Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Weder die Genehmigungsnummer noch die Herkunft der Tiere werden erwähnt. Es handelt sich um 2 männliche und 11 weibliche Javaneraffen im Alter zwischen 8 und 11 Jahren.

Die Tiere werden für die Aufwachzeit nach der Narkose sowie für die Blutentnahmen in Einzelkäfige gesetzt, ansonsten werden sie in Gruppen gehalten. Die Affen erhalten 18 Stunden vor der Narkose und 4 Stunden danach kein Futter.

Unter Narkose wird den Affen eine Testsubstanz in den Glaskörper beider Augen injiziert. In den folgenden 10 Wochen werden zu verschiedenen Zeitpunkten insgesamt 14 Blutproben aus der Armbeuge genommen. Zu bestimmten Zeitpunkten (1, 2, 4, 6, 8 und 10 Wochen nach der Injektion) werden jeweils einige der Affen durch Überdosis des Tötungsmittels Pentobarbital getötet. Ihre Augen werden herausgeschnitten und untersucht.

Die Studie wurde vollständig durch Boehringer Ingelheim finanziert.

Bereich: Pharmakologie

Originaltitel: Ocular and systemic pharmacokinetics of BI-X, a nanobody targeting VEGF and Ang-2, after intravitreal dosing in cynomolgus monkeys – Evidence for half-life extension by albumin

Autoren: Holger Fuchs (1)*, Lin-Zhi Chen (2), Sarah Low (3), Hongbin Yu (2)

Institute: (1) Cardiometabolic Diseases Research, Boehringer Ingelheim Pharma GmbH & Co. KG, Birkendorferstr. 65, 88397 Biberach an der Riss, (2) Drug Metabolism and Pharmacokinetics, Boehringer Ingelheim Pharmaceuticals, Inc., Ridgefield, USA, (3) Biotherapeutics Discovery, Boehringer Ingelheim Pharmaceuticals, Inc., Ridgefield, USA

Zeitschrift: Experimental Eye Research 2021; 205: 108486

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5819

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer A206/16FU am 30.8.2016 genehmigt. Die Herkunft der Tiere wird nicht erwähnt. Es handelt sich um 2 männliche und 11 weibliche erwachsene Javaneraffen. In dieser Veröffentlichung wird auf Daten eines zu einem früheren Zeitpunkt durchgeführten Experiments zurückgegriffen.

Unter Narkose wird den Affen eine Testsubstanz in den Glaskörper beider Augen injiziert. In den folgenden 10 Wochen werden bis zu 14 Blutproben genommen. Zu bestimmten Zeitpunkten (1, 2, 4, 6, 8 und 10 Wochen nach der Injektion) werden jeweils einige der Affen durch Injektion des Tötungsmittels Pentobarbital getötet. Ihre Augen werden herausgeschnitten und untersucht.

Die Studie wurde durch Boehringer Ingelheim finanziert.

Bereich: Pharmakologie

Originaltitel: A comprehensive immunocapture-LC-MS/MS bioanalytical approach in support of a biotherapeutic ocular PK study

Autoren: Lin-Zhi Chen (1)*, David Roos (1), Elsy Philip (1), Emily G. Werth (1), Stephanie Kostuk (1), Hongbin Yu (1), Holger Fuchs (2)

Institute: (1) Boehringer Ingelheim Pharmaceuticals, Inc., Ridgefield, CT 06877, USA, (2) Boehringer Ingelheim Pharma GmbH & Co. KG, Birkendorferstr. 65, 88397 Biberach an der Riss

Zeitschrift: Pharmaceuticals 2024; 17: 193

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5818

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt, eine Genehmigungsnummer wird nicht genannt. Die Totenkopfäffchen (Saimiri sciureus) stammen aus den Zuchten BioPRIM in Baziege und CNRS 0846 Primatologie in Rousset, beide Frankreich. Die Tiere werden in Gruppen gehalten.

An 15 Affen wird eine Studie zur Verteilung eines Wirkstoffs im Körper (Pharmakokinetik) durchgeführt. Dazu wird die Testsubstanz unter Narkose per Schlundsonde in den Magen eingegeben. In den folgenden 24 Stunden wird insgesamt 7 Mal eine Blutprobe entnommen.

In der zweiten Studie werden 24 Totenkopfaffen, eingeteilt in 4 Gruppen à 6 Tieren verwendet. Alle Tiere werden mit Masernviren infiziert, indem diese in die Nase gesprüht werden. Eine Gruppe erhält keine weitere Behandlung. Den anderen drei Gruppen wird der Testwirkstoff zweimal täglich über 14 Tage verabreicht, wobei den Beginn der Behandlung variiert. Bei Gruppe 2 beginnt die Behandlung 12 Stunden vor der Infektion, bei Gruppe 3 drei Tage und Gruppe 4 zwölf Tage nach der Infektion. Die Verabreichung erfolgt oral, d.h. sehr wahrscheinlich mit einer Schlundsonde.

21 Tage nach der Infektion werden alle Affen auf nicht genannte Weise getötet und verschiedene Organproben für feingewebliche Untersuchungen entnommen.

Die Arbeit wurde unterstützt von den National Institutes of Health (NIH) und von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG).

Bereich: Infektionsforschung, Pharmakologie

Originaltitel: Small-molecule polymerase inhibitor protects nonhuman primates from measles and reduces shedding

Autoren: Kevin Wittwer (1), Danielle E. Anderson (2), Kristin Pfeffermann (1), Robert M. Cox (3), Josef D. Wolf (3), Sabine Santibanez (4), Annette Mankertz (4), Roland Plesker (1), Zachary M. Sticher (5), Alexander A. Kolkykhalov (5), Michael G. Natchus (5), Christian K. Pfaller (1)*, Richard K. Plemper (3)*, Veronika von Messling (1,6)

Institute: (1) Forschungsgruppe Veterinärmedizin, Paul-Ehrlich-Institut, Paul-Ehrlich-Str. 51-59, 63225 Langen, (2) Programme in Emerging Infectious Diseases, Duke-NUS Medical School, Singapur, (3) Institute for Biomedical Sciences, Georgia State University, Atlanta, USA, (4) WHO European Regional Reference Laboratory for Measles and Rubella, Robert Koch-Institut, Berlin, (5) Emory Institute for Drug Development, Emory University, Atlanta, USA, (6) Abteilung Lebenswissenschaften, Bundesministerium für Bildung und Forschung, Berlin

Zeitschrift: Nature Communications 2021; 12: 5233

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5817

Versuchsbeschreibung: Die Versuche an den Affen finden am CeRA der Universität Münster statt und werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) unter der Nummer 84-02.04.2015.A281 genehmigt. Die Versuche an den Mäusen finden an der Vrije Universität Belgien statt und werden dort genehmigt. Bei den Weißbüscheläffchen handelt es sich um zwei präpubertäre männliche Zwillinge im Alter von 6 Monaten. Sie werden in Familiengruppen gehalten. Ihre Herkunft wird nicht genannt. Die Mäuse sind Nacktmäuse, die zuchtbedingt ein geschwächtes Immunsystem haben und fremde Zellen nicht abstoßen. Die Tiere stammen von der Zuchtfirma Charles River Laboratories in Saint-Germain-Nuelles, Frankreich.

Die Weißbüscheläffchen werden unter Narkose kastriert. Dazu wird beidseitig der Hodensack aufgeschnitten, der Hoden entfernt und der Hodensack wieder zugenäht. Das Hodengewebe wird in kleine Stücke zerschnitten und nach Belgien transportiert. Die 4-Wochen alten Nacktmäuse werden narkotisiert und der Bauch wird aufgeschnitten. Die Hoden der jungen Tiere sind noch nicht abgestiegen und befinden sich noch in der Bauchhöhle. Beide Hoden werden eingeschnitten und in jeden Hoden wird jeweils ein Affenhodenstück transplantiert. Hoden und Bauch werden wieder zugenäht. Jede Maus erhält außerdem einige Hodenstückchen unter die Rückenhaut gepflanzt. Dazu werden Hodenstücke mit einer großen Nadel unter die Haut gespritzt.

Nach 4 und 9 Monaten werden jeweils 9 Mäuse durch Genickbruch getötet. Zwei Mäuse erreichen diese Zeitpunkte nicht, weil sie vorzeitig sterben. Die Hoden werden herausoperiert, um zu überprüfen, ob das transplantierten Affenhodengewebe Spermien produziert.

Die Arbeit wurde unterstützt durch ITN Marie Curie Programme Grownsperm, Fund Willy Geps, ZU Brüssel und Fobds Wetenschappelijk Onderzoek.

Bereich: Andrologie

Originaltitel: Complete spermatogenesis in intratesticular testis tissue xenotransplants from immature non-human primate

Autoren: E. Ntemou (1)*, P. Kadam (1), D. Van Saen (1), J. Wistuba (2), R.T. Mitchell (3,4), S. Schlatt (2), E. Goossens (1)

Institute: (1) Biology of the Testis Lab, Department of Reproduction, Genetics and Regenerative Medicine, Vrije Universiteit Brussel (VUB), Brüssel, Belgien. (2) Centrum für Reproduktionsmedizin und Andrologie (CeRA), Universität Münster, Domagkstr. 11, 48149 Münster, (3) MRC Centre for Reproductive Health, The University of Edinburgh, The Queen’s Medical Research Institute, Edinburgh, Großbritannien, (4) Edinburgh Royal Hospital for Sick Children, Edinburgh, Großbritannien

Zeitschrift: Human Reproduction 2019; 34 (3): 403-413

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5816

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz NRW (LANUV) unter der Nummer TVA2019.A345 genehmigt. Die männlichen Mäuse der Zuchtlinie C57BL6N werden von der Firma Janvier Labs, Paris, Frankreich, bezogen. Sie sind zu Beginn der Experimente 8 Wochen alt und werden einzeln gehalten, was für die sozialen Tiere allein schon Stress bedeutet.

Die Tiere werden in acht Gruppen aufgeteilt. Fünf Gruppen von Mäusen erhalten Futter mit unterschiedlicher Kalorienzufuhr und zum Teil reduziertem Anteil an Kohlehydraten oder bestimmten Aminosäuren. Gruppe 6 erhält nur 70 % der normalen Futtermenge. Gruppe 7 und 8 werden normal ernährt.

Nach 14 Tagen mit dieser Ernährung werden alle Mäuse der Gruppen 1-7 unter Narkose operiert. Der Bauch wird in der Mitte aufgeschnitten und eine Niere wird herausgeschnitten. Bei der zweiten Niere wird die Blutzufuhr für 40 Minuten abgeklemmt. Dann wird die Klemme geöffnet und es wird beobachtet, wie das Blut in die Niere zurückströmt. Danach wird die Bauchdecke zugenäht. Die Tiere erhalten ein Schmerzmittel unter die Haut injiziert. In den folgenden Tagen bekommen alle Mäuse normales Futter in normaler Menge.

Die Mäuse der Gruppe 8 werden scheinoperiert, d.h., es wird eine Niere herausoperiert, aber die zweite Niere wird nicht abgeklemmt. Ansonsten wird genauso verfahren wie bei den Operationen der anderen Mäuse.

In drei Gruppen sterben bis zu 70 % der Mäuse innerhalb von 72 Stunden. 24 oder 72 Stunden nach der Operation werden jeweils einige Mäuse aus jeder Gruppe getötet. Die Tötung erfolgt unter Narkose ohne nähere Angabe. Eine Blutprobe wird aus dem Herzen entnommen und die Niere wird herausgeschnitten und untersucht.

Es werden auch Urin- und Blutproben von Patienten untersucht, die an einer Studie mit unterschiedlicher Nahrungszusammensetzung teilnehmen.

Bereich: Ernährungswissenschaft, Altersforschung

Originaltitel: A systematic analysis of diet-induced nephroprotection reveals overlapping and conserved changes in cysteine catabolism

Autoren: Felix C. Koehler (1,2,3), Chun-Yu Fu (4), Martin R. Späth (1,2), K. Johanna R. Hoyer-Allo (1,2), Katrin Bohl (1,2,3), Heike Göbel (5), Jan-Wilm Lackmann (2), Franziska Grundmann (1), Thomas Osterholt (1), Claas Gloistein (1), Joachim D. Steiner (1,6), Adam Antebi (6), Thomas Benzing (1,2,3), Bernhard Schermer (1,2,3), Günter Schwarz (3,4)*, Volker Burst (1), Roman-Ulrich Müller (1,2,3)*

Institute: (1)* Klinik und Poliklinik für Innere Medizin II, Universitätsklinikum Köln, Universität zu Köln, Kerpener Str. 62, 50937 Köln, (2) CECAD, Universitätsklinikum Köln, Universität zu Köln, Joseph-Stelzmann-Straße 26, 50931 Köln, (3) Zentrum für Molekulare Medizin Köln (CMMC), Universität zu Köln, Köln, (4) Institut für Biochemie, Mathematisch-Naturwissenschaftliche Fakultät, Universität zu Köln, Köln, (5) Diagnostik und Experimentelle Nephrologie, Institut für Pathologie, Universitätsklinikum Köln, Universität zu Köln, Köln, (6) Max-Planck-Institut für Biologie des Alterns, Köln

Zeitschrift: Translational Research 2022; 244: 32-46

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5815

Versuchsbeschreibung: Der Türkise Prachtgrundkärpfling ist ein 6 cm langer in Simbabwe vorkommender Fisch mit einer extrem kurzen Lebenserwartung. Die Tiere zeigen bereits im Alter von 3 Monaten Alterserscheinungen und sterben mit 3-4 Monaten. Die kurze Lebensspanne ist eine Anpassung an den Lebensraum, da die Tümpel, in denen der Fisch lebt, schnell austrocknen. Da die Tiere sozusagen in Zeitraffer altern, sind sie zu einem „beliebten Forschungsobjekt“ im Bereich der Altersforschung geworden.

Der Artikel ist eine Anleitung für die Blutentnahme beim Prachtgrundkärpfling, bei der eine Tötung vermieden wird. Der Fisch wird in eine Plastikbox mit einem Anästhetikum gesetzt. Wenn er betäubt ist, nimmt man ihn aus dem Wasser und legt ihn auf die Seite unter ein Mikroskop. Im Bereich des Schwanzflossenansatzes wird mit einer Pinzette eine Schuppe entfernt. Eine Nadel wird durch die Haut gestochen und Blut mit einer Spritze angesaugt. Der Fisch wird in Wasser ohne Anästhetikum gesetzt, wo er nach wenigen Minuten aufwacht. Die Stichwunde soll nach einer Woche verheilt sein. Laut Autoren kann man von einem Fisch mehrfach Blut nehmen; empfohlen wird frühestens nach einem Monat. Ebenfalls wird erwähnt, dass man die gleiche Blutentnahmestelle erneut nehmen kann oder die andere Seite des Fisches.

Die Arbeit wurde unterstützt durch den Europäischen Forschungsrat und das EU-Horizon-Programm.

Bereich: Altersforschung

Originaltitel: Nonlethal blood sampling from the Killifish Nothobranchius furzeri

Autoren: Luca Dolfi (1), Roberto Ripa (1), Danel Medelbekova (1), Eugen Ballhysa (1,2), Orsolya Symmons (1), Adam Antebi (1,2)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Biologie des Alterns, Joseph-Stelzmann-Straße 9B, 50931 Köln, (2) Cologne Excellence Cluster on Cellular Stress Responses in Aging-Associated Diseases (CECAD), Universität zu Köln, Joseph-Stelzmann-Straße 26, 50931 Köln

Zeitschrift: Cold Spring Harbor Protocols 2023; 2023(8):107745

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5814

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Bezirksregierung Köln genehmigt. Eine Genehmigungsnummer wird nicht genannt. Es werden Mäuse 7 verschiedener genmanipulierter Linien von der Zuchtfirma Jackson Laboratories bezogen. Nicht genmanipulierte Mäuse der Zuchtlinie C57Bl/6 stammen von der Zuchtfirma Charles River. Bei beiden Firmen werden Ort und Land nicht genannt. Genmanipulierte und „normale“ Mäuse werden miteinander verpaart – üblicherweise geschieht dies über mehrere Generationen, um Mäuse mit den gewünschten Eigenschaften zu erhalten. Den Tieren fehlen ein oder mehrere Gene.

Bei einigen Mäusen wird unter Narkose der Kopf in ein stereotaktisches Gestell eingespannt. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten und es wird ein Loch in den Schädel gebohrt. Bei einigen Tieren werden an zwei Stellen Viren in das Gehirn gespritzt; diese dienen als Vektoren, um bestimmte Gene zu verändern. Bei anderen Mäusen werden zwei Lichtfasern in das Gehirn eingelassen und mit Zahnzement am Schädelknochen befestigt. Die Mäuse dürfen sich nach der Operation 1-3 Wochen erholen.

Während der folgenden Experimente werden die Mäuse einzeln in Käfigen gehalten, was allein schon Stress für die sozialen Tiere bedeutet. Sie werden täglich gehändelt, um sie daran zu gewöhnen, angefasst zu werden.

Mit dem Elevated O-Maze (Null-Labyrinth) wird das Angstverhalten der Tiere untersucht. Die Apparatur besteht aus einer auf 40 cm hohen Beinen stehenden kreisförmigen Plattform von 50 cm Durchmesser. Die runde Laufbahn ist 5 cm breit und weist zwei offene Bereiche auf und zwei Bereiche, die mit 14 cm hohen Wänden ausgestattet sind. Mäuse meiden normalerweise die offenen Bereiche und halten sich lieber in den geschützten, seitlich geschlossenen auf. Nach 16 Stunden Fasten wird eine Maus in das Null-Labyrinth gesetzt. Dabei wird jeweils ein Futterpellet oder ein Objekt (Hobelspäne) in die offenen Bereiche gelegt. Es wird untersucht, ob der Hunger stärker ist als die Angst, sich in den offenen Bereich zu wagen. Jede Maus durchläuft den Test 4 Mal mit den 4 verschiedenen Parameter: gefastet oder nicht gefastet, Hobelspäne oder Futterpellet.

Bei den Mäusen mit den Lichtfasern im Gehirn werden diese mit einem Kabel verbunden. Das Licht der Faser wird angeschaltet, um bestimmte Nervenzellen im Gehirn zu stimulieren, während die Maus sich im Null-Labyrinth befindet. Bei weiteren Mäusen wird die Lichtfaser angeschaltet und bis zu 5 Stunden lang gemessen, wie viel die Tiere essen. Bei anderen Mäusen wird über eine in das Gehirn einoperierte Kanüle eine Chemikalie in das Gehirn eingeleitet, die bestimmte Nervenzellen stimulieren soll. Auch bei diesen Mäusen wird das Nahrungsaufnahmeverhalten beobachtet.

Am Ende der Experimente werden die Mäuse narkotisiert und entweder durch Köpfen getötet oder eine konservierende Lösung wird in die Blutbahn injiziert. Dadurch sterben die Tiere. Ihre Gehirne werden untersucht, ob die Fasern an der richtigen Stelle gesessen haben.

Die Arbeit wurde unterstützt durch den Europäischen Forschungsrat und die Deutsche Forschungsgemeinschaft

Bereich: Angstverhaltensforschung, Neurologie, Neurobiochemie, Neurobiologie

Originaltitel: NPY-mediated synaptic plasticity in the extended amygdala prioritizes feeding during starvation

Autoren: Stephan Dodt (1,2), Noah V. Widdershooven (2), Marie-Luise Dreisow (1,3), Lisa Weiher (1), Lukas Steuernagel (2), F. Thomas Wunderlich (2,3,4,5), Jens C. Brüning (2,3,4,5)*, Henning Fenselau (1,3,4)

Institute: (1) Synaptic Transmission in Energy Homeostasis, Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung, Gleueler Straße 50, 50931 Köln, (2) Neuronal Control of Metabolism, Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung, Köln, (3) Poliklinik für Endokrinologie, Diabetologie und Präventivmedizin, Universitätsklinikum Köln, Kerpener Straße 26, 50924 Köln, (4) Excellence Cluster on Cellular Stress Responses in Aging Associated Diseases (CECAD), Universität zu Köln, Joseph-Stelzmann-Straße 26, 50931 Köln, (5) Zentrum für Molekulare Medizin Köln (CMMC), Universität zu Köln, Köln

Zeitschrift: Nature Communications 2024; 15: 5439

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5813

Versuchsbeschreibung: Der Versuch wird von der zuständigen regionalen Behörde – vermutlich dem Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz, Nordrhein-Westfalen - unter der Nummer 4-02.04.2015.A200 genehmigt. Es werden 48 männliche Nacktmäuse eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River (Sulzfeld) stammen. Sie sind bei Beginn des Versuchs höchstens vier Wochen alt.

Die Mäuse werden mit einem gasförmigen Narkosegas narkotisiert. Ihr rechtes Ohr wird flach auf einer Acrylplatte ausgebreitet und mit Fäden fixiert. Den Mäusen werden Farbstoffe in die Schwanzvene gespritzt und ihr Ohr wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Den Tieren wird ein Schmerzmittel unter die Haut des Ohres gespritzt. Mit einem Heißluft-Lötgerät, dessen Spitze 1 mm oberhalb des Ohrs gehalten wird, wird ein 117 °C heißer Luftstrom für eine Sekunde auf das Ohr gerichtet. Dadurch entsteht eine Verbrennung, die tief in die Haut reicht. Das verbrannte Ohr wird erneut mit dem bildgebenden Verfahren untersucht.

Anschließend werden die Mäuse in vier Gruppen eingeteilt. Die erste Gruppe dient als Kontrollgruppe und erhält keine weitere Behandlung. Bei den anderen drei Gruppen wird in erneuter Narkose am linken Oberschenkel der Maus ein Silikonband für fünf Minuten so festgezogen, dass kein Blut mehr hindurchfließt und im Bein kein Puls mehr vorhanden ist. Danach wird das Band für zehn Minuten gelockert, sodass das Blut wieder zirkulieren kann. Dieser Zyklus wird dreimal wiederholt und an fünf aufeinanderfolgenden Tagen durchgeführt.

Zusätzlich erhalten die Mäuse dieser drei Gruppen unterschiedliche Wirkstoffe oder eine Kochsalzlösung unter die Haut gespritzt. An den Tagen 3, 7 und 12 nach der Verbrennung wird das verbrannte Ohr der Mäuse wieder mit dem bildgebenden Verfahren untersucht.

7 Mäuse erreichen das geplante Ende der Versuche nicht und sterben während oder unmittelbar nachdem ihr Bein mit dem Silikonbandband abgebunden wird. Als Todesursache wird Gewichtsverlust durch verringerte Nahrungsaufnahme genannt.

Nach 12 Tagen werden die überlebenden Mäuse auf nicht genannte Art getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Heinrich und Alma Vogelsang Stiftung (Bochum) gefördert.

Bereich: Wundheilung

Originaltitel: Influence of remote ischemic conditioning and nitrogen monoxide on angiogenesis and microcirculation in a mouse ear burn model

Autoren: Maxi von Glinski (1)*, Maria Voigt (1), Alexander Sogorski (1), Christoph Wallner (1), Mehran Dadras (1), Bjoern Behr (1), Marcus Lehnhardt (1), Ole Goertz (1,2)

Institute: (1) Plastische Chirurgie und Handchirurgie, Schwerbrandverletztenzentrum, Berufsgenossenschaftliches Universitätsklinikum Bergmannsheil, Ruhr-Universität Bochum, Bürkle-de-la-Camp Platz 1, 44789 Bochum, (2) Klinik für Plastische, Rekonstruktive und Ästhetische Chirurgie, Handchirurgie, Martin-Luther-Krankenhaus, Berlin

Zeitschrift: Journal of Surgical Research 2024; 293: 347-356

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5812

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz, Nordrhein-Westfalen genehmigt. Es werden männliche Ratten der Rasse Sprague Dawley eingesetzt. Bei der Haltung wird bei Nacht das Licht eingeschaltet und bei Tag nur ein schwaches Rotlicht verwendet. An diese Umkehr des Tagesablaufs werden die Ratten eine Woche lang gewöhnt.

Den Ratten werden Schmerzmittel verabreicht, eines oral, ein anderes unter die Haut gespritzt. Sie werden in einen Behälter gesetzt, der mit einem gasförmigen Narkosemittel gefüllt wird, dann wird weiteres Narkosemittel über eine Maske verabreicht. Der Schädel der Ratten wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Die Kopfhaut wird auf ca. 1,5 cm Länge aufgeschnitten und mit Klammern zurückgezogen. Mit einem zahnmedizinischen Bohrer wird ein ca. 1 mm großes Loch in den Schädel gebohrt. Durch das Loch wird mit einer Nadel ein gentechnisch veränderter Virus in eine bestimmte Region des Gehirns injiziert. Dies bewirkt, dass sich das Belohnungssystem des Gehirns durch Gabe eines Wirkstoffs gezielt verändern lässt. Die Injektion wird in beiden Gehirnhälften durchgeführt.

Um Symptome einer Manie auszulösen, wird den Ratten ein Wirkstoff in das Trinkwasser gemischt. Sieben Tage nach Beginn dieser Behandlung werden Verhaltenstests durchgeführt. Um depressive Symptome hervorzurufen, wird der Wirkstoff abgesetzt. Nach etwa 4 Tagen werden erneut Verhaltenstests durchgeführt. Es sollen dabei immer mehrere Verhaltenstests miteinander kombiniert werden und die Ratten sollen immer von derselben Person gehandhabt werden, da unterschiedliche Personen die Resultate verändern können. Von den Autoren werden verschiedene Verhaltenstests vorgeschlagen, die sie auch selbst angewendet haben:

- Zwei-Flaschen-Test: Die Ratte bekommt zwei Flaschen: eine mit normalem Wasser, eine mit Zuckerlösung. Vermehrtes Trinken des Zuckerwassers wird als manisches Verhalten interpretiert; trinkt das Tier weniger Zuckerwasser, gilt es als depressiv.

- Sexualverhalten: Die Ratte wird mit einem empfängnisbereiten Weibchen in eine Testumgebung gesetzt. Eine erhöhte Anzahl an Paarungsversuchen wird als manisches Verhalten und ein reduziertes Sexualverhalten als depressiv interpretiert.

- Cocain-Selbstverabreichung: Die Ratten lernen, sich durch eine bestimmte Handlung selbst Kokain zu verabreichen. Tun sie das häufiger, gelten sie als „manisch“.

- Glücksspiel-Aufgabe: Die Ratten stehen vor verschiedenen Wahlmöglichkeiten, die mit unterschiedlich hohem Risiko und Belohnung verbunden sind. Wählen sie riskantere Optionen, gilt das als Zeichen für eine Manie.

- Erhöhtes Plus-Labyrinth: Eine Ratte wird auf ein kreuzförmiges Podest gesetzt, das zwei geschlossene und zwei offene Arme hat. Verbringt sie mehr Zeit auf den offenen Armen anstatt auf den geschützteren geschlossenen Armen, gilt dies als manisch.

- Hilflosigkeitstest: Der Ratte werden Stromschläge verabreicht. Versucht die Ratte nicht, diesen zu entkommen, gilt das als depressiv.

- Murmelvergrabungstest: Auf dem Boden des Käfigs werden Murmeln verteilt. Wenn die Ratten die Murmeln im Einstreu vergraben, gilt dies als Zeichen von Angst.

Die Autoren geben an, dass man bei den Tieren auch mehrfach hintereinander zwischen manischen und depressiven Symptomen wechseln kann.

Am Ende der Versuche werden die Ratten getötet und ihr Gehirn wird untersucht, um zu überprüfen, ob bei der Virusinjektion die richtige Stelle im Gehirn getroffen wurde.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Medizinische Fakultät der Ruhr-Universität Bochum gefördert.

Bereich: Versuchstierkunde, Psychiatrie

Originaltitel: Developing a rat model for bipolar disorder

Autoren: Julia Aslan (1), Patrick R. Reinhardt (1,2), Jennifer Koch (1), Kai-Christian Sonntag (3), Nadja Freund (1)*

Institute: (1) Abteilung Experimentelle und Molekulare Psychiatrie, Klinik für Psychiatrie, Psychotherapie und Präventivmedizin, LWL-Universitätsklinikum Bochum der Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44780 Bochum, (2) International Graduate School of Neuroscience, Ruhr-Universität Bochum, Bochum, (3) Department of Psychiatry, Basic Neuroscience Division, McLean Hospital, Harvard Medical School, Belmont, USA

Zeitschrift: Journal of Visualized Experiments 2025; (219): e68307

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5811

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 81-02.04.2020A135 genehmigt. Es werden 7 weibliche Kaninchen eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River (Romans, Frankreich) stammen. Die Kaninchen werden am Zentralen Tierlaboratorium des Universitätsklinikums Essen einzeln gehalten.

Die Kaninchen werden durch Injektion in die Oberschenkelmuskulatur narkotisiert. Die Pupillen der Tiere werden mit speziellen Augentropfen weit gestellt. Anschließend werden die Kaninchen in vier Gruppen eingeteilt.

In der ersten Gruppe wird den Kaninchen im linken Auge das Augeninnere (genauer gesagt der Glaskörper) entfernt und durch medizinisches Silikonöl ersetzt. In der zweiten Gruppe wird die Bindehaut aufgeschnitten, also die Schleimhaut um das Auge, dann wird ein Implantat aus Wolfram und Silikon mit Fäden auf die Lederhaut (äußere Schicht des Auges) platziert und die Bindehaut wieder zugenäht.

Die dritte Gruppe wird wie die erste behandelt, es wird aber eine Flüssigkeit, die Wolframpulver mit Silikonöl enthält, in das Auge eingespritzt.

In der vierten Gruppe wird beides kombiniert: eine Injektion der Wolfram-Silikon-Flüssigkeit ins Auge und zusätzlich ein festes Implantat auf die Lederhaut des Auges.

Nach diesen Eingriffen bleiben die Kaninchen drei Monate unter Beobachtung. In dieser Zeit wird überprüft, ob das eingesetzte Material Reizungen oder Entzündungen verursacht.

Nach den drei Monaten werden die behandelten Augen entfernt. Dazu werden die Kaninchen vermutlich unter Narkose auf nicht genannte Art getötet. Das entnommene Gewebe wird unter dem Mikroskop untersucht. Einige der Augen weisen Entzündungen, Linsentrübungen und Narben auf.

Die Arbeiten wurden durch die Dr. Rolf M. Schwiete Stiftung und die Willy Robert Pitzer Stiftung gefördert.

Bereich: Augenheilkunde, Nuklearmedizin

Originaltitel: Wolfram-silicone implants as effective radiation shielding for ocular brachytherapy: dosimetric features and in vivo animal study on biocompatibility

Autoren: Ekaterina A Sokolenko (1)*, Dirk Flühs (2), Fotis Lalos (3), Peter Meyer (4), Miltiadis Fiorentzis (5), Migle Lindziute (1), Justine Gemmecke (6), Utta Berchner-Pfannschmidt (5), Ulrike Hendgen-Cotta (7), Nikolaos E Bechrakis (5), Theodora Tsimpaki (4), Marko Dubicanac (8), Andreas Wißmann (8), Gero Hilken (8)

Institute: (1) Klinik für Augenheilkunde, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Straße1, 30625 Hannover, (2) Klinik und Poliklinik für Strahlentherapie, Universitätsmedizin Essen, Universität Duisburg-Essen, Essen, (3) MVZ Augenzentrum Altenessen GmbH, Essen, (4) Augenklinik, Universitätsspital Basel, Basel, (5) Klinik für Augenheilkunde, Universitätsklinikum Essen, Universität Duisburg-Essen, Essen, (6) Fakultät Physik, Technische Universität Dortmund, Dortmund, (7) Westdeutschen Herz- und Gefäßzentrum Essen, Klinik für Kardiologie und Angiologie, Universitätsklinikum Essen, Essen, (8) Zentrales Tierlaboratorium Essen, Universitätsklinikum Essen, Universität Duisburg-Essen, Hufelandstraße 55, 45147 Essen

Zeitschrift: Canadian Journal of Ophthalmology 2024; 59(5), e515-e524

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5810