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Versuchsbeschreibung: Die männlichen Wachteln stammen von einem lokalen Züchter in Österreich. Für mindestens 10 Wochen werden sie ohne physischen, aber mit akustischem Kontakt zu den männlichen Artgenossen einzeln in 1,1 x 1,1 x 1,0 m großen Käfigen gehalten. 14 Tiere werden einzeln für 30 Minuten in einem neutralen Käfig jeweils mit einem ihrer Artgenossen konfrontiert. Das Verhalten wird beobachtet und auf Attacken (auf Hals, Kopf und Körper), Kämpfe, Verfolgungsjagden, Fluchtversuche und Lautäußerungen geachtet. Die in dieser Konfrontation jeweils aggressivere Wachtel wird unmittelbar nach dem Kampf durch Köpfen getötet und das Gehirn für feingewebliche Untersuchungen entnommen. 7 Tiere einer Kontrollgruppe werden für 5 Minuten vom Experimentator angefasst, für 30 Minuten zurück in ihren Käfig gesetzt und anschließend auch durch Köpfen getötet um ihre Gehirne zu untersuchen. Was mit den weniger aggressiven Wachteln geschieht, wird nicht erwähnt. Vor dem Töten werden Körpergewicht und Größe der Kloakendrüse gemessen.

Bereich: Verhaltensforschung, Tierphysiologie, Hirnforschung

Originaltitel: Neural activation following offensive aggression in Japanese quail

Autoren: Cornelia Voigt, Katharina Hirschenhauser, Stefan Leitner*

Institute: Max-Planck-Institut für Ornithologie, Abteilung Verhaltensneurobiologie, Eberhard-Gwinner-Straße, 82319 Seewiesen

Zeitschrift: Biology Open 2018; 7: bio038026

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5113

Versuchsbeschreibung: Die Genehmigung der Versuche erfolgt durch die zuständige Regierungsbehörde LAVES in Niedersachsen (Az 33.9-42502-04-11/0647, Az 33.19-42502-04-16/2339). Zwei zweijährige Eulen stammen von der Universität Oldenburg, eine 24-jährige von der Technischen Universität München. Während der experimentellen Phase bekommen die Tiere nur so viel zu essen, dass sie etwa 15 % unter ihrem Normalgewicht wiegen. Die Versuche werden in einer schalldämpfenden, echoreduzierten Kammer mit den Außenmaßen 2,8 x 2,7 x 2,5 m durchgeführt, in deren Mitte sich ein Sockel mit zwei Sitzstangen (Warte- und Zielstange) befindet. An einer Wand ist in 1,2 m Höhe ein Ring von 1,8 m Durchmesser montiert, an dem sich in einem Halbkreis auf Höhe des Eulenkopfes 30 Lautsprecher befinden. Mittels Infrarot-Lichtschranken, die sich an den Sitzstangen befinden, kann die Bewegung der Tiere gemessen werden. Vor der Zielstange gibt es einen Futterautomaten, der bis zu 24 x erwünschtes Verhalten „belohnt“.

Die Eulen bekommen Rauschsignale mit verschiedenen Frequenzen vorgespielt. Diese haben eine Lautstärke von 40 dB, was für das sehr gute Gehör der Eulen bereits extrem laut ist. Kommen diese Tonsignale von demselben Lautsprecher oder denselben zwei benachbarten Lautsprechern, so dienen sie als „Wartesignal“, bei dem die Tiere die Wartestange nicht verlassen sollen. Ändert sich die Richtung, aus der die Signale kommen, müssen die Tiere innerhalb einer bestimmten Zeit von der Warte- auf die Zielstange wechseln, um über den Futterautomaten etwas Futter (Eintagsküken) zu bekommen. Das nächste Signal gibt es erst, wenn die Eule sich wieder auf der Wartestange befindet. Jede Sitzung besteht aus 42 Versuchen, aufgeteilt in mehreren Blöcken. Über den Verbleib der Tiere nach den Messungen gibt es keine Erwähnung.

Bereich: Hörforschung, Tierphysiologie

Originaltitel: The barn owls’ minimum audible angle

Autoren: Bianca Krumm (1,2), Georg M. Klump (1), Christine Köppl (2), Ulrike Langemann (1)*

Institute: (1) Exzellenzcluster „Hearing4all“, Abteilung Zoophysiologie & Verhalten, Fakultät VI – Medizin und Gesundheitswissenschaften, Department für Neurowissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Carl-von-Ossietzky-Str. 9-11, 26129 Oldenburg, (2) Exzellenzcluster „Hearing4all“, Abteilung Cochlea- und Hirnstammphysiologie, Fakultät VI – Medizin und Gesundheitswissenschaften, Department für Neurowissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Oldenburg

Zeitschrift: PLoS ONE 2019; 14(8): e0220652

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5112

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom LAVES in Oldenburg (33.9-42502-04-13/1182). Die 1,5 – 5 Jahre alten Eulen stammen von der Zuchtkolonie der Carl von Ossietzky Universität Oldenburg. Durch eine Spritze in den Muskel werden die Tiere in leichte(!) Narkose versetzt und in eine doppelwandige, schallgedämpfte Kammer gebracht. Über Nadelelektroden in Flügel- und Beinmuskulatur wird die Herzfunktion überwacht. Der Schnabel wird in einer handgefertigten Vorrichtung eingespannt, um den Kopf in einer bestimmten Position zu fixieren. Auf einer Schädelseite wird im Bereich des Mittelohrs ein Hautschnitt gemacht und zur Entlüftung eine Kanüle reingestochen.

Die Eulen werden über Schaumstoff-Ohrstöpsel in den Ohren an ein Mikrofon-Lautsprechersystem angeschlossen, mit dem über 35 Minuten spontan ausgesendete Ohrlaute gemessen werden. Außerdem werden über das Mikrofon verschieden laute Töne mit unterschiedlichen Frequenzen abgespielt und geschaut, ob und wie die spontanen Ohrlaute unterdrückt werden. Diese Töne haben teilweise eine Lautstärke von über 80 dB, was vergleichbar ist mit dem Krach einer Hauptverkehrsstraße. Am Ende der Messungen wird die Kanüle aus dem Kopf entfernt und der Hautschnitt vernäht. Die Tiere bekommen ein Schmerzmittel gespritzt und dürfen aus der Narkose erwachen. Es wird nicht erwähnt, was weiter mit den Eulen geschieht.

Die Arbeit wurde durch das EU-Programm Horizon 2020 unterstützt.

Bereich: Hörforschung, Tierphysiologie

Originaltitel: Suppression tuning of spontaneous otoacoustic emissions in the barn owl (Tyto alba)

Autoren: Sina Engler (1,2)*, Christine Köppl (3), Geoffrey A. Manley (3), Emile de Kleine (1,2), Pim van Dijk (1,2)

Institute: (1)* University of Groningen, University Medical Center Groningen, Department of Otorhinolaryngology/Head and Neck Surgery, Hanzeplein 1, 9713 GZ Groningen, Niederlande, (2) Graduate School of Medical Sciences, Research School of Behavioural and Cognitive Neurosciences, University of Groningen, Niederlande, (3) Exzellenzcluster “Hearing4all” und Forschungszentrum Neurosensorik, Department für Neurowissenschaften, Fakultät VI – Medizin und Gesundheitswissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, 26129, Oldenburg

Zeitschrift: Hearing Research 2020; 385: 107835

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5111

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche von der Landesforschungsanstalt für Landwirtschaft und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern (Nr. 7221.3-1-060/17). Die Enten stammen von Czarkowski GbR in Storkow.

Im Alter von 10 Tagen werden insgesamt 6 Gruppen zu je 10 Enten gebildet (4 Gruppen mit Moschusenten und 2 mit Pekingenten). Die Tiere werden entweder über die Kloake oder eine Spritze in den Muskel mit einem hochpathogenen (= hohe Wahrscheinlichkeit, dass das Virus die Tiere krankmacht) Vogelgrippevirus infiziert. Bei den Moschusenten wird zusätzlich noch ein anderer Virusstamm, ebenfalls hochpathogen, getestet. In den folgenden 10 Tagen wird beobachtet, welche Krankheitssymptome die Tiere entwickeln. Außerdem erfolgt zu Beginn der Versuche eine Blutentnahme über eine Flügelvene. Und es werden während des Versuchs an verschiedenen Tagen Kloaken- und Rachenabstriche genommen. Die Enten leiden in unterschiedlicher Ausprägung an Abgeschlagenheit, Durchfall und Bewegungsstörungen (Kreis- oder Rollbewegungen, Koordinationsstörungen, Krämpfe, Schiefhals). Je nach Gruppe ist die Sterberate bis zu 100%. Insgesamt sterben 18 Moschus- und 10 Pekingenten innerhalb weniger Tage nach der Infektion oder sie werden aufgrund starker Probleme getötet. Alle Tiere, die 10 Tage nach der Infektion noch leben, werden mit einer Überdosis Narkosemittel ebenfalls getötet.

Gefördert wurde die Studie von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und DELTA-FLU.

Bereich: Vogelgrippe-Forschung, Virologie, Tierseuchenforschung

Originaltitel: Virulence of three European highly pathogenic H7N1 and H7N7 avian influenza viruses in Pekin and Muscovy ducks

Autoren: David Scheibner, Claudia Blaurock, Thomas C. Mettenleiter, Elsayed M. Abdelwhab*

Institute: Institut für molekulare Virologie und Zellbiologie, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, Greifswald

Zeitschrift: BMC Veterinary Research 2019; 15: 142

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5110

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Landesforschungsanstalt für Landwirtschaft und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern genehmigt. Die Hühner stammen von der VALO BioMedia GmbH, die Enten und Truthähne von lokalen Züchtern.

Für die Versuchsreihen werden drei verschiedene Vogelgrippevirus-Stämme eingesetzt: Virus 1 (mit hoher Wahrscheinlichkeit eine Krankheit auslösend), Virus 2 (mit niedriger Wahrscheinlichkeit eine Krankheit auslösend) und Virus 3 (Unterform des Virus 2). Hergestellt werden die Viren u.a. durch die Passage in Hühnerembryonen. Dabei werden Viren in die bebrüteten Hühnereier gespritzt, wo sie sich vermehren, die Viren werden gewonnen und in weitere Eier injiziert usw.

Im Alter von 6 – 8 Wochen werden Hühner, Truthähne und Enten in verschiedene Gruppen aufgeteilt. Je 6 – 10 Tiere werden mit einem der drei Erreger über die Nase oder Kloake infiziert. Einen Tag später werden je 4 - 5 gesunde Tiere zu den Gruppen dazugesetzt, um die Ansteckung von Tier zu Tier zu simulieren. Anschließend werden die Vögel für 10 Tage beobachtet und anhand ihrer sichtbaren Krankheitssymptome in vier Kategorien eingeteilt. Die Tiere zeigen in unterschiedlicher, zum Teil starker Ausprägung Durchfall, Bewegungsstörungen wie Schiefhals und Lähmungen, Atemprobleme, Blutungen, Blutarmut, Federverlust uvm. In drei weiteren Gruppen werden je 10 - 15 Hühner, Truthähne und Enten mit den jeweiligen Virusstämmen über eine Spritze in die Vene infiziert. Auch diese Tiere werden danach 10 Tage beobachtet und die Symptome in Kategorien eingeteilt.

Am Tag 4 nach der Infektion werden zum Virusnachweis von allen Tieren Abstriche von Rachen und Kloake genommen. Extrem viele Hühner sterben innerhalb von wenigen Tagen nach der Virusinfektion über den Rachen, der Kloake oder die Vene. Auch von den Truthähnen werden viele Tiere wegen starker neurologischer Symptome getötet oder sterben innerhalb weniger Tage. Am Ende des Beobachtungszeitraums werden die überlebenden Tiere für weitere Untersuchung mit einer Überdosis Narkosemittel getötet.

Die Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und DELTA-FLU gefördert.

Bereich: Vogelgrippe-Forschung, Virologie, Tierseuchenforschung

Originaltitel: Variable impact of the hemagglutinin polybasic cleavage site on virulence and pathogenesis of avian influenza H7N7 virus in chickens, turkeys and ducks

Autoren: David Scheibner (1), Reiner Ulrich (2), Olanrewaju I. Fatola (2), Annika Graaf (3), Marcel Gischke (1), Ahmed H. Salaheldin (1), Timm C. Harder (3), Jutta Veits (1), Thomas C. Mettenleiter (1), Elsayed M. Abdelwhab (1)*

Institute: (1) Institut für molekulare Virologie und Zellbiologie, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, Greifswald, (2) Abteilung für experimentelle Tierhaltung und Biosicherheit, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald-Insel Riems, (3) Institut für Virusdiagnostik, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald-Insel Riems

Zeitschrift: Scientific Reports 2019; 9(1): 11556

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5109

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe und einem Ethikkomitee in Russland genehmigt. 50 Ratten stammen aus der hauseigenen Zucht des Zentralinstituts für Seelische Gesundheit (CIMH), 10 Ratten von der Zuchtfarm Rapolova, Russland, und 62 Ratten von Charles River, Sulzfeld. Die Tiere werden einzeln gehalten. Versuchsreihen 1 und 3 werden offensichtlich am CIMH und Nr. 2 in Russland durchgeführt.

1. Langzeitalkoholsucht. Im Käfig der Ratten werden 4 Trinkflaschen angebracht: Wasser, 5, 10 und 20% Alkohol. Die Tiere haben die freie Wahl. Nach 8 Wochen werden die Alkoholflaschen für 2 Wochen entfernt Dies wird in der Folge unregelmäßig wiederholt. Der Wechsel zwischen Angebot und Entzug treibt die Tiere innerhalb etwa eines Jahres in die Alkoholsucht. Nun wird drei Gruppen von Ratten ein bekanntes suchtunterdrückendes Medikament, ein neues Mittel oder eine wirkungslose Substanz 5 Mal hintereinander alle 12 Stunden in die Bauchhöhle injiziert. Es wird beobachtet, ob die Ratten jetzt weniger Alkohol trinken, wenn dieser nach einem Entzug wieder zur Verfügung gestellt wird.

2. Auslösereiz-Alkoholsucht: Die Ratten können in ihrem Käfig zwischen Wasser und 10%iger Alkohollösung wählen. Nach 7 Wochen werden die Tiere täglich für eine Stunde in eine Verhaltensbox gesetzt, wo sie sich den Alkohol selbst zuführen können. In einer Seitenwand sind zwei Löcher. Steckt die Ratte ihre Nase in das eine Loch, erhält sie über eine Ausgabe etwas Alkohol und es leuchtet eine Lampe auf. In dem anderen Loch gibt es nichts. Nach einigen Wochen erfolgt eine 8-tägige Entzugsphase, in der es in beiden Löchern keinen Alkohol gibt. Dann erhalten Gruppen von Ratten die oben beschriebenen Substanzen appliziert und werden wieder in die Box gesetzt. Steckt die Ratte ihre Nase jetzt weniger häufig in das Alkohol-Loch, wird das als Wirksamkeit des applizierten Mittels gewertet.

3. Auslösereiz-Kokainsucht: In Narkose wird den Ratten ein Katheter in eine Halsvene gelegt, der bis ins Herz reicht. Der Schlauch wird vom Hals auf den Rücken geführt und fixiert. Dort kann er an eine Pumpe angeschlossen werden, die Kokain direkt ins Blut des Tieres abgibt. Die Tiere werden täglich für 2,5 Stunden in eine Verhaltensbox mit zwei Löchern in der Wand gesetzt. Aufleuchten eines blauen Lichts signalisiert das Vorhandensein von Kokain. Steckt die Ratte ihre Nase in eines der Löcher, erhält sie Kokain und es leuchtet eine weiße Lampe auf. Verfügbarkeit und Entzug von Kokain werden innerhalb einer täglichen Session abgewechselt. Nach 50 Sessions wird getestet, inwieweit die Tiere süchtig geworden sind. Wie oft steckt die Ratte ihre Nase in das Kokain-Loch, obwohl keine blaue Lampe die Verfügbarkeit signalisiert? Weiter wird die Kokain-Administration mit einem Elektroschock über das Bodengitter bestraft. Steckt die Ratte dennoch ihre Nase in das Kokain-Loch, d.h. die Sucht ist stärker als der Schmerz? Nun werden Gruppen von Ratten die Substanzen injiziert und es wird beobachtet, ob sich das Suchtverhalten geändert hat. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde unterstützt durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das Ministerium für Bildung in Brazil, Brasilien.

Bereich: Suchtforschung, Psychopharmakologie

Originaltitel: Efficacy and side effects of baclofen and the novel GABAB receptor positive allosteric modulator CMPPE in animal models for alcohol and cocaine addiction

Autoren: Valentina Vengeliene (1)*, Tariane T. Takahashi (1), Olga A. Dravolina (2), Irina Belozertseva (2), Edwin Zvartau (2), Anton Y. Bespalov (2,3), Rainer Spanagel (1)

Institute: (1) Institut für Psychopharmakologie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit (CIMH), Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, J5, 68159 Mannheim, (2) Valdman Institute of Pharmacology, Pavlov First State Medical University, St. Petersburg, Russland, (3) Exciva, Heidelberg

Zeitschrift: Psychopharmacology 2018; 235(7): 1955-1965

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5108

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Bezirksregierung Düsseldorf genehmigt. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Harlan-Netherlands, Rossdorf. Die männlichen Mäuse der Zuchtlinie C57BL6/j werden während des ganzen Experiments einzeln gehalten. Die Tiere werden in drei Gruppen eingeteilt: eine erhält normales Futter (3518/kcal/kg, 20% Proteinanteil), eine Gruppe bekommt Futter mit geringem Energiegehalt (1313 kcal/kg, 20% Protein) und die dritte Gruppe Futter mit vermindertem Energie- und Proteingehalt (1313 kcal/kg, 8% Proteinanteil).

Diese Ernährung erfolgt über einen Zeitraum von 7, 14 oder 30 Tagen. Mäuse, in der 30-Tage-Gruppe verlieren 20% ihres Gewichts, sie sind weniger aktiv und ihr Kot wird blass mit Blutbeimengungen. Nach 7, 14 oder 30 Tagen werden jeweils einige Mäuse aus jeder Gruppe einer Operation unterzogen, um einen künstlichen Schlaganfall zu simulieren. Dabei wird unter Narkose der Hals aufgeschnitten, die linke Halsarterie wird abgeklemmt. Durch einen kleinen Schnitt in der Halsarterie wird ein Nylonfaden gefädelt und bis ins Gehirn vorgeschoben, wo er eine Hirnarterie verstopft, sodass der Gewebebereich dahinter nicht mehr durchblutet wird. Mit einem Laser-Doppler-Gerät, das auf dem Kopf aufgesetzt wird, wird überprüft, ob das Blutgefäß tatsächlich verschlossen ist. Nach 30 Minuten wird der Faden wieder herausgezogen, sodass das Hirngewebe wieder durchblutet wird. Die Wunden werden chirurgisch verschlossen.

Die Tiere erwachen aus der Narkose. 24 Stunden nach der Operation werden die neurologischen Ausfallserscheinungen wie die Körperhaltung beurteilt. Für Details wird auf eine Arbeit aus dem Jahr 1997 verwiesen. Anschließend wird durch einen Stich ins Herz eine Blutprobe genommen – nicht erwähnt, aber vermutlich in Narkose. Dann werden die Mäuse getötet, indem Formalin in die Blutbahn injiziert wird, bis alles Blut ausgetauscht ist. Die Gehirne werden in Scheiben geschnitten und untersucht.

Die Arbeit wurde unterstützt durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) und dem Brazilian Council for Scientific and Technological Development.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Neuroprotection induced by energy and protein-energy undernutrition is phase-dependent after focal cerebral ischemia in mice

Autoren: Tayana Silva de Carvalho, Eduardo H. Sanchez-Mendoza, Luiza M. Nascentes Melo, Adriana R. Schulz Moreira, Maryam Sardari, Egor Dzyubenko, Christoph Kleinschmitz, Dirk M. Hermann*

Institute: Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Essen, Hufelandstr. 55, 45122 Essen

Zeitschrift: Translational Stroke Research 2020; 11: 135-146

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5107

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Bezirksregierung in Nordrhein-Westfalen genehmigt. Die männlichen Mäuse der Zuchtlinie C57BL6/j stammen aus der Versuchstierzucht Harlan, Horst, Niederlande. Sie werden in Gruppen gehalten.

Bei den Tieren wird ein Schlaganfall simuliert: Dazu wird unter Narkose der Hals aufgeschnitten, die linke Halsarterie wird abgeklemmt. Durch einen kleinen Schnitt in der Halsarterie wird ein Nylonfaden gefädelt und bis ins Gehirn vorgeschoben, wo er eine Hirnarterie verstopft, sodass der Gewebebereich dahinter nicht mehr durchblutet wird. Mit einem Laser-Doppler-Gerät, das auf dem Kopf aufgesetzt wird, wird überprüft, ob das Blutgefäß tatsächlich verschlossen ist. Nach 20 Minuten wird der Faden wieder herausgezogen, so dass das Hirngewebe wieder durchblutet wird. Die Wunden werden chirurgisch verschlossen und die Tiere erhalten in den folgenden drei Tagen Schmerzmittel.

24 Stunden nach der Operation werden die Mäuse in 3 Gruppen eingeteilt. Zwei Gruppen erhalten Bakterienbestandteile (LPS) in unterschiedlichen Dosierungen in die Bauchhöhle injiziert, eine Gruppe bekommt eine wirkungslose Kochsalzlösung. LPS erzeugt Entzündungsreaktionen des Körpers, es kommt zu einer Blutvergiftung. (Sepsis). In den folgenden drei Tagen werden regelmäßig Körpertemperatur (hierzu wird ein Thermometer in den After gesteckt) und Körpergewicht gemessen sowie die neurologischen Ausfallserscheinungen beurteilt. Für Details zu letzterem wird auf eine Arbeit aus dem Jahr 1997 verwiesen. Eine weitere Gruppe Mäuse wird scheinoperiert, d.h., es wird der Hals aufgeschnitten, aber es wird kein Faden eingefädelt. Drei Tage nach der Operation bzw. der LPS-Injektion werden die Mäuse getötet, indem Formalin in die Blutbahn eingeleitet wird (vermutlich unter Narkose). Die Gehirne werden in Scheiben geschnitten, um die entstandenen Gewebeschäden zu untersuchen.

In einem weiteren Experiment wird die Reihenfolge geändert, d.h. es wird erst LPS injiziert und 24 Stunden später ein Schlaganfall künstlich ausgelöst. Auch diese Tiere werden abschließend getötet.

Die Arbeit wurde unterstützt durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Dose-dependent microglial and astrocytic responses associated with post-ischemic neuroprotection after lipopolysaccharide-induced sepsis like state in mice

Autoren: Maryam Sardari, Egor Dzyubenko, Ben Schmermund, Dongpei Yin, Yachao Qi, Christoph Kleinschmitz, Dirk M. Hermann*

Institute: Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Essen, Hufelandstr. 55, 45122 Essen

Zeitschrift: Frontiers in Cellular Neuroscience 2020; 14: 26. Doi: 10.3389/fncel.2020.00026

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5106

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Bezirksregierung Düsseldorf genehmigt. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Harlan-Netherlands, Rossdorf. Die männlichen Mäuse der Zuchtlinie C57BL6/j werden während des ganzen Experiments einzeln gehalten. Die Tiere werden in zwei Gruppen eingeteilt: eine erhält normales Futter mit 20% Proteinanteil und eine Gruppe Futter mit nur 8% Proteinanteil. Nach 7, 14 und 30 Tagen werden jeweils 6 Mäuse aus jeder Gruppe einer Operation unterzogen. Dabei wird unter Narkose der Hals aufgeschnitten, die linke Halsarterie wird abgeklemmt. Durch einen kleinen Schnitt in der Halsarterie wird ein Nylonfaden gefädelt und bis ins Gehirn vorgeschoben, wo er eine Hirnarterie verstopft, sodass der Gewebebereich dahinter nicht mehr durchblutet wird. Auf diese Weise wird ein Schlaganfall simuliert. Mit einem Laser-Doppler-Gerät, das auf dem Kopf aufgesetzt wird, wird überprüft, ob das Blutgefäß tatsächlich verschlossen ist. Nach 30 Minuten wird der Faden wieder herausgezogen und die Wunden werden chirurgisch verschlossen.

Die Tiere erwachen aus der Narkose. 24 Stunden nach der Operation werden die neurologischen Ausfallserscheinungen z.B. anhand der Körperhaltung beurteilt. Es werden keine näheren Angaben dazu gemacht und auf eine ältere Arbeit verwiesen, in der sich aber auch keine Angaben finden. Anschließend wird durch einen Stich ins Herz eine Blutprobe genommen – nicht erwähnt, aber vermutlich in Narkose. Anschließend werden die Mäuse getötet, indem Formalin in die Blutbahn injiziert wird, bis alles Blut ausgetauscht ist. Die Gehirne werden in Scheiben geschnitten und untersucht.

Die Arbeit wurde unterstützt durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) und dem Brazilian Council for Scientific and Technological Development.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Moderate protein restriction protects against focal cerebral ischemia in mice by mechanisms involving anti-inflammatory and anti-oxidant responses

Autoren: Tayana Silva de Carvalho, Eduardo H. Sanchez-Mendoza, Luiza M. Nascentes, Adriana R. Schulz Moreira, Maryam Sardari, Egor Dzyubenko, Christoph Kleinschmitz, Dirk M. Hermann*

Institute: Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Essen, Hufelandstr. 55, 45122 Essen

Zeitschrift: Molecular Neurobiology 2019; 56: 8477-8488

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5105

Versuchsbeschreibung: Bei der vorliegenden Publikation handelt es sich um einen Übersichtsartikel, der die experimentelle Verwendung und die Anwendungsgebiete der sogenannten Rückenhautkammer beschreibt. Rückenhautkammern werden seit langem in Tierversuchen verwendet, um in erster Linie Veränderungen in der Blutgefäßbildung (Vaskularisierung) über Tage oder Wochen hinweg im lebenden Tier zu beobachten. Weitere Anwendungsgebiete sind z.B. Entzündungsforschung, Biomaterial-Forschung, Dermatologie oder auch die Untersuchung von Wundheilungsprozessen.

Die Rückenhautkammer wird in erster Linie eingesetzt bei Mäusen, Ratten und Hamstern. Auch gentechnisch veränderte Tiere werden häufig für die Versuche eingesetzt, z.B. Mäuse mit geschwächtem Immunsystem. Das Tier wird betäubt und die Kammer chirurgisch implantiert. Dabei wird die Rückenhaut gespannt und wie bei einem Sandwich zwischen 2 Metallrahmen fixiert, die anschließend fest zusammengeschraubt werden - hierzu werden Löcher in die Haut des Tieres gebohrt. In der Mitte der Metallrahmen befindet sich ein rundes Beobachtungsfenster. Dadurch kann man die Blutgefäße des Tieres durch die extrem gespannte Haut am lebenden und wachen Tier beobachten und mikroskopieren. Im Bereich des Beobachtungfensters werden dem Tier Haut- und Muskelschichten herausgeschnitten (ca. 15 mm Durchmesser) und das Gewebe mit einem Glasplättchen abgedeckt, damit das Gewebe nicht austrocknet.

Ein geübter Experimentator brauche max. 30 min. für die Anbringung der Kammer, schreiben die Autoren. Es gibt verschiedenste Rückenhautkammer-Modelle, die hier beschriebenen wiegen ca. 2 Gramm für Mäuse und ca. 4 Gramm für Ratten und Hamster. Es wird empfohlen, für die Rückenhautkammer-Anbringung Mäuse mit einem Körpergewicht von 22-25 Gramm einzusetzen, bei Hamstern 60-80 Gramm und bei Ratten 150-200 Gramm. Bei Mäusen wiegt die Kammer also etwa ein Zehntel des Körpergewichtes. Die Kammer für Mäuse ist etwa 40 mm breit und 20 mm hoch. Vergleichbar würde ein 70 kg schwerer und 170 cm großer Mensch ein 7 kg schweres und 70x35 cm (entspricht etwa einem Standardkopfkissen) großes Metallkonstrukt tage- oder wochenlang ununterbrochen auf dem Rücken tragen.

Die Tiere sollten sich 48 Stunden nach dem operativen Eingriff „erholen“, erst danach sollten die eigentlichen Versuche starten. Bei der Erforschung von Biomaterialien, z.B. für die Implantologie, und zur Analyse der Abstoßungsreaktion des umliegenden Gewebes wird die Material-Probe in die Kammer eingebracht. Ggf. kann ein Silikon-Pad zur zusätzlichen Fixierung in die Kammer integriert werden. Auch implantierte Tumore können in der Kammer beobachtet und untersucht werden, hierfür werden auch Kaninchen eingesetzt. Nach Anbringung der Kammer wird das darin befindliche Gewebe, je nach Versuchsaufbau, über mehrere Tage oder Wochen hinweg mikroskopisch untersucht. Die ganze Zeit über lebt das Tier mit der Kammer auf dem Rücken und ist bei vollem Bewusstsein. Für die mikroskopischen Analysen, die meist im Abstand von wenigen Tagen erfolgen, wird dem Tier i.d.R. eine fluoreszierende Substanz injiziert, meist durch Spritzen in die Schwanzvene oder in das Venengeflecht hinter dem Auge. Hierfür wird das Tier betäubt. Nach Ende der Versuche werden die Tiere fast immer getötet und das Gewebe in der Kammer weiteren Analysen unterzogen.

Bereich: Biomaterialforschung, Gefäßforschung, Entzündungsforschung

Originaltitel: The dorsal skinfold chamber: window into the dynamic interaction of biomaterials with their surrounding host tissue

Autoren: MW Laschke (1,2)*, B Vollmar (1,3), MD Menger (1,2)

Institute: (1)* Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar, (2) Collaborative Research Center AO Foundation, Universität des Saarlandes, Homburg/Saar, (3) Institut für Experimentelle Chirurgie, Universität Rostock, Rostock

Zeitschrift: European Cells and Materials 2011; 22: 147-64

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5104