Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt. Die Katzen stammen aus institutseigener Zucht und sind zum Zeitpunkt der Versuche zwischen ein und fünf Jahre alt. Die Katzen werden narkotisiert und künstlich beatmet. Dann wird den Tieren ein Wirkstoff verabreicht, der sie bewegungsunfähig macht.

Über Elektroden, die in das Gehirn der Katzen eingebracht werden, werden die Aktivitäten von Gehirnzellen gemessen. Die Operation, mit der die Elektroden eingebracht werden, erfordert eine Öffnung des Schädels, wie dies erfolgt, wird nicht beschrieben. Den Katzen werden auf einem Monitor verschiedene Zeichen (Buchstaben A-Z und Zahlen 0-9) in zufälliger Reihenfolge für jeweils eine zehntel Sekunde auf einem dunklen Hintergrund gezeigt. Jedes Symbol wird jeder Katze mindestens 50 Mal gezeigt, so dass insgesamt mindestens 1.700 Symbole gezeigt werden. Am Ende der Versuche werden die Katzen auf nicht genannte Art getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Sehforschung, Hirnforschung

Originaltitel: Visual exposure enhances stimulus encoding and persistence in primary cortex

Autoren: Andreea Lazar (1,2),* Christopher Lewis (1,3), Pascal Fries (1), Wolf Singer (1,2,4)*, Danko Nikolic (1,2,4,5)

Institute: (1) Ernst Strüngmann Institute (ESI) for Neuroscience in Cooperation with Max Planck Society, Deutschordenstraße 46, 60528, Frankfurt, (2) Abteilung für Neurophysiologie, Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Frankfurt, (3) Laboratory of Neural Circuit Dynamics, Institut für Hirnforschung, Universität Zürich, Zürich, Schweiz, (4) Frankfurt Institute for Advanced Studies, Frankfurt, (5) evocenta GmbH, Gelsenkirchen

Zeitschrift: PNAS 2021; 118(43): e2105276118

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5598

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) unter der Nummer AZ 81-02.04.2018.A166 genehmigt. Die Ratten der Zuchtlinie Wistar werden am Deutschen Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE) in Bonn gezüchtet und gehalten.

Zum Zeitpunkt der Versuche sind die Rattenwelpen sieben Tage alt. Sie werden von ihren Müttern getrennt und narkotisiert, dann wird die linke Halsschlagader der Ratten freigelegt, abgebunden und durchschnitten. 35 Jungtiere überleben den Eingriff nicht.

Nach dieser Operation werden die jungen Ratten für 90 Minuten einer Atmosphäre ausgesetzt, die nur 8% Sauerstoff enthält (normal sind 21%), was zu einer Minderversorgung mit Sauerstoff führt. 27 Tiere sterben in diesem Versuchsteil. Die Körpertemperatur der Tiere wird bei 36°C gehalten, was dadurch erreicht wird, dass einige Ratten, die mit rektalen Thermometern ausgestattet sind, zu den operierten Tieren gesetzt werden und die Temperatur so geregelt wird, dass die Körpertemperatur dieser Kontrolltiere bei 36°C liegt. Im Anschluss wird ein Teil der Ratten für 5 Stunden unter einem normalen Sauerstoffgehalt von 21% bei 37°C gehalten, andere Ratten jedoch bei 32°C. Dann werden die jungen Ratten zurück zu ihren Müttern gebracht.

Die Tiere werden täglich kontrolliert und in verschiedene Gruppen von jeweils 7 bis 14 Tieren aufgeteilt. Jeder Gruppe wird einer von 25 verschiedenen Wirkstoffen oder eine wirkstofffreie Lösung in die Bauchhöhle gespritzt. Die Wirkstoffgabe erfolgt ein- oder mehrfach (bis zu 7 Injektionen innerhalb von 144 Stunden), bei einem Teil der Tiere erfolgt die erste Injektion bereits eine Stunde vor der Operation.

Sieben Tage nach der Operation werden die Tiere narkotisiert und es wird eine konservierende Flüssigkeit in ihr Herz gepumpt, wodurch die Tiere sterben. Die Gehirne der Ratten werden entnommen und in feine Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Bill and Melinda Gates Foundation gefördert.

Bereich: Neugeborenenkunde

Originaltitel: Comparing the efficacy in reducing brain injury of different neuroprotective agents following neonatal hypoxia–ischemia in newborn rats: a multi drug randomized controlled screening trial

Autoren: Hemmen Sabir (1,2)*, Elke Maes (1,2), Margit Zweyer (1,2), Yvonne Schleehuber (1), Farhad B. Imam (3), Jared Silverman (4), Yasmine White (5), Raymand Pang (6), Anca M. Pasca (7), Nicola J. Robertson (6,8), Emin Maltepe (5), Maria E. Bernis (1,2)

Institute: (1) Deutsche Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Venusberg-Campus 1, 53127 Bonn, (2) Abteilung für Neonatologie und Pädiatrische Intensivmedizin, Eltern-Kind-Zentrum, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (3) Bill & Melinda Gates Foundation, Seattle, USA, (4) Gates Medical Research Institute, Boston, USA, (5) Department of Pediatrics, The University of California, San Francisco, USA, (6) Institute for Women’s Health, University College London, London, Großbritannien, (7) Division of Neonatology, Department of Pediatrics, Stanford University, Stanford, USA, (8) Centre for Clinical Brain Sciences, University of Edinburgh, Edinburgh, Großbritannien

Zeitschrift: Scientific Reports 2023; 13: 9467

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5597

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur- Umwelt- und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 81-02.04.2018.A051 genehmigt. Die 21 Schweine sind weiblich.

Neun der Schweine werden mit elektrischem Strom betäubt. Dann werden die Hauptblutgefäße in der Halsregion aufgeschnitten und die Schweine durch Ausbluten getötet. Die Menge des dabei austretenden Bluts wird bestimmt.

Den anderen 12 Tieren wird ein Transponder in die linke Flanke eingesetzt, der den Blutdruck, Herzschlag und die Körpertemperatur misst. Das geschieht über Elektroden, die den Schweinen während derselben Operation in die linke Oberschenkelarterie und beidseits unter die Haut des Brustkorbs geschoben werden. 14 Tage nach dem Einsetzen des Transponders werden die Schweine narkotisiert. Der Bauchraum der Tiere wird aufgeschnitten, der Darm zur Seite geschoben und die linke Niere der Tiere wird entnommen; dann wird der Bauchraum wieder verschlossen. Die entnommene Niere wird auf verschiedene Art für 24 Stunden gelagert. Die Schweine werden erneut in Narkose versetzt, der Bauchraum wird erneut geöffnet und die verbleibende rechte Niere wird entnommen. An ihrer Stelle wird die zuvor entnommene linke Niere eingesetzt und mit den Gefäßen der rechten Niere verbunden. Damit der Urin aus der transplantierten Niere abfließen kann, wird ein Katheter durch die Bauchwand gelegt und mit der Haut vernäht.

Der Blutverlust der Tiere bei der Operation wird bestimmt, indem die Gaze, die das austretende Blut aufsaugt, gewogen wird und die Blutmenge, die während der Operation abgesaugt und entnommen wird, gemessen wird. Aus dem Blutverlust, der Herzrate und dem Blutdruck der Tiere wird nach einem Punktschema die Schwere der Operation berechnet.

Nach der Nierentransplantation werden die Tiere beobachtet, dabei werden täglich Blut- und Urinproben genommen. Tiere die bestimmte sogenannte „humane Endpunkte“ erreichen, wenn sie in einem Punkteschema 20 Punkte erreichen, werden vor dem Ende des Beobachtungszeitraums getötet. Dies ist zum Beispiel der Fall, wenn sie Krämpfe haben und unter Untertemperatur leiden oder auf Berührung Schmerzen zeigen und sich selbst verletzen. Von den 12 Schweinen werden 3 vorzeitig getötet. 7 Tage nach der Nierentransplantation werden auch die verbleibenden Schweine mit einer Injektion eines Tötungsmittels getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Versuchstierkunde, Chirurgie, Transplantationsforschung

Originaltitel: Implementation of the surgical Apgar score in laboratory animal science: A showcase pilot study in a porcine model and a review of the literature

Autoren: Lisa Ernst (1)*, Anna Maria Kümmecke (1), Leonie Zieglowski (1) Wenjia Liu (2), Mareike Schulz (1), Zoltan Czigany (2), René H. Tolba (1)*

Institute: (1) Institut für Versuchstierkunde, Medizinische Fakultät, RWTH Aachen University, Pauwelsstraße 30, 52074 Aachen, (2) Klinik für Allgemein-, Viszeral-, und Transplantationschirurgie, Uniklinik RMTH Aachen, Aachen

Zeitschrift: European Surgical Research 2023; 64(1): 54–64

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5596

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Umwelt, Natur und Verbraucherschutz, Recklinghausen, unter der Nummer 81-02.04.2021.A183 genehmigt. Die 27 weiblichen Ratten der Zuchtlinie Wistar sind 3 Wochen alt und werden bei der Versuchstierzucht Janvier (Hannover) gekauft.

Nach einer 10-tägigen Eingewöhnungsphase, in der die Ratten Futter zur freien Verfügung haben und ihre Futteraufnahme protokolliert wird, werden die Ratten in drei Gruppen aufgeteilt. Während der Eingewöhnungs- und Versuchsphase werden die Ratten einzeln in Käfigen gehalten, was für die sozialen Tiere eine zusätzliche Qual darstellt. Die Tiere einer Gruppe erhalten nur noch 30 % der Futtermenge, die sie in der Eingewöhnungsphase aufgenommen haben. Die Tiere der zweiten Gruppe erhalten ebenfalls eine um 70 % reduzierte Futtermenge und haben zusätzlich ein Laufrad in ihrem Käfig. Die dritte Gruppe erhält unbegrenzten Zugang zu Futter. Die Tiere der ersten und zweiten Gruppe müssen hungern, bis sie 25% ihres Körpergewichts verloren haben. Dies ist nach 7 Tagen der Fall. Im selben Zeitraum nehmen die Tiere der Gruppe, die unbegrenzt Futter zur Verfügung hat um über 30 % zu, da sich die noch jungen Tiere im Wachstum befinden. Dann erfolgt eine angepasste Fütterung, die so rationiert ist, dass die Tiere ihr Gewicht über einen Zeitraum von 14 Tagen halten. Im Anschluss erhalten alle Ratten für 14 Tage Futter zur freien Verfügung. Die Tiere, die zuvor zu wenig Futter erhalten, nehmen darauf hin rasch zu, erreichen aber bis zum Versuchsende nicht das Gewicht der Tiere der Kontrollgruppe. Die Tiere werden während des Versuchs täglich gewogen, die aufgenommene Futtermenge und die Nutzung des Laufrads wird protokolliert; zusätzlich wird zu bestimmten Zeitpunkten der Kot der Ratten gesammelt und analysiert.

Am Ende der Versuche werden die Ratten mittels Durchströmens mit künstlicher Rückenmarksflüssigkeit getötet. Üblicherweise wird das Tier dazu narkotisiert, der Brustkorb wird aufgeschnitten und ein Katheter in die vom Herzen wegführende Arterie gelegt. Nun wird eine Flüssigkeit in den Blutkreislauf gepumpt, bis alles Blut ausgetauscht ist und das Tier stirbt. Das Gehirn der Ratten wird entnommen und in feine Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Uniklinik RWTH Aachen, die Swiss Anorexia Nervosa Society und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Psychiatrie, Psychologie, Ernährungswissenschaft

Originaltitel: Gut microbiota and brain alterations after refeeding in a translational anorexia nervosa rat model

Autoren: Stefanie Trinh (1), Vanessa Kogel (1), Lilly Kneisel (1), Elena Müller-Limberger (1), Beate Herpertz-Dahlmann (2), Cordian Beyer (1)*, Jochen Seitz (2)

Institute: (1) Institut für Neuroanatomie, Uniklinik RWTH Aachen University, Wendlingweg 2, 52074 Aachen, (2) Klinik und Lehrstuhl für Kinder- und Jugendpsychiatrie und -psychotherapie, RWTH Aachen University, Aachen

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2023; 24(11): 9496

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5595

Versuchsbeschreibung: Versuche mit Muscheln erfordern in Deutschland keine Genehmigung. Die Muscheln stammen aus dem Schinderbach in Bayern, wo sie im November 2018 und Juni 2019 gefangen wurden. Die Tiere werden in einem 50 Liter Aquarium gehalten.

322 Zebramuscheln werden in 46 Gruppen eingeteilt. Ein Teil der Gruppen wird für vier Tage der Chemikalie Calcein ausgesetzt, welche dem Nachweis von Kalzium dient. Im Anschluss werden die Muscheln für 4 Tage verschiedenen Konzentrationen des Weichmachers Bisphenol A (BPA), des Antibiotikums Erythromycin, des Antibiotikums Doxycyclin oder der Chemikalie Cadmiumsulfat ausgesetzt. Es wir täglich überprüft, ob die Tiere noch leben. Von den Muscheln, welche mit den höheren Konzentrationen BPA oder Cadmiumsulfat behandelt wurden, sterben alle Tiere. Auch aus den mit geringeren Konzentrationen an BPA bzw. Cadmiumsulfat und mit den beiden Antibiotika behandelten Gruppen sterben Muscheln.

Die überlebenden Muscheln werden in 20 Liter Aquarien mit frischem Wasser gesetzt. Zwei Wochen später werden die Schalen der lebenden Muscheln entfernt. Ob die Tiere aktiv getötet werden oder in der Folge verenden, wird nicht erwähnt. Die Schalen werden getrocknet, in ein Polymer eingegossen und in feine Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das China Scholarship Council (CSC, China) unterstützt.

Bereich: Zahnmedizin, Toxikologie

Originaltitel: Disrupted biomineralization in zebra mussels after exposure to bisphenol-A: Potential implications for molar-incisor hypomineralization

Autoren: Fangfang Liu (1,2), Franz-Xaver Reichl (1,2), Stefan Milz (3), Uta Christine Wölfle (1), Jan Kühnisch (1), Christoph Schmitz (3), Jürgen Geist (4), Reinhard Hickel (1), Christof Högg (1,2), Katharina Sternecker (3)*

Institute: (1) Poliklinik für Zahnerhaltung und Parodontologie, LMU Klinikum der Universität München, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (2) Walther-Straub-Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Geschwister Scholl Platz 1, 80539 München, (3) Anatomische Anstalt, Medizinische Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München, Pettenkoferstraße 11, 80336 München, (4) Lehrstuhl für Aquatische Systembiologie, Forschungsdepartment Life Science Systems, Technische Universität München, München

Zeitschrift: Dental Materials 2022; 38(4): 689-699

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5594

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer RE 233/1-4 genehmigt.

Es werden männliche Meerschweinchen der Zuchtlinie Dunkin–Hartley Pirbright eingesetzt. Die Tiere werden 24 Stunden vor Beginn der Versuche einzeln in sogenannte metabolische Käfige mit einem Gitterbodeneinsatz gesetzt, in denen sie auch während der Versuche bleiben. 12 Stunden vor Beginn der Versuche wird das Futter aus den Käfigen entfernt.

Zwei verschiedene zahnmedizinische Füllmaterialien werden in Flüssigkeit aufgelöst. Den Meerschweinchen werden diese Lösungen oder eine Flüssigkeit ohne die Füllmaterialien mit einer Schlundsonde verabreicht. Der Urin der Tiere wird über 24 Stunden gesammelt und untersucht. Die Meerschweinchen werden mit Ether, von welchem bekannt ist, dass er zu einer starken Reizung der Schleimhäute führt, getötet.

Bereich: Zahnmedizin

Originaltitel: Excretion of dental resin monomers and metabolic intermediates via urine in guinea pigs

Autoren: Mario Seiss (1,2)*, Wolfgang Marquardt (1), Reinhard Hickel (2), Franz-Xaver Reichl (1,2)

Institute: (1) Walther-Straub-Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Geschwister Scholl Platz 1, 80539 München, (2) Poliklinik für Zahnerhaltung und Parodontologie, LMU Klinikum der Universität München, Ludwig-Maximilians-Universität München, München

Zeitschrift: Dental Materials 2009; 25(4): 481-485

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5593

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo Berlin) genehmigt und finden an der Freien Universität Berlin statt. Weitere Versuche werden in den USA am New York University Medical Center (NYUMC) durchgeführt. Die männlichen Zebrafinken für die Versuche in Berlin stammen aus der Zucht der Freien Universität Berlin, für die Versuche in den USA werden Zebrafinken bei externen Züchtern beschafft.

Die Vögel werden einzeln in Boxen gesetzt, in denen ihnen Aufnahmen eines singenden Artgenossen vorgespielt werden. Nur Tiere, die auf dieses Playback ihrerseits mit Gesang reagieren, werden in die Versuche einbezogen. Anschließend werden Zweiergruppen von Vögeln gebildet, denen das Playback vorgespielt wird und beobachtet, wie die beiden Vögel auf das Playback antworten.

Ein Teil der Vögel wird narkotisiert und ihr Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Oberhalb eines bestimmten Bereichs ihres Gehirns, der am Singen der Tiere beteiligt ist, wird auf beiden Seiten des Schädels je ein 1,2 x 0,7 mm großes Loch geschnitten. Die Löcher im Schädel werden mit Silikon verschlossen. Zusätzlich wird mit zahnmedizinischem Kunststoff eine Haltestange aus Metall auf dem Schädel der Vögel befestigt. Bei einem Teil der Vögel wird unter Narkose ein kleiner Motor mit zahnmedizinischem Kunststoff am Schädel befestigt. Über einem bestimmten Bereich des Gehirns wird ein kleines Loch in den Schädel gebohrt und um das Loch herum ein Wall aus Kunststoff geformt. Damit das Gehirn nicht austrocknet wird die durch den Kunststoffwall geformt Mulde mit Silikongel verschlossen. Der Kopf der wachen Zebrafinken wird fixiert und der Körper mit Schaumstoff immobilisiert. Dann werden mit dem zuvor am Kopf befestigten Motor Elektroden in das Gehirn der Vögel eingelassen. Der Vogel wird in den Testkäfig gesetzt und es wird ihm ein Playback vorgespielt oder ein weiblicher Zebrafink präsentiert. Während der Zebrafink zuhört oder singt, werden die Elektroden schrittweise tiefer in sein Gehirn geschoben.

Einem Teil der Tiere werden, während sie wach und am Kopf fixiert sind, mit verschiedenen Wirkstoffen oder mit Salzlösung getränkte Schwämme in die Kunststoffmulde gelegt, so dass der Wirkstoff das Gehirngewebe durch die Öffnung im Schädel erreicht. Dafür wird eine Schicht des Gehirngewebes entfernt. Die Mulde wird mit Silikon verschlossen und der Vogel wird in den Testkäfig gesetzt, wo ihm das Playback vorgespielt wird; seine Antwort wird aufgenommen und analysiert. Nach dem Versuch werden die Schwämme aus der Kunststoffmulde entfernt, die Mulde gereinigt, mit Salzlösung gefüllt und mit Silikongel abgedichtet. An den folgenden 6 Tagen werden die Versuche wiederholt, wobei abwechselnd ein mit Wirkstoff getränktes Schwämmchen oder Salzlösung in die Kunststoffmulde gegeben wird.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), den Europäischen Forschungsrat (ERC) und die International Society of Neuroethology (USA) gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Hirnforschung, Hörforschung

Originaltitel: Inhibition within a premotor circuit controls the timing of vocal turn-taking in zebra finches

Autoren: Jonathan I. Benichov (1,2), Daniela Vallentin (1,2)*

Institute: (1) Abteilung Verhaltensbiologie, Institut für Biologie, Freie Universität Berlin, Takustraße 6, 14195 Berlin, (2) Neuronale Grundlagen vokaler Kommunikation, Max-Planck-Institut für Ornithologie (seit 01.01.2023: Max-Planck-Institut für biologische Intelligenz), Eberhard-Gwinner Straße, 82319 Seewiesen

Zeitschrift: Nature Communications 2020; 11: 221

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5592

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB-55.2–2532.Vet_02-18-182 genehmigt und werden am Max-Planck-Institut für Ornithologie in Seewiesen durchgeführt. Die Zebrafinken stammen aus der Zucht des Max-Planck-Instituts für Ornithologie. Die Vögel werden mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Der Kopf der Tiere wird in einen stereotaktischen Rahmen eingespannt, die Kopfhaupt der Tiere wird aufgeschnitten und es wird ein Loch in den Schädel und die Hirnhaut gebohrt. Ein Draht wird über dem Kleinhirn positioniert, ein weiterer wird in einen bestimmten Hirnbereich vorgeschoben. Eine Stahlplatte mit einer Haltestange wird mit zahnmedizinischem Kunststoff auf dem Schädel befestigt. Die Öffnung im Schädel wird mit Silikon verschlossen. Nach der Operation werden die Tiere zurück in ihren Käfig gesetzt, damit sie sich vor den eigentlichen Experimenten in Gesellschaft eines weiteren Vogels erholen können.

Die wachen Tiere werden über die an ihrem Schädel montierte Haltestange fixiert, zusätzlich werden ihre Körper in einer Schaumstoffkonstruktion gehalten. Bei den Tieren werden über die bereits bestehende Öffnung im Schädel verschiedene Elektroden in unterschiedliche Bereiche des Gehirns eingelassen. Den Zebrafinken werden dann Aufnahmen von einem rufenden Zebrafinken über einen Lautsprecher vorgespielt. Der Ruf wird ihnen im Abstand von 30 Sekunden mehrfach vorgespielt. Während die Zebrafinken zuhören und antworten wird über die in ihr Gehirn eingelassenen Elektroden die Aktivität der Nervenzellen aufgenommen. Das weitere Schicksal der Zebrafinken wird nicht erwähnt.

Zusätzlich werden Daten von weiteren Zebrafinken verwendet, die aus bereits zuvor durchgeführten Experimenten stammen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Europäischen Forschungsrat (ERC) gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Hirnforschung, Hörforschung

Originaltitel: A feedforward inhibitory premotor circuit for auditory–vocal interactions in zebra finches

Autoren: Philipp Norton (1,2), Jonathan I. Benichov (3), Margarida Pexirra (3), Susanne Schreiber (1,2), Daniela Vallentin (3)*

Institute: (1) Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, Berlin, (2) Institut für Theoretische Biologie, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (3)* Neuronale Grundlagen vokaler Kommunikation, Max-Planck-Institut für Ornithologie (seit 01.01.2023: Max-Planck-Institut für biologische Intelligenz), Eberhard-Gwinner Straße, 82319 Seewiesen

Zeitschrift: PNAS 2022; 119(23): e2118448119

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5591

Versuchsbeschreibung: Die Versuche mit Mäusen werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) in Berlin unter der Nummer G0142/18 genehmigt. Die Versuche mit Zebrafinken werden vom Regierungspräsidium Oberbayern unter der Nummer 55. 2-2532. VET_02-18-182 genehmigt. Die erwachsenen männlichen Mäuse stammen aus der Zucht der Charité-Forschungseinrichtung für Experimentelle Medizin (20 Mäuse), weitere Mäuse werden bei der Versuchstierzucht Charles River gekauft (7 Mäuse).

Die Mäuse werden mit einem gasförmigen Narkosemittel betäubt. Der Kopf der Tiere wird in einen stereotaktischen Rahmen eingespannt. Den Mäusen wird ein Haltegriff auf dem Schädel befestigt. Nach der Operation erhalten die Mäuse drei Tage lang Schmerzmittel, die über das Trinkwasser verabreicht werden.

Am Tag der eigentlichen Versuche werden die Mäuse erneut in Narkose versetzt. Ihr Schädel wird auf nicht näher beschriebene Weise geöffnet und eine Elektrode in einen bestimmten Bereich des Gehirns eingelassen.

Die Mäuse werden mit Hilfe der auf ihrem Kopf befestigten Haltestange im Inneren einer sphärischen Projektionsfläche positioniert. Auf der Projektionsfläche werden verschiedene helle oder dunkle Strukturen oder Balken gezeigt. Ein Teil der Mäuse ist bei diesen Versuchen in Narkose, andere Tiere sind wach. Bei den wachen Mäusen wird während der Versuche die Position der Pupille mit einer Kamera beobachtet.

Bei einem Teil der Mäuse werden pharmakologische Tests durchgeführt. Dazu wird der Schädel der Tiere geöffnet und ein Teil des Gehirns, der für das Sehen wichtig ist, wird mit einer Pipette abgesaugt. Dann werden nacheinander zwei verschiedene Substanzen in das Gehirn der Tiere gespritzt. Der dazu nötige Injektor auf dem Kopf der Mäuse ist so groß, dass er nicht in die sphärische Projektionsfläche passt, daher wird in diesem Versuchsteil ein LCD-Display verwendet. Zwischen den einzelnen Injektionen werden den Mäusen auf dem Display Bilder gezeigt und über die in das Gehirn eingelassene Elektrode die Aktivität der Gehirnzellen bestimmt. Schließlich wird ein Toxin in ein Auge gespritzt, dann werden wieder Bilder gezeigt und die Aktivität der Gehirnzellen vermessen.

Die Elektrode wird aus dem Gehirn gezogen, mit einem Farbstoff beschichtet, und wieder an derselben Stelle in das Gehirn geschoben. Dann wird das Tier mit einem Narkosemittel getötet, aufgeschnitten und eine Nadel wird in das Herz gestochen, über die eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt wird. Das Gehirn wird entnommen und in Scheiben geschnitten untersucht. Über Anhaftungen des Farbstoffs wird dabei geprüft, wo genau die Elektrode im Gehirn steckte.

Die erwachsenen männlichen Zebrafinken stammen aus der Zucht des Max-Planck-Instituts für Ornithologie. Auch die Zebrafinken werden in Narkose versetzt und ihr Kopf wird in einem stereotaktischen Rahmen eingespannt. Den Vögeln wird eine Haltestange am Schädel angebracht und mit Zahnzement fixiert. Am Versuchstag wird ihr Schädel auf nicht genannte Weise eröffnet und eine Elektrode in das Gehirn eingelassen. Den Zebrafinken werden ähnliche Bilder gezeigt wie den Mäusen, wobei die auf der Projektionsfläche gezeigten Bilder an ihr besseres Sehvermögen angepasst werden. Vermutlich befinden sich die Zebrafinken während dieser Versuche in Narkose. Auch die Zebrafinken werden nach Abschluss der Versuche getötet und ihr Gehirn wird entnommen; es wird untersucht, wo genau die Elektrode in Gehirn positioniert war.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Europäischen Forschungsrat (ERC) gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Hirnforschung, Sehforschung

Originaltitel: High-density electrode recordings reveal strong and specific connections between retinal ganglion cells and midbrain

Autoren: Jérémie Sibille (1,2,3,4), Carolin Gehr (1,2,3,4), Jonathan I. Benichov (5,6), Hymavathy Balasubramanian (1,2,3,4), Kai Lun Teh (1,2,3,4), Tatiana Lupashina (1,2,3,4), Daniela Vallentin (5,6), Jens Kremkow (1,2,3,4)*

Institute: (1) Neurowissenschaftliches Forschungszentrum, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Campus Charité Mitte, Charitéplatz 1, 10117 Berlin, (2) Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, Berlin, (3) Institut für Theoretische Biologie, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (4) Einstein Center for Neurosciences Berlin, Berlin, (5) Max-Planck-Institut für Ornithologie (seit 01.01.2023: Max-Planck-Institut für biologische Intelligenz), Eberhard-Gwinner Straße, 82319 Seewiesen, (6) Max-Planck-Institut für biologische Intelligenz, Eberhard-Gwinner Straße, 82319 Seewiesen

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 5218

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5590

Versuchsbeschreibung: Laut Angaben der Autoren werden die Haltung und alle durchgeführten Eingriffe vom Landesamt für Gesundheit und Soziales am 23. September 2008 unter der Nummer #ZH 156 genehmigt. Die Versuche finden am Leibniz-Institut für Zoo- und Wildtierforschung (IZW) in Berlin statt.

Das IZW hält und züchtet seit 2008 Nacktmulle, die ersten Tiere wurden 2008 vom ABQ BioPark Zoo (Albuquerque, USA) gekauft. Zusätzlich zur eigenen Etablierung von 9 zusätzlichen Kolonien, wurde jeweils eine Kolonie vom Osnabrücker Zoo und vom Tierpark Schönbrunn (Wien, Österreich) gekauft.

Über einen Zeitraum von bis zu 7 Jahren (September 2008 bis Dezember 2015) werden 14 Kolonien beobachtet. Im Schnitt leben in jeder Kolonie 31 Tiere. Die Tiere, die sich in der Natur große unterirdische Bausysteme graben, werden in klimatisierten Boxen gehalten, in denen 5 bis 8 Plexiglasboxen, die mit Röhren miteinander verbunden sind, den Bau simulieren sollen. Die Kolonien werden täglich mehrfach kontrolliert. Dadurch werden neugeborene Würfe nach spätestens 12 Stunden entdeckt.

Während der Beobachtung der 14 Kolonien werden von 16 Königinnen in 79 Würfen insgesamt 869 Welpen zur Welt gebracht. Innerhalb von 12 Stunden nach der Geburt werden die Tiere markiert, indem ihnen Zehen an Vorder- und Hinterpfoten mit einer Zange abgeschnitten werden. Bei jedem Nacktmullwelpen werden unterschiedliche Zehen abgetrennt, so dass sie durch dieses Muster von fehlenden Zehen identifiziert werden können. Üblicherweise erfolgt das Abschneiden der Zehen ohne Betäubung. Während dieses Eingriffs werden Gewebeproben für die Untersuchung des Erbguts entnommen; vermutlich handelt es sich dabei um die abgetrennten Zehen.

Vom Tag der Geburt bis zu ihrem 80. Lebenstag werden die Welpen täglich aus dem Nest entnommen und gewogen. Da Nacktmulle empfindlich auf Störungen des Nests reagieren und als Reaktion darauf das Nest innerhalb des Baus verlegen, wird jede Verlegung des Nests als Indikator für Stress protokolliert.

Es wird beobachtet, wie viele Jungtiere sterben. 43 % der Welpen (378 Welpen) sterben innerhalb ihrer ersten 10 Lebenstage. Weitere 55 Jungtiere sterben innerhalb der ersten zwei Lebensmonate. Bei 11 Würfen überlebt nicht ein einziger Welpe. Es wird untersucht welche Faktoren die Überlebenswahrscheinlichkeit der Welpen beeinflussen. Beispielsweise wird das Gewicht der Jungtiere bei der Geburt, das Gewicht der Mutter, die Größe der Kolonie und der durch Nestverlegung beobachtete Stress berücksichtigt. Es wird auch beobachtet, dass Koloniemitglieder Jungtiere töten und fressen. Ob dieses Verhalten durch die Bedingungen in der Gefangenschaft verursacht wird oder auch in der Natur vorkommt, ist nicht bekannt.

Im Alter von 3 Monaten wird den noch lebenden Jungtieren ein Transponder (7 x 1 mm) unter die Haut implantiert, über den die Tiere identifiziert werden können. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in anderen Versuchen verwendet, für die Zucht eingesetzt oder zur Gewebegewinnung getötet.

Die Arbeiten wurden durch das Leibniz-Institut für Zoo- und Wildtierforschung, die Leibniz-Gemeinschaft und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Versuchstierkunde, Versuchstierzucht, Zoologie, Reproduktionsforschung

Originaltitel: Pup recruitment in a eusocial mammal - which factors influence early pup survival in naked mole-rats?

Autoren: Michaela Wetzel (1)*, Alexandre Courtiol (1), Heribert Hofer (1,2), Susanne Holtze (1) and Thomas B. Hildebrandt (1,2)

Institute: (1) Leibniz-Institut für Zoo- und Wildtierforschung, Alfred-Kowalke-Str. 17, 10315 Berlin, (2) Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Berlin

Zeitschrift: Animals 2023; 13(4): 630

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5589