Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Freiburg unter den Nummern G18/066 und G20/016 genehmigt. Es werden verschiedene Maus-Stämme eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Janvier Labs stammen oder an der Universität Freiburg gezüchtet werden.

Im Alter von 8 bis 12 Wochen werden den Mäusen entweder aus Mäusen stammende Hautkrebszellen oder Darmkrebszellen vermischt mit einer Substanz, die aus in Mäusen gezüchteten Tumoren gewonnen wird, unter die Haut der rechten Flanke gespritzt. Aus den Zellen wachsen Tumore heran.

Einem Teil der Tiere werden 6 oder 10 Tage nach der Injektion der Tumorzellen auch Tumorzellen unter die Haut der linken Flanke gespritzt, so dass ein zweiter Tumor entsteht. Vier bis sechs Tage nach dieser zweiten Injektion werden die Tiere anhand der Größe der Tumore in Gruppen eingeteilt. Die Mäuse werden an zwei aufeinander folgenden Tagen bestrahlt. Dazu werden sie durch Injektion eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert und in eine spezielle Plastikapparatur gelegt, mit der der Tumor in das Bestrahlungsfenster gedrückt wird. Nach den Bestrahlungen wird den Mäusen ein Wirkstoff gespritzt, der dazu führt, dass sie aus der Narkose erwachen. Im Anschluss wird den Mäusen ein Antikörper in die Bauchhöhle gespritzt und ihnen wird drei Tage nach Beginn der Behandlung für 4 oder 5 Tage täglich ein weiterer Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Bei einem Teil der Tiere verschwindet der Tumor während der Behandlung. Diesen Mäusen werden 120 Tage später erneut Tumorzellen injiziert.

Das Tumorwachstum wird mit einem Messschieber vermessen. Der „Endpunkt“ der Versuche ist erreicht, wenn die Tumore bzw. einer der Tumore ein Volumen von 2000 mm3 erreicht hat, das entspricht für einen runden Tumor in etwa einem Durchmesser von 1,6 cm.

Ein Teil der Mäuse wird 8 Tage nach Beginn der Behandlung getötet. Der Tumor wird entnommen und aus dem Blut und dem Tumor der getöteten Mäuse werden bestimmte Zellen gewonnen. Diese Zellen werden weiteren Mäusen, welchen eine Woche zuvor ebenfalls Tumorzellen injiziert wurden und die einen Tag zuvor einer Ganzkörperbestrahlung ausgesetzt wurden, in die Blutbahn gespritzt. Zusätzlich werden den Tieren über einen Zeitraum von 2 Wochen verschiedene Wirkstoffe injiziert.

Einem Teil der Mäuse wird eine Substanz in die Bauchhöhle gespritzt, 12 Stunden später werden die Tiere getötet, der Tumor wird entnommen und daraus einzelne Zellen gewonnen und weiter untersucht.

Am Ende der Versuche werden die verbleibenden Mäuse mit Kohlenstoffdioxid-Gas erstickt und ihnen wird das Genick gebrochen. Je nach Behandlung des Tumors erreicht seine Größe bereits eine Woche nach Beginn der Behandlung die Größe von 2000 mm2, und alle Mäuse dieser Gruppe werden getötet. Andere Tiere leben bis zu vier Monate lang, bevor sie getötet werden. Die Tumore werden aus den Körpern der Mäuse herausgeschnitten und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das China Scholarship Council gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Expansion of circulating stem-like CD8+ T cells by adding CD122-directed IL-2 complexes to radiation and anti-PD1 therapies in mice

Autoren: Kateryna Onyshchenko (1,2,3,4,5), Ren Luo (1,2,4,5,6), Elena Guffart (1,2), Simone Gaedicke (1), Anca-Ligia Grosu (1,4,5), Elke Firat (1), Gabriele Niedermann (1,4,5)*

Institute: (1) Klinik für Strahlenheilkunde, Universitätsklinikum Freiburg, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Robert-Koch-Straße 3, 79106 Freiburg im Breisgau, (2) Fakultät für Biologie, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (3) Laboratory of Biosynthesis of Nucleic Acids, Institute of Molecular Biology and Genetics of NASU, Kiew, Ukraine, (4) Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung (DKTK), Standort Freiburg, Freiburg, (5) Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (6) Division of Thoracic Tumor Multimodality Treatment, Cancer Center, West China Hospital, Sichuan University, Chengdu, China

Zeitschrift: Nature Communications 2023; 14: 2087

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5565

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden in Nordrhein-Westphalen unter der Nummer 84-02.04.2015.A041 genehmigt.

An der Ruhr-Universität Bochum werden zwei gentechnisch veränderte Maus-Stämme miteinander verpaart. Dadurch entstehen Mäuse, die eine Entzündung der Nervenzellen entwickeln, die in Teilaspekten der menschlichen Erkrankung Multiple Sklerose ähnelt und auch Aspekte der sogenannten Neuromyelitis-optica-Spektrum-Erkrankungen aufweisen. Dabei handelt es sich um entzündliche Autoimmunerkrankungen des zentralen Nervensystems, die vor allem den Sehnerv, das Rückenmark oder den Hirnstamm betreffen. Symptome wie Sehstörungen oder Lähmungen treten etwa 4 Wochen nach der Geburt der Tiere auf.

Im Alter von 21 bis 28 Tagen werden Mäuse, die bisher noch keine Symptome zeigen, in zwei Gruppen aufgeteilt. Den Tieren der einen Gruppe wird für 30 Tage täglich die Substanz Glatirameracetat in die Bauchhöhle gespritzt. Bei Glatirameracetat handelt es sich um einen Wirkstoff, der zur Behandlung der Multiplen Sklerose eingesetzt wird. Den Mäusen der zweiten Gruppe wird täglich eine Flüssigkeit ohne Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt.

Die Mäuse werden täglich gewogen und ihr klinischer Zustand wird mit einem Punkte-Schema beurteilt. In diesem Schema entsprechen 0 Punkte keinen Symptomen, 1 Punkt einer verringerten Muskelspannung des Schwanzes, 2 Punkte einer Erschlaffung des Schwanzes, 3 Punkte einer Unfähigkeit, sich aufzurichten, 4 Punkte einem unkoordinierten Gang, 5 Punkte einer milden inkompletten Lähmung der Hintergliedmaße, 6 Punkte einer moderaten teilweisen Lähmung, 7 Punkte einer schweren teilweisen bis vollständigen Lähmung der Hintergliedmaße, 8 Punkte einer unvollständigen Lähmung aller vier Gliedmaße, 9 Punkte im Sterben befindlichen Mäusen und 10 Punkte verstorbenen Tieren.

Je nach Gruppenzugehörigkeit entwickeln 67 bis 95 % der Tiere eine entzündliche Erkrankung des zentralen Nervensystems. Tiere, die bei der täglichen Begutachtung einen Punktewert von 7 erreichen, die also an einer schweren unvollständigen Lähmung der Hintergliedmaße leiden, werden getötet. Dies betrifft 2 Mäuse. Am Ende der 30-tägigen Beobachtungszeit weisen die Tiere je nach Gruppenzugehörigkeit im Schnitt einen Punktewert von 4 bis 6 auf. 11 Mäuse (39 % der Tiere) werden mit einem Punktwert von 10 bewertet, sind also verstorben, ohne dass die Tötung, welche die Mäuse bereits bei einem Wert von 7 Punkten vor weiterem Leid bewahren soll, erfolgt ist.

Am Ende der Beobachtungszeit von 30 Tagen werden die verbleibenden Mäuse getötet und verschiedene Gewebe entnommen. Ein Teil der Mäuse wird vor der Tötung durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle in Narkose versetzt, dann wird der Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel ins Herz der Tiere gestochen, durch die eine Lösung in den Blutkreislauf gepumpt wird, die das Blut der Tiere ersetzt. Dabei sterben die Tiere. Dann wird ihr Rückenmark isoliert und untersucht.

Die Arbeiten werden durch die Firma Teva (Parsippany, USA) gefördert.

Bereich: Neuroimmunologie, Multiple-Sklerose-Forschung, Neuropharmakologie, Entzündungsforschung

Originaltitel: Prophylactic glatiramer acetate treatment positively attenuates spontaneous opticospinal encephalomyelitis

Autoren: Ümmügülsüm Koc, Steffen Haupeltshofer, Katharina Klöster, Seray Demir, Ralf Gold, Simon Faissner*

Institute: Fachbereich Neurologie, St. Josef-Hospital, Klinikum der Ruhr-Universität Bochum, Gudrunstraße 56, 44791 Bochum

Zeitschrift: Cells 2023; 12(4): 542

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5564

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) genehmigt. Es werden 32 schwangere Ratten von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories in Sulzfeld gekauft.

Die Ratten werden einzeln in Plastikboxen gehalten bis sie ihren Nachwuchs zur Welt bringen. Diese Einzelhaltung erfolgt für ungefähr 5 bis 10 Tage und stellt für die sozialen Ratten eine schwere Belastung dar. Das Geschlecht des Nachwuchses, den die Ratten zur Welt bringen, wird am zweiten Tag nach der Geburt bestimmt. Bringt eine Ratte mehr als 10 Welpen zur Welt, werden die „überschüssigen“ Tiere getötet, und zwar nach Möglichkeit so, dass die Welpen, die am Leben bleiben, ein ausgewogenes Verhältnis der Geschlechter aufweisen.

Die Rattenmütter werden in zwei Gruppen aufgeteilt. Bei einer Gruppe wird zwischen dem 2. Und 20. Tag nach der Geburt der Nachwuchs täglich für 4 Stunden aus der Plastikbox genommen und so von der Mutter getrennt. Dies soll bei den Jungtieren Stress auslösen. Bis zu 10 Tage alte Welpen werden in dieser Zeit der Trennung von der Mutter auf Wärmematten gelegt und dort mit einem Plastikgitter auch von ihren Geschwistern ferngehalten. Ältere Jungtiere werden während der Trennung von der Mutter einzeln in Käfigen gehalten. Die Jungtiere der zweiten Gruppe werden nicht von ihren Müttern getrennt. Am 21. Tag nach der Geburt werden die Jungtiere aus ihrem Heimatkäfig entnommen und in gleichgeschlechtlichen Gruppen gehalten.

Für die weiteren Versuche werden 44 der Jungtiere „verwendet“ Das Schicksal ihrer Geschwister und Mütter wird nicht erwähnt. Die 44 Ratten werden entweder am 41.-42. Oder am 61.-62. Tag nach ihrer Geburt in zwei verschiedenen Verhaltenstests untersucht. Zunächst werden die Ratten einzeln für die Dauer von 5 Minuten in ein sogenanntes erhöhtes Plus-Labyrinth gesetzt. Dieses besteht aus zwei sich kreuzenden Stegen in 50 cm Höhe, die die 4 Arme des Labyrinths bilden. Zwei der Arme weisen Seitenwände auf, die anderen beiden nicht. Gemessen wird, wie lange sich die Tiere in den offenen oder geschlossenen Bereichen aufhalten. Ratten, die sich länger in den geschlossenen Bereichen aufhalten, wird Ängstlichkeit unterstellt. Dann werden die Tiere einzeln in Käfige gesetzt und auf die Einstreu des Käfigs werden 20 Murmeln gelegt. Es wird beobachtet, wie viele Murmeln die Ratte in 15 Minuten in der Einstreu vergräbt. Ratten, die viele Murmeln vergraben, wird Ängstlichkeit unterstellt.

Einen Tag nach diesen Tests werden die Ratten durch Spritzen von Narkosemitteln in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird ihr Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel in ihr Herz gestoßen durch die eine konservierende Flüssigkeit in den Blutkreislauf gepumpt wird. Gleichzeitig wird einer der Herzvorhöfe aufgeschnitten, so dass das Blut austreten und durch die konservierende Flüssigkeit ersetzt werden kann. Dabei sterben die Tiere. Ihre Gehirne werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Fördermaßnahme FoRUM der Medizinischen Fakultät der Ruhr-Universität Bochum und das Mercator Research Center Ruhr (MERCUR) gefördert.

Bereich: Angstverhaltensforschung, Stressforschung, Gehirnforschung, Verhaltensforschung

Originaltitel: Maternal separation and its developmental consequences on anxiety and parvalbumin interneurons in the amygdala

Autoren: Mate Abraham (1), Kirsten Schmerder (1), Malin Hedtstück (1), Kimberly Bösing (1), Annakarina Mundorf (1,2), Nadja Freund (1)*

Institute: (1) Abteilung Experimentelle und Molekulare Psychiatrie, Klinik für Psychiatrie, Psychotherapie und Präventivmedizin, LWL-Universitätsklinikum Bochum der Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44780 Bochum, (2) ISM Institute for Systems Medicine und Department Humanmedizin, MSH Medical School Hamburg, Hamburg

Zeitschrift: Journal of Neural Transmission 2023; https://doi.org/10.1007/s00702-023-02657-y

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5563

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken in Würzburg unter der Nummer 55.2DMS-2532-2-221 genehmigt. Es werden männliche Mäuse eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld stammen. Die Versuche werden am Zentrum für Experimentelle Molekulare Medizin (Zinklesweg 10, 97078 Würzburg) durchgeführt.

Die Mäuse durchlaufen zwei Verhaltenstests. Bei einem Test werden sie in einen transparenten Plexiglas-Zylinder von 12 cm Durchmesser und 30 cm Höhe gesetzt, der vor zwei Spiegeln steht und dann für 10 Minuten beobachtet, wie sie den Zylinder mit den Pfoten berühren. In einem anderen Test werden die Mäuse für 5 Minuten auf eine Stange gesetzt, die sich mit zunehmender Geschwindigkeit um ihre Achse dreht; zunächst dreht sich die Stange pro Minute 5-mal um ihre Achse, später 50-mal. Gemessen wird, wie lange die Mäuse sich auf der Stange halten können, bevor sie herunterfallen. An jedem Testtag werden die Mäuse 5-mal auf die rotierende Stange gesetzt.

Im Alter von 11 bis 12 Wochen werden die Tiere narkotisiert und in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt, welcher ihren Kopf fixiert. Dann wird jeweils 43 Mäusen eines von zwei unterschiedlichen Viren in das Gehirn injiziert. Eines der Viren wurde so verändert, dass es die genetische Information zur Herstellung einer Variante des menschlichen Proteins ?-Synuclein in die Zellen der Maus einbaut, so dass die Zellen dieses Protein produzieren. ?-Synuclein ist ein Protein, das im Gehirn von Parkinsonpatienten in Ablagerungen gefunden wird. Das andere Virus enthält keine genetische Information zur Produktion des Proteins und dient der Kontrolle.

Die Tiere werden in Gruppen aufgeteilt. Einem Teil der Mäuse wird jeden zweiten Tag ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt, anderen Mäusen wird etwas Flüssigkeit ohne Wirkstoff gespritzt.

Die Verhaltenstests werden neun Wochen nach der Injektion der Viren wiederholt. Eine Woche später werden die Mäuse narkotisiert, ihnen wird der Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel in das Herz gestoßen, durch die eine Flüssigkeit in ihren Blutkreislauf gepumpt wird. Durch einen Schnitt im Herzen tritt das Blut aus, so dass die Tiere sterben. Das Gehirn der Mäuse wird entnommen, zerschnitten und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (IZKF) der Universität Würzburg, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Deutsche Stiftung Neurologie, den ParkinsonFonds Deutschland, das Land Bayern, die VERUM Foundation und das Pharmaunternehmen Aeterna Zentaris (USA) gefördert.

Bereich: Parkinson-Forschung

Originaltitel: Inflammasome inhibition protects dopaminergic neurons from alpha synuclein pathology in a model of progressive Parkinson’s disease

Autoren: Alexander Grotemeyer (1), Judith F. Fischer (1), James B. Koprich (2,3), Jonathan M. Brotchie (2,3), Robert Blum (1), Jens Volkmann (1), Chi Wang Ip (1)*

Institute: (1) Neurologische Klinik und Poliklinik, Uniklinikum Würzburg, Josef Schneider Straße 11, 97080 Würzburg, (2) Krembil Research Institute, Toronto Western Hospital, University Health Network, Toronto, Kanada, (3) Atuka Inc., Toronto, Kanada

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2023; 20: 79

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5562

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 81-02.04.2018.A010 genehmigt. Es werden 111 weibliche Mäuse im Alter zwischen 8 und 12 Wochen eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzberg) stammen.

Es werden zwei verschiedene Mäuse-Brustkrebs-Zelllinien verwendet, die schnellwachsend und metastasierend sind oder langsam wachsend ohne die Ausbildung von Metastasen. Den Mäusen werden Zellen einer dieser zwei Zelllinien in das Fettgewebe der hinteren linken Brust gespritzt. An der Injektionsstelle wächst daraufhin ein Tumor, dessen Größe täglich mit einem Messschieber bestimmt wird. Die Tiere werden in unterschiedliche Gruppen aufgeteilt.

Einem Teil der Mäuse wird ab dem Tag nach der Zellimplantation täglich ein Wirkstoff in die Schwanzvene gespritzt. Sechs Tage nach der Zellimplantation werden die Tiere narkotisiert und der Tumor wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Danach werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet, der Tumor herausgeschnitten und weiter untersucht.

Anderen Mäusen wird ab dem dritten Tag nach der Zellimplantation täglich ein Wirkstoff per Schlundsonde verabreicht. In der Folge der Behandlung verlieren die Tiere bis zu 5 % ihres Körpergewichts. Einer Gruppe von Tieren wird kein Wirkstoff verabreicht, sie dienen als Kontrolle. Weiteren Mäusen wird ab dem dritten Tag nach der Zellimplantation jeden zweiten Tag eine Mischung von Wirkstoffen in die Bauchhöhle gespritzt. Bei diesen Mäusen wächst der Tumor stärker als ohne die Wirkstoffe und erreicht nach neun Tagen eine Größe von nahezu 250 qmm, das entspricht unter der Annahme eines kugelförmigen Tumors einem Durchmesser von ca. 9 mm. Die Mäuse werden an Tag 6 oder Tag 9 wie oben beschrieben narkotisiert, mit einem bildgebenden Verfahren untersucht und dann getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung Münster und die Medizinische Fakultät der Westfälischen Wilhelms-Universität Münster gefördert.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Krebsforschung

Originaltitel: Vascular response patterns to targeted therapies in murine breast cancer models with divergent degrees of malignancy

Autoren: Emily Hoffmann (1)*, Mirjam Gerwing (1), Tobias Krähling (1), Uwe Hansen (2), Katharina Kronenberg (3), Max Masthoff (1), Christiane Geyer (1), Carsten Höltke (1), Lydia Wachsmuth (1), Regina Schinner (4), Verena Hoerr (1,5), Walter Heindel (1), Uwe Karst (3), Michel Eisenblätter (1,6), Bastian Maus (1), Anne Helfen (1), Cornelius Faber (1), Moritz Wildgruber (1,4)

Institute: (1) Klinik für Radiologie, Universitätsklinikum Münster, Albert-Schweitzer-Campus 1, Gebäude A1, 48149 Münster, (2) Institut für Muskuloskeletale Medizin, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (3) Institut für Anorganische und Analytische Chemie, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (4) Klinik und Poliklinik für Radiologie, LMU Klinikum, Ludwig-Maximilians-Universität (LMU) München, München, (5) Herzzentrum Bonn, Medizinische Klinik und Poliklinik II, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (6) Institut für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinikum OWL, Universität Bielefeld, Bielefeld

Zeitschrift: Breast Cancer Research 2023; 25: 56

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5561

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW, Recklinghausen) unter der Nummer AZ 81-02.04.2020.A428 genehmigt.

Am Tag vor dem eigentlichen Versuch wird der Kot der Schweine gesammelt und über Nacht in einer Zuckerlösung gelagert.

Die Schweine werden narkotisiert, intubiert und künstlich beatmet. Es werden verschiedene Katheter in unterschiedliche Venen der Schweine geschoben, über die der Kreislauf der Tiere überwacht wird. In die Blase wird ein Katheter eingeführt, über den die Urinmenge überwacht wird. Dann wird die Bauchhöhle der Schweine aufgeschnitten und ein Schlauch in den Bauchraum zwischen die Dünndarmschlingen gelegt. Die Bauchhöhle wird zugenäht. Eine Stunde später wird über den zuvor gelegten Schlauch der am Vortag gesammelte Kot in die Bauchhöhle von 10 Tieren gespritzt, je Tier in etwa 90 Gramm. Die anderen 5 Schweine sind die Kontrollgruppe, ihnen wird kein Kot in die Bauchhöhle gespritzt. Die Tiere erhalten Flüssigkeit, Antibiotika und ein Medikament, das den Blutdruck stabilisiert per Infusion verabreicht.

Die Schweine werden überwacht und es wird beobachtet, wann ein septischer Schock eintritt. Dies ist nach ca. 5 Stunden der Fall. Dabei erleiden die Tiere einen Abfall des Blutdrucks, Herz-Kreislauf- und Nieren-Probleme. Den Schweinen werden daraufhin über die Vene diverse Medikamente, die bereits bei der Behandlung von Sepsis-Patienten üblich sind, verabreicht. Acht Stunden nach dem Eintreten des septischen Schocks werden die Schweine noch immer unter Narkose durch Injektion einer Kaliumchlorid-Lösung getötet und Nierengewebe für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Sepsisforschung, Intensivmedizin, Infektionsforschung

Originaltitel: A model of porcine polymicrobial septic shock

Autoren: Finnja Marie Zurek Leffers (1), Florian Lehmann (1), Laura Brabenec (1), Sebastian Kintrup (1), Katharina E. M. Hellenthal (1), Kira Mersjann (1), Felicia Kneifel (2), Michael Hessler (1), Philip Helge Arnemann (1), Tim Gerald Kampmeier (1), Christian Ertmer (1), Patrick Kellner (3), Nana Maria Wagner (1)*

Institute: (1) Klinik für Anästhesiologie, operative Intensivmedizin und Schmerztherapie, Universitätsklinikum Münster, Albert Schweitzer Campus 1, 48149 Münster, (2) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Münster, Münster, (3) Klinik für Anästhesiologie und Intensivmedizin, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Lübeck, Lübeck

Zeitschrift: Intensive Care Medicine Experimental 2023; 11: 31

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5560

Versuchsbeschreibung: Die Versuche mit Mäusen werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales, Berlin unter der Nummer G 0333/18 genehmigt und bei der Experimental Pharmacology & Oncology Berlin-Buch GmbH in Berlin durchgeführt. Die Versuche mit Hühnerembryonen erfordern in Deutschland keine Genehmigung, da die Richtlinie 2010/63/EU zum Schutz der für wissenschaftliche Zwecke verwendeten Tiere nur Embryonen von Säugetieren berücksichtigt.

Befruchtete Hühnereier werden von Valo Biomedia (Osterholz-Scharmbeck, Deutschland) bezogen und bei 37 °C im Inkubator bebrütet. Am 8. Tag des Bebrütens wird eine Öffnung in die Eischale geschnitten. Die so freigelegte Eimembran wird von der darunter befindlichen embryonalen Membran getrennt. Das Loch in der Eischale wird mit Klebeband verschlossen. Am nächsten Tag wird eine von zwei verschiedenen menschlichen Brustkrebszellen auf der Membran des Hühnerembryos ausgesät. Die Eier werden bis Tag 14 weiter bebrütet. In dieser Zeit wird täglich geprüft, ob der Embryo noch lebt. Bis Tag 14 ist ungefähr die Hälfte der Embryonen gestorben. Dann wird der Tumor, der sich auf der Membran gebildet hat, „geerntet“. Die Hühnerembryonen, die in ca. 6 Tagen geschlüpft wären und deutlich als Vogelküken zu erkennen sind, werden durch Enthauptung getötet. Die Leber der Embryonen wird entnommen und untersucht. Dabei werden menschliche Tumorzellen in den Lebern gefunden.

In einer weiteren Versuchsreihe wird jeweils 5 sechs bis acht Wochen alten Nacktmäusen eine der beiden menschlichen Brustkrebszellen unter die Haut gespritzt. Die Tiere werden auf nicht näher beschriebene Art mit einem weiblichen Geschlechtshormon behandelt. Die Größe des Tumors, der sich aus den Krebszellen unter der Haut bildet, wird mit einem Messschieber regelmäßig bestimmt. Innerhalb des Beobachtungszeitraums von 39 Tagen stirbt eine Maus. Dann werden die verbleibenden Tiere narkotisiert und durch Genickbruch getötet. Der Tumor wird entfernt und weiter untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die Tumoren, die sich aus einer der Brustkrebszelllinien entwickelt haben, nicht groß genug geworden sind. Daher wird der Versuch mit dieser Zelllinie mit 5 weiteren Mäusen wiederholt. Diesmal werden die Tiere erst nach 75 Tagen narkotisiert und getötet.

Die Arbeiten wurden durch das das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg) gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Tierschutz

Originaltitel: The chorioallantoic membrane xenograft assay as a reliable model for investigating the biology of breast cancer

Autoren: Raphela A. Ranjan (1,2,3), Julienne K. Muenzner (1,2), Philipp Kunze (1,2), Carol I. Geppert (2,4), Matthias Ruebner (4,5), Hanna Huebner (4,5), Peter A. Fasching (4,5), Matthias W. Beckmann (4,5), Tobias Bäuerle (6), Arndt Hartmann (2,4), Wolfgang Walther (7), Markus Eckstein (2,4), Ramona Erber (2,4)*,Regine Schneider-Stock (1,2,4)*

Institute: (1) Arbeitsgruppe Experimentelle Tumorpathologie, Pathologisches Institut, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Universitätsstraße 22, 91054 Erlangen, (2) Pathologisches Institut, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Krankenhausstraße 8-10, 91054 Erlangen, (3) Klinik und Poliklinik für Innere Medizin II, Klinikum Rechts der Isar, Technische Universität München (TUM), München, (4) Comprehensive Cancer Center Erlangen-EMN (CCC ER-EMN), Erlangen, (5) Frauenklinik, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (6) Preclinical Imaging Platform Erlangen (PIPE), Radiologisches Institut, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (7)* Experimental Pharmacology & Oncology Berlin-Buch GmbH, Robert-Rössle-Straße 10 (Haus 82), 13125 Berlin

Zeitschrift: Cancers 2023; 15(6): 1704

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5559

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken genehmigt. Es werden männliche Mäuse im Alter zwischen 8 und 10 Wochen und männliche Ratten im Alter von 8 bis 9 Wochen eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River in Deutschland stammen.

Die Tiere werden in Gruppen von 4 bis 5 Tieren unter künstlichem Licht gehalten (je 12 Stunden Licht an bzw. aus), wobei bei den Mäusen das Licht tagsüber ausgestellt wird und nachts angestellt wird, so dass sich ihr Tag-Nacht Rhythmus so verändert, dass die nachtaktiven Tiere tagsüber, wenn die Versuche durchgeführt werden, aktiv sind. Es werden verschiedene Versuchsreihen durchgeführt.

Versuchsreihe 1: 15 Mäusen wird täglich etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt und sie werden im sogenannten Open-Field-Test für eine Stunde in einen nach oben offenen Kasten der Maße 50 x 50 x 50 cm gesetzt. Dieser der Gewöhnung dienende Test wird innerhalb von 4 Tagen zweimal durchgeführt. Dann wird den Tieren die Testsubstanz APH199 in unterschiedlichen Konzentrationen in etwas Flüssigkeit oder Flüssigkeit ohne die Substanz in die Bauchhöhle gespritzt. Direkt nach der Injektion werden die Tiere wieder in die Box gesetzt. Mit einer Kamera wird beobachtet, wo in der Box sie sich aufhalten. Bleibt ein Tier länger im Randbereich, gilt das als ängstliches Verhalten. Dieser Versuch wird 5-mal durchgeführt, wobei zwischen den einzelnen Versuchen 2 oder 3 Tage liegen.

Versuchsreihe 2: 34 Mäuse werden in 3 Gruppen aufgeteilt. Die Tiere werden in Boxen gesetzt, die drei Bereiche enthalten. Zwei Testbereiche und dazwischen ein schmaler Bereich, der die Testbereiche voneinander trennt. Die Testbereiche sind mit Gummimatten ausgelegt; in einem Bereich ist die Gummimatte glatt, im anderen Bereich ist die Oberfläche strukturiert. In der ersten Phase des Versuchs werden die Tiere an den Versuchsablauf gewöhnt. Ihnen wird dreimal in der Woche eine Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt. Dann werden die Mäuse in den Versuchsaufbau gesetzt und es wird für 20 Minuten beobachtet, wo sie sich bevorzugt aufhalten. In den folgenden Versuchen wird den Tieren die Testsubstanz oder etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt, 20 Minuten später wird entweder Alkohol in etwas Flüssigkeit oder nur Flüssigkeit ohne Alkohol in die Bauchhöhle gespritzt. Die Tiere werden dann für 5 Minuten in einen der Testbereiche gesetzt, entweder den mit der glatten oder der rauen Gummimatte; der Zugang zu den anderen Bereichen ist abgesperrt. Dieser Versuch wird mehrfach durchgeführt, so sollen die Mäuse die Wirkung des Alkohols mit einem der beiden Testbereiche verbinden. Dann wird den Tieren wieder etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt, sie werden für 20 Minuten in den Versuchsaufbau gesetzt und können sich darin frei bewegen. Mit einem Infrarotsensor wird gemessen, wo die Tiere sich aufhalten. Der Versuch wird dreimal wiederholt. Tieren, die sich öfter in dem Testbereich aufhalten, den sie mit der Wirkung von Alkohol verbinden, wird Suchtverhalten unterstellt.

Versuchsreihe 3 wird ähnlich wie Versuchsreihe 2 durchgeführt, es werden 36 Mäuse eingesetzt.

Versuchsreihe 4 besteht aus unterschiedlichen Tests. Es werden 36 Mäuse eingesetzt, die jeden der Tests durchlaufen. Die Mäuse werden wie in Versuchsreihe 1 im Open-Field Test getestet. Im sogenannten Erhöhten Plus-Labyrinth-Test werden die Mäuse auf ein in 50 cm Höhe über dem Boden angebrachtes „Labyrinth“ gesetzt, welches aus zwei sich kreuzenden Stegen besteht, die vier Arme eines Kreuzes bilden. Zwei der Arme verfügen über 15 cm hohe Seitenwände, die anderen Arme haben keine Wände. 20 Minuten bevor die Tiere in die Mitte des Labyrinths gesetzt werden, wird ihnen die Testsubstanz oder etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt. Dann wird für 5 Minuten beobachtet, wie sich die Mäuse im Labyrinth bewegen. Tieren die sich bevorzugt in den mit Wänden versehenen Bereichen aufhalten wird Ängstlichkeit unterstellt.

In einem anderen Test werden die Tiere in eine in zwei Bereiche unterteilte Box gesetzt. Ein Bereich ist hell erleuchtet, der andere dunkel. 20 Minuten nach der Injektion der Testsubstanz oder eines Placebos werden die Mäuse für 5 Minuten in die Box gesetzt und beobachtet, wo sie sich aufhalten. Dadurch soll die Ängstlichkeit der Tiere bestimmt werden.

In einem weiteren Test erhalten die Tiere für 24 Stunden keine Nahrung. Dann werden sie in eine 50 x 50 cm große Box gesetzt, und zwar so, dass sie mit dem Gesicht zur Wand in einer der Ecken des Kastens stehen. Ein Bröckchen Futter wird in der Mitte des Kastens auf den Boden gelegt. Gemessen wird die Zeit, bis sich die Maus dem Futter nähert und isst.

Beim erzwungenen Schwimmtest werden die Mäuse einzeln in einen mit Wasser gefüllten Zylinder gegeben, aus dem sie nicht selbst entkommen können. Der Test wird an zwei aufeinander folgenden Tagen durchgeführt, am ersten Tag für 15 Minuten und am zweiten Tag für 5 Minuten. Gemessen wird, wie lange die Maus schwimmt, bevor sie aufgibt und sich treiben lässt. Mäuse, die früher aufhören zu schwimmen, gelten als depressiv.

In einem weiteren Test werden die Mäuse einzeln in Käfigen gehalten. In den Käfigen befinden sich zwei Wasserflaschen, in einer der Flaschen befindet sich Wasser in der anderen eine Zuckerlösung. Es wird 4 Tage lang beobachtet, wieviel Wasser und Zuckerlösung die Tiere trinken.

Versuchsreihe 5: 48 Ratten werden in verschiedene Gruppen aufgeteilt. Einem Teil der Ratten wird an 6 aufeinander folgenden Tagen die aufputschende Substanz Amphetamin (auch als Droge „Speed“ bekannt) dreimal täglich in steigenden Konzentrationen in die Bauchhöhle gespritzt. Dadurch soll bei den Tieren ein an eine Psychose erinnernder Zustand ausgelöst werden. Anderen Ratten wird eine Flüssigkeit ohne Amphetamin gespritzt. Es werden Verhaltenstests durchgeführt, vor denen einem Teil der Tiere die Testsubstanz in die Bauchhöhle gespritzt wird: Im Open-Field-Test (siehe oben) wird beobachtet, wie sich die Ratten auf der Fläche bewegen. Ein zweiter Versuch verläuft ähnlich, nur werden die Ratten nach 20 Minuten aus dem open Field herausgenommen, ihnen wird Amphetamin in die Bauchhöhle gespritzt und dann werden sie wieder in das Open Field zurückgesetzt, wo 40 Minuten lang beobachtet wird, ob sie durch das Amphetamin ein hyperaktives Verhalten zeigen.

In einem weiteren Test wird den Ratten die Testsubstanz gespritzt. Dann werden sie in enge Käfige gesetzt, in denen sie sich nicht umdrehen können. In speziellen Kammern werden den Tieren unterschiedlich laute Geräusche bis zu einer Lautstärke von bis zu 120 Dezibel, das entspricht in etwa der Lautstärke einer Rockband, vorgespielt. Gemessen wird, wie die Ratte bei dem Geräusch zusammenzuckt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (Erlangen) gefördert.

Bereich: Psychopharmakologie, Pharmakologie

Originaltitel: Behavioural effects of APH199, a selective dopamine D4 receptor agonist, in animal models

Autoren: Daria Chestnykh (1), Fabian Graßl (2), Canice Pfeifer (1), Jonas Dülk (1), Chiara Ebner (1), Mona Walters (1), Stephan von Hörsten (3), Johannes Kornhuber (1), Liubov S. Kalinichenko (1), Markus Heinrich (2), Christian P. Müller (1*,4)

Institute: (1) Psychiatrische und Psychotherapeutische Klinik, Uniklinik Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Schwabachanlage 6, 91054 Erlangen, (2) Department Chemie und Pharmazie, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (3) Experimentell-Therapeutische Abteilung, Präklinisches Experimentelles Tierzentrum (PETZ), Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Palmsanlage 5, 91054 Erlangen, (4) Centre for Drug Research, University Sains Malaysia, Penang, Malaysia

Zeitschrift: Psychopharmacology 2023; 240: 1011-1031

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5558

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer #V54-19c 20/15- F126/1005 genehmigt. Die Schildkröten stammen aus der Zucht NASCO Biology (USA) und wiegen zwischen 150 und 400 Gramm.

Ein Teil der Tiere wird narkotisiert und der Kopf der Tiere wird in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen befestigt. Der Schädel der Tiere wird geöffnet und die Hirnhäute werden mit einer Schere geöffnet. Mit einer feinen Glasnadel werden Viren, die das genetische Material zur Herstellung von farbig fluoreszierenden Eiweißmolekülen enthalten, in das Gehirn gespritzt. Auf die Öffnung im Schädel wird ein Glasplättchen gelegt, welches mit Zahnzement am Schädel befestigt wird.

4 Wochen nach dem Eingriff werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Weitere Schildkröten werden in Narkose versetzt, geköpft und ihre Köpfe werden in eine Nährlösung gegeben. Das Gehirn wird entnommen, zerteilt und an den Gehirnstücken werden Messungen zur Aktivität der Gehirnzellen durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Minerva-Stiftung und den Boehringer Ingelheim Fonds gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Reliable sequential activation of neural assemblies by single pyramidal cells in a three-layered cortex

Autoren: Mike Hemberger (1), Mark Shein-Idelson (1,2), Lorenz Pammer (1), Gilles Laurent (1)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Max-von-Laue-Straße 4, 60438 Frankfurt am Main, (2) Department of Neurobiology, George S. Wise Faculty of Life Sciences, Sagol School for Neuroscience, Tel-Aviv University, Tel Aviv, Israel

Zeitschrift: Neuron 2019; 104(2): 353-369

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5557

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer V54- 19c 20/15-F126/1005 genehmigt. Die Bartagamen wiegen zum Zeitpunkt der Versuche 100 bis 400 Gramm und stammen aus der Zucht des Max-Planck-Instituts für Hirnforschung. Die Schildkröten wiegen ebenfalls 200 bis 400 Gramm und stammen aus der Zucht NASCO Biology (USA).

Einem Teil der Bartagamen werden Schmerzmittel und Antibiotika gespritzt. Am nächsten Tag werden die Tiere narkotisiert und intubiert. Dann werden sie in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen fixiert, der eine Bewegung des Kopfes verhindert. Die Kopfhaut wird mit einem Skalpell entfernt. Es wird eine 2 bis 3 mm große Öffnung in den Schädel gebohrt. Die Hirnhäute werden mit Pinzetten entfernt. Eine Elektrodenkammer mit einer unterschiedlichen Anzahl an Elektroden wird über der Öffnung im Schädel befestigt, dann wird der Schädel mit einem UV-härtenden Kleber beschichtet. Am Tag nach der Operation werden die Elektroden langsam in das Gehirn eingelassen. Das Gehirn der Bartagamen wird mit einem Silikongel und Vaseline abgedeckt.

Für die Messungen werden die Tiere abends aus ihrem Heimatterrarium entnommen und in einen speziellen elektromagnetisch abgeschirmten Schlafbereich gesetzt, an den sie bereits vor der Operation gewöhnt wurden. Dort bleiben die Tiere über Nacht und ihre Gehirnaktivität wird während sie schlafen über die im Gehirn steckenden Elektroden vermessen.

Bei einigen Bartagamen wird unter Narkose ein Teil des Bindegewebes über dem Gehirn mit Pinzetten entfernt. Dann wird eine Glasnadel in das Gehirn eingeführt, durch die eine Chemikalie oder etwas Flüssigkeit in das Gehirn gespritzt wird. Die Chemikalie zerstört das Gewebe an der Injektionsstelle. Neben dem geschädigten Gewebe werden zwei Elektroden in das Gehirn eingelassen. Über die Elektroden wird sechs Nächte lang, während die Bartagamen schlafen, die Aktivität der Gehirnzellen vermessen. Nach einer Woche werden die Tiere getötet und ihr Gehirn zerschnitten und untersucht.

Weitere Bartagamen werden narkotisiert und ihnen werden Viren, die das genetische Material zur Herstellung von farbig fluoreszierenden Eiweißmolekülen enthalten, in verschiedene Bereiche des Gehirns gespritzt, wozu der Schädel geöffnet werden muss. Vier bis sechs Wochen später werden die Tiere erneut narkotisiert und enthauptet. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Einige Bartagamen werden narkotisiert und ihnen wird eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt. Dann wird das Gehirn entnommen, in Scheiben geschnitten und untersucht.

Weitere Bartagamen und Schildkröten werden in Narkose versetzt, ihr Kopf wird vom Rumpf abgetrennt und in eine Nährlösung gelegt. Das Gehirn wird zerteilt und an den in Nährlösung liegenden Stücken werden Messungen zur Aktivität der Gehirnzellen durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Japan Society for the Promotion of Science (Japan), die Kanae Foundation (Japan) und die European Molecular Biology Organization (EMBO) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: A claustrum in reptiles and its role in slow-wave sleep

Autoren: Hiroaki Norimoto (1), Lorenz A. Fenk (1), Hsing-Hsi Li (1), Maria Antonietta Tosches (1,2), Tatiana Gallego-Flores (1), David Hain (1,3), Sam Reiter (1,4), Riho Kobayashi (1,5), Angeles Macias (1), Anja Arends (1), Michaela Klinkmann (1), Gilles Laurent (1)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Max-von-Laue-Straße 4, 60438 Frankfurt am Main, (2) Department of Biological Sciences, Columbia University, New York, USA, (3) Department of Life Sciences, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt am Main, (4) Okinawa Institute of Science and Technology Graduate University, Okinawa, Japan, (5) Department of Neuropharmacology, Graduate School of Pharmaceutical Sciences, Nagoya City University, Nagoya, Japan.

Zeitschrift: Nature 2020; 578: 413-418

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5556