-Kreislauf-Forschung.

Bereich: Lärmforschung, Stressforschung, Herz-Kreislauf-Forschung, Bluthochdruckforschung, Kardiologie

Originaltitel: Exacerbation of adverse cardiovascular effects of aircraft noise in an animal model of arterial hypertension

Autoren: Sebastian Steven (1,2) Katie Frenis (1), Sanela Kalinovic (1), Miroslava Kvandova (1), Matthias Oelze (1), Johanna Helmstädter (1), Omar Hahad (1), Konstantina Filippou (1), Kamil Kus (3), Chiara Trevisan (4), Klaus-Dieter Schlüter (5), Kerstin Boengler (5), Stefan Chlopicki (3,6), Katrin Frauenknecht (4), Rainer Schulz (5), Mette Sorensen (7,8), Andreas Daiber (1,9)*, Svenja Kröller- Schön (1), Thomas Münzel (1,9)*

Institute: (1)* Zentrum für Kardiologie, Kardiologie I – Labor für molekulare Kardiologie, Gebäude 605, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg Universität Mainz, Langenbeckstr. 1, 55131 Mainz, (2) Centrum für Thrombose und Hämostase (CTH), Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg Universität Mainz, Mainz, (3) Jagiellonian Centre for Experimental Therapeutics (JCET), Jagiellonian University, Krakow, Polen, (4) Institute of Neuropathology, University Hospital, Zürich, Schweiz, (5) Physiologisches Institut, Fachbereich Medizin, Justus Liebig Universität Gießen, Gießen, (6) Chair of Pharmacology, Jagiellonian University Medical College, Krakau, Polen, (7) Danish Cancer Society, Kopenhagen, Dänemark, (8) Department of Natural Science and Environment, Roskilde University, Roskilde, Dänemark, (9) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung e.V. (DZHK), Standort RheinMain, Mainz

Zeitschrift: Redox Biology 2020; 34: 1010515

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5196

Versuchsbeschreibung: Um Zugriff auf das Hirngewebe zu haben, werden die narkotisierten Ratten in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen gespannt, mit dem der Kopf des Tieres fixiert wird. Zwei Löcher von 5 mm Durchmesser werden in die Schädeldecke gebohrt. Ein Gel wird aufgetragen und eine Sonde wird in eine bestimmte Gehirnregion eingeführt. An den Vorderpfoten und den Schnurrhaaren werden Elektroden angebracht, die mittels Strom einen Reiz auslösen, der im Gehirn mit der Sonde gemessen werden soll. Insgesamt werden diese elektrischen Stimulationen 68 Mal durchgeführt.

In einem anderen Experiment wird eine unbekannte Anzahl junger Ratten betäubt, die Kopfhaut wird aufgeschnitten und ein Loch in die Schädeldecke gebohrt. Durch dieses wird den Ratten eine Flüssigkeit in eine bestimmte Gehirnregion gespritzt. Nach 4-6 Wochen wird ein dünnes, lichtleitendes Kabel in das Gehirn eingeführt und an den Schädel geklebt. Sobald der Kleber fest geworden ist, wird die umliegende Hautwunde vernäht; das Kabel verbleibt im Schädel. In darauffolgenden Experimenten wird über dieses Kabel eine bestimmte Gehirnregion durch Lichtsignale stimuliert. Was nach den Experimenten mit diesen Ratten passiert, ist nicht beschrieben.

Gefördert durch den G. W. Leibnitz Preis DFG, dem PRISAR Grant und dem Helmholtz Association Developmental Grant.

Bereich: Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Visualizing cortical response to optogenetic stimulation and sensory inputs using multispectral handheld optoacoustic imaging

Autoren: Saak V. Ovsepian (1,2,3,4)*, Yuanyuan Jiang (5), Thomas C.P. Sardella (6), Jaber Malekzadeh-Najafabadi (1,2), Neal C. Burton (6), Xin Yu (5,7), Vasilis Ntziachristos (1, 2)

Institute: (1) Institut für Biologische und medizinische Bildgebung (IBMI), Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, Ingolstädter Landstraße 1, 85764 Neuherberg, (2) Lehrstuhl für Biologische Bildgebung, Fakultät für Medizin, Technische Universität München, München, (3) Department of Experimental Neurobiology, National Institute of Mental Health, Klecany, Czech Republic, (4) Department of Psychiatry and Medical Psychology, Third Faculty of Medicine, Charles University, Praha, Tschechische Republik, (5) Abteilung für Biomedizinische Magnetresonanz, Max Planck Institut für Biologische Kybernetik, Tübingen, (6) iThera Medical GmbH, München, (7) Athinoula A. Martinos Center for Biomedical Imaging, Massachusetts General Hospital and Harvard Medical School, Charlestown, MA, USA

Zeitschrift: Photoacustics 2020; 17: 100153

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5195

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz in Nordrhein-Westfalen genehmigt. 28 Wochen alte männliche Mäuse werden mit einem Inhalationsnarkosemittel betäubt. Die Narkose wird über den Zeitraum der Experimente aufrechterhalten. Eine Dauer-Kanüle wird in eine Hinterbeinarterie gestochen, über die die Blutproben genommen werden. Eine weitere Kanüle wird in die Schwanzvene gestochen, über die später ein Kontrastmittel eingespritzt wird. Eine Rektalsonde wird zur Messung der Körpertemperatur in den Anus eingeführt und die Atmung wird überwacht. Die Körpertemperatur wird mit einer Wärmelampe konstant gehalten. Dann werden die Mäuse auf dem Rücken in den PET-Scanner (Positronen-Emissions-Tomographie) gelegt, der Kopf wird an dem Narkose-System fixiert. Über einen Zeitraum von 60 Minuten werden Bilder aufgenommen. Während dieser Zeit werden 7 Mal Blutproben aus der Hinterbeinarterie genommen.

Am Ende der Versuche werden die Mäuse durch Abschneiden des Kopfes getötet und die Gehirne für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeit wurde vom China Scholarship Council finanziell gefördert.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Neurophysiologie, Versuchstierkunde

Originaltitel: Image-derived input functions for quantification of A1 adenosine receptors availability in mice brains using PET and [18F]CPFPX

Autoren: Xuan He (1,2), Franziska Wedekind (1), Tina Kroll (1), Angela Oskamp (1), Simone Beer (1), Alexander Drzezga (1,3), Johannes Ermert (4), Bernd Neumaier (4), Andreas Bauer (1,5), David Elmenhorst (1,6) *

Institute: (1) Institut für Neurowissenschaften und Medizin (INM-2), Forschungszentrum Jülich, Wilhelm-Johnen-Straße, 52428 Jülich, (2) Molekulare und Systemische Neurophysiologie, Institut für Biologie II (Zoologie), RWTH Aachen University, Aachen, (3) Klinik und Poliklinik für Nuklearmedizin, Universitätsklinikum Köln, Köln, (4) Institut für Neurowissenschaften und Medizin, Forschungszentrum Jülich, Jülich, (5) Institut für Neurologie, Medizinische Fakultät, Heinrich Heine Universität Düsseldorf, Düsseldorf (6) Institut für Psychologie - Abteilung für Klinische Psychologie und Psychotherapie, Rheinische Friedrichs-Wilhelms-Universität Bonn, Bonn

Zeitschrift: Frontiers in Physiology 2020; 10: 1617

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5194

Versuchsbeschreibung: Die Ratten werden von Charles River, Sulzfeld, bezogen. Je eine männliche Ratte wird mit zwei weiblichen Ratten verpaart. Täglich wird bei den weiblichen Ratten eine Vaginalwaschung vorgenommen und auf Samen getestet. Wird Samen in dieser Waschung gefunden, wird von einer erfolgreichen Befruchtung ausgegangen und dieser Tag als erster Tag der Schwangerschaft (von insgesamt 23 Tagen) festgelegt. Danach werden die Tiere in Einzelkäfigen gehalten. Das Gewicht und die Futteraufnahme werden regelmäßig kontrolliert.

Die schwangeren Weibchen werden in 6 Gruppen à 24 Tiere eingeteilt. Zwischen dem 7. und 15. Schwangerschaftstag bekommen die Ratten einmal täglich eine Flüssigkeit mittels Magenschlauch verabreicht. Am 21., 22. und 23. Schwangerschaftstag wird jeweils 48 Ratten ein Narkosemittel in den Bauchraum gespritzt und sie werden durch Ausblutung getötet.

Die Eierstöcke und die Gebärmütter, in denen sich die noch ungeborenen Rattenbabys befinden, werden aus den Ratten herausgeschnitten. Die Lage der Föten in der Gebärmutter wird analysiert, die Föten werden gewogen und auf Abnormalitäten untersucht. Danach werden alle 122 Föten durch Unterkühlung getötet und weitere Untersuchungen werden vorgenommen.

Bereich: Reproduktionsforschung, Reproduktionstoxikologie, Toxikologie

Originaltitel: The ossi?cation status of Wistar rat fetuses at the end of gestation

Autoren: Bernd Baier (1)*, Bruno Viertel (2)

Institute: (1) Nonclinical Drug Safety Germany, Boehringer Ingelheim Pharma GmbH & Co. KG, Birkendorfer Str. 65, 88397 Biberach an der Riss, (2) Universität Trier, Biogeographie, Trier

Zeitschrift: Reproductive Toxicology 2019; 86: 45-49

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5193

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter G13-093 und G16-60 in Baden-Württemberg genehmigt. Zunächst werden zwei verschiedene Linien transgene Mäuse „hergestellt“, indem Mäusen ein menschliches Gen eingeschleust wird. Die Tiere werden mit nicht genmanipulierten Mäusen verpaart und über mehrere Generationen gezüchtet. Für die eigentlichen Experimente werden Nachkommen verwendet, die die Genveränderung aufweisen (transgen) sowie ihre nicht-transgenen Geschwister. Jeweils einige junge und alte transgene Mäuse werden auf nicht näher beschriebene Weise getötet, die Gehirne werden entnommen und ein Gehirnextrakt wird daraus hergestellt.

Andere Mäuse werden durch Einspritzung in den Bauchraum narkotisiert und der Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Metallrahmen eingespannt. Dann wird mit einer Nadel der Gehirnextrakt in eine bestimmte Gehirnregion eingespritzt. Durch die Prozedur entwickeln sich Eiweißablagerungen im Gehirn, die ähnlich wie bei der menschlichen Alzheimer-Krankheit sein sollen.

Von einem Teil der Mäuse wird während der Dauer der Experimente insgesamt 3 Mal Hirnwasser mit einer Glaspipette entnommen und für Untersuchungszwecke verwendet. Dazu werden die Mäuse narkotisiert, der Schädel wird im Bereich des Hinterkopfes geöffnet und mit einer Pipette wird die Flüssigkeit entnommen.

Ein Teil der Mäuse, denen Gehirnextrakt ins Gehirn gespritzt wurden, werden 2 Wochen nach dieser Prozedur einmal wöchentlich mit einem Antikörper behandelt, insgesamt 5 Mal. Dazu werden sie jedes Mal wie bereits beschrieben narkotisiert, in den Metallrahmen eingespannt und der Antikörper wird in das Gehirn gespritzt. Eine Woche nach der letzten Anwendung werden sie getötet.

Die Tötung der Mäuse erfolgt während tiefer Narkose mittels eines Verfahrens, bei dem üblicherweise mit einer Nadel eine Flüssigkeit (Formalin) in das Herz gespritzt wird, woran das Tier stirbt. Die Gehirne werden entnommen und für Analysen weiterverarbeitet.

Die Arbeit wurde vom Fill in the Gap-Stipendium der Medizinischen Fakultät Freiburg, dem Emmy Noether-Programm der Deutschen Forschungsgemeinschaft und der Deutschen Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Bereich: Alzheimer-Forschung

Originaltitel: Aß oligomers trigger and accelerate Aß seeding

Autoren: Natalie Katzmarski (1,2,3), Stephanie Ziegler-Waldkirch (1,2,3), Nina Scheffler (1,3), Christian Witt (1,3), Claudia Abou-Ajram (4), Brigitte Nuscher (4), Marco Prinz (2,5,6), Christian Haass (4,7,8), Melanie Meyer-Luehmann (1,2)*

Institute: (1) Klinik für Neurologie und Neurophysiologie, Neurozentrum, Universitätsklinikum Freiburg, Breisacher Str. 64, 79106 Freiburg, (2) Medizinische Fakultät, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (3) Fakultät für Biologie, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (4) Biomedizinisches Centrum München (BMC), Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (5) Institut für Neuropathologie, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (6) BIOSS Centre for Biological Signalling Studies, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (7) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), München, (8) Munich Cluster for Systems Neurology (SyNergy), München

Zeitschrift: Brain Pathology; 2019; 30: 36-45

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5192

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von den Veterinärämtern des Kantons Vaud (Schweiz) und der Regierung von Oberbayern genehmigt. Transgene Mäuse mit unterschiedlichen Mutationen werden von Charles River, Sulzfeld, erworben und weitere von A. Oxenius (ETH Zürich, Schweiz) zur Verfügung gestellt. Die Tiere werden zunächst in der Schweiz unter keimfreien Bedingungen gezüchtet und aufgezogen, danach werden sie nach Freising verlegt. Die Experimente werden mit mindestens 6 Wochen alten Mäusen durchgeführt.

Den Mäusen wird ein verändertes Virus, welches eigentlich eine Gehirnhautentzündung bei Nagetieren auslöst, gespritzt. Im experimentellen Zusammenhang wird dieses veränderte Virus gebraucht, um die Zusammensetzung der Zellen des Immunsystem zu verändern. 2 Tage vor der Infektion, einen Tag nach der Infektion und ab da alle 5 Tage werden den Mäusen Antikörper gespritzt, die bestimmte Immunzellen abbauen, deren Funktion untersucht werden soll. Nach 25 Tagen werden genetisch veränderte Immunzellen auf einige oder alle (nicht ganz klar) Mäuse übertragen. 4 Wochen nach der Infektion mit dem Virus werden die Mäuse auf nicht beschriebene Weise getötet und die Milz wird für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Experimente wurden unterstützt durch die European Research Council starting and consolidator grants (ProtecTC und ToCCaTa) sowie durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Immunologie, Infektionsforschung

Originaltitel: Proliferation-competent Tcf1 + CD8 T cells in dysfunctional populations are CD4 T cell help independent

Autoren: Kristiyan Kanev (1), Ming Wu (1), Antar Drews (1), Patrick Roelli (1,2), Christine Wurmser (3), Madlaina von Hösslin (1), Dietmar Zehn (1)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Tierphysiologie und Immunologie, Wissenschaftszentrum Weihenstephan für Ernährung, Landnutzung und Umwelt, Technische Universität München, Weihenstephaner Berg 3, 85354 Freising, (2) Bioinformatics Core Facility, Swiss Institute of Bioinformatics, University of Lausanne, Lausanne, Schweiz, (3) Lehrstuhl für Tierzucht, Wissenschaftszentrum Weihenstephan für Ernährung, Landnutzung und Umwelt, Technische Universität München, Freising

Zeitschrift: PNAS; 2019; 116 (40): 20070-20076

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5191

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Regierungspräsidium Freiburg (G-15/137). Die Ratten der Zuchtlinien F344 und Lewis stammen von Charles River in Sulzfeld und werden an der Universität Konstanz gehalten. Tiere der Linie F344 dienen als Nierenspender oder genetisch identische Empfänger (Kontrollgruppe), Lewis-Ratten als Empfängertiere. Unter Narkose wird Spender- wie Empfängertieren auf nicht weiter beschriebene Weise die linke Niere samt dem Harnleiter herausgeschnitten. Anschließend wird den Empfängertieren die Spenderniere eingesetzt und im Anschluss an die Operation alle 6 Stunden ein Schmerzmittel gespritzt. Das Immunsystem unterdrückende Medikamente werden in den ersten drei Wochen nach der Transplantation nicht gegeben, damit - laut Autoren - die Bildung von spezifischen Antikörpern gegen das Fremdgewebe ermöglicht wird. Was mit den Spendertieren geschieht, wird nicht erwähnt. Es ist aber davon auszugehen, dass sie getötet werden, da von ihnen auch Zellen aus der Milz verwendet werden. Drei Wochen nach der Transplantation bekommen die Spenderratten zweimal wöchentlich entweder ein Mittel, das die körpereigene Immunabwehr unterdrückt (als Infusion mit 1-2 zusätzlichen Wirkstoffen) oder ein Chemotherapeutikum unter die Haut gespritzt. Die Empfängertiere der Zuchtlinie F344 dienen als Kontrollgruppe und bekommen nichts gespritzt. 5 Wochen nach der Operation wird von jedem Tier der Urin gesammelt. Das erfolgt vermutlich in einem Stoffwechselkäfig mit einem Gitterrost-Boden, unter dem sich eine Plastikwanne befindet. 10 Wochen nach der Operation werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet und die implantierten Nieren sowie andere Organe für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeit wurde finanziell unterstützt von der Else-Kröner-Fresenius-Stiftung, der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und der National Natural Science Foundation of China, China Scholarship Council.

Bereich: Transplantationsmedizin

Originaltitel: Immunoproteasome inhibition induces plasma cell apoptosis and preserves kidney allografts by activating the unfolded protein response and suppressing plasma cell survival factors

Autoren: Jun Li (1,2), Julia Koerner (2), Michael Basler (2,3), Thomas Brunner (4), Christopher J. Kirk (5), Marcus Groettrup (2,3)*

Institute: (1) Department of Urology Oncological Surgery, Chongqing University Cancer Hospital, Chongqing Cancer Institute, and Chongqing Cancer Hospital, Chongqing, China, (2)* Lehrstuhl für Immunologie, Fachbereich Biologie, Universität Konstanz, Universitätsstr. 10, 78464 Konstanz, (3) Biotechnologie Institut Thurgau an der Universität Konstanz, Kreuzlingen, Schweiz, (4) Biochemische Pharmakologie, Fachbereich Biologie, Universität Konstanz, Konstanz, (5) Kezar Life Sciences, San Francisco, USA

Zeitschrift: Kidney International 2019; 95: 611-623

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5190