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Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit, LAVES, unter der Nummer 33.14-42502-04-13/1185 genehmigt. Es werden zwei spezielle Mäuselinien (BALB/c und haarlose SKH-1-Mäuse) bei Charles River in Sulzfeld gekauft.

Für die erste Testreihe wird 13 Mäusen eine Pfote künstlich entzündet, indem den Tieren Zymosan-A an drei aufeinanderfolgenden Tagen in die linke Hinterbeinpfote gespritzt wird. Zymosan ist ein Bestandteil der Bierhefe und verursachte eine Entzündung ähnlich wie bei schweren Infektionen, Autoimmunerkrankungen oder Blutvergiftung. Die Pfote schwillt an. In die rechte Hinterbeinpfote wird eine harmlose Lösung gespitzt. 7 Mäuse erhalten täglich mit entzündungshemmenden Glukokortikoiden beladene Nanopartikel in die Bauchhöhle injiziert, 6 Mäuse bekommen eine wirkungslose Kochsalzlösung. Nach 4 Tagen werden die Tiere durch Überdosis eines Narkosegases und Genickbruch getötet und die Dicke der Pfotenschwellung wird bestimmt.

In einer zweiten Testreihe werden den Tieren Eiweißstoffe zweimal im Abstand von 14 Tagen in die Bauchhöhle gespritzt und weitere 2 Wochen später in die Nase gesprüht. Dadurch kommt zu einer starken allergischen Reaktion. 30 Minuten vor der Auslösung der Allergie erhält ein Teil der Tiere die mit Glukokortikoiden beladenen Nanopartikel in die Nase gesprüht. Kontrolltieren wird eine wirkungslose Substanz appliziert. Für die Applikation in die Nase werden die Mäuse kurz betäubt. Zwei Tage später werden alle Mäuse getötet, um ihre Lungen zu untersuchen.

Die Arbeit wird vom Max-Planck-Institut für Experimentelle Medizin finanziert.

Bereich: Allergieforschung

Originaltitel: Therapeutic fluorescent hybrid nanoparticles for traceable delivery of glucocorticoids to inflammatory sites

Autoren: Joanna Napp (1,2), M. Andrea Markus (2), Joachim G. Heck (3), Christian Dullin (1,2,4), Wiebke Möbius (5), Dimitris Gorpas (6), Claus Feldmann (3), Frauke Alves (1,2,7)*

Institute: (1) Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Tandemgruppe Max Planck Institut für Experimentelle Medizin und UMG, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (2)* Translationale Molekulare Bildgebung, Max-Planck-Institut für Experimentelle Medizin, Hermann-Rein-Straße 3, 37075 Göttingen, (3) Institut für Anorganische Chemie, Karlsruher Institut für Technologie, Karlsruhe, (4) Italian Synchrotron „Elettra“, Triest, Italien, (5) Abteilung für Neurogenetik, Max-Planck-Institut für Experimentelle Medizin, Göttingen, (6) Institut für Biologische und Medizinische Bildgebung (IBMI), Helmholtz Zentrum München und Biologische Bildgebung der Technischen Universität München, München, (7) Klinik für Hämatologie und Onkologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen

Zeitschrift: Theranostics 2018; 8 (22): 6367-6383

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4972

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit, Dezernat 33/Tierschutz, genehmigt. Eine spezielle Mäuselinie wird bei Jackson Laboratory (JAX, Bar Harbor, ME, USA) gekauft und am Institut für Versuchstierkunde der Medizinische Hochschule in Hannover gehalten und gezüchtet. Es handelt sich um sogenannte NRG Mäuse. Diese Tiere haben durch Auslöschung mehrerer Gene ein geschwächtes Immunsystem.

Die Mäuse werden mit Gamma-Strahlen bestrahlt, um ihre Immun- und Stammzellen zu zerstören. Vier Stunden nach der Bestrahlung werden den Tieren über die Schwanzvene menschliche Immun-Stammzellen (CD34+) gespritzt. Hiermit wird das Immunsystem „humanisiert“. Nach 15 Wochen werden nur Tiere, die über 20% „humanisiert“ sind, für weitere Experimente verwendet. Das Schicksal der Mäuse, bei denen dies nicht der Fall ist, wird nicht erwähnt.

Die „humanisierten“ Mäuse werden in zwei Gruppen unterteilt. 19 Mäuse dienen als Kontrolle und werden nicht behandelt. 18 Tiere werden mit einem modifizierten Epstein-Barr-Virus infiziert. Das Virus verursacht eine Tumorentwicklung bei den Mäusen und ist mit einem fluoreszierenden Marker versehen. Mit einem speziellen Gerät können so die Krebszellen in der lebenden Maus sichtbar gemacht werden. Bereits nach einer Woche können Krebszellen bei acht Tieren in der Milz festgestellt werden, von wo aus sie sich über die Organe (Milz, Leber, Niere) verbreiten.

Die Mäuse werden spätestens 10 Wochen nach der Infektion getötet, bzw. früher, wenn „Symptome einer Belastung durch die Tumorentwicklung festgestellt“ werden. Welche Symptome dies sind und wieviel Tiere diese zeigen, wird nicht kommuniziert. Die Arbeit wurde finanziert vom Deutschen Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), der Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), der Deutschen Krebshilfe, dem Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD), dem Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und dem Jackson Laboratory in Form von Vortragshonorar an die verantwortliche Wissenschaftlerin.

Bereich: Immunologie, Krebsforschung

Originaltitel: Spatio-temporally skewed activation of PD-1+ T cells after Epstein Barr Virus infection and tumor development in long-term fully humanized mice

Autoren: Simon Danisch (1,2), Constanze Slabik (1,2), Angela Cornelius (1,2), Manuel Albanese (3), Takanobu Tagawa (3), Yen-Fu Adam Chen (3), Nicole Krönke (4), Britta Eiz-Vesper (5), Stefan Lienenklaus (6), Andre Bleich (6), Sebastian J. Theobald (1,2), Andreas Schneider (1,2), Arnold Ganser (1), Constantin von Kaisenberg (7), Reinhard Zeidler (3,8), Wolfgang Hammerschmidt (3), Friedrich Feuerhake (4,9), Renata Stripecke (1,2)*

Institute: (1)* Klinik für Hämatologie, Hämostaseologie, Onkologie und Stammzelltransplantation, Medizinische Hochschule Hannover, Hans Borst Zentrum, Carl-Neuberg-Straße 1, 30625 Hannover, (2) Laboratory of Regenerative Immune Therapies Applied, Exzellenzcluster „Von Regenerativer Biologie zu Rekonstruktiver Therapie – Akronym REBIRTH und das Deutsche Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Hannover, (3) Institut für Genvektoren (AGV), Helmholtz Zentrum München, Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), München, (4) Institut für Pathologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (5) Institut für Transfusionsmedizin, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (6) Institut für Versuchstierkunde und Zentrales Tierlaboratorium, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (7) Klinik für Frauenheilkunde und Geburtshilfe - Pränatalmedizin (MVZ), Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (8) Klinik und Poliklinik für Hals-Nasen-Ohrenheilkunde, Klinikum der Universität und Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), München, (9) Institut für Klinische Pathologie, Abteilung Neuropathologie, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg

Zeitschrift: The American Journal of Pathology 2019; 189(3): 521-539

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4971

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz unter der Nummer 08-004 / 14 genehmigt. Die Tiere wurden möglicherweise in der Kleintierpraxis Dr. Frank Pölzing in Oldisleben, Thüringen, operiert und getötet, da diesem in der Danksagung für die Hilfe bei den Tierversuchen gedankt wird.

Den Schweinen wird unter Narkose der Bauch aufgeschnitten und ein Stück der Bauchspeicheldrüse wird entfernt. Die Blutung der Bauchspeicheldrüse wird mit einer chirurgischen Naht gestoppt. Anschließend wird der Stumpf der Bauchspeicheldrüse unterschiedlich behandelt: Bei 3 Tieren wird der Stumpf unbehandelt gelassen, bei 3 Tieren wird Bioglue auf den Stumpf aufgetragen und bei 3 Tieren wird der Stumpf mit Coseal versiegelt. Ein Schlauch wird in der Nähe des Stumpfs platziert damit das Sekret in einen Beutel abfließen kann. Der Bauch wird zugenäht und den Tieren wird eine eng anliegende Jacke angelegt. In diese wird der Beutel für das ablaufende Sekret platziert. Die Schweine bekommen ein Schmerzmittel. Nach der Operation werden täglich Blutproben aus der Halsvene entnommen. Fünf Tage nach der Operation werden die Tiere unter Vollnarkose auf nicht beschriebene Weise getötet. Die Organe werden untersucht.

Bereich: Chirurgie

Originaltitel: Bio-absorbable sealants for reinforcing the pancreatic stump after distal pancreatectomy are critical

Autoren: Christian M. Kühlbrey, Steivan Kasper, Sophia Chikhladze, Gabriel Seifert, Ulrich T. Hopt, Stefan Fichtner-Feigl, Uwe A. Wittel*

Institute: Universitätsklinikum Freiburg, Klinik für Allgemein- und Viszeralchirurgie, Hugstetter Straße 55, 79106 Freiburg

Zeitschrift: Journal of Hepato-Biliary-Pancreatic Sciences 2019; 26(3): 96-103

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4970

Versuchsbeschreibung: Die Meerschweinchen der Rasse Dunkin-Hartley stammen aus der Zucht Envigo RMS GmbH, Rossdorf. Unter Narkose wird das rechte äußere Ohr abgeschnitten und ein Loch in den Schädelknochen geschnitten, um an das Innenohr zu gelangen. Anschließend wird ein kleines Fenster in die Gehörschnecke im Innenohr geschnitten. Hier werden bestimmte Zellen (Perizyten) der kleinen Blutgefäße angefärbt und mit einem speziellen Mikroskop beobachtet. Sechs Tiere erhalten nun eine Testsubstanz (Antihistaminikum Betahistin) in die Blutbahn verabreicht, die anderen sechs Tiere bekommen ein Placebo. Mit dem Mikroskop wird der Effekt der Wirkstoffgabe auf die Perizyten untersucht. Anschließend werden die Meerschweinchen auf nicht genannte Weise getötet.

Bereich: Hals-Nasen-Ohren-Heilkunde

Originaltitel: Role of capillary pericytes and precapillary arterioles in the vascular mechanism of betahistine in a guinea pig inner ear model

Autoren: Mattis Bertlich (1)*, Friedrich Ihler (1), Bernhard G. Weiss (1), Saskia Freytag (2,3), Michael Strupp (4,5), Mark Jakob (1), Martin Canis (1)

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Hals-Nasen-Ohrenheilkunde Kopf- und Halschirurgie, Universitätsmedizin Göttingen, Robert-Koch-Str. 40, 37075 Göttingen, (2) Population Health and Immunity Division, Walter and Eliza Hall Institute, Parkville, Australien, (3) Department of Medical Biology, University of Melbourne, Parkville, Australien, (4) Klinik für Neurologie, Uniklinikum München, München, (5) Deutsches Schwindel- und Gleichgewichtszentrum, Uniklinikum München, München

Zeitschrift: Life Sciences 2017; 187: 17-21

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4969

Versuchsbeschreibung: Die Versuche wurden vom Regierungspräsidium Tübingen, Referat 35 „Tierschutz und Gesundheit“ genehmigt. Es werden drei unterschiedlich gentechnisch veränderte Arten von Mäusen sowie Wildtyp-Mäuse verwendet, die in der Tieranlage des Interfakultären Instituts für Biochemie der Universität Tübingen (Forschungseinheit 2060, Feil-Group) gezüchtet wurden. Weibliche Wistar-Ratten unterschiedlichen Alters, (2-3 Monate, 8-11 Monate, 20-23 Monate) stammen von Charles River Laboratories, Sulzfeld.

Allen Tieren werden in Narkose Elektroden zur Messung von Hirnströmen unter die Haut des Schädels eingepflanzt. In einer schalldichten Kammer werden die betäubten Tiere einer Lärmbelastung in Form von Rauschen, Klicks oder plötzlichen Geräuschen bis zu einer Lautstärke von 120 Dezibel für jeweils 1 Stunde ausgesetzt. Die Tiere der Kontrollgruppen werden keinen akustischen Reizen ausgesetzt. Das Ausmaß der durch die Lärmbelastung verursachten Schädigung des Hörvermögens der Mäuse wird über die implantierten Elektroden in definierten Abständen dokumentiert. Nach den Versuchen werden alle Mäuse auf nicht genannte Weise getötet. Die im Innenohr befindliche Hörschnecke wird entnommen und ihre Haarzellen werden hinsichtlich der lärmverursachten Zerstörung von Nervenverbindungen untersucht.

Auch den Ratten werden zunächst in Narkose unter die Haut des Schädels operativ Elektroden für EEG-Messungen eingepflanzt. Je nach Alter, geplanter Lärmbelastung und/oder zusätzlicher Gabe eines Arzneimittels werden die Tiere 9 Testgruppen und 3 Kontrollgruppen zugeteilt. In einer Kammer werden die Ratten unter Narkose zwei Stunden lang einer Belastung von 100 Dezibel ausgesetzt. Einem Teil der Ratten wird 25-32 Tage lang, drei Mal täglich, ein in Futterpellets gepresstes Medikament verabreicht, das die Sinneszellen des Innenohrs vor der Zerstörung durch die angewandte Lärmbelastung schützen soll. Alle Ratten werden nach 32 Tagen auf nicht beschriebene Weise getötet und ihr Hörorgan wird untersucht.

Die Arbeit wurde unterstützt durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, Action on Hearing Loss und die Universität Tübingen.

Bereich: Hörforschung, Hals-Nasen-Ohrenheilkunde

Originaltitel: NO-sensitive guanylate cyclase isoforms NO-GC1 and NO-GC2 contribute to noise-induced inner hair cell synaptopathy

Autoren: Dorit Möhrle (1), Karin Reimann (1), Steffen Wolter (1), Markus Wolters (2), Ksenya Varakina (1), Evanthia Mergia (3), Nicole Eichert (1), Hyun-Soon Geisler (1), Peter Sandner (4), Peter Ruth (5), Andreas Friebe (6), Robert Feil (2), Ulrike Zimmermann (1), Doris Koesling (3), Marlies Knipper (1)*, Lukas Rüttiger (1)

Institute: (1) Neurosensorisches Zentrum der Universitätsklinik für Hals-, Nasen- und Ohrenheilkunde Tübingen, Arbeitsgruppe Molekulare Hörphysiologie, Elfriede-Aulhorn-Straße 5, 72076 Tübingen, (2) Interfakultäres Institut für Biochemie, Universität Tübingen, Tübingen, (3) Pharmakologie und Toxikologie Bochum, Ruhr-Universität Bochum, Medizinische Fakultät, (4) Bayer AG, Pharmaforschungs-Zentrum Wuppertal, (5) Forschungs- und Lehrbereich Pharmakologie, Toxikologie und Klinische Pharmazie, Institut für Pharmazie, Universität Tübingen, Tübingen, (6) Physiologisches Institut der Universität Würzburg, Würzburg

Zeitschrift: Molecular Pharmacology 2017; 92: 375-388

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4968

Versuchsbeschreibung: Die Genehmigung der Versuche erfolgt durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit, Oldenburg. Alle Ratten stammen aus der Zucht Harlan-Winkelmann, Borchen. Die 50 männlichen Wistar-Ratten, werden zehn Tage in Einzelkäfigen gehalten und an Manipulationen durch den Menschen gewöhnt. 30 Sprague-Dawley-Ratten hausen in Gruppen zu 3 Tieren pro Käfig. Lister Hooded-Ratten werden paarweise mit kastrierten Weibchen in einem Plastikkäfig gehalten. Wegen der Nachtaktivität der Ratten und den während der Aktivitätsphase durchzuführenden Experimenten, werden alle Tiere untertags 12 Stunden im Dunkeln gehalten und nachts künstlichem Licht ausgesetzt. Alle Ratten werden regelmäßig gewogen, um stressbedingte Gewichtsverluste zu dokumentieren.

Beim „Chronischen psychosozialen Stresstest“ werden die 50 Wistar-Ratten in vier Gruppen aufgeteilt: zwei Stress-Gruppen (10+15 Tiere) und zwei Nicht-Stress-Gruppen (10+15 Tiere). Die 25 Tiere der beiden Stress-Gruppen werden 5 Wochen lang täglich einer hochbelastenden sozialen Stresssituation ausgesetzt: Sie werden in den Käfig des Lister Hooded-Rattenpärchens gesetzt, nachdem kurz zuvor das weibliche Tier entfernt wurde. Das Lister Hooded-Männchen attackiert und verletzt den Eindringling und besiegt ihn regelmäßig. Die unterlegene männliche Wistar-Ratte reagiert mit unterwürfiger Haltung, Erstarrung oder Fluchtversuch. Unmittelbar nach dem Kampf wird das unterlegene Männchen in einen kleinen Käfig aus Drahtgeflecht gesteckt und im Wohnkäfig des überlegenen Männchens untergebracht. Zwar ist er vor Verletzungen geschützt, muss aber den Sieger eine Stunde lang sehen, hören und riechen, was extremen Stress bedeutet.

Nach einer Woche erhalten 10 Tiere der Stressgruppe und 10 Tiere der Kontrollgruppe über ihr Trinkwasser ein antidepressiv wirkendes Medikament (Citalopram). 24 Stunden nach Beendigung der letzten Konfrontation mit einem überlegenen Männchen werden alle Ratten getötet. Ein Teil der Ratten wird geköpft. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht. Die anderen Ratten werden durch Perfusion getötet. Unter Narkose wird ihr noch schlagendes Herz aufgeschnitten, damit das Tier entblutet, während über eine Infusionskanüle in die linke Herzkammer eine Kochsalzlösung in den Organismus gespült wird. Auf diese Weise wird unter anderem das Gehirn blutleer gemacht, was die feingewebliche Untersuchung erleichtert.

Im “Chronischen Restraint-Stresstest“ werden 30 Sprague Dawley-Ratten in zwei Gruppen mit je 15 Tieren aufgeteilt. Die Tiere der Stress-Gruppe werden drei Wochen lang täglich für 6 Stunden in ein enges Plexiglasrohr gezwängt, das ihnen jede Bewegung unmöglich macht. Sie haben keine Möglichkeit, an Futter oder Wasser zu gelangen. Den Ratten der Kontrollgruppe wird zur gleichen Zeit Futter und Wasser entzogen. Das Körpergewicht wird täglich vor der Stressbelastung dokumentiert. Alle Ratten werden 24 Stunden nach dem letzten Versuch auf nicht genannte Weise getötet. Es wird Blut entnommen und die Nebennieren werden zu Untersuchungszwecken entnommen.

Die Arbeit wird von der Deutschen Forschungsgemeinschaft über das DFG-Forschungszentrum 103, Molekulare Physiologie des Gehirns (CMPB) finanziert.

Bereich: Stressforschung, Neurophysiologie

Originaltitel: Modulation of gene expression by chronic stress in astroglia in hippocampus and prefrontal cortex of the rat

Autoren: Carolina Araya Callis Promotionskomitee: Hauptberater Gabriele Flügge (1)*, Swen Hülsmann (2), Christine Stadelmann-Nessler (3)

Institute: (1) Labor für Klinische Neurobiologie, Deutsches Primatenzentrum, Kellnerweg 5, 37077 Göttingen, (2) Institut für Neuro- und Sinnesphysiologie Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (3) Institut für Neuropathologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen

Zeitschrift: Dissertation zur Erlangung des Grades eines Dr. phil. (Ph.D.), Göttingen 2012

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Dissertation

Dokumenten-ID: 4967

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden genehmigt vom Landesamt für Verbraucherschutz, Abteilung C Lebensmittel- und Veterinärwesen, Saarbrücken (Referenznummer 68/2013). Woher die Tiere stammen, wird nicht erwähnt. 16 Mäusen wird eine sogenannte Rückenhautkammer implantiert. Auf die operative Implantation wird in dieser Arbeit nicht näher eingegangen, sondern auf eine weitere Publikation verwiesen. Rückenhautkammern werden in Tierversuchen eingesetzt, um Veränderungen in der Blutgefäßbildung über Tage oder Wochen hinweg am lebenden Tier zu beobachten. Das Tier wird betäubt und die Kammer chirurgisch implantiert. Dabei wird die Rückenhaut gespannt und zwischen 2 Metallrahmen fixiert, die anschließend fest zusammengeschraubt werden - hierzu werden Löcher in die Haut der Maus geschnitten. In der Mitte der Metallrahmen befindet sich ein durchsichtiges Beobachtungsfenster, durch das man die Blutgefäße der Maus durch die extrem gespannte Haut beobachten kann. Im Bereich des Beobachtungfensters werden dem Tier Unterhautgewebe und Muskelschichten herausgeschnitten. Die Kammer wird mit Flüssigkeit befüllt.

Nach dem schweren operativen Eingriff können sich die Mäuse 48 Stunden lang „erholen“. Anschließend werden allen Tieren zuvor im Labor aus Mäuse-Dickdarmkrebs gezüchtete Mikro-Tumore eingepflanzt. Hierzu wird die Rückenkammer geöffnet und der Mikrotumor auf der Muskelschicht des Tieres platziert. 8 Tieren wird danach 2 Wochen lang täglich Geraniol, ein potenzielles Krebsmedikament, per Schlundsonde verabreicht, die 8 übrigen Tiere erhalten auf die gleiche Weise Öl als Kontrolle. Alle 3-4 Tage werden fluoreszenzmikroskopische Aufnahmen des Gewebes in der Rückenhautkammer am lebenden Tier gemacht. Eine Betäubung der Mäuse hierfür wird nicht erwähnt. Nach 14 Tagen werden alle Tiere durch eine Überdosis Narkotikum getötet und das Gewebe der Rückenhautkammer für weitere Analysen verwendet.

Zudem werden 5 Ratten getötet, um die Aorten (Körperschlagader) zu entnehmen und daraus Ringe zu schneiden, an denen dann in vitro die Wirkung von Geraniol getestet wird.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Geraniol suppresses angiogenesis by downregulating vascular endothelial growth factor (VEGF)/VEGFR-2 signaling

Autoren: Christine Wittig, Claudia Scheuer, Julia Parakenings, Michael D. Menger, Matthias W. Laschke*

Institute: Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universität des Saarlandes, Gebäude 65, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar

Zeitschrift: PLoS ONE 2015; 10(7): e0131946

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4966

Versuchsbeschreibung: Die Versuche wurden von der zuständigen Behörde der Regierung von Oberbayern genehmigt und wurden von Februar 2015 bis August 2018 im Walter-Brendel-Zentrum für experimentelle Medizin durchgeführt. 15 Schweine(Ferkel) im Alter von 6-13 Wochen der Deutschen Landrasse, verkreuzt mit Large White, dienen als Spendertiere für die Herztransplantation auf Paviane. Sie werden mit Unterstützung der Revivicor Inc. Blacksburg, USA, am Veterinärwissenschaftlichen Department für Molekulare Tierzucht und Biotechnologie der Tierärztlichen Fakultät der LMU München, 81377 München mit Genmanipulationen an mehreren Genorten gezüchtet. Nach zahlreichen vorangegangenen Blut- und Gewebeuntersuchungen wird 7 Tage vor der geplanten Xenotransplantation eine Ultraschalluntersuchung des Herzens zur Beurteilung der Herzfunktion und zum Ausschluss von Herzklappenfehlern durchgeführt. Die Eröffnung des Brustkorbs und Entnahme des Herzens und damit die Tötung der Schweine erfolgt in Narkose. Die Herzen von 14 Schweinen werden drei Gruppen zugeteilt und bis zur Einpflanzung in den Brustkorb eines Pavians auf unterschiedliche Weise konserviert.

Ein Wildtyp-Schwein (Kontrolle) wird einer Scheinoperation ohne Herzentnahme unterzogen. An ihm wird das normale Wachstum des Herzens im Schwein im Vergleich zu den transplantierten Herzen mittels mehrfacher Ultraschalluntersuchungen dokumentiert, bevor es auf nicht genannte Weise getötet wird.

Die 14 männlichen Paviane im Alter von 3 bis 8 Jahren stammen vom Deutschen Primatenzentrum Göttingen. Vor der Operation leben die Affen in Gruppen von mindestens zwei Tieren. Nach der Operation sind sie bis zum Ende der Versuche in mobilen Einzelkäfigen, meist unter Isolationsbedingungen, untergebracht.

Nach Narkoseeinleitung wird bei allen Pavianen ein zentraler Venenkatheter über die obere Hohlvene und ein arterieller Katheter zur kontinuierlichen Blutdruckmessung über eine Oberschenkelarterie eingeführt. Der Brustkorb wird durch einen Schnitt entlang des Brustbeins eröffnet. Nach Eröffnung und Kanülierung der beiden Halsvenen und der Hauptschlagader werden diese an eine Herz-Lungen-Maschine angeschlossen. So kann der Blutkreislauf ohne die Pumpfunktion des Herzens aufrecht gehalten werden. Das Herz des Pavians wird unter Belassung eines Teils der Vorhöfe entfernt und das Herz des transgenen Schweins eingenäht. In eine Hauttasche, die nahe der rechten Brust operativ gebildet wird, wird ein drahtloses Telemetrie Gerät eingesetzt, das Herz-Kreislauf-Werte übermittelt. In die Hauptschlagader und die Herzspitze werden Druckfühler eingeführt, in der Wand der rechten Herzkammer wird eine EKG-Ableitung platziert. Das transplantierte Schweineherz wird durch einen Elektroschock zum Schlagen gebracht und nach Abgang von der Herz-Lungenmaschine wird der Brustkorb verschlossen. Alle Paviane werden nach Erwachen aus der Narkose in einen Einzelkäfig verbracht und engmaschig untersucht. Sie erhalten Schmerzmittel, Cortison und eine Vielzahl weiterer Medikamente und Antikörper zur Blutdrucksenkung oder Stützung des Kreislaufs, zur Unterdrückung einer Abstoßungsreaktion, zur Verhinderung von Thrombosen, zur Unterdrückung von Entzündungen, bakteriellen und viralen Infektionen und zur Bildung von roten Blutkörperchen. Alle Medikamente weisen ein breites Spektrum von schweren Nebenwirkungen auf.

Entsprechend der Art der Konservierung des entnommenen Schweineherzens bis zur Transplantation in den Pavian erfolgt eine Einteilung der Affen/Empfängertiere in 3 Gruppen. Tiere der Gruppe 1 (5 Paviane) erhalten ein Schweineherz, in das eine 4 Grad kalte Lösungen infundiert wurde.

Tieren der Gruppe 2 (4 Paviane) wird ein Schweineherz eingepflanzt, das mit einer Nährlösung versorgt und konserviert wurde, die Sauerstoff, Eiweiß (Albumin) und rote Blutkörperchen enthält.

Den 5 Pavianen der Gruppe 3 wird ein Schweineherz implantiert, das mit der gleichen Lösung wie in Gruppe 2 konserviert wurde. Zusätzlich wird bei ihnen die Gabe von Cortison bald nach der Operation ausgeschlichen, ihr Blutdruck wird von den für Paviane normalen Werten (120 mmHg systolisch) auf den Normwert von Schweinen (80 mmHg) medikamentös abgesenkt. Um ein übermäßiges Wachstum der Schweineherzen und damit ein Herzversagen und eine Leberstauung zu verhindern, bekommen die Tiere der Gruppe 3 zusätzlich ein Medikament (Temsirolimus), das beim Menschen zur Wachstumshemmung von bestimmten Krebszellen zugelassen ist und bei dem mit schwersten Nebenwirkungen wie bakteriellen und viralen Infektionen, Atemnot, einer tödlichen Lungenentzündung, Thrombosen, Lungenembolien, Blutungen u.a. gerechnet werden muss.

Von den 5 Pavianen der Gruppe 1 sterben 3 Tiere am 1. Tag und ein Tier am 3. Tag nach der Operation an der bislang ungeklärten sogenannten perioperativen kardialen Xenotransplantatdysfunktion (PCXD), bei der es zu einem schweren Pumpversagen des Herzens mit Atemnot, Blutdruckabfall und Todesangst kommt. Ein Pavian dieser Gruppe lebt 30 Tage und stirbt wegen einer massiven Herzvergrößerung, in deren Folge es zu - sicher äußerst schmerzhaften - Herzinfarkten und zu einer Leberstauung mit Leberversagen kommt.

Die Überlebenszeit der 4 Paviane der Gruppe 2 beträgt 4 bis 40 Tage. Todesursachen ist die Zunahme des Herzgewichtes auf bis das dreifache mit Herz- und Leberversagen bei 2 Tieren. Eine schwere Gerinnungsstörung bei einem Affen mit vielfachen Thrombenbildungen im Herzmuskel und einer schweren Leberschädigung führt 40 Tage postoperativ zum Tod. Der vierte Pavian aus der Gruppe 2 erleidet 4 Tage nach der Operation schwere neurologische Ausfallerscheinungen, verursacht durch einen nicht näher beschriebenen technischen Defekt und wird getötet.

In der Gruppe 3 erleidet ein Pavian schwere Atemnot wegen eines Rippenfellergusses, verursacht durch den Verschluss eines großen Lymphgefäßes. In der oberen Hohlvene hat sich zudem eine Thrombose gebildet. Das Tier wird deshalb am 51. Tag auf nicht genannte Weise getötet. Zwei Paviane werden entsprechend dem Versuchsprotokoll am 90. postoperativen Tag auf nicht genannte Weise getötet. Bei der feingeweblichen Untersuchung werden bei einem dieser beiden Affen Wassereinlagerungen im Herzmuskelgewebe und eine Leberschädigung festgestellt. Bei zwei Affen wird Temsirolimus nach etwa 5 Monaten abgesetzt, woraufhin das Herz massiv anschwillt. Diese beiden Tiere werden kurze Zeit später, nämlich 182 bzw. 195 Tage nach der Transplantation auf nicht genannte Weise getötet.

Alle Paviane werden nach ihrem Tod obduziert und es werden feingewebliche Untersuchungen von Herz und Leber vorgenommen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft, TRR127, gefördert.

Bereich: Xenotransplantation

Originaltitel: Consistent success in life-supporting porcine cardiac xenotransplantation

Autoren: Matthias Längin (1,2), Tanja Mayr (1,2), Bruno Reichart (2)*, Sebastian Michel (3), Stefan Buchholz (3), Sonja Guethoff (2,3), Alexey Dashkevich (3), Andrea Baehr (4), Stefanie Egerer (4), Andreas Bauer (1), Maks Mihalj (3), Alessandro Panelli (2), Lara Issl (2), Jiawei Ying (2), Ann Kathrin Fresch (2), Ines Buttgereit (2), Maren Mokelke (2), Julia Radan (2), Fabian Werner (1), Isabelle Lutzmann (2), Stig Stehen (5), Trygve Sjöberg (5), Audrius Paskevicius (5), Liao Qiuming (5), Riccardo Sfriso (6), Robert Rieben (6), Maik Dahlhoff (4), Barbara Kessler (4), Elisabeth Kemter (4), Katharina Klett (7,8,9), Rabea Hinkel (7,8,9), Christian Kupatt (7,9), Almuth Falkenau (10), Simone Reu(11), Reinhard Ellgass (3), Rudolf Herzog (3), Uli Binder (12), Günter Wich (13), Arne Skerra (14), David Ayares (15), Alexander Kind (16), Uwe Schönmann (17), Franz-Josef Kaup (17), Christian Hagl (3), Eckhard Wolf (4), Nikolai Klymiuk (4), Paolo Brenner (2,3,19), Jan-Michael Abicht (1,2)*

Institute: (1) Klinik für Anästhesiologie der Universität München, 81377 München, (2)* DFG TRR127 am Walter-Brendel-Zentrum für experimentelle Medizin, Ludwig-Maximilians-Universität-München, Marchioninistr. 27, 81377 München, (3) Herzchirurgische Klinik und Poliklinik der LMU München, 81377 München, (4) Veterinärwissenschaftliches Department für Molekulare Tierzucht und Biotechnologie der Tierärztlichen Fakultät der LMU München, 81377 München, (5) Department of Cardiothoracic Surgery, Lund University and Skane University Hospital, Lund, Schweden, (6) Department for BioMedical Research (DMBR), Universität Bern, Bern, Schweiz, (7) Medizinische Klinik, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, 81675 München, (8) Institut für Prophylaxe und Epidemiologie der Kreislaufkrankheiten (IPEK), Klinikum der Ludwig-Maximilians-Universität München, 80336 München, (9) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung e.V., Standort München, (10) Institut für Tierpathologie der LMU München, 80539 München, (11) Pathologisches Institut der LMU München, 80337 München, (12) XL-protein GmbH, 85354 Freising, (13) Wacker Chemie AG, 81737 München, (14) Center for integrated Protein Science Munich (CiPSM) und Lehrstuhl für Biologische Chemie, Technische Universität München, School of Life Sciences Weihenstephan, 85354 Freising, (15) Revivicor Inc., Blacksburg, USA, (16) Chair of Lifestock Biotechnology, School of Life Sciences Weihenstephan, Lehrstuhl für Biotechnologie der Nutztiere der Technischen Universität München, 85354 Freising, (17) Deutsches Primatenzentrum GmbH, 37077 Göttingen

Zeitschrift: Nature 2018; 564(7736): 430-433

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4965

Versuchsbeschreibung: Genehmigungsbehörde ist das Landesamt für Gesundheit und Soziales, Berlin. Die männlichen Wistar-Ratten stammen aus der Zucht von Harlan-Winkelmann, Borchen. In der ersten Woche werden die in Einzelkäfigen gehaltenen Tiere an Manipulationen durch den Menschen gewöhnt. Jeweils 40 Tiere erhalten für 26 Tage entweder eine 5%-ige alkoholische oder eine alkoholfreie Flüssignahrung. Bei den mit Alkohol gefütterten Ratten entwickelt sich binnen kurzem eine Alkoholabhängigkeit.

Am 23. Tag wird unter Narkose der Kopf bei allen Ratten in einer speziellen Halterung fixiert. Durch ein Bohrloch im Schädelknochen wird ein kleiner Schlauch (Microdialysekanüle) bis zu einem Hirnareal (Nucleus accumbens) vorgeschoben, in dem sich bei Alkoholentzug vermehrt nervenerregende Botenstoffe, wie z.B. Glutamat, finden. Die Kanüle wird mit zwei Schrauben und Knochenzement im Schädel befestigt und dient der Entnahme von Hirnwasser. Zwei Ratten sterben aus unerklärlichen Gründen unmittelbar nach der Operation.

Ab dem 26. Tag wird den Tieren die Nahrung entzogen, wodurch es bei den mit Alkohol gefütterten Tieren zu Entzugserscheinungen wie Unruhe, starkem Bewegungsdrang, Muskelkrämpfe und Zittern am ganzen Körper, Zähneklappern, Schütteln des Körpers und tonisch-klonischen Krampfanfällen kommt. Jeweils zehn Ratten aus den beiden Gruppen werden sofort auf nicht genannte Weise getötet, dann wird ihr Kopf mittels einer Guillotine abgetrennt, das Gehirn untersucht.

Die verbleibenden Tiere werden für 3 Stunden in eine Narkose versetzt, bei der je nach Gruppenzugehörigkeit eines von 3 gasförmigen Narkosemittel verwendet wird. Währenddessen werden im Hirnwasser kontinuierlich Alkoholentzugs-typische Botenstoffe bestimmt. Danach werden alle Ratten auf nicht genannte Weise getötet, der Kopf wird abgetrennt, ihr Gehirn wird untersucht.

Bereich: Alkoholforschung, Suchtforschung, Anästhesiologie

Originaltitel: Influence of volatile anesthesia on the release of glutamate and other amino acids in the nucleus accumbens in a rat model of alcohol withdrawal: a pilot study

Autoren: Thomas Seidemann (1)*, Claudia Spies (1), Rudolf Morgenstern (2), Klaus-Dieter Wernecke (3), Nicolai Netzhammer (1)

Institute: (1) Klinik für Anästhesiologie mit Schwerpunkt operative Intensivmedizin, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Campus Charité Mitte und Campus Virchow-Klinikum, 13353 Berlin, (2) Institut für Pharmakologie, Campus Charité Mitte und Campus Virchow-Klinikum, (3) SOSTANA, Sophisticated Statistical Analysis, Berlin

Zeitschrift: PLOS One 2017 DOI:10.1371/journal.pone.0169017

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4964

Versuchsbeschreibung: Die Genehmigung der Versuche erfolgt durch das Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer 35-9185.81/G-163/13 (Versuche 1 und 2 mit Ratten) sowie Nummer 35-9185.81/G-301/14 (Versuch 3 mit transgenen Mäusen).

Männliche Wistar Ratten mit einem Körpergewicht von 210-300 g stammen von Charles River, Sulzfeld. Die transgenen Knockout-Mäuse werden im Tierversuchslabor des Zentralinstituts für Seelische Gesundheit der Universität Heidelberg in Mannheim gezüchtet. Eine zweite Gruppe von transgenen Mäusen stammt vom Deutschen Krebsforschungszentrum Heidelberg.

Versuch 1:

Jeweils vier Ratten werden in einem Käfig gehalten. Über einen Zeitraum von 7 Wochen müssen die Ratten der Alkohol-Gruppe jede Woche an fünf Tagen für 14 Stunden alkoholhaltige Dämpfe über einen speziellen Vernebler einatmen, wodurch eine Alkoholabhängigkeit erzeugt wird. Während der 10-stündigen Phasen ohne Alkoholzufuhr und verstärkt während einer allwöchentlichen Alkoholpause von 58 Stunden, erleiden sie Entzugssymptome wie Unruhe, starken Bewegungsdrang, Muskelkrämpfe und Zittern am ganzen Körper, Zähneklappern, Schütteln des Körpers und tonisch-klonische Krämpfe. Die Tiere der Kontrollgruppe erhalten Raumluft. Die Tötung der Ratten durch Abschneiden des Kopfes erfolgt je nach Gruppenzugehörigkeit unmittelbar nach der letzten Inhalationsphase oder nach 1,3,7 oder 21 Tagen. Die Gehirne der Tiere werden untersucht.

Versuch 2:

Ratten werden durch Konditionierung und Entzug von Flüssigkeit dazu gebracht, durch Drücken eines Hebels regelmäßig an alkoholische Lösungen zu gelangen und sie werden dadurch alkoholabhängig gemacht. In Narkose wird über ein Bohrloch im Schädelknochen eine Führungskanüle eingepflanzt und mit Zement fixiert. Über diese Vorrichtung wird ein kleiner Schlauch in den seitlichen Hirnventrikel (mit Hirnwasser gefüllter Hohlraum des Gehirns) zur Verabreichung von Medikamenten eingeführt.

Zwei Wochen nach letzter Alkoholaufnahme wird einer Gruppe von Ratten in der bei Versuch 1 beschriebenen Versuchsanordnung Alkohol über einen Verdampfer zugeführt, die anderen Tiere erhalten über den Verdampfer Raumluft (Kontrollgruppe). Zweimal pro Woche wird den Ratten aus einer Schwanzvene Blut zur Bestimmung des Alkoholspiegels entnommen. Nach einer 3-wöchigen Phase der Abstinenz wird allen Ratten entweder ein Medikament oder eine wirkstofffreie Lösung in den Hirnventrikel gespritzt. Verhaltenstests sollen Aufschluss geben über eine Auswirkung auf das Alkoholsuchtverhalten („craving“) und die zuvor konditionierte Selbstversorgung mit Alkohol der alkoholabhängigen Ratten. Die Tötung der Ratten erfolgt durch Abschneiden des Kopfes.

Versuch 3:

Zwei Gruppen unterschiedlich genetisch veränderter Mäuse werden in einem umgekehrten Tag/Nacht-Rhythmus in Gruppen von 2-3 Mäusen in Maschendrahtkäfigen gehalten. Es werden vier Gruppen mit jeweils 6-10 Tieren gebildet. Über einen Zeitraum von vier Wochen müssen die Mäuse, wie bei Versuch 1 beschrieben, alkoholhaltige Dämpfe bzw. Raumluft (Kontrollgruppen) über einen Vernebler inhalieren. Allerdings beträgt die Dauer der Inhalationsphase 16 Stunden, der Alkoholanteil wird kontinuierlich gesteigert und die Mäuse erhalten zusätzlich vor jeder Inhalationsphase eine Injektion in die Bauchhöhle mit einem Schmerzmittel und je nach Gruppe Alkohol. Nach Absetzen der Alkoholinhalationen werden bei den Mäusen schwere Entzugserscheinungen beobachtet und standardisiert bewertet: Unruhe, Zittern, Sträuben der Haare, Schütteln, stressanzeigende Ultraschall-Laute und Zähneklappern. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

Die Studie wurde gefördert durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung, durch das EU Förderprogramm für Forschung und Innovation „Horizon 2020“ und durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Alkoholforschung, Suchtforschung

Originaltitel: Differential Roles for L-Type Calcium Channel Subtypes in Alcohol Dependence

Autoren: Stephanie Uhrig (1), David Vandael (2), Andrea Marcantoni (2), Nina Dedic (3), Ainhoa Bilbao (1), Miriam A. Vogt (4), Nathalie Hirth (1), Laura Broccoli (1), Rick E. Bernardi (1), Kai Schönig (5), Peter Gass (4), Dusan Bartsch (5), Rainer Spanagel (1), Jan M. Deussing (3), Wolfgang H. Sommer (1,6), Emilio Carbone (2), Anita C. Hansson (1)*

Institute: (1)Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Institut für Psychopharmakologie, Universität Heidelberg, Medizinische Fakultät Mannheim, Quadrat J5, 68159 Mannheim, (2) Department of Drug Science, Laboratory of Cellular and Molecular Neuroscience, NIS Center, CNSM Universität Turin, Italien, (3) Abteilung für Stress Neurobiologie und Neurogenetik, Max Planck Institut für Psychiatrie, München, (4) Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universität Heidelberg, 68159 Mannheim, (5) Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Abteilung für Molekularbiologie, Universität Heidelberg, 68159 Mannheim, (6) Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Klinik für Abhängiges Verhalten und Suchtmedizin, Universität Heidelberg, 68159 Mannheim

Zeitschrift: Neuropsychopharmacology 2017; 42: 1058-1069

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4963