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Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Bezirksregierung Düsseldorf genehmigt. Eine Genehmigungsnummer wird nicht angegeben. Die männlichen Mäuse werden von der Zuchtfirma Harlan Laboratories, Darmstadt, bezogen.

In einem ersten Versuch werden zwei Gruppen Mäuse à 9 Tiere verwendet. Unter Narkose wird der Kopf der Tiere in ein stereotaktisches Gestell eingespannt. Die eine Gruppe erhält einen Wirkstoff in einen Hirnventrikel (mit Hirnwasser gefüllter Hohlraum im Gehirn) injiziert, die zweite Gruppe bekommt eine wirkungslose Flüssigkeit. Am nächsten Tag werden die Mäuse erneut narkotisiert. Die Haut an der linken Halsseite wird aufgeschnitten und die linke Halsarterie freigelegt. Sie wird abgeklemmt und es wird ein Schnitt gesetzt. Ein Nylonfaden wird durch den Schnitt bis in die mittlere Hirnarterie vorgeschoben. Das Blutgefäß ist so dünn, dass der Faden es verstopft und der umliegende Gewebebereich nicht mehr durchblutet wird. So wird ein Schlaganfall simuliert. Nach 30 Minuten wird der Faden wieder herausgezogen und das Hirngewebe wird wieder durchblutet. Der Schnitt in der Halsarterie und die Haut werden chirurgisch zugenäht. 24 Stunden später werden die Mäuse getötet, indem ihnen unter Narkose eine Nadel in das Herz gestochen wird, durch die eine konservierende Flüssigkeit (Paraformaldehyd) in die Blutbahn eingeleitet wird.

In einer zweiten Versuchsreihe werden zwei weitere Gruppen von Mäusen auf die gleiche Weise behandelt. Jeweils 4 Mäuse aus jeder Gruppe werden 1, 4 und 24 Stunden nach der Auslösung des Schlaganfalls auf die gleiche Weise getötet.

Die Arbeit wurde unterstützt durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das China Scholarship Council Program.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Autophagy hub-protein p62 orchestrates oxidative, endoplasmic reticulum stress, and inflammatory responses post-ischemia, exacerbating stroke outcome

Autoren: Xingyun Quan (1), Yukun Yang (1), Xiaolong Liu (1), Britta Kaltwasser (1), Matthias Pillath-Eilers (1), Bernd Walkenfort (2), Sylvia Voortmann (2), Ayan Mohamud Yusuf (1), Nina Hagemann (1), Chen Wang (1), Mike Hasenberg (2), Dirk M. Hermann (1)*, Ulf Brockmeier (1)*

Institute: (1) Neurologische Klinik, Universitätsklinikum Essen, Universität Duisburg-Essen, Hufelandstraße 55, 45147 Essen, (2) Imaging Center Essen, Institut für Experimentelle Immunologie und Bildgebung, Universitätsklinikum Essen, Universität Duisburg-Essen, Essen

Zeitschrift: Redox Biology 2025; 84: 103700

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5773

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Arbeitsschutz, Naturschutz, Umweltschutz und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) genehmigt. Eine Genehmigungsnummer wird nicht erwähnt. Es werden männliche Ratten der Zuchtlinie Wistar verwendet, deren Herkunft nicht genannt wird. Die Tiere sind zu Beginn der Experimente 7-8 Wochen alt.

Die Tiere werden durch Injektion in die Bauchhöhle narkotisiert. Der Kopf wird in einen stereotaktischen Rahmen eingespannt und es wird eine einmalige Dosis eines bestimmten Proteins in das Gehirn injiziert. Es wird nicht erwähnt, aber es ist anzunehmen, dass dafür ein Loch in den Schädelknochen gebohrt wird. Eine zweite Gruppe Ratten erhält stattdessen eine wirkungslose Substanz injiziert. Jeweils einige Tiere aus jeder Gruppe werden 1 Woche, 1 Monat oder 4-6 Monate nach der Injektion getötet, um ihr Gehirn zu untersuchen. Die Tötung erfolgt durch Köpfen unter Narkose.

Bei Ratten, die entweder das Protein oder eine wirkungslose Kontrolllösung erhalten haben, werden 1 oder 6 Monate nach der Injektion Gedächtnistests durchgeführt. Eine Ratte wird in ein sogenanntes offenes Feld gesetzt, in dem sich zwei Objekte befinden. Das Tier kann 5 Minuten lang die Objekte beschnüffeln und wird dann für 3 Stunden in seinen Käfig gesetzt. Danach wird es wieder in das offene Feld gesetzt, allerdings wurde die Position eines der Objekte verändert. Das Verhalten wird mit einer Kamera aufgezeichnet. Beschnüffelt die Ratte das räumlich veränderte Objekt mehr, wird das als gute Gedächtnisleistung gewertet. Bei einem zweiten ähnlichen Test wird eines der Objekte gegen ein anderes ausgetauscht und es wird beobachtet, ob die Ratte diesem mehr Aufmerksamkeit schenkt als dem bekannten.

In einem weiteren Experiment werden zusätzlich zu den Ratten, die mit dem Protein injiziert wurden oder Kontrolltiere Ratten verwendet, die keiner Operation unterzogen wurden. Auch hier werden die Ratten beobachtet, wie sie ein räumlich verändertes Objekt beschnüffeln. 40 Minten später werden die Tiere getötet und ihre Gehirne werden herausgeschnitten.

Weiteren Ratten werden unter Narkose zwei Elektroden und eine Kanüle durch Bohrlöcher in das Gehirn eingepflanzt. Eine Woche später werden an den wachen, sich frei bewegenden Ratten elektrische Reize über die eine Elektrode in das Gehirn gesetzt, während die andere Elektrode Hirnströme aufzeichnet. Die Aufzeichnungen dauern 4 Stunden und werden am nächsten Tag für eine Stunde wiederholt. Dann werden die Ratten getötet. Das Gehirn wird herausgeschnitten, um den richtigen Sitz der Elektroden zu kontrollieren.

Die Arbeit wurde durch einen EU Framework Grant unterstützt.

Bereich: Alzheimer-Forschung

Originaltitel: Intracerebral inoculation of healthy non-transgenic rats with a single aliquot of oligomeric amyloid-beta (1–42) profoundly and progressively alters brain function throughout life

Autoren: Marco Kramer, Thu-Huong Hoang, Honghong Yang, Olena Shchyglo, Juliane Böge, Ute Neubacher, Jens Colitti-Klausnitzer, Denise Manahan-Vaughan*

Institute: Abteilung für Neurophysiologie, Medizinische Fakultät Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, Gebäude MA 4/150, 44780 Bochum

Zeitschrift: Frontiers in Aging Neuroscience 2024; 16:1397901

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5772

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) in Oldenburg unter der Nummer 33.9-42502-04-12/1009 genehmigt. Es werden weibliche 8-12 Wochen alte Mäuse aus der „Versuchs“tierzucht Harlan, Venray, Niederlande, verwendet. Die Versuche finden am Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung (HZI) Braunschweig statt.

Den Tieren werden Eiterbakterien (Streptococcus pyogenes) unter die Rückenhaut gespritzt. Eine Gruppe Mäuse erhält einen stark krankmachenden Bakterienstamm, eine Gruppe einen wenig krankmachenden Stamm und eine Gruppe eine bakterienlose Flüssigkeit (Kontrollgruppe). Aus jeder Gruppe werden 6, 12, 24 und 40 Stunden nach der Injektion jeweils einige Mäuse durch Ersticken mit Kohlendioxid getötet. Aus dem Herzen wird eine Blutprobe genommen und Leber, Milz und Lungen werden zur Untersuchung herausgeschnitten. Bei den Mäusen, die nach 24 Stunden getötet werden, sind schwerwiegende krankhafte Veränderungen der Organe zu erkennen und noch stärkere nach 40 Stunden.

Die Arbeit wurde unterstützt durch EU Innovative Medicines Initiative Project Combatting Bacterial Resistance in Europe (COMBACTE).

Bereich: Infektionsforschung

Originaltitel: Early lymphocyte loss and increased granulocyte/lymphocyte ratio predict systemic spread of streptococcus pyogenes in a mouse model of acute skin infection

Autoren: Torsten G. Loof (1), Aaqib Sohail (2,3,4), Mahmoud M. Bahgat (2), Aravind Tallam (2), Haroon Arshad (2), Manas K. Akmatov (2,3), Marina C. Pils (5), Ulrike Heise (5), Andreas Beineke (6), Frank Pessler (2,3,4)*

Institute: (1) Forschungsgruppe Infektionsimmunologie, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung (HZI), Inhoffenstraße 7, 38124 Braunschweig, (2) Forschungsgruppe Biomarker für Infektionskrankheiten, TWINCORE Zentrum für Experimentelle und Klinische Infektionsforschung GmbH, Feodor-Lynen-Straße 7, 30625 Hannover, (3) Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung (HZI), Braunschweig, (4) Zentrum für Personalisierte Medizin, Hannover, (5) Mauspathologie, Zentrale Tierhaltung, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung Braunschweig, (6) Institut für Pathologie, Tierärztliche Hochschule Hannover

Zeitschrift: Frontiers in Cellular and Infection Microbiology 2018; 8(101); doi: 10.3389/fcimb.2018.00101

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5771

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) in Oldenburg genehmigt. Als Genehmigungsnummer wird Az. §4 (02.05) TSchB TU BS angegeben. Es werden genmanipulierte sogenannte Alzheimer-Mäuse verwendet, die vom McKnight Brain Institute, University of Florida, stammen. Mäuse mit einer anderen Genmanipulation werden von Milllenium Pharmaceuticals (ohne Angabe von Ort und Land) bezogen. Diesen Mäusen wurde ein Gen ausgeschaltet, das ein Protein codiert, das bei der Signalübertragung bei Entzündungen eine Rolle spielt. Die genmanipulierten Mäuse werden über mehrere Generationen mit nicht-genmanipulierten Mäusen gekreuzt. Für die Versuche werden die Nachkommen mit den entsprechenden Gendefekten sowie Wildtyp-Mäuse, also nicht genveränderte Tiere, verschiedener Altersgruppen verwendet.

Gruppen von Wildtyp- und genmanipulierten jungen (4 Monate) und alten (16 Monate) Mäusen werden Zellwandbestandteile von entweder E-coli-Bakterien oder Typhus-Bakterien in die Bauchhöhle gespritzt. Am folgenden Tag wird die Injektion wiederholt. Durch die entstehende Entzündung verlieren die Mäuse bis zu 15 % ihres Körpergewichts. Nach einigen Tagen erholen sie sich wieder. Die Tiere werden nach 15 Tagen getötet.

Andere Mäuse erhalten die gleichen Injektionen, werden aber 48 Stunden nach der ersten Spritze getötet. Eine Gruppe von Wildtyp-Mäusen bekommt eine niedrigere Dosis der bakteriellen Zellwandbestandteile gespritzt und wird 6 Stunden später getötet.

Um das Gedächtnis der Tiere zu testen, wird der sogenannte Morris Water Maze (Morris-Wasser-Labyrinth-Test) eingesetzt. Dabei wird eine Maus in ein Becken mit 160 cm Durchmesser und milchigem Wasser gesetzt. An einer Stelle befindet sich eine Plattform 1 cm unter der Wasseroberfläche. Die Maus wird 9 Tage lang 4-mal täglich für jeweils 60 Sekunden in das Becken gesetzt. Sie muss die Plattform finden und es wird beurteilt, ob sie sie im Laufe des Versuchs schneller findet. Dabei wird die Position der Plattform immer wieder verändert. An Tag 3 und 9 wird sie entfernt und es wird beurteilt, ob die Maus an der Stelle sucht, wo die Plattform vorher war. Der Versuch soll Rückschlüsse auf die Gedächtnisleistung der Tiere geben. Es werden 19 Monate alte Wildtyp-Mäuse eingesetzt, die entweder Bestandteile von E- coli oder Thyphus-Bakterien oder keine Bakterien erhalten haben.

Weitere Mäuse (Wildtyp und die beiden genmanipulierten Linien) werden 3 Monate nach der Infektion getötet, um ihre Gehirne in Scheiben zu schneiden und zu untersuchen. Die Tötung erfolgt für diese Tiere folgendermaßen: Die Mäuse werden mit Kohlendioxid erstickt und dann mit dem Fixierungsmittel Formaldehyd durchströmt. Üblicherweise wird hierfür eine Nadel ins Herz gestochen und Formaldehyd in die Blutbahn eingeleitet, bis alles Blut im Körper ausgetauscht ist.

Für eine andere Untersuchung werden Mäuse mit Kohlendioxid betäubt und durch Köpfen getötet. Der Hippocampus (eine Hirnregion) wird herausgeschnitten und in Scheiben geschnitten.

Die Arbeit wurde unterstützt durch EU Joint Programme – Neurodegenerative Disease Research (JPND/INCURE), dem Niedersachsen-Research Network on Neuroinfectiology (M-RENNT), dem Niedersächsischen Ministerium für Wissenschaft und Kultur und der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG).

Bereich: Alzheimer-Forschung, Neurologie, Neuroimmunologie

Originaltitel: Enduring changes in neuronal function upon systemic inflammation are NLRP3 inflammasome dependent

Autoren: Marianna M.S. Beyer (1,2), Niklas Lonnemann (1,2), Anita Remus (1,2), Eicke Latz (3,4), Michael T. Heneka (4,5)*, Martin Korte (1,2)

Institute: (1) Zelluläre Neurobiologie, Zoologisches Institut, Technische Universität Braunschweig, Spielmannstraße 7, 38106 Braunschweig, (2) Forschungsgruppe Neuroinflammation und Neurodegeneration, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung (HZI), 38124 Braunschweig, (3) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Bonn, (4) Institut für Angeborene Immunität, Universität Bonn, Bonn, (5) Klinik für Neurodegenerative Erkrankungen and Gerontopsychiatrie, Universitätsklinikum Bonn, Bonn

Zeitschrift: The Journal of Neuroscience 2020; 40(28): 5480-5494

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5770

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) genehmigt. Eine Nummer ist nicht angegeben. Es werden Mäuse der Zuchtlinie CD-1 aus der niederländischen Niederlassung der Zuchtfirma Charles River verwendet und zudem genmanipulierte Mäuse, die über mehrere Generationen am Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung in Braunschweig gezüchtet werden, indem sie mit Mäusen der nicht genmanipulierten Linie C57BL/6J gekreuzt werden. Den Tieren sind durch die Genmanipulation (Knock-out) besonders anfällig für Virusinfektionen.

In einer ersten Tierversuchsreihe erhalten CD-1-Mäuse eine Injektion mit dem Testwirkstoff Soraphen-A in die Schwanzvene. Eine zweite Gruppe bekommt das Mittel zweimal im Abstand von 8 Stunden unter die Haut gespritzt. Innerhalb der ersten 8 Stunden nach der ersten Injektion werden insgesamt 6 Blutproben aus der Schwanzvene genommen, um die Menge des Wirkstoffs darin zu bestimmen. Dazu werden die Tiere üblicherweise in eine enge Röhre gesteckt. 24 Stunden nach der ersten Injektion werden alle Mäuse auf nicht genannte Weise getötet. Blut wird aus dem Herzen entnommen.

In der zweiten Versuchsreihe werden die genmanipulierten Mäuse im Alter von 6-8 Wochen verwendet. Die Tiere werden narkotisiert und es werden Dengue-Viren in die Bauchhöhle injiziert. Das Dengue-Virus wird in tropischen Ländern durch Mücken auf Menschen übertragen und verursacht das oft lebensbedrohliche Dengue-Fieber. Die Mäuse werden in 4 Gruppen eingeteilt. Eine Gruppe erhält den Wirkstoff Soraphen A dreimal innerhalb von 48 Stunden in die Bauchhöhle injiziert und eine zweite Gruppe erhält den Wirkstoff 6 mal innerhalb von 56 Stunden unter die Haut injiziert. Die anderen beiden sind Kontrollgruppen die zeitgleich eine wirkungslose Flüssigkeit erhalten. 72 Stunden nach der Injektion werden alle Mäuse getötet. Milz und Leber werden herausgeschnitten und auf das Vorhandensein der Viren untersucht.

Weitere Tests werden mit menschlichen Leberzelllinien gemacht. Zudem wird ein In-silico-Modell (Computermodell) eingesetzt, das von den Zell- und Tierversuchen auf die Reaktion des Menschen schließen soll.

Bereich: Infektionsforschung, Virologie

Originaltitel: Physiologically based pharmacokinetic/pharmacodynamic model for the treatment of Dengue infections applied to the broad spectrum antiviral soraphen A

Autoren: Katharina Rox (1,2,3), Maxi Heyner (4,5), Jana Krull (1), Kirsten Harmrolfs (6), Valtteri Rinne (7), Juho Hokkanen (7), Gemma Perez Vilaro (8), Juana Díez (8), Rolf Müller (2,6), Andrea Kröger (4,5), Yuichi Sugiyama (3)*, Mark Brönstrup (1,2)*

Institute: (1) Chemische Biologie, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung (HZI), Inhoffenstraße 7, 38124 Braunschweig, (2) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Standort Hannover-Braunschweig, 38124 Braunschweig, (3) Sugiyama Laboratory, RIKEN Baton Zone Program, Yokohama, Kanagawa 230-0045, Japan, (4) Forschungsgruppe Angeborene Immunität und Infektion, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung (HZI), Braunschweig, (5) Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg, (6) Mikrobielle Naturstoffe, Helmholtz-Institut für Pharmazeutische Forschung Saarland, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung (HZI), Saarbrücken, (7) Admesope Ltd, Oulu, Finland, (8) Departament de Ciències Experimentals i de la Salut, Universitat Pompeu Fabra, Barcelona, Spanien

Zeitschrift: ACS Pharmacology & Translational Science 2021; 4: 1499-1513

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5769

Versuchsbeschreibung: Die Tauben werden in verschiedenen Versuchen in der Hirnforschung eingesetzt, die vom Landesamt für Arbeitsschutz, Naturschutz, Umweltschutz und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) unter den Nummern 81-02.04.2023.A292, 81-02.04.2021.A324, 81-02.04.2021.A300 und 81-02.04.2021.A240 genehmigt werden. In der vorliegenden Publikation wird lediglich die Phase der Narkose und Operation untersucht.

Die Tauben stammen von lokalen Züchtern und sind zwischen drei und zehn Jahre alt. Sie werden in verschiedenen Versuchen eingesetzt und erhalten nur so viel Futter, dass ihr Gewicht bei etwa 85% des Gewichts liegt, das sie bei frei verfügbarem Futter hätten. Dies dient dazu, dass sie durch Hunger zur Mitwirkung an den weiteren Versuchen, gezwungen werden.

21 der Tauben werden im eigentlichen Versuch eingesetzt, die anderen Tauben dienen als Kontrollgruppe. Vor dem Eingriff bleiben die Tauben 12 Stunden ohne Futter.

Den Tauben werden ein Schmerz- und ein Narkosemittel in die Brustmuskulatur injiziert. Anschließend wird den Tauben über eine Beatmungsmaske das gasförmige Narkosemittel Isofluran verabreicht.

Die Operation selbst beginnt damit, dass die Taube in einen speziellen Halter eingespannt wird, damit sich ihr Kopf nicht bewegt. Dann wird die Haut auf dem Kopf aufgeschnitten, der Schädel aufgebohrt und die Hirnhaut geöffnet. Je nach Ziel des Experiments wird anschließend eine Elektrode zur Messung von Hirnströmen, eine Kanüle zur Medikamentengabe oder ein Lichtleiter in das Gehirn geschoben. Bei einem Teil der Tauben wird ein Haltebolzen am Schädel befestigt, mit dem sie in den folgenden Versuchen fixiert werden können.

Die Operationen dauern zwischen gut einer und über 6 Stunden. Bei einer Taube wird die Operation wegen Herzrhythmusstörungen abgebrochen. Sobald die Tauben wieder wach sind, werden sie einzeln in Käfige gesetzt.

Die 9 Tauben der Kontrollgruppe werden auf nicht genannte Art „sanft fixiert“ und eines ihrer Beine wird mit medizinischem Tape fixiert. Ihnen wird dann ein Sensor zur Messung der Sauerstoffsättigung und der Herzrate am Fuß befestigt. Die Augen der Tauben werden mit einem Tuch abgedeckt. Den Tauben wird ein Temperatursensor in die Kloake geschoben. Die Messungen dauern 30 bis 45 Minuten und werden an drei aufeinander folgenden Tagen wiederholt. Von Tag zu Tag reduziert sich dabei die Herzrate, was damit in Verbindung gebracht wird, dass sich die Tauben an die Prozedur gewöhnen.

Im Anschluss an die hier beschriebenen Operationen werden die Tauben in weiteren Experimenten eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Volkswagen Stiftung, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und die Max-Planck-Gesellschaft gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Anästhesiologie, Hirnforschung

Originaltitel: Balanced anesthesia in pigeons (Columba livia): a protocol that ensures stable vital parameters and feasibility during long surgeries in cognitive neuroscience

Autoren: A. Serir (1,2,3)*, J. M. Tuff (1,4), N. Rook (1), E. Fongaro (5), T. Schreiber (6), E. Peus (6), O. Güntürkün (1), D. Manahan-Vaughan (2), J. Rose (5), R. Pusch (1)

Institute: (1) Abteilung Biopsychologie, Institut für Kognitive Neurowissenschaft, Fakultät für Psychologie, Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44801 Bochum, (2) Abteilung für Neurophysiologie, Institut für Physiologie, Medizinische Fakultät, Ruhr-Universität Bochum, Bochum, (3) Klinik und Poliklinik für Anästhesiologie, Zentrum für Anästhesiologie und Intensivmedizin, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (4) Max Planck School of Cognition, Leipzig, (5) Abteilung für Neuronale Grundlagen des Lernens, Institut für Kognitive Neurowissenschaft, Fakultät für Psychologie, Ruhr-Universität Bochum, Bochum, (6) Taubenklinik Essen, Essen

Zeitschrift: Frontiers in Physiology 2024; 15:1437890

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5768

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt, und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen genehmigt. Die Tauben stammen von lokalen Züchtern oder aus institutseigener Zucht. Es werden elf Tauben aus normaler Aufzucht eingesetzt sowie neun Tauben, die in Brutkästen in völliger Dunkelheit ausgebrütet werden. Direkt nach dem Schlüpfen werden die im Dunklen ausgebrüteten Nestlinge beringt und Tauben untergeschoben, die zuvor auf künstlichen Eiern brüteten.

Zum Zeitpunkt der Versuche sind die Tauben erwachsen. Ihr Futter ist so rationiert, dass ihr Gewicht um 15% unter dem Gewicht liegt, das sie bei frei verfügbarem Futter hätten. So werden die Tauben durch Hunger dazu gebracht, bei den Versuchen für etwas Futter mitzumachen. Futter gibt es während den Versuchseinheiten als sogenannte Belohnung. „Wenn nötig“ gibt es auch nach den Versuchseinheiten Futter, also vermutlich dann, wenn die Tiere bei den Versuchen weniger als die für sie vorgesehene Ration als „Belohnung“ erhalten haben.

Jede Taube absolviert fünf Sitzungen pro Woche. Bei einem Teil der Versuche wird die Sicht der Tauben auf ein Auge (monokulär) beschränkt. Dafür werden mit UHU-Kraftkleber Klettverschlussringe um die Augen der Tauben geklebt. Daran werden Pappkappen befestigt.

Das Training und die Tests finden in einer speziellen Experimentierkammer statt. Diese Kammer ist 35 × 39 × 39 cm groß und wird von LEDs beleuchtet. Auf einem Touchscreen werden den Tieren farbige Flächen gezeigt. Direkt darunter befindet sich ein Futterspender, der den Tauben, wenn sie alles richtig machen, etwas Futter als „Belohnung“ liefert.

Beim Training lernen die Tauben, Farben zu unterscheiden. Es werden vier verschiedene Farbpaare verwendet. Ein Teil der Farben ist mit Futter verbunden (positiv), die anderen nicht (negativ). Jedes Auge (bzw. die dem jeweiligen Auge zugeordnete Hirnhälfte) lernt, einen anderen Satz Farben mit einer Futterbelohnung zu verbinden.

Das Training läuft in mehreren Phasen. Zuerst lernen die Tauben, dass das Anpicken eines weißen Bildschirms Futter bringt. Dann lernen sie, die Farben unter monokularen Bedingungen (ein Auge abgedeckt) zu unterscheiden. In der Konflikttestphase werden den Tauben schließlich doppelfarbige Flächen gezeigt. Dabei werden entweder zwei Farben kombiniert, die für beide Hirnhälften positiv oder negativ sind. Zusätzlich werden Stimuli gezeigt, die eine Farbe, die für die eine Hirnhälfte positiv gelernt wurde, mit einer Farbe, die für die andere Hirnhälfte negativ gelernt wurde, kombinieren.

Die eigentlichen Versuche beginnen mit einem Ton und einem weißen Punkt auf dem Bildschirm. Die Taube muss diesen Punkt innerhalb von 4 Sekunden anpicken, um den Versuch zu starten. Nach einer kurzen Pause erscheint die zweifarbige Fläche. Im Training führt das richtige Anpicken (des positiven Stimulus) dazu, dass es möglicherweise Futter gibt. Falsches Anpicken führt zu 4 Sekunden Dunkelheit als Bestrafung. Im Test wird das Anpicken von Farbflächen, die aus zwei positiv besetzten Farben bestehen, manchmal mit Futter belohnt.

Die Versuche laufen über viele Monate. Ein Teil der Tiere nimmt in über 15 Monaten an über 80 Versuchssessions teil. Das weitere Schicksal der Tauben wird nicht beschrieben. Vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Hirnforschung, Psychologie

Originaltitel: Dynamics and development of interhemispheric conflict solving in pigeons

Autoren: Martina Manns (1)*, Kevin Haselhuhn (2), Nadja Freund (1)

Institute: (1) Abteilung Experimentelle und Molekulare Psychiatrie, Klinik für Psychiatrie, Psychotherapie und Präventivmedizin, LWL-Universitätsklinikum Bochum, Ruhr-Universität Bochum, Alexandrinenstraße 1-3, 44791 Bochum, (2) Abteilung Biopsychologie, Fakultät für Psychologie, Institut für Kognitive Neurowissenschaft, Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44801 Bochum

Zeitschrift: Scientific Reports 2025; 15:1655

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5767

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt, und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 81-02.04.2023.A006 genehmigt. In den Versuchen werden 12 Tauben eingesetzt, die bereits zuvor in Experimenten verwendet wurden. Ursprünglich stammen die Tauben von lokalen Züchtern. Sie werden einzeln in Käfigen gehalten.

Die Tauben erhalten nur so viel Nahrung, dass sie 10 bis 15 % ihres Körpergewichts verlieren. So sollen sie durch Hunger dazu gebracht werden, sich bei den Versuchen wie gewünscht zu verhalten.

In den eigentlichen Versuchen werden die Tauben einzeln in eine sogenannte Skinner-Box gesetzt. Das ist eine Versuchsbox mit zwei beleuchteten Tasten, auf die die Taube picken soll. Zusätzlich befindet sich in der Kammer ein Bildschirm, der Farben anzeigt. Außerdem ist ein Futterspender eingebaut. Die Box misst 34 x 34 x 32 cm.

Die Tauben lernen, dass sie durch Picken auf eine bestimmte Farbe bestimmte Dinge beeinflussen können. Wenn die orange Farbe erscheint, dauert es normalerweise 12 Sekunden, bis eventuell 2 Stückchen Futter ausgegeben werden – mit einer Wahrscheinlichkeit von 33 Prozent. Durch jeden Pick auf die orange Taste kann die Taube diese Wartezeit um 0,5 Sekunden verkürzen. Wenn sie also zum Beispiel 10-mal pickt, sinkt die Wartezeit von 12 auf 7 Sekunden. Erscheint die lila Farbe, kann die Taube durch Picken nicht die Wartezeit, sondern die Wahrscheinlichkeit erhöhen, mit der Futter kommt. Jedes Picken steigert die Wahrscheinlichkeit um 1,5 Prozent. Die Wartezeit von 12 Sekunden bleibt dabei gleich. Die grüne Farbe ermöglicht es der Taube, schneller zu erfahren, ob sie Futter bekommt oder nicht. Hier sieht sie ein weißes Signal (Futter kommt) oder ein graues Signal (kein Futter). Durch Picken auf die grüne Taste verkürzt sich die Zeit bis zu dieser Information. Die Wartezeit auf das Futter selbst und die Wahrscheinlichkeit bleiben jedoch unverändert.

An jedem Versuchstag bekommt die Taube mehrere solcher Aufgaben. In einigen Durchgängen sieht sie nur eine der drei Farben und kann deren Wirkung „trainieren“. In anderen Durchgängen soll sie zwischen zwei Farben wählen, zum Beispiel zwischen der orangefarbenen Option (schnelleres Futter) und der lila Option (höhere Wahrscheinlichkeit).

Die gesamte Versuchsreihe läuft über mehrere Wochen. Zunächst werden die Tauben so heruntergehungert, dass sie nur noch 85 bis 90 Prozent ihres normalen Gewichts haben. Nach Durchführung der Versuche in der Skinner-Box erhalten sie wieder ausreichend Nahrung, so dass sie nach etwa 2 Wochen wieder normales Gewicht haben. Dann werden die Versuche wiederholt. Im Anschluss erhalten die Tauben wieder zu wenig Nahrung und verlieren über einen Zeitraum von etwa 2 Wochen 10 bis 15 Prozent ihres Gewichts. Dann werden die Versuche in der Skinner-Box erneut wiederholt.

Das weitere Schicksal der Tauben wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Europäischen Forschungsrat (ERC) gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Verhaltensforschung, Psychologie

Originaltitel: Hungry pigeons prefer sooner rare food over later likely food or faster information

Autoren: Neslihan Wittek, Berna Selin Sayin, Nurdem Okur, Kevin Witte, Naciye Gül, Fatma Oeksuez, Onur Güntürkün, Patrick Anselme*

Institute: Abteilung Biopsychologie, Fakultät für Psychologie, Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44801 Bochum

Zeitschrift: Frontiers in Psychology 2024; 15: 1426434

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5766

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde in Hamburg genehmigt. Eine Nummer wird nicht genannt. Die weiblichen Schafe sind 1-3 Jahre alt.

Nachdem die Schafe 24 Stunden kein Futter bekommen haben, werden sie durch eine Injektion in einen Muskel in Narkose gelegt und bekommen im Anschluss Narkosegas. Zur Blutdruckmessung und Gabe von Substanzen werden in mehrere Blutgefäße im Oberschenkel Katheter eingeführt. Zusätzlich wird ein spezieller Mess-Katheter von einem Oberschenkelblutgefäß bis zum Herz geschoben. Auf der linken Brustkorbseite wird die Haut aufgeschnitten, ein Teil der 3. – 6. Rippe entfernt und die Brusthöhle eröffnet. Zur Ableitung eines EKGs wird ein speziell angefertigter Strumpf mit 104 Elektroden direkt auf dem Herz positioniert. In einen bestimmten Bereich des linken Herzmuskels wird Aconitum (Eisenhut, ein Nervengift) gespritzt, wodurch es bei den Tieren zu Herzrhythmusstörungen kommt. Ein Schaf verstirbt bereits vor Auslösen der Herzrhythmusstörung, bei allen anderen Tieren entwickelt sich aus den Rhythmusstörungen ein Kammerflimmern, so dass sie versterben. Die Herzen werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Studie wurde finanziell durch das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK) unterstützt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Repolarization indicates electrical instability in ventricular arrhythmia originating from papillary muscle

Autoren: Paula Münkler (1,2)*, Niklas Klatt (1), Katharina Scherschel (1,2,3,4), Pawel Kuklik (1,5), Christiane Jungen (1,2,6), Ersin Cavus (1), Christian Eickholt (1,5), Jan Christoph (7), Marc D. Lemoine (1,2), Torsten Christ (2,8), Stephan Willems (1,2,5), René Riedel (1,9,10), Paulus Kirchhof (1,2,11), Christian Meyer (1,2,3,4)

Institute: (1) Klinik für Kardiologie, Universitäres Herz- und Gefäßzentrum Hamburg, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinistraße 52, 20246 Hamburg, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Hamburg/Kiel/Lübeck, Berlin, (3) Cardiac Neuro- and Electrophysiology Research Consortium (cNEP), Klinik für Kardiologie, Abteilung für Kardiologie, Angiologie und Intensivmedizin, Evangelisches Krankenhaus (EVK) Düsseldorf, Düsseldorf, (4) Cardiac Neuro- and Electrophysiology Research Consortium (cNEP), Medizinische Fakultät, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (5) Zentrum für Herz- und Gefäßmedizin, Asklepios Klinik St Georg, Lohmühlenstraße 5, 20099 Hamburg, (6) Department of Cardiology, Leiden University Medical Center, Leiden, Niederlande, (7) Cardiovascular Research Institute University of California, San Francisco, USA, (8) Institut für Experimentelle Pharmakologie und Toxikologie, Zentrum für Experimentelle Medizin, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (9) Max-Planck-Institut für Evolutionsbiologie, Plön, (10) Deutsche Rheuma-Forschungszentrum (DRFZ), Leibniz Gemeinschaft, Berlin, (11) Institute of Cardiovascular Sciences, University of Birmingham, Birmingham, Großbritannien

Zeitschrift: EP Europace 2023; 25(2): 688-697

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5765

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Regierungspräsidium Freiburg genehmigt. Eine Genehmigungsnummer wird nicht genannt. Die Versuche werden am AquaCore des IMITATE (Institute for Disease Modeling and Targeted Medicine) der Universität Freiburg durchgeführt. Es werden unterschiedlich genmanipulierte Zebrafische verwendet. Eine der Zuchtlinien stammt aus dem European Zebrafish Recource Center (EZRC) Karlsruhe. Diese und andere Zuchtlinien werden miteinander gekreuzt. Üblicherweise geschieht dies über mehrere Generationen, um die gewünschten Genveränderungen zu erhalten. Den Tieren fehlen bestimmte Gene, deren Funktion bei der Entwicklung untersucht werden soll. Für die eigentlichen Untersuchungen werden Zebrafischembryonen verwendet. 48-50 Stunden alte Embryonen werden unter dem Fluoreszenzmikroskop fotografiert. Für eine Zeitrafferaufnahme der Entwicklung der Kloake werden Embryonen in Agarose-Gel eingebettet. Je nach Art der Genveränderung werden zum Teil Deformationen der Kloake sowie Zysten im Filtersystem der Niere gefunden. Das weitere Schicksal der Embryonen wird nicht erwähnt. Es ist anzunehmen, dass sie getötet werden.

Die Arbeit wurde unterstützt durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Entwicklungsbiologie

Originaltitel: Inversin (NPHP2) and Vangl2 are required for normal zebrafish cloaca formation

Autoren: Hui Wang (1), Friedemann Zaiser (1), Priska Eckert (1), Johannes Ruf (1), Nicolas Kayser (1), Anna C. Veenstra (1) Merle Müller (1), Rebecca Haas (1), Gerd Walz (1,2), Toma A. Yakulov (1)*

Institute: (1) NephroLab, IMITATE, Universitätsklinikum Freiburg, Medizinische Fakultät, Universität Freiburg, Breisacher Str. 113, 79106 Freiburg, (2) Signalling Research Centres BIOSS and CIBSS, Universität Freiburg, Freiburg

Zeitschrift: Biochemical and Biophysical Research Communications 2023; 673: 9-15

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5764