Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung Mittelfranken (54-2532.1-28/12) genehmigt. Die männlichen Ratten (Zuchtlinie Sprague Dawley und Wistar) werden von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, bezogen. Neben dem üblichen Futter bekommen 18 Tiere dreimal täglich jeweils für 10 Minuten 5-6 unterschiedliche Mischungen aus Kartoffelchips, übliches Rattenfutter, Fetten und Kohlehydraten angeboten. Für jede Ratte wird gemessen, wie viel sie von jeder Futteroption isst. Ein ähnlicher Versuch wird 7 Tage lang mit 32 Tieren durchgeführt. Die Bewegungen der Ratten zu jedem Futterspender werden gezählt. Bei einem weiteren Versuch bekommen 16 Ratten übliches Futter und 16 Ratten eine Mischung primär aus Fetten und Kohlenhydraten. Den Tieren werden unter Narkose kleine Pumpen unter die Rückenhaut implantiert. Die Pumpen geben 7 Tage lang ein Kontrastmittel ab, mit dem bei einer Untersuchung mit einem Magnetresonanztomographen die Gehirne der Ratten darstellt werden. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

Bereich: Ernährungswissenschaft

Originaltitel: Fat/carbohydrate ratio but not energy density determines snack food intake and activates brain reward areas

Autoren: Tobias Hoch (1), Silke Kreitz (2), Simone Gaffling (3,4), Monika Pischetsrieder (1)*, Andreas Hess (2)

Institute: (1) Abteilung für Lebensmittelchemie, Lehrstuhl für Pharmazeutische Chemie, Emil-Fischer-Center, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), Fahrstr. 19, 91052 Erlangen, (2) Klinische Pharmakologie und Klinische Toxikologie, Erlangen, (3) Pattern Recognition Lab, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), Erlangen, (4) School of Advanced Optical Technologies (SAOT), Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), Erlangen

Zeitschrift: Scientific Reports 2015; doi: 10.1038/srep10041

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5130

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Arbeitsschutz, Verbraucherschutz und Gesundheit Brandenburg (LAVG) genehmigt. Es werden 8 bis 14 Wochen alte Mäuse („jung“) oder 65 Wochen alte Mäuse („alt“) benutzt. Die Tiere stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory, USA. Ein Teil der Mäuse hat einen Gendefekt, der den Stoffwechsel von Fetten beeinflusst.

Fünf „junge“ und 5 „alte“ Tiere werden auf nicht genannter Weise getötet, Fettgewebe wird von ihnen entnommen und analysiert. Eine Gruppe von „jungen“ Mäusen bekommt sechs Wochen lang besonders fetthaltiges Futter. Die Mäuse werden während dieser Zeit mehrmals gewogen und jedes Tier wird dreimal mit einem Magnetresonanztomographen gescannt, um seine Gewebezusammensetzung zu analysieren. Mindestens 20 Tiere werden 24 oder 72 Stunden bei einer Temperatur von 4 °C gehalten. Die Mäuse verlieren massiv an Gewicht. Gleichzeitig werden mindestens 10 Mäuse bei normaler Raumtemperatur gehalten. Danach wird ihnen ein kleines Thermometer in den Anus eingeführt, um ihre Körpertemperatur zu messen. Anschließend werden die Mäuse beider Gruppen getötet. Eine Substanz, die den Fettstoffwechsel beschleunigt, wird in der Bauchhöhle von mindestens 10 Mäusen gespritzt, die Tiere werden nach drei Stunden auf nicht genannte Weise getötet und Blutproben werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde durch das European Research Council, das Emmy Noether-Programm, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), Land Brandenburg und die Initiative iMed finanziell unterstützt.

Parallel zu den Tierversuchen werden Fettgewebeproben von 471 Menschen untersucht.

Bereich: Übergewichtsforschung, Stoffwechselphysiologie, Altersforschung, Genetik

Originaltitel: Loss of periostin occurs in aging adipose tissue of mice and its genetic ablation impairs adipose tissue lipid metabolism

Autoren: Antonia Graja (1,2), Francisco Garcia?Carrizo (1), Anne?Marie Jank (1), Sabrina Gohlke (1), Thomas H. Ambrosi (1), Wenke Jonas (3,4), Siegfried Ussar (4,5), Matthias Kern (6), Annette Schürmann (2,3,4), Krasimira Aleksandrova (2,7), Matthias Blüher (6), Tim J. Schulz (1,2,4)*

Institute: (1) Abteilung Fettzell-Entwicklung und Ernährung, Deutsches Institut für Ernährungsforschung Potsdam-Rehbrücke (DIfE), Arthur-Scheunert-Allee 114-116, 14558 Nuthetal, (2) Institut für Ernährungswissenschaft, Universität Potsdam, Arthur-Scheunert-Allee 114-116, 14558 Nuthetal, (3) Abteilung Experimentelle Diabetologie (DIAB), Deutsches Institut für Ernährungsforschung Potsdam-Rehbrücke (DIfE), Nuthetal, (4) Deutsches Zentrum für Diabetesforschung, Ingolstädter Landstraße 1, 85764 Neuherberg, (5) JRG Adipocytes and Metabolism, Institute for Diabetes and Obesity, Helmholtz Zentrum München, Garching, (6) Medizinische Fakultät, Universität Leipzig, Leipzig, (7) Senior Scientist Group Ernährung, Immunität und Metabolismus (EIM), Deutsches Institut für Ernährungsforschung Potsdam-Rehbrücke (DIfE), Nuthetal

Zeitschrift: Aging Cell 2018; 17:e12810

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5129

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz in Koblenz (Nr.: 23 177-07/G 15-1-094) genehmigt. Es werden 70 Mäuse benutzt, ca. die Hälfte davon haben einen Gendefekt. Die Herkunft der Tiere wird nicht genannt.

Ein Teil der Tiere wird für einen, zwei oder vier Tage kontinuierlich verschiedenen Fluglärmgeräuschen ausgesetzt. Der Lärm mit einer durchschnittlichen Laustärke von 72 dB und maximalen Lautstärke von 85 dB kommt aus Lautsprechern, die 30 cm über dem Mäusekäfig angebracht sind. Alle zwei Stunden wird eine unterschiedlich lange stille Pause gemacht, damit die Mäuse sich nicht an den Fluglärm gewöhnen können. Eine Kontrollgruppe von Mäusen wird statt Fluglärm weißem Rauschen ausgesetzt. Eine dritte Gruppe von Mäusen muss den Fluglärm1-4 Tage je 12 Stunden in der Schlafphase und eine vierte Gruppe 1-4 Tage je 12 Stunden in der Wachphase ertragen. Bei der dritten Gruppe kommt also zu dem Fluglärm noch der Schlafentzug hinzu.

Mindestens bei 8 Mäusen, die 4 Tage lang kontinuierlichen Fluglärm ausgesetzt sind, wird ab zwei Tage vor Beginn des Fluglärms täglich ein nicht mehr erhältliches Blutdruckmedikament in die Bauchhöhle gespritzt. Täglich werden die Tiere in engen Röhrchen fixiert, sodass sie sich nicht bewegen können, und zwei kleine Blutdruckmessgeräte werden an ihren Schwanz geklemmt. Der Blutdruck wird auf dieser Weise auch fünfmal vor Beginn der Fluglärmperiode gemessen, um die Tiere daran zu gewöhnen. Nach der entsprechenden Fluglärmaussetzung werden die Mäuse unter Narkose getötet, indem ihnen die Herzen herausgeschnitten werden und mehrere Organe werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde durch die Boehringer Ingelheim Stiftung, die Deutsche Herzstiftung, die Mainzer Herz-Stiftung, die Stavros Niarchos Foundation und das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK) finanziell unterstützt.

Bereich: Stressforschung, Herz-Kreislauf-Forschung, Umweltforschung

Originaltitel: Crucial role for Nox2 and sleep deprivation in aircraft noise-induced vascular and cerebral oxidative stress, inflammation, and gene regulation

Autoren: Swenja Kröller-Schön (1), Andreas Daiber (1,2), Sebastian Steven (1), Matthias Oelze (1), Katie Frenis (1), Sanela Kalinovic (1), Axel Heimann (3), Frank P. Schmidt (1), Antonio Pinto (4), Miroslava Kvandova (5), Ksenija Vujacic-Mirski (1), Konstantina Filippou (1), Markus Dudek(6), Markus Bosmann (6), Matthias Klein (7), Tobias Bopp (7), Omar Hahad (1), Philipp S. Wild (2,4,6), Katrin Frauenknecht (8), Axel Methner (9), Erwin R. Schmidt (10), Steffen Rapp (4,10), Hanke Mollnau(11), and Thomas Münzel (1,2)*

Institute: (1) Zentrum für Kardiologie, Kardiologie I, Molekulare Kardiologie, Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstr.1, 55131 Mainz, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort RheinMain, Langenbeckstr.1, 55131 Mainz, (3) Institut für Neurochirurgische Pathophysiologie, Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (4) Präventive Kardiologie und Medizinische Prävention, Zentrum für Kardiologie, Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (5) Institute of Normal and Pathological Physiology, Slovak Academy of Sciences, Bratislava, Slowakei, (6) Centrum für Thrombose und Hämostase (CTH), Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (7) Institut für Immunologie, Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (8) Institut für Neuropathologie, Universitätsspital Zürich, Schweiz, (9) Klinik und Poliklinik für Neurologie, Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (10) Institut für Molekulare Biologie, Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (11) Zentrum für Kardiologie, Kardiologie II – Rhythmologie, Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz

Zeitschrift: European Heart Journal 2018; 39: 3528–3539

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5128

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Genehmigungsnummer AZ 8.87–50.10.34.08.061, AZ 84–02.04.2011.A332, AZ 87–51.04.2011.A023, AZ 84–02.04.2014.A195) genehmigt. Es werden 24 weibliche Wister-Ratten verwendet. Die Herkunft der Tiere wird nicht genannt.

Die Tiere werden unter Narkose auf den Bauch gelegt. Entlang der Brustwirbelsäule wird ein ca. 4 cm langer Schnitt gemacht. Die Rückenmuskeln werden zur Seite gezogen, zwei Wirbel werden aufgeschnitten, der Wirbelkanal wird geöffnet und das Rückenmark mittels einer Schere durchgeschnitten.

Bei 12 Ratten (TX-Gruppe) wird das Rückenmark nicht weiter behandelt, die Operationswunde wird zugenäht. Bei den anderen 12 Tieren (mMS-Gruppe) wird ein kleines Gerät direkt zwischen die Enden des durchtrennten Rückenmarks implantiert. Danach werden die Wunden ebenfalls zugenäht. Die Tiere bekommen zwei Tage lang Schmerzmittel und eine Woche lang Antibiotika. Die Ratten können nach der Operation nicht selbständig urinieren und man muss ihnen den Bauch zwei bis drei Mal täglich drücken, um ihre Blase zu entleeren. Vier Tiere sterben an schweren Komplikationen innerhalb der ersten zwei Wochen nach der Operation, ein Tier bekommt eine Blasenentzündung und muss 7 Wochen nach der Operation getötet werden und ein Tier stirbt 18 Wochen nach der Operation.

Vier Ratten der TX-Gruppe und 8 Ratten der mMS-Gruppe werden unter Narkose zwei Löcher in den Schädel gebohrt, in die zwei Schrauben implantiert werden. Bei diesen Tieren wird eine Woche und 6 Monate nach der Rückenmarks-Operation unter leichter Betäubung eine Drahtelektrode um die beiden Schrauben gewickelt. Eine Nadelelektrode wird in ein Hinterbein und eine weitere in den Rücken gestochen. Die Ratten werden kleinen Stromschlägen ausgesetzt und bestimmte elektrische Parameter werden gemessen.

Nach der Operation am Rückenmark wird jede Ratte einmal pro Woche vier Minuten lang in eine Box gesetzt, um ihre Bewegungen zu beobachten. Drei Wochen bevor die Tiere getötet werden, wird unter Narkose ein Teil der Schädeldecke entfernt und ein Markierungsstoff wird an 8 Stellen in das Gehirn gespritzt. Eine Woche bevor die Tiere getötet werden, wird unter Narkose ein Markierungsstoff an vier Stellen ins Rückenmark gespritzt.

Bei drei Ratten der mMS-Gruppe wird drei Tage vor der Tötung das Rückenmark erneut in der Nähe des alten Schnitts durchschnitten. Ca. 5 Monate nach der ersten Operation werden alle Tiere, die bis dahin überlebt haben, unter Narkose getötet, indem durch Injektion einer Lösung direkt ins Herz das ganze Blut ausgetauscht wird. Ihre Wirbelsäulen werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Deutsche Gesetzliche Unfallversicherung (DGUV) finanziell unterstützt.

Bereich: Neurochirurgie, Implantologie, Unfallmedizin

Originaltitel: Low-pressure micro-mechanical re-adaptation device sustainably and effectively improves locomotor recovery from complete spinal cord injury

Autoren: Veronica Estrada (1), Julia Krebbers (1), Christian Voss (2,3), Nicole Brazda (1), Heinrich Blazyca (4), Jennifer Illgen (1), Klaus Seide (3), Christian Jürgens (3), Jörg Müller (2), Rudolf Martini (4), Hoc K.Trieu (2), Hans Werner Müller (1,5,6)*

Institute: (1) Forschungsgruppe Molekulare Neurobiologie, Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf, (2) Institut für Mikrosystemtechnik, Technische Universität Hamburg, Hamburg, (3) BG Klinikum Hamburg, Hamburg, (4) Abteilung für Experimentelle Entwicklungsneurobiologie, Neurologische Klinik und Poliklinik, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg, (5) CNR (Center for Neuronal Regeneration), Merowinger Platz 1a, 40225 Düsseldorf, (6) Biologisch-Medizinische Forschungszentrum, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Universitätsstr. 1, 40225 Düsseldorf

Zeitschrift: Communications Biology 2018; 1: 205. doi: 10.1038/s42003-018-0210-8

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5127

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen (Nr. 1195) genehmigt. Es werden 84 männliche Mäuse einer häufig benutzten Mausrasse (sog. Test-Mäuse, 19-22 g) und mindestens 4 männliche Mäuse einer aggressiven Mausrasse (sog. Aggressor-Mäuse, 30-35 g) verwendet. Die Tiere stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld. 20 Tage lang werden 44 Test-Mäuse einzeln gehalten („Kontroll-Gruppe“) und die restlichen 40 Test-Mäuse werden zu viert mit je einer Aggressor-Maus im gleichen Käfig gehalten, um einem Dauerstress-Zustand ausgesetzt zu werden. Die Aggressor-Maus ist deutlich größer und aggressiver als die Test-Mäuse; sie verteidigt ihr Revier, jagt und greift die Test-Mäuse an. Am 8. und 15. Tag wird die Aggressor-Maus gegen eine andere ausgetauscht, damit die Tiere sich nicht aneinander gewöhnen.

Einige Test- und Kontroll-Mäuse werden für ca. 15-20 Minuten einzeln in einen Käfig gesetzt, um ihren Kot zu sammeln. Drei Gruppen von Test- und Kontroll-Mäusen erhalten am Tag 4 und 11 mittels einer Sonde Kotextrakt in den Enddarm gespritzt. Eine Gruppe erhält eine sterile Lösung injiziert, eine Gruppe den Kot von gestressten Test-Mäusen und eine Gruppe den Kot von einzeln gehaltenen Kontroll-Mäusen. Am Tag 19 wird das Angstverhalten der Test-Mäuse untersucht, indem ein Tier in eine Kiste mit einem Plastikgegenstand gesetzt wird. Es wird beobachtet, ob die Maus den Gegenstand neugierig beschnüffelt oder sich eher ängstlich in den Ecken aufhält. Am Tag 20 werden alle 84 Test-Mäuse kurz mit CO2 begast und geköpft und mehrere Organe werden für weitere Analysen entnommen.

Bereich: Stressforschung, Angstverhaltensforschung, Immunologie

Originaltitel: The role of the intestinal microbiome in chronic psychosocial stress-induced pathologies in male mice

Autoren: Dominik Langgartner (1), Carolyn A. Vaihinger (1), Melanie Haffner-Luntzer (2), Julia F. Kunze (1), Anna-Lena J. Weiss (1), Sandra Foertsch (1), Stephanie Bergdolt (2), Anita Ignatius (2), Stefan O. Reber(1)*

Institute: (1) Laboratory for Molecular Psychosomatics, Psychosomatische Medizin und Psychotherapie, Universität Ulm, Albert-Einstein-Allee 23, 89081 Ulm, (2) Institut für Unfallchirurgische Forschung und Biomechanik, Universität Ulm, Ulm

Zeitschrift: Frontiers in Behavioral Neuroscience 2018; 12: 252, doi: 10.3389/fnbeh.2018.00252

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5126

Versuchsbeschreibung: Es werden 45 männliche Mäuse aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, verwendet. Unter Narkose werden die Tiere in einer Operationsvorrichtung fixiert, ein Blutdrucksensor wird an den Schwanz der Tiere geklemmt und eine Kanüle wird in ihre Schwanzvene eingeführt, um Blutabnahmen zu ermöglichen. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten, um den Schädel freizulegen. Auf der linken und der rechten Seite des Schädels wird jeweils ein Loch gebohrt. Durch jedes Loch wird je ein Sensor auf die Hirnhaut gelegt. Durch das linke Loch wird eine Kanüle erst 3 mm und dann 4 mm tief ins Gehirn gestochen. Bei mindestens 10 Mäusen wird ihr eigenes Blut aus der Schwanzvene in 3 und 4 mm Tiefe ins Gehirn gespritzt. Mindestens 10 Mäusen wird statt Blut ein Silikonöl gespritzt und bei 7 weiteren Mäusen wird eine Nadel ins Gehirn gestochen, ohne eine Substanz zu spritzen. Nach 30 Minuten wird die Nadel entfernt, die Löcher im Schädel der Tiere werden zugeklebt und ihre Kopfhaut wird zugenäht. Die Tiere bekommen Schmerzmittel. Sechs Mäuse werden 4 Stunden nach der Operation und die restlichen 24 Stunden nach der Operation durch Genickbruch getötet. Ihre Gehirne werden für weitere Analysen entnommen.

Eine ungenannte Anzahl an schwangeren weiblichen Mäusen werden ca. drei Tage, bevor sie gebären, auf ungenannter Weise getötet. Ihr Bauch wird aufgeschnitten, die Babys werden rausgeholt und auf unbenannte Weise getötet. Ihre Gehirne werden für weitere Analysen entnommen.

Bereich: Schlaganfallforschung, Neurophysiologie, Neurochirurgie, Traumatologie

Originaltitel: The cerebral thrombin system is activated after intracerebral hemorrhage and contributes to secondary lesion growth and poor neurological outcome in C57Bl/6 mice

Autoren: Harald Krenzlin (1,2)*, Eva Gresser (1), Daniel Jussen (1,3), Nicole Riede (1), Louise Taylor (1), Christina F. Vogelaar (4), Florian Ringel (1,2), Oliver Kempski (1), Beat Alessandri (1)

Institute: (1) Institut für Neurochirurgische Pathophysiologie, Johannes-Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstr.1, 55131 Mainz, (2) Klinik und Poliklinik für Neurochirurgie, Johannes-Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstr.1, 55131 Mainz, (3) Neurochirurgie Abteilung, Helios Dr. Horst Schmidt Kliniken Wiesbaden, Wiesbaden, (4) Klinik und Poliklinik für Neurologie, Johannes-Gutenberg-Universität Mainz, Mainz

Zeitschrift: Journal of Neurotrauma 2019; 37(12): 1481-1490

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5125

Versuchsbeschreibung: Die Experimente werden von den Behörden des Landes Sachsen-Anhalts genehmigt. 131 männliche, 3 Monate alte Rennmäuse nicht genannter Herkunft werden in 5er Gruppen gehalten.

Zunächst werden die Tiere für einen Verhaltenstest trainiert. Eine Trainingsrunde dauert ca. 25 Minuten, in dieser Zeit wird 60 Mal die Aktion ausgeführt. Es werden absteigende und aufsteigende Töne präsentiert. Bei einem aufsteigenden Ton müssen die Tiere innerhalb einer kurzen Zeitspanne über ein Hindernis im Käfig springen. Machen sie das nicht oder dauert die Reaktion zu lange, erhalten sie einen Elektroschock über das Bodengitter an ihre Pfoten.

Unter Narkose werden drei Löcher mit einem Millimeter Durchmesser an verschiedenen Stellen in den Schädel gebohrt. Einen Tag können sich die Tiere von der OP erholen. Dann werden sie wieder in Narkose gelegt und durch die Löcher wird 4 Minuten lang eine Flüssigkeit in das Gehirn gespritzt. So sollen bestimmte Nervenrezeptoren funktionsunfähig gemacht werden. Diese Prozedur wird sowohl zu verschiedenen Zeitpunkten vor den Verhaltensexperimenten als auch während und nach den Experimenten durchgeführt.

Drei Mäuse werden in eine tiefe Narkose versetzt, die sie tötet. Mit einer Nadel wird in das Herz gestochen und das gesamte Blut gegen eine konservierende Lösung ausgetauscht. Dann werden die Gehirne entnommen und mit verschiedenen Methoden untersucht. Das Schicksal der anderen 128 Gerbils bleibt ungewiss.

Die Experimente wurden von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und dem Land Sachsen?Anhalt gefördert.

Bereich: Hörforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: ??adrenergic modulation of discrimination learning and memory in the auditory cortex

Autoren: Horst Schicknick (1), Julia U. Henschke (2,3), Eike Budinger (2,4), Frank W. Ohl (2,4,5), Eckart D. Gundelfinger (4,6,7), Wolfgang Tischmeyer (1,4)*

Institute: (1) Speziallabor Molekularbiologische Techniken, Leibniz-Institut für Neurobiologie, Brenneckestr. 6, 39118 Magdeburg, (2) Abteilung Systemphysiologie des Lernens, Leibniz-Institut für Neurobiologie, Magdeburg, (3) Institut für kognitive Neurologie und Demenzforschung, Otto von Guericke Universität Magdeburg, Magdeburg, (4) Center for Behavioral Brain Sciences, Magdeburg, (5) Institut für Biologie, Otto von Guericke Universität Magdeburg, Magdeburg, (6) Abteilung Neurochemie und Molekularbiologie, Leibniz-Institut für Neurobiologie, Magdeburg (7) Molekulare Neurobiologie, Medizinische Fakultät, Otto von Guericke Universität Magdeburg, Magdeburg

Zeitschrift: European Journal of Neuroscience 2019; 50: 3141-3163

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5124

Versuchsbeschreibung: Die Experimente werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Köln genehmigt (AZ 84-02.04.2015.A507). Die Rennmäuse stammen aus der „Versuchstier“zucht Charles River, USA. Sie werden einzeln gehalten und können sich 2 Wochen im Labor eingewöhnen. Dann werden sie in 2 Gruppen eingeteilt, die eine Gruppe wird direkt mit dem Erreger infiziert, die andere 2 Wochen später. Bei dem Erreger handelt es sich um einen Wurm, der nur Nagetiere befällt und sich im Bauchraum und im Blut der Tiere einnistet. Die Infektion erfolgt, indem mit Würmern infizierte Milben in die Einstreu der Rennmäuse gesetzt werden.

10 bzw. 12 Wochen später (nach Infektion) wird jedem Tier Blut aus einer Vene am Vorderbein abgenommen, um die Erregermenge zu bestimmen. Nur die Tiere, die mit dem Erreger infiziert sind, werden für die folgenden Behandlungsversuche eingesetzt. Gesunde, nicht infizierte Tiere dienen als Kontrolle. Infizierte Tiere und Kontrolltiere erhalten verschiedene Dosen eines Medikaments, entweder mit Magensonde oder unter die Haut gespritzt. Manche Gruppen erhalten einmalige Gaben, manche an 5 bzw. 10 aufeinander folgenden Tagen. Blutproben werden stichprobenartig von den verschiedenen Tieren zu verschiedenen Zeitpunkten genommen.

8 Wochen nach Beginn der Medikamentengabe werden alle Rennmäuse mit einer Überdosis Narkosemittel getötet. Aus den Bäuchen und Verdauungstrakten werden die Würmer herausgeschnitten, gezählt und untersucht. Blut wird aus der Vene entnommen und ebenfalls untersucht.

Die Arbeit wurde von Janssen Pharmaceutica finanziert.

Bereich: Parasitologie, Tropenmedizin

Originaltitel: Macrofilaricidal efficacy of single and repeated oral and subcutaneous doses of flubendazole in Litomosoides sigmodontis infected jirds

Autoren: Marc P. Hübner (1)*, Alexandra Ehrens (1), Marianne Koschel (1), Bettina Dubben (1), Franziska Lenz (1), Stefan J. Frohberger (1), Sabine Specht (1,2), Ludo Quirynen (3), Sophie Lachau-Durand (3), Fetene Tekle (3), Benny Baeten (3), Marc Engelen (3), Charles D. Mackenzie (4), Achim Hoerauf (1,5)

Institute: (1) Institut Medizinische Mikrobiologie, Immunologie und Parasitologie, Universitätsklinikum Bonn, Sigmund-Freud-Str. 25, 53127 Bonn, (2) Drugs for Neglected Diseases Initiative, Genf, Schweiz, (3) Janssen R&D, Janssen Pharmaceutica, Beerse, Belgien, (4) Neglected Tropical Disease Support Center, Task Force for Global Health, Atlanta, GA, USA, (5) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Standort Bonn, Bonn

Zeitschrift: PLOS Neglected Tropical Diseases 2019; 13(1): e0006320

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5123

Versuchsbeschreibung: Die Experimente werden von der regionalen Behörde Nordbayern unter der Nummer 55.2-1-54-2531-105-10 genehmigt.

Unter Narkose wird die Kopfhaut aufgeschnitten. Ein 1,5 x 2,5 cm großes Stück der Schädeldecke wird entfernt und die äußere Gehirnhaut wird aufgeschnitten. Elektroden für Einzelzellmessungen werden auf das Hirn aufgebracht. Die Experimente dauern zwischen 10 und 12 Stunden, währenddessen sind die Tiere in Narkose. Den Tieren werden Kopfhörer aufgesetzt, über die Töne mit einer Lautstärke zwischen 20 und 80 dB abgespielt werden. Die Aufnahmestelle der Signale am Hirn wird mit einer Lösung behandelt, die hinterher verschiedene Bereiche sichtbar machen kann.

Die Tiere werden nach den Experimenten mittels Überdosis eines Schlafmittels getötet, eine Nadel wird ins Herz gestochen und der Körperkreislauf mit einer Fixierungslösung durchgespült. Dann werden die Gehirne für weitere Analysen entnommen. Es werden auch Tests mit 5 menschlichen Probanden gemacht.

Die Arbeit wurde gefördert von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), dem Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und der Bayrischen Akademie der Wissenschaften.

Bereich: Hörforschung, Neurophysiologie

Originaltitel: Cooperative population coding facilitates efficient sound-source separability by adaptation to input statistics

Autoren: Helge Gleiss (1), Jörg Encke (2), Andrea Lingner (1), Todd R. Jennings (1), Sonja Brosel (1), Lars Kunz (1), Benedikt Grothe (1), Michael Pecka (1)*

Institute: (1) Neurobiologie, Fakultät für Biologie II, Ludwig-Maximilians-Universität München, Großhaderner Str. 2, 82152 Planegg-Martinsried, (2) Lehrstuhl für Bio-Inspired Information Processing, Fakultät für Elektrotechnik und Informationstechnik, Technische Universität München, Garching

Zeitschrift: PLOS Biology 2019; 17(7): e3000150

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5122

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von den lokalen Behörden (Texas, USA) genehmigt. 60 männliche Hamster werden von Envigo Laboratories (Houston, Texas, USA) gekauft und 5 Tage im Labor eingewöhnt. Die Versuche finden unter deutscher Federführung in den USA statt.

Kühen wird das Durchfall-Bakterium Clostridium difficile gespritzt. Sie entwickeln Antikörper dagegen, die aus der Milch gewonnen und für die folgenden Versuche mit Hamstern verwendet werden.

Den Hamstern werden mittels Magenschlauch die krankmachenden Durchfall-Bakterien verabreicht und sie damit infiziert. Die Hamster werden in 6 Gruppen à 10 Tiere aufgeteilt. 4 Gruppen bekommen verschiedene Antikörper-Dosen zu 11 Zeitpunkten (bis 75 Stunden nach Infektion) mittels Magenschlauch verabreicht, eine Gruppe erhält ein Antibiotikum und eine Kontrollgruppe eine wirkstofffreie Lösung (unbehandelte Kontrollgruppe).

Die Hamster werden über einen Zeitraum von 21 Tagen täglich auf Symptome untersucht und ihr Kot wird gesammelt und untersucht. Während dieser Zeit sterben 34 Hamster an den Folgen der Krankheit, sie weisen Durchfall, teilweise sehr starke Gewichtsabnahme und Abfall der Körpertemperatur auf. In der Kontrollgruppe sterben 100% der Tiere innerhalb von 14 Tagen. Sie sterben also an der Krankheit, ohne dass sie weitere Medikamente oder eine Behandlung bekommen, auch wird kein Abbruch des jeweiligen Versuchs vorgenommen, nämlich das vorgezogene Töten, was extremes Leid bei aussichtslosen Fällen verhindert hätte.

Bei den Untersuchungen nach dem Tod der Tiere werden eine Schwellung der Darmschleimhaut, Rötungen und Blutungen festgestellt. Die überlebenden 26 Hamster werden am Tag 21 auf nicht beschriebene Weise getötet und ebenfalls untersucht.

Die Studie wurde von der Pharmafirma Biosys UK Limited finanziert.

Bereich: Infektionsforschung, Gastroenterologie

Originaltitel: Treatment and prevention of recurrent Clostridium dif?cile infection with functionalized bovine antibody-enriched whey in a hamster primary infection model

Autoren: Hans-Jürgen Heidebrecht (1,2)*, William J Weiss (3), Mark Pulse (3), Anton Lange (4), Karina Gisch (4), Heike Kliem (5), Sacha Mann (6), Michael W. Pfaf? (5,7), Ulrich Kulozik (1,2), Christoph von Eichel-Streiber (4)

Institute: (1) Lehrstuhl für Lebensmittel- und Bio-Prozesstechnik, Technische Universität München, Weihenstephaner Berg 1, 85354 Freising, (2) ZIEL Institute for Food & Health, Technische Universität München, Freising, (3) University of North Texas Health Science Center, Fort Worth, TX, USA, (4) tgcBIOMICS GmbH, Bingen, (5) Lehrstuhl für Tierphysiologie und Immunologie, Technische Universität München, Freising, (6) Biosys UK Limited, London Großbritannien, (7) Wissenschaftszentrum Weihenstephan für Ernährung, Landnutzung und Umwelt, Technische Universität München, Freising

Zeitschrift: Toxins 2019; 11(2): 98. doi:10.3390

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5121