Ihre Abfrage

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden vom Regierungspräsidium Freiburg genehmigt. Folgende Protokollnummern werden angegeben: G-13/045, G13-116, G15/018, G-17/063, X-13/07 und X-15/10A. Es werden Mäuse von Janvier Labs in Frankreich oder aus dem örtlichen Bestand der Tierversuchsanlage der Universität Freiburg verwendet. Andere, genmanipulierte Mäuselinien, denen durch Genmanipulation bestimmte Gene fehlen, werden in der Tierversuchsanlage der Universität Freiburg oder am Weizmann Institute of Science in Rehovot, Israel, gezüchtet.

Für eine Knochenmarktransplantation werden die Empfängertiere einer tödlichen Bestrahlung ausgesetzt. Spendertiere werden getötet, um aus den Milzen bestimmte Zellen der Immunabwehr (T-Zellen) zu isolieren und den bestrahlten Tieren zu verabreichen. Bei den Empfängertieren wird eine akute Transplantat-gegen-Wirt-Krankheit (GVHD) ausgelöst indem man ihnen Zellen einer anderen Mäuselinie transplantiert. Für Verhaltensstudien wird eine fast tödliche Dosis von bestimmten T-Zellen verwendet. Was bei den Verhaltensstudien genau gemacht wird, wird nicht erläutert. In den Anlagen gibt es mehrere Diagramme wonach die Griffstärke ihrer Pfoten getestet wird, das Neugier-Verhalten der Tiere gegenüber einem neuen Objekt und das Angstverhalten im „Erhöhten Plus-Irrgarten“. Aus Überlebenskurven geht hervor, dass in manchen Gruppen von Mäusen alle Tiere innerhalb von 30-40 Tagen sterben. Wann und wie den Tieren das Gehirn entnommen wird, wird nicht erwähnt.

Die Studie wurde unterstützt durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Deutsche Krebshilfe, die José Carreras Leukämie-Stiftung, das Deutsche Exzellenzstrategiezentrum für integrative biologische Signalstudien, das Programm des Europäischen Regionalentwicklungsfonds, der Else Kröner-Fresenius-Stiftung, dem Berta-Ottenstein-Programm für klinische Wissenschaftler und dem Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF).

Bereich: Transplantationsmedizin

Originaltitel: Graft-versus-host disease of the CNS is mediated by TNF upregulation in microglia

Autoren: Nimitha R. Mathe (1,2), Janaki M. Vinnakota (1,2,3), Petya Apostolova (1,2,4), Daniel Erny(4,5), Shaimaa Hamarsheh (1,2), Geoffroy Andrieux (6,7,8), Jung-Seok Kim (9) Kathrin Hanke (1,2), Tobias Goldmann (5), Louise Chappell-Maor (9) Nadia El-Khawanky (1,2) Gabriele Ihorst (1,2), Dominik Schmidt (1,2), Justus Duyster (1,2), Jürgen Finke (1,2), Thomas Blank (5), Melanie Boerries (6,7,8), Bruce R. Blazar (10), Steffen Jung (9), Marco Prinz (5,11,12), Robert Zeiser (1,2,11)*

Institute: (1) Klinik für Innere Medizin I, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (2)* Klinik für Innere Medizin I, Hämatologie, Onkologie und Stammzelltransplantation, Universitätsklinikum Freiburg, Hugstetter Straße 55, 79106 Freiburg, (3) Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Fakultät für Biologie, (4) Berta-Ottenstein-Programm, Medizinische Fakultät Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, (5) Institut für Neuropathologie, Uniklinik Freiburg, (6) Institut für Medizinische Bioinformatik und Systemmedizin (IBSM), Universitätsklinikum Freiburg, Medizinische Fakultät / Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (7) Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung (DKTK), Universitätsklinikum Freiburg, (8) Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (9) Department of Immunology, Weizmann Institute of Science, Rehovot, Israel, (10) Division of Blood and Marrow Transplantation, Masonic Cancer Center and Department of Pediatrics, University of Minnesota, Minneapolis, Minnesota, USA, (11) CIBSS, Centre for Integrative Biological Signalling Studies, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (12) Institut für Neuropathologie, Neurozentrum, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg

Zeitschrift: The Journal of Clinical Investigation 2020: 130(3): 1315-1329

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5235

Versuchsbeschreibung: Die Versuche wurden vom niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES, Lizenz 15/1905, AZ 14/1533), vom Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern (LALLF 7221.3-1.1-004/13, LALLF 7221.3-1.1-004 / 13, LALLF 7221.3-1.1-064/08, LALLF 7221.3-1.1-002/14), der Oberbayerischen Regierung (55.2-1-54-2531-119-14, 55.2-1-54-2532-105-16, 55.2-1-54-2532-58-15) und dem Ausschuss für Klimaschutz, Umwelt, Naturschutz, Landwirtschaft Nordrhein–Westfalen (AZ 84-02.04.2017.A2018, AZ 84-02.04.2014.A094, AZ 84-02.04.2017.A304, 55.2-1-54-2532-166-2015) genehmigt.

Es werden zwölf Studien durchgeführt und miteinander verglichen, um zu beurteilen, ob Gewichtsverlust ein Kriterium für die vorzeitige Tötung von Nagern ist („humaner Endpunkt“).

1. Die erste Studie wird mit 16 Mäusen an der Medizinischen Hochschule Hannover durchgeführt. Die Mäuse werden einzeln untergebracht. Stress wird erzeugt, indem die Tiere an 10 aufeinanderfolgenden Tagen täglich für 60 Minuten in eine enge Röhre gesteckt werden. Die Tiere werden regelmäßig gewogen. Diese Studie wird von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziert.

2. Die zweite Studie wird mit 64 Mäusen in Rostock durchgeführt. Die Mäuse werden in Gruppen untergebracht. Eine Hyperglykämie (hoher Blutzucker) wird durch Injektion von Streptozocin an fünf aufeinanderfolgenden Tagen in die Bauchhöhle hervorgerufen, was zum Absterben der Insulinproduzierenden Zellen der Bauchspeicheldrüse führt. Nach etwa vier Monaten werden die Tiere getötet. Diese Studie wird von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziert.

3. Die dritte Studie wird mit 23 Mäusen an der Medizinischen Hochschule Hannover durchgeführt. Die Mäuse werden einzeln untergebracht. Für das Auslösen einer akuten Kolitis (Dickdarmentzündung) wird den Tieren Natrium-Dextransulfat (DSS) über das Trinkwasser verabreicht, welches eine Schädigung des Darms verursacht. Diese Studie wird von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziert.

4. Die vierte Studie wird mit 29 Ratten an der Ludwig-Maximilians-Universität München durchgeführt. Die Ratten werden bei Envigo (Niederlande), gekauft und einzeln untergebracht. Den Tieren wird eine Elektrode in das Gehirn implantiert und durch elektrischen Strom und einer Gabe von Lithium-Pilocarpin ein epileptischer Schock ausgelöst. Die Tiere bekommen wiederkehrende Anfälle und werden vermutlich nach 21 Tagen getötet. Diese Studie wird von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziert.

5. Die fünfte Studie wird mit 10 Ratten in Hannover durchgeführt. Die Ratten werden einzeln untergebracht. Es wird ein Hirntumor hervorgerufen, indem Ratten Krebszellen in das Gehirn transplantiert werden. Wenn eine Ratte das Endpunktkriterium erreicht (schwere neuronale Symptome, Apathie), wird das Tier getötet und der Tumor feingeweblich untersucht.

6./7. Die Studien 7 und 8 werden mit 32 + 18 Ratten an der Rheinisch-Westfälisch Technischen Hochschule (RWTH) Aachen durchgeführt. Unter Narkose wird den Ratten die linke Seite der Bauchspeicheldrüse entfernt. Der Schnitt wird bei manchen Tieren mit verschiedenen Klebern versiegelt oder unbehandelt gelassen. Nach einer Überlebenszeit von 14, 21 oder 90 Tagen werden die Tiere getötet. Diese Studie wurde vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

8. Die achte Studie wird ebenso an der RWTH Aachen durchgeführt, diesmal mit 21 Ratten. Den Ratten wird unter Narkose die linke Seite der Leber entfernt. Der Schnitt wird bei manchen Tieren mit verschieden Klebern versiegelt oder nicht versiegelt. Zusätzlich zur Leberresektion wird einigen Tieren ein telemetrischer Transponder implantiert. Nach 7 Tagen werden die Tiere getötet. Diese Studie wird von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziert.

9. Die neunte Studie wird wieder an der Ludwig-Maximilians-Universität München mit 42 Mäusen durchgeführt. Die Mäuse werden einzeln gehalten. Den Tieren wird eine Elektrode im Gehirn implantiert. Durch elektrischen Strom und Injektion von Celastrol (Appetitzügler) werden epileptische Anfälle ausgelöst. Die Tiere werden getötet, wenn sie sich einem Gewichtsverlust von 15% nähern. Diese Studie wird von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziert.

10./11. Die Studien 11 und 12 werden mit je 20 Mäusen am Rudolf-Zenker-Institut für Experimentelle Chirurgie in Rostock durchgeführt. Die Mäuse werden entweder 74 Wochen lang normal oder kalorienreduzierend gefüttert, gefolgt von Verhaltenstests.

12. Die zwölfte Studie wird an der Ludwig-Maximilians-Universität in München mit 20 Mäusen durchgeführt. Die Mäuse werden einzeln untergebracht. Durch gezielte Verpaarung verschiedener genmanipulierter Maus-Linien soll ein neues Mausmodell des Dravet-Syndroms (eine schwere frühkindliche Epilepsie) entwickelt werden.

Bereich: Versuchstierkunde

Originaltitel: Defining body-weight reduction as a humane endpoint: a critical appraisal

Autoren: Steven R Talbot (1), Svenja Biernot (1), Andre Bleich (1), Roelof Maarten van Dijk (2), Lisa Ernst (3), Christine Häger (1), Simeon Oscar Arnulfo Helgers (4), Babette Koegel (3), Ines Koska (2), Angela Kuhla (5), Nina Miljanovic (2), Franz-Tassilo Müller-Graff (5), Kerstin Schwabe (4), Rene Tolba (3), Brigitte Vollmar (5), Nora Weegh (1), Tjark Wölk (5), Fabio Wolf (2), Andreas Wree (6), Leonie Zieglowski (3), Heidrun Potschka (2), Dietmar Zechner (5)*

Institute: (1) Institut für Versuchstierkunde und Zentrales Tierlabor, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) Ludwig-Maximilians-Universität München, Lehrstuhl für Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie, Königinstr. 16, 80539 München, (3) Institut für Versuchstierkunde (VTK) und Zentrallaboratorium für Versuchstiere, RWTH Aachen, Pauwelsstraße 30, 52074 Aachen, (4) Experimentelle Neurochirurgie, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (5) Rudolf-Zenker-Institut für Experimentelle Chirurgie, Schillingallee 69a, 18057 Rostock*

Zeitschrift: Laboratory Animals 2020, 54 (1): 99-110. doi: 10.1177/0023677219883319

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5234

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern unter den Nummern 7221.3-1-002/17 und 7221.3-1-019/15 genehmigt. Die Mäuse werden bei Charles River gekauft und in Rostock weiter gezüchtet.

Bei 31 Mäusen wird eine chronische Bauchspeicheldrüsenentzündung durch mehrere Injektionen von Cerulein in den Bauchraum ausgelöst. Cerulein ist ein Stoff, der aus der Haut von australischen Baumfröschen stammt. Er regt die Sekretion von Magen, Gallenblase und Bauchspeicheldrüse an und wird in der tierexperimentellen Forschung verwendet, um eine Entzündung der Bauchspeicheldrüse auszulösen.

10 Tiere werden schon nach zwei Tagen getötet. Bei 21 Tieren geschehen die Injektionen täglich 30 Tage lang und die Tiere werden nach 33 Tagen unter Narkose durch Genickbruch getötet.

Weiteren 18 Mäusen werden unter Narkose Krebszellen in die Bauchspeicheldrüse injiziert. Dazu wird die Bauchhöhle aufgeschnitten. Bei manchen Tieren wird eine Chemotherapie durch tägliche Injektion von Metformin durchgeführt.

Um eine cholestatische Leberfibrose (Gallenstau) auszulösen, wird bei 24 Mäusen unter Narkose der Gallengang mit einem Nahtfaden abgebunden und dazwischen durchtrennt. In der Folgezeit verlieren diese Tiere bis zu 13% ihres Körpergewichtes und trocknen aus. Eine Behandlung wird durch tägliche Injektion eines Entzündungshemmers in die Bauchhöhle vom ersten bis zum Tag 13 nach der Operation durchgeführt. Alle Tiere bekommen ein Schmerzmittel über das Trinkwasser und werden allein im Käfig gehalten. Während der Versuche wird der Gewichtsverlust und das Leiden der Tiere anhand des Verhaltens (Graben, Nistverhalten) beobachtet.

Diese Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziert.

Bereich: Schmerzforschung

Originaltitel: MicroRNAs as systemic biomarkers to assess distress in animal models for gastrointestinal diseases

Autoren: Simone Kumstel (1)*, Heike Janssen?Peters (2,4), Ahmed Abdelrahman (1), Guanglin Tang (1), Ke Xiao (2), Nicole Ernst (2), Edgar Heinz Uwe Wendt (1), Rupert Palme (3), Nico Seume (1), Brigitte Vollmar (1), Thomas Thum (2), Dietmar Zechner (1)

Institute: (1) Rudolf-Zenker-Institut für Experimentelle Chirurgie, Universitätsmedizin Rostock, Schillingallee 69a, 18057 Rostock, (2) Institut für Molekulare und Translationale Therapiestrategien (IMTTS), Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (3) Abteilung für Physiologie, Pathophysiologie und Experimentelle Endokrinologie, Department für Biomedizinische Wissenschaften, Veterinärmedizinische Universität Wien, Wien, Österreich

Zeitschrift: Scientific Reports 2020; 10(1): 16931

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5233

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden vom LaGeSo Berlin unter der Nummer G 0116/17 genehmigt. Die Versuche finden an der tierexperimentellen Einrichtung der Charité–Universitätsmedizin Berlin statt. Die Herkunft der Tiere wird nicht genannt. Die 16 Schweine erhalten unter Narkose einen mit Zellulose beschichteten Herzschrittmacher (PMC) und einen unbehandelten Schrittmacher (BI). Das mit Zellulose bedeckte Gerät wird in eine Haut-Tasche an einer seitlichen Brustwand des Tieres angebracht, das unbehandelte Gerät auf der anderen Brustseite. Von beiden Schrittmachern führen Kabel durch eine Vene zum Herzen.

Ein Schwein zeigt nach der Operation Anzeichen von Rückenschmerzen und anhaltender Lahmheit. Es wird daher vorzeitig, 4 Monaten nach der Implantation, getötet. Alle anderen Tiere werden 3 (Gruppe 1) und 12 Monate (Gruppe 2) nach der Operation unter Narkose getötet.

Bereich: Biomedizinische Technik, Tissue Engineering

Originaltitel: Microengineered biosynthesized cellulose as anti-fibrotic in vivo protection T for cardiac implantable electronic devices

Autoren: Francesco Robotti (1,3,9), Ita Sterner (2,9), Simone Bottan (3), Josep M. Monné Rodríguez (4)*, Giovanni Pellegrini (4), Tanja Schmidt (5), Volkmar Falk (2,6,7,8), Dimos Poulikakos (1), Aldo Ferrari (1,9)*, Christoph Starck (2,7)*

Institute: (1) Laboratory of Thermodynamics in Emerging Technologies, Departement Maschinenbau und Verfahrenstechnik, ETH Zürich, Sonneggstrasse 3, 8092 Zürich, Schweiz, (2) Klinik für Herz-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Deutsches Herzzentrum Berlin, Berlin, (3) Wyss Zürich Translational Center, Zürich, Schweiz, (4) Institut für Veterinärpathologie, Vetsuisse-Fakultät, Universität Zürich, Winterthurerstrasse 268, 8057 Zürich, Schweiz, (5) Charité - Universitätsmedizin Berlin, Forschungseinrichtungen für experimentelle Medizin, Robert-Rössle-Str. 10, Haus 92, 13125 Berlin, (6) Medizinische Klinik für Kardiologie (CBF), Charité-Universitätsmedizin Berlin, (7) Deutsches Zentrum für Herz- Kreislauf-Forschung (DZHK) e.V., Berlin, (8) Departement Gesundheitswissenschaften und Technologie, ETH Zürich, Departement D-HEST, Zürich, Schweiz, (9) EMPA, Swiss Federal Laboratories for Material Science and Technology, Dübendorf, Schweiz

Zeitschrift: Biomaterials 2020; 229: 119583

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5232

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche wurden vom Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei in Mecklenburg-Vorpommern (LALFF M-V) mit der Referenznummer 7221.3-1-064 / 17 genehmigt. Die Tiere werden von Charles River Laboratories gekauft und im Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald - Insel Riems, gehalten.

Zur Beurteilung der „mittleren Zeit bis zum Tod“ (MTD) werden Gruppen von Mäuse unter Narkose mit verschiedenen mutierten Viren der menschlichen Krankheit Herpes simplex Enzephalitis infiziert, indem die Virensubstrate in beide Nasenlöcher gesprüht werden. Die Tiere werden täglich überwacht, bewertet und getötet, wenn der „humane Endpunkt“ erreicht sei. Bewertet wird der Zustand der Tiere nach einer Tabelle mit drei Kategorien: äußerer Zustand, Verhalten und Aktivität sowie Körpergewicht.

Erste klinische Anzeichen treten bei einigen Tieren etwa 2 Tage nach der Infektion auf. In der Folge verschlimmern sich die klinischen Symptome und umfassen hauptsächlich einseitige Bindehautentzündungen, Nasenbrückenödeme, blutige Hautveränderungen und Geschwüre im Gesicht aufgrund von übermäßigem Juckreiz und Beginn von Selbstverstümmelung. Die Mäuse werden apathisch und zeigen Phasen von übermäßiger Aktivität. Im Endstadium haben einige Tiere Atemnot.

Diese Experimente gehen über einen Zeitraum von 18 Tagen. Je nach Virusmutation sterben die Mäuse innerhalb weniger Tage. Am Ende der 18 Tage werden die zwei bis dahin überlebenden Tiere getötet. Hierfür wird ihnen unter Narkose eine Nadel ins Herz gestochen, um sie auszubluten. Verschiedene Organe werden entnommen.

Bereich: Virologie

Originaltitel: An improved animal model for herpesvirus encephalitis in humans

Autoren: Julia Sehl (1,2), Julia E. Hölper (1), Barbara G. Klupp (1), Christina Baumbach (3), Jens P. Teifke (2), Thomas C. Mettenleiter (1)*

Institute: (1) Institut für Molekulare Virologie und Zellbiologie, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, 17493 Greifswald - Insel Riems, (2) Abteilung für Experimentelle Tierhaltung und Biosicherheit, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, 17493 Greifswald - Insel Riems, (3) Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern, Rostock

Zeitschrift: PLoS Pathogenes 2020; 16(3): e1008445

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5231

Versuchsbeschreibung: Der Versuch wird unter der Nummer G0175/14 vom Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGESO) in Berlin genehmigt. Die 5 Tage alten Küken der Masthuhnrasse Ross 308 stammen aus einer nicht genannten Zuchtanlage. Die Versuche finden am Bundesinstitut für Risikobewertung (BfR) in Berlin von Januar bis Februar 2015 statt.

Die Tiere werden in 5 Versuchsgruppen zu je 23-27 Tieren aufgeteilt. Die Hühner der Gruppe I bekommen täglich über 5 Tage eine Dosis des Antibiotikums Amoxicillin mittels einer Kanüle, die in den Schnabel der Tiere eingeführt wird. Die Hühner der Gruppe G bekommen Amoxicillin über 5 Tage im Trinkwasser. Zwei weitere Gruppen von Hühnern (KI und KG) werden ab Tag 5 mit den Gruppen I bzw. G zusammengehalten, um herauszufinden, ob sich eine Antibiotikaresistenz der natürlichen Darmbakterien von behandelten auf nicht behandelte Tiere überträgt.

Die fünfte Gruppe C (Kontrollgruppe) hat keinen Kontakt zu anderen Hühnern. Jede Gruppe wird auf einer Fläche von 6,5 qm gehalten. Die Gruppen, die zusammengehalten werden, verfügen über eine doppelt so große Fläche.

Alle Tiere werden vor Beginn der Versuche und an mehreren Tagen danach gewogen. Am Tag 0 (Beginn der Versuche), 2, 3, 4, 5, 6, 7, 14, 21, 28 und 34 wird mit einem Stäbchen ein Abstrich aus der Kloake entnommen und es wird untersucht, ob die im Abstrich enthaltenen E. coli-Bakterien gegen Antibiotika resistent geworden sind.

Neun Tiere sterben während des Versuchszeitraums. Am Ende der Studie können sich viele Tiere kaum auf den Beinen halten und sie bewegen sich wenig.

Tiere der Gruppen G, KG und C bekommen Amoxicillin im Trinkwasser erneut bis zum Tag 38. Am Tag 3 werden je 5 Hühner der Gruppen I und G und am Tag 38 – alle überlebenden Hühner der anderen Gruppen getötet, indem sie elektrobetäubt, geköpft und ausgeblutet werden. Blut, Darm- und andere Gewebe werden für weitere Analysen entnommen. Diese Arbeit wurde vom Bundesinstitut für Risikobewertung finanziell unterstützt.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierseuchenforschung, Tierzucht

Originaltitel: Antibiotic resistance in Escherichia coli from broiler chickens after amoxicillin treatment in an experimental environment

Autoren: Elke Burow (1)*, Mirjam Grobbel (1), Bernd-Alois Tenhagen (1), Céline Simoneit (1), Daniela Wendt (2), Corinna Kürbis (2), Mechthild Ladwig-Wiegard (3), Stefanie Banneke (3), Annemarie Käsbohrer (1,4)

Institute: (1) Abteilung Biologische Sicherheit, Bundesinstitut für Risikobewertung, Diedersdorfer Weg 1, 12277 Berlin, (2) Abteilung Sicherheit in der Nahrungskette, Bundesinstitut für Risikobewertung, Berlin, (3) Abteilung Experimentelle Toxikologie und ZEBET, Bundesinstitut für Risikobewertung, Berlin, (4) Universitätsklinik für Nutztiere und Department für öffentliches Gesundheitswesen in der Veterinärmedizin, Veterinärmedizinische Universität Wien, Wien, Österreich

Zeitschrift: Microbial Drug Resistance 2020; 26(9): 1098–1107

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5230

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde, dem Regierungspräsidium Karlsruhe, unter der Nummer G-134/16 genehmigt. Die Herkunft sowie die Anzahl der verwendeten Tiere sind nicht bekannt. Männliche, 10 Wochen alte Mäuse werden in 2 Gruppen eingeteilt. Unter Narkose wird bei allen Tieren der Brustkorb geöffnet, bei einem Teil der Tiere wird bei dieser Operation ein Herzinfarkt ausgelöst, indem ein Herzgefäß abgebunden wird. Am nächsten Tag wird eine Blutprobe aus dem Venengeflecht hinter dem Augapfel genommen, wobei die Tiere mit einem Narkosegas betäubt werden.

Zwei Wochen später wird getestet, ob die Mäuse „depressionsartiges Verhalten“ zeigen. Dafür werden über einen Zeitraum von 2 Wochen verschiedene Untersuchungen durchgeführt. Beim „Offenen Feld-Test“ und „Hell-Dunkel-Box-Test“ wird beobachtet, ob sich eine Maus in eine erleuchtete Fläche wagt oder lieber am geschützten Rand oder im Dunklen aufhält, was als ängstliches Verhalten gilt. Beim Zucker-Präferenz-Test wird einem Tier zwei Flaschen mit Zucker (Saccharose) und Wasser angeboten. Mäuse, die wenig Zucker trinken, gelten als depressiv. Weitere Tests sind der „erzwungene Schwimmtest“, bei dem gemessen wird, wie viel sich die Mäuse bewegen, wenn sie für 6 Minuten in einem wassergefüllten Zylinder ohne Kontakt zum Rand oder zum Boden schwimmen müssen. Beim „Schwanzaufhängungstest“ wird eine Maus 6 Minuten am Schwanz ohne Kontakt zum Boden aufgehängt. Mäuse, die sich dabei wenig bewegen, gelten als depressiv. Ebenfalls angewendet wird der sogenannte „Heizplattentest“, bei dem die Tiere für 45 Sekunden auf eine auf 53°C erhitzte Oberfläche gesetzt werden. Dabei werden Versuche, die Pfoten von der Platte zu entfernen sowie Sprünge beobachtet. Um zu überprüfen, ob Anzeichen für „erlernte Hilflosigkeit“ auftreten, werden die Mäuse Elektroschocks im Fußbereich ausgesetzt. An zwei aufeinanderfolgenden Tagen erhalten die Tiere 240 Schocks von 0,15 Ampere mit einer zufälligen Dauer von 1-3 Sekunden. Der Versuch erfolgt täglich für 52 Minuten. Am dritten Tag wird jeder Elektroschock durch Aufleuchten einer Lampe angekündigt und die Tiere haben die Möglichkeit, in einen anderen Teil des Käfigs ohne Elektroschocks zu flüchten. Mäuse, die nicht fliehen und die Schmerzen ohne Regung über sich ergehen lassen, gelten als „erlernt hilflos“. In Woche 5 werden die Mäuse durch Enthauptung getötet und Gewebeproben aus Herz und Gehirn eingefroren.

Das Projekt wird finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft, der Europäischen Kommission, vom Deutschen Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) sowie von der Deutschen Gesellschaft für Kardiologie (DGK).

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung, Psychiatrie, Innere Medizin

Originaltitel: Learned helplessness reveals a population at risk for depressive-like behaviour after myocardial infarction in mice

Autoren: Bastian Bruns (1, 2, 4)*, Thomas Schmitz (1,2,4), Nathalie Diemert (1,2,3,4), Chrysovalandis Schwale (1,2), Stefanie Maria Werhahn (1,2,3,4), Friederike Weyrauther (1,2,3,4), Peter Gass (5), Miriam Annika Vogt (5), Hugo Katus (2,3), Wolfgang Herzog (1), Johannes Backs (2,4)*, Jobst-Hendrik Schultz (1,2)

Institute: (1) Klinik für Allgemeine Innere Medizin und Psychosomatik, Universität Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 410/669, 69120 Heidelberg, (2) DZHK (Deutsches Zentrum für Herz- Kreislauf-Forschung), Mannheim, (3) Klinik für Kardiologie, Angiologie und Pneumologie, Universität Heidelberg, Heidelberg, (4) Institut für Experimentelle Kardiologie, Universität Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 669, 69120 Heidelberg, (5) Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: ESC Heart Failure 2019; 6(4): 711-722

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5229

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter den Nummern G0216/13 und G0017/16 vom Landesamt für Gesundheit und Soziales (Lageso) Berlin genehmigt. Es werden 8 weibliche Merinoschafe (> 2,5 Jahre alt) und 24 weibliche Ratten der Zuchtlinie Sprague-Dawley im Alter von 12 Wochen verwendet. Die Herkunft der Tiere wird nicht genannt.

Die Schafe werden gleichzeitig noch für ein anderes Experiment verwendet. Sie werden in Narkose gelegt und ihnen wird ein Schmerzmittel gespritzt. Bei 3 Schafen wird ein 6 mm großes Loch in ein Schienbein gebohrt. Bei 3 weiteren Schafen wird mit einem Skalpell ein gleich großes Loch in einem Oberschenkelmuskel geschnitten. Bei 2 Schafen werden sowohl im Schienbein als auch im Oberschenkelmuskel jeweils ein Loch gemacht. Ein kleines pH-Messgerät wird in den Knochenmarkkanal oder in das blutende Loch im Muskel eingeführt und die Haut wird darüber zugenäht. Die Schafe bleiben drei Stunden lang in Narkose, währenddessen sich ein Bluterguss im Knochen und/oder Muskelgewebe entwickelt. Dann werden sie noch in Narkose getötet.

Es werden zudem Daten aus einer älteren Studie verwendet, bei der 36 Schafen ein Schienbein durchgesägt wird, um einen Bluterguss zu erzeugen.

Die Ratten werden in Narkose gelegt und bekommen Schmerzmittel, Augensalbe und Antibiotika. Die Haut eines Hinterbeins wird an zwei Stellen aufgeschnitten. Der Oberschenkelknochen wird durchgesägt und ein 5 mm langes Knochenstück wird entfernt. Über das Loch wird eine Metallplatte gelegt und mittels 4 Schrauben am Knochen angeschraubt. Ein Muskel im Unterschenkel wird zweimal 20 Sekunden lang mittels einer Klemme gequetscht, um ein Muskeltrauma zu erzeugen. 6 Ratten werden 4 Stunden lang unter Narkose gehalten. In den letzten 2 Stunden wird ein nadelförmiges pH-Messgerät in die blutenden Wunden der Tiere gestochen und der pH-Wert wird gemessen. Danach werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet. 10, 24 und 48 Stunden nach der OP wird bei je 4 bis 6 Tieren unter Narkose der pH-Wert über 2 Stunden auf gleiche Art gemessen. Die Ratten werden am Ende der Messung getötet. In der Studie wird erwähnt, dass einige Ratten unerwartet vorzeitig unter Narkose sterben. Nach der Tötung der Schafe und der Ratten werden die entsprechenden Knochen- und Muskelgewebe für weiteren Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft, vom EU Forschungfonds Horizon 2020 und der Friede-Springer-Stiftung finanziell unterstützt.

Bereich: Traumatologie, Unfallmedizin

Originaltitel: Early pH changes in musculoskeletal tissues upon injury - aerobic catabolic pathway activity linked to inter-individual differences in local pH

Autoren: Julia C. Berkmann (1,2), Aaron X. Herrera Martin (1,2), Agnes Ellinghaus (3), Claudia Schlundt (1), Hanna Schell (1), Evi Lippens (1), Georg N. Duda (1,3), Serafeim Tsitsilonis (1,4), Katharina Schmidt-Bleek (1,3)*

Institute: (1) Julius Wolff Institut, Charité–Universitätsmedizin Berlin, Augustenburger Platz 1, 13353 Berlin, (2) Berlin-Brandenburger Centrum für Regenerative Therapien, Charité–Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (3) BIH Center for Regenerative Therapies, Charité–Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (4) Centrum für Muskuloskeletale Chirurgie, Charité–Universitätsmedizin Berlin, Berlin

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2020; 21: 2523. doi: 10.1111/tbed.13837

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5228

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 0086/20 vom Landesamt für Gesundheit und Soziales (Lageso) Berlin genehmigt. Die Versuche finden am Institut für Virologie der Freien Universität Berlin statt. Es werden insgesamt 24 weibliche und männliche Grauhamster (Cricetulus griseus) im Alter von 5 bis 7 Wochen verwendet. Die Tiere stammen aus dem deutschen Zootierhandel.

Unter Narkose wird ein kleiner Transponder unter die Haut von mindestens 6 Hamstern implantiert, der die Körpertemperatur misst. Zwei Tage später werden die Tiere in zwei Gruppen á 12 Hamster eingeteilt und einem Infektionsversuch unterzogen. Den Tieren wird unter Narkose mit einer Pipette eine Flüssigkeit in die Nase gesprüht. Bei der ersten Hamster-Gruppe beinhaltet die Flüssigkeit SARS-CoV-2 Coronaviren, bei der zweiten Gruppe (Kontroll-Gruppe) ist die Flüssigkeit virenfrei. Vor der Infektion sowie täglich danach werden alle Hamster gewogen und die Körpertemperatur von mindestens 6 Hamstern wird erfasst. Zwei, 3, 5 und 14 Tage nach dem Infektionsversuch werden je 3 Tiere pro Gruppe durch Ausbluten unter Narkose getötet. Blut, Rachenabstriche sowie Gewebeproben der Lungen werden für weiteren Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von Fördergeldern für die COVID-19-Forschung der Freien Universität Berlin, von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und vom Project DEAL der Allianz der deutschen Wissenschaftsorganisationen finanziell unterstützt.

Bereich: Infektionsforschung, Virologie, Coronaforschung

Originaltitel: SARS-CoV-2 infection of Chinese hamsters (Cricetulus griseus) reproduces COVID-19 pneumonia in a well-established small animal model

Autoren: Luca D Bertzbach (1), Daria Vladimirova (1), Kristina Dietert (2,3), Azza Abdelgawad (1), Achim D Gruber (2), Nikolaus Osterrieder (1,4), Jakob Trimpert (1)*

Institute: (1) Institut für Virologie, Freie Universität Berlin, Robert von Ostertag-Straße 7-13, 14163 Berlin, (2) Institut für Tierpathologie, Freie Universität Berlin, Berlin, (3) Tiermedizinisches Zentrum für Resistenzforschung, Freie Universität Berlin, Berlin, (4) Jockey Club College of Veterinary Medicine and Life Sciences, City University of Hong Kong, Hong Kong

Zeitschrift: Transboundary and Emerging Diseases 2020; doi: 10.1111/tbed.13837

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5227

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. Mäusen wird unter Betäubung ein kleiner Schnitt in die Bauchdecke gemacht. Der Kopf der Bauchspeicheldrüse wird herausgeholt und es werden Krebszellen hinein injiziert. Gruppen von Mäusen erhalten Mäuse-Bauchspeicheldrüsenkrebszellen drei verschiedener Linien. Es werden außerdem unterschiedliche Mengen an Krebszellen injiziert: 10.000, 30.000 oder 75.000 Zellen. "Scheinoperierten" Tieren werden keine Zellen injiziert. Die Tiere erhalten 2 Tage lang Schmerzmittel. Nach 2 Wochen beginnen zahlreiche Tests, mit denen das Schmerzempfinden erfasst werden soll.

Kunststoff-Fasern unterschiedlicher Dicke werden auf den Bauch der Mäuse gedrückt und die Reaktion wird beobachtet. Lecken und Einziehen des Bauches deuten auf Schmerzen hin.

Eine 24 Stunden-Überwachung in einem speziellen Käfig, in dem eine Vibrationssystem die Bewegungen aufzeichnet und in Daten umrechnet, wird mit jedem Tier einzeln durchgeführt. Zeigen sie weniger aktives Verhalten wie Klettern, Umherlaufen oder Körperpflege, wird dies mit Schmerzempfinden gleichgesetzt.

Beim "Offenes-Feld-Test" wird die Intensität der Bewegung der Mäuse begutachtet. Dazu werden die Mäuse einzeln in das Offene Feld gesetzt und für 10 Minuten beobachtet. Da Mäuse Fluchttiere sind und sich in dieser offenen Umgebung ohne Versteckmöglichkeiten nicht wohl fühle, sind sie viel in Bewegung. Sind sie dies weniger, wird das als Unwohlsein und Schmerzleid gedeutet.

Bei einem weiteren Test wird ein Käfig mit 3 Kammern mit unterschiedlichen Fußböden eingesetzt. Eine Maus erhält eine Injektion eines Medikaments (welches wird nicht erwähnt, aber vermutlich ein Schmerzmittel) und in eine Kammer gesetzt. Am nächsten Tag erhält sie eine wirkungslose Substanz und wird in die andere Kammer gesetzt. Am nächsten Tag kann die Maus in dem Käfig umherlaufen und es wird beobachtet, ob sie sich mehr in der Kammer aufhält, die sie an das Schmerzmittel erinnert.

Den Mäusen wird ein Laufrad in ihren Käfig platziert und es wird beobachtet, ob sie es benutzen. Eine geringe Benutzung des Laufrads deutet auf Schmerzen hin.

Die Tests werden wöchentlich über 8 Wochen durchgeführt. Schließlich werden die Mäuse durch Injektion eines Fixierungsmittels ins Herz getötet (vermutlich unter Narkose). Die Bauchspeicheldrüsen werden feingeweblich untersucht.

Bereich: Krebsforschung, Schmerzforschung, Neuropathologie

Originaltitel: A mouse model for pain and neuropalstic changes associated with pancreatic ductal adenocarcinoma

Autoren: Deepitha Selvaraj (1,2,3,4)*, Michael Hirth (1,5), Jagadeesh Gandia (1,2,5), Rohini Kuner (1,2)*

Institute: (1)* Pharmakologisches Institut, Medizinische Fakultät, Universität Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 366, 69120 Heidelberg, (2) Exzellenzcluster "Cell Networks", Universität Heidelberg, Heidelberg, (3) Heidelberg Bioscience International Graduate School for Cellular and Molecular Biology (HBIGS), Universität Heidelberg, (4) Biochemisches Zentrum (BZH), Universität Heidelberg, (5) II. Medizinische Klinik, (Gastroenterologie, Hepatologie, Infektiologie), Universitätsklinikum Mannheim, Universität Heidelberg

Zeitschrift: Pain 2017; 158(8): 1609-1621

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5226