Versuchsbeschreibung: Für die Studie werden Mongolische Wüstenrennmäuse (Gerbils) aus den Laboren von Benedikt Grothe (Ludwig-Maximilian-Universität München) und Otto Gleich (Regensburg) sowie von Versuchstierzüchter Charles River (Sulzfeld) verwendet. Sieben Mäuse im Alter von drei bis acht Monaten werden unter einer konstanten Geräuschkulisse von 60 Dezibel aufgezogen. Neun Mäuse im Alter von vier bis 14 Monaten (Kontrolltiere) und vier Tiere im Alter von 32 bis 51 Monaten (alte Gruppe) werden unter normalen Geräuschbedingungen aufgezogen. Vor Beginn der Experimente werden die Tiere in eigens dafür angefertigten Y-geformten Käfigen trainiert. Im Zentrum der Käfige befindet sich eine Plattform auf dem ein Gerbil auf den Tonstimulus wartet. Springt das Tier von der Plattform, sobald es den Ton wahrnimmt, wird es mit Futter belohnt. Solange kein Laut ertönt oder die Maus den Ton nicht wahrnimmt, muss sie auf der Plattform verweilen. Um einen Lerneffekt hervorzurufen, wird jede richtige Handlung mit Futter belohnt. Die Hörschwelle der Mäuse wird in gleicher Weise ermittelt. Dazu werden die Tiere mit Tönen unterschiedlicher Frequenzen (0,5; 2 und 8 kHz) und einer Dauer von 800 Millisekunden beschallt. Der einzelne Versuch dauert 20 – 30 Minuten und wird zehnmal wiederholt. In einem weiteren Experiment werden die Wüstenrennmäuse aus verschiedenen Richtungen mit Tönen (125 Millisekunden Dauer) unterschiedlicher Frequenzen beschallt. Die mittlere Lautstärke der Töne beträgt etwa 60 Dezibel. Laufen die Mäuse in Richtung des Tons, werden sie mit Futter belohnt. Dieser Versuch dauert 20 - 60 Minuten und wird sechs bis neunmal wiederholt.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Tierphysiologie, Neurobiologie, Hörforschung

Originaltitel: Effects of omni-directional noise-exposure during hearing onset and age on auditory spatial resolution in the Mongolian gerbil (Meriones unguiculatus) – a behavioral approach

Autoren: Julia K. Maier (1), Teresa Kindermann (2), Benedikt Grothe (2), Georg M. Klump* (1)

Institute: (1) Forschungsgruppe für Tierphysiologie und Verhalten, Institut für Biologie und Umweltwissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Carl von Ossietzky Strasse 9-11, 26129 Oldenburg, (2) Neurobiologie, Biologisches Institut II, Ludwig-Maximilians-Universität, München

Zeitschrift: Brain Research 2008: 1220, 47-57

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4009

Versuchsbeschreibung: Für die selektive Züchtung werden 23 männliche und 27 weibliche Wistar-Ratten von Harlan-Winkelmann (Borchen) verwendet. Die Ratten werden vor der Züchtung auf Ihre Schreckhaftigkeit untersucht. Dazu werden die Ratten in Maschendrahtkäfige (27 x 9 x 10 cm) gesetzt und mit Tönen einer Lautstärke von 80 und 105 Dezibel und einer Länge von 20 Millisekunden beschallt. Mit einem Vibrationsmesser wird erfasst, inwieweit sich die Ratten erschrecken. Dieser Test wird insgesamt 10 Mal durchgeführt. Zwei weibliche und zwei männliche Ratten mit jeweils hoher und niedriger Angstschwelle werden für die weitere Züchtung ausgewählt. Die Nachkommen werden in gleicher Weise auf ihre Schreckhaftigkeit getestet und die Jungtiere mit der höchsten und niedrigsten Angstschwelle für die weitere Züchtung verwendet. Die achte und neunte Generation wird für das eigentliche Verhaltensexperiment ausgewählt.

Vor dem Beginn des Verhaltensexperiments werden die für Bewegungsabläufe wichtigen Teile des Gehirns durch beidseitige Injektion von Ibotenat gezielt geschädigt. Dieser Eingriff erfolgt unter Narkose. Zur exakten Durchführung der Injektionen wird der Kopf der Ratten in einem Gestell fixiert. Nach der Injektion weisen die Ratten schwerste Bewegungsstörungen und Gewichtsverlust innerhalb von 1-2 Tagen auf. Daraufhin werden sie zweimal an den geschädigten Gehirnarealen operiert. Einen Tag vor und eine Woche nach den Ibotenatinjektionen werden die Ratten anhand des beschriebenen akustischen Tests auf ihre Schreckhaftigkeit untersucht. Der Grad der körperlichen Aktivität wird nach der Hirnschädigung untersucht. Dazu werden die Ratten in eine offene mit Photozellen ausgestattete Plexiglasbox gesetzt und deren Bewegungen über 30 Minuten analysiert. Nach Abschluss des Verhaltensexperiments werden die Ratten durch eine Überdosis Schlafmittel getötet und deren Gehirne für Untersuchungen entnommen.

Bereich: Hirnforschung, Neuropathologie

Originaltitel: Deficient sensorimotor gating induced by selective breeding in rats is improved by entopeduncular nucleus lesions

Autoren: Kerstin Schwabe* (1), Nino Polikashvili (2), Joachim K. Krauss (2)

Institute: (1) Institut für Hirnforschung, Abteilung für Neuropharmakologie, Universität Bremen, Postfach 33 04 40, 28334 Bremen, (2) Klinik für Neurochirurgie, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover

Zeitschrift: Neurobiology of Disease 2009: 34, 351-356

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4008

Versuchsbeschreibung: Für die Studie wird Labrador-Hunden, Langschwanzmakaken, Rhesusaffen und Göttinger Minischweine ein Telemetriesystem zur Fernmessung der Strömungsmechanik des Blutes implantiert. Die Hunde werden bei Boehringer Ingelheim, Biberach, gezüchtet. Die Schweine stammen aus der Versuchstierzucht Ellegaard, Dänemark. Die Herkunft der Affen wird nicht erwähnt. Die Hunde und Schweine werden paarweise gehalten, die Affen paarweise oder einzeln.

Das Telemetriesystem besteht aus zwei Drucksensoren, einem EKG-Kabel, einer Batterie, einem batteriebetriebenen elektronischen Gerät zu Verarbeitung der Information von den Drucksensoren und der EKG-Elektrode, und einem Überträger mit Antenne, welcher Radiowellen an den im Käfig der Tiere platzierten Empfänger sendet. Für die Implantation werden die Tiere narkotisiert. Der Brustkorb wird seitlich zwischen der fünften und sechsten Rippe geöffnet. Die Drucksensoren werden in die linke Herzkammer und in die Aorta eingebracht. Der Überträger, das Batteriefach und eine Magnetspule werden in einer Gewebstasche unter der Haut an der Bauchwand platziert. Die Kabel der Drucksensoren und die EKG-Elektrode werden unterhalb der Haut zu einer seitlichen Öffnung verlegt. Die Antenne wird unter der Haut entlang der Wirbelsäule implantiert. Der Brustkorbeinschnitt wird danach zugenäht. Der Ablauf der Operation und die verwendeten Schmerzmittel und Narkotika variieren in Abhängigkeit von der Tierspezies, die implantierten Geräte sind aber identisch. Bei den Affen wird die Batterie jedoch in die Bauchhöhle eingesetzt. Nach der Operation erhalten die Tiere für einige Tage Antibiotika und Schmerzmittel. Das Testmedikament wird etwa 20 – 30 Tage nach der Implantation verabreicht. Zwölf Stunden später erfolgt mit Hilfe des implantierten Telemetriesystems die Datenerfassung am lebenden Tier. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben

Bereich: Pharmakologie

Originaltitel: The value added by measuring myocardial contractility ‚in vivo’ in safety pharmacological profiling of drug candidates

Autoren: Michael Markert* (1), Anja Klumpp (1), Thomas Trautmann (1), Karin Mayer (1), Miriam Stubhan (2), Brian Guth (1)

Institute: (1) Abteilung für Arzneimittelentwicklung, Allgemeine Pharmakologie, Boehringer Ingelheim Pharma GmbH & Co KG, J91 UG, Birkendorferstr. 65, 88397 Biberach an der Riss, (2) Abteilung für Nichtklinische Arzneimittelsicherheit, Biologischer Laborservice, Boehringer Ingelheim Pharma GmbH & Co KG, Biberach an der Riss

Zeitschrift: Journal of Pharmacological and Toxicological Methods 2007: 56, 203-211

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4007

Versuchsbeschreibung: Für die Studie werden zwei männliche Rhesusaffen verwendet. Das von den Affen wiederholt durchzuführende Experiment zielt darauf ab, bestimmte Handlungen zu erlernen. Der Affe muss mit den Augen einen roten Punkt auf einem Bildschirm fixieren und mit einer Hand einen Knopf drücken. Nun erscheint kurz ein zweiter Punkt auf dem Bildschirm. Der Affe muss sich die Stelle des zweiten Punktes merken, ohne die Augen von dem ersten, roten Punkt wegzubewegen. Dann muss er die Stelle des zweiten Punktes auf dem Touch-Screen-Bildschirm mit der anderen Hand berühren. Macht der Affe alles richtig, erhält er als "Belohnung" etwas Flüssigkeit. Üblicherweise bekommen die Tiere zuvor längere Zeit nichts zu Trinken, damit sie durstig genug sind, um bei dem Experiment mitzumachen. Auf diese Weise werden die Affen zunächst auf das Experiment vorbereitet. Vor den eigentlichen Experimenten werden den Primaten ein Haltebolzen aus Titan sowie zwei Kammern auf den Schädelknochen geschraubt. Die Kammern befinden sich über zwei Bohrlöchern, durch die später beim wachen Affen bis zu fünf Elektroden in das Gehirn eingeführt werden können. Während der Experimente dürfen sich die Tiere nicht bewegen. Deshalb werden sie in einen Primatenstuhl gesetzt und der Kopf wird mit Hilfe des Titanbolzens fixiert, so dass die Augen auf einen Bildschirm gerichtet sind. Die Tiere müssen nun die o.g. Handlungen erneut durchführen. Gleichzeitig werden über durch die Kammern in das Gehirn eingeführte Elektroden Gehirnströme gemessen. Die Affen durchlaufen das beschriebene Experiment insgesamt 400 Mal.

Die Studie wurde vom Bundesministerium für Bildung und Forschung finanziell gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Implementation of spatial transformation rules for goal-directed reaching via gain modulation in monkey parietal and premotor cortex

Autoren: Alexander Gail*, Christian Claes, Stephanie Westendorff

Institute: Bernstein-Zentren für Computational Neuroscience, Deutsches Primatenzentrum, Leibnitz Institut für Primatenforschung, Kellnerweg 4, 37077 Göttingen

Zeitschrift: The Journal of Neuroscience 2009: 29, 9490-9499

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4006

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden mit weiblichen Langschwanzmakaken aus dem Centre de Recherche en Primatologie, Mauritius, am Primatenzentrum des Paul-Ehrlich-Institutes, Langen, durchgeführt. Vierzehn Primaten werden im Alter von 3-4 Jahren mit BSE infiziert. Sechs Tieren wird eine Lösung aus Gehirngewebe von BSE-infizierten Kühen in den rechten Hirnlappen injiziert. Den restlichen Tieren wird infiziertes Hirngewebe im Futter verabreicht. Sieben Vergleichstieren werden nicht infiziert. Bei den Primaten erfolgen unter Narkose zweimal jährlich Blutabnahmen und Rückenmarkspunktionen. Bei den über das Gehirn infizierten Affen tritt als erstes Symptom Gewichtsverlust auf, Monate bevor neurologische Symptome bemerkt werden. Neurologische Symptome, wie Bewegungsstörungen, treten bei den über das Gehirn infizierten Affen nach durchschnittlich 4,3 Jahren, bei den oral infizierten Tieren nach 4,8 Jahren auf. Mit dem Einsetzen erster BSE-Symptome oder bei starkem Gewichtsverlust werden Blut und Rückenmarksflüssigkeit wöchentlich entnommen. Die Affen werden 28 Tage nach dem Auftreten von Gangunsicherheit getötet und die Gehirne entnommen. Drei infizierte Affen werden bereits ein Jahr bzw. fünf Jahre nach Infektion getötet. Zum Vergleich werden auch zwei gesunde Primaten im Alter von drei bzw. fünf Jahren getötet.

Die Studie wurde von der Europäischen Union gefördert.

Bereich: BSE-Forschung

Originaltitel: Time-course studies of 14-3-3 protein isoforms in cerebrospinal fluid and brain of primates after oral or intracerebral infection with bovine spongiform encephalopathy agent

Autoren: Barbara Yutzy (1), Edgar Holznagel* (1), Cheick Coulibaly (1), Andreas Stuke (2), Uwe Hahmann (2), Jean-Philippe Deslys (3), Gerhard Hunsmann (2), Johannes Löwer (1)

Institute: (1) Paul-Ehrlich-Institut, Paul-Ehrlich-Str. 51-59, 63225 Langen, (2) Abteilung für Virologie und Immunologie, Deutsches Primatenzentrum, Göttingen, (3) Commissariat à:l’Energie Atomique, Fontenay-aux-Roses, Frankreich

Zeitschrift: Journal of General Virology 2007: 88, 3469-3478

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4005

Versuchsbeschreibung: Für die Studie werden junge gesunde Rhesusaffen aus dem Deutschen Primatenzentrum (Göttingen) verwendet. Verschiedene Impfstoffe (unter anderem auch gegen den menschlichen Papillomavirus) mit und ohne "Wirkverstärker" werden den Rhesusaffen in unterschiedlicher Konzentration beidseitig der Lymphknoten in der Leistengegend unter die Haut gespritzt. Wiederholungsimpfungen erfolgen je nach Experiment entweder acht oder 14 Wochen nach Erstimpfung. Zur Analyse der Immunantwort werden vor und direkt nach der Impfung sowie nach 1 oder 6, 18 oder 24 und 48 Stunden Blutproben entnommen. Weitere Blutproben werden je nach Experiment 2, 4, 6, 8, 10, 12, und 14 sowie 19 Wochen nach der Erstimpfung gewonnen. Alle Impfungen sowie Blutabnahmen erfolgen unter leichter Sedierung. Unter Narkose wird allen Rhesusaffen 18 Stunden nach der Erstimmunisierung ein betroffener Lymphknoten aus der Achselhöhle entnommen.

Die Studie wurde von der Europäischen Union, der Stiftung der National Institutes of Health, USA, der Schweizer Forschungsgemeinschaft, der Bill und Melinda Gates Stiftung, der Deutschen Forschungsgemeinschaft und der H.W. & J. Hector Stiftung gefördert.

Bereich: Impfstoffforschung, Virologie

Originaltitel: Synthetic double-strand RNAs are adjuvants for the induction of T helper 1 and humoral immune responses to human papillomavirus in rhesus macaques

Autoren: Christiane Stahl-Hennig (1), Martin Eisenblätter (2), Edith Jasny (2), Tamara Rzehak (3), Klara Tenner-Racz (4), Christine Trumpfheller (5), Andres M. Salazar (6), Klaus Überla (7), Karen Niero (8), Jürgen Kleinschmidt (8), Reiner Schulte (1), Lutz Gissmann (8,9), Martin Müller (8), Anna Sacher (8), Paul Racz (4), Ralph M. Steinman (5), Mariagrazia Uguccioni (3), Ralf Ignatius* (2)

Institute: (1) Laboratorium für Infektionsmodelle, Deutsches Primatenzentrum, Göttingen, (2) Institut für Mikrobiologie und Hygiene, Klinik für Infektionsimmunologie, Universitätsklinikum Charité:, Campus Benjamin Franklin, Hindenburgdamm, Berlin, (3) Institut für Biomedizinische Forschung, Bellinzona, Schweiz, (4) Bernhard Nocht Institut für Tropenmedizin, Hamburg, (5) Laboratory of Cellular Physiology and Immunology, The Rockefeller University, New York, USA, (6) Oncovir Inc. Washington D.C., USA, (7) Klinik für Molekulare und Medizinische Virologie, Ruhr-Universität Bochum, Bochum, (8) Infektions- und Krebsforschungsprogramm, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (9) Department of Botany and Microbiology, King Saud University, Riyadh, Saudi Arabien

Zeitschrift: PLoS Pathogens 2009: 5 (4), e1000373

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4004

Versuchsbeschreibung: Bei männlichen Wistar-Ratten (Charles River, Sulzfeld) werden gezielt chronische Schmerzen durch operative Verengung eines Nerven im Oberschenkel hervorgerufen. Dazu wird der Oberschenkelnerv der narkotisierten Ratten durch einen operativen Einschnitt freigelegt und anschließend über eine Länge von 5 mm abgebunden bzw. um ein Drittel seines Durchmessers verengt. Bei einem Teil der Tiere erfolgt trotz Operation keine Abschnürung des Nervs. Diese Tiere dienen als Vergleichsgruppe.

Drei Wochen nach der Operation werden mit den Tieren verschiedene Verhaltensexperimente durchgeführt. Ziel ist es, den Einfluss der künstlich hervorgerufenen Schmerzen sowie schmerzhemmender sowie angstlösender Medikamente auf das Verhalten zu untersuchen. Die Berührungsempfindlichkeit der Ratten wird in einem Plexiglaskäfig mit Bodengitter ermittelt (16 x 24 x 14 cm). Berühren die hinteren Fußsohlen der Tiere das Bodengitter werden Druckreize mit steigender Intensität ausgesendet bis die Ratten die Pfote wegziehen. Das Experiment wird zwei Mal wiederholt. Zur Messung der körperlichen Aktivität werden die Ratten für 30 Minuten in eine transparente Box (40 x 40 x 40 cm) gesetzt. Über installierte Photozellen werden die zurückgelegte Distanz und die Häufigkeit des Aufrichtens der Ratten erfasst.

Um die ängstlichkeit der Ratten zu untersuchen, werden die Tiere einzeln in ein Labyrinth gesetzt, das aus zwei schützenden, dunklen und zwei hellen, offenen Armen besteht. Das Verhalten der Ratte wird über 10 Minuten mit einer Videokamera analysiert. Betritt die Ratte häufig die offenen Arme, wird dies als "nicht ängstlich" gewertet.

Die Verhaltensexperimente erfolgen jeweils vor und 45 Minuten nach Gabe von angstlösenden sowie schmerzhemmenden Medikamenten. Die Verabreichung der Medikamente erfolgt durch Injektion in die Bauchhöhle.

Bereich: Psychopharmakologie, Angstverhaltensforschung, Schmerzforschung

Originaltitel: Anxiety-like behaviour in rats with mononeuropathy is reduced by analgesic drug morphine and gabapentin

Autoren: Kerstin Roeska (1), Henri Doods (1), Kirsten Arndt (1), Rolf-Detlef Treede (2), Angelo Ceci* (1)

Institute: (1) Abteilung für Forschung des Zentralnervensystems, Boehringer Ingelheim Pharma GmbH & Co.KG, Birkendorfer Str. 65, 88397 Biberach an der Riss, (2) Zentrum für Biomedizin und Medizintechnologie Mannheim (CBTM), Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Ludolf-Krehl-Str. 13-17, 68167 Mannheim

Zeitschrift: Pain 2008: 139, 349-357

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4003

Versuchsbeschreibung: Junge Nacktmäuse (6-7 Wochen alt) von Charles River (Sulzfeld, Deutschland) werden eine Woche vor Beginn des Experiments von ihrer Gruppe getrennt und fortan einzeln in Käfigen gehalten. Alle nachfolgend beschriebenen Eingriffe werden unter Vollnarkose durchgeführt. Den Mäusen wird eine Spritze durch die Brustkorbwand in das Herz gestochen, um 0,5 Milliliter Blut zu entnehmen. Die Mäuse werden in drei Gruppen eingeteilt. Bei jeweils einer Gruppe wird die entnommene Blutmenge unterschiedlich ersetzt. Die Tiere erhalten entweder die gleiche Menge des chemisch modifizierten menschlichen Blutfarbstoffs MP4, Dextran (Blutplasma-Ersatz) oder Blut infundiert. Die Maus wird nun bauchseitig auf eine Plattform gelegt. Das rechte Ohr wird gedehnt, mit drei Nadelstichen durchbohrt und mit chirurgischen Fäden an der Plattform fixiert. Von der Ohrwurzel wird das Ohr zu etwa vier Fünftel mit einem Skalpell eingeschnitten. Nach erfolgtem Ohreinschnitt wird erneut 0,1 Milliliter Blut aus dem Herzen entnommen. Eine von 40 Mäusen stirbt während des Eingriffs.

Die Blutzirkulation des rechten Ohres wird vor und direkt nach dem Einschnitt sowie 24, 48 und 72 Stunden nach Infusion der o.g. Substanzen mittels Fluoreszenzmikroskopie untersucht. Bei jeder mikroskopischen Untersuchung wird zur Sichtbarmachung der Gefäße ein Kontrastmittel in eine Vene injiziert. Alle Mäuse werden nach Beendigung des Experiments getötet. Die Studie wurde von der B. Braun Stiftung (Melsungen, Deutschland) und Sangart Inc. (San Diego, USA) gefördert.

Bereich: Chirurgie

Originaltitel: Effects of maleimide-polyethylene glycol-modified human haemoglobin (MP4) on tissue necrosis in SKH1-HR hairless mice

Autoren: O. Goertz* (1), M.H. Kirschner (4), H. Lilienfein (1), P. Babilas (2), H.U. Steinau (1), C. Andree (5), A. Daigeler (1), A. Stachon (3), H. Homann (1), S. Langer (1)

Institute: (1) Klinik für Plastische Chirurgie und Handchirurgie, Zentrum für Verbrennungen, Universitätsklinikum Bergmannsheil, Ruhr-Universität Bochum, Buerkle-de-la-Camp Platz 1, 4789 Bochum, (2) Klinik für Dermatologie, Medizinische Fakultät, Universität Regensburg, (3) Institut für Klinische Chemie, Transfusions- und Laboratoriumsmedizin, Ruhr-Universität Bochum, (4) BBD Aesculap GmbH, Tuttlingen, (5) Sana Klinikum, Düsseldorf

Zeitschrift: European Journal of Medical Research 2009: 14, 123-129

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4002

Versuchsbeschreibung: Es werden drei Linien gentechnisch veränderter Mäuse verwendet, denen ein bestimmtes Enzym fehlt. Die Mäuse werden an der University of Michigan, USA, gezüchtet. Die Experimente erfolgen im Forschungszentrum Borstel und wurden von der Genehmigungsbehörde Kiel genehmigt. Außerdem werden Wildtyp-Mäuse verwendet. Jeweils mehrere Gruppen von Mäusen werden mit Tuberkulose-Bakterien (Mycobacterium tuberculosis) infiziert, entweder durch Injektion verschieden großer Mengen in die Schwanzvene oder durch Einatmen eines Bakterien-Aerosols. Die Tiere werden täglich gewogen und beobachtet. Haben die Mäuse 25% ihres Ursprungsgewichts verloren oder liegen sonst augenscheinlich im Sterben, werden sie getötet. Die Überlebenszeit liegt zwischen 215 (gentechnisch veränderte Mäuse mit hoher Bakteriendosis) und 373 Tagen (WildTyp-Mäuse mit niedriger Bakteriendosis). Andere Mäuse werden 42 Tage nach der Infektion getötet. Lunge, Leber und Milz werden feingeweblich untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Bundesministerium für Bildung und Forschung unterstützt.

Bereich: Infektionsforschung

Originaltitel: Fucosyltransferase IV and VII-directed selectin ligand function determines long-term survival in experimental tuberculosis

Autoren: Stefan Ehlers (1,2)*, Tanja Schreiber (3), Annette Dunzendorfer (2), John B. Loew (4), Christoph Hölscher (3)

Institute: (1) Molekulare Entzündungsmedizin, Christian-Albrechts-Universität Kiel, (2) Mikrobielle Entzündungsforschung, Forschungszentrum Borstel, Parkallee 1, 23845 Borstel, (3) Infektionsimmunologie, Forschungszentrum Borstel, (4) Department of Pathology, Genentech, Inc., San Francisco, CA, USA

Zeitschrift: Immunobiology 2009: 214, 674-682

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4001

Versuchsbeschreibung: Die Masthähnchen werden als Eintagsküken von einer lokalen Kükenbrüterei (Geflügelhof Möckern) bezogen. Die Versuche finden im Institut für Versuchstierkunde der Universität Halle/Saale statt. Bis zum Alter von 21 Tagen werden die Hähnchen mit kommerziellem Futter gefüttert. Sie werden zu acht in Drahtkäfigen gehalten. Am 21. Tag werden alle Tiere gewogen. Danach erhalten sie drei Tage lang eines von zwei verschiedenen Testfuttermitteln. Jeweils eine Gruppe wird mit einem Futter mit hohem und eine mit niedrigem Faseranteil gefüttert. Am Ende der dreitägigen Testphase werden die Hähnchen mit CO2 erstickt. Ihr Darm wird zur feingeweblichen Untersuchung herausgeschnitten.

Bereich: Tierernährung

Originaltitel: Effect of inclusion of cellulose in the diet on the inevitable endogenous amino acid losses in the ileum of broiler chicken

Autoren: H. Kluth (1)*, M. Rodehutscord (2)

Institute: (1) Institut für Agrar- und Ernährungswissenschaften, Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, 06099 Halle/Saale, (2) Institut für Tierernährung, Universität Hohenheim, 7059 Stuttgart

Zeitschrift: Poultry Science 2009: 88, 1199-1205

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 4000