Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Genehmigungsnummer 8.87-50-10.34.08.033) genehmigt. Es werden sechs weibliche Bentheimer Schafe im Alter von 12 bis 18 Monate verwendet. Die Herkunft der Tiere wird nicht erwähnt.

Zwei der Tiere wurden mittels Kaiserschnitt zur Welt gebracht und 12 Monate lang aufgezogen, bis sie in den Experimenten eingesetzt werden. Das Nabelschnurblut dieser Tiere wird eingefroren. Alle 6 Schafe bekommen ein Schmerzmittel, werden in Narkose gelegt und künstlich beatmet. Ihr rechtes Hinterbein wird geschoren, die Haut und die weichen Gewebe werden aufgeschnitten und ein 2 cm-langes Stück ihres Schienbeins wird mit einer Säge herausgeschnitten und entfernt.

Die Schafe werden in drei Gruppen mit je zwei Tieren eingeteilt: Der ersten Gruppe (Test-Gruppe) wird ein mit Nabelschnurblutzellen besiedeltes Gerüst aus Rinderknochen in die Lücke des Schienbeins eingesetzt. Die Nabelschnurblutzellen stammen dabei von dem seit der Geburt aufbewahrten und aufgetauten Blut desselben Schafes. Die zweite Gruppe (HA-Gruppe) bekommt ein Gerüst ohne Zellen. Bei der dritten Gruppe wird die Lücke leer gelassen.

Um die Knochenenden in der richtigen Position zu halten, wird ein sogenannter Fixateur externe angelegt. Dazu werden 6 in das Schienbein gebohrte Nägel außen mit einem Metallgerüst zusammengeschraubt. Die Tiere bekommen drei Tage nach der Operation Schmerzmittel.

Bei Tieren aller Gruppen entstehen Infektionen um die Nägel im Schienbein. Bei einem Schaf löst sich der Fixateur und das Tier muss eine Woche nach der Operation getötet werden. Zu unterschiedlichen Zeitpunkten wird der Fixateur mit einem Gerät verbunden, das einige biomechanische Eigenschaften des Knochens misst. Zu den gleichen Zeitpunkten werden Röntgenbilder von dem operierten Bein der Tiere gemacht und es werden Blutproben aus einer Beinvene genommen. Sechs Monate nach der Operation werden die Tiere mittels einer Überdosis eines Betäubungsmittels getötet.

Diese Arbeit wurde von der Christiane- und Claudia-Hempel-Stiftung, gegründet von F. W. Hempel & Co. Erze und Metalle (GmbH & Co.) KG, Oberhausen, finanziell gefördert.

Bereich: Knochenchirurgie, Biomaterial-Forschung, Unfallmedizin, Traumatologie

Originaltitel: Biomechanical stability and osteogenesis in a tibial bone defect treated by autologous ovine cord blood cells—a pilot study

Autoren: Monika Herten (1), Christoph Zilkens (2), Fritz Thorey (3), Tjark Tassemeier (1), Sabine Lensing-Höhn (2), Johannes C. Fischer (4), Martin Sager 5, Rüdiger Krauspe (2), Marcus Jäger (1)*

Institute: (1) Zentrum für Orthopädie und Unfallchirurgie, Universitätsklinikum Essen, Hufelandstasse 55, 45147 Essen, (2) Klinik für Orthopädie und Unfallchirurgie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (3) Internationales Zentrum für Hüft-, Knie- und Fußchirurgie, Sporttraumatologie ATOS-Klinik Heidelberg, Heidelberg (4) Institut für Transplantationsdiagnostik und Zelltherapeutika (ITZ), Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (5) Tierversuchsanlage, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf

Zeitschrift: Molecules 2019; 24(2): 295

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5087

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Landesdirektion Sachsen (TVV-35/2016 und TVV-52/2015) genehmigt. Es werden sowohl Jungtiere, als auch erwachsene Zebrafische verwendet. Fünf Tage alte Zebrafisch-Jungtiere werden genetisch verändert, damit sie wichtige Gehirnzellen nicht ausbilden können. Diese Fische werden verschiedenen Kombinationen an Substanzen und Giften ausgesetzt, die die Nervenzellen, die ihre Muskeln in Bewegung setzen, schädigen. Die Tiere werden auf nicht genannte Weise getötet. Die erwachsenen Zebrafische werden durch eine Lösung betäubt. Mit einer spitzen Nadel wird ein Loch in ihren Schädel gestochen. Eine Glaskanüle wird durch dieses Loch in das Gehirn der Tiere geführt und Substanzen, die Alzheimer-ähnliche Symptome verursachen sollen, werden injiziert. Nach sieben Tage werden die Fische auf nicht genannte Weise getötet und ihre Gehirne werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde finanziell unterstützt vom DFG-Research Center, der Max-Planck-Gesellschaft, dem Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), dem EU-Förderprogramm Horizon 2020 und dem EU Programm Neurodegenerative Disease Research (JPND).

Bereich: Alzheimer-Forschung, Neurologie, Neuropathologie, Neurobiochemie, Neuropharmakologie

Originaltitel: Dual inhibition of GSK3ß and CDK5 protects the cytoskeleton of neurons from neuroinflammatory-mediated degeneration in vitro and in vivo

Autoren: Lydia Reinhardt (1,2), Susanne Kordes (2,3), Peter Reinhardt (1,2,11), Michael Glatza (1,2), Matthias Baumann (3), Hannes C.A. Drexler(4), Sascha Menninger (3), Gunther Zischinsky (3), Jan Eickhoff (3), Claudia Fröb (1), Prabesh Bhattarai (1,5), Guruchandar Arulmozhivarman (1), Lara Marrone (1), Antje Janosch (6), Kenjiro Adachi (2), Martin Stehling (2), Eric N. Anderson (7,8), Masin Abo-Rady (1), Marc Bickle (6), Udai Bhan Pandey (7,8,9), Michell M. Reimer (1), Caghan Kizil (1,5), Hans R. Schöler (2,10), Peter Nussbaumer (3), Bert Klebl (3), Jared L. Sterneckert (1,2)*

Institute: (1) DFG-Zentrum für Regenerative Therapien Dresden (CRTD), Technische Universität Dresden, Fetscherstr. 105, 01307 Dresden, (2) Abteilung Zell- und Entwicklungsbiologie, Max-Planck-Institut für molekulare Biomedizin, Röntgenstrasse 20, 48149 Münster, (3) Lead Discovery Center GmbH, Dortmund, (4) Bioanalytische Massenspektrometrie, Max-Planck-Institut für molekulare Biomedizin, Münster, (5) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen in der Helmholtz-Gesellschaft, Dresden, (6) Max-Planck-Institut für molekulare Zellbiologie und Genetik, Dresden, (7) Department of Pediatrics, Division of Child Neurology, Children’s Hospital of Pittsburgh, University of Pittsburgh School of Medicine, Pittsburgh, USA, (8) Department of Human Genetics, University of Pittsburgh Graduate School of Public Health, Pittsburgh, USA, (9) Department of Neurology, University of Pittsburgh School of Medicine, Pittsburgh, USA, (10) Medizinische Fakultät, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (11) AbbVie Deutschland GmbH & Co. KG, Neuroscience Discovery, Ludwigshafen

Zeitschrift: Stem Cell Reports 2019; 12(3): 502-517

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5086

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Baden-Württemberg (Referenznummer 35/9185.81–3/ 940) und vom Thüringer Landesamt für Lebensmittelsicherheit und Verbraucherschutz (Referenznummern 03–053/16 und 03–061/16) genehmigt. Die Mäuse entstammen der EUCOMM Collection (München) und der hauseigenen Zucht des Fritz-Lipmann-Instituts in Jena.

Um die Tumor-bildenden Eigenschaften menschlicher Zelllinien zu untersuchen, werden diese Mäusen, die an einem geschwächten Immunsystem leiden, im Alter von 4-6 Wochen an 4 Stellen unter die Rückenhaut gespritzt. Es wird einmal wöchentlich geprüft, ob Tumore bei den Tieren gewachsen sind. Bei allen Tieren bilden sich Tumore aus. Die Überlebenskurven zeigen, dass die Mäuse nach ca. 15 - 40 Tagen sterben.

In einem weiteren Versuch werden gentechnisch veränderte Mäuse „hergestellt“. Die sicherlich große Zahl an Tieren, die an dieser Stelle für die Züchtung eingesetzt und getötet wurden, wird nicht genannt. Es wird ein Gen herunterreguliert, das im Zusammenhang mit der Krebsentstehung stehen soll. Es wird erwartet, dass diese Mäuse eine geringere Überlebensrate aufweisen, da sie Lymphdrüsenkrebs (Lymphome) mit Tochtergeschwulsten ausbilden. Um den gesundheitlichen Zustand der Mäuse zu überprüfen, werden sie die ersten 18 Monate lang monatlich gewogen und danach wöchentlich. Die Mäuse werden durch eine Überdosis CO2 getötet, sobald sie mehr als 15% ihres Körpergewichts innerhalb von 2 Wochen verlieren oder einen mindestens 2 mm großen Mastdarmvorfall erleiden oder einen sichtbaren Tumor ausbilden. Die Überlebenskurven dieser Tiere zeigen, dass sie nach ca. 10 bis 30 Monaten aufgrund dieser Kriterien getötet werden. Bei den gentechnisch veränderten Tieren entwickeln 88% der Mäuse Tumore (Lymphome). Tiere, bei denen das Gen nicht runterreguliert ist, entwickeln zu 73% keine Tumore, zu 21% Lymphome und zu je ca. 2% Tumore der Haut, der Leber und der Eierstöcke. Nach der Tötung werden den Mäusen diverse Organe entnommen und untersucht.

Die Versuche wurden finanziert von der Erich und Gertrud Roggenbuck Stiftung, der Deutschen Krebshilfe, der Europäischen Union und der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG).

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Aneuploidy-inducing gene knockdowns overlap with cancer mutations and identify Orp3 as a B-cell lymphoma suppressor

Autoren: Sospeter N. Njeru (1,8), Johann Kraus (2), Jitendra K. Meena (1,9), André Lechel (3), Sarah-Fee Katz (3), Mukesh Kumar (4), Uwe Knippschild (5), Anca Azoitei (4), Felix Wezel (4), Christian Bolenz (4), Frank Leithäuser (6), André Gollowitzer (7), Omid Omrani (1), Christian Hoischen (1), Andreas Koeberle (7,10), Hans A. Kestler (2)*, Cagatay Günes (4)*, K. Lenhard Rudolph (1)*

Institute: (1) Leibniz-Institut für Alternsforschung - Fritz-Lipmann-Institut e.V. (FLI), Beutenbergstraße 11, 07745 Jena, (2) Institut für medizinische Systembiologie, Universität Ulm, Albert-Einstein-Allee 11, 89081 Ulm, (3) Klinik für Innere Medizin I, Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (4) Klinik für Urologie, Universitätsklinikum Ulm, Albert-Einstein-Allee 23, 89081 Ulm, (5) Klinik für Allgemein- und Viszeralchirurgie, Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (6) Institut für Pathologie, Universität Ulm, Ulm, (7) Institut für Pharmazie, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena, (8) Aktuelle Adresse: Paul-Ehrlich-Institut, Abteilung Immunologie, Langen, (9) Aktuelle Adresse: Baylor College of Medicine, Houston, Texas, USA, (10) Aktuelle Adresse: Michael Popp Research Institute, University of Innsbruck, Innsbruck, Österreich

Zeitschrift: Oncogene 2019; 39(7): 1445-1465

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5085

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Thüringer Landesamt für Lebensmittelsicherheit und Verbraucherschutz genehmigt (Referenznummer 03-048/16). Woher die Mäuse stammen, wird nicht erwähnt. Es wird eine Methode vorgestellt, um die Muskelregeneration zu untersuchen. In einer Art Anleitung wird empfohlen, gleichgeschlechtige Mäuse in gutem physischen Zustand und im Alter von mindestens 6 Wochen einzusetzen. Die Mäuse werden betäubt. Ein Hinterbein wird vom Knie bis zu der Pfote rasiert und an dieser Stelle Kardiotoxin in den Muskel gespritzt, wobei die Nadel hin und her bewegt wird, damit sich das Gift möglichst gleichmäßig im Muskel verteilt. Kardiotoxin ist ein Schlangengift, das bewirkt, dass sich die Muskelzellen auflösen und auf diese Weise der Muskel zerstört wird.

Die Autoren weisen darauf hin, dass nur ein Bein diesem (im Nachhinein sehr schmerzhaften) Eingriff unterzogen werden soll, mit der Begründung, das andere Hinterbein könne so als Vergleichs-Kontrolle genutzt werden. Es wird betont, dass die Mäuse nach dem Eingriff nur leicht humpeln sollten und dass man sie töten soll, falls sie stark humpeln oder das Bein gar nicht belasten. An den folgenden 2 Tagen erhalten die Tiere einmal täglich ein Schmerzmittel. Nach 3 Tagen wird den Tieren eine Substanz in den Muskel gespritzt, die den Regenerationsprozess beeinflussen soll. Hierzu werden die Mäuse erneut mittels Inhalationsnarkose anästhesiert. Die Testsubstanz wird in den Muskel, der zuvor mittels Kardiotoxin geschädigt wurde, gespritzt. Es wird erwähnt, dass es nicht nötig sei, im Anschluss an die Prozedur ein Schmerzmittel zu verabreichen.

Nach einigen Tagen werden die Tiere getötet und die Muskeln herauspräpariert, um den Zustand der Regeneration zu untersuchen. Exemplarisch für die hier beschriebene Methode werden in der vorliegenden Arbeit Mäuse vor der Kardiotoxin-Schädigung getötet (Kontrolle), 7 und 10 Tage danach, sowie 2 Tage nach Injektion der Testsubstanz. Es ist davon auszugehen, dass zur Etablierung des hier vorgestellten Verfahrens weitaus mehr Mäuse eingesetzt wurden als die 6 Tiere, die zur Darstellung der exemplarischen Ergebnisse in der Publikation getötet wurden.

Die Arbeiten wurden finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und der Deutschen Krebshilfe.

Bereich: Regenerationsforschung

Originaltitel: Analyzing satellite cell function during skeletal muscle regeneration by cardiotoxin injury and injection of self-delivering siRNA in vivo

Autoren: Hellen E. Ahrens, Henriette Henze, Svenja C. Schüler, Manuel Schmidt, Sören S. Hüttner, Julia von Maltzahn*

Institute: Leibniz-Institut für Alternsforschung - Fritz-Lipmann-Institut e.V. (FLI), Beutenbergstraße 11, 07745 Jena

Zeitschrift: Journal of Visualized Experiments 2019; 151: e60194. Doi: 10.3791/60194

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5084

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Homburg/Saar genehmigt. Die Mäuse der Zuchtlinie C57BL/6 werden einzeln gehalten. Den Tieren wird unter Narkose eine sogenannte Rückenhautkammer implantiert. Diese besteht aus zwei Titanplatten mit einem runden Fenster, einer Art Bullauge von 15 mm Durchmesser in der Mitte. Die Rückenhaut der Maus wird geschoren, mehrere Zentimeter hochgezogen und zwischen die beiden mit Schrauben zusammen gehaltenen Titanplatten geklemmt. Auf der einen Seite des Fensters wird die Haut komplett entfernt, so dass im Fenster nun die extrem gespannte Haut einer Seite zu sehen ist, die mit einem Glasplättchen abgedeckt wird. Die Tiere dürfen sich 3 Tage von der Operation erholen. Es wird hervorgehoben, dass die Mäuse die Kammern gut tolerieren und Schlaf und Futteraufnahme nicht beeinträchtigt seien.

Eine nicht genannte Anzahl Mäuse wird getötet, um ihre Lungen zu entnehmen. Diese werden in eine fluoreszierende Flüssigkeit gelegt, damit das Gewebe die Farbe annimmt. Es werden kleine Würfel von einem halben Millimeter Seitenlänge aus den Lungen geschnitten. Jeweils 3-4 Lungenwürfel werden den Mäusen mit den Rückenhautkammern auf die Haut im Bullauge verpflanzt. Bei einigen Mäusen mit Rückenhautkammer wird unter Narkose der Bauch aufgeschnitten, um ein Gebärmutterhorn herauszuschneiden. Dieses wird in fluoreszierende Farbe gelegt und 1-2 kleine Würfel daraus derselben Maus, aus der die Gebärmutter stammte, in das Kammerfenster transplantiert. Unmittelbar danach sowie 3, 6, 10 und 14 Tage nach der Transplantation des Lungen- und Gebärmuttergewebes werden die Tiere betäubt, um das Blutgefäßwachstum der Transplantate im Bullauge unter einem speziellen Mikroskop zu beobachten und zu filmen. Dazu wird den Tieren eine fluoreszierende Flüssigkeit in das Venengeflecht hinter dem Augapfel injiziert. So kann der Blutfluss sichtbar gemacht werden. Nach 14 Tagen werden die Mäuse durch eine Überdosis Pentobarbital getötet. Für dieses Experiment werden 30 Mäuse verwendet.

In einem weiteren Experiment mit 10 Mäusen wird ähnlich verfahren, auch diesen Tieren werden kleinen Lungen- und Gebärmutterstücke in die Rückenhautkammer verpflanzt. Nach 10-13 Tagen wird den Tieren unter Betäubung über eine Maske Luft mit unterschiedlichem Sauerstoffgehalt zugeführt. Gleichzeitig werden die kleinen Blutgefäße im transplantierten Gewebe beobachtet. Am nächsten Tag wird die Prozedur wiederholt. Dann werden auch diese Mäuse getötet.

Bereich: Lungenphysiologie, Lungenforschung

Originaltitel: A murine model to study vasoreactivity and intravascular flow in lung isograft microvessels

Autoren: Nora Regelin (1,2), Susanne Heyder (1,2,4), Matthias W. Laschke (2), Yalda Hadizamani (5,6), Michele Borgmann (5,6), Ueli Moehrlen (6,7), René Schramm (2,3), Robert Bals (1), Michael D. Menger (2), Jürg Hamacher (1,2,5,6)*

Institute: (1) Klinik für Innere Medizin V – Pneumologie, Allergologie, Beatmungs- und Umweltmedizin, Universitätsklinikum des Saarlands, Gebäude 41, Kirrberger Str. 100, 66424 Homburg/Saar, (2) Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum des Saarlands, Homburg/Saar, (3) Herz- und Diabeteszentrum Nordrhein-Westfalen, Universitätsklinikum der Ruhr-Universität Bochum, 32545 Bad Oeynhausen, (4) MediClin Albert Schweitzer Klinik, Pneumologie, 78126 Königsfeld, (5) Klinik für Allgemeine Innere Medizin, Pneumologie, Lindenhofspital, Bern, Schweiz, (6) Lungen- und Atmungsstiftung Bern, Bern, Schweiz, (7) Kinderchirurgie, Universitäts-Kinderspital Zürich, Zürich, Schweiz

Zeitschrift: Scientific Reports 2019; 9: 5170. doi.org/10.1038/s41598-019-41590-7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5083

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Landesdirektion Sachsen und der zuständigen Behörde in Wien genehmigt. Es werden Brainbow-Axolotl und weiße Axolotl vom MPI-CBG (Dresden), CRTD (Dresden) und IMP (Wien) verwendet. Axolotl sind mexikanische Schwanzlurche (Salamander), die die Fähigkeit haben, verletzte Organe und Gliedmaßen sehr schnell nachwachsen zu lassen. Es werden vier genetische Veränderungen bei den Tieren geschaffen, indem genetisches Material in insgesamt 1833 Axolotl-Embryonen injiziert wird. Von ihnen überleben 674 Embryonen, aufgezogen werden aber nur 34 Tiere. Mit den Nachkommen dieser Tiere werden die Experimenten gemacht. Manche Tiere werden vor oder kurz nach dem Schlüpfen getötet, um ihre Vorderbeine für weitere Analysen zu entnehmen. Bei Jungtieren werden die Effekte der Genveränderung ausgelöst, indem bestimmte Substanzen in ihrem Wasser aufgelöst werden. Den erwachsenen Tieren werden diese Substanzen in die Bauchhöhle injiziert. Bei den meisten Tieren werden unter Narkose ein oder beide Vorderbeine amputiert und deren Heilung wird verfolgt.

Bei einer Gruppe werden die Tiere betäubt, indem sie in Wasser mit einem Betäubungsmittel gesetzt werden und es wird ein Unterarm amputiert. Bei zwei Gruppen von Axolotl mit unterschiedlichen genetischen Veränderungen werden die Oberarmknochen unter Narkose gegenseitig transplantiert: Die Unterarme der Tiere werden am Ellenbogen amputiert, die Oberarmknochen werden mit Pinzetten herausgezogen und in die Wunden anderer gleichbehandelter Tiere gesteckt. Bei zwei anderen Gruppen von Tieren werden unter Narkose einige Muskeln am Oberarm herausgeschnitten und mit Muskeln von anderen Tieren ersetzt. Die Axolotl werden regelmäßig betäubt, mit feuchten Papiertüchern bedeckt und unter einem Mikroskop beobachtet. Die Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten bis maximal 38 Tage nach der Amputation auf nicht genannte Weise getötet. Ihre Vorderbeine werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der Max-Planck-Gesellschaft, der Deutschen Forschungsgemeinschaft, dem ERC Advanced Investigator Award und dem Forschungsinstitut für Molekulare Pathologie (Wien) finanziell unterstützt.

Bereich: Regenerationsforschung, Wundheilung, Zellphysiologie

Originaltitel: Single-cell transcriptomics uncovers molecular funneling of cell identities during axolotl limb regeneration

Autoren: Tobias Gerber (1), Prayag Murawala (2,3)* Dunja Knapp(3), Wouter Masselink (2), Maritta Schuez (3), Sarah Hermann (3), Malgorzata Gac-Santel (1), Sergej Nowoshilow (2,3), Jorge Kagejama (1), Shahryar Khattak (4), Joshua Currie (3), J. Gray Camp (1), Elly M. Tanaka (2,3)* and Barbara Treutlein (1,5,6)*

Institute: (1) Abteilung für Evolutionäre Genetik, Max-Planck-Institut für evolutionäre Anthropologie, Leipzig, (2) Forschungsinstitut für Molekulare Pathologie (IMP) Vienna BioCenter, Campus-Vienna-Biocenter 1, 1030 Wien, Österreich, (3) Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) Zentrum für Regenerative Therapien Dresden (CRTD), Technische Universität Dresden, Fetscherstr. 105, 01307, Dresden, (4) Qatar Biomedical Research Institute (QBRI), Hamad Bin Khalifa University (HBKU), Education City, Qatar Foundation, Qatar , (5) Max-Planck-Institut für molekulare Zellbiologie und Genetik, Dresden (6) Abteilung für Biowissenschaften, Technische Universität München, Freising

Zeitschrift: Science 2018; 362(6413): eaaq0681

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5082

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Landesdirektion Sachsen (AZ: DD24-5131/338/43) genehmigt. Es werden 78 erwachsene Axolotl benutzt. Die Tiere stammen aus dem DFG-Forschungszentrum für Regenerative Therapien der TU Dresden (CRTD). Axolotl sind mexikanische Schwanzlurche (Salamander), die die Fähigkeit haben, verletzte Organe oder sogar Gliedmaßen sehr schnell nachwachsen zu lassen. Die Tiere werden mittels eines Betäubungsmittels, das im Wasser aufgelöst wird, betäubt. An einem Hinterbein jeden Tieres wird ein 1 cm-langer Schnitt gemacht, die Haut und die Muskeln werden zur Seite gezogen und der darunterliegende Hüftnerv (Ischiasnerv) wird durchgeschnitten. Danach werden die Wunden chirurgisch verschlossen. Bei einigen Tieren wird der gleiche Eingriff nach 7 Tagen wiederholt. Die Axolotl werden in ein Aquarium mit einer Gegenstromanlage gesetzt, um den Bewegungsgrad des verletzten Beins beobachten zu können. Zwei Tiere werden je 7 und 14 Tage nach der ursprünglichen Verletzung betäubt. Erneut wird ein Schnitt an ihrem Hinterbein gemacht, die Tiere werden mit feuchten Papiertüchern bedeckt, unter ein Mikroskop gelegt und ihre Nerven werden fotografiert. Die Tiere werden in Gruppen an einem von neun verschiedenen Zeitpunkten (0 bis 128 Tage nach der Verletzung) auf nicht genannte Weise getötet und ihre Beine werden zur weiteren Analyse entnommen.

Diese Arbeit wurde durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (AZ 13N13807), das Else Kröner Promotionskolleg und den Publikationsfonds der SLUB/TU Dresden finanziell unterstützt.

Bereich: Regenerationsforschung, Neurologie, Neurobiologie, Neurophysiologie, Wundheilung

Originaltitel: Label-free imaging of tissue architecture during axolotl peripheral nerve regeneration in comparison to functional recovery

Autoren: Ortrud Uckermann (1)*, Joana Hirsch (1), Roberta Galli (2), Jonas Bendig (1), Robert Later (1,3), Edmund Koch (2,3), Gabriele Schackert (1), Gerald Steiner (2), Elly Tanaka (3), Matthias Kirsch (1,3)

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Neurochirurgie, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, TU Dresden, Fetscherstraße 74, 01307 Dresden, (2) Klinisches Sensoring und Monitoring, Klinik und Poliklinik für Anästhesiologie und Intensivtherapie, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, TU Dresden, Dresden, (3) Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) Zentrum für Regenerative Therapien Dresden (CRTD), Dresden

Zeitschrift: Scientific Reports 2019; 9(1): 12641

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5081

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Genehmigungsnummer 84-02.04.2013.A287, G1375/13) genehmigt. Es werden 36 männliche Wister-Ratten benutzt. Die Tiere stammen von Harlan Laboratories (Horst, Niederlande) und werden in der Zentralen Tierexperimentellen Einrichtung des Universitätsklinikums Essen gehalten.

Unter Narkose wird ein Katheter in die Halsvene eingeführt und zwei in Blutgefäße am rechten Hinterbein. Ein Thermometer wird in den Mastdarm der Tiere eingeführt. Bei den Tieren wird ein Blutungsschock erzeugt, indem innerhalb von 30 Minuten alle drei Minuten jeweils zwei Milliliter Blut aus einem Blutgefäß im Hinterbein entzogen werden, bis der Blutdruck der Tiere nur ca. 30 % des normalen Wertes erreicht. Der Blutungsschock wird für eine weitere Stunde aufrechterhalten, danach werden die Tiere wiederbelebt, indem eine Kochsalzlösung in ein Blutgefäß am Hinterbein injiziert wird, die die dreifache Menge des verlorenen Blutvolumens beträgt. Dreimal wird auch Blut zur Untersuchung von jedem Tier entnommen.

Die Ratten werden in 5 Gruppen aufgeteilt. In der ersten Gruppe (4 Tiere) wird weder ein Blutungsschock, noch eine Wiederbelebung erzeugt, in den restlichen vier Gruppen (je 8 Tiere) wird beides erzeugt. Die Tiere der zweiten Gruppe behalten ihre normale Körpertemperatur (36,5 – 37,5 °C). Die Tiere der dritten, vierten und fünften Gruppe werden nach der Wiederbelebung auf 34 °C gekühlt. Die Tiere der Gruppe 3 werden nicht wieder aufgewärmt, die Tiere der Gruppe 4 werden langsam und die der Gruppe 5 werden schnell wieder aufgewärmt. Die Kühlung wird durch einen Operationstisch mit Temperaturregelung sowie Kältepackungen an den Hinterbeinen der Ratten erreicht, die Erwärmung ebenfalls durch den regelbaren Tisch bzw. eine Wärmelampe (schnelle Erwärmung).

Alle Tiere, die nicht gekühlt oder die gekühlt und wieder erwärmt werden, sterben innerhalb von fünf Stunden nach Beginn des Eingriffs. Die Ratten, die langsam erwärmt werden, überleben im Schnitt 45 Minuten länger als diejenigen, die schnell erwärmt werden. Ein Tier der Gruppe, die nur gekühlt wird, stirbt ebenfalls innerhalb dieses Zeitraums. Die restlichen Tiere (11 von 36), die die ersten fünf Stunden überleben, werden unter Narkose getötet und mehrere Organe werden zur Analyse entnommen.

Die Arbeit wurde durch das Universitätsklinikum Essen der Universität Essen-Duisburg finanziert.

Bereich: Schockforschung, Traumatologie, Unfallmedizin

Originaltitel: Slow as compared to rapid rewarming after mild hypothermia improves survival in experimental shock

Autoren: Manuel Burggraf (1)?,Sven Lendemans (2), Indra Naemi Waack (3), Johanna K. Teloh (3), Katharina Effenberger-Neidnicht (3), Marcus Jäger (1), Ricarda Rohrig (3)

Institute: (1) Zentrum für Orthopädie und Unfallchirurgie, Universitätsklinikum Essen, Hufelandstasse 55, 45147 Essen, (2) Klinik für Orthopädie und Unfallchirurgie, Alfried Krupp Krankenhaus Steele, Essen, (3) Institut für Physiologische Chemie, Universitätsklinikum Essen, Essen

Zeitschrift: Journal of Surgical Research 2019; 236: 300-310

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5080

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Genehmigungsnummer 84-02.04.2013.A158) genehmigt.

Es werden 19 bis 21 Wochen alte männliche Mäuse verwendet. Die Tiere stammen von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld. Die Mäuse werden in drei Gruppen aufgeteilt – Kontrollgruppe, Kalorienrestriktionsgruppe (CR) und Hypoxie-Gruppe (HP). Die Tiere der Kontrollgruppe dürfen so viel essen, wie sie möchten, und erhalten normale Luft (ca. 21 % Sauerstoffgehalt). Die Mäuse der CR-Gruppe bekommen 28 Tage lang nur 66% der üblichen Futtermenge. Die HP-Tiere werden an drei aufeinanderfolgenden Tagen für 2, 4 oder 8 Stunden in einem Kasten gesetzt, in dem der Sauerstoffgehalt der Luft nur 8,3% beträgt. Den Tieren wird entweder eine Kontrolllösung oder Cisplatin, ein Nieren schädigendes Chemotherapeutikum, in die Bauchhöhle gespritzt. Mäuse, die Cisplatin bekommen, verlieren innerhalb von drei Tagen bis zur 20% ihres Gewichts. Die Mäuse der CR- und der HP-Gruppe verlieren nicht so viel Gewicht. Drei Tage nach der Spritze werden die Tiere unter Narkose getötet, indem durch Injektion einer Kochsalzlösung direkt ins Herz das ganze Blut ausgetauscht wird. Blutproben und ihre Nieren werden für weitere Analysen entnommen.

Bereich: Nierenforschung, Toxikologie

Originaltitel: The proteome microenvironment determines the protective effect of preconditioning in cisplatin-induced acute kidney injury

Autoren: Martin R. Späth (1,2,3), Malte P. Bartram (1,2,3), Nicolas Palacio-Escat (4), K. Johanna R. Hoyer (1,2,3), Cedric Debes (3,5), Fatih Demir(6), Christina B. Schroeter (1,2,3), Amrei M. Mandel (1,2,3), Franziska Grundmann (1,2), Giuliano Ciarimboli (7), Andreas Beyer (3,5), Jayachandran N. Kizhakkedathu (8,9), Susanne Brodesser (3), Heike Göbel (10), Jan U. Becker (10), Thomas Benzing (1,2,3,5), Bernhard Schermer (1,2,3,5), Martin Höhne (1,2,3,5), Volker Burst (1,2), Julio Saez-Rodriguez (4,11), Pitter F. Huesgen (6), Roman-Ulrich Müller (1,2,3,5), Markus M. Rinschen (1,2,3,5,12)*

Institute: (1) Klinik II für Innere Medizin, Universitätsklinik Köln, Kerpener Str. 62, 50937 Köln, (2) Center for Molecular Medicine (Geb. 66), Universität zu Köln, Robert-Koch-Str. 21, 50931 Köln, (3) CECAD Forschungszentrum, Universität zu Köln, Joseph-Stelzmann-Str. 26, 50931 Köln, (4) COMBINE-Joint Research Center for Computational Biomedicine, Rheinisch-Westfälische Technische Hochschule Aachen, Aachen, (5) Systems Biology of Ageing Cologne (Sybacol), Joseph-Stelzmann-Str. 26, 50931 Köln, (6) Zentralinstitut für Engineering, Elektronik und Analytik (ZEA), Forschungszentrum Jülich, Jülich, (7) Experimentelle Nephrologie, Universitätsklinikum Münster, Münster (8) Department of Pathology, Centre for Blood Research, The University of British Columbia, British Columbia, Vancouver, Canada, (9) Laboratory Medicine, Department of Chemistry, The University of British Columbia, British Columbia, Vancouver, Canada, (10) Institut für Pathologie, Uniklinik Köln, Köln (11) BioQuant Zentrum, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Heidelberg, (12) Scripps Center for Metabolomics and Mass Spectrometry, The Scripps Research Institute, La Jolla, California, USA

Zeitschrift: Kidney International 2019; 95: 333-349

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5079

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Die Weißbüschelaffen (Callithrix jacchus), die für die Versuche eigesetzt werden, entstammen der hauseigenen Zucht der Universität Tübingen. Die Affen werden zunächst trainiert, um in einem Primatenstuhl in einer schalldichten Kammer zu sitzen. Vor dem Gesicht eines Affen wird ein Mikrofon positioniert, das die Laute aufnimmt, die das Tier von sich gibt. Das korrekte Verhalten der Affen, z.B., wenn sie einen Laut von sich geben, wird mit einer kleinen Menge einer Flüssigkeit „belohnt“, die der Affe aus einem automatisierten Probenspender in der Nähe seines Gesichts erhält. Die Autoren heben hervor, dass mit diesem Belohnungssystem sehr gute Erfolge erzielt werden und die Tiere viele Laute von sich geben, was für den Versuch gewünscht ist.

Sobald die Tiere an den Primatenstuhl und den Versuchsaufbau „gewöhnt sind“, erfolgen die komplizierten Kopf- und Gehirnoperationen. Unter Narkose werden die Köpfe der Affen mit einer stereotaktischen Apparatur fixiert. Die Kopfhaut und die darunterliegenden Muskeln werden aufgeschnitten, um den Schädelknochen freizulegen. Es werden vier Löcher in den Schädel gebohrt um eine Apparatur zum Auslesen von Gehirnströmen mithilfe von Titanschrauben und Zahnzement am Schädelknochen zu befestigen. Die Messkammer wird so positioniert, dass bestimmte Regionen im Hirnstamm untersucht werden können. Nach einigen Wochen wird den Affen in einer weiteren komplizierten Operation eine Gehirnsonde implantiert, die ins Gehirn der Affen bis zum Hirnstamm eingelassen wird. Die Position der Sonde kann später bei vollem Bewusstsein der Affen flexibel verändert werden, um verschiedene Gehirnbereiche zu untersuchen. Nach dem schweren operativen Eingriff erhalten die Affen bis zu fünf Tage lang Schmerzmittel und Antibiotika. Das „Wohlbefinden“ der Tiere wird überwacht, indem nach der Operation 5 Tage lang täglich für 20 Minuten das Verhalten beobachtet und protokolliert wird. Die Apparaturen verbleiben monatelang in den Köpfen der Affen.

Bei dem eigentlichen Versuch werden die Affen mit den implantierten Gehirnsonden täglich wie oben beschrieben in den Primatenstuhl in die schalldichte Kammer gesetzt. Die Apparatur in ihrem Kopf wird mit elektronischen Lesegeräten verbunden und es wird 20 Minuten lang aufgenommen, wie die Affen Laute von sich geben. Parallel dazu werden die Gehirnströme der Tiere gemessen. Zusätzlich werden den Tieren verschiedene Laute von Artgenossen vorgespielt und ebenso die Gehirnströme aufgezeichnet, die dabei aktiviert werden.

Bei einem Affen werden die Messungen 90 Tage lang durchgeführt, bei dem zweiten Affen 82 Tage lang, bei dem dritten Affen zum Zeitpunkt der Publikation 15 Tage lang, wobei die Messungen bei diesem Tier noch weiterliefen. Was nach dem Versuchen mit den Tieren geschieht, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden finanziert von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und vom Werner Reichardt Centrum für Integrative Neurowissenschaften (CIN) der Universität Tübingen.

Bereich: Hirnforschung, Verhaltensforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Semi-chronic laminar recordings in the brainstem of behaving marmoset monkeys

Autoren: Thomas Pomberger (1,2), Steffen R. Hage (1)*

Institute: (1) Neurobiology of Vocal Communication, Werner Reichardt Centrum für Integrative Neurowissenschaften (CIN), Universität Tübingen, Otfried-Müller-Str. 25, 72076 Tübingen, (2) Graduate School of Neural & Behavioural Sciences - International Max Planck Research School, Universität Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: Journal of neuroscience methods 2019; 311: 186-192

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5078