Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine Behörde in Sachsen am 10.12.2020 unter der Nummer TVV23-20 genehmigt. Die Mäuse sind männlich, zwischen 10 und 14 Wochen alt und stammen aus der Universitätsmedizin Leipzig.

Die Mäuse werden in drei Gruppen eingeteilt. Bei der ersten Gruppe werden 2/3 der Leber operativ entfernt, wozu die Tiere in Narkose versetzt werden und der Bauch geöffnet wird. Im Anschluss werden ihnen aus menschlichen Knochenmarkzellen gezüchtete Bindegewebszellen in etwas Flüssigkeit in die Milz gespritzt.

Bei der zweiten Gruppe wird ebenso ein Großteil der Leber entfernt. Ihnen wird jedoch nur etwas Flüssigkeit ohne Zellen in die Milz gespritzt. Die dritte Gruppe wird nur zum Schein operiert, ohne dass Teile der Leber entfernt werden.

6, 24 oder 48 Stunden nach der Operation werden jeweils einige Mäuse jeder Gruppe auf nicht erwähnte Weise getötet. Die Leber und Blut aus der unteren Hohlvene werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Regenerationsforschung, Leberforschung

Originaltitel: Approaching thrombospondin-1 as a potential target for mesenchymal stromal cells to support liver regeneration after partial hepatectomy in mouse and humans

Autoren: Lysann Tietze (1), Madlen Christ (1), Jiyeon Yu (2), Peggy Stock (1) , Sandra Nickel (1), Annelie Schulze (1), Michael Bartels (2), Hans-Michael Tautenhahn (1,3,4)*, Bruno Christ (1,3)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Viszeral-, Transplantations-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstraße 20, Haus 4, 04103 Leipzig, (2) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Thoraxchirurgie, Helios Park-Klinikum Leipzig, Leipzig, (3) Klinik für Allgemein-, Viszeral und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Jena, Jena, (4) Else Kröner-Forschungskolleg „Altern und Krankheit: translationale Analyse von therapeutischen Interventionen AntiAge“, Universitätsklinikum Jena, Jena

Zeitschrift: Cells 2024; 13(6):529

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5674

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Landesdirektion Sachsen unter der Nummer TVV 03/22 genehmigt. Empfängnisbereite Schafe werden durch einen sogenannten „Such-Bock“ aufgespürt. Sie werden dann mit einem Zucht-Bock verpaart. Die Paarung wird zeitlich so abgestimmt, dass die 142 Tage nach der Paarung geplante Operation an einem Arbeitstag (zwischen Montag und Freitag) stattfindet. Bei 17 Schafen wird der Zyklus hormonell beeinflusst, indem ihnen ein mit einem Wirkstoff getränkter Schwamm in die Scheide eingeführt wird. Zusätzlich wird ihnen ein Hormon injiziert, das aus dem Blut trächtiger Stuten gewonnen wird. Die Schwangerschaften werden zwischen dem 52. und 60 Tag mittels Ultraschalluntersuchung bestätigt.

Etwa am 141. Tag der Schwangerschaft wird den Schafen ein Glucocorticoid unter die Haut gespritzt. Am nächsten Tag - das entspricht etwa 95% der normalen Schwangerschaftsdauer von Schafen - werden die Lämmer per Kaiserschnitt auf die Welt gebracht. Den Schafen werden dazu Narkosemittel in Vene und den Rückenmarkskanal injiziert, sowie ein lokales Betäubungsmittel in die Haut rund um den Bereich des späteren Schnittes gespritzt. Die Schafe werden in Rückenlage auf den Operationstisch gelegt und mit Stricken an den Beinen fixiert. Der Bauch der Schafe wird rasiert und desinfiziert. Der Bauch wird in ca. 15 cm Länge aufgeschnitten und die Gebärmutter wird freigelegt. Der Gebärmutterteil, der ein Lamm enthält, wird aus dem Bauch gezogen und aufgeschnitten und das Lamm aus der Gebärmutter entnommen. Bei Mehrlingsschwangerschaften, bei denen nicht alle Lämmer über denselben Einschnitt in der Gebärmutter entnommen werden können, wird ein weiterer Einschnitt durchgeführt.

Nach dem Kaiserschnitt werden die Lämmer neben den Kopf ihrer auf dem OP-Tisch fixierten Mutter gelegt und mit Handtüchern getrocknet. Wenn die Lämmer nicht selbstständig atmen, werden sie mit einer Maske beatmet. Allen Lämmern wird ein Medikament unter die Zunge gelegt, dass die Atmung unterstützen soll. Die Lämmer werden noch im Operationsraum ihrer Mutter an das Euter gelegt, damit sie die Kolostralmilch (Erstmilch) trinken.

87 Lämmer werden lebend zur Welt gebracht, fünf weitere tot. Fünf der lebend geborenen Lämmer sterben innerhalb von drei Tagen nach dem Kaiserschnitt. Fünf weitere Lämmer werden unterentwickelt zur Welt gebracht und direkt nach dem Kaiserschnitt auf nicht genannte Weise getötet. Den lebenden Lämmern wird ein Blutserum injiziert, das gegen Tetanus gerichtete Antikörper enthält.

Im Anschluss werden die Mutterschafe mit ihren Lämmern 11 Tage lang in separaten Ställen gehalten. Die Tiere werden täglich durch einen Tierarzt begutachtet. Atmung, Verhalten, Nahrungsaufnahme, Stuhl, Körpertemperatur und Zustand der Operationswunde und des Euters werden bis zu dreimal täglich begutachtet. Am Tag nach dem Eingriff wird eine Blutprobe genommen. In den drei Tagen nach dem Kaiserschnitt werden den Muttertieren Antibiotika, Schmerzmittel und ein Hormon unter die Haut gespritzt. 7 bis 10 Tage nach dem Kaiserschnitt wird die Gebärmutter mit Ultraschall untersucht. Die Untersuchung findet über den Bauch und/oder den Darm statt. Nach 10 Tagen werden die Fäden der Naht gezogen.

Drei der Mutterschafe entwickeln eine Euterentzündung, die mit Antibiotika behandelt wird. Wenn die Lämmer nicht ausreichend Milch von ihren Müttern erhalten, werden sie mit der Flasche gefüttert. Drei Lämmer werden nicht von ihrer Mutter angenommen und von einem anderen Mutterschaf gestillt. Vier weitere Lämmer, die nicht von ihrer Mutter versorgt werden, werden ausschließlich mit der Flasche gefüttert. Das weitere Schicksal der Schafe und Lämmer wird nicht erwähnt. Vermutlich werden sie weiter in Versuchen oder der Zucht eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Frauenheilkunde

Originaltitel: A sustainable translational sheep model for planned cesarean delivery of contraction-free ewes

Autoren: Alexander Paping (1,2)*, Loreen Ehrlich (2), Kerstin Melchior (2), Thomas Ziska (2), Wolf Wippermann (3), Alexander Starke (3), Karin Heinichen (4), Wolfgang Henrich (1), Thorsten Braun (1,2)

Institute: (1) Klinik für Geburtsmedizin, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Augustenburger Platz 1, 13353 Berlin, (2) Arbeitsgruppe Experimentelle Geburtsmedizin, Klinik für Geburtsmedizin, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (3) Klinik für Klauentiere, Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig, An den Tierkliniken 11a, 04103 Leipzig, (4) Lehr- und Forschungsgut Oberholz, Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig, Großpösna

Zeitschrift: Reproductive Sciences 2024; 31(3): 791–802

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5673

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer G0180/10 genehmigt, vermutlich vom Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) Berlin. Die Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River (Wilmington, USA) und sind zu Beginn der Versuche etwa 50 Tage alt.

Fünf der Ratten werden über einen Zeitraum von sechs Wochen einmal wöchentlich in Narkose versetzt und es wird ihnen der Wirkstoff Doxorubicin in etwas Flüssigkeit in die Schwanzvene injiziert. Dadurch entzündet sich ihr Herzmuskel. Drei weitere Ratten werden ebenso behandelt, allerdings wird ihnen nur Flüssigkeit ohne den Wirkstoff gespritzt.

Eine Woche später wird den Ratten ein auf Nanopartikel basierendes Kontrastmittel injiziert. 24 Stunden später werden sie narkotisiert und ihr Herz wird mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanztomographie) untersucht. Die Ratten werden auf nicht genannte Art getötet, ihre Herzen werden entnommen, in dünne Scheiben geschnitten und feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Technologie Stiftung Berlin, die Europäische Union, Philips Healthcare (Best, Niederlande), Bayer Healthcare Pharmaceuticals (Berlin) und die Firma B. Braun Melsungen AG (Melsungen) gefördert. Die Publikation der Ergebnisse wurde durch die Charité–Universitätsmedizin Berlin und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) unterstützt.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: In vivo fluorine imaging using 1.5 Tesla MRI for depiction of experimental myocarditis in a rodent animal model

Autoren: Thore Dietrich (1), Stephan Theodor Bujak (1,2,3)*, Thorsten Keller (1,4), Bernhard Schnackenburg (5), Riad Bourayou (1), Rolf Gebker (1), Kristof Graf (6), Eckart Fleck (1)

Institute: (1) Klinik für Kardiologie, Deutsches Herzzentrum der Charité, Campus Virchow-Klinikum, Augustenburger Platz 1, 13353 Berlin, (2) Klinik für Innere Medizin - Schwerpunkt Geriatrie, Krankenhaus Hedwigshöhe, Alexianer St. Hedwig Kliniken Berlin GmbH, Berlin, (3) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (4) B. Braun Melsungen AG, Melsungen, (5) Philips Healthcare, Hamburg, (6) Abteilung für Innere Medizin / Schwerpunkt Kardiologie, Jüdisches Krankenhaus Berlin, Berlin

Zeitschrift: International Journal of Biomedical Imaging 2023; Article ID 4659041

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5672

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) Berlin genehmigt.

Die fünf Schafe stammen von der Firma Preclinics GmbH, Potsdam und werden in den Ställen der Forschungseinrichtungen für Experimentelle Medizin (FEM) der Charite – Universitätsmedizin Berlin gehalten. Vor den eigentlichen Versuchen an den Schafen werden Versuche mit Herzbeutelgewebe von Schweinen durchgeführt. Das dafür nötige Gewebe wird bei einem lokalen Schlachthaus beschafft. Das Herzbeutelgewebe wird zurechtgeschnitten und in einen Stent (eine aus gitterförmigem Material bestehende Röhre) eingepasst, um so eine Herzklappe nachzubilden.

Die Schafe werden in Narkose versetzt und bekommen auf nicht genannte Weise ein Kontrastmittel gespritzt. Ihr Herz wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Mindestens eine Woche später werden die Schafe narkotisiert, intubiert und in Seitenlage auf einen Operationstisch gelegt. Ihr Herz wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Ein 5 cm langer Schnitt wird zwischen die Rippen gesetzt, die Muskeln werden durchtrennt und ein Zugang zum Herzen wird geschaffen. Dann wird ein Stück des Herzbeutels herausgeschnitten, welches zwischen 9 x 6 und 12 x 12 cm groß ist. Die Wunden werden vernäht. Bei einem der Schafe kommt es beim Herausnehmen des Beatmungsschlauches zu einem Atemstillstand, es fängt jedoch nach Stimulation wieder an zu atmen. Ein weiteres Schaf verliert viel Blut, weil bei dem Eingriff eine Arterie verletzt wird. Dennoch überleben alle fünf Tiere den Eingriff. Aus dem Herzbeutelgewebe wird, wie zuvor an dem vom Schwein stammenden Gewebe erprobt, eine Herzklappe geformt.

Die Schafe werden mindestens 3 Tage später erneut narkotisiert und der Hals der Tiere wird rasiert. Ein Katheter wird in die linke Halsvene der Schafe eingeführt und zum Herzen vorgeschoben. Die Blutgefäße des Herzens werden mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dann wird die aus dem Herzbeutelgewebe hergestellte künstliche Herzklappe mit einem selbst hergestellten Katheter zu der Herzklappe, von der das Blut in die Lunge fließt, geschoben und dort der Stent entfaltet, so dass die eigene Herzklappe der Tiere durch die künstliche Klappe überdeckt wird. Bei einem der Tiere gelingt diese Positionierung nicht, so dass die eigene Herzklappe nicht vom Stent verdeckt wird. Bei drei der Schafe schließt die künstliche Herzklappe nicht richtig.

Das Herz der Tiere wird alle 3 Monate mit verschiedenen bildgebenden Verfahren untersucht. Dazu werden die Tiere narkotisiert und intubiert und ein Katheter wird durch eine Halsvene in ihr Herz geschoben. Zwei Schafe werden vorzeitig getötet, weil sie sich im Stall die Beine verletzen. Die verbleibenden 3 Schafe werden nach 13, 20 und knapp 21 Monaten getötet. Dazu wird den Tieren unter Narkose eine Kaliumchlorid-Lösung in eine Vene injiziert, woran sie sterben. Die Herzen der Tiere werden herausgeschnitten und die künstlichen Herzklappen untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Wirtschaft und Klimaschutz gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Chirurgie, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Long-term function of a novel autologous transcatheter pulmonary heart valve implant in an adult animal model

Autoren: Jonathan Kiekenap (1,2)*, Xiaolin Sun (1,2), Yimeng Hao (1,2), Marvin Steitz (1,2), Alexander Breitenstein-Attach (1,2), Jasper Emeis (1), Felix Berger (1,2), Boris Schmitt (1,2,3,4)*

Institute: (1) Deutsches Herzzentrum der Charité, Campus Virchow Klinikum, AG GrOwnValve - Boris Schmitt, Augustenburger Platz 1, 13353 Berlin, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung, Standort Berlin, Berlin, (3) Berlin Institute of Health at Charité (BIH), Berlin, (4) BIH Center of Regenerative Therapies, Berlin

Zeitschrift: Catheterization and Cardiovascular Interventions 2024; 103(4): 597-606

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5671

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesgesundheitsamt (LAGeSO) Berlin unter der Nummer G 0086/20 genehmigt.

In einem ersten Experiment werden 24 Goldhamstern in Narkose SARS-CoV-2-Viren in etwas Flüssigkeit in die Nase geträufelt. Danach erhalten sie ein Gegenmittel zur Narkose. Die Tiere werden in 3 Gruppen eingeteilt. Den Tieren der ersten Gruppe wird zeitgleich mit der Virusgabe ein Wirkstoff in die Bauchhöhle injiziert. Die zweite Gruppe erhält den Wirkstoff zusätzlich auch 4 Tage nach der Infektion und die 3. Gruppe erhält ebenfalls eine Injektion, allerdings ohne Wirkstoff. Jeweils einige jeder Gruppe Tiere werden 3, 5 oder 7 Tage nach der Infektion getötet.

Im zweiten Experiment werden 12 Hamster wie im ersten Versuchsteil mit SARS-CoV-2-Viren infiziert. Vier der Hamster wird der Wirkstoff 2 Tage nach der Infektion verabreicht, 4 weiteren Tieren erst nach 3 Tagen. Vier Hamster erhalten drei Tage nach der Infektion ebenfalls eine Injektion, aber ohne den Wirkstoff. Die Tiere werden während der Versuche zweimal am Tag auf Anzeichen der Infektion kontrolliert. Das Gewicht der Tiere und ihre Körpertemperatur wird gemessen. Die Infektion führt dabei innerhalb von 6 Tagen zu einer Abnahme des Körpergewichts um etwa 10 %. 5 Tage nach der Infektion werden die Hamster auf nicht genannte Weise getötet. Es werden Blutproben und Abstriche aus dem Mund- und Rachenraum genommen. Die Lungen der Hamster werden entnommen und untersucht, um das Ausmaß der Entzündung und Gewebeschädigung zu untersuchen.

Die Arbeiten wurden durch die Helmholzgemeinschaft, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Charité, die Einstein Stiftung EC3R und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Corona-Forschung

Originaltitel: Protective role of the HSP90 inhibitor, STA-9090, in lungs of SARS-CoV-2-infected Syrian golden hamsters

Autoren: Luiz Gustavo Teixeira Alves (1)*, Morris Baumgardt (2), Christine Langner (3), Mara Fischer (2), Julia Maria Adler (3), Judith Bushe (4), Theresa Catharina Firsching (5), Guido Mastrobuoni (6), Jenny Grobe (6), Katja Hoenzke (2), Stefan Kempa (6), Achim Dieter Gruber (5), Andreas Christian Hocke (2), Jakob Trimpert (3), Emanuel Wyler (1), Markus Landthaler (1,7)

Institute: (1) RNA Biologie und Posttranscriptionale Regulation, Max Delbrück Center, Hannoversche Straße 28, 10115 Berlin, (2) Klinik für Infektiologie und Intensivmedizin der Charité - Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (3) Institut für Virologie, Freie Universität Berlin, Berlin, (4) Abteilung Analytische Pathologie, Helmholtz Zentrum München - Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, Neuherberg, (5) Institut für Tierpathologie, Freie Universität Berlin, Berlin, (6) Proteomics and Metabolomics, Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin (MDC), Berlin, (7) Institut für Biologie, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin

Zeitschrift: BMJ Open Respiratory Research 2024; 11(1): e001762

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5670

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern genehmigt. Sechsundfünfzig 1 bis 7 Tage alte Ferkel werden getötet, ihre Bauchspeicheldrüse wird entnommen und daraus werden die Insulin produzierenden Inselzellen gewonnen. Vier 12 bis 18 Wochen alte Schweine, die genetisch so verändert sind, dass sie an Diabetes erkranken, werden narkotisiert und ihnen wird ein Kontrastmittel in eine Ohrvene injiziert. Dann werden sie mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

Die Schweine werden erneut narkotisiert. Unter Ultraschallkontrolle wird ein Katheter in eine Vene der Leber gestochen und bis in die die Leber versorgende Pfortader vorgeschoben. Dort werden dann die Inselzellen der Ferkel injiziert. Im Anschluss an die Zellinjektion erhalten die Schweine eine das Immunsystem unterdrückende Therapie und Mittel gegen die Bildung von Blutgerinnseln. Die Gabe der das Immunsystem unterdrückenden Medikamente erfolgt zweimal täglich oral bis zum Ende des Versuchs, also bis zur Tötung der Tiere. Wie dies geschieht, wird nicht erwähnt. Die Medikamente gegen die Bildung von Blutgerinnseln werden nach der Zellinjektion dreimal im Abstand von 12 Stunden unter die Haut injiziert.

Den Schweinen wird regelmäßig Blut abgenommen. Wenn der Blutzucker der Schweine über 200 mg/dl ansteigt, wird ihnen Insulin injiziert. Nach der Inselzell-Transplantation werden die Tiere bis zu dreimal unter Narkose mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dazu wird ihnen ein Kontrastmittel in eine Ohrvene injiziert. Die letzte Untersuchung mit dem bildgebenden Verfahren erfolgt 98 Tage nach der Zelltransplantation.

Innerhalb von 7 Tagen nach der letzten Untersuchung werden die Schweine auf nicht genannte Art getötet. Ihre Lebern werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und die Juvenile Diabetes Research Foundation (JDRF, USA) gefördert.

Bereich: Diabetes-Forschung, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Functional maturation and longitudinal imaging of intraportal neonatal porcine islet grafts in genetically diabetic pigs

Autoren: Johanna Pilz (1,2,3), Nicol Gloddek (1,2,3), Felix Lindheimer (4), Magdalena J. Lindner (4), Daniel Puhr-Westerheide (5), Muzzafer Ümütlü (5), Clemens Cyran (5), Max Seidensticker (5), Richard Lindner (1,2,3), Martin Kraetzl (1,2,3), Simone Renner (1,2,3), Daphne Merkus (6), Daniel Teupser (7), Peter Bartenstein (4), Sibylle I. Ziegler (4), Eckhard Wolf (1,2,3), Elisabeth Kemter (1,2,3)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Molekulare Tierzucht und Biotechnologie, Tierärztliche Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München (LMU), Feodor-Lynen Straße 25, 81377 München, (2) Center for Innovative Medical Models, Tierärztliche Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München (LMU), München, (3) Deutsches Zentrum für Diabetesforschung (DZD), Neuherberg, (4) Klinik für Nuklearmedizin, Klinikum der Universität München, Ludwig-Maximilians-Universität München (LMU), München, (5) Klinik und Poliklinik für Radiologie, Klinikum der Universität München, Ludwig-Maximilians-Universität München (LMU), München, (6) Walter Brendel Zentrum für Experimentelle Medizin (WBex), Klinikum der Universität München, Ludwig-Maximilians-Universität München (LMU), München, (7) Institut für Laboratoriumsmedizin, Klinikum der Universität München, Ludwig-Maximilians-Universität München (LMU), München

Zeitschrift: American Journal of Transplantation 2024; DOI: https://doi.org/10.1016/j.ajt.2024.02.026

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5669

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern, München, unter der Nummer ROB-55.2-2532.Vet_02-16-100 genehmigt. Es werden genetisch veränderte Mäuse eingesetzt, die an der Technischen Universität München gezüchtet und gehalten werden. Die genetischen Veränderungen führen dazu, dass sich Immunzellen der Tiere gegen die bestimmte Nervenzellen umhüllende Myelinschicht richtet. Dies führt bei etwa der Hälfte der Tiere zu Entzündungen des Sehnervs und des Rückenmarks. So sollen Symptome der Multiple Sklerose beim Menschen simuliert werden.

Die Mäuse werden täglich gewogen und auf Symptome der Nervenentzündung kontrolliert. Dabei werden sie nach einem Punkteschema bewertet: 0 = keine Symptome, 1 = Schwäche des Schwanzes, 2 = Störung der Bewegungskoordination und Schwäche der Hinterbeine, 3 = hochgradige unvollständige Lähmung der Hinterbeine, 4 = zusätzliche unvollständige Lähmung der Vorderbeine, 5 = im Sterbeprozess befindlich. Ab einem Wert von 3 Punkten erhalten die Mäuse eingeweichte Haferflocken, um den Tieren die Nahrungsaufnahme zu erleichtern. Tiere, die einen Punktewert von 4,5 erreichen, das entspricht der Lähmung aller vier Gliedmaße, oder aber seit über 24 Stunden den Wert 4 haben, werden auf nicht genannte Art getötet.

In einem ersten Versuch werden Mäuse mit einem Wert von über 3 Punkten einbezogen, also Tiere, mit mindestens gelähmten Hinterbeinen. Die Tiere werden getötet, vermutlich unter Narkose, indem ihnen eine Flüssigkeit ins Herz gepumpt wird. Lymphknoten und Rückenmark werden entnommen und untersucht. In einem zweiten Versuch werden Mäuse, ebenfalls mit einem Wert von über 3 Punkten, zunächst in Narkose versetzt und ihnen wird Rückenmarksflüssigkeit entnommen, dann werden sie getötet. Es wird Blut aus ihren Herzen genommen und durch eine Nadel eiskalte Flüssigkeit in ihr Herz gepumpt, die das Gefäßsystem durchspült und das Blut verdrängt. Dann werden Lymphknoten, Rückenmark und Milz entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Europäische Kommission, die Hertie-Stiftung und die National Multiple Sclerosis Society (USA) gefördert.

Bereich: Multiple-Sklerose-Forschung

Originaltitel: Single-cell profiling indicates a proinflammatory role of meningeal ectopic lymphoid tissue in experimental autoimmune encephalomyelitis

Autoren: Jolien Diddens (1), Gildas Lepennetier (1), Verena Friedrich (1), Monika Schmidt (1), Rosa M. Brand (1), Tanya Georgieva (1), Bernhard Hemmer (1), Klaus Lehmann-Horn (1,2)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Neurologie, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, Ismaninger Straße 22, 81675 München, (2) Munich Cluster of Systems Neurology (SyNergy), München

Zeitschrift: Neurology Neuroimmunology & Neuroinflammation 2024; 11(1): e200185

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5668

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB- 55.2-2532.Vet_02-17-138 genehmigt. Ein Teil der Mäuse stammt aus der Versuchstierzucht Envigo. Weitere genetisch veränderte Mäuse stammen aus der Zucht des Instituts für Medizinische Mikrobiologie, Immunologie und Hygiene der Technischen Universität München.

In einem Versuchsteil werden Mäuse, die genetisch so verändert sind, dass ihnen bestimmte Immunzellen fehlen, mit einer Dosis von 5 Gray radioaktiv bestrahlt. Am nächsten Tag wird den Tieren eine Mischung aus zwei verschiedenen Milzzellen injiziert. Die Milzzellen wurden zuvor aus der Milz anderer Mäuse gewonnen und durch Infektion mit Viren so verändert, dass sie an bestimmte Strukturen an Zelloberflächen binden können. Den Mäusen wird 3 und 6 Tage nach der Zellinjektion Blut aus einer Schwanzvene entnommen. Zehn Tage nach der Injektion der Milzzellen werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet, Knochenmark, Milz und Lymphknoten werden entnommen und untersucht.

Im anderen Versuchsteil werden Mäuse mit intaktem Immunsystem ebenfalls mit 5 Gray bestrahlt. Dann wird ihnen eine der Milzzell-Arten injiziert. 27 Tage später werden die Mäuse in verschiedene Gruppen eingeteilt. Ein Teil der Tiere wird mit einer Dosis von 2 Gray bestrahlt. Am nächsten Tag erhalten die Tiere eine Injektion von veränderten Milzzellen. Diese Milzzellen greifen antikörperproduzierende Zellen im Blut der Mäuse an und führen so zu einem Mangel an diesen Zellen. Einer Gruppe Mäuse wird der therapeutische Antikörper Cetuximab in die Bauchhöhle gespritzt. Den Mäusen wird zu verschiedenen Zeitpunkten Blut aus einer Schwanzvene entnommen. 65 oder 82 Tage nach der ersten Milzzell-Injektion werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet, Knochenmark, Milz und Lymphknoten werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Immunologie

Originaltitel: A chimeric antigen receptor-based cellular safeguard mechanism for selective in vivo depletion of engineered T cells

Autoren: Mortimer Svec (1), Sarah Dötsch (1), Linda Warmuth (1), Manuel Trebo (1), Simon Fräßle (1), Stanley R. Riddell (2), Ulrich Jäger (3), Elvira D’Ippolito (1), Dirk H. Busch (1)*

Institute: (1) Institut für Medizinische Mikrobiologie, Immunologie und Hygiene, Technische Universität München, Trogerstraße 30, 81675 München, (2) Translational Sciences and Therapeutics, Fred Hutchinson Cancer Research Center, Seattle, USA, (3) Klinische Abteilung für Hämatologie und Hämostaseologie, Universitätsklinik für Innere Medizin I, Medizinische Universität Wien, Wien, Österreich

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2023; 14: 1268698

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5667

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB 55.2-2532.Vet_02-18-82 genehmigt.

Die Schweine werden narkotisiert und künstlich beatmet. Das Gehirn der Tiere wird mit bildgebenden Verfahren untersucht.

Sieben bis 13 Tage nach dieser Untersuchung werden die Schweine erneut narkotisiert und künstlich beatmet und ihr Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Die Kopfhaut wird eingeschnitten und es werden Löcher in den Schädel gebohrt, durch die eine 25 cm lange Nadeln in das Gehirn eingeführt wird. Durch die Nadel wird bei zwei Gruppen von Schweinen entweder eine Chemikalie, die die Schutzhülle bestimmter Nervenzellen zerstört, oder eine wässrige Lösung über einen Zeitraum von 50 Minuten in das Gehirn injiziert. Pro Gehirnhälfte werden an zwei Positionen die Flüssigkeiten in das Gehirn gespritzt. Dieser Eingriff, der etwa 3 Stunden dauert, wird im Abstand ca. 10 Tagen noch zweimal wiederholt, wobei die Flüssigkeiten an anderen Positionen in das Gehirn gespritzt werden.

Nach den zweiten Injektionen und 7 bis 13 Tage nach den letzten Injektionen werden die Schweine erneut narkotisiert und ihr Gehirn wird mit bildgebenden Verfahren untersucht. Vor Versuchsbeginn und während der Versuchsdauer werden die Schweine täglich durch einen Tierarzt begutachtet. Bei Auftreten von neurologischen Symptomen werden die Schweine getötet.

Es ist ursprünglich geplant, bei den 9 Schweinen 108 Läsionen hervorzurufen und zu untersuchen. Bei 9 Schweinen entspricht dies 12 Läsionen im Gehirn jedes Tieres. Es wird angegeben, dass 28 Läsionen nicht untersucht werden können, weil die Tiere aufgrund der Entwicklung neurologischer Symptome vor Ende des Versuchs getötet werden. Dies entspricht einer Anzahl von mindestens 3 Tieren, die genaue Anzahl wird nicht genannt. Weitere 20 Läsionen, können nicht ausgewertet werden, weil die Tiere zu große Blutungen im Gehirn aufweisen; dies entspricht mindestens 2 Tieren. Weitere Läsionen können nicht ausgewertet werden, weil die diagnostischen Methoden nicht im ausreichenden Umfang für alle Schweine zur Verfügung stehen. Ein bis sieben Tage nach der letzten Untersuchung mit einem bildgebenden Verfahren werden die überlebenden Schweine in Narkose durch Spritzen einer Überdosis Narkosemittel getötet und ihre Gehirne entnommen und untersucht. Dieser zeitliche Abstand zwischen Bildgebung und Tötung ist nötig, weil beim letzten bildgebenden Verfahren ein radioaktiver Marker verwendet wurde, wodurch eine Untersuchung des Gehirns direkt nach der Bildgebung für die Untersucher eine Gefahr darstellen würde. Proben aus dem Gehirn der Schweine werden mit denen von Patienten mit Multipler Sklerose verglichen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert. Die Autoren wurden außerdem durch das National Institute of Health (USA), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Bayerische Staatsministerium für Wissenschaft und Kunst und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Multiple-Sklerose-Forschung, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Validating a minipig model of reversible cerebral demyelination using human diagnostic modalities and electron microscopy

Autoren: Mihai Anc?u (1,2,15), Goutam Kumar Tanti (1), Vicki Marie Butenschoen (3), Jens Gempt (3,4), Igor Yakushev (5), Stephan Nekolla (5), Mark Mühlau (1), Christian Scheunemann (6,7), Sebastian Heininger (6,7), Benjamin Löwe (6,7), Erik Löwe (6,7), Silke Baer (8), Johannes Fischer (8), Judith Reiser (8), Sai S. Ayachit (1,9), Friederike Liesche-Starnecker (10,11), Jürgen Schlegel (10), Kaspar Matiasek (12), Martina Schifferer (2,13), Jan S. Kirschke (14), Thomas Misgeld (2,13,15), Tim Lueth (6,7), Bernhard Hemmer (1,2)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Neurologie, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, Ismaninger Straße 22, 81675 München, (2) Munich Cluster for Systems Neurology (SyNergy), München, (3) Neurochirurgische Klinik und Poliklinik, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, München, (4) Klinik für Neurochirurgie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (5) Klinik und Poliklinik für Nuklearmedizin, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, München, (6) Lehrstuhl für Mikrotechnik und Medizingerätetechnik, Technische Universität München, Garching, (7) Ergosurg GmbH, Ismaning, (8) Zentrum für Präklinische Forschung, Technische Universität München, München, (9) Graduate School of Systemic Neurosciences, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (10) Fachgebiet für Neuropathologie, Institut für Pathologie, Technische Universität München, München, (11) Institut für Pathologie und Molekulare Diagnostik, Universitätsklinikum Augsburg, Augsburg, (12) Klinische und vergleichende Neuropathologie, Zentrum für Klinische Tiermedizin, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (13) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), München, (14) Institut für Neuroradiologie, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, München, (15) Institut für Zellbiologie des Nervensystems, Technische Universität München, München

Zeitschrift: eBioMedicine 2024; 100: 104982

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5666

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei, Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer TVV 7331.3–1.075/18 genehmigt. Die Ratten sind männlich und werden bei der Versuchstierzucht Charles River Laboratories in Deutschland gekauft.

Bei 17 der Ratten wird in Narkose der Kopf in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen gespannt und das Nervengift Oxidopamin in die rechte Gehirnseite gespritzt, wozu der Schädel geöffnet werden muss. Wie dies geschieht, wird nicht näher beschrieben. Durch das Nervengift werden Dopamin-produzierende Hirnzellen geschädigt und so ein an Parkinson erinnernder Zustand hervorgerufen. Die restlichen Ratten erhalten kein Nervengift.

Zwei und 4 Wochen nach der Schädigung des Gehirns wird den Ratten der bei Menschen mit Parkinson eingesetzte Wirkstoff Apomorphin verabreicht. Für 40 Minuten wird beobachtet, wie oft sich die Ratten im Kreis drehen.

Einen Tag nach dem letzten Test werden alle Ratten in Narkose versetzt. In eine bestimmte Region in der rechten Hirnhälfte der Ratten werden Elektroden implantiert. Dafür ist wieder eine Öffnung des Schädels nötig, die nicht genauer beschrieben wird.

Eine Woche später werden die Elektroden mit einem Hochfrequenz-Stimulator verbunden, welcher von den Ratten in einem speziellen „Nager-Rucksack“ auf dem Rücken getragen werden. Über die Elektroden werden die Hirnzellen der Ratten für eine Woche stimuliert.

Drei der Tiere werden vorzeitig aus dem Versuch genommen, weil die Schädigung des Gehirns mit dem Nervengift nicht „erfolgreich“ war oder die Elektroden nicht wie gewünscht positioniert wurden. Vermutlich werden die Tiere getötet. Dann werden die verbleibenden Ratten erneut in Narkose versetzt. Ihr Brustkorb wird aufgeschnitten und eine Nadel in ihr Herz gestochen, über die eine Salzlösung in das Gefäßsystem der Tiere gepumpt wird. Durch die Verdrängung des Blutes sterben die Ratten. Das Gehirn der Tiere wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Universitätsmedizin Rostock gefördert.

Bereich: Parkinson-Forschung

Originaltitel: Subthalamic nucleus deep brain stimulation does not alter growth factor expression in a rat model of stable dopaminergic deficiency

Autoren: Meike Statz (1), Frederike Schleuter (1), Hanna Weber (1), Maria Kober (1), Franz Plocksties (2), Dirk Timmermann (2), Alexander Storch (1,3), Mareike Fauser (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Neurologie, Universitätsmedizin Rostock, Gehlsheimer Str. 20, 18147 Rostock, (2) Institut für Angewandte Mikroelektronik und Datentechnik, Universität Rostock, Rostock, (3) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Standort Rostock/Greifswald, Rostock

Zeitschrift: Neuroscience Letters 2023; 814: 137459

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5665