Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium in Tübingen genehmigt. Die Versuche finden offensichtlich bei Boehringer Ingelheim in Biberach statt. Die Herkunft der Tiere wird nicht erwähnt.

Die Studie besteht aus zwei Versuchsreihen. Im ersten Versuch bekommen männliche Ratten und Hunde 28 Tage lang eine Testsubstanz täglich mit einer Schlundsonde direkt in den Magen eingegeben. 10 Ratten bekommen eine hohe Konzentration eingegeben, von der man aus Vorversuchen weiß, dass sie zu Vergiftungserscheinungen bei den Tieren führt. 8 Ratten erhalten eine unschädliche Flüssigkeit. 5 Beagle erhalten eine hohe Dosis und 3 eine mittlere Dosis der Substanz. 5 weitere Beagle dienen als Kontrolle und bekommen eine wirkungslose Flüssigkeit eingegeben. Nach den 4 Wochen werden alle Tiere auf nicht beschriebene Weise getötet und Blutproben genommen.

Im zweiten Versuch erhalten 6 männliche Mäuse über 14 Tage hochdosiert eine zweite Testsubstanz, ebenfalls über eine Schlundsonde. 9 Tiere bekommen eine wirkungslose Flüssigkeit eingegeben. Sie werden nach 14 Tagen auf nicht genannte Weise getötet und Blutproben genommen.

Die Arbeit wurde finanziell von Boehringer Ingelheim Pharma GmbH KG unterstützt.

Bereich: Toxikologie, Diabetesforschung

Originaltitel: Untargeted metabolomic analysis combined with multivariate statistics reveal distinct metabolic changes in GPR40 agonist-treated animals related to bile acid metabolism

Autoren: Hannes Doerfler (1)*, Dana-Adriana Botesteanu (2), Stefan Blech (1), Ralf Laux (1)

Institute: (1) Abteilung für Arzneimittelstoffwechsel & Pharmakokinetik, Boehringer Ingelheim Pharma GmbH & Co. KG, Birkendorfer Str. 65, 88400 Biberach an der Riß, (2) Department of Drug Discovery Sciences, Boehringer Ingelheim RCV GmbH & Co KG, Wien, Österreich

Zeitschrift: Frontiers in Molecular Bioscience 2021; 7: 598369

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5263

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Regierungspräsidium Tübingen (Genehmigungsnummern TVV 12-009-G, 14-016-G, 35/9185.81-8). Mäuse verschiedener Stämme, sowie Mäuse mit Immundefekten werden von Janvier Laboratories oder Charles River (Sulzfeld und USA) bezogen. Die Tiere werden in 5er-Gruppen gehalten.

Einem Teil der Tiere wird in Narkose über einen Schlauch eine Flüssigkeit in die Luftröhre gespritzt. Diese enthält entweder eine Substanz, die vergleichbar mit einer Virusinfektion das körpereigene Abwehrsystem aktiviert oder eine Substanz, die bei Entzündungsreaktionen von Bedeutung ist. Zu mehreren Zeitpunkten innerhalb von 48 Stunden (Substanz 1) bzw. von 4 Stunden (Substanz 2) werden die Mäuse auf nicht genannte Weise getötet und bei einem Teil der Tiere eine Lungenspülung durchgeführt, d.h. in die Bronchien der Mäuse wird Kochsalzlösung eingespritzt und diese danach wieder zur weiteren Untersuchung abgesaugt.

Eine Gruppe von Mäusen wird in eine Box gesetzt und über einen Verdampfer wird 30 Minuten lang ein bakterielles Endotoxin eingeleitet. Endotoxine sind Bestandteile der Bakterienzellwand, die beim Menschen zu Fieber und Entzündungsreaktionen führen. Zu verschiedenen Zeitpunkten innerhalb von 2,5 Tagen werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet und eine Lungenspülung wird durchgeführt.

Eine andere Gruppe von Mäusen wird 1-3 Wochen lang an 5 Tagen pro Woche in eine Box gesetzt, in die entweder Raumluft oder Zigarettenqualm (Roth-Händle ohne Filter, 4-5 Zigaretten pro Tag) geleitet wird. 19 Stunden nach der letzten „Behandlung“ werden die Tiere mit einer Überdosis Narkosemittel getötet und eine Lungenspülung durchgeführt.

Mäuse mit zuchtbedingt geschwächtem Immunsystem oder gesunde Geschwistertiere werden über zwei Wochen lang derselben Behandlung (Raumluft oder Zigarettenqualm) unterzogen. Die Tiere, die den Qualm einatmen müssen, werden am 7. Tag in Narkose gelegt und über die Nase mit Grippeviren infiziert. Ob diese Tiere auch getötet werden, wird nicht beschrieben, davon ist aber auszugehen. Nach dem Töten der Tiere werden die Lungen für weitere Untersuchungen entfernt.

Mehrere Mäuse werden durch eine Überdosis Narkosemittel getötet, um Knochenmark oder Lungen für weitere Untersuchungen zu entnehmen.

Zusätzlich zu den Tierversuchen werden Blut- und Gewebeproben von Humanpatienten für verschiedene Tests verwendet.

Bereich: Lungenforschung, Entzündungsforschung

Originaltitel: IL36 is a critical upstream amplifier of neutrophilic lung inflammation in mice

Autoren: Carolin K. Koss (1,2), Christian T. Wohnhaas (1,2), Jonathan R. Baker (3), Cornelia Tilp (1), Michèl Przibilla (1), Carmen Lerner (1), Silvia Frey (1), Martina Keck (1), Cara M. M. Williams (1,5), Daniel Peter (1), Meera Ramanujam (4), Jay Fine (4), Florian Gantner (1,2), Matthew Thomas (1), Peter J. Barnes (3), Louise E. Donnelly (3), Karim C. El Kasmi (1)*

Institute: (1) Boehringer Ingelheim Pharma GmbH & Co KG, Birkendorfer Str. 65, 88400 Biberach an der Riß, (2) Fachbereich Biologie, Universität Konstanz, Konstanz, (3) Airway Disease, National Heart and Lung Institute, Imperial College London, London, Großbritannien, (4) Boehringer Ingelheim Pharmaceuticals Inc., Ridgefield, USA, (5) WRDM, Inflammation and Immunology Research Unit, Pfizer, Cambridge, USA

Zeitschrift: Communications Biology 2021; 4: 172

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5262

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche von der Regierung in Unterfranken (Nummer AK 55.2-2531.01-124/13 und 55.2-2532-2-741). Mäuse mit bestimmten Genmutationen werden vom Jackson Laboratory bezogen. Außerdem werden durch Kreuzungen verschiedener Mäusestämme mit Gendefekten Mäuse gezüchtet, denen im Darm ein spezielles Enzym fehlt. In den Versuchen werden nur männliche Mäuse verwendet. Das Gewicht wird wöchentlich bestimmt. Ab einem Alter von 4 Wochen bekommen die Mäuse täglich über mehrere Wochen über eine Magensonde entweder eine Testsubstanz oder Wasser eingegeben.

Zur Messung von Energieverbrauch, Nahrungsaufnahme und Aktivität werden die Tiere in einen sogenannten Stoffwechselkäfig mit Zugang zu Wasser und Futter gehalten. Nach einer Eingewöhnung von 48 Stunden werden alle 10 Minuten über einen nicht genannten Zeitraum Messungen durchgeführt bezüglich Sauerstoffverbrauch, Kohlendioxidabgabe, sowie Futter- und Wasserverbrauch.

Es werden verschiedene Tests bezüglich Zucker- und Fettstoffwechsel durchgeführt. Dafür müssen die Mäuse über Nacht oder mehrere Stunden fasten, bekommen dann Glukose (Zucker) oder Insulin in die Bauchhöhle gespritzt und kurz vor bzw. zu mehreren bestimmten Zeitpunkten nach der Injektion wird den Mäusen ein Stück der Schwanzspitze abgeschnitten, um eine Blutprobe zu erhalten. Andere Mäuse werden einzeln gehalten und bekommen nach mehrstündigem Fasten Olivenöl mit einer Magensonde verabreicht, teilweise in Verbindung mit einer in die Bauchhöhle gespritzten Testsubstanz. Auch bei ihnen werden über das Abschneiden der Schwanzspitze Blutproben genommen, außerdem wird ihr Kot zur weiteren Untersuchung eingesammelt. Die Mäuse werden zu nicht genannten Zeitpunkten durch Genickbruch getötet.

Zusätzlich zu den Versuchen werden aus Dünndarmproben von Mäusen Darmorganoide (dreidimensionale Mini-Därme) hergestellt, um an ihnen verschiedene Untersuchungen durchzuführen. Es wird zwar nicht erwähnt, aber es ist davon auszugehen, dass zur Gewinnung der Dünndarmproben ebenfalls Mäuse getötet werden.

Außerdem werden von übergewichtigen Humanpatienten Blutproben genommen.

Die Studie wurde finanziell unterstützt vom Europäischen Forschungsrat (ERC), der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), der European Molecular Biology Organization (EMBO), der Max-Planck-Gesellschaft, dem Nationalen Wissenschaftszentrum, dem Ministerium für Wissenschaft und Hochschulwesen (MNiSW) und dem Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF).

Bereich: Diabetesforschung, Übergewichtsforschung

Originaltitel: Protein Kinase D2 drives chylomicron-mediated lipid transport in the intestine and promotes obesity

Autoren: Jonathan Trujillo-Viera (1), Rabih El-Merahbi (1), Vanessa Schmidt (1), Till Karwen (1), Angel Loza-Valdes (2), Akim Strohmeyer (3,4,5), Saskia Reuter (1), Minhee Noh (1) , Magdalena Wit (2) , Izabela Hawro (2), Sabine Mocek (3,4,5), Christina Fey (6), Alexander E. Mayer (1), Mona C. Löffler (1), Ilka Wilhelmi (7,8), Marco Metzger (6), Eri Ishikawa (9,10), Sho Yamasaki (9,10), Monika Rau (11), Andreas Geier (11), Mohammed Hankir (12) , Florian Seyfried (12), Martin Klingenspor (3,4,5), Grzegorz Sumara (1,2)*

Institute: (1)* Rudolf-Virchow-Zentrum, Center for Integrative and Translational Bioimaging, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Josef-Schneider-Str. 2, 97080 Würzburg, (2) Nencki Institute of Experimental Biology, Polish Academy of Sciences, Warszawa, Polen, (3) Lehrstuhl für Molekulare Ernährungsmedizin, Technische Universität München, TUM School of Life Sciences, Freising, (4) Else Kröner-Fresenius-Zentrum für Ernährungsmedizin (EKFZ), Technische Universität München, München, (5) ZIEL - Institute for Food & Health, Technische Universität München, Freising, (6) Fraunhofer Institut für Silicatforschung (ISC), Fraunhofer Translationszentrum für Regenerative Therapien, Würzburg, (7) Abteilung Experimentelle Diabetologie, Deutsches Institut für Ernährungsforschung Potsdam-Rehbrücke, Nuthetal, (8) Deutsches Zentrum für Diabetesforschung (DZD), Neuherberg, (9) Molecular Immunology, Research Institute for Microbial Diseases (RIMD), Osaka University, Suita, Japan, (10) Molecular Immunology, Immunology Frontier Research Center (IFReC), Osaka University, Suita, Japan, (11) Leberzentrum, Medizinische Klinik II, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg, (12) Klinik und Poliklinik für Allgemein-, Viszeral-, Transplantations-, Gefäß- und Kinderchirurgie, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg

Zeitschrift: EMBO Molecular Medicine 2021; 13: e13548

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5261

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche beim Regierungsbezirk Unterfranken (Genehmigungsnummer 55.2.-2532-2-162). Die männlichen Mäuse bekommen unter Narkose mit einer großen Kanüle einen Mikrotransponder unter die Nackenhaut implantiert. Vier Wochen später wird den Tieren unter Narkose die Kopfhaut aufgeschnitten und der Experimentator fixiert den Kopf des Tieres mit zwei Fingern. Es wird ein Schädeltrauma verursacht, indem aus 6 cm Höhe ein 95 g schweres, mit einer stumpfen Spitze versehenes Gewicht auf den Kopf der Tiere fallen gelassen wird. Das entspricht in etwa dem 4fachen Wert des eigenen Körpergewichts. Üblicherweise erfolgt die Fixierung des Kopfes mit einem sogenannten stereotaktischen Rahmen. Hier soll aber „eine leichte Bewegung während des Traumas ermöglicht werden“. Nach Auslösen des Traumas wird die Schädeldecke auf Knochenbrüche hin untersucht und die Haut zugenäht. Ein Teil der Tiere wird „scheinoperiert“, d.h. Narkose und Aufschneiden der Schädelhaut erfolgt, aber kein Trauma. Eine Stunde nach dem Trauma wird der Schweregrad von neurologischen Schäden anhand eines Punkteschemas beurteilt. Kriterien sind dabei die Körperposition in Ruhe und beim Anheben des Schwanzes, sowie normale und krankhafte Spontanbewegungen.

Vier bis acht Wochen nach der Verletzung werden verschiedene Verhaltenstests durchgeführt. Als Gedächtnistest sind in einem Käfig alle vier Ecken mit Türen verschlossen. Um an sich dahinter befindliche Wasserflaschen zu gelangen, müssen die Mäuse lernen, die Türen mit Nasenstupsern zu öffnen. Die Anzahl und Dauer der Eckenbesuche, Nasenstupser und Lecken des Wassers werden registriert.

Beim „Plus-Labyrinth-Test“ werden die Mäuse an zwei aufeinander folgenden Tagen für jeweils 5 Minuten auf eine Plattform gesetzt, von der vier 50 cm lange und 10 cm breite Gänge abgehen, zwei davon sind nach oben geschlossen. Das Labyrinth ist (bis auf die verschlossenen Gänge) hell erleuchtet. Bevorzugt die Maus die dunklen Gänge, gilt das als ängstliches Verhalten. Im „Open-Field-Test“ wird die Maus für 10 Minuten in eine nach oben offene, hell erleuchtete Box gesetzt. Die Bewegung des Tieres wird beobachtet, ebenso, wie oft sie sich im inneren und äußeren Bereich der Fläche aufhält. Über diesen Test, der am nächsten Tag wiederholt wird, soll die Reaktion der Tiere auf eine unbekannte Umgebung analysiert werden.

Beim Pfoten-Präferenztest müssen die Mäuse 12 Stunden hungern, bevor sie in hell erleuchtete Kammern aus Plexiglas gesetzt werden. An der Vorderseite befindet sich ein Glasröhrchen, das mit gesüßten Haferflocken gefüllt ist. Die Tiere „dürfen“ 50 Mal nach dem Futter greifen, wobei die Anzahl der Eintritte der linken Pfote gemessen werden.

12 Wochen nach dem Trauma werden die Mäuse mit Kohlendioxid getötet und ihre Gehirne für weitere Untersuchungen entfernt.

Die Arbeit wird finanziell unterstützt vom Bundesministerium für Bildung und Forschung und vom Interdisziplinären Klinischen Forschungszentrum (IZKF) Würzburg.

Bereich: Traumatologie, Neuropathologie

Originaltitel: Posttraumatic learning deficits correlate with initial trauma severity and chronic cellular reactions after closed head injury in male mice

Autoren: Simon Lopez-Caperuchipi (1), Lydia Kürzinger (1,2), Sarah Hopp-Krämer (1), Christiane Albert-Weißenberger (1,2,4), Mila M. Paul (1,2,3), Anna-Leena Sirén (1)*, Christian Stetter (1)

Institute: (1) Neurochirurgische Klinik und Poliklinik, Universitätsklinikum Würzburg, Josef-Schneider-Str. 11, Haus B1, 97080 Würzburg, (2) Lehrstuhl für Physiologie – Schwerpunkt Neurophysiologie, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Würzburg, (3) Klinik und Poliklinik für Unfall-, Hand-, Plastische und Wiederherstellungschirurgie, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg, (4) Helmholtz-Institut für RNA-basierte Infektionsforschung, Würzburg

Zeitschrift: Experimental Neurology 2021; 341: 113721

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5260

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer AZ 81-02.04.2017.A412 vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) genehmigt. Die Versuche finden am Institut für Versuchstierkunde, RWTH Aachen, statt. Es werden 16 männliche junge Schweine im Alter von 12-16 Wochen verwendet. Die Tiere stammen von der Heinrichs GbR, Heinsberg. Unter Narkose wird den Tieren ein Dialyse-Katheter für den späteren Blutungsschock in die linke Oberschenkelvene eingeführt. Ein Katheter für die Blutdrucküberwachung wird in die linke Oberschenkelarterie eingeführt. Weiterhin wird ein Urinkatheter in die Harnblase gelegt. Nach zwei Stunden werden zwei Gruppen zu je 8 Schweinen gebildet: Trauma-Gruppe und Kontroll-Gruppe. Die Schweine der Trauma-Gruppe werden auf ihre rechte Seite gelegt und ein Bolzenschussgerät mit einer befestigten Bleiplatte wird an die Brust angelegt und abgeschossen, um eine Lungenquetschung hervorzurufen. Eine Metallplatte wird auf das Schienbein gelegt und das Bolzenschussgerät wird dagegen geschossen, um das Schienbein zu brechen. Danach wird ca. 40% des gesamten Bluts der Tiere durch den Dialyse-Katheter entnommen, um einen Blutungsschock zu erzeugen, der für 90 Minuten, ggf. durch zusätzliche Blutentnahmen aufrechterhalten wird.

Danach werden die Schweine wiederbelebt, indem das entzogene Blut und eine Elektrolytlösung wieder in die Tiere infundiert werden. Das gebrochene Schienbein wird durch ein Fixiergerät stabilisiert, das mittels mehrerer Schrauben und Metallstangen am Schienbein befestigt wird. Die Schweine der Kontroll-Gruppe werden auf die gleiche Weise wie die der Trauma-Gruppe betäubt und bekommen die gleichen Katheter, bei ihnen werden aber keine Traumata hervorgerufen.

Die Tiere werden über 72 Stunden künstlich beatmet und ihre Liegeposition (rechts und links) wird alle 6-8 Stunden gewechselt. Sie bekommen weiterhin eine Elektrolytlösung und ihre Körpertemperatur wird mittels eines Warmluftgebläses konstant gehalten. Es werden zu verschiedenen Zeitpunkten Blut- und Urinproben genommen. Ein kleiner Schnitt wird in die Bauchdecke gemacht und bei jeder Probenentnahme wird ein kleines Stück der Leber herausgeschnitten und entnommen. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

Diese Arbeit wurde von der PAION AG (Aachen) finanziell unterstützt.

Bereich: Traumatologie, Versuchstierkunde

Originaltitel: Hematological and chemical profiles in a porcine model of severe multiple trauma

Autoren: Weijun Guo (1,2)*, Felix Marius Bläsius (1), Johannes Greven (1)*, Peng Luo (1,2), Weikang Wang (1), Cavan Lübke (3), Tim-Philipp Simon (3), Philipp Kobbe (1), René Tolba (4), Frank Hildebrand (1), Klemens Horst (1)

Institute: (1) Klinik für Unfall- und Wiederherstellungschirurgie, Uniklinik RWTH Aachen, Pauwelsstraße 30, 52072 Aachen, (2) The Second Affiliated Hospital and Yuying Children's Hospital of Wenzhou Medical University, Wenzhou, China, (3) Klinik für Operative Intensivmedizin und Intermediate Care, Uniklinik RWTH Aachen, Aachen, (4) Institut für Versuchstierkunde, RWTH Aachen, Aachen

Zeitschrift: European Surgical Research 2020; 61(2-3): 83-94

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5259

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter den Nummern AZ 55.2.-1-54-2532-26-09, 141-11 und 62-13 von der Regierung von Oberbayern genehmigt. Die Versuche finden im Walter Brendel Centre of Experimental Medicine (WBex) an der Ludwig-Maximilians-Universität (LMU) München statt. Es werden 10 männliche und 8 weibliche Schweine verwendet. Die Tiere stammen aus der tierärztlichen Fakultät der LMU in Oberschleißheim. Die Schweine werden in Narkose gelegt. Ein Katheter wird durch die Halsschlagader bis zur linken Herzkammer geführt. Bei 13 Schweinen wird ein Ballon-Katheter in die linke Herzkranzarterie eingeführt und für eine Stunde aufgeblasen, sodass der Blutfluss durch das Gefäß verhindert wird. Dadurch wird ein Herzinfarkt erzeugt. Ein Kontrastmittel wird durch den Katheter eingegeben, um die Durchblutung in der Herzkranzarterie zu überwachen.

5 und 19 Tage nach dem künstlichen Herzinfarkt wird 6 Tieren eine wirkungslose Substanz und 7 Tieren eine Testsubstanz über einen Katheter in die verletzte Herzkranzarterie eingegeben. Ein Herzschrittmacher-Katheter wird in die rechte Herzkammer eingeführt, um die Herzschlagrate zu erhöhen. 33 Tage nach dem ersten Eingriff wird den Tieren unter erneuter Narkose die Brust aufgeschnitten, der Herzbeutel entfernt und je zwei Kristalle werden neben der Verletzung an der Herzkranzarterie sowie an einem entfernten Ort am Herzen implantiert, um bestimmte Messgrößen bei verschiedenen Herzschlagrhythmen zu messen. Direkt danach werden die Schweine auf nicht genannte Weise getötet, um ihre Herzen für weitere Untersuchungen zu entnehmen.

Diese Arbeit wurde von dem Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), dem m4 - the Munich Biotech Cluster, dem Deutschen Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und der Europäischen Union finanziell unterstützt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Chirurgie, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: AntimiR-21 prevents myocardial dysfunction in a pig model of ischemia/reperfusion injury

Autoren: Rabea Hinkel (1,2,3,4), Deepak Ramanujam (4,5), Veronika Kaczmarek (1,2), Andrea Howe (1,2), Katharina Klett (1,2), Christina Beck (4,5), Anne Dueck (4,5), Thomas Thum (6), Karl-Ludwig Laugwitz (1,4), Lars Maegdefessel (4,7), Christian Weber (2,4,8), Christian Kupatt (1,4), Stefan Engelhardt (4,5)*

Institute: (1) Medizinische Klinik und Poliklinik, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, München, (2) Institut für Prophylaxe und Epidemiologie der Kreislaufkrankheiten, Ludwigs-Maximilians-Universität München, München, (3) Deutsches Primatenzentrum GmbH, Leibnitz-Institut für Primatenforschung, Abteilung Versuchstierkunde, Göttingen, (4) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort München, München, (5) Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Technische Universität München, Biedersteiner Strasse 29, 80802 München, (6) Institut für Molekulare und Translationale Therapiestrategien, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (7) Gefäßambulanz / Gefäßzentrum, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, München, (8) Cardiovascular Research Institute Maastricht, Maastricht University, Maastricht

Zeitschrift: Journal of the American College of Cardiology 2020; 75(15): 1788-1800

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5258

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer M-V/TSD/7221.3-2-004/18 vom Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) Mecklenburg-Vorpommern, Rostock, genehmigt. Die Versuche finden am Friedrich-Loeffler-Institut statt. Es werden 16 drei Monate alte männliche Schafe verwendet. Die Herkunft der Tiere wird nicht genannt. Die Schafe werden in zwei Gruppen zu je 8 Tieren eingeteilt: die erste Gruppe wird mit einem aus kranken Schafen in Indien isolierten Virus infiziert, die zweite Gruppe wird mit einem ähnlichen Virus aus Ägypten infiziert. Beide Viren verursachen die Pockenseuche der Schafe. Drei Tiere aus jeder Gruppe werden mit dem entsprechenden Virus intravenös injiziert, bei drei weiteren Tieren wird das Virus in die Nase gesprüht und die restlichen zwei Tiere aus jeder Gruppe werden nicht direkt mit dem Virus infiziert, aber gemeinsam mit den infizierten Schafen der jeweiligen Gruppe gehalten (Kontakt-Tiere). In den nächsten 28 Tagen werden insgesamt 10 Mal Blutproben sowie Mund- und Nasenabstriche genommen. Täglich wird die Temperatur der Schafe gemessen und sie werden auf das Auftreten von Krankheitssymptome beobachtet. Treten bestimmte schwere Symptome auf, werden die entsprechende Tiere auf nicht genannte Weise getötet.

Alle Tiere bis auf eins entwickeln 3-6 Tage nach der Infektion Fieber, das bis zum Ende des Versuchs anhält. Bei fast allen Schafen treten Augen- und teilweise blutiger Nasenausfluss, Bauchatmung, Atmungsgeräusche, Hautknoten und Hautwunden auf. Ein mit dem indischen Virus infiziertes Schaf stirbt 7 Tage nach der Infektion, die anderen 5 Tiere werden 10 bis 27 Tage nach der Infektion wegen des sehr schlechten Gesundheitszustands getötet. Aus der mit dem ägyptischen Virus infizierten Gruppe werden 6 Schafe 14-28 Tage nach der Infektion „aus ethischen Gründen“ getötet. 28 Tage nach der Infektion werden die 4 noch lebenden Tiere auf nicht genannte Weise getötet, ihre Lymphknoten, Leber, Milz und Lunge werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von Zoetis, Olot (Spanien), EU Horizon 2020 und dem Friedrich-Loe?er-Institut finanziell unterstützt.

Bereich: Tierseuchenforschung, Nutztierwissenschaften

Originaltitel: Establishment of a challenge model for sheeppox virus infection

Autoren: Janika Wolff (1), Sahar Abd El Rahman (2), Jacqueline King (1), Mohamed El-Beskawy (3), Anne Pohlmann (1), Martin Beer (1), Bernd Hoffmann (1)*

Institute: (1) Institut für Virusdiagnostik (IVD), Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, Insel Riems,17493 Greifswald, (2) Mansoura University, Mansoura, Ägypten, (3) Matrouh University, Matrouh, Ägypten

Zeitschrift: Microorganisms 2020; 8(12): 2001. doi: 10.3390/microorganisms8122001

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5257

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 14/1527 vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) genehmigt. 49 Schweineherzen werden von einem lokalen Schlachthof bezogen. Die Herzklappen werden abgeschnitten und mit verschiedenen Reagenzien bearbeitet, um die Schweinezellen vom Klappengerüst abzulösen. Es werden 19 weibliche Schafe verwendet. Die Herkunft der Tiere wird nicht genannt. Die Schafe werden in 6 Gruppen zu je 3 Tieren geteilt (eine Gruppe enthält 4 Schafe). Die Schafe werden in Narkose gelegt, ihr Brustkorb wird geschoren und links aufgeschnitten. Mittels zweier Schläuche, die in die Halsvene und Halsarterie eingeführt werden, werden die Tiere an einer Herz-Lungen-Maschine angeschlossen, die die Funktionen des Herzens und der Lunge während der OP übernimmt. Bei 5 Gruppen von Schafen werden Schweine-Herzklappen implantiert, die zuvor unterschiedlich behandelt wurden. 3 Schafen wird ein eigenes Gewebestück implantiert (Kontroll-Gruppe). Eine Sonde wird durch den Mund bis zum Brustbereich der Schafe geführt, um eine Herz-Ultraschall-Untersuchung vorzunehmen. Ein Tier stirbt während der OP durch Herzrhythmusstörungen. Sechs Monate nach der Transplantation wird unter erneuter Narkose eine Herz-Ultraschall-Untersuchung durchgeführt und die Tiere werden auf nicht genannte Weise getötet. Die Herzen werden entnommen und untersucht. Drei Schafe weisen eine massiv ausgeweitete Lungenschlagader auf.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft finanziell unterstützt.

Bereich: Xenotransplantationsforschung, Herz-Kreislauf-Chirurgie

Originaltitel: Decellularization combined with enzymatic removal of N-linked glycans and residual DNA reduces inflammatory response and improves performance of porcine xenogeneic pulmonary heart valves in an ovine in vivo model

Autoren: Robert Ramm (1), Tobias Goecke (1,2), Karolina Theodoridis (1), Klaus Hoeffler (2), Samir Sarikouch (2), Katja Findeisen (1), Anatol Ciubotaru (2,3), Serghei Cebotari (1,2), Igor Tudorache (1,2), Axel Haverich (1,2), Andres Hilfiker (1,2)*

Institute: (1) Leibniz Forschungslaboratorien für Biotechnologie und künstliche Organe (LEBAO), Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) Klinik für Herz-, Thorax-, Transplantations- und Gefäßchirurgie (HTTG), Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (3) Cardiac Surgery Center, State Medical and Pharmaceutical University, Chisinau, Moldova

Zeitschrift: Xenotransplantation 2020; 27(2): e12571. doi: 10.1111/xen.12571

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5256

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 55.2-1-54-2531-07-10 von einer nicht genannten Landesbehörde genehmigt. Es werden 24 Merino-Schafe im durchschnittlichen Alter von 3,5 Jahren verwendet. Die Herkunft der Tiere wird nicht genannt. Die Schafe werden in drei Gruppen von je 8 Tieren aufgeteilt. Die Schafe der Gruppe 3 werden in Narkose gelegt, die Haut über dem rechten Knie wird aufgeschnitten und ein 0,5 x 4 cm langes Stück der Kniescheibensehne wird entnommen und die Wunde geschlossen. Zwei Wochen später wird diesmal bei allen Tieren unter (erneuter) Narkose die Haut über dem rechten Schulterblatt aufgeschnitten. Ein 3,5 cm langes und 1,5 cm breites Stück der Schultersehne wird neben dem Oberarmknochen herausgeschnitten und entfernt. Die Schafe der Gruppe 1 dienen als Kontroll-Gruppe und werden nicht weiter behandelt. Den Schafen der Gruppe 2 wird ein Kollagengerüst in die verletzte Sehne implantiert. Die Schafe der 3. Gruppe bekommen ebenfalls ein Kollagengerüst, das aber zuvor mit ihren eigenen, aus der Kniescheibensehne gewonnenen Zellen besiedelt wurde. 12 Wochen nach der OP werden alle Schafe auf nicht genannte Weise getötet und ihre Vorderbeine werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der B. Braun Melsungen AG. finanziell unterstützt.

Bereich: Biomaterialforschung, Unfallmedizin, Orthopädie

Originaltitel: Rotator cuff repair with autologous tenocytes and biodegradable collagen scaffold: a histological and biomechanical study in sheep

Autoren: Björn P. Roßbach (1,2)*, Mehmet F. Gülecyüz (1), Lena Kempfert (1,3), Matthias F. Pietschmann (1), Tina Ullamann (1), Andreas Ficklscherer (1,4), Thomas R. Niethammer (1), Anja Zhang (1,5), Roland M. Klar (1), Peter E. Müller (1)

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Orthopädie, Physikalische Medizin und Rehabilitation, LMU Klinikum, Klinikum Großhadern, Marchionistr. 15, 81377 München, (2) Zentrum für muskuloskelettale und plastische Chirurgie, Unfallchirurgie, Orthopädie und Sportorthopädie, Asklepios Klinik St Georg, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Lohmühlenstr 5, 20099 Hamburg, (3) Klinik für Urologie und Kinderurologie, RoMed Klinikum, Rosenheim, (4) Orthopädie am Viktualienmarkt, München, (5) Institut für physikalische und rehabilitative Medizin, Klinikum Ingolstadt, Ingolstadt

Zeitschrift: The American Journal of Sports Medicine 2020; 48: 450-459

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5255

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer TVV38/17 von der Landesdirektion Sachsen genehmigt. Es werden 60 Goldhamster im Alter von 21 Tagen verwendet. Die Tiere stammen aus institutseigener Zucht und haben eine Mutation, die sie anfällig für neurologische Bewegungsstörungen (Dystonie) macht. Die Hamster werden einzeln gehalten. Um diese Bewegungsstörungen auszulösen, werden die Tiere alle 2-3 Tage einem dreistufigen „Stressprotokoll“ ausgesetzt: (1) sie werden aus ihrem Käfig entfernt und auf eine Waage gesetzt, (2) ihnen wird eine Salzpufferlösung in die Bauchhöhle gespritzt und (3) sie werden in einen neuen Käfig gesetzt. Bis zu drei Stunden danach entwickeln sich unterschiedlich schwere Bewegungsstörungen, die in sechs Schweregrade eingeteilt werden: vom mildesten (1), die mit einer flachen Körperhaltung bezeichnet sind, bis zum schwersten Grad (6): Verkrampfung in einer verdrehten, gebeugten Haltung mit ausgestreckten Hinter- und Vorderbeinen.

Im Alter von 28-32 Tagen werden die Hamster in Narkose gelegt und der Kopf wird in einem Gestell fixiert. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten und zwei Löcher werden in den Schädel der Tiere gebohrt. Zwei Elektroden werden durch die Löcher in das Gehirn eingeführt und mittels Schrauben und Zahnzement befestigt. Nach einer 3-tägigen Erholungsphase werden die Tiere 2 oder 3 Mal dem Stressprotokoll ohne Elektrostimulation ausgesetzt. 2-3 Tage danach werden die Tiere wieder dem Stressprotokoll ausgesetzt und direkt danach wird ein Teil der Hamster einer dreistündigen tiefen Hirnstimulation mit unterschiedlichen Frequenzen unterzogen. Danach werden alle Tiere mittels einer Überdosis eines Narkosemittels und durch Injektion ins Herz getötet und ihre Gehirne werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft finanziell unterstützt.

Bereich: Neurologie, Hirnforschung

Originaltitel: Deep brain stimulation by optimized stimulators in a phenotypic model of dystonia: effects of different frequencies

Autoren: Maria Paap (1), Stefanie Perl (1), Anika Lüttig (1), Franz Plocksties (2), Christoph Niemann (2), Dirk Timmermann (2), Christian Bahls (3), Ursula van Rienen (3), Denise Franz (4), Monique Zwar (4), Marco Rohde (4), Rüdiger Köhling (4), Angelika Richter (1)*

Institute: (1) Institut für Pharmakologie, Pharmazie und Toxikologie, Zentrum für Veterinärmedizinische Grundlagenwissenschaften, Universität Leipzig, An den Tierkliniken 15, 04103 Leipzig, (2) Institut für Angewandte Mikroelektronik und Datentechnik, Universität Rostock, Rostock, (3) Institut für Allgemeine Elektrotechnik, Universität Rostock, Rostock, (4) Oscar Langendorff Institut für Physiologie, Universität Rostock, Rostock

Zeitschrift: Neurobiology of Disease 2021; 147: 105163. doi: 10.1016/j.nbd.2020.105163

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5254