Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) unter der Nummer AZ 81-02.04.2020.A432 genehmigt. Die 8 Buntbarsche stammen von einem kommerziellen Händler (Merz, Deutschland), 6 der Tiere wurden im Vorfeld bereits in anderen Experimenten verwendet. Die 8 Stachelrochen stammen aus dem Frankfurter Zoo. Die Versuche finden an 6 Tagen in der Woche am Morgen und am Nachmittag statt. Außerhalb der Versuche erhalten die Fische kein Futter. Futter erhalten sie lediglich als "Belohnung" bei den Versuchen; die Buntbarsche erhalten Pelletfutter, die Stachelrochen Regenwürmer, Krabben oder Muscheln.

Die Buntbarsche werden einzeln in 54-Liter-Becken gehalten. Die Becken bestehen aus verschiedenen Bereichen, ein Bereich hat Sand als Bodenbelag, eine Pflanze und ein Tongefäß als Versteckmöglichkeit. Davon durch eine weißliche Wand abgegrenzt befindet sich der Versuchsbereich, welcher seinerseits durch eine Plexiglasplatte in zwei Abteile unterteilt ist. Die Fische können durch eine Öffnung von einem Bereich zum anderen schwimmen. Die Stachelrochen leben gemeinsam in einem 1300–Liter-Aquarium, das ähnlich wie bei den Buntbarschen in verschiedene Bereiche unterteilt ist.

Die Fische werden für die Experimente trainiert. Dafür wird den Tieren zunächst auf der weißlichen Wand ein Bild gezeigt, welches eine bestimmte Anzahl geometrischer Symbole zeigt, welche entweder gelb oder blau sind.

Dann werden in den beiden Abteilungen des experimentellen Bereichs zwei unterschiedliche Bilder gezeigt, die ebenfalls aus gelben oder blauen Symbolen bestehen, eines mehr oder eines weniger als bei dem zuerst gezeigten Bild. Sind die Symbole blau, müssen sich die Fische für das Bild mit einem Symbol mehr als dem zuerst gezeigten Bild entscheiden (Addition) und sich in das Abteil des Versuchsraum begeben, in dem das entsprechende Bild gezeigt wird. Sind die Symbole gelb, müssen sich die Fische für das Bild entscheiden, welches ein Symbol weniger enthält als das ursprünglich gezeigte Bild (Subtraktion).

Für jede korrekt innerhalb eines bestimmten Zeitraums ausgeführte Aufgabe erhalten die Tiere etwas Futter. Macht der Fisch einen Fehler, erhält er kein Futter. Die Fische werden dann auf nicht genannte Art zurück in den "Wohnbereich" gelotst. Insgesamt müssen die Tiere in einer Versuchseinheit 10 Aufgaben lösen. Entscheiden sie sich 3-mal nicht für eine der Abteilungen, wird die Versuchseinheit abgebrochen und die Fische erhalten kein Futter. Sechs der Buntbarsche und 4 der Stachelrochen beenden das Training erfolgreich, die anderen Fische lernen die Aufgabe nicht.

Später werden den Fischen weitere Aufgaben gestellt, bei denen sich zum Beispiel die Anzahl der Symbole im Vergleich zum ursprünglich gezeigten Bild um ein oder zwei Symbole unterscheidet. Hier müssen sich die Fische dann im Falle von blauen Symbolen für das Bild entscheiden, das ein Symbol mehr enthält als das ursprünglich gezeigte Bild und nicht für das Bild mit dem weiteren zusätzlichen Symbol. So wird überprüft, ob der Fisch auch bei dieser Anzahl von Symbolen in der Lage ist, bei Verwendung von Symbolen der jeweiligen Farbe korrekt zu subtrahieren oder zu addieren. Eine Belohnung erhält er dafür nicht. Das weitere Schicksal der Fische wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Veröffentlichung wurde durch das Projekt DEAL gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Hirnforschung

Originaltitel: Cichlids and stingrays can add and subtract ‘one’ in the number space from one to five

Autoren: Vera Schlüssel*, Nils Kreuter, Ina M. Gosemann, Esther Schmidt

Institute: Institut für Zoologie, Universität Bonn, Meckenheimer Allee 169, Poppelsdorfer Schloss, 53115 Bonn

Zeitschrift: Scientific Reports 2022; 12: 3894

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5528

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales (LaGeSo) Berlin unter der Nummer G0104/19 genehmigt. Die Mäuse, die gentechnisch so verändert sind, dass ihnen bestimmte an Entzündungen beteiligte Botenstoffe fehlen, stammen vom Forschungsinstitut für Experimentelle Medizin der Charité - Universitätsmedizin Berlin.

Nach dem Abstillen werden die Mäuse im Alter von etwa 3 Wochen für 8 Wochen mit einem Antibiotikum behandelt, welches dem sterilisierten Trinkwasser beigemischt wird. Dadurch werden die Bakterien im Darm der Tiere abgetötet. Die Tiere werden unter keimfreien Bedingungen gehalten. Im Anschluss an die Antibiotikabehandlung wird bei einem Teil der Tiere dem Trinkwasser eine Substanz zugesetzt, welche das im Futter enthaltene Eisen bindet und so für die Tiere unverwertbar macht und auch die körpereigenen Eisenspeicher der Mäuse zerstört.

Eine Woche später wird den Mäusen an zwei aufeinanderfolgenden Tagen das Bakterium Campylobacter jejuni, welches beim Menschen für Lebensmittelvergiftungen verantwortlich ist und blutige Durchfälle verursacht, mit einer Schlundsonde verabreicht. Ein Teil der Tiere erhält weiterhin die Eisen-bindende Substanz über das Trinkwasser.

Der Zustand der Mäuse wird täglich nach einem Punkteschema bewertet. Dabei wird kontrolliert, ob die Tiere Blut im Stuhl haben. Hier führt mit bloßem Auge erkennbares Blut zu der höchsten Punktzahl. Auch die Konsistenz des Stuhls wird bewertet, wobei flüssiger Durchfall die höchste Punktzahl erhält. Kontrolliert wird der spontan abgesetzte Kot, es werden aber auch Proben direkt aus dem Darm gewonnen. Außerdem wird das Allgemeinbefinden bewertet, und ein schlechter Zustand des Fells, eine verringerte Aktivität und die Absonderung der Tiere in die Isolation werden als Krankheitszeichen gewertet. Im Verlauf der Infektion erreicht ein Teil der Tiere 11 von 12 möglichen Punkten, was bedeutet, dass sie Blut im Stuhl und Durchfall haben und deutliche Krankheitszeichen zeigen.

Sechs Tage nach der Infektion werden die Mäuse mit Kohlendioxid erstickt. Es wird Blut aus dem Herzen entnommen, Proben vom Darm, der Leber und weiteren Organen werden entnommen und untersucht. Zusätzlich werden weitere Mäuse, die nicht mit dem Bakterium infiziert und nicht behandelt wurden, getötet und ihr Darm wird zum Vergleich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das Bundesministerium für Wirtschaft und Energie gefördert.

Bereich: Infektionsforschung, Entzündungsforschung

Originaltitel: Iron deprivation by oral deferoxamine application alleviates acute campylobacteriosis in a clinical murine Campylobacter jejuni infection model

Autoren: Stefan Bereswill (1), Soraya Mousavi (1), Dennis Weschka (1), Agnes Buczkowski (1,2), Sebastian Schmidt (1,2), Markus M. Heimesaat (1)*

Institute: (1) Gastrointestinale Mikrobiologie, Institut für Mikrobiologie und Infektionsimmunologie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Hindenburgdamm 30, 12203 Berlin, (2) Hofmann & Sommer GmbH und Co. KG, Büro Berlin, Berlin

Zeitschrift: Biomolecules 2023; 13: 71

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5527

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt fu?r Gesundheit und Soziales (LAGeSo) Berlin unter der Nummer A0378/12 genehmigt. Mäuse, deren Immunsystem nicht vollständig ausgebildet ist und sich daher nicht gegen körperfremde Zellen wehren kann, werden von Janvier Labs (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich) gekauft.

Einem Teil der Tiere werden im Alter von 6 bis 8 Wochen menschliche Leukämiezellen zusammen mit einer Substanz, die aus Tumoren von Mäusen gewonnen wird, unter die Haut gespritzt. Dort wächst in der Folge ein Tumor. Eine Woche nach der Injektion der Tumorzellen sind die Tumoren bereits auf 40 – 50 qmm gewachsen und die Tiere werden in Gruppen aufgeteilt. Den Mäusen wird dann einmal wöchentlich über einen Zeitraum von 3 Wochen einer von zwei experimentellen Wirkstoffen, eine Kontrollsubstanz, oder Flüssigkeit ohne Wirkstoff in eine Vene gespritzt. Die Größe des Tumors wird regelmäßig mit einem Messschieber bestimmt. Das Gewicht der Tiere wird zweimal wöchentlich kontrolliert.

Fünf der Tiere denen Flüssigkeit ohne Wirkstoff gespritzt wurde, wird 30 Tage nach der Injektion der Tumorzellen ein experimenteller Wirkstoff oder eine Kontrollsubstanz in eine Vene gespritzt. 24 Stunden später werden sie auf nicht genannte Art getötet; Blut, Tumor und Leber werden untersucht. Die anderen Mäuse denen Leukämiezellen gespritzt wurden, werden 3 Tage später vermutlich ebenfalls getötet.

Weiteren Mäusen werden im Alter von 8 Wochen menschliche Brustkrebszellen in einer Substanz, die aus Tumoren von Mäusen gewonnen wird, unter die Haut gespritzt, wo daraufhin ein Tumor wächst. 35 Tage nach der Injektion werden die Tiere in Gruppen aufgeteilt. Je nach Gruppenzugehörigkeit werden den Mäusen über einen Zeitraum von 7 Wochen wöchentlich experimentelle Wirkstoffe, eine Kontrollsubstanz oder etwas Flüssigkeit in eine Vene gespritzt. Die Größe des Tumors wird regelmäßig bestimmt und die Mäuse werden gewogen. Dabei wird ein Verlust von bis zu 18 % des Körpergewichts festgestellt, welcher als "akzeptabel" bewertet wird. Dieser Versuchsteil wird 102 Tage nach der Injektion der Tumorzellen "terminiert", vermutlich werden die Tiere zu diesem Zeitpunkt getötet.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: A novel NAMPT inhibitor-based antibody-drug conjugate payload class for cancer therapy

Autoren: Niels Böhnke (1)*, Markus Berger (1), Nils Griebenow (2), Antje Rottmann (1), Michael Erkelenz (1), Stefanie Hammer (1), Sandra Berndt (1), Judith Günther (1), Antje M. Wengner (1), Beatrix Stelte-Ludwig (2), Christoph Mahlert (2), Simone Greven (2), Lisa Dietz (2), Hannah Jörißen (2), Naomi Barak (1), Ulf Bömer (1), Roman C. Hillig (1), Uwe Eberspaecher (1), Jörg Weiske (1), Anja Giese (1), Dominik Mumberg (1), Carl Friedrich Nising (1), Hilmar Weinmann (1), Anette Sommer (1)

Institute: (1) Bayer Pharma AG, Müllerstr. 178, 13353 Berlin (2) Bayer Pharma AG, Wuppertal

Zeitschrift: Bioconjugate Chemistry 2022; 33: 1210-1221

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5526

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LaGeSo, Berlin) unter der Nummer G0176/16 genehmigt.

Es werden 16 weibliche 10 bis 12 Wochen alte Mäuse eines Inzuchtstamms verwendet. Neun der Tiere werden jeweils 200 Larven eines Rundwurms oral, vermutlich mit einer Schlundsonde, verabreicht. Bei dem Parasiten handelt es sich um Heligmosomoides polygyrus, welcher ausschließlich Nagetiere befällt. Der Parasit dringt in die Darmschleimhaut des Tieres ein und entwickelt sich dort weiter, bis er als erwachsenes Tier wieder in das Darmlumen zurückwandert.

6, 10 und 14 Tage nach der Infektion wird jeweils ein Teil der Tiere durch Genickbruch getötet. Ein Teil des Dünndarms der Tiere wird herausgeschnitten, geöffnet und mitsamt den enthaltenen Würmern mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

Die Versuche wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Berliner Hochschule für Technik gefördert.

Bereich: Parasitologie, Infektionsforschung, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: NAD(P)H fluorescence lifetime imaging of live intestinal nematodes reveals metabolic crosstalk between parasite and host

Autoren: Wjatscheslaw Liublin (1,2), Sebastian Rausch (3), Ruth Leben (1,2), Randall L. Lindquist (4,5), Alexander Fiedler (1,2), Juliane Liebeskind (5,6), Ingeborg E. Beckers (7), Anja E. Hauser (5,6), Susanne Hartmann (3), Raluca A. Niesner (1,2)*

Institute: (1) Biophysikalische Analytik, Deutsches Rheuma-Forschungszentrum Berlin (DRFZ), ein Institut der Leibniz-Gemeinschaft, Berlin, (2)* Arbeitsgruppe Dynamisches und funktionelles in vivo Imaging, Institut für Veterinär-Physiologie, Freie Universität Berlin, Oertzenweg 19 b, 14163 Berlin, (3) Institut für Immunologie, Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Berlin, (4) Klinik für Nuklearmedizin, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Corporate Member of Freie and Humboldt University, Berlin, (5) Immundynamik, Deutsches Rheuma-Forschungszentrum Berlin (DRFZ), ein Institut der Leibniz-Gemeinschaft, Berlin, (6) Intravitalmikroskopie und Immundynamik, Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Rheumatologie und Klinische Immunologie, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Corporate Member of Freie and Humboldt University, Berlin, (7) Berliner Hochschule für Technik, Berlin

Zeitschrift: Scientific Reports 2022; 12: 7264

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5525

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer AZ-G 20.3434 genehmigt. Die Versuche werden in der Serviceeinheit ´In vivo und in vitro Krankheitsmodelle´ des Sonderforschungsbereichs ´SFB 1002: Modulatorische Einheiten bei Herzinsuffizienz´ an der Universitätsmedizin Göttingen durchgeführt.

Es werden gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Den Tieren wird an drei aufeinander folgenden Tagen ein Wirkstoff (Brustkrebsmedikament Tamoxifen) in die Bauchhöhle gespritzt, durch den die gewünschten Gene aktiviert werden. Bei anderen Mäusen wird eine Verengung der vom Herzen abgehenden Hauptschlagader (Aorta) hervorgerufen. Dazu wird den durchschnittlich 17,5 Monate alten Tiere ein Schmerzmittel unter die Haut gespritzt, und 30 Minuten später werden sie durch Spritzen von verschiedenen Wirkstoffen unter die Haut in Narkose versetzt und ihr Brustkorb wird aufgeschnitten. Ein Faden wird um die vom Herzen abgehende Ader und eine Nadel gelegt und die Ader abgebunden. Dann wird die Nadel entfernt, so dass ein verminderter Blutfluss durch die verengte Stelle möglich ist. Einige Tiere werden ebenso operiert, bei ihnen wird die Ader aber nicht abgebunden. Durch die Operation erhöht sich bei den Mäusen, bei denen die Ader abgebunden wurde, der Blutdruck vor der Verengung. Um dies zu bestätigen werden die Adern der Tiere mit einem bildgebenden Verfahren untersucht, wofür die Tiere vermutlich erneut in Narkose versetzt werden. Tiere bei denen der Blutdruck vor der Verengung nicht ausreichend erhöht ist, werden aus den Versuchen ausgeschlossen, ihr weiteres Schicksal wird nicht erwähnt.

Die Herzen der Mäuse werden zu verschiedenen Zeitpunkten (5 Tage oder 9 Wochen) nach der Operation mit einem weiteren bildgebenden Verfahren (Echokardiograpie) untersucht, wofür die Tiere in Narkose versetzt werden. Durch die Verengung muss das Herz stärker pumpen und es kommt zu einer Verdickung des Herzmuskels und einer Herzschwäche. Alle Mäuse werden zu nicht genannten Zeitpunkten narkotisiert, ihr Brustkorb wird aufgeschnitten und das Herz herausgeschnitten. Das Herz wird mit einer Nährlösung durchspült, auf unterschiedliche Weise zerkleinert und die Herzstücke, Zellen und weitere Bestandteile in zusätzlichen Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK) und die Europäische Union gefördert. Die Publikation der Studie wurde durch die Universität Göttingen unterstützt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Single-cell transcriptomics reveal extracellular vesicles secretion with a cardiomyocyte proteostasis signature during pathological remodeling

Autoren: Eric Schoger (1,2,3), Federico Bleckwedel (1,2), Giulia Germena (2,4), Cheila Rocha (4), Petra Tucholla (1,2), Izzatullo Sobitov (1,2), Wiebke Möbius (5), Maren Sitte (6), Christof Lenz (7,8), Mostafa Samak (2,4), Rabea Hinkel (2,4,9), Zoltán V. Varga (10,11), Zoltán Giricz (10,11), Gabriela Salinas (6), Julia C. Gross (12), Laura C. Zelarayán (1,2,3)*

Institute: (1) Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Universitätsmedizin Göttingen (UMG), Robert-Koch-Straße 40, 37075 Göttingen, (2) Deutsches Zentrum für Herz- und Kreislaufforschung (DZHK), Standort Göttingen, Göttingen, (3) Exzellenzcluster "Multiscale-Bioimaging: Von molekularen Maschinen zu Netzwerken erregbarer Zellen” (MBExC), Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (4) Laboratory Animal Science Unit, Leibnitz-Institut für Primatenforschung, Deutsches Primatenzentrum GmbH, Göttingen, (5) Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Göttingen, (6) Next-Generation Sequencing (NGS)-Serviceeinrichtung, Universitätsmedizin Göttingen (UMG), Göttingen, (7) Institut für Klinische Chemie, Universitätsmedizin Göttingen (UMG), Göttingen, (8) Forschungsgruppe Bioanalytische Massenspektrometrie, Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Göttingen, (9) Institut für Tierhygiene, Tierschutz und Nutztierethologie (ITTN), Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (10) HCEMM-SU Cardiometabolic Immunology Research Group, Department of Pharmacology and Pharmacotherapy, Semmelweis University, Budapest, Ungarn, (11) Pharmahungary Group, Budapest, Ungarn, (12) Health and Medical University, Potsdam

Zeitschrift: Communications Biology 2023; 6: 79

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5524

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer Behörde in Niedersachsen unter der Nummer 33.4-42502-04-13/1266 genehmigt. Die gentechnisch veränderten Mäuse stammen aus der Zucht der Universitätsmedizin Göttingen, sie sind weiblich und 12 Wochen alt.

Die Mäuse werden in Narkose versetzt und die Kopfhaut der Tiere wird eingeschnitten. Der Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Dann werden den Tieren Tumorzellen, die entweder aus menschlichem Brustkrebs oder aus Brustkrebs von Mäusen stammen, etwas Flüssigkeit oder ein aus Bakterien stammender Giftstoff, gelöst in etwas Flüssigkeit, in das Gehirn gespritzt. Bei einigen Tieren werden auch gleichzeitig Tumorzellen und das bakterielle Gift mit Hilfe einer Kanüle in das Gehirn gespritzt. Die Nadel wird aus dem Schädel gezogen, das Loch im Schädel mit Knochenwachs verschlossen und die Kopfhaut wird vernäht.

Ein Teil der Tiere wird 24 Stunden nach der Injektion auf nicht genannte Weise getötet. Die anderen Tiere werden getötet, sobald sie nicht näher benannte neurologische Symptome aufweisen. Das Gehirn der Tiere wird entnommen und in weiteren Untersuchungen eingesetzt. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Intralesional TLR4 agonist treatment strengthens the organ defense against colonizing cancer cells in the brain

Autoren: Raquel Blazquez (1,2), Han-Ning Chuang (2), Britta Wenske (2), Laura Trigueros (1), Darius Wlochowitz (3), Renato Liguori (4,5), Fulvia Ferrazzi (4,5), Tommy Regen (6,7), Martin A. Proescholdt (8), Veit Rohde (9), Markus J. Riemenschneider (10), Christine Stadelmann (6), Annalen Bleckmann (2,11), Tim Beißbarth (3), Denise van Rossum (6,12), Uwe K. Hanisch (6), Tobias Pukrop (1,2,13)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Innere Medizin III, Hämatologie und Internistische Onkologie, Universitätskrankenhaus Regensburg, Franz-Josef-Strauß-Allee 11, 93053 Regensburg, (2) Klinik für Hämatologie und Medizinische Onkologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (3) Institut für medizinische Informatik, Universitätsmedizin Göttingen, Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (4) Pathologisches Institut, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (5) Nephropathologische Abteilung, Pathologisches Institut, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (6) Institut für Neuropathologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (7) Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (8) Klinik und Poliklinik für Neurochirurgie, Universitätskrankenhaus Regensburg, Regensburg, (9) Klinik für Neurochirurgie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (10) Abteilung für Neuropathologie, Universitätskrankenhaus Regensburg, Regensburg, (11) Medizinischen Klinik A ((Hämatologie, Hämostaseologie, Onkologie und Pneumologie), Universitätsklinikum Münster, Münster, (12) Sartorius Canada Inc., Oakville, Kanada, (13) Bereich Personalisierte Tumortherapie, Fraunhofer-Institut für Toxikologie Und Experimentelle Medizin (ITEM), Regensburg

Zeitschrift: Oncogene 2022; 41: 5008-5019

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5523

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe unter den Nummern 35-9185.81/G-177/17 und 35-9185.81/G-274/19 genehmigt.

Ein Teil der Mäuse wird bei der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Genest Saint Isle, Frankreich) gekauft. Gentechnisch veränderte Mäuse werden von anderen Wissenschaftlern (Columbia University, New York, The Weizmann Insitute of Science, Rehovot, Israel, und Universität des Saarlandes, Homburg) zur Verfügung gestellt. Verschiedene Mäuse werden miteinander gekreuzt, um Tiere mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalte.

Einem Teil der Tiere wird im Alter von 5 Wochen Flüssigkeit mit einem Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Diese Injektion erfolgt täglich an 5 aufeinanderfolgenden Tagen. 19 Tage nach der Injektion werden die Tiere einzeln in einen engen Zylinder gesetzt, der auf einem Gitterboden steht. Durch die Gitter hindurch wird eine Kunststofffaser gegen die Fußsohlen der Hinterbeine der Mäuse gedrückt. Es wird beobachtet, ob die Tiere die Pfote daraufhin hochheben oder wegziehen und lecken. Es werden mehrere unterschiedlich steife Fasern verwendet, die unterschiedlich starken Druck auf die Haut der Pfoten ausübt; jede Faser wird 5-mal gegen die Pfote gedrückt. Dann werden die Mäuse in einem Zylinder auf einer 4°C kalten Metallplatte gesetzt, so dass ihre Pfoten die kalte Platte berühren. Es wird dann beobachtet, wie lange es dauert, bis die Tiere die Pfoten heben, schütteln, lecken oder beginnen zu hüpfen, um den Kontakt zu der schmerzhaft kalten Platte zu vermeiden. Der Test wird dreimal wiederholt.

2 Tage später werden die Tiere in zwei Gruppen aufgeteilt. Die Tiere der ersten Gruppe werden in Narkose versetzt und ihre Haut wird am Oberschenkel aufgeschnitten und bestimmte Nerven werden freigeschnitten, abgebunden und durchtrennt. Ein Nerv auf der Hinterseite des Beines, welcher unter anderem für die Empfindungsfähigkeit der Füße zuständig ist, bleibt verschont. Die zweite Gruppe von Mäusen wird ebenso operiert, dabei werden jedoch die Nerven nicht durchtrennt. Es ist bekannt, dass durch das Durchtrennen der Nerven eine Überempfindlichkeit im Bereich der Pfoten entsteht, so dass bereits normale Berührungen Schmerzen auslösen.

Einem Teil der Tiere wird zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Operation der Wirkstoff Formoteral, welcher beim Menschen beispielsweise bei Asthma eingesetzt wird, in etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt. Anderen Tieren wird nur die Flüssigkeit ohne Wirkstoff gespritzt. Eine Stunde nach der Injektion werden die Mäuse erneut den Verhaltenstests unterzogen. Aus dem Verhalten der Tiere werden Rückschlüsse darüber gezogen, wie schmerzhaft die Versuche für die Tiere sind. Bei einem Teil der Tiere werden die Tests 4 Mal innerhalb von 26 Stunden durchgeführt. Die Tiere, bei denen die Nerven durchtrennt wurden, reagiere dabei empfindlicher auf Druck und Kälte.

Eine Gruppe von Mäusen wird 4 oder 32 Tage nach der Operation in einem Konditionierungsversuch eingesetzt. Dazu werden die Mäuse in einen aus mehreren Kammern bestehenden Käfig gesetzt und sie können sich frei in den drei Bereichen bewegen. Am nächsten Tag wird den Tieren eine Kochsalzlösung in die Bauchhöhle gespritzt. 10 Minuten später werden die Tiere in eine Kammer des Käfigs gesetzt, der Zugang zu den anderen Käfigbereichen ist verschlossen. Mindestens 4 Stunden nach der Injektion wird den Tieren ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt, der ihre Schmerzen lindern soll. Dann werden sie in eine andere Kammer des Käfigs gesetzt, wieder ist der Zugang zu den weiteren Käfigbereichen versperrt. Dies wird an drei aufeinander folgenden Tagen wiederholt. Dann werden die Tiere erneut in den Käfig gesetzt und sie haben Zugang zu allen Bereichen. Ihr Bewegungsmuster wird auf Video aufgezeichnet und geprüft, wie lange sie sich in welchen Bereichen aufhalten. Weil sie erwarten, dort Linderung ihrer Schmerzen zu erfahren, halten sich die Tiere bevorzugt in den Bereichen des Käfigs auf, in die sie nach der Injektion des Schmerzmittels gesetzt wurden.

Verschiedene Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten (3, 6 und 21 Tage nach der Operation) in Narkose versetzt und ihr Brustkorb wird aufgeschnitten. Ihnen wird eine Nadel ins Herz gestoßen, durch die eine Flüssigkeit in die Blutbahn gepumpt wird und das Blut der Tiere verdrängt, woran die Mäuse sterben. Die Wirbelsäule wird herausgeschnitten und für weitere Versuche verwendet. Andere Tiere werden im Alter von 5 oder 8 Wochen auf nicht genannte Art getötet und ihr Rückenmark oder bestimmte Nervenzellen für weitere Untersuchungen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Universität Heidelberg und die Chica und Heinz Schaller Stiftung (Heidelberg) gefördert.

Bereich: Schmerzforschung, Neurologie, Pharmakologie

Originaltitel: Activation of β2-adrenergic receptors in microglia alleviates neuropathic hypersensitivity in mice

Autoren: Elisa Damo (1), Amit Agarwal (2,3), Manuela Simonetti (1)*

Institute: (1) Pharmakologisches Institut, Medizinische Fakultät Heidelberg, Universität Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 366, 69120 Heidelberg, (2) Chica and Heinz Schaller Research Group, Institut für Anatomie und Zellbiologie, Universität Heidelberg, Heidelberg, (3) Interdisziplinäres Zentrum für Neurowissenschaften, Universität Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Cells 2023; 12: 284

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5522

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. Verschiedene gentechnisch veränderte Mäuse werden miteinander gekreuzt, um Mäuse mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalten. Bei einem Teil der Mäuse können bestimmte Gene mit dem Brustkrebswirkstoff Tamoxifen gezielt aktiviert werden. Außerdem werden nicht gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Die Tiere werden am Deutschen Krebsforschungszentrum (DKFZ) in Heidelberg gehalten.

Einem Teil der Mäuse wird der Wirkstoff Tamoxifen an 5 aufeinander folgenden Tagen in die Bauchhöhle gespritzt. Andere Tiere erhalten eine einzige Injektion des Wirkstoffs in die Bauchhöhle oder ihnen wird eine ähnliche Substanz mit einer Schlundsonde verabreicht.

Mäuse werden auf nicht genannte Art getötet und es werden Darmstücke herausgeschnitten, aus denen der Darminhalt herausgedrückt wird. Anderen Mäusen wird der Darminhalt der getöteten Mäuse direkt in die Bauchhöhle gespritzt. Dadurch wird eine Infektion verursacht, die Tiere entwickeln Untertemperatur, die Bakterien breiten sich im Blutstrom aus, es kommt zu einer den ganzen Körper betreffenden schweren Entzündung und die Mäuse entwickeln nicht näher beschriebene Symptome. Einem Teil dieser Tiere wird Blut abgenommen, entweder aus der Wange oder aus dem Herz, was vermutlich bei der nicht erwähnten Tötung der Tiere erfolgt.

Eine Gruppe von Mäusen wird zu unterschiedlichen Zeitpunkten nach Herbeiführen der Sepsis auf nicht genannte Art getötet und es werden Zellen aus verschiedenen Knochen, der Wirbelsäule, der Milz und der Bauchhöhle gewonnen und untersucht. Einem Teil der Tiere wird zuvor ein Farbstoff in die Bauchhöhle gespritzt, 2 Stunden später werden sie getötet.

Anderen Mäusen werden Antikörper in die Bauchhöhle gespritzt, die bei einem Teil der Tiere gegen bestimmte Zellen des Immunsystems gerichtet sind. Am Tag nach den Injektionen wird den Tieren Blut abgenommen. Bei einer Gruppe wird festgestellt, dass sie unerwartet auf den Antikörper reagiert. Hier wird festgestellt, dass der verwendete Antikörper mit Endotoxinen, das sind aus Bakterien stammende fieberauslösende Substanzen, verunreinigt ist.

Bei einer weiteren Gruppe von Mäusen wird eine Blutarmut verursacht. Dazu wird ihnen innerhalb von 9 Tagen 4-mal Blut durch Punktion von Blutgefäßen in Bereich des Gesichts und Schädels entnommen. Pro Blutung verlieren die Tiere mindestens 0,3 ml Blut, das sind in etwa 16% ihres Blutes. Nach der Blutung wird den Mäusen Kochsalzlösung unter die Haut gespritzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), den Europäischen Wissenschaftsrat (ERC) und die Helmholtz-Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Sepsisforschung, Entzündungsforschung, Immunologie

Originaltitel: Flt3- and Tie2-Cre tracing identifies regeneration in sepsis from multipotent progenitors but not hematopoietic stem cells

Autoren: Ann-Kathrin Fanti (1,5), Katrin Busch (1,4), Alessandro Greco (2,5), Xi Wang (1,3), Branko Cirovic (1), Fuwei Shang (1,4), Tamar Nizharadze (2,5), Larissa Frank (1,5), Melania Barile (2), Thorsten B. Feyerabend (1), Thomas Höfer (2)*, Hans-Reimer Rodewald (1)*

Institute: (1) Abteilung Zelluläre Immunologie, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Im Neuenheimer Feld 580, 69120 Heidelberg, (2) Abteilung Theoretische Systembiologie, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Im Neuenheimer Feld 580, 69120 Heidelberg, (3) State Key Laboratory of Reproductive Medicine, Nanjing Medical University, Nanjing, China, (4) Universitätsklinikum Heidelberg, Universität Heidelberg, Heidelberg, (5) Fakultät für Biowissenschaften, Universität Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Cell Stem Cell 2023; 30: 207-218

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5521

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium in Karlsruhe unter den Nummern G-287/20 und G-105/16 genehmigt. Die Zucht der gentechnisch veränderten Mäuse wird vom Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer G-193/19 genehmigt. Die Versuche werden am Interdisciplinary Neurobehavioral Core (INBC) der Universität Heidelberg durchgeführt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse, die von der Stanford Universität (USA) stammen, und unveränderte Mäuse, sogenannte Wildtyp-Mäuse, die von der Versuchstierzucht Jackson Laboratories gekauft werden, eingesetzt. Bei einem Teil der Mäuse sind die Folgen der gentechnischen Veränderung so schwerwiegend, dass sie bald nach der Geburt sterben.

Verschiedene Mäuse werden zu verschiedenen Zeitpunkten (am Tag ihrer Geburt, im Alter von 22 Tagen, 4 bis 6 Wochen oder 3 Monaten) getötet und ihr Gehirn wird in Scheiben geschnitten und untersucht oder Nervenzellen werden gewonnen und in Experimenten eingesetzt. Ein Teil dieser Tiere wird durch Enthaupten getötet, andere werden in Narkose versetzt und ihnen wird eine Nadel ins Herz gestoßen, durch die eine Flüssigkeit in ihr Gefäßsystem gepumpt wird, die das Blut der Tiere verdrängt. Dann werden auch diese Tiere geköpft. Bei anderen Tieren wird die Tötungsart nicht genannt.

Schwangeren Mäusen wird 14,5 Tage nach der Empfängnis ein Farbstoff in die Bauchhöhle gespritzt. 20 Stunden später werden die Gehirne der Embryonen "geerntet". Vermutlich werden die Muttertiere dafür getötet. Gehirne anderer Embryonen werden 18 Tage nach der Empfängnis "geerntet".

Ein Teil der Mäuse wird in im Alter von 4 Tagen durch eine Tätowierung an der Pfote gekennzeichnet und in verschiedenen Verhaltenstests eingesetzt. Eine Stunde vor den Versuchen wird den Tieren Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt, die bei einem Teil der Tiere den Wirkstoff Lamotrigin, der üblicherweise zur Behandlung von Epilepsie verwendet wird, enthält. Im Alter von 5 und 8 Tagen werden die Tiere von ihren Müttern getrennt und in einen kleinen leeren Glasbehälter gesetzt. Die Rufe der Tiere werden aufgenommen und analysiert.

Im Alter von 22 Tagen werden die Mäuse in ein sogenanntes erhöhte Plus-Labyrinth gesetzt. Dieses besteht aus zwei sich in 70 cm Höhe kreuzenden Stegen. Von den 4 Armen des Labyrinths besitzen 2 Seitenwände, die anderen nicht. Es wird beobachtet, in welchen Bereichen des Labyrinths die Tiere sich wie lange aufhalten. Daraus wird geschlussfolgert, wie ängstlich die Tiere sind.

Im Alter von 23 Tagen werden die Tiere in eine oben offene Box gesetzt und es wird beobachtet, wo sie sich bevorzugt aufhalten. Tieren, die sich mehr bewegen, wird eine Hyperaktivität unterstellt. Halten sich die Mäuse eher im Randbereich auf, gelten sie als ängstlich.

Im Alter von 23 Tagen werden die Mäuse in einen Glaszylinder gesetzt. Sie werden dann in eine Arena gesetzt und ihre Bewegung wird aufgezeichnet. Die Tiere werden am Schwanz hochgehoben. Schließlich werden die Mäuse in eine transparente Röhre gegeben und die Röhre gedreht und es wird beobachtet, ob sich die Tiere wieder in eine aufrechte Position begeben.

Im Alter von einem Monat werden die Tiere in eine Plexiglasbox gesetzt, die aus drei miteinander durch Öffnungen verbundenen Einheiten besteht. In den äußeren Einheiten befindet sich jeweils ein Drahtzylinder. Eine Maus wird für jeweils 5 Minuten mit einer Geschwister-Maus oder einer fremden Maus im Drahtzylinder konfrontiert. Es wird beobachtet, wie die Tiere auf die ihnen fremden oder bekannten Artgenossen reagieren. Daraus wird gefolgert, ob die Tiere soziale Defizite haben.

Im Alter von 2 Monaten werden die Tiere in eine Box mit Einstreu gesetzt. Dann werden 9 Glasmurmeln auf die Einstreu gelegt und es wird beobachtet, wie viele der Murmeln die Mäuse in 5 Minuten vergraben.

In einem anderen Test werden die Tiere im Alter von 2 Monaten in einem Käfig auf eine Plattform gestellt, welche die Vibrationen, die durch die Tiere verursacht werden, misst. Aus den Vibrationen sollen Rückschlüsse auf das Verhalten der Tiere gezogen werden.

Die Arbeiten wurden durch den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Fritz Thyssen Stiftung, die Hector Stiftung II, die Chica und Heinz Schaller Stiftung (Heidelberg), die Brain & Behavior Research Foundation (USA), den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD), die Agencia Nacional de Investigación y Desarrollo (Chile) und die Helmholtz-Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Autismus-Forschung, Psychiatrie, Mutationsforschung, Neuropharmakologie

Originaltitel: MYT1L haploinsufficiency in human neurons and mice causes autism-associated phenotypes that can be reversed by genetic and pharmacologic intervention

Autoren: Bettina Weigel (1,2,3,4), Jana F. Tegethoff (1,2,3,4), Sarah D. Grieder (1,2,3), Bryce Lim (1,2,3,4), Bhuvaneswari Nagarajan (1,2,3), Yu-Chao Liu (5), Jule Truberg (1,2,3,4), Dimitris Papageorgiou (6,7), Juan M. Adrian-Segarra (1,2,3), Laura K. Schmidt (1,2,3), Janina Kaspar (1,2,3), Eric Poisel (1,2,3), Elisa Heinzelmann (1,2,3), Manu Saraswat (1,2,3,4), Marleen Christ (1,2,3), Christian Arnold (8), Ignacio L. Ibarra (8), Joaquin Campos (9), Jeroen Krijgsveld (6,7), Hannah Monyer (5), Judith B. Zaugg (8), Claudio Acuna (9), Moritz Mall (1,2,3)*

Institute: (1) Nachwuchsgruppe Engineering von Zellidentitäten und Krankheitsmodellen, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ) und DKFZ- Zentrum für Molekulare Biologie Heidelberg (ZMBH) Alliance, Im Neuenheimer Feld 280, 69120 Heidelberg, (2) Hector Institut für Translationale Hirnforschung (HITBR), Heidelberg, (3) Zentralinstitut für Seelische Gesundheit (ZI), Universitätsklinikum Heidelberg, Universität Heidelberg, Heidelberg, (4) Fakultät für Biowissenschaften, Universität Heidelberg, Heidelberg, (5) Kooperationsabteilung Klinische Neurobiologie, Universitätsklinikum Heidelberg und DKFZ, Heidelberg, (6) Abteilung Proteomik von Stammzellen und Krebs, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (7) Universitätsklinikum Heidelberg, Universität Heidelberg, Heidelberg, (8) Europäisches Laboratorium für Molekularbiologie (EMBL), Structural and Computational Biology Unit, Heidelberg, (9) Chica and Heinz Schaller Research Group, Institut für Anatomie und Zellbiologie, Universität Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Molecular Psychiatry 2023; doi.org/10.1038/s41380-023-01959-7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5520

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter den Nummern 33.19-42502-04-18/2987 genehmigt. Es werden 5 Mini-Schweine eingesetzt.

In einer ersten Operation, die Teil einer anderen Studie ist (https://doi.org/10.1371/journal.pone.0217488), wird den Tieren in Narkose ein Großteil der Leber herausgeschnitten. Im Anschluss müssen sie permanent eine Weste tragen, die eingesetzte Venenkatheter und eine Medikamentenpumpe schützen soll, über die die Schweine verschiedene Medikamente verabreicht bekommen. In der Folge dieser Operation wächst die Leber der Tiere in einer veränderten Form wieder nach, die der Leber des Menschen ähnlicher sein soll.

30 bis 34 Tage nach der ersten Operation werden die Schweine erneut in Narkose versetzt, intubiert und künstlich beatmet. Der Bauchraum der Tiere wird mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanztomographie) untersucht. Durch kleine Einschnitte in die Haut wird ein Gerät, das Mikrowellen erzeugt, in die Leber eingesetzt. Durch Mikrowellenbehandlung werden mehrere Bereiche der Leber zerstört, entweder zwei oder drei Bereiche pro Tier. Dann werden die Tiere durch Spritzen des Tötungsmittels T61 noch in Narkose getötet und Proben der Leber werden untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Medizinische Hochschule Hannover (MHH) und den Europäischen Forschungsrat (ERC) gefördert.

Bereich: Chirurgie, Bildgebende Verfahren, Leberforschung, Krebsforschung

Originaltitel: Correction of heat-induced susceptibility changes in respiratory-triggered 2D-PRF-based thermometry for monitoring of magnetic resonance-guided hepatic microwave ablation in a human-like in vivo porcine model

Autoren: Bennet Hensen (1,2)*, Susanne Hellms (1), Christopher Werlein (3), Danny Jonigk (3,4), Phillip Alexander Gronski (1), Inga Bruesch (5), Regina Rumpel (5), Eva-Maria Wittauer (5), Florian W. R. Vondran (6), Dennis L. Parker (7), Frank Wacker (1,2), Marcel Gutberlet (1,2)

Institute: (1) Institut für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg Str. 1, 30625 Hannover, (2) Forschungscampus STIMULATE - Solution Centre for Image Guided Local Therapies, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg, (3) Institut für Pathologie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover, (4) Biomedical Research in End-stage and Obstructive Lung Disease Hannover (BREATH), Deutsches Zentrum für Lungenforschung, Hannover, (5) Institut für Versuchstierkunde und Zentrales Tierlaboratorium, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Straße 1, 30625 Hannover, (6) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover, (7) Utah Center for Advanced Imaging Research, University of Utah, Salt Lake City, USA

Zeitschrift: International Journal of Hyperthermia 2022; 39(1): 1387-1396

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5519