Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer AZ 81-02.04.2017.A412 vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) genehmigt. Die Versuche finden am Institut für Versuchstierkunde, RWTH Aachen, statt. Es werden 16 männliche junge Schweine im Alter von 12-16 Wochen verwendet. Die Tiere stammen von der Heinrichs GbR, Heinsberg. Unter Narkose wird den Tieren ein Dialyse-Katheter für den späteren Blutungsschock in die linke Oberschenkelvene eingeführt. Ein Katheter für die Blutdrucküberwachung wird in die linke Oberschenkelarterie eingeführt. Weiterhin wird ein Urinkatheter in die Harnblase gelegt. Nach zwei Stunden werden zwei Gruppen zu je 8 Schweinen gebildet: Trauma-Gruppe und Kontroll-Gruppe. Die Schweine der Trauma-Gruppe werden auf ihre rechte Seite gelegt und ein Bolzenschussgerät mit einer befestigten Bleiplatte wird an die Brust angelegt und abgeschossen, um eine Lungenquetschung hervorzurufen. Eine Metallplatte wird auf das Schienbein gelegt und das Bolzenschussgerät wird dagegen geschossen, um das Schienbein zu brechen. Danach wird ca. 40% des gesamten Bluts der Tiere durch den Dialyse-Katheter entnommen, um einen Blutungsschock zu erzeugen, der für 90 Minuten, ggf. durch zusätzliche Blutentnahmen aufrechterhalten wird.

Danach werden die Schweine wiederbelebt, indem das entzogene Blut und eine Elektrolytlösung wieder in die Tiere infundiert werden. Das gebrochene Schienbein wird durch ein Fixiergerät stabilisiert, das mittels mehrerer Schrauben und Metallstangen am Schienbein befestigt wird. Die Schweine der Kontroll-Gruppe werden auf die gleiche Weise wie die der Trauma-Gruppe betäubt und bekommen die gleichen Katheter, bei ihnen werden aber keine Traumata hervorgerufen.

Die Tiere werden über 72 Stunden künstlich beatmet und ihre Liegeposition (rechts und links) wird alle 6-8 Stunden gewechselt. Sie bekommen weiterhin eine Elektrolytlösung und ihre Körpertemperatur wird mittels eines Warmluftgebläses konstant gehalten. Es werden zu verschiedenen Zeitpunkten Blut- und Urinproben genommen. Ein kleiner Schnitt wird in die Bauchdecke gemacht und bei jeder Probenentnahme wird ein kleines Stück der Leber herausgeschnitten und entnommen. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

Diese Arbeit wurde von der PAION AG (Aachen) finanziell unterstützt.

Bereich: Traumatologie, Versuchstierkunde

Originaltitel: Hematological and chemical profiles in a porcine model of severe multiple trauma

Autoren: Weijun Guo (1,2)*, Felix Marius Bläsius (1), Johannes Greven (1)*, Peng Luo (1,2), Weikang Wang (1), Cavan Lübke (3), Tim-Philipp Simon (3), Philipp Kobbe (1), René Tolba (4), Frank Hildebrand (1), Klemens Horst (1)

Institute: (1) Klinik für Unfall- und Wiederherstellungschirurgie, Uniklinik RWTH Aachen, Pauwelsstraße 30, 52072 Aachen, (2) The Second Affiliated Hospital and Yuying Children's Hospital of Wenzhou Medical University, Wenzhou, China, (3) Klinik für Operative Intensivmedizin und Intermediate Care, Uniklinik RWTH Aachen, Aachen, (4) Institut für Versuchstierkunde, RWTH Aachen, Aachen

Zeitschrift: European Surgical Research 2020; 61(2-3): 83-94

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5259

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter den Nummern AZ 55.2.-1-54-2532-26-09, 141-11 und 62-13 von der Regierung von Oberbayern genehmigt. Die Versuche finden im Walter Brendel Centre of Experimental Medicine (WBex) an der Ludwig-Maximilians-Universität (LMU) München statt. Es werden 10 männliche und 8 weibliche Schweine verwendet. Die Tiere stammen aus der tierärztlichen Fakultät der LMU in Oberschleißheim. Die Schweine werden in Narkose gelegt. Ein Katheter wird durch die Halsschlagader bis zur linken Herzkammer geführt. Bei 13 Schweinen wird ein Ballon-Katheter in die linke Herzkranzarterie eingeführt und für eine Stunde aufgeblasen, sodass der Blutfluss durch das Gefäß verhindert wird. Dadurch wird ein Herzinfarkt erzeugt. Ein Kontrastmittel wird durch den Katheter eingegeben, um die Durchblutung in der Herzkranzarterie zu überwachen.

5 und 19 Tage nach dem künstlichen Herzinfarkt wird 6 Tieren eine wirkungslose Substanz und 7 Tieren eine Testsubstanz über einen Katheter in die verletzte Herzkranzarterie eingegeben. Ein Herzschrittmacher-Katheter wird in die rechte Herzkammer eingeführt, um die Herzschlagrate zu erhöhen. 33 Tage nach dem ersten Eingriff wird den Tieren unter erneuter Narkose die Brust aufgeschnitten, der Herzbeutel entfernt und je zwei Kristalle werden neben der Verletzung an der Herzkranzarterie sowie an einem entfernten Ort am Herzen implantiert, um bestimmte Messgrößen bei verschiedenen Herzschlagrhythmen zu messen. Direkt danach werden die Schweine auf nicht genannte Weise getötet, um ihre Herzen für weitere Untersuchungen zu entnehmen.

Diese Arbeit wurde von dem Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), dem m4 - the Munich Biotech Cluster, dem Deutschen Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und der Europäischen Union finanziell unterstützt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Chirurgie, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: AntimiR-21 prevents myocardial dysfunction in a pig model of ischemia/reperfusion injury

Autoren: Rabea Hinkel (1,2,3,4), Deepak Ramanujam (4,5), Veronika Kaczmarek (1,2), Andrea Howe (1,2), Katharina Klett (1,2), Christina Beck (4,5), Anne Dueck (4,5), Thomas Thum (6), Karl-Ludwig Laugwitz (1,4), Lars Maegdefessel (4,7), Christian Weber (2,4,8), Christian Kupatt (1,4), Stefan Engelhardt (4,5)*

Institute: (1) Medizinische Klinik und Poliklinik, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, München, (2) Institut für Prophylaxe und Epidemiologie der Kreislaufkrankheiten, Ludwigs-Maximilians-Universität München, München, (3) Deutsches Primatenzentrum GmbH, Leibnitz-Institut für Primatenforschung, Abteilung Versuchstierkunde, Göttingen, (4) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort München, München, (5) Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Technische Universität München, Biedersteiner Strasse 29, 80802 München, (6) Institut für Molekulare und Translationale Therapiestrategien, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (7) Gefäßambulanz / Gefäßzentrum, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, München, (8) Cardiovascular Research Institute Maastricht, Maastricht University, Maastricht

Zeitschrift: Journal of the American College of Cardiology 2020; 75(15): 1788-1800

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5258

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer M-V/TSD/7221.3-2-004/18 vom Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) Mecklenburg-Vorpommern, Rostock, genehmigt. Die Versuche finden am Friedrich-Loeffler-Institut statt. Es werden 16 drei Monate alte männliche Schafe verwendet. Die Herkunft der Tiere wird nicht genannt. Die Schafe werden in zwei Gruppen zu je 8 Tieren eingeteilt: die erste Gruppe wird mit einem aus kranken Schafen in Indien isolierten Virus infiziert, die zweite Gruppe wird mit einem ähnlichen Virus aus Ägypten infiziert. Beide Viren verursachen die Pockenseuche der Schafe. Drei Tiere aus jeder Gruppe werden mit dem entsprechenden Virus intravenös injiziert, bei drei weiteren Tieren wird das Virus in die Nase gesprüht und die restlichen zwei Tiere aus jeder Gruppe werden nicht direkt mit dem Virus infiziert, aber gemeinsam mit den infizierten Schafen der jeweiligen Gruppe gehalten (Kontakt-Tiere). In den nächsten 28 Tagen werden insgesamt 10 Mal Blutproben sowie Mund- und Nasenabstriche genommen. Täglich wird die Temperatur der Schafe gemessen und sie werden auf das Auftreten von Krankheitssymptome beobachtet. Treten bestimmte schwere Symptome auf, werden die entsprechende Tiere auf nicht genannte Weise getötet.

Alle Tiere bis auf eins entwickeln 3-6 Tage nach der Infektion Fieber, das bis zum Ende des Versuchs anhält. Bei fast allen Schafen treten Augen- und teilweise blutiger Nasenausfluss, Bauchatmung, Atmungsgeräusche, Hautknoten und Hautwunden auf. Ein mit dem indischen Virus infiziertes Schaf stirbt 7 Tage nach der Infektion, die anderen 5 Tiere werden 10 bis 27 Tage nach der Infektion wegen des sehr schlechten Gesundheitszustands getötet. Aus der mit dem ägyptischen Virus infizierten Gruppe werden 6 Schafe 14-28 Tage nach der Infektion „aus ethischen Gründen“ getötet. 28 Tage nach der Infektion werden die 4 noch lebenden Tiere auf nicht genannte Weise getötet, ihre Lymphknoten, Leber, Milz und Lunge werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von Zoetis, Olot (Spanien), EU Horizon 2020 und dem Friedrich-Loe?er-Institut finanziell unterstützt.

Bereich: Tierseuchenforschung, Nutztierwissenschaften

Originaltitel: Establishment of a challenge model for sheeppox virus infection

Autoren: Janika Wolff (1), Sahar Abd El Rahman (2), Jacqueline King (1), Mohamed El-Beskawy (3), Anne Pohlmann (1), Martin Beer (1), Bernd Hoffmann (1)*

Institute: (1) Institut für Virusdiagnostik (IVD), Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, Insel Riems,17493 Greifswald, (2) Mansoura University, Mansoura, Ägypten, (3) Matrouh University, Matrouh, Ägypten

Zeitschrift: Microorganisms 2020; 8(12): 2001. doi: 10.3390/microorganisms8122001

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5257

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 14/1527 vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) genehmigt. 49 Schweineherzen werden von einem lokalen Schlachthof bezogen. Die Herzklappen werden abgeschnitten und mit verschiedenen Reagenzien bearbeitet, um die Schweinezellen vom Klappengerüst abzulösen. Es werden 19 weibliche Schafe verwendet. Die Herkunft der Tiere wird nicht genannt. Die Schafe werden in 6 Gruppen zu je 3 Tieren geteilt (eine Gruppe enthält 4 Schafe). Die Schafe werden in Narkose gelegt, ihr Brustkorb wird geschoren und links aufgeschnitten. Mittels zweier Schläuche, die in die Halsvene und Halsarterie eingeführt werden, werden die Tiere an einer Herz-Lungen-Maschine angeschlossen, die die Funktionen des Herzens und der Lunge während der OP übernimmt. Bei 5 Gruppen von Schafen werden Schweine-Herzklappen implantiert, die zuvor unterschiedlich behandelt wurden. 3 Schafen wird ein eigenes Gewebestück implantiert (Kontroll-Gruppe). Eine Sonde wird durch den Mund bis zum Brustbereich der Schafe geführt, um eine Herz-Ultraschall-Untersuchung vorzunehmen. Ein Tier stirbt während der OP durch Herzrhythmusstörungen. Sechs Monate nach der Transplantation wird unter erneuter Narkose eine Herz-Ultraschall-Untersuchung durchgeführt und die Tiere werden auf nicht genannte Weise getötet. Die Herzen werden entnommen und untersucht. Drei Schafe weisen eine massiv ausgeweitete Lungenschlagader auf.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft finanziell unterstützt.

Bereich: Xenotransplantationsforschung, Herz-Kreislauf-Chirurgie

Originaltitel: Decellularization combined with enzymatic removal of N-linked glycans and residual DNA reduces inflammatory response and improves performance of porcine xenogeneic pulmonary heart valves in an ovine in vivo model

Autoren: Robert Ramm (1), Tobias Goecke (1,2), Karolina Theodoridis (1), Klaus Hoeffler (2), Samir Sarikouch (2), Katja Findeisen (1), Anatol Ciubotaru (2,3), Serghei Cebotari (1,2), Igor Tudorache (1,2), Axel Haverich (1,2), Andres Hilfiker (1,2)*

Institute: (1) Leibniz Forschungslaboratorien für Biotechnologie und künstliche Organe (LEBAO), Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) Klinik für Herz-, Thorax-, Transplantations- und Gefäßchirurgie (HTTG), Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (3) Cardiac Surgery Center, State Medical and Pharmaceutical University, Chisinau, Moldova

Zeitschrift: Xenotransplantation 2020; 27(2): e12571. doi: 10.1111/xen.12571

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5256

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 55.2-1-54-2531-07-10 von einer nicht genannten Landesbehörde genehmigt. Es werden 24 Merino-Schafe im durchschnittlichen Alter von 3,5 Jahren verwendet. Die Herkunft der Tiere wird nicht genannt. Die Schafe werden in drei Gruppen von je 8 Tieren aufgeteilt. Die Schafe der Gruppe 3 werden in Narkose gelegt, die Haut über dem rechten Knie wird aufgeschnitten und ein 0,5 x 4 cm langes Stück der Kniescheibensehne wird entnommen und die Wunde geschlossen. Zwei Wochen später wird diesmal bei allen Tieren unter (erneuter) Narkose die Haut über dem rechten Schulterblatt aufgeschnitten. Ein 3,5 cm langes und 1,5 cm breites Stück der Schultersehne wird neben dem Oberarmknochen herausgeschnitten und entfernt. Die Schafe der Gruppe 1 dienen als Kontroll-Gruppe und werden nicht weiter behandelt. Den Schafen der Gruppe 2 wird ein Kollagengerüst in die verletzte Sehne implantiert. Die Schafe der 3. Gruppe bekommen ebenfalls ein Kollagengerüst, das aber zuvor mit ihren eigenen, aus der Kniescheibensehne gewonnenen Zellen besiedelt wurde. 12 Wochen nach der OP werden alle Schafe auf nicht genannte Weise getötet und ihre Vorderbeine werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der B. Braun Melsungen AG. finanziell unterstützt.

Bereich: Biomaterialforschung, Unfallmedizin, Orthopädie

Originaltitel: Rotator cuff repair with autologous tenocytes and biodegradable collagen scaffold: a histological and biomechanical study in sheep

Autoren: Björn P. Roßbach (1,2)*, Mehmet F. Gülecyüz (1), Lena Kempfert (1,3), Matthias F. Pietschmann (1), Tina Ullamann (1), Andreas Ficklscherer (1,4), Thomas R. Niethammer (1), Anja Zhang (1,5), Roland M. Klar (1), Peter E. Müller (1)

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Orthopädie, Physikalische Medizin und Rehabilitation, LMU Klinikum, Klinikum Großhadern, Marchionistr. 15, 81377 München, (2) Zentrum für muskuloskelettale und plastische Chirurgie, Unfallchirurgie, Orthopädie und Sportorthopädie, Asklepios Klinik St Georg, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Lohmühlenstr 5, 20099 Hamburg, (3) Klinik für Urologie und Kinderurologie, RoMed Klinikum, Rosenheim, (4) Orthopädie am Viktualienmarkt, München, (5) Institut für physikalische und rehabilitative Medizin, Klinikum Ingolstadt, Ingolstadt

Zeitschrift: The American Journal of Sports Medicine 2020; 48: 450-459

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5255

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer TVV38/17 von der Landesdirektion Sachsen genehmigt. Es werden 60 Goldhamster im Alter von 21 Tagen verwendet. Die Tiere stammen aus institutseigener Zucht und haben eine Mutation, die sie anfällig für neurologische Bewegungsstörungen (Dystonie) macht. Die Hamster werden einzeln gehalten. Um diese Bewegungsstörungen auszulösen, werden die Tiere alle 2-3 Tage einem dreistufigen „Stressprotokoll“ ausgesetzt: (1) sie werden aus ihrem Käfig entfernt und auf eine Waage gesetzt, (2) ihnen wird eine Salzpufferlösung in die Bauchhöhle gespritzt und (3) sie werden in einen neuen Käfig gesetzt. Bis zu drei Stunden danach entwickeln sich unterschiedlich schwere Bewegungsstörungen, die in sechs Schweregrade eingeteilt werden: vom mildesten (1), die mit einer flachen Körperhaltung bezeichnet sind, bis zum schwersten Grad (6): Verkrampfung in einer verdrehten, gebeugten Haltung mit ausgestreckten Hinter- und Vorderbeinen.

Im Alter von 28-32 Tagen werden die Hamster in Narkose gelegt und der Kopf wird in einem Gestell fixiert. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten und zwei Löcher werden in den Schädel der Tiere gebohrt. Zwei Elektroden werden durch die Löcher in das Gehirn eingeführt und mittels Schrauben und Zahnzement befestigt. Nach einer 3-tägigen Erholungsphase werden die Tiere 2 oder 3 Mal dem Stressprotokoll ohne Elektrostimulation ausgesetzt. 2-3 Tage danach werden die Tiere wieder dem Stressprotokoll ausgesetzt und direkt danach wird ein Teil der Hamster einer dreistündigen tiefen Hirnstimulation mit unterschiedlichen Frequenzen unterzogen. Danach werden alle Tiere mittels einer Überdosis eines Narkosemittels und durch Injektion ins Herz getötet und ihre Gehirne werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft finanziell unterstützt.

Bereich: Neurologie, Hirnforschung

Originaltitel: Deep brain stimulation by optimized stimulators in a phenotypic model of dystonia: effects of different frequencies

Autoren: Maria Paap (1), Stefanie Perl (1), Anika Lüttig (1), Franz Plocksties (2), Christoph Niemann (2), Dirk Timmermann (2), Christian Bahls (3), Ursula van Rienen (3), Denise Franz (4), Monique Zwar (4), Marco Rohde (4), Rüdiger Köhling (4), Angelika Richter (1)*

Institute: (1) Institut für Pharmakologie, Pharmazie und Toxikologie, Zentrum für Veterinärmedizinische Grundlagenwissenschaften, Universität Leipzig, An den Tierkliniken 15, 04103 Leipzig, (2) Institut für Angewandte Mikroelektronik und Datentechnik, Universität Rostock, Rostock, (3) Institut für Allgemeine Elektrotechnik, Universität Rostock, Rostock, (4) Oscar Langendorff Institut für Physiologie, Universität Rostock, Rostock

Zeitschrift: Neurobiology of Disease 2021; 147: 105163. doi: 10.1016/j.nbd.2020.105163

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5254

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 0086/20 vom Landesamt für Gesundheit und Soziales Berlin genehmigt. Die Versuche finden am Institut für Virologie der Freien Universität Berlin statt. Es werden drei Hamsterarten (Roborowski-Zwerghamster, Campbell-Zwerghamster und Dsungarische Zwerghamster) mit je 22-24 weiblichen und männlichen Tieren im Alter von 5 bis 7 Wochen verwendet. Die Tiere stammen aus einer Zoohandlung in Deutschland.

Die Hamster werden in Gruppen von 6 Tieren pro Käfig gehalten. Tiere jeder Art werden in zwei Gruppen mit je 10-12 Hamstern aufgeteilt. Unter Narkose wird mit einer Pipette eine Flüssigkeit in die Nase gesprüht. Bei der ersten Hamster-Gruppe beinhaltet die Flüssigkeit SARS-CoV-2 Coronaviren. Bei der zweiten Gruppe (Kontroll-Gruppe) ist die Flüssigkeit virenfrei. Vor der Infektion sowie täglich über 14 Tage danach werden alle Hamster gewogen und die Körpertemperatur von mindestens 3 Hamstern pro Gruppe wird erfasst. Zwei, 3, 5 und 14 Tage nach dem Infektionsversuch werden je 3 Tiere pro Gruppe zufällig oder aufgrund eines schlechten Gesundheitszustands durch Ausbluten unter Narkose getötet. Ein schlechter Gesundheitszustand wird angenommen bei einem Verlust von über 15% des Körpergewichts über 2 Tage oder von über 20% am Messzeitpunkt. Die mit dem Coronavirus infizierten Roborowski-Zwerghamster verlieren schon nach drei Tage durchschnittlich 20% ihres Gewichts und ihre Körpertemperatur nimmt drastisch ab. Bei diesen Tieren zeigen sich deutliche Anzeichen einer klinischen Erkrankung, einschließlich Schnupfen, Atemnot, Apathie und gekräuseltes Fell. Alle Roborowski-Zwerghamster von der SARS-CoV-2 Gruppe werden am dritten Tag nach der Infektion getötet.

Drei Roborowski-Zwerghamster der Kontroll-Gruppe werden mit ca. 5% der vorher benutzten Coronavirus-Menge infiziert. Diese Tiere nehmen fast so schnell wie die vorher infizierten Hamster ab, bekommen Atemnot und müssen 4 oder 5 Tage nach der Infektion wegen eines schlechten Gesundheitszustandes getötet werden. Nur kurzfristige und variable Schwankungen bei Körpertemperatur und Gewicht werden bei den infizierten Dsungarischen Zwerghamstern beobachtet und die infizierten Campbell-Zwerghamster zeigen überhaupt keine Krankheitssymptome. 14 Tage nach der Infektion werden alle noch lebenden Tiere unter Narkose entblutet. Es werden Blut-, Atemwege- und andere Gewebeproben für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und von zweckgebundenen COVID-19-Fördergeldern der Freien Universität Berlin finanziell unterstützt.

Bereich: Infektionsforschung, Virologie

Originaltitel: The Roborovski dwarf hamster is a highly susceptible model for a rapid and fatal course of SARS-CoV-2 infection

Autoren: Jakob Trimpert (1)*, Daria Vladimirova (1), Kristina Dietert (2,3), Azza Abdelgawad (1), Dusan Kunec (1), Simon Dökel (2), Anne Voss (2), Achim D. Gruber (2), Luca D. Bertzbach (1,5), Nikolaus Osterrieder (1,4,5)

Institute: (1) Institut für Virologie, Freie Universität Berlin, Robert-von-Ostertag-Str. 7-13, Gebäude 35, 14163 Berlin, (2) Institut für Tierpathologie, Freie Universität Berlin, Berlin, (3) Tiermedizinisches Zentrum für Resistenzforschung, Freie Universität Berlin, Berlin, (4) Jockey Club College of Veterinary Medicine and Life Sciences, City University of Hong Kong, Kowloon, Hong Kong

Zeitschrift: Cell Reports 2020; 33: 108488. doi: 10.1016/j.celrep.2020.108488

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5253

Versuchsbeschreibung: Es werden Ratten der Zuchtlinie Sprague Dawley von der Zuchtfirma Charles River verwendet, außerdem neugeborene Mäuse ungenannter Herkunft. Die Mäuse werden getötet, um aus Nervenzellen ihres Gehirns Zellkulturen zu machen. Bei den Ratten wird zunächst unter Narkose eine Dauerkanüle in einen bestimmten Hirnbereich implantiert und am Schädelknochen befestigt (nicht beschrieben). Außerdem wird ein Katheter (Plastikschlauch) in eine Halsvene gelegt. Das eine Ende wird bis zum Herzen vorgeschoben und das andere Ende wird unter der Haut bis zwischen die Schulterblätter gelegt, wo der Schlauch nach außen tritt. Dieser wird verwendet um bei den Experimenten Kokain zu verabreichen.

Die Ratten werden süchtig gemacht, indem sie täglich 6 Stunden in einer Box verbringen müssen, wo es zwei Löcher in der Wand gibt. Steckt die Ratte ihre Nase in das „aktive“ Loch erhält sie über den Katheter im Herzen Kokain verabreicht. Außerdem ertönt ein Laut und eine Lampe leuchtet auf. Die Ratte lernt, sich selbst Kokain zu verabreichen. Es werden maximal 25 Injektionen pro Stunde verabreicht, um die Substanz nicht überzudosieren. Dieses „Training“ erfolgt über 10-12 Tage. Kontrolltiere erhalten statt Kokain eine wirkungslose Kochsalzlösung. Am Tag nach Ende des Trainings und 45 Tage danach werden die Tiere wieder in die Box gesetzt. Alles ist so wie vorher, nur wird kein Kokain verabreicht. Anschließend werden jeweils einige Ratten getötet, um ihre Gehirne zu untersuchen.

In 6 verschiedenen Versuchsanordnungen werden die Ratten vor oder während des „Trainings“ über die Kanüle im Gehirn Virenbestandteile injiziert, die die Produktion bestimmter Enzyme anregen oder hemmen.

Bereich: Suchtforschung

Originaltitel: Dnmt3a2 in the Nucleus accumbens shell is required for reinstatement of cocaine seeking

Autoren: Nazzareno Cannella (1)*, Ana M.M. Oliveira (2)*, Thekla Hemstedt (2)*, Thomas Lissek (2), Elena Buechler (1), Hilmar Bading (2), Rainer Spanagel (1)

Institute: (1) Institut für Psychopharmakologie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, J5, 68159 Mannheim, (2) Institut für Neurobiologie, Interdisziplinäres Zentrum für Neurowissenschaften (IZN), Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: The Journal of Neuroscience 2018; 38(34): 7516-7528

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5252

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.19-42502-04/1736 genehmigt. Es werden 61 Milch gebende Kühe der Rasse Holstein verwendet. Die Tiere werden in vier Gruppen eingeteilt. Zwei Gruppen erhalten Futter in unterschiedlichen Zusammensetzungen mit dem Pestizid Glyphosat angereichert, zwei Gruppen erhalten Futter ohne Glyphosat. Das Experiment erstreckt sich über 16 Wochen. In dieser Zeit werden 5 Mal Blutproben aus einer Halsvene genommen. Außerdem werden dreimal Gewebestücke aus der Leber entnommen. Dazu wird der unbetäubten Kuh die Haut lokal betäubt und eine Biopsienadel wird durch die Haut in die Leber gestochen. Das weitere Schicksal der Kühe wird nicht erwähnt.

Bereich: Tierernährung, Nutztierwissenschaften, Toxikologie, Umwelttoxikologie

Originaltitel: Effects of glyphosate residues and different concentrate feed proportions in dairy cow rations on hepatic gene expression, liver histology and biochemical blood parameters

Autoren: Ann-Kathrin Heymann (1), Karina Schnabel (1), Fabian Billenkamp (1)*, Susanne Bühler (1), Jana Frahm (1), Susanne Kersten (1), Liane Hüther (1), Ulrich Meyer (1), Dirk von Soosten (1), Nares Trakooljul (2), Jens Peter Teifke (3), Sven Dänicke (1)

Institute: (1) Institut für Tierernährung, Friedrich-Loeffler-Institut (FLI), Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Bundesallee 37, 38116 Braunschweig, (2) Institut für Genombiologie, Leibniz-Institut für Nutztierbiologie (FBN), Dummerstorf, (3) Abteilung für tierexperimentelle Tierhaltung und Biosicherheit, Friedrich-Loeffler-Institut (FLI) - Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald – Insel Riems

Zeitschrift: PLOS One 2021; 16(2): e0246679

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5251

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) Recklinghausen. Mäuse verschiedener Stämme werden von Janvier Labs (Wildtyp) und Jackson Laboratories (Rosa-tdTomato) bezogen. Außerdem werden Wildtyp-Mäuse mit gentechnisch veränderten Tieren verpaart, um Mäuse zu bekommen, bei denen ein bestimmtes Gen defekt ist (Pten-flox). Ihnen fehlt die Hemmung eines Signalweges, was zu beschleunigtem Gewebewachstum und damit u.a. zu verstärkter Tumorentstehung führt. Mäuse (Pten-flox) werden am ersten Lebenstag mit einem Gas narkotisiert und ihr Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen gespannt. Die Kopfhaut wird mittig aufgeschnitten. Bei den neugeborenen Mäusen wird die noch dünne Schädeldecke mit Kanülen an zwei Stellen durchstochen. Über die Kanülen wird eine Flüssigkeit ins Gehirn gespritzt. Diese enthält eine von zwei Substanzen, die Gewebe fluoreszieren lassen und sogenannte Virus-Vektoren, die diese Substanzen im Erbgut der Nervenzellen einbauen.

7 Wochen später wird bei den Tieren künstlich das Rückenmark geschädigt. Dafür wird unter Narkose die Rückenhaut aufgeschnitten. Das Dach des 8. Brustwirbels wird entfernt und das Rückenmark auf einer Breite von 0,1 mm mit einer Pinzette für 2 Sekunden gequetscht. Anschließend wird die Wunde verschlossen.

30 Minuten nach der Verletzung des Rückenmarks werden einige der Mäuse - weiterhin unter Narkose - erneut in den stereotaktischen Rahmen gespannt. Die Schädelhaut wird mittig aufgeschnitten und mit einem Bohrer zwei 0,5 mm große Löcher in den Schädel gebohrt. Eine Lösung wird ins Gehirn gespritzt, die wiederum Virus-Vektoren enthält, diesmal zusammen mit einem Eiweiß, welches Wachstum und Differenzierung von Körperzellen reguliert.

6 Wochen später werden einige der Mäuse, die auch das Eiweiß bekommen haben, erneut in Narkose gelegt und in den Rahmen gespannt. Genau an derselben Stelle wie das Eiweiß wird ihnen ein Nervengift ins Gehirn gespritzt. Zusätzlich bekommen sie ein Mittel in die Bauchhöhle.

Erwachsene Mäuse werden über eine Spritze in den Bauchraum narkotisiert und ihr Kopf in den stereotaktischen Rahmen gespannt. Die Schädelhaut wird mittig aufgeschnitten und ein Loch in den Knochen gebohrt, durch das ein Mittel zur Darstellung von Nervenendigungen gespritzt wird. Anschließend wird das Loch wieder vernäht. Ob diese Mäuse auch eine Verletzung des Rückenmarks bekommen, wird nicht erwähnt.

Wildtyp-Mäuse bekommen virale Vektoren ohne weitere Zusätze in den Glaskörper der Augen gespritzt. Drei Wochen später werden sie auf nicht genannte Weise für weitere Untersuchungen getötet.

Tiere einer anderen Mäusegruppe (Rosa-tdTomato) werden in Narkose gelegt und ihre Köpfe in den Rahmen gespannt. Die Haut wird über der Schädelmitte aufgeschnitten und ein 2 x 2 mm großes Loch gebohrt. Ein Gemisch aus Virus-Vektoren und fluoreszierender Substanz wird auf beide Seiten des Hirnstammes gespritzt. Die Wunde wird verschlossen. Auch hier wird nichts über ihren weiteren Verbleib geschrieben.

Zur Testung des Bewegungsverhaltens der Mäuse werden diese einzeln in ein rundes, offenes Feld gesetzt, das von allen Seiten mit einer 30 cm hohen Plexiglasscheibe umgeben ist. Bewertet werden nach dem sogenannten „Basso Mouse Scale“ Bewegungen bzw. Stellung von Fuß, Schwanz und Rumpf sowie Koordination und Schrittmuster. Untersucht wird die Bewegung vor der Verletzung, an den Tagen 1, 3, 7 und danach über acht Wochen wöchentlich.

8 Wochen nach der Verletzung des Rückenmarks müssen die Mäuse auf einen sogenannten Catwalk laufen. Dies ist ein schmaler Korridor mit einer Glasplatte und einer darunter befindlichen Kamera, die das Laufmuster der Tiere aufzeichnet. Jedes Tier muss dreimal den Laufsteg überqueren. Alle Tiere bekommen im Anschluss unter Narkose eine Formaldehydinjektion ins Herz gespritzt. Gehirn und Rückenmark werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Eine unbekannte Anzahl an Tieren stirbt während oder nach den Operationen. Die Autoren nennen nur als Beispiel Blasenprobleme. 3 Mäuse werden aufgrund nicht kompletter Quetschung des Rückenmarks vom Versuch ausgeschlossen. Was mit ihnen geschieht, wird nicht erwähnt. Vermutlich werden sie getötet.

Gefördert wurde die Arbeit von der Deutschen Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Neuropathologie, Neurologie, Traumatologie

Originaltitel: Transneuronal delivery of hyper-interleukin-6 enables functional recovery after severe spinal cord injury in mice

Autoren: Marco Leibinger, Charlotte Zeitler, Philipp Gobrecht, Anastasia Andreadaki, Günter Gisselmann, Dietmar Fischer*

Institute: Lehrstuhl für Zellphysiologie, Fakultät für Biologie und Biotechnology, ND/4, Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44780 Bochum

Zeitschrift: Nature Communications 2021; 12: 391

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5250