Ihre Abfrage

Versuchsbeschreibung: Bei dieser Arbeit handelt es sich um ein Protokoll, das heißt eine Art Rezept, wie man bei Mäusen einen „reproduzierbaren“, also wiederholbaren, Herzinfarkt mittels minimal-invasiver Chirurgie auslösen kann. Bei den narkotisierten Mäusen wird durch einen 0,5 cm langen Schnitt im Halsbereich ein Beatmungsschlauch in die Luftröhre eingeführt. Durch einen weiteren 0,5 cm langen Schnitt zwischen zwei Rippen wird der Brustkorb geöffnet. Der nun sichtbare Herzbeutel wird entfernt. Dem schlagenden Herz wird ein Faden um eine Herzkranzarterie gelegt und zugezogen. So wird ein Herzinfarkt simuliert. Der Brustkorb wird mit Fäden zugenäht. Für eine temporäre Minderdurchblutung des Herzens wird der Faden um die Herzkranzarterie für die gewünschte Zeit belassen und dann wieder entfernt, bevor man den Brustkorb verschließt.

Das weitere Schicksal der Mäuse wird nicht erwähnt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Minimal invasive surgical procedure of inducing myocardial infarction in mice

Autoren: Adelina Curaj, Sakine Simsekyilmaz, Mareike Staudt, Elisa Liehn*

Institute: Institut für Molekulare Herz-Kreislauf-Forschung (IMCAR), RWTH Aachen, Pauwelstr. 30, 52074 Aachen

Zeitschrift: Journal of Visualized Experiments 2015; 99: e52197

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5010

Versuchsbeschreibung: Zunächst wird eine Dosisfindungsstudie gemacht, bei der jeweils 5 betäubte Kaninchen Apixaban in unterschiedlichen Dosierungen in eine Vene gespritzt bekommen. Apixaban ist ein Gerinnungshemmungsmittel, das bei menschlichen Patienten zur Verhinderung von Blutpfropfbildung eingesetzt wird. 3 Kaninchen erhalten zur Kontrolle eine wirkungslose Kochsalzlösung. Allen Tieren wird der Bauch aufgeschnitten und in die Niere wird ein standardisierter Schnitt gemacht. Es wird die austretende Blutmenge gemessen sowie die Zeit, bis die Blutung von allein aufhört. Bei der Plazebogruppe ist das nach etwa 3 Minuten der Fall. Die Apixaban-Gruppen bluten je nach Dosis bis zu 30 Minuten lang, wobei der Versuch an dieser Stelle, d.h. nach 30 Minuten, abgebrochen wird. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

Im zweiten Teil der Studie wird narkotisierten Kaninchen eine bestimmte Dosis Apixaban in eine Vene injiziert und 3 Minuten später ein Medikament zur Blutstillung, das also die gerinnungshemmende Wirkung des Apixaban aufheben soll. Dabei werden 6 Gruppen mit je 5 Kaninchen unterschiedliche Dosen des blutstillenden Medikaments verabreicht. Wieder wird der Bauch aufgeschnitten, um einen Schnitt in die Niere zu machen und den Blutaustritt bzw. die zeitliche Länge der Blutung zu beurteilen. Das Medikament verringert die Blutungszeit auf etwa 10 Minuten. Nach 30 Minuten wird der Versuch wieder beendet. Das weitere Schicksal der Kaninchen wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde durch die CSL Behring GmbH Marburg finanziert.

Bereich: Pharmakologie

Originaltitel: Four-factor prothrombin complex concentrate reverses apixaban-associated bleeding in a rabbit model of acute hemorrhage

Autoren: Eva Herzog*, F. Kaspereit, W. Krege, J. Müller-Cohrs, B. Doerr, P. Niebl, G. Dickneite

Institute: Forschung, CLS Behring GmbH, 35002 Marburg

Zeitschrift: Journal of Thrombosis and Haemostasis 2015; 13: 2220-2226

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5009

Versuchsbeschreibung: Die Versuche finden an der Philipps-Universität Marburg statt. Die Details zur Genehmigung werden nicht genannt. Die Mäuse, bei denen ein bestimmtes Gen ausgeschaltet wurde, stammen von Dr. Chang-Xian Zhang, International Agency for Research on Cancer, Lyon, Frankreich. Durch die Genveränderung entwickeln die Mäuse Bauchspeicheldrüsenkrebs. Die Tiere werden in Marburg weitergezüchtet. Nachdem eine „große Kohorte“ gezüchtet worden ist, wird allen Mäusen ein Stück Schwanz abgeschnitten, um aus der Gewebeprobe zu analysieren, ob die gewünschte Genveränderung vorhanden ist oder nicht. Für den eigentlichen Versuch werden 50 genveränderte Mäuse verwendet. Was mit den nicht „geeigneten“ Mäusen geschieht, wird nicht erwähnt.

Im Alter von 35 Tagen wird die Hälfte der Tiere mit dem Krebsmedikament Somatulin behandelt, indem es einmal monatlich unter die Haut gespritzt wird. Die andere Hälfte erhält zur Kontrolle ein Plazebo. Nach 6, 9, 12, 15 und 18 Monaten werden jeweils 5 Mäuse aus jeder Gruppe durch Ersticken mit CO2 getötet. Anzahl und Größe der Tumore in der Bauchspeicheldrüse werden erfasst.

Die Arbeit wurde durch die Anneliese-Pohl-Stiftung für Habilitationsförderung finanziert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Chemoprävention with Somatuline(c) delays the progression of pancreatic neuroendocrine neoplasms in a mouse model of multiple endocrine neoplasia type 1 (MEN1)

Autoren: Caroline L. Lopez (1), Barbara Joos (1), Detlef K. Bartsch (1), Jerena Manoharan (1), max Albers (1), Emily P. Slater (1), Carmen Bollmann (1), Sylvia Roth (1), Aninja bayer (1), Volker Friedrich (2)*

Institute: (1) Klinik für Viszeral-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Philipps-Universität Marburg, Baldingerstraße, 35041 Marburg, (2) Abteilung für Endokrine Chirurgie, Schön-Klinik Hamburg Eilbeck, Hamburg

Zeitschrift: World Journal of Surgery 2019: doi:10.1007/s00268-018-4839-8

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5008

Versuchsbeschreibung: Die Dsungarischen Hamster (Zwerghamster) stammen aus der Zucht der Uni Marburg. Im Alter von 3 Wochen werden sie entwöhnt und einzeln bei einem Tageszyklus von 16 h Licht und 8 h Dunkel (LD) untergebracht, andere bei 8 h Licht und 16 h Dunkel (DL). Einige Hamster aus jeder Gruppe werden nach 8 Wochen entweder durch Genickbruch oder durch Durchströmen mit einer Flüssigkeit getötet. Bei letzterer Tötungsmethode wird unter Narkose eine Nadel ins Herz gestochen und eine Kochsalzlösung ins Herz gepumpt, bis alles Blut ersetzt ist und das Tier stirbt. Andere Hamster werden unter LD bis zu einem Alter von 3-5 Monaten gehalten und dann 8 Wochen lang entweder weiter LD oder 8 Wochen DL ausgesetzt. Dann werden sie ebenfalls getötet. Ihre Gehirne werden auf bestimmte Gen-Ausprägungen untersucht.

Die Arbeit wurde durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung und die Deutsche Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Bereich: Biorhythmusforschung, Tierphysiologie

Originaltitel: Photoperiodic and diurnal regulation of WNT signaling in the arcuate nucleus of the female Djungarian Hamster, Phodopus sungorus

Autoren: Alisa Boucsein (1,2), Jonas Benzler (2), Cindy Hempp (2), Sigrid Stöhr (2), Gisela Helfer (3), Alexander Tups (1,2)*

Institute: (1) Department of Physiology, Centre for Neuroendocrinology and Brain Health Research Centre, University of Otago, Dunedin, Neuseeland, (2)* Tierphysiologie, Fachbereich Biologie, Philipps-Universität Marburg, 35032 Marburg, (3) Rowett Institute of Nutrition and Health, University of Aberdeen, Aberdeen, Schottland, Großbritanien

Zeitschrift: Endocrinology 2016; 157(2): 799-809

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5007

Versuchsbeschreibung: Der Versuch wird vom Landesamt für Gesundheit und Soziales in Berlin (LAGeSo, G 0165/06) genehmigt. Die ca. 3 Monate alten Schweine (32-44 kg) stammen von der Lehr- und Versuchsanstalt für Tierzucht und Tierhaltung in Teltow. In Narkose werden die Tiere in Rückenlage gebracht und über die Oberschenkelvene mehrere Katheter bis in die Herzkranzgefäße vorgeschoben. Es erfolgen nach Injektion eines Kontrastmittels mehrere röntgenologische Durchleuchtungen zur Beurteilung der Gefäße (Angiographie). Anschließend wird in ein Herzkranzgefäß über den Katheter ein gefalteter Stent eingesetzt. Stents sind kleine Metallröhren, die eigentlich in Blutgefäße eingesetzt werden, um diese offen zu halten. In diesem Fall ist der Stent aber so verändert worden, dass er zu einer Einengung des Gefäßes führt, was einen Gefäßverschluss simulieren soll. Anschließend erfolgt erneut eine Angiographie, um den Verengungsgrad des Gefäßes zu bestimmen. Außerdem werden bei den Schweinen unter Narkose Magnetresonanzaufnahmen gemacht. Die Dosis des Narkosemittels wird dabei teilweise vorübergehend stark erhöht, um einen kurzfristigen Atemstillstand (6-10 Sekunden) zu erreichen. Dadurch werden Verwackelungen in den Bildern vermieden.

Um auch Bilder zu bekommen, bei denen das Herz stark gestresst ist, bekommen die Schweine ein Medikament gespritzt, welches die Herzfrequenz stark verlangsamt. Wie lange die Tiere in Narkose sind, wird nicht beschrieben. Nach der Operation werden die Tiere in zwei Gruppen aufgeteilt. Die 9 Tiere der ersten Gruppe werden noch weitere 12 Tage überwacht. Bei allen Schweinen dieser Gruppe kommt es innerhalb der ersten Woche zum vollständigen Verschluss des Herzkranzgefäßes mit dem eingesetzten Stent. Das bedeutet, dass ein bestimmter Herzmuskelbereich nicht mehr durchblutet wird, also ein Herzinfarkt vorliegt. Am Ende werden die Tiere erneut unter Narkose mittels Angiographie und Magnetresonanzmessungen untersucht, bevor sie auf nicht beschriebene Weise getötet werden und das Herz für weitere Untersuchungen entfernt wird.

Bei den 9 Tieren der zweiten Gruppe erfolgen alle 14 Tage Angiographie- und Magnetresonanzuntersuchungen bis zum 56. Tag. Je ein Schwein dieser Gruppe stirbt 3 bzw. 14 Tage nach dem Setzen des Stents. 6 der restlichen Tiere entwickeln innerhalb von 14 Tagen einen totalen Verschluss des Gefäßes, d. h. einen Herzinfarkt. Bei einem Schwein kommt es erst nach 28 Tagen zu einem kompletten Gefäßverschluss. Am 56. Tag werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet und das Herz für weitere Untersuchungen entfernt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Insights into coronary collateral formation from a novel porcine semiacute infarction model

Autoren: Florian Krackhardt (1)*, Jonathan M. Harnoss (1,7), Matthias W. Waliszewski (1), Zully Ritter (2), Susanne Granzow (1), Dieter Felsenberg (2), Konrad Neumann (3), Lilian O. Lerman (8), Philipp Hillmeister (1,7), Rolf Gebker (4), Ingo Paetsch (5), Fabian Riediger (7), Peter Bramlage (1,6), Ivo R. Buschmann (7)

Institute: (1) Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Kardiologie, Campus Virchow-Klinikum, Charité Universitätsmedizin Berlin, Augustenburger Platz 1, 13353 Berlin, (2) Zentrum für Muskel- und Knochenforschung (ZMK), Campus Benjamin Franklin, Charité Universitätsmedizin Berlin, (3) Institut für Biometrie und Klinische Epidemiologie, Campus Charité Mitte, Charité Universitätsmedizin Berlin, (4) Deutsches Herzzentrum Berlin, Berlin, (5) Abteilung für Elektrophysiologie, Herzzentrum Leipzig, Universität Leipzig, HELIOS Klinikum, Leipzig, (6) Institut für Pharmakologie und präventive Medizin Mahlow, Mahlow, (7) Hochschulklinik für Angiologie, Medizinischen Hochschule Brandenburg, Campus Brandenburg an der Havel, (8) Department of Internal Medicine, Division of Nephrology and Hypertension, Mayo Clinic, Rochester, Minnesota, USA

Zeitschrift: Coronary Artery Disease 2018; 29(2): 17-137

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5006

Versuchsbeschreibung: Die Genehmigung der Versuche erfolgt durch das Landesamt für Natur-, Umwelt- und Verbraucherschutz (LANUV) des Landes NRW. Mäuse mit gentechnischen hergestellten Defekten und deren gesunde Geschwistertiere werden entweder vom DZNE in Tübingen oder von der Universität San Diego „zur Verfügung gestellt“. Dabei haben die Tiere aus Tübingen einen Gendefekt, der dazu führt, dass sie im Alter von 6-8 Wochen Proteinablagerungen im Gehirn entwickeln. Die erkrankten Mäuse aus San Diego besitzen einen Gendefekt, der zu einem Fehler in der Signalübertragung im Gehirn und bei erhöhter Aktivität bestimmter Nervenzellen zu einem Anstieg von Kalzium führt. Der Kalziumgehalt lässt so Rückschlüsse auf die Aktivität bestimmter Hirnbereiche schließen. Die Tiere der beiden Gruppen werden mehrfach miteinander verpaart, um Mäuse zu züchten, die sowohl die Eiweißablagerungen entwickeln als auch die fehlerhafte Reizweiterleitung im Gehirn besitzen. Meistens werden bei diesen Verpaarungen mehrere Generationen erzeugt. Außerdem sind bei vielen der Tiere einer oder beide Defekte nicht ausgebildet, so dass sie für die Studie nicht in Frage kommen. Was mit diesen Mäusen geschieht, wird nicht erwähnt.

Die Tiere werden in mehrere Gruppen geteilt:

Einem Teil der Mäuse (mit oder ohne genetische Defekte) wird ein Stück des Schädeldaches (5 mm Durchmesser) und der Hirnhaut entfernt, um ein Medikament direkt 45 Minuten auf der Oberfläche des Gehirns einwirken zu lassen. Nach dieser Zeit wird ein Deckglas mit Silikon auf das Loch geklebt. Anschließend wird mit einem besonderen Mikroskop die Nervenaktivität der Gehirne gemessen. Zusätzlich wird anderen Mäusen unter Narkose zwischen den Schulterblättern Minipumpen implantiert, die über einen Schlauch mit einer ins Gehirn gestochenen Kanüle verbunden sind. Über diese Minipumpen wird sechs Wochen lang täglich eines von drei Medikamenten direkt ins Gehirn abgegeben. Nach diesem Zeitraum werden die Mäuse wieder in Narkose gelegt. Ihnen wird ein Farbstoff direkt in die Hirnrinde gespritzt, mit dessen Hilfe die Nervenaktivität des Gehirns bildlich dargestellt werden kann.

Wiederum andere Mäuse werden narkotisiert mit ihrem Kopf in einen Rahmen gespannt. An einer bestimmten Stelle wird mit einem Zahnbohrer ein Loch in die Schädeldecke gebohrt und ein Virus ins Gehirn gespritzt. Dieses Virus führt dazu, dass Nervenaktivität durch Fluoreszenz besser nachgewiesen werden kann. Zwei Wochen nach der Injektion des Virus werden die Tiere erneut mit ihrem Kopf in einen Rahmen gespannt. Der Schädel wird mit einem Zahnbohrer 3 mm aufgebohrt. Die Hirnhaut wird entfernt und die äußerste Schicht des Gehirns mit einer Spritze abgesaugt, so dass eine bestimmte Hirnregion freiliegt. Ein Metallrohr wird in das Loch gedrückt und mit Zahnzement auf den Schädelknochen befestigt. Die Öffnung des Rohres wird mit einem Deckglas verschlossen. Neben das Rohr wird ein Metallstab geklebt, der zur Fixierung des Kopfes dient. Anderen Mäusen wird ein „Hirnrinden-Fenster“ von 5 mm Durchmesser in den Schädel gebohrt. Vier Wochen nach diesen Operationen erfolgt die Untersuchung der Nervenaktivität mit Hilfe eines speziellen Mikroskops, welches die Fluoreszenz messen kann.

In Verhaltenstests, die 5 Wochen nach der Implantation der Minipumpe stattfinden, wird das Erinnerungsvermögen gesunder und gentechnisch veränderter Mäuse verglichen, die auf die oben beschriebenen verschiedenen Weisen behandelt wurden. Im Barnes-Labyrinth-Experiment muss eine Maus auf einer hell erleuchteten Plattform (122 cm im Durchmesser) in Gegenwart eines kontinuierlichen Klickgeräusches eine Fluchtbox finden. Diese befindet sich unter einem von zwanzig 5 cm großen Löchern. Alle anderen Löcher sind verschlossen. Wenn sie die Fluchtbox erreicht, verstummt das Geräusch. Am Tag 5 (Probeversuch) wird die Schachtel entfernt, das Zielloch verschlossen und die Mäuse müssen das Labyrinth 60 Sekunden nach der Fluchtbox absuchen, die nicht mehr vorhanden ist. Der Morris-Wasserlabyrinth-Test wird unter Verwendung eines kreisförmigen Pools (Durchmesser 110 cm) durchgeführt, der mit trübem Wasser gefüllt ist und in dem sich eine Plattform 1 cm unter der Wasseroberfläche befindet. Eine Maus wird ins Wasser gesetzt und muss schwimmend innerhalb von 60 Sekunden die Plattform finden. Wenn die Mäuse die Plattform nicht in der vorgegebenen Zeit erreichen, werden sie per Hand darauf platziert. Für die Probeversuche, die 24 Stunden nach der letzten Trainingseinheit durchgeführt werden, wird die Plattform entfernt. Ist das Finden der Stelle der Fluchtbox bzw. der Stelle der Plattform im Wasser verzögert, gilt dies als schlechtes Gedächtnis.

Am Ende der Studie werden die Mäuse auf nicht genannte Weise getötet und ihre Gehirne für feingewebliche Untersuchungen entnommen. Der genaue Zeitpunkt der Tötung wird nicht erwähnt.

Finanziert werden die Versuche durch folgende Förderungen/Förderprogramme: Neurodegenerative Disease Research Program (European Union Joint Program, Horizon 2020 Framework Program), Alzheimer Forschung Initiative (AFI), Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Deutsche Forschungsgemeinschaft (Cluster of Excellence ImmunoSensation (EXC 1023), SFB 1089), NRW-Rückkehrprogramm.

Bereich: Alzheimerforschung

Originaltitel: P2Y1 receptor blockade normalizes network dysfunction and cognition in an Alzheimer’s disease model

Autoren: Nicole Reichenbach (1), Andrea Delekate (1), Björn Breithausen (2), Kevin Keppler (1), Stefanie Poll (1), Theresa Schulte (1), Jan Peter (1), Monika Plescher (1), Jan N. Hansen (1), Nelli Blank (1), Armin Keller (1), Martin Fuhrmann (1), Christian Henneberger (1,2,3), Annett Halle (1,4), Gabor C. Petzold (1,5)*

Institute: (1) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen e.V. (DZNE), Venusberg-Campus 1, Gebäude 99, 53127 Bonn, (2) Institut für Zelluläre Neurowissenschaften, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (3) Institute of Neurology, University College London, England, (4) Institut für Neuropathologie, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (5) Klinik und Poliklinik für Neurologie, Universitätsklinikum Bonn, Bonn

Zeitschrift: Journal of Experimental Medicine 2018; 215(6): 1649-1663

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5005

Versuchsbeschreibung: Die Ratten stammen von Charles River Laboratories in Deutschland. Genehmigt wird der Versuch vom Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz in Hamburg. Für die Studie werden wegen der genetischen Unterschiede Ratten verschiedener Stämme benutzt. Es gibt zwei Teilexperimente:

In einem ersten Versuch werden sogenannte Spendertiere in Narkose gelegt. Über einen Schnitt in Bauch- und Brustwand wird die große Brust-/ Baucharterie freigelegt und ein etwa 1,5 cm langes Stück herausgeschnitten. Was mit den Spendertieren geschieht, wird nicht erwähnt. Vermutlich verbluten sie im Rahmen des Eingriffes. Bei sogenannten Empfängertieren wird ebenfalls in Narkose ein Bauchschnitt gemacht und direkt unterhalb der Niere ein Stück Arterie entfernt. Anschließend wird dieses Stück durch eine Arterie eines Spendertieres ersetzt und die Enden werden zusammengenäht. Die Einteilung der Empfängertiere erfolgt in 3 Gruppen mit jeweils 6 Tieren: Kontrollgruppe, Medikamentengruppe und Placebogruppe. Dabei erhalten die Ratten der Kontrollgruppe Arterien von Tieren desselben Stammes und die der beiden anderen Gruppen Arterien eines anderen Stammes. In den nächsten 30 Tagen bekommen die Ratten über eine Magensonde Thalidomid (Contergan, Medikamentengruppe) oder ein Placebo (Placebogruppe) eingegeben. Nach Tötung auf nicht genannte Weise werden die eingesetzten Arterien entfernt und feingeweblich untersucht.

In einer zweiten Versuchsreihe wird das Herz eines Spendertieres in der Bauchhöhle eines Empfängertieres mit den dort vorhandenen Arterien und Venen verbunden. Der eigentliche Versuchsablauf geht auf eine Methode zurück, die in den 60er Jahren des letzten Jahrhunderts entwickelt wurde. Auch hier gibt es die Einteilung in drei Gruppen zu je 6 Tieren: Kontrollgruppe (Spender- und Empfängertiere gehören demselben Stamm an), Medikamenten- und Placebogruppe (unterschiedlicher Stamm). Nach dem Eingriff bekommen die Tiere der zweiten und dritten Gruppe über eine Magensonde 6 Tage lang Contergan oder ein Placebo verabreicht. Nach Tötung der Tiere auf nicht genannte Weise werden die transplantierten Herzen für weitere Untersuchungen entnommen.

Finanziert wird die Studie von der Deutschen Forschungsgemeinschaft, der Internationalen Gesellschaft für Herz- und Lungentransplantation, der Else-Kröner-Fresenius-Stiftung und den National Institutes of Health (NIH).

Bereich: Transplantationsmedizin, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Thalidomide treatment prevents chronic graft rejection after aortic transplantation in rats

Autoren: Katharina K. Miller (1,2,3,4), Dong Wang (1,2,3,4), Xiaomeng Hu (1,2,3,4), Xiaoqin Hua (1,3,4), Tobias Deuse (1,2,3,4,5), Evgenios Neofytou (6,7), Thomas Renne (8,9), Joachim Velden (10), Hermann Reichenspurner (3,4,5), Sonja Schrepfer (1,2,3,4,5)*, Daniel Bernstein (11,12)

Institute: (1)* Universitäres Herz- und Gefäßzentrum, TSI Labor (Transplantat und Stammzellimmunologie), Martinistr. 52, 20246 Hamburg, (2) Department of Surgery, Transplant and Stem Cell Immunobiology (TSI)-Lab, University California San Francisco (UCSF), San Francisco, USA, (3) Cardiovascular Research Center (CVRC), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (4) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK) e.V., Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (5) Klinik für Herz- und Gefäßchirurgie, Universitäres Herz- und Gefäßzentrum, Hamburg, (6) Stanford Cardiovascular Institute, Stanford University School of Medicine, Stanford, USA, (7) Division of Cardiology, Department of Medicine, Stanford University School of Medicine, Stanford, USA, (8) Institut für Klinische Chemie und Laboratoriumsmedizin, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (9) Department of Molecular Medicine and Surgery, Karolinska Institute, Stockholm, Schweden, (10) Evotec AG, Manfred Eigen Campus, Hamburg, (11) Stanford Cardiovascular Institute, Stanford University School of Medicine, Stanford, USA, (12) Department of Pediatrics (Cardiology) and the Cardiovascular Institute, Stanford University, Stanford, USA

Zeitschrift: Transplant International 2017; 30(11): 1181-1189

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5004

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Arnsberg und dem Regierungspräsidium Gießen genehmigt. Die drei Affen (C, H und R) wurden zuvor in anderen Versuchen eingesetzt. Unter Narkose werden den Tieren Metallspulen auf die Lederhaut beider Augen einoperiert, mit denen die Augenbewegungen registriert werden können. Für Einzelheiten zum Prozedere wird auf eine Arbeit aus dem Jahr 2009 verwiesen. Der Publikation zufolge werden den Affen ein Kopfhalterbolzen und eine Kammer über einem Bohrloch im Schädel implantiert, durch die später Elektroden in das Gehirn eingelassen werden. Während der Versuche sitzen die Affen in einem Primatenstuhl mit fixiertem Kopf, d.h., der Haltebolzen wird an einem Gestell befestigt, so dass der Affe seinen Kopf nicht mehr bewegen kann. Auf einem Bildschirm vor dem Affen erscheint ein Punkt, dessen langsame oder ruckartige Bewegungen das Tier mit seinen Augen verfolgen muss. Als „Trainingsmethode“ wird Flüssigkeitsentzug eingesetzt. Das heißt, wenn der Affe dem Forscherwunsch entsprechend reagiert, erhält er etwas Flüssigkeit. Während der Affe den Punkt anschaut, werden mit Hilfe der Elektroden Hirnströme gemessen. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt. Oft werden Affen in der Hirnforschung über viele Jahre in verschiedenen Versuchen eingesetzt.

Es werden ähnliche (wenn auch nicht invasive) Versuche mit freiwilligen Menschen durchgeführt.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, Collaborative Research Center CRC/TRR-135und Research Unit RU-1847 unterstützt.

Bereich: Hirnforschung, Sehforschung, Neurophysiologie

Originaltitel: Heading representations in primates are compressed by saccades

Autoren: Frank Bremmer (1)*, Jan Churan (1), Markus Lappe (2)

Institute: (1) AG Neurophysik und Center for Mind, Brain and Behavior (MCMBB), Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Institut für Psychologie & Otto Creutzfeldt Zentrum für Kognitive und Verhaltens-Neurowissenschaften, Universität Münster, Münster

Zeitschrift: Nature communications 2017; 8 (929). Doi: 10.1038/s41467-017-01021-5

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5003

Versuchsbeschreibung: Bei den beiden männlichen Rhesusaffen (Affe C und K) wird zunächst unter Narkose ein Bolzen auf dem Schädel implantiert. Affe C erhält zudem Metallspulen auf die Lederhaut beider Augen eingesetzt. Mit diesen können später die Augenbewegungen des Tieres registriert werden. Bei Affe K wird die Augenverfolgung nicht-invasiv mit Hilfe einer Infrarottechnik durchgeführt. Dann werden die Affen „trainiert“ mit fixiertem Kopf in einem Affenstuhl zu sitzen. Der Kopfhalter wird dabei an einem Gestell befestigt, so dass das Tier seinen Kopf nicht mehr bewegen kann. Die Versuche finden in totaler Dunkelheit statt. Auf einem Bildschirm vor dem Affen erscheint ein Punkt, den der Affe mit den Augen anstarren muss. Wenn der Punkt an eine andere Stelle des Bildschirms springt, muss der Affe eine ruckartige Augenbewegung dorthin machen. Anschließend muss der Affe, den nun sich bewegenden Punkt mit den Augen verfolgen. Macht er alles richtig, bekommt er Wasser oder Apfelsaft als „Belohnung“. Üblicherweise erhalten die Tiere außerhalb der Experimente nichts zu trinken, damit sie genügend durstig sind, um für einen Tropfen Flüssigkeit den Forscherwunsch zu erfüllen.

Haben die Affen die Aufgabe gelernt, erfolgt die zweite Operation, bei der eine Stahlkammer über einem Bohrloch im Schädel mit Hilfe von Schrauben und Dentalzement befestigt wird. Bei den eigentlichen Versuchen werden Elektroden durch die Kammer in das Hirngewebe eingelassen, um die Aktivitäten einzelner Nerven zu messen, während der Affe die zuvor gelernte Aufgabe absolviert. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt. Oft werden Affen in der Hirnforschung über viele Jahre in verschiedenen Versuchen eingesetzt.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Bereich: Hirnforschung, Sehforschung, Neurophysiologie

Originaltitel: Decoding target distance and saccade amplitude from population activity in the macaque lateral intrapariental area (LIP)

Autoren: Frank Bremmer*, Andre Kaminiarz, Steffen Klingenhoefer, Jan Churan

Institute: AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg

Zeitschrift: Frontiers in Integrative Neuroscience 2016; 10: 30. Doi: 10.3389/fnint.2016.00030

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5002

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur und Verbraucherschutz (LANUV) in Recklinghausen genehmigt. Verwendet werden 9 männliche und 7 weibliche durchschnittlich 2 Jahre alte Foxhounds ungenannter Herkunft. Zunächst werden den Tieren unter Narkose 10 Backenzähne aus dem Unterkiefer gezogen (5 je Seite). Dort, wo die Zähne fehlen, werden 6 quaderförmige Löcher (9 x 6 x 10 mm) in den Unterkieferknochen gefräst. Diese sollen geschädigte Kieferknochen beim Menschen simulieren.

Nach einer 12-wöchigen Heilungsphase haben sich im Unterkiefer chronische Defekte entwickelt. Drei der Defekte werden nun aufgefüllt: einer davon mit einem aus dem Unterkieferknochen geschnittenen Knochenblock und 2 mit Zahnwurzeln. Dazu werden aus dem Oberkiefer zwei Backenzähne gezogen. Die Zahnwurzeln werden so zurechtgeschnitten, dass sie in die zuvor gebohrten Löcher passen. Aus dem Unterkieferknochen, hinter dem letzten gezogenen Zahn, wird ein quaderförmiges Stück Knochen herausgeschält, das in eins von den weiter vorn gebohrten Löchern eingesetzt wird. Sowohl das Knochenstück als auch die eingebrachten Zahnwurzeln werden jeweils mit einer Stahlschraube fixiert. Das Zahnfleisch wird darüber vernäht.

Nach weiteren 12 Wochen erfolgt die dritte Operation. Nun werden Titanimplantate (nicht ganz klar, wie viele) in den Unterkiefer eingebracht. Nach weiteren 3 Wochen werden die Hunde durch eine Überdosis Pentobarbital getötet. Die Kiefer werden auf verschiedene Weise untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das International Team of Oral Implantation (ITI), Basel, Schweiz, unterstützt.

Bereich: Kieferchirurgie, Implantologie

Originaltitel: Biomechanical, micro-computed tomographic and immunohistochemical analysis of early osseous integration at titanium implants placed following lateral ridge augmentation using extracted tooth roots

Autoren: Kathrin Becker (1), Dieter Drescher (2), Ralf Hönscheid (2), Vladimir Golubovic (1), Ilja Mihatovic (1), Frank Schwarz (1)*

Institute: (1) Poliklinik für Zahnärztliche Chirurgie und Aufnahme, Westdeutsche Kieferklinik, Universitätsklinikum Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf, (2) Poliklinik für Kieferorthopädie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Düsseldorf

Zeitschrift: Clinical Oral Implants Research 2017; 28(3): 334-340

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5001