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Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer V3-2347–35-2011 durch eine nicht genannte Behörde (vermutlich in Brandenburg) genehmigt und in der Feldforschungsstation des Leibniz-Instituts für Zoo- und Wildtierforschung (IZW) in Niederfinow (Choriner Straße 20, 16248 Niederfonow) durchgeführt. Fünf männliche Meerschweinchen werden mit jeweils zwei weiblichen Meerschweinchen verpaart. Im Anschluss werden die männlichen Meerschweinchen für eine Dauer von 62 Tagen auf Wärmeplatten gehalten, was zu einer Erhöhung der normalen Umgebungstemperatur um 10 Grad auf 30°C führt. Nach dieser Zeitspanne werden die Männchen wiederum mit denselben Weibchen verpaart wie zuvor. Die männlichen Nachkommen aus den Verpaarungen vor der Temperaturerhöhung (16 Söhne) und den Verpaarungen nach der Temperaturerhöhung (18 Söhne) werden am 7. Tag nach ihrer Geburt auf nicht beschriebene Weise getötet, um die Lebern und Hoden zu entnehmen und in Hinsicht auf Veränderungen in der Modifikation des Erbguts zu untersuchen. Das Schicksal der Elterntiere und der weiblichen Nachkommen ist nicht bekannt.

Die Arbeiten wurden durch die Leibniz Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Genetik, Umweltforschung

Originaltitel: Tissue?specific epigenetic inheritance after paternal heat exposure in male wild guinea pigs

Autoren: Alexandra Weyrich (1), Selma Yasar (1,2), Dorina Lenz (1), Jörns Fickel (1,2)

Institute: (1) Leibniz-Institut für Zoo- und Wildtierforschung (IZW), Alfred?Kowalke?Str. 17, 10315 Berlin, (2) Institut für Biochemie und Biologie (IBB), Universität Potsdam, Karl?Liebknecht?Str. 24? 25, 14476 Potsdam

Zeitschrift: Mammalian Genome 2020; 31: 157-169

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5330

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Die männlichen etwa 15 Wochen alten Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld). Die Tiere werden in zwei Gruppen aufgeteilt, welche zwei unterschiedliche radioaktiv markierte Substanzen erhalten. Dazu werden die Ratten in Boxen gesetzt, in die das gasförmige Narkosemittel Isofluran eingeleitet wird. Den so in Narkose versetzten Tieren wird ein Schlauch in eine Schwanzvene eingeführt, durch den die radioaktiv markierten Substanzen verabreicht werden. Die narkotisierten Tiere werden in ein bildgebendes Gerät (Positronen-Emissions-Tomographie (PET) und Magnetresonanztomographie (MRI)) gelegt. Während der 80 Minuten langen Untersuchung wird den noch immer narkotisierten Tieren kontinuierlich die jeweilige Testsubstanz über die Schwanzvene verabreicht. Während des Versuchs sterben zwei Ratten, das Schicksal der anderen Tiere ist nicht bekannt.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Werner Siemens-Stiftung und das National Institute of Health (NIH, USA) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Striatal and prefrontal D2R and SERT distributions contrastingly correlate with default-mode connectivity

Autoren: Tudor M. Ionescu (1), Mario Amend (1), Rakibul Hafiz (2), Bharat B. Biswal (2), Andreas Maurer (1), Bernd J. Pichler (1), Hans F. Wehrl (1), Kristina Herfert (1)*

Institute: (1) Werner Siemens Imaging Center, Abteilung für Präklinische Bildgebung und Radiopharmazie, Eberhard Karls Universität Tübingen, Röntgenweg 13 72076 Tübingen, (2) Department of Biomedical Engineering, New Jersey Institute of Technology, University Heights, Newark, USA

Zeitschrift: NeuroImage 2021; 243: 118501

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5329

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer FR/1005 genehmigt und am Institut für Pharmakologie und Klinische Pharmazie der Goethe-Universität Frankfurt durchgeführt. Die 5 Wochen alten männlichen Ratten der Zuchtlinie Wistar stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Geneste St. Isle, Frankreich). Die Ratten werden in 3 Gruppen eingeteilt. Ein Teil der Tiere erhält den Wirkstoff Streptozotocin, von welchem bekannt ist, dass er bei der Injektion in die Blutbahn durch Zerstörung der Insulin-bildenden Zellen in der Bauchspeicheldrüse Diabetes verursacht, hier aber dazu dienen soll, bei Ratten Alzheimer-ähnliche Symptome hervorzurufen. Einer der Gruppen wird zweimal eine hohe Dosis von Streptozoticin gespritzt, die zweite Gruppe erhält einmal eine niedrige Dosis Stretozotocin, die dritte Gruppe dient als Kontrolle und erhält statt dem Wirkstoff eine Kochsalzlösung. Das Spritzen der Substanz erfolgt unter Narkose direkt in mit Hirnwasser gefüllte Hohlräume im Großhirn. Dazu wird üblicherweise die Kopfhaut aufgeschnitten und eine Nadel direkt durch den Schädelknochen gebohrt.

Die Ratten, welche die hohe Dosis erhalten, nehmen daraufhin deutlich langsamer an Gewicht zu als die Ratten der Kontrollgruppe. 20 Tage nach der ersten Injektion werden bei 45 Ratten Mikrodialyseeinheiten in das Gehirn eingesetzt. Dabei handelt es sich um Filtereinheiten, welche für kleine Moleküle aus dem Hirnwasser durchlässig sind, für größere Moleküle und Zellen jedoch nicht. Die Tiere werden in Narkose versetzt und der Schädel wird aufgebohrt, um die Filtereinheiten in bestimmten Bereichen des Gehirns zu positionieren. Zwei Tage nach dem Einsetzen wird damit begonnen, die Filtereinheiten mit künstlichem Hirnwasser zu durchströmen, die Tiere sind dabei bei Bewusstsein. Dabei treten kleinere Moleküle und Stoffwechselprodukte aus dem Gehirn der Ratte in die künstliche Flüssigkeit in der Filtereinheit ein. Teile der Flüssigkeit werden entnommen und untersucht. 18 Ratten werden durch Injektion einer Überdosis eines Narkosemittels in die Bauchhöhle getötet. Das Gehirn der Tiere wird entnommen und in dünne Scheiben geschnitten feingeweblich untersucht. 16 Ratten werden auf nicht näher genannte Art getötet, um das Gehirn zu entnehmen und zu untersuchen. 24 Ratten werden enthauptet. Teile des Gehirns, welche für das Gedächtnis von besonderer Bedeutung sind, werden entnommen und untersucht.

Bereich: Hirnforschung, Alzheimerforschung, Neurobiochemie

Originaltitel: Central cholinergic function and metabolic changes in streptozotocin-induced rat brain injury

Autoren: Tri Yuliani (1,2), Sebastian Lobentanzer (1), Jochen Klein (1)*

Institute: (1) Institut für Pharmakologie und Klinische Pharmazie, Biocenter N260, Goethe-Universität Frankfurt, Max-von-Laue Str. 9, 60438 Frankfurt am Main, (2) Research Center for Chemistry, Indonesian Institute of Sciences (LIPI), Tangerang Selatan, Banten, Indonesien

Zeitschrift: Journal of Neurochemistry 2021; 158: 1307-1319

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5328

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde nach dem deutschen Tierschutzgesetz genehmigt. Die Versuche finden demzufolge vermutlich am einzigen beteiligten Institut mit Sitz in Deutschland statt, dem ITEM in Hannover, eine Einrichtung, die solche Studien als „Service“ anbietet. Die Ratten der Wistar-Zuchtlinie stammen aus der Versuchstierzucht Charles River, Sulzfeld. Die Tiere werden einzeln in Käfigen gehalten und über einen Zeitraum von 4 Wochen an die Versuchsapparatur gewöhnt, die aus einer engen Röhre besteht in welcher sich vorn eine Öffnung befindet, durch die nur die Nase der Tiere herausschaut.

Über Nacht werden männliche und weibliche Tiere zusammengesetzt, damit sie sich paaren. Der Erfolg der Paarung wird durch einen Vaginalabstrich bestätigt. Die Tiere werden über einen Zeitraum von 20 Tagen für 6 Stunden am Tag in der Versuchsapparatur fixiert in der sie über die Nase verschiedene Konzentrationen von Bitumendämpfen einatmen. Die hohen Konzentrationen sind dabei um den Faktor 100 höher als die Konzentrationen, denen ein Arbeiter typischerweise beim Asphaltieren ausgesetzt wird.

Am 21. Tag nach der Paarung werden die Ratten mit Kohlendioxid getötet und ausgeblutet. Von Kohlendioxid ist bekannt, dass es zu Atemnot führt und Schmerzen verursachen kann. Verschiedene Organe werden entnommen, gewogen und untersucht. Bei den Tieren, die mittlere oder hohe Konzentrationen der Dämpfe eingeatmet haben, zeigt sich eine verminderte Gewichtszunahme und zum Teil Veränderungen im Kehlkopf und der Lunge. Die Gebärmütter werden entfernt und die darin enthaltenen Föten, welche in wenigen Tagen geboren worden wären, werden gezählt und untersucht. Insgesamt werden dabei 1130 Föten begutachtet. Bei den Föten deren Mütter höhere Konzentrationen von Bitumendämpfen eingeatmet haben, weisen ein vermindertes Gewicht auf. Bei einem Teil der Föten werden Einblutungen unter der Haut festgestellt, einem Fötus fehlt der Schwanz.

Bereich: Toxikologie, Reproduktionsforschung

Originaltitel: Prenatal developmental toxicity studies on fumes from bitumen in the rat

Autoren: Peter J. Boogaard (1,9)*, Jochen Buschmann (2,3), Rainer Fuhst (3), Katharina Blümlein (3), Katharina Schwarz (3), Dirk Schaudien (3), Wolfgang Koch (3), Christine McAlinden (4), Lize Deferme (5,9), Mathieu Vaissiere (6,8), Hans B. Ketelslegers (7), Anna Steneholm (8,9)

Institute: (1) Shell Health, Shell International Bv, PO Box 162, Den Haag, 2501 AN, Niederlande, (2) General and Reproductive Toxicology Consultancy, Hannover, (3) Fraunhofer-Institut für Toxikologie und Experimentelle Medizin (ITEM), Nikolai-Fuchs-Straße 1, 30625 Hannover, (4) toXcel International, Ledbury, Großbritannien, (5) ExxonMobil Petroleum and Chemical Bv, Machelen, Belgien, (6) Total, 24 Cours Michelet, Puteaux, Frankreich, (7) CONCAWE, Brüssel, Belgien, (8) Nynas AB, Stockholm, Schweden, (9) Toxicology Group in CONCAWE, Brüssel, Belgien

Zeitschrift: Reproductive Toxicology 2021; 99: 15-26

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5327

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.12-42502-04-15/1854 genehmigt. Die weiblichen Ratten der Zuchtlinie Sprague-Dawley stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld). Die Ratten erhalten für mindestens 7 Tage Antibiotika. Anschließend werden die Tiere in Narkose versetzt und das Zahnfleisch wird beidseits vor dem ersten Backenzahn des Oberkiefers aufgeschnitten. Der freigelegte Oberkieferknochen wird angebohrt und ein schraubenförmiges Titanimplantat in den Kiefer geschraubt. Die Implantate werden mit Schleimhaut bedeckt und die Wunden vernäht. Sechs Wochen nach dem Einsetzen der Implantate werden die Tiere erneut in Narkose versetzt und die über dem Implantat gewachsene Schleimhaut wird aufgeschnitten und an dem Implantat werden Kappen festgeschraubt, die das erneute Überwachsen mit Schleimhaut verhindern. Nach zwei Wochen werden die Tiere wieder in Narkose versetzt, die Kappe wird entfernt und durch die endgültige Implantatabdeckung ersetzt. Die Ratten erhalten weiterhin Antibiotika bis 2 Wochen nach Einsetzen der endgültigen Abdeckung, um die bakterielle Flora der Ratten zu unterdrücken und eine Infektion der Implantate zu verhindern. Die Antibiotika-Gabe erfolgt oral – bei Ratten erfolgt dies üblicherweise mit einer Schlundsonde direkt in den Magen. Anschließend werden die Ratten in zwei Gruppen unterteilt. Eine Gruppe erhält über einen Zeitraum von 7 Wochen weiterhin Antibiotika. Die andere Gruppe erhält keine Antibiotika und stattdessen eine Mischung aus verschiedenen Keimen die im menschlichen Mund vorkommen und von denen bekannt ist, dass sie sich an Implantaten anheften können und zur Entstehung von Infektionen beitragen. Die Keime werden für 6 Wochen an 5 Tagen in der Woche mit einer Pipette direkt in den Mund verabreicht, anschließend erhalten die Tiere dieser Gruppe für eine Woche lang weder Keime noch Antibiotika. Drei Tiere sterben während der Versuche, zwei von ihnen durch Komplikationen während der Narkosen, ein Tier wird getötet, weil sich sein Zustand während der Versuche verschlechtert. Ein weiteres Tier verliert während der Versuche beide Implantate und wird daher vermutlich ebenfalls getötet. Die verbleibenden Tiere werden erneut in Narkose versetzt. Die Implantate und das umgebende Gewebe werden von einem Zahnarzt begutachtet, der bei 4 von 6 Ratten, die menschliche Keime erhalten haben, eine Entzündung der Implantationsstelle feststellt. Die Tiere erwachen nicht mehr aus der Narkose, sondern werden mit einer Überdosis Narkosemittel getötet. Die Implantatabdeckungen und die Schrauben mit denen sie befestigt waren werden entfernt und es wird untersucht, welche Keime sich auf ihren Oberflächen angesiedelt haben.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Brasseler GmbH & Co. KG (Lemgo), das Bundesministerium für Bildung und Forschung, das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft und Kultur (MWK) und die Volkswagenstiftung gefördert.

Bereich: Zahnmedizin, Kieferchirurgie, Implantologie

Originaltitel: Evaluation of biofilm colonization on multi?part dental implants in a rat model

Autoren: Eva Blank (1,3)*, Jasmin Grischke (1,3), Andreas Winkel (1,3), Joerg Eberhard (2), Nadine Kommerein (1,3), Katharina Doll (1,3), Ines Yang (1,3), Meike Stiesch (1,3)

Institute: (1) Klinik für Zahnärztliche Prothetik und Biomedizinische Werkstoffkunde, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) The University of Sydney Dental School & The Charles Perkins Centre, Faculty of Medicine and Health, The University of Sydney, Sydney, Australien, (3) Niedersächsisches Zentrum für Biomedizintechnik, Implantatforschung und Entwicklung (NIFE), Stadtfelddamm 34, 30625 Hannover

Zeitschrift: BMC Oral Health 2021; 21:313

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5326

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer Behörde (Pest country government department for food safety and animal health) in Ungarn unter der Nummer 1112/000/2003 genehmigt und finden unter deutscher Federführung an der Semmelweis-Universität Budapest, Ungarn, statt.

Die Schweine sollen sich 2 Wochen eingewöhnen, dann wird die Operation durchgeführt. Dazu wird den Schweinen ein Narkosemittel gespritzt, zusätzlich wird ihnen ein lokales Schmerzmittel in die Stirn injiziert. Stirnhaut und Knochenhaut werden aufgeschnitten und es werden acht Löcher mit 12 mm Durchmesser im Abstand von mindestens 1 cm voneinander in den Schädel gebohrt. Wenn die künstlichen Knochendefekte nicht ganz gleichmäßig gebohrt werden, wird mit einem Meißel nachgearbeitet. In die Knochenlöcher werden 12 mm lange Titanröhrchen geschoben, die innen hohl sind und befüllt werden. Zwei Knochenlöcher werden nicht gefüllt und dienen als Kontrolle, die anderen sechs werden mit einem Knochenersatzmaterial aus Rinderknochen gefüllt. Bei drei der gefüllten Titanröhrchen-Löcher und einer der beiden „leeren“ Kontroll-Löchern wird die Knochenhaut nicht weggeschnitten. Die anderen Löcher werden mit einer Kollagen-Membran (tierischer Ursprung) verschlossen. Die Stirnhaut wird wieder zugenäht. Die Tiere erhalten 3 Tage lang Antibiotika. Nach 4, 8 und 12 Wochen werden jeweils 6 zufällig ausgewählte Schweine mit einer injizierten Substanz, die einen Herzstillstand auslöst, getötet. Für die Untersuchungen wird der Stirnbereich mit den Löchern und den Titanröhrchen aus dem Schädel geschnitten.

Die Experimente wurden von der Geistlich Pharma AG, Wolhusen (Schweiz) gefördert.

Bereich: Kieferorthopädie, Biomaterialforschung

Originaltitel: A new standardized critical size bone defect model in the pig forehead for comparative testing of bone regeneration materials

Autoren: Tobias Moest (1)*, Karl Andreas Schlegel (1), Marco Kesting (1), Matthias Fenner (1), Rainer Lutz (1), Daniele Machado Beck (1), Emeka Nkenke (2), Cornelius von Wilmowsky (1)

Institute: (1) Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen-Nürnberg, Glückstraße 11, 91054 Erlangen, (2) Universitätsklinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Universitätsklinken der MedUni Wien / AKH Wien, Wien, Österreich

Zeitschrift: Clinical Oral Investigations 2020; 24(5):1651-1661

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5325

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung Unterfranken genehmigt. Mäuse werden erworben von Charles River Laboratories (Sulzfeld) und Janvier Deutschland sowie zur Verfügung gestellt von der Dermatologie FAU Erlangen, vom Scripps Research Institute, La Jolla (USA) und vom RIKEN Institute, Tokyo (Japan).

Bei 8 Wochen alten weiblichen Mäusen wird durch die Injektion eines Substanzgemischs bestehend aus einer Mineralöl-Emulsion (Freunds Adjuvans) und abgetöteten Tuberkulosebakterien in die Schwanzvene eine Arthritis verursacht. Nach 21 Tagen wird die Lösung erneut gespritzt. Die Tiere werden auf Pfotenschwellung und Rötung sowie Griffkraft dreimal wöchentlich untersucht. Die Griffkraft wird üblicherweise getestet, in dem die Maus mit den Vorderpfoten an einen Draht gehängt wird und die Zeit gemessen wird, bis sie sich nicht mehr halten kann und herunterfällt.

Eine Art Arthritis wird noch auf zwei anderen Wegen erzeugt, indem eine andere Lösung in die Bauchhöhle gespritzt wird. Die entstehende Pfotenschwellung an Vorder- und Hinterbeinen wird dreimal die Woche kontrolliert.

Andere Mäuse bekommen ein Narkosemittel gespritzt sowie zwei Injektionen in die Schwanzwurzel, zudem zusätzlich das Gift von Keuchhustenbakterien in die Bauchhöhle und zwei Tage später noch einmal dieses Gift. Dadurch wird eine Autoimmunenzephalitis ausgelöst, d.h. eine Gehirnentzündung die durch die körpereigene Immunabwehr verursacht wird. Diese Mäuse werden täglich auf Lähmungserscheinungen untersucht. Leiden sie an vollständiger Lähmung aller vier Extremitäten, werden sie getötet.

Die Mäuse werden mittels bildgebenden Verfahren untersucht, welches Gewebe und Knochen abbildet. Es ist nicht erwähnt, aber i.d.R. werden Tiere für diese Prozedur in Narkose versetzt, damit sie sich nicht bewegen. Die Mäuse werden nach einiger Zeit getötet, da die Pfotenknochen isoliert und für weitere Untersuchungen verwendet werden. Ebenso werden Milz, Lymphknoten und Knochenmark entnommen und es werden Untersuchungen damit gemacht.

Andere gentechnisch veränderte weibliche 8 Wochen alte Mäuse werden entweder mit Zuckerwasser, einer Alkohol-Zucker-Lösung oder einer Acetat-Lösung gefüttert. Alle 3 Tage wird das Fütterungsschema gewechselt. Eine Woche und 3 Wochen nach diesen Fütterungen bekommen die Mäuse eine Lösung gespritzt, die eine Immunsystem-Reaktion hervorrufen soll. Diese Mäuse werden dann mit einem Schnupfenvirus infiziert, indem sie unter Narkose die aktiven Viren durch die Nase verabreicht bekommen. Täglich werden sie auf Gewichtsverlust geprüft.

14 Tage nach der Infektion werden sie getötet und die Lungen ausgespült und diese und die Milz herausgeschnitten.

Weitere gentechnisch veränderte weibliche 8 Wochen alte Mäuse werden entweder mit Zuckerwasser, einer Alkohol-Zucker-Lösung oder einer Acetat-Lösung über 3 Wochen gefüttert. Nach 2 Wochen wird ein Darmdurchlässigkeitstest gemacht, indem den Mäusen 4 Stunden das Futter entzogen wird und sie durch eine Schlundsonde eine Zuckerlösung bekommen. 4 Stunden später wird Blut abgenommen. Eine Woche später werden sie getötet und die Milz entnommen.

Zwei verschiedene Arten von gentechnisch veränderten Mäusen werden immunisiert und nach einer Woche getötet, um die Milz herauszuschneiden und mit den Zellen weitere Untersuchungen zu machen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), dem Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), der Europäischen Union und der Innovative Medicines Initiative (IMI) gefördert.

Bereich: Alkoholforschung, Rheumaforschung

Originaltitel: Ethanol consumption inhibits T FH cell responses and the development of autoimmune arthritis

Autoren: Vugar Azizov (1,2), Katharina Dietel (1,2), Franziska Steffen (1,2), Kerstin Dürholz (1,2), Julia Meidenbauer (1,2), Sébastien Lucas (1,2), Michael Frech (1,2), Yasunori Omata (1,2), Narges Tajik (1,2), Lisa Knipfer (3), Anne Kolenbrander (4), Silvia Seubert (5,6), Dennis Lapuente (7), Maria V. Sokolova (1,2), Jörg Hofmann (8), Matthias Tenbusch (7), Andreas Ramming (1,2), Ulrike Steffen (1,2), Falk Nimmerjahn (9), Ralf Linker (6), Stefan Wirtz (3), Martin Herrmann (1,2), Vladimir Temchura (7), Kerstin Sarter (1,2), Georg Schett (1,2), Mario M. Zaiss (1,2)*

Institute: (1) Medizinische Klinik 3, Rheumatologie und Immunologie, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU) und Universitätsklinikum Erlangen, Ulmenweg 18, 91054 Erlangen, (2) Deutsches Zentrum für Immuntherapie (DZI), Erlangen, (3) Lehrstuhl für Innere Medizin 1, FAU, Erlangen, (4) Molekulare und Medizinische Virologie, Ruhr-University, Bochum, (5) Neurologische Klinik, FAU, Erlangen, (6) Klinik und Poliklinik für Neurologie, Universitätsklinikum Regensburg, Regensburg, (7) Klinische und Molekulare Virologie, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (8) Lehrstuhl für Biochemie, Department Biologie, FAU, Erlangen, (9) Lehrstuhl für Genetik, Department Biologie, FAU, Erlangen

Zeitschrift: Nature Communications 2020; 11:1998

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5324

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Mittelfranken unter der Nummer 54-2532.1-02/13 genehmigt. 10 bis 12 Wochen alte männliche Gerbils stammen von Charles River Laboratories. Zunächst werden die Tiere an die Prozeduren gewöhnt. Es werden Basismessungen durchgeführt, die ca. eine Stunde dauern. Diese beinhalten u.a. einen sog. „Schreckreiz“, einen lauten Ton, der zu einem Zusammenzucken der Tiere führen kann, was als Nachweis für einen vorhandenen Tinnitus gewertet wird.

Weitere Messungen der Tiere werden unter Narkose durchgeführt. Dafür werden drei Silberelektroden hinter einem Ohr, auf den Kopf zwischen den Ohren und in den Schwanz gestochen.

Eine Woche nach den Testungen erhalten die Tiere erneut eine Narkosespritze. 15 Gerbils werden vor einen Lautsprecher gelegt und ein Ohr wird 75 Minuten mit 115 Dezibel (zum Vergleich: eine Kettensäge produziert ungefähr 110 Dezibel) beschallt, was zu einem „milden“ Hörtrauma führt. Das andere Ohr ist mit einem Ohrstöpsel verschlossen, der den Lärm um ca. 20 Dezibel dämpft. Bei 4 Gerbils wird ein Scheintrauma auf gleiche Weise, aber mit 65 Dezibel, erzeugt.

3-5 Tage nach dem Hörtrauma wird der Schreckreiz-Test mit allen Tieren durchgeführt. 13 Tage nach dem Trauma wird ein möglicherweise permanenter Tinnitus bei allen 19 Gerbils mittels Schreckreiz-Test festgestellt. 14 Tage nach dem Trauma werden die Gerbils getötet, die Hörschnecken werden herausgeschnitten und weiter untersucht.

Die Ergebnisse wurden bereits vorher mit ähnlichen Experimenten an Mäusen gewonnen.

Bereich: Hörforschung, Neuropathologie

Originaltitel: Tinnitus development is associated with synaptopathy of inner hair cells in Mongolian gerbils

Autoren: Konstantin Tziridis (1)*, Jan Forster (1), Isabelle Buchheidt-Dörfler (1), Patrick Krauss (1), Achim Schilling (1), Olaf Wendler (2), Elisabeth Sterna (2), Holger Schulze (1)

Institute: (1) Experimentelle HNO-Heilkunde / Neurowissenschaftliches Labor, HNO-Klinik, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), Waldstraße 1, 91054 Erlangen, (2) HNO-Klinik, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), Erlangen

Zeitschrift: European Journal of Neuroscience 2021; 54(3): 4768-4780

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5323

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. Die wenige Wochen alten Schweine werden mit einer Narkosemittel-Mischung in Narkose versetzt, sie werden intubiert und beatmet, Herzrate, Sauerstoffsättigung und Rektaltemperatur werden gemessen.

Im Bereich der Oberschenkel wird ein 6 cm langer Schnitt gemacht und ein bestimmter Nerv freigelegt. Die Signale dieses Nervs werden mit Elektroden aufgezeichnet. Andere Elektroden werden durch die Haut gestochen, um elektrische Signale abzugeben, deren Signale von den anderen Elektroden am Nerv aufgezeichnet werden. Die Haut am Hinterbein wird mechanisch gereizt, indem verschieden dicke Plastikfasern auf die Haut gedrückt werden.

Parallel werden ähnliche Experimente mit freiwilligen Probanden durchgeführt. Man kommt zu dem Ergebnis, dass die Rezeptoren bei Menschen ein anderes Aktivitätsmuster zeigen als bei Schweinen.

Die Experimente wurden von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und dem Interdisziplinären Zentrum für Klinische Forschung (IZKF) der RWTH Aachen gefördert.

Bereich: Schmerzforschung, Neurologie

Originaltitel: Slow depolarizing stimuli differentially activate mechanosensitive and silent C nociceptors in human and pig skin

Autoren: Roman Rukwied (1), Christian Thomas (1), Otilia Obreja (1), Fiona Werland (1), Inge Petter Kleggetveit (3), Ellen Jorum (2), Richard W. Carr (1), Barbara Namer (4, 5), Martin Schmelz (1)*

Institute: (1) Experimentelle Schmerzforschung, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg, Ludolf-Krehl-Straße 13-17, 68167 Mannheim, (2) Department of Neurology, Oslo University Hospital, University of Oslo, Rikshospitalet, Oslo, Norwegen, (3) Section of Clinical Neurophysiology, Department of Neurology, Oslo University Hospital, Oslo, Norwegen, (4) Institut für Physiologie und Pathophysiologie, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (5) Interdisziplinäres Zentrum für Klinische Forschung (IZKF), Medizinische Fakultät, RWTH, Aachen

Zeitschrift: Pain 2020; 161(9): 2119-2128

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5322

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. 3 wenige Tage alten Ferkeln wird ein Narkosemittel gespritzt, dann werden sie mit einer Überdosis Beruhigungsmittel, welches direkt durch die Brustwand in die Herzkammer gespritzt wird, getötet. Die Wirbelsäule wird herausgeschnitten, in Lösung gelegt und die Nervenzellen der Wirbelsäule für weitere Experimente herausgelöst. Mäuse werden mit CO2 bewusstlos gemacht und dann mittels Genickbruch getötet. Die Wirbelsäule wird herausgeschnitten und die Nervenzellen der Wirbelsäule werden herausgelöst.

21 Schweine werden mit einer Narkosemittel-Mischung in Narkose versetzt, sie werden intubiert und beatmet, Herzrate, Sauerstoffsättigung und Rektaltemperatur werden gemessen. Im Bereich der Oberschenkel wird ein 6 cm langer Schnitt gemacht und ein bestimmter Nerv freigelegt. Die Signale dieses Nervs werden mit Elektroden aufgezeichnet, während die Haut am Hinterbein mechanisch (durch Quetschen der Haut und mit unterschiedlich dicken Kunststofffasern) sowie durch Kälte (Eiswürfel verbleibt für 60 Sekunden auf der Haut) gereizt wird. Nadeln werden in die Nähe der Elektroden durch die Haut gestochen, die elektrische Signale abgeben, die von den Elektroden empfangen werden sollen. Dann wird ein verdünntes Nervengift, das sich auf die Signalübertragung von Nervenzellen auswirkt, in diesen Bereich gespritzt und die Messungen werden leicht variiert wiederholt. Was nach den Experimenten mit den Schweinen passiert, ist nicht beschrieben.

Eines der Ergebnisse aus dem In vivo-Versuch wurde bereits 2016 bei einem Schmerzpatienten beschrieben.

Die Experimente wurden von der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Schmerzforschung, Neurologie

Originaltitel: TTX-resistant sodium channels functionally separate silent from polymodal C-nociceptors

Autoren: Robin Jonas (1), Vincenzo Prato (2), Stefan G. Lechner (2), Gerbrand Groen (3), Otilia Obreja (1), Fiona Werland (1), Roman Rukwied (1), Andreas Klusch (1), Marlen Petersen (1), Richard W. Carr (1), Martin Schmelz (1)*

Institute: (1) Experimentelle Schmerzforschung, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg, Ludolf-Krehl-Straße 13-17, 68167 Mannheim, (2) Pharmakologisches Institut, Universität Heidelberg, Heidelberg, (3) Department of Anesthesiology, Groningen University, Groningen, Niederlande

Zeitschrift: Frontiers in Cellular Neuroscience 2020; 14(13)

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5321