Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer HOH 65/21_460a genehmigt und in der Versuchsstation Agrarwissenschaften der Universität Hohenheim in Stuttgart durchgeführt. Die 640 männlichen Hühner werden bei der Zucht Brüterei Süd GmbH & Co. KG in Regenstauf gekauft.

Die Tiere werden auf 64 Ställe der Maße 115 × 230 × 260 cm verteilt, also 10 Hähne per Stall. Die Tiere erhalten eine Woche lang ein Standardfutter, dann werden sie in 8 Gruppen zu je 80 Tieren aufgeteilt, wobei jede Gruppe drei Wochen lang mit einer anderen Futtermischungen ernährt wird. Die Futtermischungen unterscheiden sich unter anderem in ihrem Zinkgehalt. Ab dem 16. Tag werden die Hähne auf einem perforierten Boden gehalten, damit sie ihren Kot nicht fressen können, was die Ergebnisse verfälschen könnte. Die Vögel werden zweimal täglich kontrolliert, um ihren Gesundheitszustand zu überwachen. Neun Hähne sterben während des Versuchs.

Am 7. und 28. Tag werden die Hähne gewogen. Dann wird einem Teil der Tiere für eine Stunde das Futter entzogen und anschließend wieder zur Verfügung gestellt. Eine Stunde später werden diese Hähne getötet. Jeweils ein Tier pro Stall wird dabei durch Enthaupten getötet, das Blut dieses Hahnes wird aufgefangen und seine Leber entnommen. Die restlichen Tiere werden mit Kohlendioxid erstickt. Von diesen Tieren wird der Darminhalt gesammelt, indem Teile des Darms entnommen und ausgedrückt werden. Von jeweils zwei Tieren pro Stall wird auch das linke Schienbein und der linke Fuß entnommen und untersucht.

Die Studie wurde durch die Firma Animine (Frankreich), welche Mineraliensupplemente für die Tierernährung herstellt, unterstützt.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierernährung

Originaltitel: Effect of dietary zinc source, zinc concentration, and exogenous phytase on intestinal phytate degradation products, bone mineralization, and zinc status of broiler chickens

Autoren: Hanna Philippi (1), Vera Sommerfeld (1), Oluyinka A. Olukosi (2), Wilhelm Windisch (3), Alessandra Monteiro (4), Markus Rodehutscord (1)*

Institute: (1) Institut für Nutztierwissenschaften, Universität Hohenheim, Garbenstraße 17, 70599 Stuttgart, (2) Department of Poultry Science, University of Georgia, Athens, USA, (3) Arbeitsgruppe Tierernährung und Metabolismus, TUM School of Life Sciences, Technische Universität München, Freising-Weihenstephan, (4) Animine, Annecy, Frankreich

Zeitschrift: Poultry Science 2023; 102(12): 103160

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5618

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Ministerium für Energiewende, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung des Landes Schleswig-Holstein zwischen 2019 und 2021 unter den Nummern V 242—49798/2019 (82-8/19), V 242—58651/2019 (82-8/19), V 242—38879/2020 (82-8/19), V 242—67183/2020 (82-8/19), V242-72438/2020 (82-8/19), V242-19480/2021 (82-8/19) und V242-13238/2021 (82-8/19) genehmigt. Es werden 32 männliche Ratten der Zuchtlinie Wistar aus institutseigener Zucht und 8 Ratten, denen der Thymus fehlt und die daher nur über ein eingeschränktes Immunsystem verfügen, eingesetzt. Diese sogenannten athymischen Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Janvier-Labs (Le Genest Saint Isle, Frankreich).

Die Ratten werden in Narkose versetzt, das Fell am Kopf wird geschoren und der Kopf der Tiere wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Die Kopfhaut wird mittig in ca. 1 cm Länge aufgeschnitten und der Schädelknochen freigelegt. Mit einem zahnmedizinischen Bohrer wird der Schädel aufgebohrt und die Hirnhaut wird mit einer Nadel durchstoßen. Eine Nadel wird 5,5 mm tief in das Gehirn geschoben. Durch die Nadel werden Krebszellen in das Gehirn injiziert. Ein Teil der Ratten erhält dabei Zellen, die aus einem Gehirntumor einer Ratte gewonnen wurden, den anderen Tieren werden menschliche Krebszellen injiziert. Die Nadel wird aus dem Bohrloch gezogen, das Bohrloch wird mit Knochenwachs geschlossen und die Wunde wird vernäht. Nach dem Spritzen der Tumorzellen wird der Kopf der Tiere regelmäßig - zumeist wöchentlich – bis zum Ende der Versuche mit einem bildgebenden Verfahren untersucht, wozu sie in Narkose versetzt werden.

Wenn der Tumor ausreichend gewachsen ist, um die Entfernung eines ca. 3 x 4 mm großen Tumorstücks zu erlauben, was zwischen 21 und 35 Tagen nach der Injektion der Krebszellen der Fall ist, werden die Ratten durch Injektion von Narkosemitteln in die Bauchhöhle narkotisiert. Die Kopfhaut wird auf 2 cm Länge aufgeschnitten und der Schädel wird aufgebohrt. Die Schädelöffnung ist 5 x 5 mm groß. Die Hirnhaut wird aufgeschnitten und teilweise entfernt. Bei den meisten Tieren erkennt man dabei Veränderungen der Hirnrinde durch den Tumor oder durch vom Tumor verursachte Blutungen. Ein Teil des Tumors wird aus dem Gehirn geschnitten, so dass eine 3-4 mm große Mulde im Tumor entsteht. In diese Mulde wird ein poröses Material eingebracht, das die Maße 3 x 3 mm hat. Bei einer Ratte enthält dieses Material einen fluoreszierenden Farbstoff. Die Öffnung in der Hirnhaut wird mit einem medizinischen Vlies abgedeckt und die Haut wird vernäht. Dann wird der Schädel der Ratten mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Ein Teil der Ratten wird im Anschluss getötet. Die anderen Ratten erhalten ein Gegenmittel zur Narkose.

Ein Teil der Tiere stirbt während oder kurz nach der Operation oder wird getötet. Die Autoren geben als Gründe Blutungen an und die schlechte Sicht auf die tief im Gehirn liegenden Tumore. Ein Tier erleidet beim Aufwachen Krämpfe und erhält ein Beruhigungsmittel.

Die überlebenden Ratten erhalten nach der Operation ein entzündungshemmendes Mittel, welches direkt nach der Operation sowie nach 4, 24 und 48 Stunden in eine Vene gespritzt wird. In den folgenden 5 Tagen werden regelmäßig Schmerzmittel unter die Haut gespritzt und dem Trinkwasser beigemischt. Direkt nach der Operation und 4 Stunden später wird den Ratten außerdem eine Zuckerlösung unter die Haut gespritzt.

Bei dem Tier, dem das Material mit dem Farbstoff implantiert wurde, wird 4 Stunden lang einmal pro Stunde der Kopf mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dann wird eine Probe des Gehirnwassers genommen und die Ratte wird getötet. Am Ende des Versuchs oder wenn bestimmte Abbruchkriterien wie ein Gewichtsverlust von über 20 %, eine Rötung oder Schwellung der Wunde, sichtbare Schmerzen oder erhebliche neurologische Störungen vorliegen, wird den Ratten ein Narkosemittel verabreicht, ihr Brustkorb wir aufgeschnitten und eine Nadel wird in ihr Herz gestochen. Durch diese Nadel wird eine konservierende Flüssigkeit in ihr Gefäßsystem gepumpt. Das Gehirn der Ratten wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Universität Kiel, die Europäische Union und das Ministerium für Wissenschaft, Wirtschaft und Verkehr des Landes Schleswig-Holstein gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Neurochirurgie, Versuchstierkunde

Originaltitel: Establishment of a rodent glioblastoma partial resection model for chemotherapy by local drug carriers - sharing experience

Autoren: Carolin Kubelt (1)*, Dana Hellmold (1)*, Eva Peschke (2), Margarethe Hauck (3), Olga Will (2), Fabian Schütt (3,4), Ralph Lucius (5), Rainer Adelung (3,4), Regina Scherließ (4,6), Jan-Bernd Hövener (2,4), Olav Jansen (4,7), Michael Synowitz (1), Janka Held-Feindt (1,4)

Institute: (1) Klinik für Neurochirurgie, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Kiel, Arnold-Heller-Straße 3, 24105 Kiel, (2) Sektion Biomedizinische Bildgebung, Molecular Imaging North Competence Center (MOIN CC), Klinik für Radiologie und Neuroradiologie, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Kiel, Kiel, (3) Arbeitsgruppe Funktionale Nanomaterialien, Institut für Materialwissenschaften, Technische Fakultät, Christian-Albrechts-Universität zu Kiel, Kiel, (4) Kiel Nano, Surface and Interface Sciences (KiNSIS), Christian-Albrechts-Universität zu Kiel, Kiel, (5) Anatomisches Institut, Christian-Albrechts-Universität zu Kiel, Kiel, (6) Abteilung Pharmazeutische Technologie und Biopharmazie, Christian-Albrechts-Universität zu Kiel, Kiel, (7) Klinik für Radiologie und Neuroradiologie, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Kiel, Kiel

Zeitschrift: Biomedicines 2023; 11(6): 1518

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5617

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz unter der Nummer ID 23 177-07/G 13-1-043 am 7. August 2013 genehmigt; die Genehmigung wurde am 19. April 2016 verlängert. Die 48 Ratten der Zuchtlinie Sprague Dawley sind männlich und 10 Wochen alt, sie stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Saint-Berthevin Cedex, Frankreich). Die Ratten werden einzeln gehalten.

Die Ratten werden in Narkose versetzt. Das Knie ihres linken Beins wird so stark überstreckt, dass die Gelenkkapsel reißt. Dann wird der knöcherne Teil des Gelenks freigeschnitten und ein 2 mm dickes und 4 mm tiefes Loch nahe dem Gelenk in den Oberschenkelknochen gebohrt. Dies soll eine Fraktur des Oberschenkels nachbilden und führt zu einer Einblutung in das Gelenk. Die Haut an Ober- und Unterschenkel wird eingeschnitten. Dort werden die Knochen durchbohrt. Durch die Löcher wird ein Draht gezogen, mit dem der Unterschenkel eng an den Oberschenkel herangezogen wird. Durch Umbiegen der Enden der Drähte wird das Gelenk in dieser Position fixiert. Der „Erfolg“ der Operation wird mit einer Röntgenaufnahme bestätigt. Bei einer der Ratten wird festgestellt, dass ein Knochen gebrochen ist, sie wird getötet. Eine weitere Ratte wird aufgrund eines nicht näher genannten Materialfehlers aus dem Versuch genommen und vermutlich ebenfalls getötet. Dann wird den verbleibenden Ratten ein Gegenmittel zur Narkose verabreicht. Die Ratten erhalten über das Trinkwasser sieben Tage lang Schmerzmittel.

Die Tiere werden in verschiedene Gruppen aufgeteilt. Ein Teil der Tiere erhält täglich einen Wirkstoff, der ihnen mit einem Schokoladenaufstrich gegeben wird. Die anderen Ratten erhalten den Aufstrich ohne Wirkstoff.

Zwei oder vier Wochen nach der Operation werden die Ratten erneut in Narkose versetzt. Der Draht, der ihr Bein fixiert, wird entfernt. Bei einem Teil der Tiere wird geprüft, wie weit sich das Gelenk strecken lässt. Dann werden die Muskeln und das Gewebe am Knie durchtrennt und erneut geprüft, wie weit sich das Gelenk strecken lässt. Die Ratten werden getötet, das operierte Kniegelenk wird entfernt und weiter untersucht.

Die verbleibenden Tiere werden 4 Wochen nach dem Entfernen des fixierenden Drahts getötet, indem sie mit Kohlendioxid erstickt werden, was für die Tiere schmerzhaft ist und Ängste verursacht. Dann werden auch die Knie dieser Tiere untersucht.

Die Arbeiten erhielten keine Förderung.

Bereich: Traumatologie, Unfallmedizin, Knochenchirurgie, Pharmakologie

Originaltitel: The effect of losartan on the development of post-traumatic joint stiffness in a rat model

Autoren: Erik Wegner (1), Tim Mickan (1), Sebastian Truffel (1), Ekaterina Slotina (1), Lukas Müller (2,3), Felix Wunderlich (1), Austin Harper (4), Ulrike Ritz (1), Pol M. Rommens (1), Erol Gercek (1), Philipp Drees (1), Andreas Baranowski (1)*

Institute: (1) Zentrum für Orthopädie und Unfallchirurgie, Biomaterials, Tissues and Cells in Science (BiomaTiCS), Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstraße 1, 55131 Mainz, (2) Klinik und Poliklinik für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (3) Mainz Research School of Translational Biomedicine (TransMed), Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (4) St. George’s University School of Medicine, True Blue, Grenada

Zeitschrift: Biomedicine & Pharmacotherapy 2023; 166: 115291

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5616

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz (Koblenz) unter den Nummern 23177–07/G 18–1-084 E3 und G 20–1-103 genehmigt. Die männlichen Mäuse werden bei der Versuchstierzucht Janvier (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich) gekauft.

Ein Teil der Mäuse wird für 4 Tage Fluglärm ausgesetzt. Dazu werden ihnen über einen 30 cm oberhalb der Käfige angebrachten Lautsprecher vier Tage lang rund um die Uhr in unregelmäßigen Abständen die Geräusche startender und landender Flugzeuge vorgespielt. Im Mittel ist der Fluglärm 72 dB laut und die Höchstwerte betragen 85 dB. Das entspricht in etwa der Lautstärke eines Staubsaugers oder Rasenmähers.

Der Blutdruck der Tiere wird täglich gemessen. Dabei werden die Tiere in eine enge Röhre gesteckt, in der sie sich nicht bewegen können und aus denen ihr Schwanz heraushängt. Um den Schwanz wird eine Manschette gelegt, über die der Blutdruck gemessen wird. Durch die Lärmexposition steigt der Blutdruck der Tiere an.

Im Anschluss daran werden die Mäuse entweder direkt nach der Beendigung des Fluglärms oder ein, zwei oder vier Tage später getötet. Dazu werden die Mäuse narkotisiert und eine Nadel wird in ihr Herz gestochen, durch die das Blut der Tiere entnommen wird. Verschiedene Blutgefäße und das Gehirn der Mäuse werden entnommen und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Boehringer Ingelheim Stiftung Mainzer Herz, das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK) und die Initiative European Cooperation in Science and Technology (COST) gefördert.

Bereich: Stressforschung, Herz-Kreislauf-Forschung, Umweltforschung

Originaltitel: Effects of aircraft noise cessation on blood pressure, cardio- and cerebrovascular endothelial function, oxidative stress, and inflammation in an experimental animal model

Autoren: Maria Teresa Bayo Jimenez (1,2), Adrian Gericke (3), Katie Frenis (1,4), Sanela Rajlic (1,5), Miroslava Kvandova (1), Swenja Kröller-Schön (1), Matthias Oelze (1), Marin Kuntic (1), Ivana Kuntic (1,6), Dominika Mihalikova (1), Qi Tang (3), Subao Jiang (3), Yue Ruan (3), Georg Daniel Duerr (5,6), Sebastian Steven (1), Michael J. Schmeisser (7,8), Omar Hahad (1,6), Huige Li (9), Andreas Daiber (1,6)*, Thomas Münzel (1,6)*

Institute: (1) Zentrum für Kardiologie, Kardiologie 1, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstraße 1, 55131 Mainz, (2) Department of Pharmacology, University of Granada, Granada, Spanien, (3) Augenklinik Mainz, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (4) Boston Children's Hospital and Harvard Medical School, Department of Hematology/Oncology, Boston, USA, (5) Klinik und Poliklinik für Herz- und Gefäßchirurgie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (6) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Rhein-Main, Mainz, (7) Institut für Anatomie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (8) Forschungszentrum Translationale Neurowissenschaften (FTN), Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (9) Institut für Pharmakologie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz

Zeitschrift: Science of the Total Environment 2023; 903: 166106

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5615

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Gießen unter der Nummer G38/2017 genehmigt. Es werden Mäuse eingesetzt, denen bestimmte Immunzellen fehlen. Die Vorfahren der Tiere stammen ursprünglich von der Versuchstierzucht Jackson Laboratories (Bar Harbor, USA) und werden in institutseigener Zucht vermehrt. Zum Zeitpunkt der Versuche sind die Mäuse 8 – 11 Wochen alt.

Den Tieren werden in einem nicht näher beschriebenen Eingriff menschliche Tumorzellen an der linken Flanke in die Bauchhöhle gespritzt. Da die Tiere über kein funktionales Immunsystem verfügen, wachsen aus diesen Zellen bei 75 der Mäuse Tumore im Bauch heran.

Drei Wochen nach der Zellinjektion bekommen die Mäuse einen lichtempfindlichen Wirkstoff in die Bauchhöhle injiziert. Bei einer der Mäuse gelingt dies nicht und der Wirkstoff wird unter die Haut gespritzt. Bei einem Teil der Tiere wird drei Stunden später unter Narkose eine Chemotherapie durchgeführt, wobei die Konzentration und Temperatur des Chemotherapeutikums variiert wird. Dazu werden den Mäusen in einem nicht näher beschriebenen Eingriff zwei Katheter in den Bauchraum implantiert, einer auf der rechten und einer auf der linken Seite. Durch diese Katheter wird der Bauchraum der Mäuse eine Stunde lang mit einer Lösung des Chemotherapeutikums gespült. Fünf Mäuse sterben während dieser Behandlung an Atemversagen.

Nach der Behandlung mit dem Chemotherapeutikum oder 4 Stunden nach dem Spritzen des Wirkstoffes wird der Bauchraum der Tiere aufgeschnitten und die dort gewachsenen Tumore gezählt und vermessen. Ein Tumor wird entnommen. Dann wird ein weiterer Tumor in der offenen Bauchhöhle der Mäuse für 10 Minuten mit Licht bestrahlt, welches den zuvor injizierten lichtempfindlichen Wirkstoff aktiviert. Am Ende der Versuche werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet, Tumore, Leber, Milz und Bauchfell werden herausgeschnitten und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Universitätsklinikum Marburg und die KARL STORZ SE & Co. KG gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Increasing the efficiency of hyperthermic intraperitoneal chemotherapy (HIPEC) by combination with a photosensitive drug in pediatric rhabdomyosarcoma in an animal model

Autoren: Benedikt R. Wagner (1)*, Anna L. Adamus (1), Laura Hempfling (1), Reza Vahdad (1), Antje Haap-Hoff (2), Benedikt Heinrich (3), Olalla Vázquez (3,4) Paul Jank (5), Carsten Denkert (5), Guido Seitz (1)

Institute: (1) Klinik für Kinderchirurgie, Universitätsklinikum Marburg, Baldingerstraße 1, 35043 Marburg, (2) KARL STORZ SE & Co. KG, Tuttlingen, (3) Arbeitsgruppe Chemische Biologie, Fachbereich Chemie, Philipps-Universität Marburg, Marburg, (4) Zentrum für Synthetische Mikrobiologie (SYNMIKRO), Marburg, (5) Institut für Pathologie, Universitätsklinikum Marburg

Zeitschrift: Pediatric Blood & Cancer 2022; 69(11): e29864

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5614

Versuchsbeschreibung: Ein Teil der Versuche findet in Marburg statt und wird von einem nicht näher bezeichneten Regierungspräsidium unter der Nummer TVA G53-2016 genehmigt. Weitere Versuche werden an der University of São Paulo in Brasilien durchgeführt und dort genehmigt. Es werden männliche Ratten der Zuchtlinie Wistar eingesetzt.

Die folgenden Versuche werden in Marburg durchgeführt: 97 Ratten werden in Narkose versetzt und ihr Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Ein Loch wird in den Schädel gebohrt und mit einer Edelstahlnadel wird eine Chemikalie in das Gehirn der Tiere gespritzt, die bestimmte Nervenzellen abtötet, was eine Parkinson-Erkrankung nachahmen soll. Dabei findet die Injektion nur in der rechten Gehirnhälfte statt. Als Resultat davon zeigen die Ratten eine auffällige Kreiselbewegung, in der sie in Richtung der Injektionsseite im Kreis laufen. Bei anderen Tieren wird eine wirkstofffreie Lösung in das Gehirn gespritzt, sie dienen als Kontrolle.

Direkt im Anschluss wird bei 53 Ratten eine Elektrode in einen bestimmten Teil des Gehirns implantiert, entweder in der linken oder der rechten Gehirnhälfte. Die Elektrode wird mit 4 Schrauben am Schädel befestigt, die mit Kunststoff abgedeckt werden. Bei den anderen 44 Ratten werden jeweils eine Kanüle in der rechten und eine in der linken Gehirnhälfte implantiert. Die Kanülen werden mit Schrauben und Kunststoff am Schädel fixiert und mit einem Führungsdraht verschlossen. Im Anschluss an die Operation wird den Ratten 3 Tage lang zweimal am Tag ein Schmerzmittel unter die Haut gespritzt. Bis zum Ende der Versuche werden die Tiere täglich gewogen und ihr Gesundheitszustand wird kontrolliert. Sieben Tage nach der Operation starten die Verhaltensuntersuchungen.

In einem Test werden die Ratten dazu in ein sogenanntes „Erhöhtes Plus-Labyrinth“ gesetzt, welches aus zwei sich in 50 cm Höhe kreuzenden Stegen besteht Zwei der „Arme“ des Labyrinths verfügen über Seitenwände, die anderen zwei Arme haben keine Wände. Es wird beobachtet, in welche Arme des Labyrinths die Ratten laufen. Üblicherweise wird dieser Test durchgeführt, um die Ängstlichkeit der Tiere zu bewerten, da angenommen wird, dass Ratten, die sich bevorzugt in den geschlossenen Armen aufhalten, ängstlicher sind. Hier wird der Test jedoch verwendet, um durch später stattfindende Chemikalieninjektion hervorgerufene Verhaltensänderungen zu erfassen.

Bei einem Teil der Tiere, denen eine Elektrode ins Gehirn eingesetzt wurde, werden Nervenzellen über die Elektrode stimuliert, dafür wird die Elektrode mit einem Kabel verbunden. Die Stimulation wird im Heimatkäfig der Tiere begonnen, dann werden die Ratten in das Plus-Labyrinth gesetzt und für 5 Minuten beobachtet, wie sie sich in dem Labyrinth bewegen.

In einem weiteren Test werden die Ratten einzeln in eine Box mit den Maßen 40 x 40 x 40 cm gesetzt. Den Ratten wird ein Wirkstoff unter die Haut gespritzt, der bewirkt, dass sie sich nun nicht mehr in die Richtung der durch die Chemikalie zerstörten Gehirnbereiche, sondern in die entgegengesetzte Richtung drehen. Es wird für 30 Minuten beobachtet, wie oft sich die Ratten drehen. Bei einem Teil der Tiere werden zeitgleich Gehirnzellen über die implantierte Elektrode stimuliert. Der Test wird nach 48 Stunden wiederholt.

Drei Gruppen von Tieren, denen Kanülen ins Gehirn implantiert wurden, wird jeweils einer von zwei Wirkstoffen oder eine wirkstofffreie Lösung durch die Kanülen in das Gehirn injiziert, entweder nur in eine oder in beide Gehirnhälften. Dann wird für 5 Minuten beobachtet, wie sich die Tiere bewegen. Im Anschluss wird ihnen die Substanz unter die Haut gespritzt, die zu einer Umkehr der Kreiselbewegung führt und die Bewegung der Ratten wird für 30 Minuten beobachtet. Es wird gezählt wie oft und in welche Richtung die Ratten im Kreis laufen. Der Test wird nach 48 Stunden wiederholt.

Am Ende der Versuche wird den Ratten ein Tötungsmittel injiziert. Wenn die Atmung aussetzt, wird an die in das Gehirn eingelassene Elektrode ein Strom angelegt, der zu einer lokalen Verletzung des Gehirngewebes führt. Der Brustkorb der Ratten wird geöffnet und über eine Nadel, die ins Herz der Tiere gestoßen wird, wird eine konservierende Flüssigkeit durch den Körper der Tiere geleitet. Das Gehirn der Ratten wird entnommen und in feine Scheiben geschnitten untersucht. So wird geprüft, wo die Elektroden im Gehirn positioniert waren und wie groß die durch die Chemikalieninjektion ins Gehirn verursachten Schäden sind. Bei sechs der Tiere gelingt der Versuch nicht wie gewünscht, entweder, weil die Elektrode falsch positioniert war oder weil sie sich nicht wie gewünscht im Kreis drehen.

In Brasilien finden weitere Versuche statt: 19 Ratten werden in Narkose versetzt und ihr Kopf wird in einen stereotaktischen Rahmen eingespannt. Die Kopfhaut der Tiere wird aufgeschnitten und ein 2 mm großes Loch in den Schädel gebohrt. Durch dieses Loch wird eine Injektionsnadel in das Gehirn geschoben. Es wird ein weiteres 5 mm großes Loch in den Schädel gebohrt, durch das bis zu 5 Elektroden in das Gehirn der Tiere eingelassen werden. Die Aktivität der Gehirnzellen wird über die Elektroden vermessen, dann wird ein Wirkstoff oder eine wirkstofffreie Lösung durch die zuvor eingesetzte Injektionsnadel in das Gehirn gespritzt und eine Minute später erneut die Aktivität der Gehirnzellen gemessen. Am Ende der Versuche wird eine mit Quarz überzogene Eisenelektrode zu den anderen Elektroden im Gehirn geschoben. Durch Anlegen von Strom an dieser Elektrode kommt es zu einer Eisenablagerung im Gehirn. Dies dient der Markierung des Messbereiches. Die Ratten werden getötet und ihr Gehirn in Scheiben geschnitten untersucht.

Vier weitere Ratten werden narkotisiert und ihr Kopf wird in einen stereotaktischen Rahmen gespannt. Den Tieren wird ein Farbstoff ins Gehirn injiziert. Sieben Tage später werden die Ratten erneut narkotisiert. Dann wird das Herz der Tiere freigelegt und durch eine Nadel eine Flüssigkeit durch das Gefäßsystem der Tiere gepumpt, wodurch die Ratten sterben. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), brasilianische Förderer, sowie den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) gefördert.

Bereich: Parkinson-Forschung

Originaltitel: Lateralization in hemiparkinsonian rats is affected by either deep brain stimulation or glutamatergic neurotransmission in the inferior colliculus

Autoren: Liana Melo-Thomas (1,2,3)*, Lars Tacken (1), Nicole Richter (1), Davina de Almeida (4), Catarina Rapôso (4), Silvana Regina de Melo (5), Uwe Thomas (6), Yara Bezerra de Paiva (7), Priscila Medeiros (7,9), Norberto Cysne Coimbra (3,7,8), Rainer Schwarting (1,2)

Institute: (1) Arbeitseinheit Verhaltensneurowissenschaft, Philipps-Universität Marburg, Gutenbergstraße 18, 35032 Marburg, (2) Center for Mind, Brain, and Behavior (CMBB), Marburg, (3) Behavioral Neurosciences Institute (INeC), Ribeirão Preto, São Paulo, Brasilien, (4) Laboratory of Drug Development, Faculty of Pharmaceutical Sciences, University of Campinas, Campinas, São Paulo, Brasilien, (5) Department of Morphological Sciences, State University of Maringá, Maringá, Brasilien, (6) Thomas RECORDING, Gießen, (7) Laboratory of Neuroanatomy and Neuropsychobiology, Department of Pharmacology, Ribeirão Preto Medical School, University of São Paulo (FMRP-USP), Ribeirão Preto, Brasilien, (8) NAP-USP-Neurobiology of Emotions Research Centre (NuPNE), Ribeirão Preto Medical School, University of São Paulo (FMRP-USP), Ribeirão Preto, Brasilien, (9) Laboratory of Neurosciences of Pain & Emotions and Multi-User Centre of Neuroelectrophysiology, Department of Surgery and Anatomy, Ribeirão Preto Medical School, University of São Paulo, Ribeirão Preto, Brasilien

Zeitschrift: eNeuro 2022; 9(4): ENEURO.0076-22.2022

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5613

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken genehmigt. Es werden männliche Mäuse eingesetzt, die zu Beginn der Versuche zwischen 8 und 11 Wochen alt sind und bei der Versuchstierzucht Charles River (Deutschland) gekauft werden. Bis drei Tage vor Beginn der Experimente werden die Mäuse in Gruppen gehalten, danach einzeln, was für die sozialen Tiere allein schon starker Stress ist.

An Tag 1 der Versuche werden die Mäuse in eine Beobachtungskammer gesetzt, deren Boden aus einem Metallgitter besteht. Dann wird ein kleiner Drahtkäfig mit einer männlichen Maus in die Kammer gesetzt. Ein Teil der Mäuse erhält über den Drahtboden einen elektrischen Schock, sobald sie sich dem Drahtkäfig mit dem Artgenossen nähern. Dadurch entwickeln sie nach ein bis drei Versuchsdurchläufen Angst vor Artgenossen und nähern sich dem Drahtkäfig mit der anderen Maus nicht mehr. Andere Mäuse erhalten keine Elektroschocks und dürfen den Artgenossen ungestört erkunden.

Am nächsten Tag wird den Mäusen in ihren gewohnten Käfig jeweils 3 Minuten ein Drahtkäfig mit 6 verschiedenen den Mäusen unbekannten Artgenossen gestellt. Es wird beobachtet, ob und für wie lange sich die Mäuse ihren Artgenossen nähern, und sie untersuchen. Daraus wird auf die Angst der Tiere vor Artgenossen geschlossen und darauf, ob sie diese Angst bei Ausbleiben des Elektroschocks „verlernen“.

An Tag 3 des Versuchs werden die Mäuse erneut für jeweils 3 Minuten mit sechs verschiedenen Artgenossen in Drahtkäfigen konfrontiert. An Tag 32 werden ihnen zweimal jeweils für 3 Minuten Artgenossen in Drahtkäfigen in ihren Heimatkäfig gesetzt.

Ein Teil der Mäuse wird vor den Verhaltensversuchen in Narkose versetzt. Ihr Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Dann werden zwei Kanülen in bestimmte Bereiche ihres Gehirns eingeführt und dort belassen. Vermutlich werden sie am Schädel der Tiere festgeklebt. Nach der Operation werden den Tieren Antibiotika und Schmerzmittel gespritzt.

Durch die Kanülen werden jeweils einem Teil der Tiere verschiedene Wirkstoffe oder eine wirkstofffreie Lösung direkt ins Gehirn injiziert. 10 Minuten oder 2 Stunden später werden die Tiere wie oben beschrieben mit sechs Artgenossen in Drahtkäfigen konfrontiert und beobachtet, ob und wie lange sie ihre Artgenossen erkunden. Anderen Mäusen werden über die Kanülen Viren ins Gehirn injiziert, die entweder so modifiziert sind, dass sie in den Gehirnzellen zu einer vermehrten Bildung eines bestimmten Eiweißstoffs führen oder keine Veränderung hervorrufen. Drei Wochen später werden dann die oben beschriebenen Verhaltenstests durchgeführt, bei denen die Tiere über Elektroschocks Angst vor Artgenossen erlernen.

Zu verschiedenen Zeitpunkten werden die Tiere mit Kohlendioxid betäubt und auf nicht genannte Art getötet. Das Gehirn wird entnommen und untersucht. Bei den Tieren, denen Kanülen ins Gehirn implantiert wurden, wird geprüft, ob diese richtig positioniert waren. Die Daten von Tieren, bei denen dies nicht der Fall war, werden bei der Auswertung nicht berücksichtigt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Bayerische Forschungsstiftung und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Angstverhaltensforschung, Psychologie, Psychiatrie

Originaltitel: HDAC1-mediated regulation of GABA signaling within the lateral septum facilitates long-lasting social fear extinction in male mice

Autoren: Anna Bludau, Inga D. Neumann, Rohit Menon*

Institute: Department of Behavioural & Molecular Neurobiology, Regensburg Center for Neuroscience, Universität Regensburg, Universitätsstraße 31, 93053 Regensburg

Zeitschrift: Translational Psychiatry 2023; 13: 10

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5612

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde des Saarlandes unter den Nummern 02/2015 und 27/2018 genehmigt.

Es werden Mäuse eingesetzt, die genetisch so verändert sind, dass ein bestimmter Eiweißstoff auf ihren roten Blutkörperchen fehlt. In einem Teil der Versuche werden Mäuse eingesetzt, die so gezüchtet wurden, dass ihre roten Blutkörperchen einen Farbstoff enthalten. Die Mäuse werden in Narkose versetzt und es wird durch einen Stich ins Herz das Blut der Tiere entnommen, woran die Tiere sterben. Aus dem Blut werden die roten Blutkörperchen gewonnen.

Weitere Mäuse werden bei der Versuchstierzucht Charles River (Senneville, Kanada) gekauft. Die Mäuse werden narkotisiert und die roten Blutzellen der genetisch veränderten Mäuse werden ihnen in das Venengeflecht hinter dem Auge injiziert. Den Mäusen werden alle zwei bis drei Tage über einen Zeitraum von zwei Wochen Blutproben aus einer Gesichtsvene entnommen. Die Versuche werden mit Mäusen wiederholt, bei denen eine Woche vor der Injektion der roten Blutzellen die Milz entfernt wurde. Dazu werden die Tiere narkotisiert, ihr Bauchraum wird aufgeschnitten, Blutgefäße der Milz werden abgebunden und die Milz entfernt.

Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die National Institutes of Health (USA) gefördert.

Bereich: Molekularbiologie

Originaltitel: Evidence of in vivo exogen protein uptake by red blood cells: a putative therapeutic concept

Autoren: Laura Hertz (1), Daniel Flormann (2), Lutz Birnbaumer (3,4), Christian Wagner (2,5,6), Lars Kaestner (1,2)*

Institute: (1) Bereich Theoretische Medizin und Biowissenschaften, Medizinische Fakultät, Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße 100, 66424 Homburg/Saar, (2) Arbeitsgruppe Dynamics of Fluids, Universität des Saarlandes, Saarbrücken, (3) Institute of Biomedical Research (BIOMED), Catholic University of Argentina, Buenos Aires, Argentinien, (4) Laboratory of Signal Transduction, National Institute of Environmental Health Sciences, Durham, USA, (5) Physics and Materials Science Research Unit, University of Luxembourg, Luxemburg, Luxemburg, (6)* Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät der Universität des Saarlandes, Gebäude 65, 66421 Homburg/Saar

Zeitschrift: Blood Advances 2023; 7(6): 1033-1039

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5611

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer No 07/17 genehmigt. Laut Autoren erfolgt die Genehmigung durch die Ethikkommission der Ärztekammer des Saarlandes, eine offizielle Genehmigungsbehörde wird nicht genannt.

Zehn weißen Neuseeländer Kaninchen bekommen täglich Medikamente verabreicht, die die Gerinnungsneigung des Bluts verringern. Die Gabe erfolgt oral, vermutlich mit einer Schlundsonde und wird bis zum Ende der Versuche fortgesetzt.

Drei Tage nach Beginn der Medikamentengabe werden den Tieren verschiedene sogenannte Flow-Diverter eingesetzt. Dabei handelt es sich um Stents, die zur Behandlung von Aneurysmen (Blutgefäßaussackungen) eingesetzt werden. Jedem Tier werden insgesamt drei solcher Stents eingesetzt, jeweils einer in eine große Arterie rechts und links am Hals, und ein weiterer in eine Baucharterie. Dazu werden die Tiere narkotisiert und bekommen Heparin gespritzt. Die rechte Oberschenkelarterie wird chirurgisch freigelegt und dort eine spezielle Hülse eingesetzt. Über diese Hülse wird ein Katheter bis zu den Adern, in denen die Stents eingebracht werden sollen, vorgeschoben und die Adern werden mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Im Anschluss werden über die Hülse in der Oberschenkelarterie die Stents mittels eines Mikrodrahtes bis zu den jeweiligen Gefäßen geschoben und dort eingesetzt. Nach einer erneuten Untersuchung der Gefäße mit einem bildgebenden Verfahren wird die Oberschenkelarterie zugenäht.

Ein Kaninchen stirbt in Folge der Operation, als Todesursache wird eine zu lange Narkose angegeben. 28 Tage nach der Operation werden die Kaninchen erneut in Narkose versetzt. Es wird wieder ein Katheter in die mit einem Stent versehenen Blutgefäße geschoben und die Gefäße werden mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Den Kaninchen wird das Tötungsmittel Pentobarbital in eine Vene verabreicht. Die Arterien mit den eingepflanzten Stents werden entnommen und untersucht. Bei einem Kaninchen wird ein großes Blutgerinnsel gefunden, das die Halsarterie verengt. Bei einem weiteren Tier ist die rechte Halsarterie aufgrund einer Verformung des Stents vollständig verschlossen.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Wirtschaft und Energie (BMWi) gefördert.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Herz-Kreislauf-Chirurgie, Gefäßforschung

Originaltitel: Vascular response on a novel fibrin-based coated flow diverter

Autoren: Ruben Mühl-Benninghaus (1)*, Frederik Fries (1), Mara Kießling (2), Toshiki Tomori (1), Stefanie Krajewski (3), Andreas Simgen (1), Sabina Bauer (4), Natascha Hey (4), Eduard Brynda (5), Johanka Taborska (5), Tomáš Riedel (5), Wolfgang Reith (1), Giorgio Cattaneo (6), Christoph Brochhausen (2)

Institute: (1) Klinik für Diagnostische und Interventionelle Neuroradiologie, Universitätsklinikum des Saarlandes, Kirrberger Strasse, Gebäude 90, 66424 Homburg/Saar, (2) Institut für Pathologie, Universität Regensburg, Regensburg, (3) Universitätsklinik für Thorax-, Herz- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Tübingen, Tübingen, (4) Acandis GmbH, Pforzheim, (5) Institute of Macromolecular Chemistry, Czech Academy of Sciences, Prag, Tschechien, (6) Institut für Biomedizinische Technik (BMT), Universität Stuttgart, Stuttgart

Zeitschrift: Cardiovascular and Interventional Radiology 2022; 45: 236–243

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5610

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken genehmigt. Die weiblichen Ratten der Zuchtlinie Sprague-Dawley werden bei der Versuchstierzucht Charles River Laboratories gekauft. Nach einer Eingewöhnungszeit von 7 Tagen werden sie für 10 Tage mit einem sexuell erfahrenen Männchen zusammen in einem Käfig gehalten, damit sich die Tiere paaren. 18 Tage nach dem vermuteten Beginn der Schwangerschaft werden die weiblichen Ratten einzeln in Käfige gesetzt, die entweder 60 x 40 x 20 cm oder 38 x 22 x 35 cm groß sind.

Am Tag der Geburt wird die Anzahl der Jungtiere pro Wurf auf 8 „reduziert“, vermutlich werden die überzähligen Neugeborenen auf nicht genannte Art getötet. Die Mütter werden in drei Gruppen aufgeteilt. Einer Gruppe werden die Welpen täglich für 15 Minuten weggenommen, einer anderen für 3 Stunden. Bei der dritten Gruppe werden Mütter und Welpen nicht getrennt, sie dient der Kontrolle. Während der Trennung werden die Welpen in einem Käfig mit einer Wärmequelle untergebracht, dann werden sie zurück zu ihren Müttern in den Heimatkäfig gesetzt. Es werden 3 verschiedene Versuche durchgeführt: In Experiment 1 werden die Mütter 7 Tage lang täglich für 15 Minuten oder 3 Stunden von ihren Welpen getrennt; bei einer der Gruppen findet keine Trennung statt. Am ersten und letzten Tag dieses Experiments wird für 10 Minuten auf Video aufgenommen, wie die Mütter auf die Rückgabe ihrer Welpen reagieren. Es wird gemessen, wie viele der Welpen die Mutter in 10 Minuten zu sich holt. Am dritten Tag des Versuchs werden von allen Müttern die Welpen für eine Stunde weggenommen. Die Welpen werden in den Ecken eines neuen Käfigs verteilt. Dann werden die Mütter ebenfalls in den neuen Käfig gesetzt und für 15 Minuten beobachtet, wie lange die Mutter braucht, um alle Welpen zu sich zu holen. Das weitere Schicksal der Ratten wird nicht erwähnt.

In Experiment 2 werden Mütter und Welpen ebenfalls täglich für 15 Minuten, 3 Stunden, oder gar nicht getrennt. Am 7. Tag werden alle Mütter einzeln in eine Versuchsapparatur gesetzt, die aus einem hell erleuchteten Bereich und einem abgedunkelten Bereich besteht, die über eine Öffnung miteinander verbunden sind. Es wird 10 Minuten lang beobachtet, wie sich die Ratten in der Apparatur zwischen den Bereichen bewegen und wie lange sie sich im hellen Bereich aufhalten. Daraus wird auf die Ängstlichkeit der Tiere geschlossen. Einen Tag später werden die Mütter im sogenannten forcierten Schwimmtest getestet. Dazu werden sie in einen Zylinder gesetzt, der so hoch mit Wasser gefüllt ist, dass sie den Boden nicht berühren können. Es wird für 10 Minuten beobachtet, wie lange die Ratten aktiv schwimmen, bevor sie sich treiben lassen. Ratten, die sich vermehrt treiben lassen, wird depressives Verhalten unterstellt. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

In Experiment 3 werden die Ratten ebenso wie in den anderen Experimenten von ihrem Nachwuchs getrennt. Dabei wird an sechs Tagen vor der Entnahme der Welpen und nach ihrer Rückführung zur Mutter beobachtet, wie sich die Mütter um ihre Welpen kümmern, sie putzen und stillen. Die Mütter, die länger von ihren Welpen getrennt waren, putzen sie vermehrt. Zusätzlich werden die Mütter und ihr Nachwuchs täglich gewogen. Am siebten Tag werden die Ratten narkotisiert, ihr Brustkorb wird geöffnet und aus dem Herzen wird Blut entnommen. Dann wird ihnen eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt, die ihr Blut verdrängt. Die Ratten werden geköpft und Gehirn und Nebennieren werden entnommen. Das Schicksal der Welpen wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Verhaltensforschung, Neuroendokrinologie

Originaltitel: Brief versus long maternal separation in lactating rats: consequences on maternal behavior, emotionality, and brain oxytocin receptor binding

Autoren: Luisa Demarchi, Alice Sanson, Oliver J. Bosch*

Institute: Lehrstuhl für Neurobiologie und Tierphysiologie, Regensburg Center for Neuroscience, Universität Regensburg, Universitätsstraße 31, 93053 Regensburg

Zeitschrift: Journal of Neuroendocrinology 2023; 35(7): e13252

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5609