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Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 84-02.04.2019.A166 genehmigt und fanden in den Jahren 2019-2021 statt. Die Javaneraffen stammen aus Asien, nähere Angaben werden hierzu nicht gemacht. Es werden 115 weibliche Affen im Alter von 4-6 Jahren jeweils zu 10-20 Tieren mit einem männlichen Tier zusammengehalten. Eine Schwangerschaft wird bei 84 Tieren mittels Ultraschall bestätigt. Nach der Niederkunft werden jeweils bis zu drei Mütter mit ihren Jungen zusammengehalten.

Für die Studie werden 84 Jungtiere ausgewählt, die in 7 Gruppen à 12 Tieren eingeteilt werden. Sechs Gruppen erhalten drei verschiedene Kontrastmittel, die bei der Magnetresonanztomographie beim Menschen zum Einsatz kommen, in jeweils zwei verschiedenen Dosierungen. Die 7. Gruppe erhält eine wirkungskose Substanz (Kontrollgruppe). Die Verabreichung erfolgt ab dem 28. Lebenstag alle vier Wochen durch Injektion in eine Vene, insgesamt 8 Mal.

Nach der ersten Injektion werden innerhalb der ersten 48 Stunden insgesamt 9 Blutproben genommen. Eine weitere Blutprobe wird vor der Tötung entnommen. Im Alter von 8 Monaten werden vier Jungtiere aus jeder Gruppe durch Injektion des Tötungsmittels Pentobarbital getötet, um diverse Organe zu untersuchen.

Während der letzten beiden Applikationsmonate sowie im Alter von 8, 12 und 20 Monaten werden bei den noch lebenden Tieren Lern- und Gedächtnistests durchgeführt. Dabei wird ein Affe vor eine Plexiglasbox mit zwei Löchern gesetzt, durch die er die Arme ins Innere der Box strecken kann. In der Box befinden sich zwei Schalen, von denen sich in einer oder beiden ein Leckerbissen (Obststück, Nüsse, Schokolade o.ä.) befindet, der mit einem Objekt bedeckt ist. Die Tiere müssen lernen, das „richtige“ Objekte wegzunehmen, um an die Belohnung zu kommen. Die Versuche laufen täglich jeweils für jeweils 30 Minuten. Es werden in den folgenden Tagen und Wochen verschiedene Varianten des Tests durchgeführt. Je nach Lernleistung kann die Dauer des Tests bei den einzelnen Tieren variieren, wobei ein Limit von 28 Tagen gesetzt wird.

Acht Affen aus jeder Gruppe werden im Alter von 20 Monaten ebenfalls mit Pentobarbital getötet, ihre Organe werden untersucht.

Die Arbeit wurde unterstützt von Bayer, Bracco Imaging und GE HealthCare & Guerbet.

Bereich: Toxikologie, Pharmakologie

Originaltitel: Evaluation of gadolinium-based contrast agents in juvenile non-human primates including behavioral evaluations such as learning and memory

Autoren: Daniela Smieja (1), Oliver Czupalla (2), Clemens Gunther (2), Simona Bussi (3), Alessandra Coppo (3), Paul Jones (4), Matilde Forni (4), Nathalie Fretellier (5), Philippe Bourrinet (5), C. Marc Luetjens (1)*

Institute: (1) Labcorp Early Development Services GmbH, Kesselfeld 29, 48163 Münster, (2) Bayer AG, Berlin, (3) Bracco Imaging Spa, Mailand, Italien, (4) GE HealthCare, Chalfont St. Giles, Großbritannien, (5) Guerbet, Roissy CDG Cedex, Frankreich

Zeitschrift: Birth Defects Research 2025; 117: e2470

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5841

Versuchsbeschreibung: Der Versuch wird durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 820a151 genehmigt und fanden bereits im Jahr 2017 in Berlin und Wuppertal statt. Die 8 weiblichen Javaneraffen im Alter von 7,5 – 10,5 Jahren werden von der Zuchtfirma R. C. Hartelust in Tilburg, Niederlande bezogen.

Die Tiere werden in drei Gruppen eingeteilt. Die Gruppen 1 und 2 bestehend aus jeweils 3 Affen bekommen in eine Arm- oder Beinvene eine Mischung aus drei verschiedenen Kontrastmitteln, die für die Magnetresonanztomographie eingesetzt werden, gespritzt. Eines der Kontrastmittel ist ein neues Mittel, die anderen beiden sind bekannte, seit langem im Einsatz befindliche Mittel. Das neue Kontrastmittel befindet sich in der Phase 3 der klinischen Studien am Menschen, wird also bereits an Menschen erprobt. Zwei Tiere in Gruppe 3 erhalten stattdessen eine wirkungslose Flüssigkeit injiziert. Allen Tieren wird vor der Injektion eine Blutprobe aus einer Arm- oder Beinvene entnommen.

Den Affen der Gruppe 1 wird in den folgenden 58 Tagen 12 Mal Blut abgenommen. Sie werden in Gruppen gehalten. Am 57. Tag nach der Injektion werden sie einzeln in sogenannte metabolische Käfige gesetzt. Darin können alle Ausscheidungen der Tiere aufgefangen werden. Am 58. Tag werden die Affen auf nicht genannte Weise getötet. Verschiedene Organe werden herausgeschnitten und untersucht.

Die Affen der Gruppen 2 und 3 werden 5 Tage lang einzeln in metabolischen Käfigen gehalten. Am letzten Tag wird ihnen eine Blutprobe entnommen, dann werden sie getötet, um ihre Organe zu untersuchen.

Bereich: Pharmakologie, Pharmakokinetik

Originaltitel: Pharmacokinetics, excretion, and organ distribution of the novel gadolinium-based MRI contrast agent gadoquatrane in female cynomolgus monkeys

Autoren: Clemens Guenther, Thomas Frenzel, Antje Rottmann, Jessica Lohrke*, Wiebke Janssen

Institute: Bayer AG, Friedrich-Ebert-Straße 217/333, 42117 Wuppertal

Zeitschrift: Investigative Radiology 2025; 60(12): 831-839

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5840

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) unter der Nummer 84–02.04.2015.A108 genehmigt.

Es werden Mäuse verwendet, die gentechnisch so verändert sind, dass sie ab einem Alter von zwölf Monaten von selbst eine chronische autoimmune Entzündung der peripheren Nerven entwickeln.

Für den Versuch werden Tiere im Alter von zwölf bis achtzehn Monaten ausgewählt, die bereits Symptome der Nervenentzündung wie Muskelschwäche und Lähmungserscheinungen aufweisen.

Die Mäuse werden zu jeweils etwa fünfzehn Mäusen in drei Gruppen eingeteilt. Den Mäusen wird eine Antikörper-Lösung in die Bauchhöhle gespritzt.

• Bei den Tieren der ersten Gruppe wird ein menschliches Antikörperpräparat gespritzt.

• Bei den Tieren der zweiten Gruppe wird ein Antikörper gespritzt, der einen bestimmten Rezeptor auf den Zellen der Maus blockiert.

• Die dritte Gruppe erhält einen unspezifischen Kontrollantikörper.

Die Behandlungsphase dauert fünfzig Tage. Während dieser Zeit erhalten alle Tiere zweimal pro Woche den jeweiligen Antikörper in die Bauchhöhle gespritzt.

Zweimal pro Woche werden zwei klinische Scores (Punktebewertungen) durchgeführt, die anzeigen, wie stark die Nervenkrankheit fortschreitet:

• Der erste Score erfasst Lähmungserscheinungen. Dafür wird jede Maus im sogenannten Limb-Clasping-Test am Schwanz hochgehalten. Wenn alle Gliedmaßen ausgestreckt sind, erhält das Tier null Punkte. Jede Gliedmaße, die dauerhaft angewinkelt oder angezogen ist, zählt als ein Punkt. Wenn die motorischen Einschränkungen insgesamt sehr schwer sind, bekommt die Maus fünf Punkte, und wenn sie infolge der Neuropathie stirbt, erhält sie sechs Punkte.

• Der zweite Score ist der Ataxie-Score, der angibt, wie sicher eine Maus beim Laufen ihre Pfoten setzt. Die Tiere bewegen sich dabei über eine Oberfläche, und es wird gezählt, wie oft eine Pfote nicht korrekt aufgesetzt wird. Fehltritte werden mit Punkten bewertet. Ist die Maus stark geschwächt erhält sie neun Punkte, und stirbt sie an der Neuropathie, bekommt sie zehn Punkte.

Es wird nicht erwähnt ob und wie viele Tiere sterben oder frühzeitig getötet werden. Einmal pro Woche wird zusätzlich die Griffkraft der Hinterbeine gemessen. Dafür wird die Maus im Nackenbereich festgehalten und hochgehoben, sodass die Hinterbeine frei beweglich sind. Dann werden die Beine an eine kleine Metallstange gehalten, an der sich die Maus festhält. Anschließend wird der Körper der Maus zurückgezogen, bis das Tier die Stange loslässt. Ein Kraftmessgerät misst dabei die Kraft, mit der sich die Maus festzuhalten versucht.

Während des Versuchs verschlechtern sich die Symptome der Mäuse, die Muskelschwäche nimmt zu, die Koordination nimmt ab.

Am fünfzigsten Tag werden Blutproben genommen. Dann werden die Mäuse getötet und ihnen wird eine konservierende Lösung durch die Blutgefäße gespült. Die Ischiasnerven werden entnommen und untersucht.

Die Versuche wurden durch die Firma UCB Pharma gefördert.

Bereich: Neurologie, Entzündungsforschung

Originaltitel: Targeting the neonatal Fc receptor (FcRn) is not beneficial in an animal model of chronic neuritis

Autoren: Anne K. Mausberg (1)*, Fabian Szepanowski (1), Bianca Eggert (1),·Kai C. Liebig (1), Christoph Kleinschnitz (1), Bernd C. Kieseier (2), Mark Stettner (1)

Institute: (1) Klinik für Neurologie, Zentrum für Translationale Neuro- und Verhaltenswissenschaften, Universitätsmedizin Essen, Hufelandstr. 55, 45147 Essen, (2) Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Düsseldorf

Zeitschrift: Immunologic Research 2025; 73: 12

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5839

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 84-02.04.2017.A205 genehmigt. Die 84 männlichen Ratten der Zuchtlinie Wistar stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich) und sind zwischen sechs und neun Wochen alt.

Die Tiere werden in 3 Gruppen aufgeteilt. Alle Ratten werden mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Der Bauch der Tiere wird rasiert und mittig aufgeschnitten, vom unteren Brustbein bis zum Schambein. Anschließend wird die Leber freigelegt. Bei den Ratten der ersten Gruppe werden nun bestimmte Pfortaderäste, also Blutgefäße, die aus dem Darm in die Leber führen, mit einem Faden abgebunden. Nur ein Leberlappen bleibt weiterhin über die Pfortader durchblutet. In der Folge bildet sich das schlecht durchblutete Gewebe zurück, während der durchblutete Leberlappen wächst.

In der zweiten Gruppe beginnt die Operation genauso, die gleichen Gefäße werden abgebunden, und ein Leberlappen bleibt als durchbluteter Rest übrig. Zusätzlich erfolgt nun aber eine Durchtrennung des Lebergewebes zwischen dem rechten und linken Teil des noch durchbluteten Leberlappens. Dabei werden mit einer elektrisch erhitzten Pinzette Gewebeanteile durchtrennt und Blutgefäße verödet. Größere Gefäße werden abgebunden und erst dann durchtrennt. Ein schmaler Gewebestreifen, der direkt zur großen Hohlvene führt, bleibt unverletzt, um lebensbedrohliche Blutungen zu vermeiden.

In der dritten Gruppe verläuft die Operation bis zur Freilegung der Leber genauso wie bei den anderen Gruppen, aber es werden keine Blutgefäße abgebunden und kein Lebergewebe durchtrennt.

Nach Abschluss des jeweiligen Eingriffs werden die Bauchmuskulatur und die Haut vernäht. Das Tier kommt in einen Käfig mit zusätzlichem Sauerstoff, wo es aus der Narkose aufwacht.

Zu festgelegten Zeitpunkten – unmittelbar nach der Operation sowie nach 4, 12, 24, 48 und 72 Stunden und nach sieben Tagen – wird jeweils ein Teil der Tiere erneut in Narkose gelegt. Dann wird der Bauch wieder geöffnet, und aus der großen Hohlvene im Bauchraum wird Blut entnommen. Die Ratten werden noch in Narkose auf nicht genannte Art getötet. Möglicherweise sterben sie auch durch den Blutverlust. Die Lebern werden entnommen und untersucht.

Die Versuche wurden von der Medizinischen Fakultät der RWTH Aachen und die B. Braun-Stiftung gefördert.

Bereich: Chirurgie, Leberforschung, Regenerationsforschung

Originaltitel: Exploring the enhanced liver regeneration patterns following ALPPS versus selective portal vein ligation in an experimental model

Autoren: Dora Krisztina Tihanyi (1,2,3), Attila Szijarto (2), Andras Fulop (2), Decan Jiang (4), Lisa Ernst (1), Franziska Alexandra Meister (5), Christian Bleilevens (6), Alexander Theissen (6), Henrik Nienhüser (7), Deniz Uluk (7), Georg Lurje (7), Mehrabi Arianeb (7), Rene H. Tolba (1), Zoltan Czigany (1,7)*

Institute: (1) Institut für Versuchstierkunde sowie Zentrallaboratorium für Versuchstiere, Medizinische Fakultät, RWTH Aachen University, Pauwelsstraße 30, 52074 Aachen, (2) Department of Surgery, Transplantation and Gastroenterology, Hepato-Pancreatico-Biliary Surgical Research Center, Semmelweis University, Budapest, Ungarn, (3) Doctoral School of Clinical Medicine, Semmelweis University, Budapest, Ungarn, (4) Chirurgische Klinik, Campus Charité Mitte, Campus Virchow-Klinikum, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (5) Klinik für Allgemein-, Viszeral-, Kinder- und Transplantationschirurgie, Uniklinik RWTH Aachen, Aachen, (6) Klinik für Anästhesiologie, Uniklinik RWTH Aachen, Aachen, (7) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Cancer Reports 2025; 8(6): e70221

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5838

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Ministerium für Landwirtschaft, ländliche Räume, Europa und Verbraucherschutz in Kiel genehmigt. Es werden verschiedene gentechnisch veränderte Mauslinien eingesetzt. Eine der Mauslinien wird bei MMRRC (UC Davis, USA) gekauft. Andere Mauslinien werden hergestellt, indem ein bestimmtes Gen aus ihrem Erbgut entfernt wird oder ein zusätzliches Stück Erbgut eingebaut wird. Die gentechnisch veränderten Mäuse werden miteinander verpaart, um Mäuse mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalten.

Den Mäusen wird ein Schmerzmittel unter die Haut gespritzt. Danach werden sie mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Den Mäusen wird ein Schlauch in die Luftröhre geführt, über den sie künstlich beatmet werden.

Der Brustkorb wird seitlich aufgeschnitten und die Rippen werden auseinandergezogen, bis die große Körperschlagader – die Aorta –sichtbar ist. An der Stelle, an der die Aorta zwischen zwei abgehenden Halsarterien verläuft, wird ein Faden um das Gefäß gelegt. Eine Kanüle wird als Abstandshalter zwischen Faden und Gefäß verwendet. Der Faden wird über der Nadel fest zugeknotet. Dann wird die Nadel herausgezogen. Dadurch bleibt die Aorta nun dauerhaft stark verengt, und das Herz muss ab diesem Moment gegen einen erhöhten Druck anpumpen. Der Brustkorb wird wieder verschlossen. Eine Gruppe von Mäusen durchläuft die gesamte Prozedur ebenfalls, allerdings ohne das Zuziehen des Fadens.

Bei den Mäusen, bei denen die Aorta verengt wurde, entwickelt sich eine Herzbelastung, die zu einer Verdickung des Herzmuskels (Hypertrophie) führt. Dieser Prozess dauert etwa zwei Wochen.

14 Tage nach der Operation werden die Mäuse erneut narkotisiert. Dann wird ein Herzultraschall durchgeführt. Direkt im Anschluss werden die Mäuse durch Genickbruch getötet. Die Herzen werden entnommen und untersucht.

Weitere Mäuse werden narkotisiert und ihr Herz wird per Ultraschall untersucht. Dann werden die Tiere durch Genickbruch getötet und ihre Herzen werden entnommen.

Zusätzlich werden neugeborene Ratten durch Enthauptung getötet. Ihre Herzen werden entnommen und daraus Zellen für weitere Versuche gewonnen.

Die Arbeiten wurden von der Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und der Christian-Albrechts-Universität zu Kiel gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Deficiency for MicroRNA-582 does not impact dilated cardiomyopathy or heart failure induced by pressure overload in vivo

Autoren: Simone Martini (1,2), Inka Dobberstein (1,2,3), Nesrin Schmiedel (1,2,4), Lucia Sophie Kilian (1,2), Jakob Christoph Voran (1,2), Frauke Senger (5,6), Ashraf Yusuf Rangrez (5,6), Derk Frank (1,2), Christian Kuhn (1,2,7), Norbert Frey (5,6)*

Institute: (1) Klinik für Innere Medizin III mit den Schwerpunkten Kardiologie und Internistische Intensivmedizin, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Arnold-Heller-Straße 3, Haus C, 24105 Kiel, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Hamburg/Kiel/Lübeck, Kiel, (3) Roche Diagnostics GmbH, Mannheim, (4) IUF - Leibniz-Institut für umweltmedizinische Forschung GmbH, Düsseldorf, (5) Innere Medizin III, Klinik für Kardiologie, Angiologie und Pneumologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (6) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Heidelberg/Mannheim, Heidelberg, (7) Klinik für Kardiologie, Intensivmedizin und Angiologie, ViDia Christliche Kliniken Karlsruhe, Karlsruhe

Zeitschrift: Frontiers in Cell and Developmental Biology 2025; 13: 1661965

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5837

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Bayern unter der Nummer ROB-55.1-2532.Vet_02-19-178 genehmigt. Es werden 20 männliche Weiße Neuseeländer Kaninchen eingesetzt. Sie sind 18 Wochen alt. Jedes Kaninchen lebt einzeln in einem etwa 2 Quadratmeter großen Gehege. Die Tiere werden täglich visuell kontrolliert; mindestens zweimal pro Woche werden ihr Allgemeinzustand und ihre Vitalparameter erfasst.

Alle Kaninchen werden auf eine cholesterin- und fettreiche Nahrung umgestellt. Über vier Wochen wird dazu das normale Futter schrittweise durch diese spezielle Nahrung ersetzt.

Nach dieser Umstellungsphase werden die Tiere in zwei Gruppen mit jeweils zehn Kaninchen eingeteilt.

Die Tiere beider Gruppen werden narkotisiert. Dazu wird ihnen ein Narkosemittel in eine Vene gespritzt, danach wird die Narkose mit einem gasförmigen Narkosemittel aufrechterhalten. Die Kaninchen werden künstlich beatmet und erhalten Schmerzmittel, Antibiotika und Gerinnungshemmer.

In der ersten Gruppe liegt das Kaninchen während des Eingriffs auf dem Rücken. Der Hals wird rasiert und ein etwa 2 bis 3 Zentimeter langer Hautschnitt gesetzt. Die Halsarterie wird freigelegt und mit Fäden oberhalb und unterhalb der geplanten Einstichstelle abgebunden. Die Arterie wird punktiert, d.h., es wird ein Loch hineingestochen, und ein kleiner Zugangsschlauch wird eingeführt. Unter Röntgenkontrolle wird ein Ballonkatheter bis in die äußere Beckenschlagader vorgeschoben. Dort wird der Ballon auf etwa 5 Millimeter Durchmesser aufgeblasen. Das Gefäß selbst misst nur rund 2 Millimeter. Der aufgeblasene Ballon wird dann dreimal pro Seite ein Stück zurückgezogen. Dadurch wird die innere Blutgefäßschicht beschädigt und die Gefäßwand stark überdehnt. Mit einem bildgebenden Verfahren wird das Gefäß untersucht. Die Operation dauert etwa eine Stunde. Am Ende wird die punktierte Halsarterie dauerhaft abgebunden und die Wunde vernäht.

In der zweiten Gruppe liegt das Kaninchen in Narkose in Bauchlage. Der Bereich an der Ohrbasis wird rasiert. Die Ohrarterie wird mit einer Nadel punktiert, und ein dünner Führungsdraht wird unter Röntgenkontrolle über die Halsarterie bis in die Beckengefäße geschoben. Durch einen 1 Millimeter kleinen Hautschnitt wird ein Katheter eingeführt. Ein zusammengefalteter Stent-Retriever, das ist ein gitterförmiges Metallimplantat, wird unter Röntgen-Durchleuchtung in die äußere Beckenschlagader vorgeschoben und dort entfaltet. Auch er wird dreimal pro Seite in Richtung Aorta zurückgezogen, wobei er die Innenschicht des Gefäßes abreibt. Die Gefäße ziehen sich daraufhin zusammen. Nach dem Eingriff, der etwa eine halbe Stunde dauert, wird der Katheter entfernt, die Punktionsstelle am Ohr wird durch Druck gestillt und dann mit Aluminiumspray abgedeckt.

In der Ballon-Gruppe entwickeln 3 Kaninchen starke Durchblutungsstörungen der Hinterbeine, zwei direkt am Operationstag, eines am Tag danach. Die Tiere werden getötet. Ein weiteres Kaninchen derselben Gruppe wird einen Tag nach dem Eingriff ebenfalls getötet, weil es apathisch ist und Schmerzen hat. Zwei weitere Tiere der Ballon-Gruppe sterben aus ungeklärter Ursache am Tag 12 bzw. 13 nach dem Eingriff. Bei sieben der Ballon-Tiere kommt es während der Operation zu Phasen mit stark verlangsamtem Herzschlag. Fünf Tiere dieser Gruppe fressen und trinken in der Zeit nach der Operation weniger. Ein Teil der Kaninchen entwickelt Hämatome.

Die Tiere verbleiben nach dem Eingriff bis zu sechs Wochen auf dem fettreichen Futter, um die Entstehung von Plaques und Gefäßverdickungen weiter zu begünstigen.

Vier bis sechs Wochen nach der Gefäßverletzung wird bei den überlebenden Tieren in Narkose ein bildgebendes Verfahren durchgeführt. Dabei zeigen beide Gruppen deutliche Verengungen an den zuvor verletzten Gefäßen.

Unmittelbar nach der Untersuchung werden die Tiere durch Injektion eines Tötungsmittels (Pentobarbital) getötet. Verschiedene Gefäße werden entnommen und untersucht. Die Gefäße weisen sichtbare Plaques, Entzündungen und Verdickungen auf.

Die Arbeiten wurden durch die Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Arterioskleroseforschung, Versuchstierkunde, Tierschutz, Herz-Kreislaufforschung

Originaltitel: A minimally invasive animal model of atherosclerosis and neointimal hyperplasia for translational research

Autoren: Max L. A. Ebert (1), Vanessa F. Schmidt (1), Osman Öcal (1,2), Anne von Thaden (3), Olaf Dietrich (1), Bastian Popper (4), Sandra Elges (5), Max Seidensticker (1), Jens Ricke (1), Melanie A. Kimm (1)*, Astrid Jeibmann (6), Moritz Wildgruber (1)

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Radiologie, LMU Klinikum München, Marchioninistr. 15, 81377 München, (2) Klinik für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (3) Tierarztpraxis, Hohenpeißenberg, (4) Biomedizinisches Centrum, Core Facility Animal Models, Medizinische Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München, Großhaderner Straße 9, 82152 Planegg-Martinsried, (5) Gerhard-Domagk-Institut für Pathologie, Universitätsklinikum Münster, Münster, (6) Institut für Neuropathologie, Universitätsklinikum Münster, Münster

Zeitschrift: European Radiology Experimental 2025; 9:14

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5836

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) unter den Nummern 84-02.04.2020.A073 und 84-02.04.2018.A234.genehmigt. Die Mäuse sind männlich und werden bei der kommerziellen Versuchstierzucht Janvier Labs (Saint-Berthevin Cedex, Frankreich) im Alter von etwa 10-12 Wochen gekauft.

Die Mäuse werden in verschiedene Versuchsgruppen eingeteilt. Bei einer Gruppe wird eine akute Blutarmut (Anämie) ausgelöst, eine andere dient als nicht-anämische Kontrollgruppe. Zusätzlich gibt es zwei weitere Gruppen, die vier Wochen lang vorab das Antioxidans N-Acetylcystein (NAC) über das Trinkwasser bekommen – sowohl mit als auch ohne später ausgelöste Anämie.

Die Mäuse der Anämie-Gruppe werden mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert und es wird Blut aus der Gesichtsvene entnommen. An drei aufeinanderfolgenden Tagen wird ihnen pro Tag bis zu 15 % des Gesamtblutvolumens abgenommen, so dass eine deutliche Blutarmut entsteht. Die Tiere bekommen Kochsalzlösung als Flüssigkeitsersatz. Die Kontrolltiere werden genauso gehandhabt, nur wird kein Blut entnommen.

Anschließend wird bei einem Teil der Mäuse (anämische Mäuse und Mäuse der Kontrollgruppe) ein Herzinfarkt ausgelöst. Dazu werden die Mäuse mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert, intubiert und künstlich beatmet. Dann wird der Brustkorb links zwischen der dritten und vierten Rippe geöffnet, und das Herz wird freigelegt. Unter die linke vordere absteigende Herzkranzarterie wird ein Faden gelegt und festgezogen. Dadurch wird die Blutversorgung eines Teilbereichs des Herzens für 45 Minuten unterbrochen. Man erkennt den so simulierten Infarkt daran, dass die Herzspitze blass wird. Danach wird der Faden gelöst.

In den nächsten 24 Stunden wird den Mäusen alle 8 Stunden ein Schmerzmittel (Buprenorphin) unter die Haut gespritzt.

Dann werden die Mäuse erneut narkotisiert. Es wird per Ultraschall eine Schlagader im Hinterbein untersucht. Das Bein wird dafür für fünf Minuten mit einer kleinen Manschette abgedrückt, sodass kein Blut mehr hindurchfließt. Währenddessen werden Ultraschallbilder gemacht. Danach wird die Manschette gelöst, und über die folgenden fünf Minuten wird gemessen, wie stark sich die Arterie durch den neu einströmenden Blutfluss weitet.

In Narkose wird anschließend Blut entnommen. Dann werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet. Verschiedene Blutgefäße, unter anderem die Hauptschlagader, werden entnommen und untersucht.

Die Versuche wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Medizinische Fakultät der Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf und die Susanne-Bunnenberg-Stiftung gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Acute blood loss anemia aggravates endothelial dysfunction after acute myocardial infarction

Autoren: Isabella Solga (1), Aslihan Sahin (1), Vithya Yogathasan (1), Lina Hofer (1), Feyza Gül Celik (1), Amira El Rai (1), Mohammed Rabiul Hosen (2), Patricia Wischmann (1), Stefanie Becher (1), Amin Polzin (1,3), Norbert Gerdes (1,3), Christian Jung (1,3), Malte Kelm (1,3), Ramesh Chennupati (1)*

Institute: (1) Klinik für Kardiologie, Pneumologie & Angiologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf, (2) Molekulare Kardiologie, Herzzentrum Bonn, Medizinische Klinik und Poliklinik II, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (3) Cardiovascular Research Institute Dusseldorf (CARID), Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf

Zeitschrift: Frontiers in Cardiovascular Medicine 2025; 12: 1635293

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5835

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Zuständigen Behörde unter der Nummer 81-02.04.2020.A383 genehmigt. Bei der Behörde müsste es sich um das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) handeln. Die Kaninchen stammen aus der kommerziellen Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld). Weil weibliche Tiere aufgrund ihres Hormonzyklus unterschiedlich auf Futter und Gefäßveränderungen reagieren könnten, werden ausschließlich männliche Kaninchen eingesetzt.

Die Kaninchen werden in drei Gruppen eingeteilt. Die erste Gruppe bekommt normales Kaninchenfutter und bildet die Kontrollgruppe. Die zweite Gruppe erhält ein spezielles Futter, das zusätzlich Cholesterin und Kokosöl enthält. Dieses Futter soll gezielt die Entstehung von Atherosklerose – also Gefäßverkalkung und Plaquebildung – fördern. Die dritte Gruppe bekommt die gleiche cholesterinreiche Nahrung wie die zweite, bei den Tieren dieser Gruppe findet aber zusätzlich ein operativer Eingriff statt, der eine künstliche Verletzung der Aorteninnenwand erzeugen soll. Dazu werden die Kaninchen mit einem gasförmigen Narkosemittel in Narkose versetzt und über einen Schlauch in der Luftröhre beatmet. In der Leistengegend wird eine große Arterie am Hinterbein freigelegt und aufgeschnitten. Durch diese Öffnung wird ein dünner Ballonkatheter eingeführt und bis in die Aorta vorgeschoben. Unter Ultraschallkontrolle wird der Katheter nacheinander in vier verschiedenen Abschnitten der Aorta positioniert und aufgeblasen. Dadurch wird die Innenschicht der Aorta verletzt. Ziel ist es, durch das fettreiche Futter und durch die zusätzliche Verletzung deutliche Gefäßveränderungen hervorzurufen. Dann wird der Katheter wieder herausgezogen und die Arterie vernäht. Nach dem Erwachen aus der Narkose werden die Tiere weiter 3 oder 6 Monate lang mit dem cholesterinreichen Futter gefüttert.

Während der gesamten Fütterungszeit wird das Gewicht der Kaninchen sowie ihre Futteraufnahme beobachtet.

Am Ende des jeweiligen Zeitraums werden Blutproben abgenommen. Dann werden die Kaninchen auf nicht genannte Art getötet und ihre Aorta wird entnommen und untersucht. In der Aorta werden je nach Gruppenzugehörigkeit dicke Plaques, Entzündungen, Fettablagerungen, Verdickungen der Gefäßwand und Verkalkungen festgestellt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Herzstiftung und die Deutsche Stiftung für Herzforschung gefördert.

Bereich: Arterioskleroseforschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Development of an atherosclerosis rabbit model to evaluate the hemodynamic impact of extracorporeal circulation

Autoren: Anna Kathrin Assmann (1), Jan Buschmann (2), Sinje Reimers (1), Aleyna Karakas (2), Elvira Weber (2), Hug Aubin (1,3), Artur Lichtenberg (1,3), Alexander Assmann (1)*

Institute: (1) Klinik für Herzchirurgie und CURE 3D Lab, Universitätsklinikum Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf, (2) Cardiovascular Regenerative Medicine & Tissue Engineering 3D Lab (CURE 3D Lab), Universitätsklinikum Düsseldorf, Düsseldorf, (3) Cardiovascular Research Institute Dusseldorf (CARID), Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf

Zeitschrift: Animal Models and Experimental Medicine 2025; 8(3): 523–533

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5834

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) unter der Nummer 84-02.04.2017.A153 genehmigt. Die Ratten der Zuchtlinie Wistar stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Frankreich).

Die Ratten bekommen eine Woche lang eine spezielle Futtermischung, die zusätzliches Calcium und Cholesterin enthält. Dieses Futter soll ihren Körper anfälliger für Veränderungen an der Herzklappe machen.

Jede Ratte wird mit einem gasförmigen Narkosemittel in Narkose gelegt. Dann wird einem Teil der Ratten eine Substanz in eine Vene am Schwanz gespritzt. Diese Substanz wird durch Licht aktiviert. Die Tiere, die dieses Mittel erhalten, werden daher im Anschluss vor Licht geschützt.

Am nächsten Tag werden alle Tiere erneut narkotisiert und künstlich beatmet. Anschließend wird ihr Halsbereich aufgeschnitten und ein dünner Schlauch mit einer Lichtfaser über die Halsschlagader in Richtung Herz eingeführt. Unter Ultraschallkontrolle wird die Spitze des Schlauchs so positioniert, dass sie oberhalb der Aortenklappe liegt — das ist die Herzklappe, die das Blut aus dem Herzen in den Körper leitet.

Nun wird bei einem Teil der Ratten die Laserfaser angeschaltet. Sie sendet ein rotes Licht aus, das eine Stunde lang auf die Herzklappe strahlt. Bei den Tieren, die am Vortag die lichtempfindliche Substanz bekommen haben, reagiert dieses nun mit dem Laserlicht. Dadurch entstehen an der Herzklappe sogenannte reaktive Sauerstoffmoleküle. Diese sind sehr energiereich und lösen in den Zellen Schäden aus.

Nach dem Eingriff wird der Schlauch wieder entfernt und die Wunde geschlossen. Bei einem Teil der Tiere wird direkt nach dem Eingriff die Aortenklappe mit Ultraschall untersucht, dann werden die Ratten in Narkose durch Ausbluten getötet.

Die verbleibenden Tiere erhalten noch bis zu 4 Wochen lang die mit Cholesterin angereicherte Nahrung und der Gesundheitszustand der Ratten wird regelmäßig kontrolliert.

Je nach Versuchsgruppe werden die Ratten nach 8, 84, oder 168 Tagen erneut narkotisiert. Dann werden die Tiere durch Ausbluten getötet. Bei den Ratten, die an Tag 168 getötet werden, wird vor der Tötung per Ultraschall untersucht, wie gut die Herzklappe noch funktioniert.

Ein Teil des Herzens, der die bestrahlte Herzklappe enthält, wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf (Förderjahr 2017) gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: The focal induction of reactive oxygen species in rats as a trigger of aortic valve degeneration

Autoren: Jessica Isabel Selig (1), Yukiharu Sugimura (1,2), Shintaro Katahira (1,3), Marco Polidori (1), Laura Alida Jacobi (1), Olga Medovoj (1), Sarah Betke (1), Mareike Barth (1,2), Artur Lichtenberg (1,4), Payam Akhyari (1,2)*, Jan-Philipp Minol (1)*

Institute: (1) Klinik für Herzchirurgie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Moorenstraße 5, 40225 Düsseldorf, (2) Klinik für Thorax- und Kardiovaskuläre Chirurgie, Universitätsklinikum Essen, Essen, (3) Division of Cardiovascular Surgery, Tohoku University Graduate School of Medicine, Sendai, Japan, (4) Cardiovascular Research Institute Düsseldorf (CARID), Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf

Zeitschrift: Antioxidants 2024; 13(12): 1570

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5833

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden im Februar 2009 durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) unter der Nummer 8.87-50.10.35.08.308 genehmigt.

Die Schafe werden in Narkose versetzt. Das linke Hüftgelenk wird chirurgisch freigelegt, wozu ein 10 cm langer Schnitt in der Haut gemacht wird, der Muskel in Faserrichtung aufgeschnitten und die Gelenkkapsel geöffnet wird. Der Oberschenkelkopf wird abgesägt.

In der Hüftpfanne wird ein künstlicher Knochendefekt von 1,5 × 1,5 × 1,5 Zentimeter Größe erzeugt. Die Schafe werden

in 3 Gruppen eingeteilt, der Defekt wird je nach Gruppe unterschiedlich aufgefüllt: • In der ersten Gruppe kommt NanoBone®, ein künstliches Material aus nanokristallinem Hydroxylapatit, zum Einsatz.

• In der zweiten Gruppe wird körpereigener Knochenschwamm des Schafs verwendet. Dafür wird der zuvor entfernte Oberschenkelkopf des Tieres von Knorpel befreit und mit einer Knochenzange in kleine Stücke von etwa 2 bis 5 Kubikmillimetern zerteilt. Diese Stücke werden fest in den Defekt eingestampft.

• In der dritten Gruppe wird Knochenmaterial anderer Schafe derselben Rasse verwendet. Auch dieses Material wird in den Defekt eingestampft.

Nachdem der Defekt gefüllt ist, wird ein spezieller Metallring über der Hüftpfanne angebracht und mit Schrauben im Becken des Schafs befestigt.

In diesen Ring wird anschließend eine künstliche Hüftpfanne aus Kunststoff mithilfe von Knochenzement eingesetzt. Danach erhält das Schaf zusätzlich ein künstliches Hüftimplantat aus Metall in den Oberschenkelknochen einzementiert. Damit wird bei allen Tieren ein vollständiger künstlicher Hüftgelenkersatz eingebaut.

Nach der Operation werden die Schafe normal gehalten, sie bewegen sich frei und belasten die operierte Hüfte.

Während der achtmonatigen Beobachtungszeit treten bei drei Tieren Komplikationen auf: In der ersten Gruppe entwickelt ein Schaf einen Halsabszess mit einer schweren Blutvergiftung, in der zweiten Gruppe erleidet ein Schaf zehn Tage nach der Operation eine Oberschenkelfraktur, und in der dritten Gruppe bekommt ein Schaf eine Lungenentzündung. Diese drei Tiere werden jeweils vorzeitig aus dem Versuch genommen und getötet.

Nach acht Monaten werden alle verbleibenden Tiere getötet. Dazu werden sie narkotisiert und erhalten eine intravenöse Injektion des Tötungsmittels T61. T61 führt zu einem Herz-Kreislauf-Stillstand. Danach werden die Hüftgelenke entnommen und mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Knochenchirurgie

Originaltitel: Three-dimensional assessment of the biological periacetabular defect reconstruction in an ovine animal model: A mikro-CT analysis

Autoren: Frank Sebastian Fröschen (1)*, Thomas Martin Randau (1,2), El-Mustapha Haddouti (1), Jacques Dominik Müller-Broich (3), Frank Alexander Schildberg (1), Werner Götz (4), Dominik John (5), Susanne Reimann (6), Dieter Christian Wirtz (1), Sascha Gravius (1,7)

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Orthopädie und Unfallchirurgie, Universitätsklinikum Bonn, Venusberg-Campus 1, 53127 Bonn, (2) Krankenhaus der Augustinerinnen, Klinik für Orthopädie und Sportmedizin, Köln, (3) unabhängiger Forscher, Bonn, (4) Oralmedizinische Technologie, Zentrum für Zahn-, Mund- und Kieferheilkunde, Universität Bonn, Bonn, (5) Praxis für Orthopädie und Unfallchirurgie, Bonn, (6) Medizintechnik, Hochschule Bremerhaven, Bremerhaven, (7) Orthopädisch-Unfallchirurgisches Zentrum, Universitätsmedizin Mannheim, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Bioengineering 2025; 12(7): 729

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5832