Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB-55.2–2532.Vet_02-16-159 genehmigt. Die Versuche werden am Kleintierforschungszentrum Weihenstephan (Freising) der Technischen Universität München durchgeführt. Es werden gentechnisch veränderte und nicht veränderte Mäuse in verschiedenen Versuchen eingesetzt. Ein Teil der Mäuse wird jeweils einzeln für 4 Stunden in einen sogenannten metabolischen Käfig (3 Liter Volumen) gesetzt, der auf 30°C erwärmt ist. Sauerstoffverbrauch und Kohlendioxidproduktion werden gemessen. Dann werden die Mäuse kurz aus dem Käfig genommen und die Temperatur wird auf 26°C verringert. Den Mäusen wird eine Substanz unter die Haut gespritzt, die den Stoffwechsel stimuliert und sie werden für 60 bis 70 Minuten wieder zurück in den metabolischen Käfig gesetzt. Während der Versuchsdauer steht den Tieren weder Wasser noch Nahrung zur Verfügung. Eine Woche später werden die Mäuse erneut in den metabolischen Käfig gesperrt. Im Käfig wird nun stufenweise die Temperatur von 30°C in 5 Grad-Schritten auf 0°C abgesenkt. Jede Temperatur wird für 45 bis 90 Minuten gehalten, bevor die Temperatur abgesenkt wird. Die gesamte Prozedur dauert bis zu 8 Stunden, in denen die Tiere weder Wasser noch Nahrung erhalten. Wenn der Sauerstoffverbrauch einer Maus sich als Reaktion auf die Kälte deutlich verringert, wird sie sofort aus dem metabolischen Käfig „gerettet“. Direkt im Anschluss an den Versuch werden die Tiere getötet.

Ein weiterer Teil der Tiere wird in zwei Gruppen aufgeteilt. Eine Gruppe erhält für 8 Wochen eine normale Futtermischung, die andere Gruppe erhält ein Futter mit erhöhtem Fettgehalt. Das Körpergewicht wird wöchentlich kontrolliert. Zu Beginn des Fütterungsversuchs und dann alle 2 Wochen wird die Menge des Körperfetts der Tiere mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanzspektroskopie) beurteilt. Der Versuch wird bei 23°C und 30°C durchgeführt. Im Anschluss an die Fütterungsversuche wird den Mäusen eine Substanz in die Bauchhöhle gespritzt, dann werden sie mit einem bildgebenden Verfahren untersucht und im Anschluss getötet. Ihr Fettgewebe wird herausgeschnitten und weiter untersucht.

Einer weiteren Gruppe von Mäusen wird ab einem Alter von 12 Wochen das Futter mit erhöhtem Fettgehalt gegeben. Nach 8 Wochen wird ihnen an 5 aufeinanderfolgenden Tagen ein Wirkstoff oder eine wirkstofffreie Kochsalzlösung in die Bauchhöhle gespritzt. Vermutlich werden auch diese Tiere im Anschluss getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Else Kröner Fresenius Stiftung und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Ernährungswissenschaft, Übergewichtsforschung

Originaltitel: Uncoupling protein-1 expression does not protect mice from diet-induced obesity

Autoren: Hui Wang (1,2), Monja Willershäuser (1,2), Yongguo Li (1,2), Tobias Fromme (1,2), Katharina Schnabl (1,2), Andrea Bast-Habersbrunner (1,2), Samira Ramisch (1,2), Sabine Mocek (1,2), Martin Klingenspor (1,2)*

Institute: (1) Else Kröner Fresenius Zentrum (EKFZ) für Ernährungsmedizin, Technische Universität München, Freising, (2) Lehrstuhl für Molekulare Ernährungsmedizin, Technische Universität München, Gregor Mendel Str. 2, 85354 Freising-Weihenstephan

Zeitschrift: American Journal of Physiology - Endocrinology and Metabolism 2021; 320(2): E333–E345

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5440

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde in Baden-Württemberg unter der Nummer CU-01/16 genehmigt und im NTP-Register unter der Nummer 33978-3-1 registriert.

Männliche Ferkel (Deutsche Landrasse) und gentechnisch veränderte Ferkel werden 4 oder 5 Tage nach ihrer Geburt getötet. Die Deutsche Landrasse-Ferkel werden dafür mit einem Bolzenschuss betäubt und dann durch Aufschneiden der Halsschlagader ausgeblutet. Die gentechnisch veränderten Ferkel, deren Herstellung durch den Staat Bayern unter der Nummer ROB-55.2-2532. Vet_02-17-136 genehmigt wurde, werden in Narkose versetzt und dann ausgeblutet. Stücke aus den Muskeln des Rückens oder des Oberschenkels der Tiere werden entnommen. Aus diesen Muskelstücken werden Zellen isoliert und kultiviert.

Aus einem örtlichen Schlachthof werden Harnröhren weiblicher Schweine bezogen. Die Harnröhren werden aufgeschnitten, dann werden die Muskelzellen der Ferkel in das Gewebe der Harnröhre injiziert. Dazu werden zwei verschiedene Verfahren verwendet: entweder die Muskelzellen werden mit einer Spritze in das Gewebe der Harnröhre injiziert oder mit einem Wasserstrahl in das Gewebe geschossen.

Im Anschluss an die Versuche mit Harnröhren geschlachteter Schweine wird das Verfahren zur Injektion von Muskelzellen mit dem Wasserstrahl an 24 lebenden weiblichen Schweinen getestet. Die Tiere werden narkotisiert und ihre Harnröhre und Blase werden endoskopisch untersucht. Dann wird ein Sensor in die Harnröhre geschoben, der feststellt, wo der Schließmuskel der Harnblase sitzt. An dieser Position werden mit dem Wasserstrahlverfahren Farbstoff-markierte Muskelzellen injiziert. Dabei wird zunächst ein hoher Wasserdruck verwendet, der das Gewebe auflockern soll. Dann werden die Zellen mit geringerem Wasserdruck auf das Gewebe geschossen. Bei 8 der 24 Tieren kommt es durch die Wasserstrahlinjektion zu einer Blutung, bei einem Tier wird die Harnröhre durchstoßen. Nach dem Eingriff werden die Tiere entweder direkt oder nach 2 oder 7 Tagen getötet. Dazu werden sie in Narkose versetzt und mit dem Tötungsmittel T61 getötet. Die Harnröhre und Blase werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Zukunftsfonds des Bundesministeriums der Finanzen gefördert.

Bereich: Biomedizinische Technik, Urologie, Regenerationsforschung

Originaltitel: Replacing needle injection by a novel waterjet technology grants improved muscle cell delivery in target tissues

Autoren: Ruizhi Geng (1), Jasmin Knoll (1), Niklas Harland (2), Bastian Amend (2), Markus D. Enderle (3), Walter Linzenbold (3), Tanja Abruzzese (1), Claudia Kalbe (4), Elisabeth Kemter (5,6), Eckhard Wolf (5,6), Martin Schenk (7), Arnulf Stenzl (2), Wilhelm K. Aicher (1)*

Institute: (1) Klinik für Urologie, Universitätsklinikum Tübingen, Waldhörnlestraße 22, 72072 Tübingen, (2) Klinik für Urologie, Universitätsklinikum Tübingen, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (3) Erbe Elektromedizin GmbH, Tübingen, (4) Institut für Muskelbiologie und Wachstum, Forschungsinstitut für Nutztierbiologie, Dummerstorf, (5) Lehrstuhl für Molekulare Tierzucht und Biotechnologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Oberschleißheim, (6) Center for Innovative Medical Models, Ludwig-Maximilians-Universität München, Oberschleißheim, (7) Universitätsklinik für Allgemeine, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Tübingen, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: Cell Transplantation 2022; 31: 1-17

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5439

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer HT3/16 genehmigt. Die Mäuse werden im Alter von 6 Wochen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratory (Sulzfeld) bezogen und an der Universität Tübingen gehalten.

Im Alter von 7 Wochen werden den Mäusen menschliche Melanomzellen, das sind Zellen des Schwarzen Hautkrebs, unter die Haut der rechten Flanke gespritzt. Dadurch entwickeln sie Tumore. Die Tiere werden in vier Gruppen aufgeteilt. Einer der Gruppen wird 5 Mal wöchentlich ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Eine andere Gruppe bekommt täglich Ascorbat, das ist eine Form des Vitamin C, in die Bauchhöhle gespritzt. Der dritten Gruppe wird eine Mischung von Wirkstoff und Ascorbat in die Bauchhöhle gespritzt. Die vierte Gruppe erhält eine Injektion von Kochsalzlösung ohne Wirkstoff und Ascorbat in die Bauchhöhle. Die Tiere erhalten über die Versuchsdauer bis zu 20 Spritzen in die Bauchhöhle. Die Mäuse werden jeden zweiten Tag gewogen und die Größe der Tumore wird täglich gemessen. Schließlich werden die Mäuse mit Kohlendioxid erstickt und verschiedene Gewebe bzw. die vorhandenen Tumore für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Pascoe pharmazeutische Präparate GmbH und die Else-Übelmesser Stiftung unterstützt.

Bereich: Krebsforschung, Dermatologie

Originaltitel: Therapeutic efficacy of pharmacological ascorbate on Braf inhibitor resistant melanoma cells in vitro and in vivo

Autoren: Heike Niessner (1,2,3)*, Markus Burkard (1), Christian Leischner (1), Olga Renner (1), Sarah Plöger (2), Francisco Meraz-Torres (2), Matti Böcker (2), Constanze Hirn (2), Ulrich M. Lauer (4), Sascha Venturelli (1,5), Christian Busch (6), Tobias Sinnberg (2,3,7)*

Institute: (1) Fachgebiet für Biochemie der Ernährung, Institut für Ernährungswissenschaften, Universität Hohenheim, Stuttgart, (2)* Universitäts-Hautklinik, Sektion für Dermatologische Onkologie, Universitätsklinikum Tübingen, Liebermeisterstr. 25, 72076 Tübingen, (3) Exzellenzcluster iFIT (Image Guided and Functionally Instructed Tumor Therapies), Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (4) Medizinische Klinik Innere Medizin VIII, Universitätsklinikum Tübingen, Tübingen, (5) Abteilung für Vegetative und Klinische Physiologie, Physiologisches Institut Tübingen, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (6) Dermatologie zum Delfin, Winterthur, Schweiz, (7) Klinik für Dermatologie, Venerologie und Allergologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Berlin

Zeitschrift: Cells 2022; 11: 1229

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5438

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer 35-9185.81/G-184/16 genehmigt. Die 30 weiblichen Hausschweine sind ca. 3 Monate alt und wiegen ca. 30 kg.

Die Schweine werden narkotisiert, ihnen wird der Bauchraum aufgeschnitten und ein Teil der Bauchspeicheldrüse entfernt. Die Schnittstelle der Bauchspeicheldrüse wird vernäht, dann wird bei einer Gruppe Schweine ein Testgel und bei einer anderen Gruppe eine Kochsalzlösung auf den Stumpf aufgebracht. Das Testgel soll dabei anzeigen, ob der Stumpf der Bauchspeicheldrüse ausreichend vernäht worden ist, indem es sich verfärbt, sobald Bauchspeicheldrüsenflüssigkeit austritt. Hier wird nur die Verfärbung des Materials beobachtet, wenn tatsächlich Flüssigkeit aus der Bauchspeicheldrüse austritt, werden diese Leckagen nicht chirurgisch versorgt. Im Anschluss wird das zu testende Material mit Mulltüchern und durch Spülen mit Kochsalzlösung entfernt. Um besser überprüfen zu können, ob das zu testende Material einen toxischen Effekt hat, wird die Spülflüssigkeit in der Bauchhöhle belassen. Es wird ein Schlauch in die Bauchhöhle der Tiere gelegt, durch den später Proben der Wundflüssigkeit entnommen werden können. Der Schnitt im Bauch der Schweine wird wieder zugenäht.

In den folgenden 7 Tagen werden Proben von der Flüssigkeit genommen, die durch den Schlauch austritt. Vier Tiere werden 2 Tage nach der Operation getötet und untersucht. Eines der Tiere hört am vierten Tag nach der Operation auf, Nahrung zu sich zu nehmen und wird darauf hin erneut operiert. Bei dem Tier werden Verwachsungen und eine Aufblähung des Dünndarms festgestellt, es wird getötet. Sieben Tage nach der ersten Operation wird auch der Bauchraum der verbliebenen Tiere erneut aufgeschnitten. Bei den meisten Tieren werden dabei Verwachsungen, Abszesse oder Flüssigkeitsansammlungen gefunden. Im Anschluss an die Versuche werden alle Tiere in Narkose durch Spritzen von Kaliumchlorid getötet.

Zusätzlich wird Bauchspeicheldrüsengewebe von 6 weiteren Schweinen eingesetzt, die in einem Chirurgiekurs „verwendet“ wurden.

Die Arbeiten wurden durch die Heidelberger Stiftung Chirurgie und das Medtech 4 Health Programm der Schwedischen Regierungsagentur für Innovation Vinnova (Stockholm, Schweden) gefördert.

Bereich: Chirurgie, Wundheilung, Gastroenterologie, Biomaterialforschung

Originaltitel: SmartPAN: In vitro and in vivo proof-of-safety assessments for an intra-operative predictive indicator of postoperative pancreatic fistula

Autoren: Thomas M. Pausch (1)*, Marc Bartel (2), Jiaqu Cui (1), Ophelia Aubert (1), Clara Mitzscherling (1), Xinchun Liu (1), Bodil Gesslein (3), Peter Schuisky (3), Felix K. F. Kommoss (4), Thomas Bruckner (2), Mohammad Golriz (1), Arianeb Mehrabi (1), Thilo Hackert (1)*

Institute: (1) Klinik für Allgemein-, Viszeral-, und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 420, 69120 Heidelberg, (2) Institut für Rechtsmedizin und Verkehrsmedizin, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (3) Magle Chemoswed, Malmö, Schweden, (4) Pathologisches Institut, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Basic & Clinical Pharmacology & Toxicology 2022; 130: 542–552

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5437

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz (LAVES) unter der Nummer 33.9-42502-04-14/1463 genehmigt. Die Mäuse stammen aus dem Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften in Göttingen.

Die Tiere werden in zwei verschiedenen Käfigtypen gehalten. Die Käfige der ersten Gruppe sind 58 x 40 x 32 cm groß und enthalten zwei Stockwerke. Im unteren Stockwerk befindet sich ein kleiner Bereich mit Futter und ein größerer Bereich mit Wasser, drei Laufrädern, Material zum Nestbau und einem Haus. Die beiden Bereiche sind mit einer Tür verbunden, die sich nur in Richtung des Wasserbereichs öffnen lässt. Das obere Stockwerk besteht aus einem Labyrinth. Um vom Wasser zum Futter zu gelangen, müssen die Mäuse über eine Leiter in das obere Stockwerk steigen und das Labyrinth durchqueren, um dann durch eine Röhre zu dem Bereich mit Futter zu gelangen. Das Labyrinth wird dreimal in der Woche durch ein anderes Labyrinth ersetzt.

Die Mäuse der zweiten Gruppe leben in Standardkäfigen der Maße 36,5 x 20,7 x 14 cm, die aus nur einem Stockwerk bestehen und ausschließlich Material zum Nestbau enthalten.

Im Alter von über 12 Wochen wird den Tieren ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Der Kopf wird in einem stereotaktischen Rahmen fixiert. Die Kopfhaut wird auf einer Länge von 0,5 cm aufgeschnitten und ein Loch in den Schädel gebohrt, durch das Viren in das Gehirn gespritzt werden. Anschließend wird die Haut wieder zugenäht.

Drei bis 6 Wochen nach der Virusinjektion werden die Mäuse erneut in Narkose versetzt. Der Kopf der Tiere wird in einen stereotaktischen Rahmen gespannt. Die Kopfhaut wird entfernt und ein Halter wird auf den Schädel der Tiere geklebt. Es wird ein kreisförmiges, 2-3 mm großes Loch in den Schädel gefräst und der Knochen entfernt. Die Hirnhaut wird entfernt und ein dünner Schlauch eingeführt, durch den Flüssigkeit aus dem Gehirn abfließen kann. Die Öffnung im Schädel wird mit einer Glasplatte verschlossen, die auf den Schädelknochen geklebt wird. Anschließend werden die Mäuse mit dem Halter auf einer kippbaren Platte fixiert und mit einem hochauflösenden Mikroskop wird durch das Glasfenster im Schädel ihr lebendes Gehirn untersucht. Diese Untersuchung dauert 2,5 Stunden.

Vermutlich werden die Tiere im Anschluss getötet, in einer anderen Publikation erwähnen die Autoren aber, dass es möglich sei, das Gehirn der Tiere über einen Zeitraum von Tagen oder sogar Monaten durch das in ihren Schädeln eingebrachte „Fenster“ zu beobachten.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Niedersächsische Vorab (VolkswagenStiftung und Niedersächsisches Ministerium für Wissenschaft und Kultur) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Environmental enrichment enhances patterning and remodeling of synaptic nanoarchitecture as revealed by STED nanoscopy

Autoren: Waja Wegner (1,2), Heinz Steffens (1,2), Carola Gregor (3,4,5), Fred Wolf (5,6,7), Katrin I. Willig (1,2,5)*

Institute: (1) Optical Nanoscopy in Neuroscience, Mikroskopie im Nanometerbereich und Molekularphysiologie des Gehirns (CNMPB), Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (2)* Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Hermann-Rein-Str. 3, 37075 Göttingen, (3) Abteilung NanoBiophotonik, Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Göttingen, (4) Abteilung Optische Nanoskopie, Institut für Nanophotonik Göttingen, Göttingen, (5) Exzellenzcluster „Multiscale Bioimaging: von molekularen Maschinen zu Netzwerken erregbarer Zellen“ (MBExC), Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (6) Max-Planck-Institut für Dynamik und Selbstorganisation, Göttingen, (7) Göttingen Campus Institut für Dynamik biologischer Netzwerke (CIDBN), Göttingen

Zeitschrift: eLife 2022; 11: e73603

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5436

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 16/2073 genehmigt. Es werden Kreuzungen von unterschiedlich gentechnisch veränderten Tieren sowie nicht gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Die gentechnischen Veränderungen führen zu einer Anreicherung des Proteins ?-Synuclein in Nervenzellen und die betroffenen Tiere gelten als sogenannte „Modelle“ zur Untersuchung neurodegenerativer Erkrankungen wie Morbus Parkinson.

Die Auswirkungen der gentechnischen Veränderungen werden für einen Teil der Tiere in sechs verschiedenen Verhaltenstests beobachtet: (1) In einem der Tests wird überprüft, ob die Tiere in der Lage sind, ein Nest zu bauen. Dazu wird ihnen ein Papiertuch in den Käfig gelegt und 24 Stunden später überprüft, ob die Tiere das Tuch zum Nestbau verwendet haben und wie gut das Nest gebaut wurde. (2) In einem weiteren Versuch wird die Bewegung der Mäuse beobachtet, um auf ihre Koordination und Bewegungsaktivität zurückzuschließen. (3) Die Mäuse werden für 5 Minuten in ein Feld gesetzt, in dem sich zwei identische weiße Plastikboxen befinden, dies wird zwei Tage lang wiederholt. Dann wird eine der Plastikboxen durch einen Stein ersetzt. Es wird beobachtet, wie oft sich die Mäuse dem Stein oder der Plastikbox nähern, um daraus Rückschlüsse auf ihr Gedächtnis zu ziehen. (4) Die Tiere werden auf ein sogenanntes „erhöhtes Plus Labyrinth“ gesetzt, welches aus zwei sich kreuzenden Stegen besteht, die die 4 Arme des Labyrinths bilden. Zwei der Arme haben keine und zwei haben Seitenwände. Es wird gemessen, wie lange sich die Tiere in den offenen oder geschützten Armen des Labyrinths aufhalten. Daraus sollen Rückschlüsse auf die Ängstlichkeit der Tiere gezogen werden. (5) In einem weiteren Test werden die Tiere für 3 Minuten in eine neue Umgebung gesetzt. Dann wird ihnen für 30 Sekunden ein hoher Ton vorgespielt und für 2 Sekunden über die Füße ein Stromschlag zugefügt. Am nächsten Tag werden die Tiere erneut in dieselbe Umgebung gesetzt, in der sie zuvor den Stromschlag erhalten haben. Ebenso werden die Tiere in eine neue/andere Umgebung gesetzt und ihnen der Ton vorgespielt, der den Stromschlag begleitet hat. Am Verhalten der Tiere soll abgelesen werden, ob sie die Umgebung oder den Ton mit dem Stromstoß in Verbindung bringen und ängstlich reagieren. (6) Die Mäuse werden auf eine Stange gesetzt, die sich mit steigender Geschwindigkeit dreht. Es wird gemessen, wie lange sich die Tiere halten können, bevor sie herunterfallen.

Die Tiere mit den gentechnischen Veränderungen schneiden bei einem Teil der Tests wesentlich schlechter ab, insbesondere sind die Bewegungsaktivität, das assoziative Lernen sowie die Fähigkeit zum Nestbau beeinträchtigt und die Tiere reagieren ängstlicher.

Für einen Teil der Tiere wird die Lebensdauer untersucht, indem gewartet wird, bis sie sterben. Bedingt durch die genetischen Veränderungen ist ihre Lebenserwartung verkürzt.

Andere Tiere werden mit Kohlendioxid betäubt, dann werden sie getötet, indem ihr Kopf fixiert wird und am Schwanz gezogen wird, wodurch das Rückenmark im Bereich der Halswirbelsäule reißt. Das Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Gesundheit, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Alzheimer’s Drug Discovery Foundation (USA), das U.S. Department of Agriculture, Agricultural Research Service (USA), das Instituto Carlos III (Spanien) und das Spanische Gesundheitsministerium gefördert.

Bereich: Parkinson-Forschung, Neurologie, Neuropathologie

Originaltitel: Cellular prion protein mediates ?-synuclein uptake, localization, and toxicity in vitro and in vivo

Autoren: Tobias Thom (1), Matthias Schmitz (1)*, Anna-Lisa Fischer (1), Angela Correia (1), Susana Correia (1), Franc Llorens (1,2,3), Anna-Villar Pique (1,2,3), Wiebke Möbius (4), Renato Domingues (5), Saima Zafar (1,6), Erik Stoops (7), Christopher J. Silva (8), Andre Fischer (9,10,11), Tiago F. Outeiro (5,12,13), Inga Zerr (1)

Institute: (1) Klinik für Neurologie, Universitätsmedizin Göttingen und Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Georg-August Universität Göttingen, Robert-Koch-Str. 40, 37075 Göttingen, (2) Network Center for Biomedical Research of Neurodegenerative Diseases (CIBERNED), Institute Carlos III, Madrid, Spanien, (3) Bellvitge Biomedical Research Institute, L’Hospitalet de Llobregat, Barcelona, Spanien, (4) Abteilung Neurogenetik, Max-Planck-Institut für Experimentelle Medizin, Göttingen, (5) Abteilung für Experimentelle Neurodegeneration, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (6) Biomedical Engineering and Sciences Department, School of Mechanical and Manufacturing Engineering, National University of Sciences and Technology, Islamabad, Pakistan, (7) ADx NeuroSciences, Gent, Belgien, (8) Produce Safety & Microbiology Research Unit, Western Regional Research Center, United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Albany, USA, (9) Forschungsgruppe Epigenetik und Systemmedizin bei Neurodegenerativen Erkrankungen, Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Göttingen, (10) Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (11) Exzellenzcluster Multiscale Bioimaging (MBExC), Georg-August Universität Göttingen, Göttingen, (12) Max-Planck-Institut für Experimentelle Medizin, Göttingen, (13) Translational and Clinical Research Institute, Faculty of Medical Sciences, Newcastle University, Newcastle Upon Tyne, Großbritannien

Zeitschrift: Movement Disorders 2021; 37(1): 39-51

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5435

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde, vermutlich dem Landesamt für Soziales, Gesundheit und Verbraucherschutz Saarland, unter den Nummern 30/2015 und 26/2020 genehmigt. Es werden männliche 8 bis 10 Wochen alte Mäuse eingesetzt, deren Immunsystem nicht richtig funktioniert. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld) und werden am Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie (Homburg/Saar) gehalten.

Die Studie ist in zwei Teile aufgeteilt. Im ersten Teil werden 15 Mäuse durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert, aufgeschnitten und Sphäroide in die Prostata der Tiere injiziert. Sphäroide, das sind kleine Zellklümpchen, welche in diesem Versuch aus Zellen eines menschlichen Prostatakrebses bestehen. Über einen Zeitraum von bis zu 4 Monaten werden die Tiere alle zwei Wochen mit einem bildgebenden Verfahren (Ultraschall oder Computertomographie) untersucht. Zusätzlich wird zu verschiedenen Zeitpunkten Blut abgenommen. Die Blutabnahme erfolgt aus dem Venengeflecht hinter dem Augapfel, wofür üblicherweise eine Glaskapillare unter drehenden Bewegungen in den inneren Augenwinkel geschoben wird, bis Blut in die Kapillare eintritt, was zu Beeinträchtigungen des Sehvermögens der Tiere führen kann. 6, 8 und 10 Wochen nach der Tumor-Injektion wird jeweils ein Teil der Tiere auf nicht genannte Art getötet, ihnen werden Lymphknoten entnommen und auf Metastasen untersucht. Bei einem anderen Teil der Mäuse wird zu den gleichen Zeitpunkten nach dem Einimpfen des Tumors der Prostatatumor entfernt. Dazu werden sie erneut narkotisiert, aufgeschnitten und der Tumor wird herausgeschnitten. Zehn Wochen nach dem Spritzen der Sphäroide ist der Tumor bereits so groß, dass er nicht mehr vollständig entfernt werden kann und 8 Wochen nach dem Spritzen der Sphäroide haben alle Tiere Metastasen in den Lymphknoten.

Die Nager, bei denen der Tumor entfernt wurde, werden weiter mit bildgebenden Verfahren untersucht. Nach der letzten Untersuchung wird den Tieren unter Narkose der Bauch aufgeschnitten und ihre Lymphknoten sowie Blut aus einer in Brust- und Bauchhöhle verlaufenden Vene werden entnommen. Dann werden die Tiere auf nicht genannte Art getötet.

Im zweiten Teil der Studie werden 64 Mäusen wie oben beschrieben ebenfalls Tumorsphäroide in die Prostata injiziert. 5 Tiere überleben diesen Eingriff nicht. Bei einem Teil der überlebenden Tiere wird 8 Wochen später der Primärtumor entfernt, andere Tiere erhalten eine Scheinoperation, bei der lediglich der Bauch der Tiere aufgeschnitten und wieder zugenäht, der Tumor jedoch in der Prostata belassen wird. 30 von 59 Mäusen überleben diese Operation nicht oder sterben kurz darauf an den Folgen des Eingriffs. Die verbleibenden Tiere werden, wie im ersten Versuchsteil beschrieben, alle zwei Wochen mit einem bildgebenden Verfahren untersucht und es wird Blut aus den Gefäßen hinter dem Augapfel entnommen. Die Tiere, die die Scheinoperation erhalten haben, sterben alle innerhalb von 10 Wochen nach der 2. Operation. Von den Mäusen, bei denen der Tumor entfernt wurde, sterben 80 %. Die restlichen Tiere werden getötet.

Die Arbeiten wurden durch die European Association of Urology Research Foundation, gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Andrologie, Chirurgie

Originaltitel: Primary tumor resection decelerates disease progression in an orthotopic mouse model of metastatic prostate cancer

Autoren: Johannes Linxweiler (1)*, Turkan Hajili (1), Philip Zeuschner (1), Michael D. Menger (2), Michael Stöckle (1), Kerstin Junker (1), Matthias Saar (1)

Institute: (1) Klinik für Urologie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät des Saarlandes, Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar, (2) Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät des Saarlandes, Universität des Saarlandes, Geb. 65 und 66, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar

Zeitschrift: Cancers 2022; 14: 737

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5434

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesverwaltungsamt Sachsen-Anhalt unter der Nummer 42502–2-1459 Uni MD genehmigt. Es werden Nacktmäuse mit einem eingeschränkten Immunsystem verwendet, die von der Versuchstierzucht Charles River (Frankreich) bezogen werden.

Einem Teil der Mäuse werden im Alter von 10 Wochen menschliche Meningiom-Zellen, das sind Tumorzellen der Hirnhäute, beidseits unter die Haut der Flanken gespritzt. Ein Teil dieser Mäuse erhält dabei gentechnisch veränderte Tumorzellen, der andere Teil der Mäuse unveränderte Tumorzellen. Das Tumorwachstum wird beobachtet. Die Mäuse werden auf nicht genannte Art getötet, sobald der Tumor eine Größe von 1,5 cm erreicht. Die Tumore und Lungen werden aus den Tieren herausgeschnitten und weiter untersucht. Bei bis zu 40% der Tiere haben sich nach 3 Wochen Lungenmetastasen gebildet.

Andere Mäuse werden im Alter von mindestens 8 Wochen durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle in Narkose versetzt. Der Kopf der Tiere wird in einen stereotaktischen Rahmen eingespannt, die Kopfhaut wird aufgeschnitten und 1 oder 2 Löcher in den Schädel gebohrt. In jedes dieser Löcher werden in 1 oder 7,5 mm Tiefe menschliche Tumorzellen gespritzt, dann wird die Kopfhaut mit einem Gewebekleber verschlossen. Einem Teil der Tiere wird 2 Mal täglich ein zu testender Wirkstoff mit einer Schlundsonde verabreicht, andere Tiere erhalten eine Lösung ohne Wirkstoff oder gar nichts. Die Tiere leben nach dem Injizieren der Tumorzellen noch zwischen 15 und 25 Tage; ob sie dann sterben oder getötet werden, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Wilhelm Sander-Stiftung und die Deutsche Krebshilfe gefördert.

Bereich: Neuropathologie, Krebsforschung

Originaltitel: AKT1E17K-mutated meningioma cell lines respond to treatment with the AKT inhibitor AZD5363

Autoren: Peter John (1), Natalie Waldt (1), Josephine Liebich (1), Christoph Kesseler (1), Stefan Schnabel (2), Frank Angenstein (3), I Erol Sandalcioglu (4), Cordula Scherlach (5), Felix Sahm (6), Elmar Kirches (1), Christian Mawrin (1)*

Institute: (1) Institut für Neuropathologie, Otto-von-Guericke Universität, Leipziger Str. 44, 39120 Magdeburg, (2) Fachbereich Neurochirurgie, Paracelsus-Klinik Zwickau, Zwickau, (3) Forschergruppe Funktionales Neuroimaging, Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Magdeburg, (4) Universitätsklinik für Neurochirurgie, Otto-von-Guericke Universität, Magdeburg, (5) Institut für Neuroradiologie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (6) Abteilung für Neuropathologie, Universitätsklinikum Heidelberg

Zeitschrift: Neuropathology and Applied Neurobiology 2022; 48: e12780

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5433

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe und das Regierungspräsidium Oberbayern genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse verwendet und nicht veränderte Mäuse, die aus der Versuchstierzucht Charles River (Sulzbach) stammen. Die Versuche werden an der Interfakultären Biomedizinischen Forschungseinrichtung (IBF) der Universität Heidelberg sowie am Zentrum für Neuropathologie der Medizinischen Fakultät der Ludwig-Maximilians-Universität München durchgeführt.

Im Alter von 8 bis 12 Wochen werden die Mäuse in Narkose versetzt. Den Tieren wird der Bauch aufgeschnitten und es werden Bauspeicheldrüsenkrebs-Zellen in ihre Bauchspeicheldrüse gespritzt. Die Tumore können über einen Zeitraum von 4 Wochen wachsen. In diesem Zeitraum verstirbt ungefähr die Hälfte der Tiere. Ob sie an den Folgen des Tumors sterben oder zuvor getötet werden, wird nicht erwähnt. Nach 4 Wochen werden die noch lebenden Tiere getötet, indem ihr Kopf fixiert wird und dann ruckartig an ihrem Schwanz gezogen wird, wodurch das Rückenmark im Bereich der Halswirbelsäure reißt. Die Milz und der Tumor werden entnommen und der Bauchraum auf Metastasen geprüft. Bei über einem Drittel der Tiere werden Metastasen gefunden.

In einem zweiten Versuchsteil werden weitere Tiere ebenfalls der Operation mit dem Einimpfen der Tumorzellen unterzogen. Dann werden die Tiere in zwei Gruppen unterteilt, denen zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Injektion der Krebszellen insgesamt 5 Mal einer von zwei verschiedenen Antikörpern in die Bauchhöhle gespritzt wird. Von diesen Mäusen sterben fast alle innerhalb von 80 Tagen. Die überlebenden Mäuse werden im Anschluss, vermutlich ebenso wie im ersten Versuchsteil beschrieben, getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Deutsche Krebshilfe, die medizinische Fakultät der Universität Heidelberg und das Deutsche Konsortium für Translationale Krebsforschung gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Pivotal antitumor role of the immune checkpoint molecule B7-H1 in pancreatic cancer

Autoren: Alexandr V. Bazhin (1), Katharina von Ahn (1), Jasmin Fritz (1), Henriette Bunge (1), Caroline Maier (1), Orkhan Isayev (2), Florian Neff (3), Jens T. Siveke (3,4), Svetlana Karakhanova (1)*

Institute: (1) Klinik für Allgemein-, Viszeral-, und Transplantationschirurgie, Universität Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 420, 69120 Heidelberg, (2) Department of Cytology, Embryology, and Histology, Azerbaijan Medical University, Baku, Aserbaidschan, (3) Division of Solid Tumor Translational Oncology, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ) und Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung, Standort Universitätsmedizin Essen, Heidelberg, (4) Brückeninstitut für Experimentelle Tumortherapie (BIT), Westdeutsches Tumorzentrum Essen, Universitätsmedizin Essen, Universität Duisburg-Essen, Essen

Zeitschrift: OncoImmunology 2022; 11(1): e2043037

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5432

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Ansbach, Mittelfranken, unter der Nummer 621-2532.31-5/00 genehmigt. Die Schweine nicht genannter Herkunft sind weiblich und ausgewachsen. Als Rasse wird „Hausschwein“ angegeben. Unter Narkose wird bei den Tieren ein Schnitt über dem Schädeldach gemacht und die Haut zur Seite geklappt. In den Schädel werden je Tier 10 Löcher von 1 cm Durchmesser und 1 cm Tiefe gebohrt. Jeweils 3 Löcher werden mit 3 unterschiedlichen Materialien gefüllt: A) körpereigenes Knochenmaterial, B) kommerziell erhältliches Knochenmaterial vom Menschen und C) kommerziell erhältliches Knochenmaterial vom Rind. Das jeweils 10. Loch wird frei gelassen. Knochenhaut und Kopfhaut werden vernäht. Das körpereigene Knochenmaterial stammt aus den Bohrlöchern des jeweiligen Tieres und wird mit einer Knochenmühle zerkleinert. Nach 1, 8 und 12 Wochen werden jeweils 3 Schweine getötet, indem unter Betäubung Pentobarbital in eine Ohrvene injiziert wird. Die Gruppe von 3 Schweinen, die 12 Wochen überleben soll, wird zuvor noch Farbinjektionen unterzogen. Mit einigen Wochen Abstand wird jeweils ein anderer Farbstoff, der sich im wachsenden Knochen ablagert und so nach Tötung der Tiere sichtbar wird, in einen Muskel gespritzt.

Die Arbeit wurde von der Firma Tutogen Medical unterstützt, der Firma, von der die getesteten Knochenmaterialen stammen.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Kieferorthopädie, Tissue Engineering, Implantologie, Wiederherstellungschirurgie

Originaltitel: Bone regeneration in osseous defects - application of particulated human and bovine materials

Autoren: Christian Tudor (1)*, Safwan Srour (1), Michael Thorwarth (2), Philipp Stockmann (1), Friedrich Wilhelm Neukam (1), Emeka Nkenke (1), Karl Andreas Schlegel (1), Endre Felszeghy (3)

Institute: (1) Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen, Glückstr. 11, 91054 Erlangen, (2) Klinik und Poliklinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Jena, Jena, (3) Department of Forensic Medicine, Semmelweis University Budapest, Budapest, Ungarn

Zeitschrift: Oral Surgery, Oral Medicine, Oral Pathology, Oral Radiology, and Endodontology 2008; 105: 430-436

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5431