Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde in Sachsen unter der Nummer TVV_54_16 genehmigt. Es werden Mäuse einer Zuchtlinie verwendet, die aufgrund einer Genmutation immundefizient sind, d.h. ein geschwächtes körpereigenes Abwehrsystem haben. Sie werden vom „Versuchstier“züchter Taconic (Ejby, Dänemark) gekauft. Die Tiere sind männlich und zu Beginn der Experimente 12-16 Wochen alt.

Einem Teil der Mäuse wird fettreiches Futter gegeben, die anderen Tiere erhalten ein Standardfutter. Dadurch soll eine sogenannte nicht-alkoholische Fettleber hervorgerufen werden. Ursachen beim Menschen sind vor allem Übergewicht, Bewegungsmangel und ungesunde Ernährung mit zu viel Zucker.

21 Wochen nach Beginn der Fütterung wird unter Narkose der Bauch der Tiere aufgeschnitten und ein Drittel der Leber herausgeschnitten. Jeweils einem Teil der fettreich und normal gefütterten Mäuse werden menschliche Knochenmarkszellen in die Milz injiziert, die als Abfall aus Knie- oder Hüftoperationen angefallen sind. Da die Mäuse ein vermindertes Immunsystem haben, stoßen sie die fremden Zellen nicht ab. Einige Mäuse erhalten stattdessen zum Vergleich eine zellfreie Pufferlösung. Die spezifische Fütterung wird für weitere 7 Tage aufrechterhalten. Dann werden die Tiere auf nicht genannte Weise „geopfert“, also getötet. Die Lebern werden in Scheiben geschnitten und feingeweblich untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, die Loewe/Druid Flex Funds und die von-Behring-Röntgen Foundation unterstützt.

Bereich: Leberforschung, Innere Medizin

Originaltitel: Human mesenchymal stromal cells resolve lipid load in high fat diet-induced non- alcoholic steatohepatitis in mice by mitochondria donation

Autoren: Sandra Nickel (1,2), Madlen Christ (1), Sandra Schmidt (1), Joanna Kosacka (1), Hagen Kühne (1), Martin Roderfeld (3), Thomas Longerich (4), Lysann Tietze (1), Ina Bosse (1), Mei-Ju Hsu (1), Peggy Stock (1), Elke Roeb (3), Bruno Christ (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Viszerale, Transplantations-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (2) Klinik für Allgemeine, Viszeral- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Jena, Jena, (3) Klinik für Gastroenterologie, Justus-Liebig-Universität, Gießen, (4) Institut für Pathologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Cells 2022; 11: 1829

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5638

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer 01/16 genehmigt. Die Mäuse stammen aus der Zucht der Tierlaboratorien der Universität Leipzig. Die Versuche finden im Medizinisch-Experimentellen Zentrum des Universitätsklinikums Leipzig statt. Es werden weibliche Tiere der Inzuchtlinie C57BL/6N im Alter von etwa 11 Wochen verwendet. Weibliche Tiere werden gewählt, weil sich eher Frauen als Männer einem Lipofilling (Eigenfetttransplantation) unterziehen.

Vier Mäusen wird Fettgewebe entnommen. Wie und an welcher Stelle des Körpers wird nicht erwähnt, ebenso wenig, was mit den Tieren anschließend geschieht. Es ist anzunehmen, dass sie schon bei der Gewebeentnahme getötet werden. Im Fettgewebe wird die Genexpression untersucht, also die Aktivierung von Genen.

Bei 18 Mäusen wird eine sogenannte Rückenhautkammer auf dem geschorenen Rücken implantiert. Dabei handelt es sich um zwei Titanrahmen, zwischen die die extrem gespannte Rückenhaut wie bei einem Sandwich geklemmt wird. Die Rahmen werden miteinander fest verschraubt. Für Details wird auf eine Studie aus dem Jahr 2017 verwiesen. Daraus geht hervor, dass die in Leipzig entwickelte Kammer 3,1 x 2,3 cm groß ist und 2,2 g wiegt. Die Mäuse in dieser Studie wiegen im Durchschnitt 22 g, d.h., die Kammer macht 1/10 des Körpergewichts aus. In den Metallrahmen befindet sich in der Mitte ein Art Fenster, durch das die gespannte Haut am lebenden Tier beobachtet werden kann.

Auf einer Seite werden in dem Fenster Haut und Unterhaut entfernt. An diese Stelle wird ein kleines Stück körpereigenes Fettgewebe transplantiert. An welcher Stelle und auf welche Weise das Fett entnommen wird, wird nicht erwähnt. Sieben Tage nach der Operation werden 9 Tiere durch Genickbruch getötet, die verbleibenden 9 Tiere werden nach 15 Tagen ebenso getötet. Das transplantierte Fettgewebe wird hinsichtlich der Genexpression sowie gewebekundlich untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Else Kröner-Fresenius-Stiftung unterstützt.

Bereich: Kosmetische Chirurgie

Originaltitel: Effects of non-vascularized adipose tissue transplantation on its genetic profile

Autoren: Jeannine S. Schreiter (1)*, L. Olga Kurow (2), Stefan Langer (2), M. Steinert (3), L. Massier (4)

Institute: (1) Klinik am Rosental GmbH Leipzig, Leipzig, (2) Klinik für Orthopädie, Unfallchirurgie und Plastische Chirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (3) Klinik für Thoraxchirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (4) Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (5) Medizinische Klinik III – Endokrinologie, Nephrologie, Rheumatologie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig

Zeitschrift: Taylor & Francis 2021; 10(1): 131-141

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5637

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer 05/19 genehmigt. Es werden weibliche Mäuse einer Zuchtlinie verwendet, die aufgrund einer spontanen Genveränderung im Alter von 4-8 Wochen zu erhöhtem Blutzucker neigt. Die Mäuse stammen aus der „Versuchstier“zucht Charles River, Sulzfeld, und werden einzeln gehalten. Sie sind zu Versuchsbeginn 16 Wochen alt. Die Versuche finden im Medizinisch-Experimentellen Zentrum des Universitätsklinikums Leipzig statt.

Den Tieren wird unter Narkose ein Schnitt in die Bauchhaut gemacht. In eine Tasche unter der Bauchhaut werden mehrere Minipumpe platziert. Die Anzahl der Pumpen richtet sich dabei nach dem Gewicht des einzelnen Tieres. Eine Maus mit einem Gewicht von 50 g erhält 8 Pumpen. Die Haut wird zugenäht.

Anschließend wird eine sogenannte Rückenhautkammer auf dem geschorenen Rücken implantiert. Dabei handelt es sich um zwei Titanrahmen, zwischen die die extrem gespannte Rückenhaut wie bei einem Sandwich geklemmt wird. Die Rahmen werden miteinander verschraubt. Die Rückenhautkammer wiegt 2 g. Die Größe wird hier nicht erwähnt. Die Größe der von dieser Arbeitsgruppe verwendeten Kammern liegt üblicherweise bei 3,1 x 2,3 cm. In den Metallrahmen befindet sich in der Mitte ein Art Fenster, durch das die gespannte Haut am lebenden Tier beobachtet werden kann. Auf der einen Seite wird mit einer Biopsie-Stanze eine 4 mm großes Loch aus der Haut gestanzt. In diese Wunde werden Eiter-Bakterien (Staphylococcus aureus) geträufelt. Dann wird die Wunde mit einem Glasplättchen abgedeckt.

Die Pumpen geben in den folgenden Tagen bei 5 Mäusen kontinuierlich Insulin an das Gewebe ab, bei 5 Mäusen wird kein Insulin abgegeben. Drei und sechs Tage nach der Operation werden die Mäuse mit dem Narkosegas Isofluran betäubt, um die infizierte Wunde in der Rückenhautkammer unter dem Mikroskop zu untersuchen. Einmal täglich wird der Blutzuckerspiegel gemessen, wobei nicht erwähnt wird, wie die Blutprobe entnommen wird. Am 6. Tag nach der Operation werden die Tiere mit einer Überdosis Isofluran getötet. Die Haut im Bereich der Wund wird herausgeschnitten und gewebekundlich untersucht.

Die Studie wurde durch die Firma Mölnlycke Health Care GmbH, Göteborg, Schweden, finanziert.

Bereich: Diabetesforschung, Wundheilung, Chirurgie

Originaltitel: New model in diabetic mice to evaluate the effects of insulin therapy on biofilm development in wounds

Autoren: Jeannine Susanne Schreiter (1)*, Christian Beescho (1), Jagdip Kang (2), Laura Kursawe (3,4), Annette Moter (3,4), Judith Kikhney (3,4), Stefan Langer (1), Fredrik Osla (5), Eric Wellner (5), Olga Kurow (1)

Institute: (1) Klinik für Orthopädie, Unfallchirurgie und Plastische Chirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (2) Herzzentrum Leipzig, Leipzig, (3) MoKi Analytics GmbH, Berlin, (4) Biofilmzentrum, Abteilung für Mikrobiologie, Infektionskrankheiten und Immunologie, Universitätsmedizin, Berlin, (5) Mölnlycke Health Care GmbH, Göteborg, Schweden

Zeitschrift: GMS Interdisciplinary Plastic and Reconstructive Surgery 2020; 9: doi:10.3205/iprs000150

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5636

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten deutschen Behörde unter der Nummer G0279/18 und G0072/21 genehmigt. Die männlichen Ratten der Zuchtlinie Long Evans stammen von der Zuchtfirma Janvier und sind bei ihrer Ankunft 3-4 Wochen alt.

Eine Gruppe von Ratten wird in Narkose gelegt und bekommt ein Schmerzmittel unter die Haut gespritzt. Ihr Kopf wird in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen fixiert und ein lokales Betäubungsmittel unter die Schädelhaut gespritzt. Auf beiden Seiten des Kopfes wird eine 7 mm lange Kanüle mit einem Durchmesser von 0,45 mm bis in einen bestimmten Bereich des Gehirns geschoben und mit Acrylkleber und einer Ankerschraube am Schädel fixiert. Am äußeren Ende der Kanüle befindet sich ein Plastikschlauch, der vorübergehend verschlossen wird. Im Anschluss an die Operation bekommen die Tiere 3 Tage lang über das Trinkwasser ein Schmerzmittel und „dürfen sich eine Woche erholen“.

Vor den eigentlichen Versuchen werden die Tiere 5 Tage lang an den Experimentator und die Versuchsumgebung, die aus einer Plastikbox in einem abgedunkelten Raum besteht, gewöhnt. Während der Gewöhnungsphase werden die Ratten verschiedenen sensorischen Reizen ausgesetzt, darunter Kitzeln auf dem Rücken und Bauch sowie Berühren dieser Bereiche. Zusätzlich gibt es spielerische Interaktionen wie das Verfolgen der Hand des Experimentators. Diese Reize werden durch Phasen, in denen die Hand des Experimentators komplett aus der Umgebung genommen wird und solchen, in denen die Hand des Experimentators regungslos am Rand der Umgebung bleibt, unterbrochen. Der Experimentator trägt Baumwollhandschuhe, die während der gesamten Studie nicht gewechselt werden. Tiere, die nicht auf die Reize reagieren, werden bei der Analyse nicht berücksichtigt.

Für die eigentlichen Versuche wird den Ratten, kurz bevor sie in die Versuchsbox gesetzt werden, über den Plastikschlauch entweder Kochsalzlösung, ein lokales Betäubungsmittel oder Muscimol (Gift des Fliegenpilzes) ins Gehirn gespritzt. Anschließend erfolgen für insgesamt 8 Minuten die Interaktionen mit dem Experimentator und die Reaktionen und Laute der Tiere werden mit Kameras Ultraschallmikrofonen aufgezeichnet. Nach den Experimenten werden die Ratten mit einer Überdosis Narkosemittel getötet und ihre Gehirne für weitere Untersuchungen entnommen.

Fünf 6 Wochen alte Ratten werden in Narkose gesetzt und ihr Kopf in einem stereotaktischen Rahmen fixiert. Vom Schädel wird so viel Haut und Unterhaut entfernt, dass der größte Teil der Oberfläche freiliegt. In den freiliegenden Knochen werden zwei Goldschrauben gebohrt und mehrere Schichten Zahnzement auf das Schädeldach aufgetragen, so dass eine flache Vertiefung entsteht. In der Mitte der Vertiefung wird in die Schädeldecke und Hirnhaut ein rechteckiges 1 x 2 mm großes oder ein rundes Loch von 1 mm Durchmesser gebohrt, das freiliegende Hirngewebe mit Agarose bedeckt und darüber eine Mikroelektrodenplatte, die 32 Elektroden enthält, mit Zahnzement am Schädel fixiert. Über der Elektrodenplatte wird eine Kappe befestigt, in der sich Elektronik befindet, die die empfangenen Hirnsignale an einen Computer sendet. Direkt nach der Operation werden die Elektroden 1 – 2 mm tief ins Gehirn geschoben, anschließend täglich mindestens weitere 150 Mikrometer vor jeder Aufzeichnungseinheit. 2-3 Tage nach der Operation beginnen die Aufzeichnungen. Wie viele Versuchstage es gibt, oder ob die Ratten währenddessen ebenfalls die Verhaltensversuche durchlaufen, wird nicht beschrieben. Nach der letzten Aufnahmesitzung werden die Tiere mit 20 % Urethan narkotisiert und die Position der Elektroden im Gehirn markiert, indem über sie 10 Sekunden lang Strom ins Gehirn geleitet wird, so dass das Hirngewebe geschädigt wird. Nicht erwähnt, aber vermutlich werden die Tiere anschließend getötet und das Gehirngewebe für weitere Untersuchungen entnommen.

Bei einer weiteren Gruppe von Ratten wird ebenfalls unter Narkose der Schädel und die Hirnhaut geöffnet, außerdem werden Goldschrauben in den Schädelknochen gebohrt. Direkt über dem Gehirn wird eine Sonde platziert, die mit einer selbstgebauten Halterung am Kopf fixiert wird. Die Sonde wird mit einem Silberdraht mit den Schrauben verbunden und das Kabel mit einer auf dem Kopf der Ratte angebrachten Kappe verbunden, in der sich Elektronik zum Empfang und Versenden der Hirnsignale befindet. Anschließend wird die Sonde etwa 5,5 – 6,5 mm tief ins Hirngewebe vorgeschoben. Das freiliegende Hirngewebe wird mit Silikon abgedeckt und der Halter mit Zahnzement fixiert.

Die Tiere durchlaufen die Verhaltensversuche, während die Hirnsignale aufgezeichnet werden. Zusätzlich werden sie zur Simulierung einer angstauslösenden Umgebung auf eine erhöhte Plattform gesetzt, die von zwei Lampen angestrahlt wird und erneut den Verhaltensversuchen unterzogen. Im Anschluss werden die Ratten getötet, indem sie mit Urethan narkotisiert werden und zunächst Phosphatpuffer, anschließend eine konservierende Flüssigkeit direkt ins Herz gespritzt wird. Das Gehirn wird für weitere Untersuchungen entnommen.

3 Wochen alte Ratten wird unter Narkose beidseits ein sogenannter viraler Vektor direkt in eine bestimmte Hirnregion gespritzt. Dadurch wird dieser Hirnbereich für optische Reize sensibel gemacht. Anschließend werden auf nicht näher beschriebene Weise optische Fasern in eine bestimmte Hirnregion implantiert und mit Schrauben, Klebstoff und Zahnzement am Schädel befestigt. Die Ratten „dürfen sich 1 Woche lang in Einzelkäfigen erholen“, bevor sie mit der Gewöhnung an die Verhaltensexperimente beginnen. Außerdem werden sie ab dann täglich 15 Minuten lang zur Paarung mit einer unbekannten Ratte zusammengesetzt. Während der eigentlichen Versuche sind die Tiere über die an ihrem Kopf befestigten optischen Fasern mit Kabeln verbunden, über die ihr Gehirn einseitig oder beidseitig mit gelbem Licht stimuliert wird. Es erfolgt eine Aufzeichnung des Verhaltens über Kameras und Ultraschallmikrofone, sowohl bei den Versuchen mit dem Experimentator wie auch dem Austausch mit einer fremden Ratte des anderen Geschlechtes. Im Anschluss an die Experimente wird das Gehirn feingeweblich mit einem Mikroskop untersucht. Zwar nicht erwähnt, es ist aber davon auszugehen, dass die Tiere dafür getötet werden.

Die Studie wurde finanziell gefördert von der Humboldt-Universität zu Berlin, dem Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, dem NeuroCure Cluster of Excellence, dem Einstein-Zentrum für Neurowissenschaften Berlin, der Deutschen Forschungsgemeinschaft und dem European Research Council.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Verhaltensforschung

Originaltitel: Play and tickling responses map to the lateral columns of the rat periaqueductal gray

Autoren: Natalie Gloveli (1,3,7), Jean Simonnet (1), Wei Tang (1), Miguel Concha-Miranda (1), Eduard Maier (1,6), Anton Dvorzhak (4), Dietmar Schmitz (1,2,3,4,5), Michael Brecht (1,2,3)*

Institute: (1) Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin, Philippstr. 13, Haus 6, 10115 Berlin, (2) NeuroCure Cluster of Excellence, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (3) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Einstein-Zentrum für Neurowissenschaften, Berlin, (4) Neurowissenschaftliches Forschungszentrum (NWFZ), Berlin Institute of Health, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Freie Universität Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (5) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (6) Abteilung für Neuropeptidforschung in der Psychiatrie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit (ZI), Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Neuron 2023; 111: 1-12

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5635

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt, und Verbraucherschutz (LANUV, Nordrhein-Westfalen) in Düsseldorf genehmigt; der Tierschutzbeauftragten von Bayer befürwortet die Versuche. Es werden 6 männliche Beaglehunde mit einem Gewicht von 10 bis 15 kg eingesetzt, die von Marshall BioResources (USA) stammen.

Die Hunde werden narkotisiert und künstlich beatmet. Sie erhalten Schmerzmittel als Infusion. Ein Herzschrittmacher-Kabel wird unter Röntgenkontrolle durch die rechte Halsvene bis in die rechte Herzkammer vorgeschoben und dort verankert. Der Schrittmacher wird zwischen den Schulterblättern unter der Haut vernäht und mit den in der Herzkammer positionierten Elektroden verbunden. Die linke Brustwand der Hunde wird geöffnet und ein Drucksensor wird in die Brustaorta eingeführt. Ein zweiter Katheter wird in die linke Herzkammer eingeführt und zwei Kabel werden auf dem Herzbeutel festgenäht. Nach der Operation erhalten die Hunde 10 Tage lang Antibiotika und Schmerzmittel oral verabreicht. Zusätzlich wird den Hunden ein Pflaster auf den Brustkorb geklebt, welches ein starkes Schmerzmittel abgibt.

Nach der Wundheilung wird das Herz der Hunde mit Ultraschall untersucht und es wird zwei Wochen lang mit Hilfe der implantierten Sensoren die Herzfunktion der Hunde beobachtet. Es werden Tests unter Belastung durchgeführt. Dazu müssen die Hunde 5 Minuten mit steigender Geschwindigkeit auf einem Laufband laufen, welches 6 Grad Steigung aufweist. Nach einer 5-minütigen Pause wird der Test wiederholt, wobei das Laufband nun 12 Grad Steigung aufweist. Währenddessen werden die Herzfunktionen über die implantierten Sensoren gemessen.

Dann wird der implantierte Herzschrittmacher zunächst für 28 Tage auf 220 Schläge pro Minute und dann für 14 Tage auf 180 Schläge pro Minute eingestellt. In diesen Zeiträumen schlägt das Herz der Tiere im Schnitt bis zu 120- bzw. bis zu 109-mal pro Minute. Normalerweise liegt die Herzfrequenz bei Hunden dieser Größe bei etwa 90. In dieser Phase des Versuchs wird das Herz der Hunde dreimal mit Ultraschall untersucht. Der Herzschrittmacher wird einmal am Tag für eine Stunde ausgestellt. In diesen Zeiträumen werden der natürliche Blutdruck und Puls der Hunde gemessen. An verschiedenen Tagen werden die Tests auf dem Laufband wiederholt, insgesamt dreimal. Einmal pro Woche wird eine Blutprobe genommen.

Im Anschluss wird der Herzschrittmacher ausgestellt und die Hunde werden für 49 weitere Tage über die implantierten Sensoren überwacht. Es wird in dieser sogenannten „Erholungsphase“ zweimal Blut abgenommen. Am Ende der Versuchsreihe durchlaufen die Hunde erneut den Belastungstest und ihre Herzen werden mit Ultraschall untersucht.

Die Hunde werden am Ende des Versuchs nicht getötet. Vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Telemetric long-term assessment of autonomic function in experimental heart failure

Autoren: Katharina Boden (1,2), Pailin Pongratanakul (1,3), Julia Vogel (2,4), Nicola Willemsen (1,5), Eva-Maria Jülke (6), Jakob Balitzki (1,8), Hanna Tinel (1), Hubert Truebel (2), Wilfried Dinh (1,2,7), Thomas Mondritzki (1,2)*

Institute: (1) Bayer AG, Research & Development, Pharmaceuticals, Cardiovascular Precision Medicine 2, Aprather Weg 18a, 42096 Wuppertal, (2) Universität Witten/Herdecke, Witten, (3) Universität zu Köln, Köln, (4) Klinik für Kardiologie und Angiologie, Westdeutsches Herz- und Gefäßzentrum Essen, Universität Duisburg-Essen, Essen, (5) Universität Duisburg-Essen, Essen, (6) Universität Leipzig, Leipzig, (7) Fachbereich Kardiologie, Helios Universitätsklinikum Wuppertal, Universität Witten/Herdecke, Wuppertal, (8) Medizinische Hochschule Hannover, Hannover

Zeitschrift: Journal of Pharmacological and Toxicological Methods 2023; 124: 107480

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5634

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden in Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 84-02.04.2013.A358 genehmigt. Es werden männliche Mäuse im Alter von 10 Wochen verwendet, die aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich) stammen.

Die Mäuse werden in zwei Gruppen eingeteilt und einzeln in Käfigen gehalten. In den Käfigen werden die Tiere mit Infrarotsensoren überwacht, die ihre Bewegungen aufzeichnen.

Zunächst werden die Mäuse 10 Tage lang in einem künstlichen Tagesablauf bestehend aus 12 Stunden Helligkeit und 12 Stunden Dunkelheit in einer schalldichten Kammer gehalten. Dann wird eine Gruppe der Mäuse 14 Tage lang bei ganztägiger konstanter Helligkeit gehalten, die zweite Gruppe weiterhin in dem Rhythmus von 12 Stunden Helligkeit und 12 Stunden Dunkelheit. Bei den Tieren, die in konstanter Helligkeit leben, stellt sich ein längerer Tagesrhythmus (25 Stunden) ein und sie sind 40 % weniger aktiv als die Mäuse der Kontrollgruppe.

Im Anschluss werden die Mäuse narkotisiert und es wird eine Blutprobe genommen. Dann wird der Brustkorb der Mäuse aufgeschnitten und eine Nadel in ihr Herz gestochen, durch die eine Flüssigkeit in ihren Blutkreislauf gepumpt wird, die ihr Blut verdrängt. Daran sterben die Tiere. Das Gehirn der Mäuse wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Universitätsklinikum Düsseldorf gefördert.

Bereich: Biorhythmusforschung, Neuroimmunologie

Originaltitel: Acute circadian disruption due to constant light promotes caspase 1 activation in the mouse hippocampus

Autoren: Pikria Ketelauri (1), Katerina Scharov (1), Charlotte von Gall (1), Sonja Johann (1,2)*

Institute: (1) Institut für Anatomie II, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf, (2) Institut für Neuroanatomie, Universitätsklinikum Hamburg Eppendorf (UKE), Hamburg

Zeitschrift: Cells 2023; 12(14): 1836

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5633

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt, und Verbraucherschutz (LANUV, Nordrhein-Westfalen) unter der Nummer 81-02.04.2019.A063 genehmigt.

Es werden sechs Wochen alte weibliche Mäuse eingesetzt, die von der Versuchstierzucht Janvier Labs (Frankreich) gekauft werden. Zusätzlich werden gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt, die an der Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf gezüchtet werden. Die Vorfahren dieser genetisch veränderten Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory.

Die Tiere werden mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Ihre Pupillen werden durch Eintröpfeln von Wirkstoffen in die Augen geweitet und ein Gel wird auf die Augen aufgetragen. Bei einem Teil der Mäuse wird in 10 oder 5 mm Entfernung von den Augen eine LED positioniert, mit der 45 Minuten lang die Augen der Mäuse mit voller Intensität bestrahlt werden. Dadurch wird die Netzhaut der Mäuse geschädigt und die Sehkraft vermindert.

Die Mäuse werden in zwei Gruppen aufgeteilt. Einer Gruppe wird im Anschluss für 5 bis 6 Wochen täglich eine zu testende Substanz in unterschiedlichen Mengen per Schlundsonde verabreicht, die andere Gruppe Mäuse erhält eine wirkungslose Lösung. Die Augen der Mäuse werden mehrfach mit verschiedenen bildgebenden Verfahren untersucht, wofür die Tiere über den Verlauf von 5-6 Wochen bis zu siebenmal in Narkose versetzt werden. Zusätzlich werden die Tiere einmal wöchentlich in eine Versuchsapparatur gesetzt, in der sie von Monitoren umgeben sind, auf denen ihnen sich bewegende Muster gezeigt werden. Das Verhalten der Mäuse, die das Muster mit Kopfbewegungen verfolgen, wird dabei mit einer Kamera aufgenommen.

Am Ende der Versuche, 5 oder 6 Wochen nach der Bestrahlung der Augen, werden die Mäuse in Narkose mit einer Überdosis Narkosemittel getötet. Die Sehnerven der Mäuse werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Bristol-Myers Squibb, welche auch die Testsubstanz zur Verfügung stellte, gefördert.

Bereich: Multiple-Sklerose-Forschung

Originaltitel: S1PR-1/5 modulator RP-101074 shows beneficial effects in a model of central nervous system degeneration

Autoren: Mustafa Sindi (1), Christina Hecker (1), Andrea Issberner (1), Tobias Ruck (1), Sven G. Meuth (1), Philipp Albrecht (1,2)*, Michael Dietrich (1)

Institute: (1) Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Moorenstraße 5, 40225 Düsseldorf, (2) Klinik für Neurologie, Kliniken Maria Hilf, Mönchengladbach

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2023; 14:1234984

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5632

Versuchsbeschreibung: Die Haltung der Zebrafische wird unter den Nummern DD25-5131/450/4 und 25-5131/564/2 genehmigt. Es werden verschiedene Zebrafisch-Linien verwendet, welche gentechnisch so verändert wurden, dass sie farbig fluoreszierende Eiweiße aufweisen.

Menschliche Krebszellen werden mit einem Farbstoff gefärbt. Zusätzlich werden sogenannte zirkulierende Tumorzellen aus dem Blut von Patienten gewonnen und mit einem Farbstoff versehen. Die Patienten, aus denen die Zellen stammen, haben sich damit einverstanden erklärt, dass ihre Zellen für „translationale Forschungsprojekte“ verwendet werden; ob sie aufgeklärt wurden, dass es sich dabei um Tierversuche handelt, wird nicht erwähnt.

Zebrafischembryos werden am zweiten Tag nach der Befruchtung aus ihrer Eihülle entnommen und durch Zugabe der Chemikalie Tricain in das Wasser, in dem sie schwimmen, narkotisiert. Die Embryonen werden in eine kleine Schale gelegt. Die menschlichen Krebszellen werden in einer Glaskapillare aufgesogen und dann in Venen des Vorderkörpers der Zebrafischembryonen injiziert. Die Tiere werden in eine neue Schale mit Wasser gegeben.

Die Zebrafischembryonen werden mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Embryonen, bei denen dabei die eingefärbten Krebszellen in den Blutgefäßen gefunden wird, werden für weitere Versuche ausgewählt. Das Schicksal der anderen Tiere wird nicht erwähnt.

Die Embryonen werden drei Tage lang täglich oder an Tag 1 und 3 nach der Zellinjektion unter Narkose mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei wird geprüft, ob sie noch leben, ob sich Wassereinlagerungen gebildet haben und wo sich die menschlichen Tumorzellen befinden. Sechs der Tiere sterben während des Versuchs. Die Krebszellen siedeln sich überwiegend im Kopfbereich und in den blutbildenden Regionen der Embryonen an.

Am Ende des Versuchs werden die verbleibenden Tiere vermutlich getötet; wie dies geschieht wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Technische Universität Dresden und die Stiftung Deutsche Krebshilfe (DKH) finanziert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: DanioCTC: analysis of circulating tumor cells from metastatic breast cancer patients in zebrafish

Autoren: Florian Reinhardt (1,2), Luisa Coen (1,2), Mahdi Rivandi (1,2), André Franken (1,2), Eunike Sawitning Ayu Setyono (3,4), Tobias Lindenberg (5), Jens Eberhardt (6), Tanja Fehm (1,2), Dieter Niederacher (1,2), Franziska Knopf (3,4)*, Hans Neubauer (1,2,7)*

Institute: (1) Klinik für Frauenheilkunde und Geburtshilfe, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Universitätsklinikum Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf, (2) Centrum für Integrierte Onkologie (CIO Aachen, Bonn, Köln, Düsseldorf), Venusberg-Campus 1, 52127 Bonn, (3) Zentrum für Regenerative Therapien TU Dresden (CRTD), Center for Molecular and Cellular Bioengineering (CMCB), Technische Universität Dresden, Tatzberg 41, 01307 Dresden, (4) UniversitätsCentrum für Gesundes Altern, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden, (5) Anatomisches Institut, Medizinische Fakultät, Universität Bonn, Nußallee 10, 53115 Bonn, (6) ALS Automated Lab Solutions GmbH, Jena, (7) Life Science Center, Düsseldorf

Zeitschrift: Cancers 2023; 15(22): 5411

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5631

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer CIN 01/20 G genehmigt. Die 2 weibliche und 2 männlichen Weißbüschelaffen sind ca. 2 Jahre alt. Sie wurden in Gefangenschaft geboren und werden an der Universität Tübingen gehalten. Üblicherweise erfolgt die Haltung paarweise, ob dies auch für die in diesem Versuch verwendeten Affen der Fall ist, wird nicht klar beschrieben. Sie erhalten Wasser zur freien Verfügung; ob dies nur für die Haltung gilt oder auch für die Versuchsdauer, wird aus der Veröffentlichung nicht klar.

Die Tiere werden für den Versuch trainiert. Damit die die Tiere freiwillig ihren „Heimatkäfig“ verlassen und in die Transportbox gehen, erhalten sie Marshmallows, Bananen oder Trauben.

In den eigentlichen Versuchen sitzen die Affen in einem sogenannten Primatenstuhl in einer schalldichten Kammer in 40 cm Entfernung vor einem Monitor. 10 cm vor ihrem Kopf befindet sich ein Mikrofon und das Verhalten der Tiere wird mit einer Kamera aufgezeichnet.

Der Versuch ist in mehrere Phasen unterteilt. In der ersten Phase werden die Affen für jede Lautäußerung „belohnt“. Die Art der „Belohnung“ wird nicht erwähnt. In der zweiten Versuchsphase müssen die Affen einen Hebel drücken, um den Versuch zu starten. Wenn dann ein rotes Viereck auf dem Bildschirm erscheint, müssen sie innerhalb von 10 Sekunden einen Laut äußern, um eine Belohnung zu erhalten. In der nächsten Phase wird die Zeitspanne, in der eine Lautäußerung erfolgen muss auf 3 Sekunden verringert. Es dauert im Schnitt 9 Monate, bis die Affen diesen Versuchsablauf beherrschen. Bei zwei der Affen muss während der Versuche eine Aufzeichnung der Geräusche aus der Tierhaltung abgespielt werden, damit sie bereit sind, bei den Versuchen mitzumachen.

Die Lautäußerungen werden aufgenommen und analysiert. Insgesamt wurden 5.921 Lautäußerungen aufgezeichnet. Das weitere Schicksal der Affen wird nicht erwähnt, es ist davon auszugehen, dass sie in weiteren Versuchen eingesetzt werden.

Die Arbeiten wurden durch das Werner Reichardt Centrum für Integrative Neurowissenschaften (CIN) und durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Verhaltensforschung

Originaltitel: Linguistic law-like compression strategies emerge to maximize coding efficiency in marmoset vocal communication

Autoren: Cristina Risueno-Segovia (1,2,3)*, Deniz Dohmen (2,3), Yasemin B. Gultekin (1,2,3), Thomas Pomberger (1,2,3), Steffen R. Hage (1,2)*

Institute: (1) Arbeitsgruppe Neurobiologie der Sozialen Kommunikation, Universitätsklinik für Hals-, Nasen- und Ohrenheilkunde, Eberhard Karls Universität Tübingen, Universitätsklinikum Tübingen, Elfriede-Aulhorn-Straße 5, 72076 Tübingen, (2) Werner Reichardt Zentrum für Integrative Neurowissenschaften (CIN), Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (3) Graduate School of Neural & Behavioural Sciences - International Max Planck Research School, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: Proceedings of the Royal Society B 2023, 29020231503

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5630

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Es werden zwei männliche Rhesusaffen im Alter von 6 und 7 Jahren eingesetzt.

Das Gehirn der Tiere wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht (Magnetresonanztomographie, MRT). Dies geschieht vermutlich unter Narkose. Im Anschluss wird den narkotisierten Affen eine Haltestange und eine Messkammer am Schädel befestigt. Die Operation wird nicht näher beschrieben, beinhaltet aber üblicherweise, dass ein Loch in den Schädel gebohrt wird, über dem dann die Messkammer befestigt wird. Auch zur Befestigung der Haltestange und der Messkammer werden üblicherweise Löcher in den Schädel gebohrt.

Es wird nicht erwähnt, aber die Implantation der Haltestange lässt vermuten, dass die Affen während der eigentlichen Versuche in einem sogenannten Primatenstuhl sitzen müssen und ihr Kopf mit Hilfe der Haltestange fixiert wird.

Die Tiere müssen auf einen Bildschirm starren und einen Hebel halten. Es wird ihnen auf dem Bildschirm ein Symbol gezeigt. Dann erscheint ein Bild auf dem Bildschirm, dass nach einer Sekunde wieder verschwindet. Wieder wird ein Bild gezeigt; ist dieses Bild mit dem zuvor gezeigten Bild identisch, muss der Affe den Hebel loslassen. Wird ein anderes Bild gezeigt, muss der Affe den Hebel so lange halten, bis das zuerst gezeigte Bild wieder auftaucht. Macht er alles richtig, erhält er etwas Wasser. Die Größe dieser „Belohnung“ soll der Affe dabei aus dem zu Beginn der Versuche gezeigten Symbol ablesen können. Die „Belohnung“ besteht je nach Affe und zuvor gezeigtem Symbol aus 0,2 bis 1 ml Wasser. Üblicherweise erhalten die Tiere außerhalb der Versuche nichts oder sehr wenig zu trinken und werden so durch Durst dazu gebracht, sich dem Forscherwunsch entsprechend zu verhalten. Wenn der Affe den Hebel nicht zum richtigen Zeitpunkt loslässt oder aufhört auf den Bildschirm zu starren, wird der Test abgebrochen. Solche abgebrochenen Tests werden im Anschluss der insgesamt 48 Tests umfassenden Session wiederholt.

Während der Versuche werden über die am Schädel befestigte Messkammer bis zu 3 Elektroden in das Gehirn der Tiere eingelassen, über die die Aktivität einzelner Nervenzellen gemessen wird. Zusätzlich werden für jede Elektrode auch noch zwei Pipetten in das Gehirn geschoben. In einer der Pipetten befindet sich ein Wirkstoff, der während eines Teils der Tests für etwa 12 Minuten freigesetzt wird. Es werden zwei verschiedene Wirkstoffe getestet.

Im Schnitt werden pro einzelner Nervenzelle 124 Tests (bestehend aus den gezeigten Bildern, bei denen der Affe im richtigen Moment den Hebel loslassen muss) durchgeführt.

Das weitere Schicksal der Affen wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung

Originaltitel: Dopamine receptor activation regulates reward expectancy signals during cognitive control in primate prefrontal neurons

Autoren: Torben Ott*, Anna Marlina Stein, Andreas Nieder*

Institute: Lehrstuhl Tierphysiologie, Institut für Neurobiologie, Eberhard Karls Universität Tübingen, Auf der Morgenstelle 28, 72076 Tübingen

Zeitschrift: Nature Communications 2023; 14: 7537

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5629