Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken genehmigt. Es werden männliche Mäuse im Alter zwischen 8 und 10 Wochen und männliche Ratten im Alter von 8 bis 9 Wochen eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River in Deutschland stammen.

Die Tiere werden in Gruppen von 4 bis 5 Tieren unter künstlichem Licht gehalten (je 12 Stunden Licht an bzw. aus), wobei bei den Mäusen das Licht tagsüber ausgestellt wird und nachts angestellt wird, so dass sich ihr Tag-Nacht Rhythmus so verändert, dass die nachtaktiven Tiere tagsüber, wenn die Versuche durchgeführt werden, aktiv sind. Es werden verschiedene Versuchsreihen durchgeführt.

Versuchsreihe 1: 15 Mäusen wird täglich etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt und sie werden im sogenannten Open-Field-Test für eine Stunde in einen nach oben offenen Kasten der Maße 50 x 50 x 50 cm gesetzt. Dieser der Gewöhnung dienende Test wird innerhalb von 4 Tagen zweimal durchgeführt. Dann wird den Tieren die Testsubstanz APH199 in unterschiedlichen Konzentrationen in etwas Flüssigkeit oder Flüssigkeit ohne die Substanz in die Bauchhöhle gespritzt. Direkt nach der Injektion werden die Tiere wieder in die Box gesetzt. Mit einer Kamera wird beobachtet, wo in der Box sie sich aufhalten. Bleibt ein Tier länger im Randbereich, gilt das als ängstliches Verhalten. Dieser Versuch wird 5-mal durchgeführt, wobei zwischen den einzelnen Versuchen 2 oder 3 Tage liegen.

Versuchsreihe 2: 34 Mäuse werden in 3 Gruppen aufgeteilt. Die Tiere werden in Boxen gesetzt, die drei Bereiche enthalten. Zwei Testbereiche und dazwischen ein schmaler Bereich, der die Testbereiche voneinander trennt. Die Testbereiche sind mit Gummimatten ausgelegt; in einem Bereich ist die Gummimatte glatt, im anderen Bereich ist die Oberfläche strukturiert. In der ersten Phase des Versuchs werden die Tiere an den Versuchsablauf gewöhnt. Ihnen wird dreimal in der Woche eine Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt. Dann werden die Mäuse in den Versuchsaufbau gesetzt und es wird für 20 Minuten beobachtet, wo sie sich bevorzugt aufhalten. In den folgenden Versuchen wird den Tieren die Testsubstanz oder etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt, 20 Minuten später wird entweder Alkohol in etwas Flüssigkeit oder nur Flüssigkeit ohne Alkohol in die Bauchhöhle gespritzt. Die Tiere werden dann für 5 Minuten in einen der Testbereiche gesetzt, entweder den mit der glatten oder der rauen Gummimatte; der Zugang zu den anderen Bereichen ist abgesperrt. Dieser Versuch wird mehrfach durchgeführt, so sollen die Mäuse die Wirkung des Alkohols mit einem der beiden Testbereiche verbinden. Dann wird den Tieren wieder etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt, sie werden für 20 Minuten in den Versuchsaufbau gesetzt und können sich darin frei bewegen. Mit einem Infrarotsensor wird gemessen, wo die Tiere sich aufhalten. Der Versuch wird dreimal wiederholt. Tieren, die sich öfter in dem Testbereich aufhalten, den sie mit der Wirkung von Alkohol verbinden, wird Suchtverhalten unterstellt.

Versuchsreihe 3 wird ähnlich wie Versuchsreihe 2 durchgeführt, es werden 36 Mäuse eingesetzt.

Versuchsreihe 4 besteht aus unterschiedlichen Tests. Es werden 36 Mäuse eingesetzt, die jeden der Tests durchlaufen. Die Mäuse werden wie in Versuchsreihe 1 im Open-Field Test getestet. Im sogenannten Erhöhten Plus-Labyrinth-Test werden die Mäuse auf ein in 50 cm Höhe über dem Boden angebrachtes „Labyrinth“ gesetzt, welches aus zwei sich kreuzenden Stegen besteht, die vier Arme eines Kreuzes bilden. Zwei der Arme verfügen über 15 cm hohe Seitenwände, die anderen Arme haben keine Wände. 20 Minuten bevor die Tiere in die Mitte des Labyrinths gesetzt werden, wird ihnen die Testsubstanz oder etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt. Dann wird für 5 Minuten beobachtet, wie sich die Mäuse im Labyrinth bewegen. Tieren die sich bevorzugt in den mit Wänden versehenen Bereichen aufhalten wird Ängstlichkeit unterstellt.

In einem anderen Test werden die Tiere in eine in zwei Bereiche unterteilte Box gesetzt. Ein Bereich ist hell erleuchtet, der andere dunkel. 20 Minuten nach der Injektion der Testsubstanz oder eines Placebos werden die Mäuse für 5 Minuten in die Box gesetzt und beobachtet, wo sie sich aufhalten. Dadurch soll die Ängstlichkeit der Tiere bestimmt werden.

In einem weiteren Test erhalten die Tiere für 24 Stunden keine Nahrung. Dann werden sie in eine 50 x 50 cm große Box gesetzt, und zwar so, dass sie mit dem Gesicht zur Wand in einer der Ecken des Kastens stehen. Ein Bröckchen Futter wird in der Mitte des Kastens auf den Boden gelegt. Gemessen wird die Zeit, bis sich die Maus dem Futter nähert und isst.

Beim erzwungenen Schwimmtest werden die Mäuse einzeln in einen mit Wasser gefüllten Zylinder gegeben, aus dem sie nicht selbst entkommen können. Der Test wird an zwei aufeinander folgenden Tagen durchgeführt, am ersten Tag für 15 Minuten und am zweiten Tag für 5 Minuten. Gemessen wird, wie lange die Maus schwimmt, bevor sie aufgibt und sich treiben lässt. Mäuse, die früher aufhören zu schwimmen, gelten als depressiv.

In einem weiteren Test werden die Mäuse einzeln in Käfigen gehalten. In den Käfigen befinden sich zwei Wasserflaschen, in einer der Flaschen befindet sich Wasser in der anderen eine Zuckerlösung. Es wird 4 Tage lang beobachtet, wieviel Wasser und Zuckerlösung die Tiere trinken.

Versuchsreihe 5: 48 Ratten werden in verschiedene Gruppen aufgeteilt. Einem Teil der Ratten wird an 6 aufeinander folgenden Tagen die aufputschende Substanz Amphetamin (auch als Droge „Speed“ bekannt) dreimal täglich in steigenden Konzentrationen in die Bauchhöhle gespritzt. Dadurch soll bei den Tieren ein an eine Psychose erinnernder Zustand ausgelöst werden. Anderen Ratten wird eine Flüssigkeit ohne Amphetamin gespritzt. Es werden Verhaltenstests durchgeführt, vor denen einem Teil der Tiere die Testsubstanz in die Bauchhöhle gespritzt wird: Im Open-Field-Test (siehe oben) wird beobachtet, wie sich die Ratten auf der Fläche bewegen. Ein zweiter Versuch verläuft ähnlich, nur werden die Ratten nach 20 Minuten aus dem open Field herausgenommen, ihnen wird Amphetamin in die Bauchhöhle gespritzt und dann werden sie wieder in das Open Field zurückgesetzt, wo 40 Minuten lang beobachtet wird, ob sie durch das Amphetamin ein hyperaktives Verhalten zeigen.

In einem weiteren Test wird den Ratten die Testsubstanz gespritzt. Dann werden sie in enge Käfige gesetzt, in denen sie sich nicht umdrehen können. In speziellen Kammern werden den Tieren unterschiedlich laute Geräusche bis zu einer Lautstärke von bis zu 120 Dezibel, das entspricht in etwa der Lautstärke einer Rockband, vorgespielt. Gemessen wird, wie die Ratte bei dem Geräusch zusammenzuckt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (Erlangen) gefördert.

Bereich: Psychopharmakologie, Pharmakologie

Originaltitel: Behavioural effects of APH199, a selective dopamine D4 receptor agonist, in animal models

Autoren: Daria Chestnykh (1), Fabian Graßl (2), Canice Pfeifer (1), Jonas Dülk (1), Chiara Ebner (1), Mona Walters (1), Stephan von Hörsten (3), Johannes Kornhuber (1), Liubov S. Kalinichenko (1), Markus Heinrich (2), Christian P. Müller (1*,4)

Institute: (1) Psychiatrische und Psychotherapeutische Klinik, Uniklinik Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Schwabachanlage 6, 91054 Erlangen, (2) Department Chemie und Pharmazie, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (3) Experimentell-Therapeutische Abteilung, Präklinisches Experimentelles Tierzentrum (PETZ), Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Palmsanlage 5, 91054 Erlangen, (4) Centre for Drug Research, University Sains Malaysia, Penang, Malaysia

Zeitschrift: Psychopharmacology 2023; 240: 1011-1031

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5558

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer #V54-19c 20/15- F126/1005 genehmigt. Die Schildkröten stammen aus der Zucht NASCO Biology (USA) und wiegen zwischen 150 und 400 Gramm.

Ein Teil der Tiere wird narkotisiert und der Kopf der Tiere wird in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen befestigt. Der Schädel der Tiere wird geöffnet und die Hirnhäute werden mit einer Schere geöffnet. Mit einer feinen Glasnadel werden Viren, die das genetische Material zur Herstellung von farbig fluoreszierenden Eiweißmolekülen enthalten, in das Gehirn gespritzt. Auf die Öffnung im Schädel wird ein Glasplättchen gelegt, welches mit Zahnzement am Schädel befestigt wird.

4 Wochen nach dem Eingriff werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Weitere Schildkröten werden in Narkose versetzt, geköpft und ihre Köpfe werden in eine Nährlösung gegeben. Das Gehirn wird entnommen, zerteilt und an den Gehirnstücken werden Messungen zur Aktivität der Gehirnzellen durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Minerva-Stiftung und den Boehringer Ingelheim Fonds gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Reliable sequential activation of neural assemblies by single pyramidal cells in a three-layered cortex

Autoren: Mike Hemberger (1), Mark Shein-Idelson (1,2), Lorenz Pammer (1), Gilles Laurent (1)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Max-von-Laue-Straße 4, 60438 Frankfurt am Main, (2) Department of Neurobiology, George S. Wise Faculty of Life Sciences, Sagol School for Neuroscience, Tel-Aviv University, Tel Aviv, Israel

Zeitschrift: Neuron 2019; 104(2): 353-369

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5557

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer V54- 19c 20/15-F126/1005 genehmigt. Die Bartagamen wiegen zum Zeitpunkt der Versuche 100 bis 400 Gramm und stammen aus der Zucht des Max-Planck-Instituts für Hirnforschung. Die Schildkröten wiegen ebenfalls 200 bis 400 Gramm und stammen aus der Zucht NASCO Biology (USA).

Einem Teil der Bartagamen werden Schmerzmittel und Antibiotika gespritzt. Am nächsten Tag werden die Tiere narkotisiert und intubiert. Dann werden sie in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen fixiert, der eine Bewegung des Kopfes verhindert. Die Kopfhaut wird mit einem Skalpell entfernt. Es wird eine 2 bis 3 mm große Öffnung in den Schädel gebohrt. Die Hirnhäute werden mit Pinzetten entfernt. Eine Elektrodenkammer mit einer unterschiedlichen Anzahl an Elektroden wird über der Öffnung im Schädel befestigt, dann wird der Schädel mit einem UV-härtenden Kleber beschichtet. Am Tag nach der Operation werden die Elektroden langsam in das Gehirn eingelassen. Das Gehirn der Bartagamen wird mit einem Silikongel und Vaseline abgedeckt.

Für die Messungen werden die Tiere abends aus ihrem Heimatterrarium entnommen und in einen speziellen elektromagnetisch abgeschirmten Schlafbereich gesetzt, an den sie bereits vor der Operation gewöhnt wurden. Dort bleiben die Tiere über Nacht und ihre Gehirnaktivität wird während sie schlafen über die im Gehirn steckenden Elektroden vermessen.

Bei einigen Bartagamen wird unter Narkose ein Teil des Bindegewebes über dem Gehirn mit Pinzetten entfernt. Dann wird eine Glasnadel in das Gehirn eingeführt, durch die eine Chemikalie oder etwas Flüssigkeit in das Gehirn gespritzt wird. Die Chemikalie zerstört das Gewebe an der Injektionsstelle. Neben dem geschädigten Gewebe werden zwei Elektroden in das Gehirn eingelassen. Über die Elektroden wird sechs Nächte lang, während die Bartagamen schlafen, die Aktivität der Gehirnzellen vermessen. Nach einer Woche werden die Tiere getötet und ihr Gehirn zerschnitten und untersucht.

Weitere Bartagamen werden narkotisiert und ihnen werden Viren, die das genetische Material zur Herstellung von farbig fluoreszierenden Eiweißmolekülen enthalten, in verschiedene Bereiche des Gehirns gespritzt, wozu der Schädel geöffnet werden muss. Vier bis sechs Wochen später werden die Tiere erneut narkotisiert und enthauptet. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Einige Bartagamen werden narkotisiert und ihnen wird eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt. Dann wird das Gehirn entnommen, in Scheiben geschnitten und untersucht.

Weitere Bartagamen und Schildkröten werden in Narkose versetzt, ihr Kopf wird vom Rumpf abgetrennt und in eine Nährlösung gelegt. Das Gehirn wird zerteilt und an den in Nährlösung liegenden Stücken werden Messungen zur Aktivität der Gehirnzellen durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Japan Society for the Promotion of Science (Japan), die Kanae Foundation (Japan) und die European Molecular Biology Organization (EMBO) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: A claustrum in reptiles and its role in slow-wave sleep

Autoren: Hiroaki Norimoto (1), Lorenz A. Fenk (1), Hsing-Hsi Li (1), Maria Antonietta Tosches (1,2), Tatiana Gallego-Flores (1), David Hain (1,3), Sam Reiter (1,4), Riho Kobayashi (1,5), Angeles Macias (1), Anja Arends (1), Michaela Klinkmann (1), Gilles Laurent (1)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Max-von-Laue-Straße 4, 60438 Frankfurt am Main, (2) Department of Biological Sciences, Columbia University, New York, USA, (3) Department of Life Sciences, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt am Main, (4) Okinawa Institute of Science and Technology Graduate University, Okinawa, Japan, (5) Department of Neuropharmacology, Graduate School of Pharmaceutical Sciences, Nagoya City University, Nagoya, Japan.

Zeitschrift: Nature 2020; 578: 413-418

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5556

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter den Nummern V54-19c20/15-F126/1005_1011 und 2006 genehmigt. Die Streifenköpfigen Bartagarmen beiderlei Geschlechts haben ein Gewicht von 150 bis 250 Gramm und werden am Max-Planck-Institut für Hirnforschung gehalten. Bei Bartagamen handelt es sich um Echsen, die in Australien beheimatet sind.

Den Echsen werden Schmerzmittel und Antibiotika gespritzt. Einen Tag später werden die Tiere narkotisiert und intubiert. Der Kopf der Tiere wird in einem sogenannten Stereotaktischen Rahmen fixiert. Auf dem Schädel wird die Haut mit einem Skalpell entfernt. Dann wird ein „Fenster“ in den Schädel geschnitten, durch welches verschiedene Bereiche des Gehirns für die Experimentatoren zugänglich werden. Die Hirnhaut wird dort, wo Elektroden in das Gehirn eingelassen werden sollen, mit Pinzetten und Scheren entfernt. Es wird eine Elektrodenkammer mit einer unterschiedlichen Anzahl an Elektroden über der Öffnung im Schädel befestigt. Das Gehirn der Bartagamen wird mit einem Silikongel und Vaseline bedeckt und der freiliegende Schädel wird mit einem UV-härtenden Kleber abgedeckt.

Am Tag nach der Operation werden die Elektroden langsam in verschiedene Bereiche des Gehirns eingelassen. Dieser Prozess dauert für bestimmte Bereiche im Gehirn 3 Tage, bis die nötige Tiefe im Gehirn erreicht wird. Dabei wird über die Elektroden die Aktivität der Gehirnzellen vermessen, bis das gewünschte und für die Gehirnregion typische Signalmuster erhalten wird.

Für die Messungen werden die Tiere abends aus ihrem Heimatterrarium entnommen und in einen speziellen elektromagnetisch abgeschirmten Schlafbereich gesetzt, an den sie bereits vor der Operation gewöhnt wurden. Dort bleiben die Tiere über Nacht und die Aktivität der Nervenzellen wird während die Tiere schlafen über die im Gehirn steckenden Elektroden vermessen.

Bei einem Teil der Tiere wird die Hirnhaut über einem Bereich des Gehirns, der für das Sehen zuständig ist entfernt. Dann wird eine feine Glaspipette in das Gehirn geschoben durch die eine Chemikalie in das Gehirn gespritzt wird, die das Gewebe schädigt.

Bei anderen Tieren werden Teile der Hirnhaut und -rinde entfernt und die Amygdala, ein Teil des Gehirns, der an der Entstehung emotionaler Reaktionen und der Speicherung von Gedächtnisinhalten beteiligt ist, herausgeschnitten. Über Elektroden wird dann die Aktivität von Gehirnzellen für ein bis sechs Nächte untersucht. Die Tiere werden im Anschluss auf nicht genannte Art getötet, ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Weitere Bartagamen werden narkotisiert und enthauptet. Die Köpfe werden in eine eiskalte Nährlösung gegeben, das Gehirn mit derselben Lösung durchspült und aus dem Schädel genommen und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die European Molecular Biology Organization (EMBO) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Interhemispheric competition during sleep

Autoren: Lorenz A. Fenk (1), Juan Luis Riquelme (1,2), Gilles Laurent (1)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Max-von-Laue-Straße 4, 60438 Frankfurt am Main, (2) TUM School of Life Sciences, Technische Universität München, Freising

Zeitschrift: Nature 2023; 616(7956): 312-318

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5555

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.12-42502-04-13/1209 genehmigt. In den Versuchen werden sechs weibliche Beagle im Alter von sechs bis zehn Jahren eingesetzt, die aus der Tierhaltung des Instituts für Tierernährung der Tierärztliche Hochschule Hannover stammen.

Aus einem niedersächsischen Schlachthof werden Abfälle von Hähnchen bezogen, welche aus den Knochen, Schädeln, Hals, Fett und Teilen von Muskeln bestehen. Die Schlachtabfälle werden in drei verschiedenen Feinheitsgraden gemahlen. Jede der Schlachtabfall-Sorten wird jeweils für 10 Tage an alle Hunde verfüttert. Die Hunde erhalten dazu einmal täglich am Morgen eine abgewogene Menge des Futters. Es wird beobachtet, wie gut die Tiere das Futter annehmen und wie schnell sie es essen, übrig gelassenes Futter wird gewogen.

An den jeweils letzten 5 Tagen der Fütterung der einzelnen Schlachtabfall-Sorten wird der Kot der Hunde gesammelt und untersucht. Während dieser Zeit werden die Hunde einzeln in Zwingern mit Betonfußboden gehalten, damit der Kot den einzelnen Tieren zugeordnet werden kann. Der Kot wird anhand seines Aussehens bewertet und auf seine Bestandteile untersucht.

Das weitere Schicksal der Hunde wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Veröffentlichung der Arbeiten wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tierernährung

Originaltitel: Impact of animal by-products on diet digestibility and fecal quality in beagle dogs

Autoren: Bussarakam Chuppava (1)*, Diana-Christin Siebert (1), Christian Visscher (1), Josef Kamphues (1), Amr Abd El-Wahab (1,2)

Institute: (1) Institut für Tierernährung, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Bischofsholer Damm 15, Geb. 124, 30173 Hannover, (2) Department of Nutrition and Nutritional Deficiency Diseases, Faculty of Veterinary Medicine, Mansoura University, Mansoura, Ägypten

Zeitschrift: Life 2023; 13: 850

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5554

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer AZ 19/3203 genehmigt. Es werden 10 männliche Beagles eingesetzt. Ole, Strolch, Fiete, Spencer, Toni, Murphy und Lui wurde in einer vorausgehenden Studie ein Deslorelin-Implantat am Bauch unter die Haut implantiert. Das stäbchenförmige Implantat gibt den Wirkstoff Deslorelin ab, wodurch die Rüden unfruchtbar werden. Drei weitere Rüden erhielten in derselben Studie statt des Implantats eine Salzlösung injiziert.

In der vorliegenden Studie werden die Hunde 5 Monate nach dem Einsetzen des Implantats in Narkose versetzt, das Implantat und der rechte Hoden der Hunde wird entfernt und der Hoden feingeweblich untersucht. Auch den Hunden ohne Implantat wird unter Narkose der rechte Hoden entfernt. Im Anschluss werden die Hunde über einen Zeitraum von 149 Tagen regelmäßig untersucht und gewogen. Dazu wird den Tieren, zunächst wöchentlich und dann in längeren Abständen, Blut aus einer Vene abgenommen.

Über den gesamten Beobachtungszeitraum werden einmal pro Woche Ultraschalluntersuchungen der Prostata durchgeführt. Die Größe des verbleibenden Hodens wird wöchentlich vermessen. Ab der zweiten Woche wird den Hunden einmal pro Woche Sperma abgenommen. Dazu werden die Rüden durch Anwesenheit einer läufigen Hündin oder durch Anwesenheit einer Hündin und einen Lappen, der mit dem Vaginalsekret einer läufigen Hündin beschmiert ist, sexuell erregt und per Hand für bis zu 10 Minuten stimuliert. Für diese Art der Samengewinnung wurden die Hunde in vorausgegangenen Versuchen trainiert. Die Spermien werden aufgefangen und untersucht. Bei den Untersuchungen wird festgestellt, dass bei Lui zum Zeitpunkt der Implantatentfernung die Wirkung des Implantats bereits nachgelassen hatte. Daher können die mit ihm gewonnenen Daten nicht verwendet werden.

Am sechsten Tag nach der Implantatentfernung wird den Hunden ein Hormon gespritzt, das die Fruchtbarkeit steigern soll. Am Folgetag wird ein menschliches Schwangerschaftshormon gespritzt. Vor und nach den Hormonverabreichungen wird Blut abgenommen und untersucht. Diese Tests werden im Folgenden noch zweimal wiederholt.

Am 149. Tag nach der Entfernung des Implantats werden die Hunde erneut in Narkose versetzt und der linke Hoden wird entfernt und feingeweblich untersucht. Das weitere Schicksal der Hunde wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Virbac in Bad Oldesloe unterstützt. Die Veröffentlichung wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover gefördert.

Bereich: Tiermedizin, Reproduktionsforschung, Andrologie

Originaltitel: What happens in male dogs after treatment with a 4.7 mg deslorelin implant? II. Recovery of testicular function after implant removal

Autoren: Sabrina Stempel (1), Hanna Körber (1), Larena Reifarth (1), Gerhard Schuler (2), Sandra Goericke-Pesch (1)*

Institute: (1) Abteilung Reproduktion, Klinik für Kleintiere, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 9, Gebäude 280, 30559 Hannover, (2) Klinik für Geburtshilfe, Gynäkologie und Andrologie der Groß- und Kleintiere, Klinikum Veterinärmedizin, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen

Zeitschrift: Animals 2022; 12: 2545

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5553

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales in Berlin unter der Nummer G0079/15 genehmigt. Die neun weiblichen Meerschweinchen des Albino-Stamms Dunkin Hartley stammen aus der Versuchstierzucht Envigo in Leicestershire, Großbritannien. Vier der Tiere sind seropositiv für das Meerschweinchen infizierende Cytomegalovirus (CMV), das heißt sie hatten Kontakt mit dem Virus und haben Antikörper dagegen gebildet. Dies wird noch bei Envigo mit einer Blutprobe ermittelt. Wie die Tiere zu der Infektion kamen, wird nicht erwähnt. Die anderen fünf Meerschweinchen weisen keine Antikörper gegen das Virus auf.

Die Tiere werden in Narkose versetzt und ein Hochfrequenzlautsprecher wird 10 cm oberhalb des Kopfes der Meerschweinchen positioniert. Über diesen Lausprecher werden Töne unterschiedlicher Frequenzen in unterschiedlicher Lautstärke abgespielt, während zeitgleich über drei unter die Haut auf dem Scheitel, hinter der Ohrmuschel und an einer Körperseite gestochene Elektroden die Hirnströme gemessen werden.

Am nächsten Tag werden die Tiere erneut in Narkose versetzt. Sie werden in eine schalldichte Kammer gelegt und ein Lautsprecher befindet sich 10 cm oberhalb ihres Kopfes. Ihnen wird für zwei Stunden ein 115 Dezibel lautes Geräusch vorgespielt, das entspricht in etwa der Lautstärke einer Rockband. Die Tiere werden während der Beschallung beobachtet und wenn nötig wird Narkosemittel nachdosiert.

14 Tage nach dem so verursachten Schalltrauma werden die Tiere wieder narkotisiert und ihr geschädigtes Gehör wird wie am Tag vor dem Schalltrauma untersucht. Danach wird der Brustkorb der Meerschweinchen geöffnet und das Herz freigelegt. Durch eine Nadel wird eine konservierende Flüssigkeit in das schlagende Herz des Meerschweinchens gepumpt. Auf diese Weise werden die Tiere getötet, ihre Innenohren werden herausgeschnitten und untersucht.

Bereich: Hörforschung, Virologie

Originaltitel: Cytomegalovirus seropositivity as a potential risk factor for increased noise trauma susceptibility

Autoren: Moritz Groschel*, Stefan Voigt, Susanne Schwitzer, Arne Ernst, Dietmar Basta

Institute: Klinik für Hals-, Nasen- und Ohrenheilkunde, Unfallkrankenhaus Berlin, Warener Str. 7, 12683 Berlin

Zeitschrift: Noise Health 2022; 24(112): 1-6

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5552

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Gesundheit und Verbraucherschutz, Freie und Hansestadt Hamburg unter der Nummer N098/2019 genehmigt. Es werden 35 weibliche Meerschweinchen im Alter von 8 bis 9 Wochen eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Envigo stammen.

Die Meerschweinchen werden in Narkose versetzt. Ihr Herz wird mittels Ultraschall untersucht. In einer nicht näher beschriebenen Operation wird der Brustkorb aufgeschnitten und das Herz freigelegt. Dann wird mit einem auf -196 °C abgekühlten Metallstab von 0,5 cm Durchmesser viermal für jeweils 30 Sekunden die linke Herzkammer der Tiere berührt, wodurch das Gewebe durch Erfrierung abstirbt.

Sieben Tage später werden die Tiere erneut unter Narkose operiert und mit Ultraschall untersucht. Der Brustkorb wird geöffnet und unterschiedliche Herzzellen, die aus menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen gezüchtet und zum Teil gentechnisch so verändert sind, dass sie auf Licht oder eine chemische Substanz reagieren, werden an drei verschiedenen Stellen in das Herzgewebe in und um die Erfrierung herum gespritzt. Ab dem dritten Tag vor dieser zweiten Operation und für 28 Tage nach der Operation erhalten die Tiere Medikamente, die ihr Immunsystem unterdrücken, damit es die transplantierten menschlichen Zellen nicht als fremd erkennt und abstößt.

Die Tiere werden 28 Tage nach der Transplantation der Herzzellen getötet, nachdem ihr Herz erneut mit Ultraschall untersucht wurde. Einem Teil der Meerschweinchen wird dazu ein Medikament gespritzt, das die Bildung von Blutgerinnseln verhindert. Die Tiere werden in Narkose versetzt, ihr Brustkorb wird geöffnet und das Herz wird herausgeschnitten. Das Herz wird dann mit einer Nährlösung durchspült und so am Leben gehalten. Das Herz wird mit verschiedenfarbigem Licht bestrahlt und überprüft, ob dies einen Einfluss auf sein Schlagen hat. Andere Tiere werden auf nicht genannte Art getötet und ihr Herz wird entnommen und in Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung, den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Chirurgie, Transplantationsmedizin

Originaltitel: Contractile force of transplanted cardiomyocytes actively supports heart function after injury

Autoren: Tim Stüdemann (2), Judith Rössinger (1,2), Christoph Manthey (1,2), Birgit Geertz (1), Rajiven Srikantharajah (1,2), Constantin von Bibra (1,2), Aya Shibamiya (1,2), Maria Köhne (1,2,3), Antonius Wiehler (4), J Simon Wiegert (5), Thomas Eschenhagen (1,2), Florian Weinberger (1,2)*

Institute: (1) Institut für Experimentelle Pharmakologie und Toxikologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Martinistraße 52, 20246 Hamburg, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung, Standort Hamburg/Kiel/Lübeck, (3) Surgery for Congenital Heart Disease, Universitäres Herz- und Gefäßzentrum Hamburg, Hamburg, (4) Department of Psychiatry, Service Hospitalo-Universitaire, Groupe Hospitalier Universitaire Paris Psychiatrie & Neurosciences, Universite de Paris, Frankreich. (5) Forschungsgruppe Synaptische Informationsverarbeitung, Zentrum für Molekulare Neurobiologie Hamburg, Hamburg

Zeitschrift: Circulation 2022; 146(15): 1159-1169

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5551

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer 7221.1–1.-053/13 genehmigt. Es werden 12 Rinder der Rasse Holstein eingesetzt, die erstmals ein Kalb bekommen haben.

Die Rinder werden zu drei verschiedenen Zeitpunkten nach dem Kalben in sogenannte Stoffwechselkammern gestellt. In diesen Kammern stehen die Rinder angebunden in metallischen Boxen der Maße 2,5 x 1,5 Meter. Durch ein Plexiglasfenster können sie eine Artgenossin sehen, die in der benachbarten Box in der Stoffwechselkammer steht. Die Kammern sind klimatisiert und hermetisch geschlossen, frische Luft wird über eine Pumpe zugeführt. Die aus der Kammer abgeführte Luft wird analysiert. Vor der Geburt ihrer Kälber wurden die Rinder im Rahmen einer anderen Versuchsreihe bereits daran gewöhnt, in den Boxen zu stehen.

Im eigentlichen Versuch werden die Tiere für 66 Stunden in den Boxen angebunden. Die Tiere werden in der Kammer zweimal täglich gemolken. In den ersten 42 Stunden erhalten sie Futter zur freien Verfügung. Dann wird das Futter aus den Boxen genommen und den Tieren Blut aus einer Vene im Hals abgenommen. Nach einer 24-stündigen Fastenperiode wird erneut Blut abgenommen. Fasten ist für Kühe, deren Magen-Darm-Trakt an häufige Futteraufnahme angepasst ist, sehr schlecht. Denn es kann zu einer lebensgefährlichen Übersäuerung des Pansens kommen.

Außerhalb der Versuche in der Stoffwechselkammer werden die Tiere im Stall des Forschungsinstituts für Nutztierbiologie gehalten.

Das weitere Schicksal der Rinder wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft (BMBL), die Bundesanstalt für Landwirtschaft und Ernährung (BLE) und das Forschungsinstitut für Nutztierbiologie gefördert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierernährung

Originaltitel: Influence of lactation stage on heat production and macronutrient oxidation in dairy cows during a 24-hour fasting period

Autoren: K. M. Kennedy, Björn Kuhla*

Institute: Forschungsinstitut für Nutztierbiologie (FBN), Institut für Ernährungsphysiologie "Oskar Kellner", Wilhelm-Stahl-Allee 2, 18196 Dummerstorf

Zeitschrift: Journal of Dairy Science 2023; 116(4): 2933-2947

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5550

Versuchsbeschreibung: Die am Friedrich-Loeffler Institut stattfindenden Versuche werden durch eine Behörde des Landes Mecklenburg-Vorpommern unter der den Nummern LALLF M-V/TSD/7221.3-1.2-008/07 und LALLF MV/TSD/7221.3-020/06 genehmigt. Weitere Versuche finden in Kanada statt und werden dort genehmigt.

Am Friedrich-Loeffler Institut werden 10 weibliche Rinder der Rasse Holstein-Friesian im Alter von 6 Monaten mit einer von zwei verschiedenen Varianten der Bovinen Spongiformen Enzephalopathie (BSE) infiziert. Bei BSE handelt es sich um eine Erkrankung, bei der sich die Gehirnsubstanz der Rinder zurückbildet, in der Folge entwickeln die Tiere Verhaltensänderungen wie erhöhte Ängstlichkeit, Koordinationsstörungen, bis sie nicht mehr aufstehen können und Sensibilitätsstörungen wie eine Überempfindlichkeit auf Berührungen. Um die Tiere zu infizieren, wird ihnen eine Lösung in das Gehirn gespritzt, die verflüssigtes Hirngewebe von Rindern mit einer bestätigter BSE-Infektion enthält.

Dazu werden die Rinder in Narkose versetzt, die Kopfhaut wird aufgeschnitten und ein 1 mm großes Loch wird in den Schädel gebohrt. Mit einer Spritze mit einer 9 cm langen Nadel wird die infektiöse Flüssigkeit in einen bestimmten Bereich des Gehirns injiziert. Dann wird die Kopfhaut vernäht. Zusätzlich werden drei Rinder oral infiziert, indem ihnen - vermutlich mit einer Schlundsonde - 100 g verflüssigtes Hirngewebe von an BSE erkrankten Rindern verabreicht wird.

Im Anschluss werden alle Tiere engmaschig beobachtet und auf neurologische Symptome von BSE untersucht. Sobald die Tiere bestimmte nicht genauer benannte Kriterien erfüllen, werden sie auf nicht beschriebene Weise getötet. Vermutlich werden die Tiere getötet, sobald sie unter Ataxie, also unkontrollierten Bewegungen der Hinterbeine leiden; so wird es in einer weiteren Publikation der Arbeitsgruppe beschrieben (https://dx.doi.org/10.1080/15287394.2011.529060). Nach der Tötung wird das Gehirn der Tiere entnommen und untersucht.

Neben den Versuchen am Friedrich-Loeffler Institut werden weitere Versuche mit 11 Kälbern im Alter von 2 bis 6 Monaten durch die Canadian Food Inspection Agency durchgeführt. Die Tiere werden narkotisiert, ihre Kopfhaut wir aufgeschnitten, ein 1,6 mm großes Loch wird in den Schädel gebohrt und die infektiöse Flüssigkeit, die eine von drei BSE-Varianten enthält, wird in ihr Gehirn gespritzt; dann wird die Wunde vernäht. Die Tiere werden täglich auf das Auftreten von Symptomen kontrolliert und wenn sie bestimmte nicht beschriebene Kriterien erfüllen, werden sie auf nicht genannte Art getötet, ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Infektion wird für alle Tiere in dieser Studie bestätigt und alle Rinder zeigen nicht näher beschriebene Symptome von BSE.

Die Arbeiten wurden durch das Alberta Prion Research Institute und die Alberta Livestock and Meat Agency sowie die Canadian Food Inspection Agency unterstützt.

Bereich: Tierseuchenforschung

Originaltitel: Discrimination of classical and atypical BSE by a distinct immunohistochemical PrPSc profile

Autoren: Christine Fast (1)*, Catherine Graham (2), Martin Kaatz (3), Kristina Santiago-Mateo (2), Tammy Kaatz (2), Kendra MacPherson (3), Anne Balkema-Buschmann (1), Ute Ziegler (1), Martin H. Groschup (1), Stefanie Czub (2,3)

Institute: (1) Friedrich-Loeffler Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger (INNT), Südufer 10, 17493 Greifswald - Insel Riems, (2) Canadian Food Inspection Agency, Lethbridge, Kanada, (3) Faculty of Veterinary Medicine, University of Calgary, Calgary, Kanada

Zeitschrift: Pathogens 2023; 12: 353

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5549