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Dokument 1

Titel: Die Blockierung von P2X7 durch Injektion von P2X7-spezifischen Nanokörpern in den Hirnventrikel reduziert Schlaganfall-Schäden
Hintergrund: Es soll herausgefunden werden, ob spezielle Nanokörper die Gewebeschäden nach einem Schlaganfall reduzieren können.
Tiere: 91 Mäuse (mindestens)
Jahr: 2022

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Behörde für Justiz und Verbraucherschutz Hamburg unter der Nummer (006/2018) genehmigt. Ein Teil der 12-18 Wochen alten männlichen Mäuse stammt von der Zuchtfirma Charles River (Bar Harbor, ME, USA). Weitere Mäuse mit einem durch Genmanipulation hervorgerufenen Gendefekt werden gezüchtet (vermutlich vor Ort in Hamburg). Den Tieren fehlt ein Rezeptor für ein bestimmtes Protein, das bei der Entstehung von Gewebeschäden nach einem Schlaganfall eine Rolle spielen soll. Die Mäuse werden über mindestens 8 Generationen mit nicht genmanipulierten „Wildtyp-Mäusen“ gekreuzt. Für das Experiment werden sowohl Nachkommen dieser Zuchten verwendet, die den Gendefekt aufweisen als auch ihre gesunden Geschwister. Narkotisierten Mäusen (mit und ohne Gendefekt) wird die Haut an einer Seite des Halses aufgeschnitten. Es wird eine „temporärer Verschluss der Mittleren Hirnarterie (tMCAO) durchgeführt. Für Details wird auf ältere Arbeiten verwiesen. Dabei werden zwei Arterien, die den Kopf mit Blut versorgen, abgebunden. Es wird ein Schnitt in eine Arterie gemacht und ein Faden wird eingeführt. Dieser wird bis zur mittleren Hirnarterie geschoben, wo das Blutgefäß so dünn ist, dass der Faden es verstopft. So soll ein Schlaganfall simuliert werden. Mit einem Laser-Doppler wird geprüft, ob die Hirnarterie vollständig verstopft ist. Mäuse mit weniger als 80%-Verstopfungsrate werden aus dem Versuch genommen, d.h. sehr wahrscheinlich getötet. Nach 40 Minuten wird der Faden entfernt, so dass das Gehirn wieder durchblutet wird. Das Ausmaß der Schädigung des Hirngewebes wird mit einem Magnetresonanztomographen für kleine Tiere bestimmt. Bei einem Teil der Mäuse wird unter Narkose der Kopf in einen stereotaktischen Apparat eingespannt und es wird ein Loch in den Schädelknochen gebohrt. Durch das Loch werden bestimmte Nanokörper direkt in das Gehirn injiziert. Weitere Mäuse erhalten die Nanokörper in eine Vene injiziert. Den Tieren wird der Farbstoff Luciferin 3 Stunden vor und einen Tag nach dem künstlich ausgelösten Schlaganfall in die Bauchhöhle gespritzt. 24 Stunden nach dem künstlich ausgelösten Schlaganfall werden alle Mäuse getötet, indem ihnen unter Narkose das Konservierungsmittel Formalin ins Herz gespritzt wird. Die Gehirne werden feingeweblich untersucht. Die Arbeit wurde unterstützt durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, Hermann und Lilly Schilling Stiftung, die Else-Kröner-Stiftung und Italian Association for Cancer Research.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Blocking P2X7 by intracerebroventricular injection of P2X7 specific nanobodies reduces stroke lesions

Autoren: Maximilian Wilmes (1), Carolina Pinto Espinoza (1,2), Peter Ludewig (1), Joschi Stabernack (1), Arthur Liesz (3,5), Annette Nicke (4), Mathias Gelderblom (1), Christian Gerloff (1), Simonetta Falzoni (6), Eva Tolosa (2), Francesco Di Virgilio (6), Björn Rissiek (1), Nikolaus Plesnilla (3), Friedrich Koch-Nolte (2), Tim Magnus (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Neurologie, Universitätsklinikum Eppendorf (UKE) Hamburg, Martinistr. 52, 20251 Hamburg, (2) Institut für Immunologie, Universitätsklinikum Eppendorf (UKE) Hamburg, (3) Institut für Schlaganfall- und Demenzforschung, Universitätsklinikum München, München, (4) SyNergy Cluster for Systems Neurology, München, (5) Walther Straub Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (6) Department of Medical Sciences, University of Ferrara, Ferrara, Italien

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2022; 19: 256

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5642



Dokument 2

Titel: Verbrühungsmodelle mit Mäusen charakterisieren die Rolle von Neutrophilen und der neutrophilen extrazellulären Falle bei schweren Verbrennungen
Hintergrund: Es werden ein Protokoll für ein „Modell“ für großflächige Verbrühungen erarbeitet und die Entzündungsreaktionen nach unterschiedlich langen Verbrühungszeiten analysiert.
Tiere: 30 Mäuse
Jahr: 2023

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Behörde für Justiz und Verbraucherschutz Hamburg unter der Nummer (N065/2020) genehmigt. Die Herkunft der männlichen Mäuse wird nicht erwähnt. Die Mäuse erhalten zwei Tage lang ein Schmerzmittel ins Trinkwasser. Dann werden die Tiere narkotisiert und ihr Rücken wird großflächig geschoren. Entlang der Wirbelsäule wird 1 ml Kochsalzlösung injiziert, die das Rückenmark bei der Verbrühung schützen soll. Die Tiere erhalten ein Protein in die Bauchhöhle gespritzt, das die Bildung von Blutzellen anregen soll sowie ein Schmerzmittel. Dann werden die Tiere rücklings in ein Kunststoffgestell gelegt und ihr Rücken wird in kochendes (98°C) Wasser getaucht. Die verbrühte Hautfläche beträgt 5 x 2,5 cm, was 20-25% der Gesamthautfläche einer Maus beträgt. Die Dauer der Verbrühung variiert je nach Gruppe. Je 5 Mäuse werden für 4, 6 oder 7 Sekunden eingetaucht, eine Gruppe von 5 Mäusen wird als Kontrolle nicht verbrüht. Eine weitere Gruppe von 2 Mäusen wird für 10 Sekunden eingetaucht. Diese Tiere sterben innerhalb von 9 Stunden, weswegen keine weiteren Mäuse über diesen Zeitraum verbrüht werden. Die Mäuse, die 4 oder 6 Sekunden verbrüht wurden, überleben den Untersuchungszeitraum von 72 Stunden. Sie werden nach 72 Stunden betäubt und durch Genickbruch getötet. 4 der 5 Mäuse mit einer Verbrühungszeit von 7 Sekunden sterben innerhalb von 72 Stunden unterschiedlich schnell. Die überlebende Maus wird am Versuchsende getötet. Es werden weitere 8 Tiere der 7-Sekunden-Verbrühung ausgesetzt, die nach 24 Stunden getötet werden. Bei allen gestorbenen und getöteten Mäusen werden Haut-, Lungen- und Leberproben zur Analyse entnommen. Die Arbeit wurde durch die Georg & Jürgen Rickertsen Stiftung und die Werner Otto Stiftung finanziell unterstützt

Bereich: Pathophysiologie, Wundheilung, Immunologie

Originaltitel: Murine scald models characterize the role of neutrophils and neutrophil extracellular traps in severe burns

Autoren: Julia Elrod (1,2)*, Moritz Lenz (2), Antonia Kiwit (2), Lina Armbrust (2), Lavinia Schönfeld (2), Konrad Reinshagen (2), Laia Pagerols Raluy (2), Christoph Mohr1, Ceren Saygi (3), Malik Alawi (3), Holger Rohde (4), Martin Herrmann (1,5,6), Michael Boettcher (1,2)

Institute: (1) Universitätsklinik für Jugend- und Kinderchirurgie, Universitätsklinikum Mannheim, Universität Heidelberg, (2)* Kinderchirurgie, Universitätsklinikum Eppendorf (UKE) Hamburg, Martinistr. 52, 20251 Hamburg, (3) Zentrum für Bioinformatik, Universitätsklinikum Eppendorf, Hamburg, (4) Institut für Medizinische Mikrobiologie, Virologie und Hygiene, Universitätsklinikum Eppendorf, Hamburg, (5) Medizinische Abteilung, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg und Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (6) Deutsches Zentrum Immuntherapie DZI, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg und Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2023: 10.3389/fimmu.2023.1113948

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5641



Dokument 3

Titel: Regional veränderte Immunsignale des Surfactant-Protein-G sowie der gefäß- und Nicht-Gefäß-Elemente der neurovaskulären Einheit nach experimenteller zentraler Mangeldurchblutung des Gehirns bei Mäusen, Ratten und Schafen
Hintergrund: Untersuchung der Rolle eines bestimmten Proteins im Hirngewebe von Mäusen, Ratten und Schafen mit einem künstlich ausgelösten Schlaganfall.
Tiere: 34 Tiere verschiedener Arten (mehr als 28 Mäuse, 4 Ratten und 2 Schafe)
Jahr: 2022

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Leipzig unter den Nummern TVV 02/17 und TVV 56/15 genehmigt. Die Mäuse und Ratten stammen von der Zuchtfirma Charles River, Sulzfeld, die Schafe vom Lehr- und Versuchsgut der Veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig.

Bei Mäusen, Ratten und Schafen wird auf folgende Weise ein künstlicher Schlaganfall ausgelöst: Bei den Mäusen wird unter Narkose der Hals an der rechten Seite aufgeschnitten. Die Halsschlagader wird eingeschnitten und ein Faden wird eingefädelt und bis ins Gehirn geschoben. Hier ist das Blutgefäß so dünn, dass es durch den Faden verstopft wird. Der Faden wird in dieser Position belassen und die Wunde vernäht. Bei den Ratten wird ebenfalls die rechte Halsschlagader aufgeschnitten und ein Schlauch eingeführt und bis zu einem das Gehirn versorgenden Gefäß vorgeschoben. Dann wird über den Schlauch ein Blutgerinnsel ins Gefäß gespritzt, wodurch dieses verstopft. Das Gerinnsel ist von einer Ratte, es wird aber nicht erwähnt, wie es gewonnen wird. Der Schlauch wird entfernt und die Wunde vernäht. Bei den Schafen wird unter Narkose der Schädelknochen am Schläfenbein aufgebohrt. Die harte Hirnhaut wird eingeschnitten und die mittlere Hirnarterie wird mit einer Klemme abgeklemmt, durch die elektrischer Strom geleitet wird. Das Gewebe wird dadurch zerstört, wodurch das Blutgefäß verstopft wird.

Das „erfolgreiche“ Erzielen des Schlaganfalls wird bei den Mäusen und Ratten durch die Beobachtung neurologischer Defizite (z.B. im Kreis drehen) nachgewiesen. Bei den Schafen wird zur Bestätigung des Verschlusses der Hirnarterie ein bildgebendes Verfahren eingesetzt. Jeweils einige Mäuse werden 4, 24 oder 72 Stunden nach der Operation getötet, die Ratten nach 24 Stunden und die Schafe nach 2 Wochen. Die Tötungsart wird nicht genannt. Das Hirngewebe wird in Scheiben geschnitten und untersucht.

Die Arbeit wurde durch den Europäischen Sozialfonds und die Deutsche Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Regionally altered immunosignals of surfactant protein-G vascular and non-vascular elements of the neurovascular unit after experimental focal cerebral ischemia in mice, rats, and sheep

Autoren: Dominik Michalski (1)*, Willi Reimann (1,2), Emma Spielvogel (1,2), Bianca Mages (3), Bernd Biedermann (2), Henryk Barthel (4), Björn Nitzsche (4,5), Stefan Schob (6), Wolfgang Härtig (2)

Institute: Klinik und Poliklinik für Neurologie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (2) Paul-Flechsig-Institut für Hirnforschung, Universität Leipzig, Leipzig, (3) Institut für Anatomie, Universität Leipzig, Leipzig, (4) Klinik und Poliklinik für Nuklearmedizin, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (5) Veterinär-Anatomisches Institut, Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig, Leipzig, (6) Neuroradiologie, Universitätsklinikum Halle, Halle (Saale)

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2022; 23(11): doi: 10.3390/ijms23115875.

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5640



Dokument 4

Titel: Mesenchymale Stromazellen mildern den Leberschaden nach einer ausgedehnten Resektion beim Schwein, indem sie Thrombospondin-1/TGF-beta regulieren
Hintergrund: In vorherigen Versuchen an Schweinen wurde herausgefunden, dass die Injektion von menschlichen Knochenmarkszellen den Leberschaden nach Leber-Teilentfernung mildern kann. Hier soll ergründet werden, warum das so ist.
Tiere: 9 Tiere verschiedener Arten (9 Schweine, unbekannte Anzahl Mäuse)
Jahr: 2021

Versuchsbeschreibung: Die Genehmigungen der Experimente erfolgen durch eine nicht genannte Behörde in Sachsen unter der Nummer TVV39/13 (Schweine) und TVV15/16 (Mäuse).

Die Schweine der Rasse „Deutsche Landrasse“ stammen von der Firma Kitzen in Pegau. Die Tiere sind männlich und wiegen 25-30 kg. Bei diesem Gewicht sind Schweine der Landrasse gewöhnlich 8-9 Wochen alt, also noch Ferkel. Im Paper werden die Tiere als „adult“, also „erwachsen“ bezeichnet.

Die 9 Schweine werden in 3 Gruppen zu je 3 Tieren eingeteilt. An einer Stelle ist von 3 + 4 + 4 Schweinen die Rede. Zwei Gruppen Schweine werden unter Narkose operiert. Der Bauch wird aufgeschnitten und 70% der Leber werden herausgeschnitten. Dabei erhalten 3 Schweine eine Lösung mit bestimmten menschlichen Knochenmarkszellen in die Blutbahn infundiert. Die Knochenmarkszellen stammen aus Abfall aus Knie- oder Hüftoperationen. 3 Schweine erhalten eine zellfreie Kochsalzlösung. Die dritte Gruppe Schweine wird „scheinoperiert“, d.h., der Bauch wird aufgeschnitten, aber die Leber wird intakt gelassen. Der Bauch aller Tiere wird verschlossen, die Tiere erhalten Schmerzmittel und sie werden in den nächsten 24 Stunden beobachtet. Nach 24 Stunden werden die Schweine durch Injektion in Kaliumchlorid in die Blutbahn getötet. Die Lungen und der Leberrest werden herausgeschnitten und untersucht.

Die Herkunft der Mäuse wird nicht erwähnt. Es werden immundefiziente Tiere verwendet, d.h. sie haben ein geschwächtes Abwehrsystem. Die Mäuse sind männlich und 12 Wochen alt. Ihnen werden Leberzellen entnommen. Wie genau dies erfolgt, ist aus der aktuellen Studie und einer früheren Studie, auf die verwiesen wird, nicht zu ersehen. Auch wird nicht erwähnt, was mit den Mäusen im Anschluss geschieht. Vermutlich werden sie getötet.

Die Arbeit wurde unterstützt durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft und der Medizinischen Fakultät der Universität Leipzig

Bereich: Transplantationsmedizin

Originaltitel: Mesenchymal stromal cells mitigate liver damage after extended resection in the pig by modulating thrombospondin-1/TGF-beta

Autoren: Sandra Nickel (1,2), Sebastian Vlaic (3,4), Madlen Christ (1), Kristin Schubert (5), Reinhard Henschler (6), Franziska Tautenhahn (1), Caroline Burger (1), Hagen Kühne (1), Silvio Erler (7), Andreas Roth (8), Christiane Wild (1), Janine Brach (1), Seddik Hammad (9,10), Claudia Gittel (11), Manja Baunack (11), Undine Lange (1), Johannes Broschewitz (1), Peggy Stock (1), Isabella Metelmann (1), Michael Bartels (1,15), Uta-Carolin Pietsch (12), Sebastian Krämer (1), Uwe Eichfeld (1), Martin von Bergen (5,13), Steven Dooley (5,13), Hans-Michael Tautenhahn, (9), Bruno Christ (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Viszerale, Transplantations-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (2) Klinik für Allgemeine, Viszeral- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Jena, Jena, (3) Systembiologie und Bioinformatik, Leibniz-Institut für Naturstoffforschung und Infektionsbiologie – Hans-Knöll-Institut (HKI), Jena, (4) Lehrstuhl für Bioinformatik, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena, (5) Molekulare Systembiologie, Helmholtz-Zentrum für Umweltforschung UFZ, Leipzig, (6) Institut für Transfusionsmedizin, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (7) Institut für Biologie, Gruppe Tierökologie, Martin-Luther-Universität Halle, Halle/Saale, (8) Klinik und Poliklinik für Orthopädie, Unfallchirurgie und Plastische Chirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (9) Medizinische Klinik II, Molekulare Hepatologie, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Heidelberg, (10) Faculty of Veterinary Medicine, Department of Forensic and Toxicology, South valley University, Qena, Ägypten, (11) Klinik für Großtiere, Universität Leipzig, Leipzig, (12) Klinik für Anästhesiologie und Intensivmedizin, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (13) Institut für Biochemie, Universität Leipzig, Leipzig, (14) Forschungsprogramm „Else Kröner-Forschungskolleg AntiAge“, Universitätklinikum Jena, Jena

Zeitschrift: Npj Regenerative Medicine 2021; 6(84): https://doi.org/10.1038/s41536-021-00194-4

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5639



Dokument 5

Titel: Menschliche mesenchymale Stromazellen lösen die Fettlast auf in einer durch fettreiche Ernährung verursachten nicht-alkoholische Steatohepatitis bei Mäusen durch Mitochondrienspende
Hintergrund: Es soll ergründet werden, ob menschliche Knochenmarkszellen, eine künstlich ausgelöste nicht-alkoholische Fettleber bei Mäusen beheben kann.
Tiere: 21 Mäuse (mindestens)
Jahr: 2022

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde in Sachsen unter der Nummer TVV_54_16 genehmigt. Es werden Mäuse einer Zuchtlinie verwendet, die aufgrund einer Genmutation immundefizient sind, d.h. ein geschwächtes körpereigenes Abwehrsystem haben. Sie werden vom „Versuchstier“züchter Taconic (Ejby, Dänemark) gekauft. Die Tiere sind männlich und zu Beginn der Experimente 12-16 Wochen alt.

Einem Teil der Mäuse wird fettreiches Futter gegeben, die anderen Tiere erhalten ein Standardfutter. Dadurch soll eine sogenannte nicht-alkoholische Fettleber hervorgerufen werden. Ursachen beim Menschen sind vor allem Übergewicht, Bewegungsmangel und ungesunde Ernährung mit zu viel Zucker.

21 Wochen nach Beginn der Fütterung wird unter Narkose der Bauch der Tiere aufgeschnitten und ein Drittel der Leber herausgeschnitten. Jeweils einem Teil der fettreich und normal gefütterten Mäuse werden menschliche Knochenmarkszellen in die Milz injiziert, die als Abfall aus Knie- oder Hüftoperationen angefallen sind. Da die Mäuse ein vermindertes Immunsystem haben, stoßen sie die fremden Zellen nicht ab. Einige Mäuse erhalten stattdessen zum Vergleich eine zellfreie Pufferlösung. Die spezifische Fütterung wird für weitere 7 Tage aufrechterhalten. Dann werden die Tiere auf nicht genannte Weise „geopfert“, also getötet. Die Lebern werden in Scheiben geschnitten und feingeweblich untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, die Loewe/Druid Flex Funds und die von-Behring-Röntgen Foundation unterstützt.

Bereich: Leberforschung, Innere Medizin

Originaltitel: Human mesenchymal stromal cells resolve lipid load in high fat diet-induced non- alcoholic steatohepatitis in mice by mitochondria donation

Autoren: Sandra Nickel (1,2), Madlen Christ (1), Sandra Schmidt (1), Joanna Kosacka (1), Hagen Kühne (1), Martin Roderfeld (3), Thomas Longerich (4), Lysann Tietze (1), Ina Bosse (1), Mei-Ju Hsu (1), Peggy Stock (1), Elke Roeb (3), Bruno Christ (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Viszerale, Transplantations-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (2) Klinik für Allgemeine, Viszeral- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Jena, Jena, (3) Klinik für Gastroenterologie, Justus-Liebig-Universität, Gießen, (4) Institut für Pathologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Cells 2022; 11: 1829

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5638



Dokument 6

Titel: Einfluss einer Transplantation von nicht-vaskularisiertem Fettgewebe auf dessen genetisches Profil
Hintergrund: Die Transplantation von körpereigenem Fettgewebe ist in der kosmetischen Chirurgie Standard. Hier wird an Mäusen mit implantierter Rückenhautkammer untersucht, wie sich die Verpflanzung auf die Genaktivitäten des transplantierten Fettgewebes auswirkt.
Tiere: 22 Mäuse
Jahr: 2021

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer 01/16 genehmigt. Die Mäuse stammen aus der Zucht der Tierlaboratorien der Universität Leipzig. Die Versuche finden im Medizinisch-Experimentellen Zentrum des Universitätsklinikums Leipzig statt. Es werden weibliche Tiere der Inzuchtlinie C57BL/6N im Alter von etwa 11 Wochen verwendet. Weibliche Tiere werden gewählt, weil sich eher Frauen als Männer einem Lipofilling (Eigenfetttransplantation) unterziehen.

Vier Mäusen wird Fettgewebe entnommen. Wie und an welcher Stelle des Körpers wird nicht erwähnt, ebenso wenig, was mit den Tieren anschließend geschieht. Es ist anzunehmen, dass sie schon bei der Gewebeentnahme getötet werden. Im Fettgewebe wird die Genexpression untersucht, also die Aktivierung von Genen.

Bei 18 Mäusen wird eine sogenannte Rückenhautkammer auf dem geschorenen Rücken implantiert. Dabei handelt es sich um zwei Titanrahmen, zwischen die die extrem gespannte Rückenhaut wie bei einem Sandwich geklemmt wird. Die Rahmen werden miteinander fest verschraubt. Für Details wird auf eine Studie aus dem Jahr 2017 verwiesen. Daraus geht hervor, dass die in Leipzig entwickelte Kammer 3,1 x 2,3 cm groß ist und 2,2 g wiegt. Die Mäuse in dieser Studie wiegen im Durchschnitt 22 g, d.h., die Kammer macht 1/10 des Körpergewichts aus. In den Metallrahmen befindet sich in der Mitte ein Art Fenster, durch das die gespannte Haut am lebenden Tier beobachtet werden kann.

Auf einer Seite werden in dem Fenster Haut und Unterhaut entfernt. An diese Stelle wird ein kleines Stück körpereigenes Fettgewebe transplantiert. An welcher Stelle und auf welche Weise das Fett entnommen wird, wird nicht erwähnt. Sieben Tage nach der Operation werden 9 Tiere durch Genickbruch getötet, die verbleibenden 9 Tiere werden nach 15 Tagen ebenso getötet. Das transplantierte Fettgewebe wird hinsichtlich der Genexpression sowie gewebekundlich untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Else Kröner-Fresenius-Stiftung unterstützt.

Bereich: Kosmetische Chirurgie

Originaltitel: Effects of non-vascularized adipose tissue transplantation on its genetic profile

Autoren: Jeannine S. Schreiter (1)*, L. Olga Kurow (2), Stefan Langer (2), M. Steinert (3), L. Massier (4)

Institute: (1) Klinik am Rosental GmbH Leipzig, Leipzig, (2) Klinik für Orthopädie, Unfallchirurgie und Plastische Chirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (3) Klinik für Thoraxchirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (4) Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (5) Medizinische Klinik III – Endokrinologie, Nephrologie, Rheumatologie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig

Zeitschrift: Taylor & Francis 2021; 10(1): 131-141

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5637



Dokument 7

Titel: Neuartiges Modell zur Untersuchung der Insulintherapie auf die Ausbildung Biofilm-assoziierter Wunden in diabetischen Mäusen
Hintergrund: Von Patienten ist bekannt, dass Diabetiker häufiger unter bakteriellen Infektionen leiden als Menschen mit normalem Blutzuckerspiegel. Hier wird ein „Tiermodell“ entwickelt, um die Gründe dafür zu erforschen.
Tiere: 10 Mäuse
Jahr: 2020

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer 05/19 genehmigt. Es werden weibliche Mäuse einer Zuchtlinie verwendet, die aufgrund einer spontanen Genveränderung im Alter von 4-8 Wochen zu erhöhtem Blutzucker neigt. Die Mäuse stammen aus der „Versuchstier“zucht Charles River, Sulzfeld, und werden einzeln gehalten. Sie sind zu Versuchsbeginn 16 Wochen alt. Die Versuche finden im Medizinisch-Experimentellen Zentrum des Universitätsklinikums Leipzig statt.

Den Tieren wird unter Narkose ein Schnitt in die Bauchhaut gemacht. In eine Tasche unter der Bauchhaut werden mehrere Minipumpe platziert. Die Anzahl der Pumpen richtet sich dabei nach dem Gewicht des einzelnen Tieres. Eine Maus mit einem Gewicht von 50 g erhält 8 Pumpen. Die Haut wird zugenäht.

Anschließend wird eine sogenannte Rückenhautkammer auf dem geschorenen Rücken implantiert. Dabei handelt es sich um zwei Titanrahmen, zwischen die die extrem gespannte Rückenhaut wie bei einem Sandwich geklemmt wird. Die Rahmen werden miteinander verschraubt. Die Rückenhautkammer wiegt 2 g. Die Größe wird hier nicht erwähnt. Die Größe der von dieser Arbeitsgruppe verwendeten Kammern liegt üblicherweise bei 3,1 x 2,3 cm. In den Metallrahmen befindet sich in der Mitte ein Art Fenster, durch das die gespannte Haut am lebenden Tier beobachtet werden kann. Auf der einen Seite wird mit einer Biopsie-Stanze eine 4 mm großes Loch aus der Haut gestanzt. In diese Wunde werden Eiter-Bakterien (Staphylococcus aureus) geträufelt. Dann wird die Wunde mit einem Glasplättchen abgedeckt.

Die Pumpen geben in den folgenden Tagen bei 5 Mäusen kontinuierlich Insulin an das Gewebe ab, bei 5 Mäusen wird kein Insulin abgegeben. Drei und sechs Tage nach der Operation werden die Mäuse mit dem Narkosegas Isofluran betäubt, um die infizierte Wunde in der Rückenhautkammer unter dem Mikroskop zu untersuchen. Einmal täglich wird der Blutzuckerspiegel gemessen, wobei nicht erwähnt wird, wie die Blutprobe entnommen wird. Am 6. Tag nach der Operation werden die Tiere mit einer Überdosis Isofluran getötet. Die Haut im Bereich der Wund wird herausgeschnitten und gewebekundlich untersucht.

Die Studie wurde durch die Firma Mölnlycke Health Care GmbH, Göteborg, Schweden, finanziert.

Bereich: Diabetesforschung, Wundheilung, Chirurgie

Originaltitel: New model in diabetic mice to evaluate the effects of insulin therapy on biofilm development in wounds

Autoren: Jeannine Susanne Schreiter (1)*, Christian Beescho (1), Jagdip Kang (2), Laura Kursawe (3,4), Annette Moter (3,4), Judith Kikhney (3,4), Stefan Langer (1), Fredrik Osla (5), Eric Wellner (5), Olga Kurow (1)

Institute: (1) Klinik für Orthopädie, Unfallchirurgie und Plastische Chirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (2) Herzzentrum Leipzig, Leipzig, (3) MoKi Analytics GmbH, Berlin, (4) Biofilmzentrum, Abteilung für Mikrobiologie, Infektionskrankheiten und Immunologie, Universitätsmedizin, Berlin, (5) Mölnlycke Health Care GmbH, Göteborg, Schweden

Zeitschrift: GMS Interdisciplinary Plastic and Reconstructive Surgery 2020; 9: doi:10.3205/iprs000150

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5636



Dokument 8

Titel: Spiel- und Kitzelreaktionen sind in den lateralen Bereichen der periaquäduktalen grauen Substanz der Ratte lokalisiert
Hintergrund: Ratten bekommen Elektroden ins Gehirn geschoben, um die Bedeutung eines Hirnareals bei der Reaktion auf Kitzeln zu untersuchen.
Tiere: Ratten (Anzahl unbekannt)(sehr viele)
Jahr: 2023

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten deutschen Behörde unter der Nummer G0279/18 und G0072/21 genehmigt. Die männlichen Ratten der Zuchtlinie Long Evans stammen von der Zuchtfirma Janvier und sind bei ihrer Ankunft 3-4 Wochen alt.

Eine Gruppe von Ratten wird in Narkose gelegt und bekommt ein Schmerzmittel unter die Haut gespritzt. Ihr Kopf wird in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen fixiert und ein lokales Betäubungsmittel unter die Schädelhaut gespritzt. Auf beiden Seiten des Kopfes wird eine 7 mm lange Kanüle mit einem Durchmesser von 0,45 mm bis in einen bestimmten Bereich des Gehirns geschoben und mit Acrylkleber und einer Ankerschraube am Schädel fixiert. Am äußeren Ende der Kanüle befindet sich ein Plastikschlauch, der vorübergehend verschlossen wird. Im Anschluss an die Operation bekommen die Tiere 3 Tage lang über das Trinkwasser ein Schmerzmittel und „dürfen sich eine Woche erholen“.

Vor den eigentlichen Versuchen werden die Tiere 5 Tage lang an den Experimentator und die Versuchsumgebung, die aus einer Plastikbox in einem abgedunkelten Raum besteht, gewöhnt. Während der Gewöhnungsphase werden die Ratten verschiedenen sensorischen Reizen ausgesetzt, darunter Kitzeln auf dem Rücken und Bauch sowie Berühren dieser Bereiche. Zusätzlich gibt es spielerische Interaktionen wie das Verfolgen der Hand des Experimentators. Diese Reize werden durch Phasen, in denen die Hand des Experimentators komplett aus der Umgebung genommen wird und solchen, in denen die Hand des Experimentators regungslos am Rand der Umgebung bleibt, unterbrochen. Der Experimentator trägt Baumwollhandschuhe, die während der gesamten Studie nicht gewechselt werden. Tiere, die nicht auf die Reize reagieren, werden bei der Analyse nicht berücksichtigt.

Für die eigentlichen Versuche wird den Ratten, kurz bevor sie in die Versuchsbox gesetzt werden, über den Plastikschlauch entweder Kochsalzlösung, ein lokales Betäubungsmittel oder Muscimol (Gift des Fliegenpilzes) ins Gehirn gespritzt. Anschließend erfolgen für insgesamt 8 Minuten die Interaktionen mit dem Experimentator und die Reaktionen und Laute der Tiere werden mit Kameras Ultraschallmikrofonen aufgezeichnet. Nach den Experimenten werden die Ratten mit einer Überdosis Narkosemittel getötet und ihre Gehirne für weitere Untersuchungen entnommen.

Fünf 6 Wochen alte Ratten werden in Narkose gesetzt und ihr Kopf in einem stereotaktischen Rahmen fixiert. Vom Schädel wird so viel Haut und Unterhaut entfernt, dass der größte Teil der Oberfläche freiliegt. In den freiliegenden Knochen werden zwei Goldschrauben gebohrt und mehrere Schichten Zahnzement auf das Schädeldach aufgetragen, so dass eine flache Vertiefung entsteht. In der Mitte der Vertiefung wird in die Schädeldecke und Hirnhaut ein rechteckiges 1 x 2 mm großes oder ein rundes Loch von 1 mm Durchmesser gebohrt, das freiliegende Hirngewebe mit Agarose bedeckt und darüber eine Mikroelektrodenplatte, die 32 Elektroden enthält, mit Zahnzement am Schädel fixiert. Über der Elektrodenplatte wird eine Kappe befestigt, in der sich Elektronik befindet, die die empfangenen Hirnsignale an einen Computer sendet. Direkt nach der Operation werden die Elektroden 1 – 2 mm tief ins Gehirn geschoben, anschließend täglich mindestens weitere 150 Mikrometer vor jeder Aufzeichnungseinheit. 2-3 Tage nach der Operation beginnen die Aufzeichnungen. Wie viele Versuchstage es gibt, oder ob die Ratten währenddessen ebenfalls die Verhaltensversuche durchlaufen, wird nicht beschrieben. Nach der letzten Aufnahmesitzung werden die Tiere mit 20 % Urethan narkotisiert und die Position der Elektroden im Gehirn markiert, indem über sie 10 Sekunden lang Strom ins Gehirn geleitet wird, so dass das Hirngewebe geschädigt wird. Nicht erwähnt, aber vermutlich werden die Tiere anschließend getötet und das Gehirngewebe für weitere Untersuchungen entnommen.

Bei einer weiteren Gruppe von Ratten wird ebenfalls unter Narkose der Schädel und die Hirnhaut geöffnet, außerdem werden Goldschrauben in den Schädelknochen gebohrt. Direkt über dem Gehirn wird eine Sonde platziert, die mit einer selbstgebauten Halterung am Kopf fixiert wird. Die Sonde wird mit einem Silberdraht mit den Schrauben verbunden und das Kabel mit einer auf dem Kopf der Ratte angebrachten Kappe verbunden, in der sich Elektronik zum Empfang und Versenden der Hirnsignale befindet. Anschließend wird die Sonde etwa 5,5 – 6,5 mm tief ins Hirngewebe vorgeschoben. Das freiliegende Hirngewebe wird mit Silikon abgedeckt und der Halter mit Zahnzement fixiert.

Die Tiere durchlaufen die Verhaltensversuche, während die Hirnsignale aufgezeichnet werden. Zusätzlich werden sie zur Simulierung einer angstauslösenden Umgebung auf eine erhöhte Plattform gesetzt, die von zwei Lampen angestrahlt wird und erneut den Verhaltensversuchen unterzogen. Im Anschluss werden die Ratten getötet, indem sie mit Urethan narkotisiert werden und zunächst Phosphatpuffer, anschließend eine konservierende Flüssigkeit direkt ins Herz gespritzt wird. Das Gehirn wird für weitere Untersuchungen entnommen.

3 Wochen alte Ratten wird unter Narkose beidseits ein sogenannter viraler Vektor direkt in eine bestimmte Hirnregion gespritzt. Dadurch wird dieser Hirnbereich für optische Reize sensibel gemacht. Anschließend werden auf nicht näher beschriebene Weise optische Fasern in eine bestimmte Hirnregion implantiert und mit Schrauben, Klebstoff und Zahnzement am Schädel befestigt. Die Ratten „dürfen sich 1 Woche lang in Einzelkäfigen erholen“, bevor sie mit der Gewöhnung an die Verhaltensexperimente beginnen. Außerdem werden sie ab dann täglich 15 Minuten lang zur Paarung mit einer unbekannten Ratte zusammengesetzt. Während der eigentlichen Versuche sind die Tiere über die an ihrem Kopf befestigten optischen Fasern mit Kabeln verbunden, über die ihr Gehirn einseitig oder beidseitig mit gelbem Licht stimuliert wird. Es erfolgt eine Aufzeichnung des Verhaltens über Kameras und Ultraschallmikrofone, sowohl bei den Versuchen mit dem Experimentator wie auch dem Austausch mit einer fremden Ratte des anderen Geschlechtes. Im Anschluss an die Experimente wird das Gehirn feingeweblich mit einem Mikroskop untersucht. Zwar nicht erwähnt, es ist aber davon auszugehen, dass die Tiere dafür getötet werden.

Die Studie wurde finanziell gefördert von der Humboldt-Universität zu Berlin, dem Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, dem NeuroCure Cluster of Excellence, dem Einstein-Zentrum für Neurowissenschaften Berlin, der Deutschen Forschungsgemeinschaft und dem European Research Council.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Verhaltensforschung

Originaltitel: Play and tickling responses map to the lateral columns of the rat periaqueductal gray

Autoren: Natalie Gloveli (1,3,7), Jean Simonnet (1), Wei Tang (1), Miguel Concha-Miranda (1), Eduard Maier (1,6), Anton Dvorzhak (4), Dietmar Schmitz (1,2,3,4,5), Michael Brecht (1,2,3)*

Institute: (1) Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin, Philippstr. 13, Haus 6, 10115 Berlin, (2) NeuroCure Cluster of Excellence, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (3) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Einstein-Zentrum für Neurowissenschaften, Berlin, (4) Neurowissenschaftliches Forschungszentrum (NWFZ), Berlin Institute of Health, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Freie Universität Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (5) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (6) Abteilung für Neuropeptidforschung in der Psychiatrie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit (ZI), Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Neuron 2023; 111: 1-12

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5635



Dokument 9

Titel: Telemetrische Langzeitbeurteilung der autonomen Funktion bei experimenteller Herzinsuffizienz
Hintergrund: Es soll ein sogenanntes Tiermodell entwickelt werden, mit dem die Rolle des autonomen Nervensystems bei Herzschwäche untersucht werden kann. Dafür wird bei Hunden mit Hilfe eines Herzschrittmachers das Herz zum Rasen gebracht, was eine Herzschwäche nachahmen soll.
Tiere: 6 Hunde (Beagle)
Jahr: 2023

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt, und Verbraucherschutz (LANUV, Nordrhein-Westfalen) in Düsseldorf genehmigt; der Tierschutzbeauftragten von Bayer befürwortet die Versuche. Es werden 6 männliche Beaglehunde mit einem Gewicht von 10 bis 15 kg eingesetzt, die von Marshall BioResources (USA) stammen.

Die Hunde werden narkotisiert und künstlich beatmet. Sie erhalten Schmerzmittel als Infusion. Ein Herzschrittmacher-Kabel wird unter Röntgenkontrolle durch die rechte Halsvene bis in die rechte Herzkammer vorgeschoben und dort verankert. Der Schrittmacher wird zwischen den Schulterblättern unter der Haut vernäht und mit den in der Herzkammer positionierten Elektroden verbunden. Die linke Brustwand der Hunde wird geöffnet und ein Drucksensor wird in die Brustaorta eingeführt. Ein zweiter Katheter wird in die linke Herzkammer eingeführt und zwei Kabel werden auf dem Herzbeutel festgenäht. Nach der Operation erhalten die Hunde 10 Tage lang Antibiotika und Schmerzmittel oral verabreicht. Zusätzlich wird den Hunden ein Pflaster auf den Brustkorb geklebt, welches ein starkes Schmerzmittel abgibt.

Nach der Wundheilung wird das Herz der Hunde mit Ultraschall untersucht und es wird zwei Wochen lang mit Hilfe der implantierten Sensoren die Herzfunktion der Hunde beobachtet. Es werden Tests unter Belastung durchgeführt. Dazu müssen die Hunde 5 Minuten mit steigender Geschwindigkeit auf einem Laufband laufen, welches 6 Grad Steigung aufweist. Nach einer 5-minütigen Pause wird der Test wiederholt, wobei das Laufband nun 12 Grad Steigung aufweist. Währenddessen werden die Herzfunktionen über die implantierten Sensoren gemessen.

Dann wird der implantierte Herzschrittmacher zunächst für 28 Tage auf 220 Schläge pro Minute und dann für 14 Tage auf 180 Schläge pro Minute eingestellt. In diesen Zeiträumen schlägt das Herz der Tiere im Schnitt bis zu 120- bzw. bis zu 109-mal pro Minute. Normalerweise liegt die Herzfrequenz bei Hunden dieser Größe bei etwa 90. In dieser Phase des Versuchs wird das Herz der Hunde dreimal mit Ultraschall untersucht. Der Herzschrittmacher wird einmal am Tag für eine Stunde ausgestellt. In diesen Zeiträumen werden der natürliche Blutdruck und Puls der Hunde gemessen. An verschiedenen Tagen werden die Tests auf dem Laufband wiederholt, insgesamt dreimal. Einmal pro Woche wird eine Blutprobe genommen.

Im Anschluss wird der Herzschrittmacher ausgestellt und die Hunde werden für 49 weitere Tage über die implantierten Sensoren überwacht. Es wird in dieser sogenannten „Erholungsphase“ zweimal Blut abgenommen. Am Ende der Versuchsreihe durchlaufen die Hunde erneut den Belastungstest und ihre Herzen werden mit Ultraschall untersucht.

Die Hunde werden am Ende des Versuchs nicht getötet. Vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Telemetric long-term assessment of autonomic function in experimental heart failure

Autoren: Katharina Boden (1,2), Pailin Pongratanakul (1,3), Julia Vogel (2,4), Nicola Willemsen (1,5), Eva-Maria Jülke (6), Jakob Balitzki (1,8), Hanna Tinel (1), Hubert Truebel (2), Wilfried Dinh (1,2,7), Thomas Mondritzki (1,2)*

Institute: (1) Bayer AG, Research & Development, Pharmaceuticals, Cardiovascular Precision Medicine 2, Aprather Weg 18a, 42096 Wuppertal, (2) Universität Witten/Herdecke, Witten, (3) Universität zu Köln, Köln, (4) Klinik für Kardiologie und Angiologie, Westdeutsches Herz- und Gefäßzentrum Essen, Universität Duisburg-Essen, Essen, (5) Universität Duisburg-Essen, Essen, (6) Universität Leipzig, Leipzig, (7) Fachbereich Kardiologie, Helios Universitätsklinikum Wuppertal, Universität Witten/Herdecke, Wuppertal, (8) Medizinische Hochschule Hannover, Hannover

Zeitschrift: Journal of Pharmacological and Toxicological Methods 2023; 124: 107480

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5634



Dokument 10

Titel: Akute zirkadiane Störung durch konstantes Licht fördert die Aktivierung von Caspase-1 im Hippocampus der Maus
Hintergrund: Künstliche Beleuchtung kann den Tag-Nacht Rhythmus stören und einen Risikofaktor für verschiedene Erkrankungen darstellen. Hier wird untersucht, ob konstante Helligkeit bei Mäusen bestimmte entzündungsfördernde Immunreaktionen beeinflussen kann.
Tiere: 20 Mäuse
Jahr: 2023

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden in Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 84-02.04.2013.A358 genehmigt. Es werden männliche Mäuse im Alter von 10 Wochen verwendet, die aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich) stammen.

Die Mäuse werden in zwei Gruppen eingeteilt und einzeln in Käfigen gehalten. In den Käfigen werden die Tiere mit Infrarotsensoren überwacht, die ihre Bewegungen aufzeichnen.

Zunächst werden die Mäuse 10 Tage lang in einem künstlichen Tagesablauf bestehend aus 12 Stunden Helligkeit und 12 Stunden Dunkelheit in einer schalldichten Kammer gehalten. Dann wird eine Gruppe der Mäuse 14 Tage lang bei ganztägiger konstanter Helligkeit gehalten, die zweite Gruppe weiterhin in dem Rhythmus von 12 Stunden Helligkeit und 12 Stunden Dunkelheit. Bei den Tieren, die in konstanter Helligkeit leben, stellt sich ein längerer Tagesrhythmus (25 Stunden) ein und sie sind 40 % weniger aktiv als die Mäuse der Kontrollgruppe.

Im Anschluss werden die Mäuse narkotisiert und es wird eine Blutprobe genommen. Dann wird der Brustkorb der Mäuse aufgeschnitten und eine Nadel in ihr Herz gestochen, durch die eine Flüssigkeit in ihren Blutkreislauf gepumpt wird, die ihr Blut verdrängt. Daran sterben die Tiere. Das Gehirn der Mäuse wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Universitätsklinikum Düsseldorf gefördert.

Bereich: Biorhythmusforschung, Neuroimmunologie

Originaltitel: Acute circadian disruption due to constant light promotes caspase 1 activation in the mouse hippocampus

Autoren: Pikria Ketelauri (1), Katerina Scharov (1), Charlotte von Gall (1), Sonja Johann (1,2)*

Institute: (1) Institut für Anatomie II, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf, (2) Institut für Neuroanatomie, Universitätsklinikum Hamburg Eppendorf (UKE), Hamburg

Zeitschrift: Cells 2023; 12(14): 1836

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5633



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