Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) Oldenburg unter der Nummer 33.4-42502-04-13/1281 genehmigt und finden am Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung (HZI) Braunschweig statt. Weitere Versuche werden in Ägypten durchgeführt.

Es werden Mäuse dreier genmanipulierter Stämme verwendet. Den Tieren fehlt oder fehlt teilweise ein bestimmtes Gen. Die Tiere stammen ursprünglich von einem einzigen Mäusepaar in Japan ab und wurden an der Universität Luxemburg weitergezüchtet und schließlich an das HZI verbracht, wo sie zu fünft in Käfigen unter keimfreien Bedingungen gehalten werden. Die Mäuse werden durch Injektion in die Bauchhöhle betäubt und es werden ihnen Influenza A-Viren in die Nase gesprüht. 15 Tage lang werden Gewichtsverlust und Sterberate beobachtet. Mäuse, die mehr als 20 % ihres Gewichts verlieren werden durch Ersticken mit CO2 getötet. Je nach Zuchtstamm sterben 25%, 50% oder 80% der Tiere innerhalb von 10-14 Tagen. In einem zweiten Experiment werden jeweils einige Mäuse 8 oder 9 bzw. 14 Tage nach der Infektion getötet. Ihre Lungen werden in dünne Scheiben geschnitten und untersucht.

Bei dem Experiment, das in Ägypten stattfindet, werden Mäuse einer Inzuchtlinie verwendet. Den Tieren werden ebenfalls Influenza-A-Viren in die Nase gesprüht. Zusätzlich erhalten die Tiere täglich 5 Tage lang eine Testsubstanz in die Bauchhöhle injiziert. Am 6 Tag werden die Tiere „geopfert“, d.h. getötet. Die unbehandelten Mäuse sterben zu etwa 50 %, während die mit dem Teststoff behandelten fast alle bis zu ihrem geplanten Tötungstag überleben.

In einem weiteren Versuch werden genmanipulierte oder „normale“ Mäuse auf nicht genannte Weise getötet, um aus ihren Oberschenkelknochen Knochenmarkszellen zu gewinnen.

Die Arbeit wurde unterstützt durch die Helmholtz-Gesellschaft Deutscher Forschungszentren, Bundesministerium für Bildung und Forschung, Deutsche Akademische Austauschdienst (DAAD), Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF) und Alexander-Humboldt-Stiftung.

Bereich: Infektionsforschung, Immunologie, Mikrobiologie

Originaltitel: Itaconate and derivates reduce interferon responses and inflammation in influenza A virus infection

Autoren: Aaqib SohailI (1,2), Azeem A. Iqbal (1,2), Nishika Sahini (1,2), Fangfang Chen (1,2), Mohamed Tantawy (1,2,3,4), Syed F.H. Waqas (1,2), Moritz Winterhoff (1,2), Thomas Ebensen (5), Kristin Schultz (6), Robert Geffers (7), Klaus Schughart (6,8,9), Matthias Preusse (1), Mahmoud Shehata (10,11), Heike Bähre (12), Marina C. Pils (13), Carlos A. Guzman (5), Ahmed Mostafa (10,11), Stephan Pleschka (10,14), Christine Falk (15), Alessandro Michelucci (16,17), Frank Pessler (1,2,18)*

Institute: (1) Biomarker für Infektionskrankheiten, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Inhoffenstr. 7, 38124 Braunschweig, (2) TWINCORE Zentrum für Experimentelle und Klinische Infektionsforschung, Hannover (3) Hormones Department, Medical Research and Clinical Studies Institute, National Research Center, Dokki, Giza, Ägypten, (4) Stem Cells Lab, Center of Excellence for Advanced Sciences, National Research Center, Dokki, Giza, Ägypten, (6) Infektionsgenetik, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (7) Genomanalytik, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (8) Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (9) University of Tennessee Health Science Center, Memphis, TN, USA, (10) Istitut für Medizinische Virologie, Justus-Liebig-Universität, Gießen, (11) Center of Excellence for Influenza Viruses, National Research Center, Dokki, Giza, Ägypten, (12) Research Core Unit Metabolomics, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (13) Mouse Pathology Platform, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (14) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF) Partner-Standort Gießen, Gießen, (15) Institut für Transplantationsimmunologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (16) Neuro-Immunology Group, Department of Cancer Research, Luxembourg Institute of Health (LIH), Luxemburg, (17) Luxembourg Center for Systems Biomedicine, University of Luxembourg, Esch-sur-Alzette, Luxemburg, (18)Zentrum für Individualisierte Infektionsmedizin, Hannover

Zeitschrift: PLoS Pathogens 2022; 18(1): e1010219

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5568

Versuchsbeschreibung: Welche Behörde die Versuche genehmigt hat, wird nicht erwähnt. Es werden Mäuse 5 verschiedener Zuchtlinien verwendet. Die Tiere dreier Zuchtlinien werden unter spezifisch-pathogenfreien (frei von bestimmten Keimen) bzw. in Isolatoren unter keimfreien Bedingungen am Helmholtz-Zentrum (HZI) Braunschweig gezüchtet und gehalten. Die Mäuse einer vierten Zuchtlinie stammen aus der Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg und werden mit oben offenen Käfigen am HZI gehalten, d.h., sie sind den Keimen der Umgebungsluft ausgesetzt. Tiere der fünften Zuchtlinie werden von der Zuchtfirma Janvier Labs, Frankreich, gekauft und unter spezifisch-pathogenfreien Bedingungen an der Uni Magdeburg gehalten. Die Tiere sind zwischen 10 und 46 Wochen alt.

Gruppen von Mäusen verschiedener Zuchtlinien wird LPS in die Nase gesprüht, das sind Bestandteile aus Bakterienwänden, was zu einer Reaktion des Immunsystems führt. Andere Mäuse erhalten einen Immun-Botenstoff in die Nase gesprüht oder eine wirkungslose Flüssigkeit. 1-2 Tage danach werden die Mäuse auf nicht genannte Weise „geopfert“, d.h. getötet, um Lunge, Luftröhre sowie die Spülflüssigkeit aus Lunge und Nase zu untersuchen. Zudem wird Blut aus dem Herzen entnommen.

Anderen Mäusen, denen LPS oder der Immun-Botenstoff in die Nase verabreicht wurde, erhalten 48 Stunden später Bakterien (Erreger der Lungenentzündung) in die Nase gesprüht. 18 Stunden nach der Infektion werden die Tiere getötet, um die Organe wie bei den anderen Mäusen beschrieben, zu entnehmen und zu untersuchen.

Die Arbeit wurde unterstützt durch das Bundesland Sachsen-Anhalt und European Structural and Investment Funds.

Bereich: Immunologie, Infektionsforschung, Mikrobiologie

Originaltitel: Exogeneous and endogeneous triggers differentially stimulate Pigr expression and antibacterial secretory immunity in the murine respiratory tract

Autoren: Alexander Pausder (1,2,3), Jennifer Fricke (4,9), Klaus Schughart (4,5,6), Jens Schreiber (7), Till Strowig (8), Dunja Bruder (1,2), Julia D. Boehme (1,2)*

Institute: (1) Forschungsgruppe Infektionsimmunologie, Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene, Gesundheitscampus Immunologie, Infektiologie und Inflammation, Otto-von-Guericke-Universität, Leipziger Str. 44, 39120 Magdeburg, (2) Forschungsgruppe Immunregulation, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (3) ESF Graduate School ABINEP, Magdeburg, (4) Forschungsgruppe Genetik, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (5) Tiermedizinische Hochschule, Hannover, (6) University of Tennessee Health Science Center, Memphis, TN, USA, (7) Experimentelle Pneumologie, Gesundheitscampus Immunologie, Infektiologie und Inflammation, Otto-von-Guericke-Universität, Magdeburg, (8) Mikrobielle Immunregulation, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (9) Forschungsgruppe Nanoinfektionsbiologie, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig

Zeitschrift: Lung 2022; 200: 119-128

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5567

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit Oldenburg unter der Nummer 33.19-42502-04-17/2462 genehmigt. Es werden Mäuse der Inzuchtlinie New Zealand obese (NZO) verwendet, die zu Zuckerkrankheit und Fettleibigkeit neigen, und Mäuse der Linie NMRI als normale Kontrolltiere. Die Herkunft der Tiere wird nicht erwähnt.

Im Alter von etwa 7 Wochen werden weibliche NZO- und NMRI-Mäusen jeweils mit einem Männchen zusammengebracht, um sie zu schwängern. Kurz vor der Paarung und an Tag 14,5 der Schwangerschaft werden jeweils Mäuse beider Zuchtlinien getötet, indem sie unter Isofluran-Gasnarkose geköpft werden. Blutproben werden aus der großen Hohlvene oder dem Herzen genommen. Im Blut werden Blutzucker und der Gehalt des weiblichen Hormons Östradiol bestimmt. Weitere Mäuse werden getötet, um aus ihren Bauchspeicheldrüsen die Insulin-bildenden Inselzellen für In-vitro-Experimente herauszulösen. Weitere In-vitro-Versuche werden mit Leberzellen beider Mauslinien gemacht. Dazu wird betäubten Mäusen der Bauch aufgeschnitten, ein Katheter (Plastikschlauch) wird in die Pfortader an der Leber gestochen und fixiert. Mit einer Pumpe wird eine Verdauungsflüssigkeit über den Schlauch in die Leber gepumpt. Die große Hohlvene wird eingeschnitten, damit die eingepumpte Flüssigkeit abfließen kann. Wenn die Leber platzt, wird sie herausgeschnitten und die Leberzellen werden daraus isoliert. Es wird nicht erwähnt, aber die Mäuse sterben dabei.

Die Arbeit wurde unterstützt durch die Deutsche Diabetes Gesellschaft, die Technische Hochschule Braunschweig und die Deutsche Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Diabetes-Forschung

Originaltitel: Estradiol (E2) improves glucose-stimulated insulin secretion and stabilizes GDM progression in a prediabetic mouse model

Autoren: Moritz Liebmann, Melissa Asuaje Pfeifer, Katharina Grupe, Stephan Scherneck*

Institute: Institut für Pharmakologie und Klinische Pharmazie, Technische Universität Braunschweig, Mendelssohnstr. 1, 38106 Braunschweig

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2022; 23: 6693

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5566

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Freiburg unter den Nummern G18/066 und G20/016 genehmigt. Es werden verschiedene Maus-Stämme eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Janvier Labs stammen oder an der Universität Freiburg gezüchtet werden.

Im Alter von 8 bis 12 Wochen werden den Mäusen entweder aus Mäusen stammende Hautkrebszellen oder Darmkrebszellen vermischt mit einer Substanz, die aus in Mäusen gezüchteten Tumoren gewonnen wird, unter die Haut der rechten Flanke gespritzt. Aus den Zellen wachsen Tumore heran.

Einem Teil der Tiere werden 6 oder 10 Tage nach der Injektion der Tumorzellen auch Tumorzellen unter die Haut der linken Flanke gespritzt, so dass ein zweiter Tumor entsteht. Vier bis sechs Tage nach dieser zweiten Injektion werden die Tiere anhand der Größe der Tumore in Gruppen eingeteilt. Die Mäuse werden an zwei aufeinander folgenden Tagen bestrahlt. Dazu werden sie durch Injektion eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert und in eine spezielle Plastikapparatur gelegt, mit der der Tumor in das Bestrahlungsfenster gedrückt wird. Nach den Bestrahlungen wird den Mäusen ein Wirkstoff gespritzt, der dazu führt, dass sie aus der Narkose erwachen. Im Anschluss wird den Mäusen ein Antikörper in die Bauchhöhle gespritzt und ihnen wird drei Tage nach Beginn der Behandlung für 4 oder 5 Tage täglich ein weiterer Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Bei einem Teil der Tiere verschwindet der Tumor während der Behandlung. Diesen Mäusen werden 120 Tage später erneut Tumorzellen injiziert.

Das Tumorwachstum wird mit einem Messschieber vermessen. Der „Endpunkt“ der Versuche ist erreicht, wenn die Tumore bzw. einer der Tumore ein Volumen von 2000 mm3 erreicht hat, das entspricht für einen runden Tumor in etwa einem Durchmesser von 1,6 cm.

Ein Teil der Mäuse wird 8 Tage nach Beginn der Behandlung getötet. Der Tumor wird entnommen und aus dem Blut und dem Tumor der getöteten Mäuse werden bestimmte Zellen gewonnen. Diese Zellen werden weiteren Mäusen, welchen eine Woche zuvor ebenfalls Tumorzellen injiziert wurden und die einen Tag zuvor einer Ganzkörperbestrahlung ausgesetzt wurden, in die Blutbahn gespritzt. Zusätzlich werden den Tieren über einen Zeitraum von 2 Wochen verschiedene Wirkstoffe injiziert.

Einem Teil der Mäuse wird eine Substanz in die Bauchhöhle gespritzt, 12 Stunden später werden die Tiere getötet, der Tumor wird entnommen und daraus einzelne Zellen gewonnen und weiter untersucht.

Am Ende der Versuche werden die verbleibenden Mäuse mit Kohlenstoffdioxid-Gas erstickt und ihnen wird das Genick gebrochen. Je nach Behandlung des Tumors erreicht seine Größe bereits eine Woche nach Beginn der Behandlung die Größe von 2000 mm2, und alle Mäuse dieser Gruppe werden getötet. Andere Tiere leben bis zu vier Monate lang, bevor sie getötet werden. Die Tumore werden aus den Körpern der Mäuse herausgeschnitten und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das China Scholarship Council gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Expansion of circulating stem-like CD8+ T cells by adding CD122-directed IL-2 complexes to radiation and anti-PD1 therapies in mice

Autoren: Kateryna Onyshchenko (1,2,3,4,5), Ren Luo (1,2,4,5,6), Elena Guffart (1,2), Simone Gaedicke (1), Anca-Ligia Grosu (1,4,5), Elke Firat (1), Gabriele Niedermann (1,4,5)*

Institute: (1) Klinik für Strahlenheilkunde, Universitätsklinikum Freiburg, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Robert-Koch-Straße 3, 79106 Freiburg im Breisgau, (2) Fakultät für Biologie, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (3) Laboratory of Biosynthesis of Nucleic Acids, Institute of Molecular Biology and Genetics of NASU, Kiew, Ukraine, (4) Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung (DKTK), Standort Freiburg, Freiburg, (5) Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (6) Division of Thoracic Tumor Multimodality Treatment, Cancer Center, West China Hospital, Sichuan University, Chengdu, China

Zeitschrift: Nature Communications 2023; 14: 2087

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5565

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden in Nordrhein-Westphalen unter der Nummer 84-02.04.2015.A041 genehmigt.

An der Ruhr-Universität Bochum werden zwei gentechnisch veränderte Maus-Stämme miteinander verpaart. Dadurch entstehen Mäuse, die eine Entzündung der Nervenzellen entwickeln, die in Teilaspekten der menschlichen Erkrankung Multiple Sklerose ähnelt und auch Aspekte der sogenannten Neuromyelitis-optica-Spektrum-Erkrankungen aufweisen. Dabei handelt es sich um entzündliche Autoimmunerkrankungen des zentralen Nervensystems, die vor allem den Sehnerv, das Rückenmark oder den Hirnstamm betreffen. Symptome wie Sehstörungen oder Lähmungen treten etwa 4 Wochen nach der Geburt der Tiere auf.

Im Alter von 21 bis 28 Tagen werden Mäuse, die bisher noch keine Symptome zeigen, in zwei Gruppen aufgeteilt. Den Tieren der einen Gruppe wird für 30 Tage täglich die Substanz Glatirameracetat in die Bauchhöhle gespritzt. Bei Glatirameracetat handelt es sich um einen Wirkstoff, der zur Behandlung der Multiplen Sklerose eingesetzt wird. Den Mäusen der zweiten Gruppe wird täglich eine Flüssigkeit ohne Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt.

Die Mäuse werden täglich gewogen und ihr klinischer Zustand wird mit einem Punkte-Schema beurteilt. In diesem Schema entsprechen 0 Punkte keinen Symptomen, 1 Punkt einer verringerten Muskelspannung des Schwanzes, 2 Punkte einer Erschlaffung des Schwanzes, 3 Punkte einer Unfähigkeit, sich aufzurichten, 4 Punkte einem unkoordinierten Gang, 5 Punkte einer milden inkompletten Lähmung der Hintergliedmaße, 6 Punkte einer moderaten teilweisen Lähmung, 7 Punkte einer schweren teilweisen bis vollständigen Lähmung der Hintergliedmaße, 8 Punkte einer unvollständigen Lähmung aller vier Gliedmaße, 9 Punkte im Sterben befindlichen Mäusen und 10 Punkte verstorbenen Tieren.

Je nach Gruppenzugehörigkeit entwickeln 67 bis 95 % der Tiere eine entzündliche Erkrankung des zentralen Nervensystems. Tiere, die bei der täglichen Begutachtung einen Punktewert von 7 erreichen, die also an einer schweren unvollständigen Lähmung der Hintergliedmaße leiden, werden getötet. Dies betrifft 2 Mäuse. Am Ende der 30-tägigen Beobachtungszeit weisen die Tiere je nach Gruppenzugehörigkeit im Schnitt einen Punktewert von 4 bis 6 auf. 11 Mäuse (39 % der Tiere) werden mit einem Punktwert von 10 bewertet, sind also verstorben, ohne dass die Tötung, welche die Mäuse bereits bei einem Wert von 7 Punkten vor weiterem Leid bewahren soll, erfolgt ist.

Am Ende der Beobachtungszeit von 30 Tagen werden die verbleibenden Mäuse getötet und verschiedene Gewebe entnommen. Ein Teil der Mäuse wird vor der Tötung durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle in Narkose versetzt, dann wird der Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel ins Herz der Tiere gestochen, durch die eine Lösung in den Blutkreislauf gepumpt wird, die das Blut der Tiere ersetzt. Dabei sterben die Tiere. Dann wird ihr Rückenmark isoliert und untersucht.

Die Arbeiten werden durch die Firma Teva (Parsippany, USA) gefördert.

Bereich: Neuroimmunologie, Multiple-Sklerose-Forschung, Neuropharmakologie, Entzündungsforschung

Originaltitel: Prophylactic glatiramer acetate treatment positively attenuates spontaneous opticospinal encephalomyelitis

Autoren: Ümmügülsüm Koc, Steffen Haupeltshofer, Katharina Klöster, Seray Demir, Ralf Gold, Simon Faissner*

Institute: Fachbereich Neurologie, St. Josef-Hospital, Klinikum der Ruhr-Universität Bochum, Gudrunstraße 56, 44791 Bochum

Zeitschrift: Cells 2023; 12(4): 542

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5564

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) genehmigt. Es werden 32 schwangere Ratten von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories in Sulzfeld gekauft.

Die Ratten werden einzeln in Plastikboxen gehalten bis sie ihren Nachwuchs zur Welt bringen. Diese Einzelhaltung erfolgt für ungefähr 5 bis 10 Tage und stellt für die sozialen Ratten eine schwere Belastung dar. Das Geschlecht des Nachwuchses, den die Ratten zur Welt bringen, wird am zweiten Tag nach der Geburt bestimmt. Bringt eine Ratte mehr als 10 Welpen zur Welt, werden die „überschüssigen“ Tiere getötet, und zwar nach Möglichkeit so, dass die Welpen, die am Leben bleiben, ein ausgewogenes Verhältnis der Geschlechter aufweisen.

Die Rattenmütter werden in zwei Gruppen aufgeteilt. Bei einer Gruppe wird zwischen dem 2. Und 20. Tag nach der Geburt der Nachwuchs täglich für 4 Stunden aus der Plastikbox genommen und so von der Mutter getrennt. Dies soll bei den Jungtieren Stress auslösen. Bis zu 10 Tage alte Welpen werden in dieser Zeit der Trennung von der Mutter auf Wärmematten gelegt und dort mit einem Plastikgitter auch von ihren Geschwistern ferngehalten. Ältere Jungtiere werden während der Trennung von der Mutter einzeln in Käfigen gehalten. Die Jungtiere der zweiten Gruppe werden nicht von ihren Müttern getrennt. Am 21. Tag nach der Geburt werden die Jungtiere aus ihrem Heimatkäfig entnommen und in gleichgeschlechtlichen Gruppen gehalten.

Für die weiteren Versuche werden 44 der Jungtiere „verwendet“ Das Schicksal ihrer Geschwister und Mütter wird nicht erwähnt. Die 44 Ratten werden entweder am 41.-42. Oder am 61.-62. Tag nach ihrer Geburt in zwei verschiedenen Verhaltenstests untersucht. Zunächst werden die Ratten einzeln für die Dauer von 5 Minuten in ein sogenanntes erhöhtes Plus-Labyrinth gesetzt. Dieses besteht aus zwei sich kreuzenden Stegen in 50 cm Höhe, die die 4 Arme des Labyrinths bilden. Zwei der Arme weisen Seitenwände auf, die anderen beiden nicht. Gemessen wird, wie lange sich die Tiere in den offenen oder geschlossenen Bereichen aufhalten. Ratten, die sich länger in den geschlossenen Bereichen aufhalten, wird Ängstlichkeit unterstellt. Dann werden die Tiere einzeln in Käfige gesetzt und auf die Einstreu des Käfigs werden 20 Murmeln gelegt. Es wird beobachtet, wie viele Murmeln die Ratte in 15 Minuten in der Einstreu vergräbt. Ratten, die viele Murmeln vergraben, wird Ängstlichkeit unterstellt.

Einen Tag nach diesen Tests werden die Ratten durch Spritzen von Narkosemitteln in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird ihr Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel in ihr Herz gestoßen durch die eine konservierende Flüssigkeit in den Blutkreislauf gepumpt wird. Gleichzeitig wird einer der Herzvorhöfe aufgeschnitten, so dass das Blut austreten und durch die konservierende Flüssigkeit ersetzt werden kann. Dabei sterben die Tiere. Ihre Gehirne werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Fördermaßnahme FoRUM der Medizinischen Fakultät der Ruhr-Universität Bochum und das Mercator Research Center Ruhr (MERCUR) gefördert.

Bereich: Angstverhaltensforschung, Stressforschung, Gehirnforschung, Verhaltensforschung

Originaltitel: Maternal separation and its developmental consequences on anxiety and parvalbumin interneurons in the amygdala

Autoren: Mate Abraham (1), Kirsten Schmerder (1), Malin Hedtstück (1), Kimberly Bösing (1), Annakarina Mundorf (1,2), Nadja Freund (1)*

Institute: (1) Abteilung Experimentelle und Molekulare Psychiatrie, Klinik für Psychiatrie, Psychotherapie und Präventivmedizin, LWL-Universitätsklinikum Bochum der Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44780 Bochum, (2) ISM Institute for Systems Medicine und Department Humanmedizin, MSH Medical School Hamburg, Hamburg

Zeitschrift: Journal of Neural Transmission 2023; https://doi.org/10.1007/s00702-023-02657-y

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5563

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken in Würzburg unter der Nummer 55.2DMS-2532-2-221 genehmigt. Es werden männliche Mäuse eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld stammen. Die Versuche werden am Zentrum für Experimentelle Molekulare Medizin (Zinklesweg 10, 97078 Würzburg) durchgeführt.

Die Mäuse durchlaufen zwei Verhaltenstests. Bei einem Test werden sie in einen transparenten Plexiglas-Zylinder von 12 cm Durchmesser und 30 cm Höhe gesetzt, der vor zwei Spiegeln steht und dann für 10 Minuten beobachtet, wie sie den Zylinder mit den Pfoten berühren. In einem anderen Test werden die Mäuse für 5 Minuten auf eine Stange gesetzt, die sich mit zunehmender Geschwindigkeit um ihre Achse dreht; zunächst dreht sich die Stange pro Minute 5-mal um ihre Achse, später 50-mal. Gemessen wird, wie lange die Mäuse sich auf der Stange halten können, bevor sie herunterfallen. An jedem Testtag werden die Mäuse 5-mal auf die rotierende Stange gesetzt.

Im Alter von 11 bis 12 Wochen werden die Tiere narkotisiert und in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt, welcher ihren Kopf fixiert. Dann wird jeweils 43 Mäusen eines von zwei unterschiedlichen Viren in das Gehirn injiziert. Eines der Viren wurde so verändert, dass es die genetische Information zur Herstellung einer Variante des menschlichen Proteins ?-Synuclein in die Zellen der Maus einbaut, so dass die Zellen dieses Protein produzieren. ?-Synuclein ist ein Protein, das im Gehirn von Parkinsonpatienten in Ablagerungen gefunden wird. Das andere Virus enthält keine genetische Information zur Produktion des Proteins und dient der Kontrolle.

Die Tiere werden in Gruppen aufgeteilt. Einem Teil der Mäuse wird jeden zweiten Tag ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt, anderen Mäusen wird etwas Flüssigkeit ohne Wirkstoff gespritzt.

Die Verhaltenstests werden neun Wochen nach der Injektion der Viren wiederholt. Eine Woche später werden die Mäuse narkotisiert, ihnen wird der Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel in das Herz gestoßen, durch die eine Flüssigkeit in ihren Blutkreislauf gepumpt wird. Durch einen Schnitt im Herzen tritt das Blut aus, so dass die Tiere sterben. Das Gehirn der Mäuse wird entnommen, zerschnitten und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (IZKF) der Universität Würzburg, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Deutsche Stiftung Neurologie, den ParkinsonFonds Deutschland, das Land Bayern, die VERUM Foundation und das Pharmaunternehmen Aeterna Zentaris (USA) gefördert.

Bereich: Parkinson-Forschung

Originaltitel: Inflammasome inhibition protects dopaminergic neurons from alpha synuclein pathology in a model of progressive Parkinson’s disease

Autoren: Alexander Grotemeyer (1), Judith F. Fischer (1), James B. Koprich (2,3), Jonathan M. Brotchie (2,3), Robert Blum (1), Jens Volkmann (1), Chi Wang Ip (1)*

Institute: (1) Neurologische Klinik und Poliklinik, Uniklinikum Würzburg, Josef Schneider Straße 11, 97080 Würzburg, (2) Krembil Research Institute, Toronto Western Hospital, University Health Network, Toronto, Kanada, (3) Atuka Inc., Toronto, Kanada

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2023; 20: 79

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5562

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 81-02.04.2018.A010 genehmigt. Es werden 111 weibliche Mäuse im Alter zwischen 8 und 12 Wochen eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzberg) stammen.

Es werden zwei verschiedene Mäuse-Brustkrebs-Zelllinien verwendet, die schnellwachsend und metastasierend sind oder langsam wachsend ohne die Ausbildung von Metastasen. Den Mäusen werden Zellen einer dieser zwei Zelllinien in das Fettgewebe der hinteren linken Brust gespritzt. An der Injektionsstelle wächst daraufhin ein Tumor, dessen Größe täglich mit einem Messschieber bestimmt wird. Die Tiere werden in unterschiedliche Gruppen aufgeteilt.

Einem Teil der Mäuse wird ab dem Tag nach der Zellimplantation täglich ein Wirkstoff in die Schwanzvene gespritzt. Sechs Tage nach der Zellimplantation werden die Tiere narkotisiert und der Tumor wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Danach werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet, der Tumor herausgeschnitten und weiter untersucht.

Anderen Mäusen wird ab dem dritten Tag nach der Zellimplantation täglich ein Wirkstoff per Schlundsonde verabreicht. In der Folge der Behandlung verlieren die Tiere bis zu 5 % ihres Körpergewichts. Einer Gruppe von Tieren wird kein Wirkstoff verabreicht, sie dienen als Kontrolle. Weiteren Mäusen wird ab dem dritten Tag nach der Zellimplantation jeden zweiten Tag eine Mischung von Wirkstoffen in die Bauchhöhle gespritzt. Bei diesen Mäusen wächst der Tumor stärker als ohne die Wirkstoffe und erreicht nach neun Tagen eine Größe von nahezu 250 qmm, das entspricht unter der Annahme eines kugelförmigen Tumors einem Durchmesser von ca. 9 mm. Die Mäuse werden an Tag 6 oder Tag 9 wie oben beschrieben narkotisiert, mit einem bildgebenden Verfahren untersucht und dann getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung Münster und die Medizinische Fakultät der Westfälischen Wilhelms-Universität Münster gefördert.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Krebsforschung

Originaltitel: Vascular response patterns to targeted therapies in murine breast cancer models with divergent degrees of malignancy

Autoren: Emily Hoffmann (1)*, Mirjam Gerwing (1), Tobias Krähling (1), Uwe Hansen (2), Katharina Kronenberg (3), Max Masthoff (1), Christiane Geyer (1), Carsten Höltke (1), Lydia Wachsmuth (1), Regina Schinner (4), Verena Hoerr (1,5), Walter Heindel (1), Uwe Karst (3), Michel Eisenblätter (1,6), Bastian Maus (1), Anne Helfen (1), Cornelius Faber (1), Moritz Wildgruber (1,4)

Institute: (1) Klinik für Radiologie, Universitätsklinikum Münster, Albert-Schweitzer-Campus 1, Gebäude A1, 48149 Münster, (2) Institut für Muskuloskeletale Medizin, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (3) Institut für Anorganische und Analytische Chemie, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (4) Klinik und Poliklinik für Radiologie, LMU Klinikum, Ludwig-Maximilians-Universität (LMU) München, München, (5) Herzzentrum Bonn, Medizinische Klinik und Poliklinik II, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (6) Institut für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinikum OWL, Universität Bielefeld, Bielefeld

Zeitschrift: Breast Cancer Research 2023; 25: 56

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5561

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW, Recklinghausen) unter der Nummer AZ 81-02.04.2020.A428 genehmigt.

Am Tag vor dem eigentlichen Versuch wird der Kot der Schweine gesammelt und über Nacht in einer Zuckerlösung gelagert.

Die Schweine werden narkotisiert, intubiert und künstlich beatmet. Es werden verschiedene Katheter in unterschiedliche Venen der Schweine geschoben, über die der Kreislauf der Tiere überwacht wird. In die Blase wird ein Katheter eingeführt, über den die Urinmenge überwacht wird. Dann wird die Bauchhöhle der Schweine aufgeschnitten und ein Schlauch in den Bauchraum zwischen die Dünndarmschlingen gelegt. Die Bauchhöhle wird zugenäht. Eine Stunde später wird über den zuvor gelegten Schlauch der am Vortag gesammelte Kot in die Bauchhöhle von 10 Tieren gespritzt, je Tier in etwa 90 Gramm. Die anderen 5 Schweine sind die Kontrollgruppe, ihnen wird kein Kot in die Bauchhöhle gespritzt. Die Tiere erhalten Flüssigkeit, Antibiotika und ein Medikament, das den Blutdruck stabilisiert per Infusion verabreicht.

Die Schweine werden überwacht und es wird beobachtet, wann ein septischer Schock eintritt. Dies ist nach ca. 5 Stunden der Fall. Dabei erleiden die Tiere einen Abfall des Blutdrucks, Herz-Kreislauf- und Nieren-Probleme. Den Schweinen werden daraufhin über die Vene diverse Medikamente, die bereits bei der Behandlung von Sepsis-Patienten üblich sind, verabreicht. Acht Stunden nach dem Eintreten des septischen Schocks werden die Schweine noch immer unter Narkose durch Injektion einer Kaliumchlorid-Lösung getötet und Nierengewebe für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Sepsisforschung, Intensivmedizin, Infektionsforschung

Originaltitel: A model of porcine polymicrobial septic shock

Autoren: Finnja Marie Zurek Leffers (1), Florian Lehmann (1), Laura Brabenec (1), Sebastian Kintrup (1), Katharina E. M. Hellenthal (1), Kira Mersjann (1), Felicia Kneifel (2), Michael Hessler (1), Philip Helge Arnemann (1), Tim Gerald Kampmeier (1), Christian Ertmer (1), Patrick Kellner (3), Nana Maria Wagner (1)*

Institute: (1) Klinik für Anästhesiologie, operative Intensivmedizin und Schmerztherapie, Universitätsklinikum Münster, Albert Schweitzer Campus 1, 48149 Münster, (2) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Münster, Münster, (3) Klinik für Anästhesiologie und Intensivmedizin, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Lübeck, Lübeck

Zeitschrift: Intensive Care Medicine Experimental 2023; 11: 31

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5560

Versuchsbeschreibung: Die Versuche mit Mäusen werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales, Berlin unter der Nummer G 0333/18 genehmigt und bei der Experimental Pharmacology & Oncology Berlin-Buch GmbH in Berlin durchgeführt. Die Versuche mit Hühnerembryonen erfordern in Deutschland keine Genehmigung, da die Richtlinie 2010/63/EU zum Schutz der für wissenschaftliche Zwecke verwendeten Tiere nur Embryonen von Säugetieren berücksichtigt.

Befruchtete Hühnereier werden von Valo Biomedia (Osterholz-Scharmbeck, Deutschland) bezogen und bei 37 °C im Inkubator bebrütet. Am 8. Tag des Bebrütens wird eine Öffnung in die Eischale geschnitten. Die so freigelegte Eimembran wird von der darunter befindlichen embryonalen Membran getrennt. Das Loch in der Eischale wird mit Klebeband verschlossen. Am nächsten Tag wird eine von zwei verschiedenen menschlichen Brustkrebszellen auf der Membran des Hühnerembryos ausgesät. Die Eier werden bis Tag 14 weiter bebrütet. In dieser Zeit wird täglich geprüft, ob der Embryo noch lebt. Bis Tag 14 ist ungefähr die Hälfte der Embryonen gestorben. Dann wird der Tumor, der sich auf der Membran gebildet hat, „geerntet“. Die Hühnerembryonen, die in ca. 6 Tagen geschlüpft wären und deutlich als Vogelküken zu erkennen sind, werden durch Enthauptung getötet. Die Leber der Embryonen wird entnommen und untersucht. Dabei werden menschliche Tumorzellen in den Lebern gefunden.

In einer weiteren Versuchsreihe wird jeweils 5 sechs bis acht Wochen alten Nacktmäusen eine der beiden menschlichen Brustkrebszellen unter die Haut gespritzt. Die Tiere werden auf nicht näher beschriebene Art mit einem weiblichen Geschlechtshormon behandelt. Die Größe des Tumors, der sich aus den Krebszellen unter der Haut bildet, wird mit einem Messschieber regelmäßig bestimmt. Innerhalb des Beobachtungszeitraums von 39 Tagen stirbt eine Maus. Dann werden die verbleibenden Tiere narkotisiert und durch Genickbruch getötet. Der Tumor wird entfernt und weiter untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die Tumoren, die sich aus einer der Brustkrebszelllinien entwickelt haben, nicht groß genug geworden sind. Daher wird der Versuch mit dieser Zelllinie mit 5 weiteren Mäusen wiederholt. Diesmal werden die Tiere erst nach 75 Tagen narkotisiert und getötet.

Die Arbeiten wurden durch das das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg) gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Tierschutz

Originaltitel: The chorioallantoic membrane xenograft assay as a reliable model for investigating the biology of breast cancer

Autoren: Raphela A. Ranjan (1,2,3), Julienne K. Muenzner (1,2), Philipp Kunze (1,2), Carol I. Geppert (2,4), Matthias Ruebner (4,5), Hanna Huebner (4,5), Peter A. Fasching (4,5), Matthias W. Beckmann (4,5), Tobias Bäuerle (6), Arndt Hartmann (2,4), Wolfgang Walther (7), Markus Eckstein (2,4), Ramona Erber (2,4)*,Regine Schneider-Stock (1,2,4)*

Institute: (1) Arbeitsgruppe Experimentelle Tumorpathologie, Pathologisches Institut, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Universitätsstraße 22, 91054 Erlangen, (2) Pathologisches Institut, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Krankenhausstraße 8-10, 91054 Erlangen, (3) Klinik und Poliklinik für Innere Medizin II, Klinikum Rechts der Isar, Technische Universität München (TUM), München, (4) Comprehensive Cancer Center Erlangen-EMN (CCC ER-EMN), Erlangen, (5) Frauenklinik, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (6) Preclinical Imaging Platform Erlangen (PIPE), Radiologisches Institut, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (7)* Experimental Pharmacology & Oncology Berlin-Buch GmbH, Robert-Rössle-Straße 10 (Haus 82), 13125 Berlin

Zeitschrift: Cancers 2023; 15(6): 1704

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5559