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Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von dem Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz NRW genehmigt. Genmanipulierte Mäuse, die unterschiedliche genetische Veränderungen aufweisen, werden vom Jackson Laboratory (Bar Habour, Maine, USA), der University of California, San Francisco, USA, sowie vom Max-Planck-Institut für Experimentelle Medizin (Göttingen), bezogen.

3-6 Monate alte, gentechnisch veränderte Mäuse werden mit einem Narkosemittel betäubt. Mittels einer Glaspipette wird ein Gemisch in verschiedene Hirnbereiche gespritzt, welches dazu führt, dass die Nervenzellen erregt werden, wenn diese mit Licht bestrahlt werden. Über einem Bohrloch wird ein Keramikring in die Schädeldecke über den zu untersuchenden Gehirnbereich eingesetzt, durch den ein (Licht leitendes) Fiberglasstück gesteckt wird, welches mit dem Keramikring verbunden ist. An diesen Ring kann ein Glasfaserkabel angeschlossen werden, welches den Lichtreiz in die betreffenden Gehirnregionen leitet. Nach dieser Operation wird den Mäusen ein Schmerzmittel gespritzt, sie werden von da ab in Einzelkäfigen gehalten. Ein Mittel, welches die Nervenaktivität anfärbt, wird ein paar Tage vor den Verhaltensexperimenten mittels einer Glaspipette direkt in 3 Gehirnregionen gespritzt.

Dann werden die Mäuse 3 Angst-/Stresstests unterzogen und ihr Verhalten dokumentiert. Eine Maus wird auf ein erhöhtes Labyrinth („Elevated Plus Maze“) gesetzt, in dem sich geschlossene und offene Bereiche befinden. Mäuse fürchten sich von Natur aus vor offenen Flächen - je mehr Zeit ein Tier in den „sicheren“, geschlossenen Bereichen verbringt, als desto ängstlicher gilt es. Vor dem Versuch wird das Schädel-Gehirn-Implantat mit einem Glasfaserkabel verbunden und die Gehirnzellen mit Licht aktiviert. So soll untersucht werden, ob die Aktivität bestimmter Nervenzellen einen angsterhöhenden oder angsterniedrigenden Effekt hat. Hier müssen 42% der Mäuse von den Ergebnissen ausgeschlossen werden, da diese wiederholt von den offenen Stellen des Versuchsaufbaus herunterfallen.

Beim Open-Field-Test wird das Tier in eine Kiste mit einer hell erleuchteten Fläche gesetzt. Je länger es sich an den umgebenden „sicheren“ Wänden aufhält, als desto ängstlicher gilt es. Auch hier werden Lichtreize durch das Schädelimplantat in das Gehirn geleitet. Für den „Novelty-suppressed-feeding“-Test müssen die Mäuse für 24 Stunden hungern. Das Schädel-Implantat wird mittels Glasfaserkabel verbunden und die Maus in das Feld gesetzt, in dessen Mitte ein Futterpellet liegt. Je früher sich die Maus in die „ungeschützte“ Mitte des Kreises wagt und zu fressen anfängt, als umso weniger ängstlich gilt sie.

90 Minuten nach Beendigung der Verhaltensexperimente werden die Mäuse mittels einer gespritzten Überdosis Narkosemittel getötet und die Gehirne für Analysen entnommen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Angstverhaltensforschung, Hirnforschung, Neurophysiologie

Originaltitel: Enhanced activity of pyramidal neurons in the infralimbic cortex drives anxiety behaviour

Autoren: Laura Berg (1), Josephine Eckardt (2), Olivia Andrea Masseck (1,3)*

Institute: (1) Hochauflösende Fluoreszenzmikroskopie, Fakultät für Biologie und Biotechnologie, Universitätsstr. 150, Gebäude ND, Ruhr-Universität Bochum, 44801Bochum, (2) Abteilung für Systemische Neurowissenschaften, Ruhr-Universität Bochum, Bochum, (3) Synthetische Biologie, Universität Bremen, Bremen

Zeitschrift: PLOS ONE; 2019; e0210949

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5037

Versuchsbeschreibung: Zwei männliche Rhesusaffen, deren Herkunft nicht beschrieben ist, werden zunächst „trainiert“, bis sie die Experimente kennen und korrekt ausführen. Danach wird unter Narkose eine Vorrichtung als Kopfhalter sowie eine Elektrodenkammer auf dem Schädel implantiert. Diese werden mit Knochen- und Zahnzement sowie Schrauben auf dem Schädelknochen fixiert. Die Elektrodenkammer wird über ein Bohrloch im Schädelknochen über einer bestimmten Hirnregion montiert, von der aus Elektroden in das Gehirngewebe eingeführt werden können. Die Affen können sich 6 Wochen erholen, bevor sie für die Experimente eingesetzt werden.

Die Augenbewegungen werden mit einem nicht näher beschriebenen Blickerfassung-Gerät aufgezeichnet. Für die Experimente werden die Affen in einem sogenannten Primatenstuhl fixiert, in dem ihr Kopf mit Hilfe des Haltebolzens über die gesamte Zeit eines Versuchs bewegungsunfähig gehalten wird.

Die Affen müssen mit den Augen einen Punkt auf einem Bildschirm anstarren und einen Schalter drücken, wenn sie eine Veränderung in der Geschwindigkeit oder Farbveränderung des Punktes erkennen. Dabei dürfen sie sich nicht von anderen auf dem Bildschirm auftretenden Ereignissen ablenken lassen.

Nicht erwähnt wird das System, mit dem die Affen dazu gebracht werden, bei dem Versuch „mitzuarbeiten“: üblicherweise erhalten diese über einen gewissen Zeitraum vor den Experimenten nichts zu trinken und während der Versuche bei einer gewünschten Durchführung einer Verhaltensweise ein paar Tropfen Wasser verabreicht. Haben die Affen die Aufgaben gelernt, werden durch die implantierte Kammer Elektroden in das Hirngewebe eingelassen, um Nervenaktivitäten in einem bestimmten Bereich zu messen. Was danach mit den Affen passiert, wird nicht beschrieben.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, zwei zentrale Forschungsförderung-Zuwendungen der Universität Bremen sowie einem Stipendium der Studienstiftung des deutschen Volkes gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie

Originaltitel: Task-specific, dimension-based attentional shaping of motion processing in monkey area MT

Autoren: Bastian Schledde, F. Orlando Galashan, Magdalena Przybyla, Andreas K. Kreiter, Detlef Wegener*

Institute: Institut für Hirnforschung, Zentrum für Kognitionswissenschaften, Universität Bremen, Hochschulring 16a, 28359 Bremen

Zeitschrift: Journal of Neurophysiology; 2017; 118(3): 1542-1555

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5036

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Landesbehörde Sachsen (TVV 36/15) genehmigt. Da die Universität Leipzig auch als genehmigende Behörde angegeben ist, ist es zu vermuten, dass die Versuche in Leipzig durchgeführt wurden.

Es werden 85 weibliche Mäuse im Alter von 12 Wochen verwendet. Die Herkunft der Tiere ist nicht erwähnt. Unter Narkose wird bei den Mäusen der Brustkorb aufgeschnitten, um das Herz freizulegen. Bei 70 Mäusen wird ein Herzkranzgefäß, das einen Teil des Herzens mit Blut versorgt, abgebunden, sodass kein Blut mehr hindurchfließen kann, um so einen Herzinfarkt nachzubilden. 15 Mäuse dienen als Kontrolle. Ihr Brustkorb wird aufgeschnitten, aber die Blutgefäße werden nicht abgebunden.

Eine Woche nach dem operativen Eingriff wird bei den Mäusen unter Narkose eine Herz-Ultraschall-Untersuchung durchgeführt. Bei 23 der 70 Tiere, deren Blutgefäßen abgebunden wurden, beobachtet man eine mehr als 80 %ige Reduktion der normalen Herzfunktion. Herz und Lunge sind vergrößert. Nur diese Tiere (Herzinfarkt Gruppe) und die 15 Kontrolltiere werden weiter analysiert. Das Schicksal der restlichen 47 Mäuse wird nicht erwähnt. In den nächsten 9 Wochen bekommen die Kontrolltiere und 11 Tiere der Herzinfarkt-Gruppe normales Futter. Die restliche 12 Mäuse der Herzinfarkt-Gruppe bekommen in dieser Zeit eine Testsubstanz in ihr Futter. Am Ende der neunten Woche werden die Tiere wieder in Narkose gelegt und ihre Herzfunktion wird analysiert. Danach werden die Mäuse auf unbekannte Weise getötet und ihre Herzen und Zwerchfelle für weiteren Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der Fondation Leducq, der EU Initiative Horizon 2020, AFBS (A Foundation for Building Strength) und der Wilhelm-Müller-Stiftung Mannheim finanziell unterstützt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung, Herz-Kreislauf-Chirurgie, Pharmakologie

Originaltitel: Small-molecule-mediated chemical knock-down of MuRF1/MuRF2 and attenuation of diaphragm dysfunction in chronic heart failure

Autoren: Volker Adams (1)*, T. Scott Bowen (2), Sarah Werner (3), Peggy Barthel (1), Christina Amberger (3), Anne Konzer (4,5), Johannes Graumann (4,5), Peter Sehr (6), Joe Lewis (6), Jan Provaznik (6), Vladimir Benes (6), Petra Büttner (3), Alexander Gasch (7), Norman Mangner (1), Christian C. Witt (7), Dittmar Labeit (7,8) Axel Linke (1), Siegfried Labeit (7,8)

Institute: (1) Labor für experimentelle und molekulare Kardiologie, Technische Universität Dresden, Herzzentrum Dresden, Fetscherstr. 74, 01307 Dresden, (2) School of Biomedical Sciences, University of Leeds, Leeds, UK, (3) Klinik und Poliklinik für Kardiologie, Universitätsklinikum Leipzig, Herzzentrum Leipzig, Leipzig, (4) Scientific Service Group Biomolecular Mass Spectrometry, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (5) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort RheinMain, Rhein-Main, (6) European Molecular Biology Laboratory, Heidelberg, (7) Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Heidelberg, (8) Myomedix GmbH, Neckargemünd

Zeitschrift: Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle 2019; 10(5): 1102-1115

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5035

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Landesdirektion Sachsen genehmigt. Ein Teil der Tiere stammt aus institutseigener Zucht und ein Teil wird von der Versuchstierzucht Jackson Laboratory (unerwähnter Standort) bezogen. Die Tiere werden gentechnisch verändert, sodass sie bestimmte Nierenzellen oder ein wichtiges Protein in der Niere nicht produzieren können. Die 8 bis 12 Wochen alte Mäuse bekommen erst für 18 Tage im Wasser und dann noch ca. 2,5 Monate mit dem Futter ein Antibiotikum, das die Wirkung der genetischen Veränderungen stimuliert. Einen Monat nach Beginn des Experiments (der erste Tag der Antibiotikagabe) wird unter Narkose eine Niere operativ entfernt. Dazu wird die Flanke der Mäuse aufgeschnitten. Zwei Monate nach der Operation wird eine Spritze in das Herz der Tiere gestochen, um Blut zu entnehmen, gleichzeitig wird eine Kochsalzlösung in ihr Herzen injiziert, das die Tiere tötet.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und der Graduiertenakademie der TU Dresden finanziell gefördert.

Bereich: Nierenforschung, Nierenphysiologie

Originaltitel: Renin cells with defective Gsa/cAMP signaling contribute to renal endothelial damage

Autoren: Anne Steglich (1), Friederike Kessel (1), Linda Hickmann (1), Michael Gerlach (1, 2), Peter Lachmann (1, 3), Florian Gembardt (1), Mathias Lesche (4), Andreas Dahl (4), Anna Federlein (5), Frank Schweda (5), Christian P. M. Hugo (1), Vladimir T. Todorov (1)*

Institute: (1) Abteilung für Nephrologie/Dialyse, Medizinische Klinik und Poliklinik III, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Fetscherstr. 74, 01307 Dresden, (2) Core Facility Cellular Imaging (CFCI), Medizinische Fakultät Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden, (3) Klinik und Poliklinik für Viszeral-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden, (4) Dresden-concept Genome Center, Center for Molecular and Cellular Bioengineering (CMCB), Technische Universität Dresden, Dresden, (5) Institut für Physiologie, Universität Regensburg, Regensburg

Zeitschrift: Pflügers Archiv - European Journal of Physiology 2019; 471(9): 1205-1217

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5034

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden von einer Behörde unter der Nummer 24-9168.11-1/2010-32 genehmigt.

Es werden 54 männliche Kaninchen im Alter von 12 Wochen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, verwendet. Den Kaninchen werden unter Narkose Haut und Muskeln am Knie aufgeschnitten und ein Loch wird vom Knie aus in den Oberschenkelknochen gebohrt. Durch diesen wird ein Metalldraht in die Markhöhle des Oberschenkelknochens getrieben. Das Loch wird nun mithilfe eines langen Bohrers auf 4,5 mm Durchmesser erweitert. Die Kaninchen werden in drei Gruppen eingeteilt. Jede Gruppe erhält ein zylindrisches Titanimplantat mit unterschiedlicher Beschichtung in das Loch gesteckt. Die Wunde wird verschlossen und ein Röntgenbild von der operierten Stelle gemacht. Nach 3, 6 oder 12 Wochen werden jeweils einige Kaninchen unter Narkose mit einem Gift getötet. Ihre Oberschenkelknochen werden für weiteren Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von Waldemar Link GmbH & Co KG finanziell unterstützt.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Knochenchirurgie

Originaltitel: Evaluation of topographical and chemical modified TiAl6V4 implant surfaces in a weight-bearing intramedullary femur model in rabbit

Autoren: Henriette Bretschneider (1, 2), Jan Mettelsiefen (1), Claudia Rentsch (1, 2), Michael Gelinsky (2), Helmut D. Link (3), Klaus-Peter Günther (1), Anja Lode (2)*, Christine Hofbauer (1)

Institute: (1) UniversitätsCentrum für Orthopädie und Unfallchirurgie, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden, (2) Zentrum für translationale Knochen-, Gelenk- Und Weichgewebeforschung, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Fetscherstr. 74, 01307 Dresden, (3) Waldemar Link GmbH & Co. KG, Hamburg

Zeitschrift: Journal of Biomedical Materials Research 2019; DOI: 10.1002/jbm.b.34463

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5033

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden von der zuständigen Behörde (Land Sachsen, TVV 2014/25) genehmigt.

Es werden 12 männliche Wistar-Ratten benutzt, die aus der Versuchstierzucht Janvier Inc., Frankreich, stammen. Den Tieren wird unter Narkose das Fell vom rechten Hinterbein rasiert und es wird ein 3 cm langer Schnitt in die Haut gemacht. Die Schenkelmuskeln werden zur Seite präpariert, um den Oberschenkelknochen freizulegen. Eine Metallplatte mit 5 Löchern wird mithilfe von vier 6 mm langen Schrauben an den Knochen geschraubt. In der Mitte der Platte wird durch das 5. Loch ein 5 mm tiefes Loch in den Knochen gebohrt. Die Ratten werden in 3 Gruppen eingeteilt und jede Gruppe erhält in dieses Knochenloch eine Füllung aus unterschiedlichen Materialien. Danach werden die Muskeln und die Haut zugenäht. Bei 4 Tieren misslingt die Fixierung durch die Metallplatte und sie werden 4 oder 8 Wochen nach der Operation getötet. Die restlichen Tiere werden 12 Wochen nach der Operation betäubt und durch Kohlendioxid-Begasung getötet und ihre Oberschenkelknochen werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde vom Staatsministerium für Wissenschaft und Kunst, Sachsen (4-7531.60/29/24) und von der „Support the best“ Maßnahme der Exzellenzstrategie des Bundes und der Länder finanziell unterstützt.

Bereich: Biomaterial-Forschung

Originaltitel: 3D plotted biphasic bone scaffolds for growth factor delivery: biological characterization in vitro and in vivo

Autoren: Tilman Ahlfeld (1), Felix Paul Schuster (1), Yvonne Förster (1,2), Mandy Quade (1), Ashwini R. Akkineni (1), Claudia Rentsch (1,2), Stefan Rammelt (2), Michael Gelinsky (1)*, Anja Lode (1)*

Institute: (1) Zentrum für translationale Knochen-, Gelenk- und Weichgewebeforschung, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Fetscherstr. 74, 01307 Dresden, (2) UniversitätsCentrum für Orthopädie und Unfallchirurgie, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden

Zeitschrift: Advanced Healthcare Materials 2019; 8(7): e1801512

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5032

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Land Sachsen genehmigt und an der Technische Universität Dresden durchgeführt. Es werden normale und gentechnisch veränderte Ratten verwendet, die ein Protein in unnatürlich großen Mengen produzieren, das den Neurotransmitter Dopamin in die Zellen transportiert. Die Tiere stammen aus institutseigener Zucht. Im Alter von ca. 2,5 Monaten werden die Ratten 3 Mal (alle 6 Stunden) mit einer Substanz gespritzt, die neu gebildete Zellen markiert. 4 bis 6 Wochen danach werden die Tiere einzeln 6 Verhaltensversuchen ausgesetzt.

1. Morris-Wasserlabyrinth: Eine Ratte wird in einen großen Pool gesetzt, indem sich eine kleine Plattform 1 cm unter dem Wasserspiegel befindet. Das Wasser wird durch einen Farbstoff weiß gefärbt, damit die Tiere die Plattform nicht sehen können. Die Ratte muss schwimmen, bis sie die Plattform gefunden hat. Nach 5 Sekunden wird sie wieder ins Wasser gesetzt. Das Ganze wiederholt sich 4 Mal pro Tag, je von einer anderen Ecke des Pools, für insgesamt 4 Tage. Am fünften Tag wird die Plattform entfernt und die Tiere suchen sie 60 Sekunden lang. Schwimmt die Ratte verstärkt an der Stelle, an der sich vorher die Plattform befunden hat, wird das als gute Gedächtnisleistung gewertet.

2. Umgekehrte Diskriminierung: Dabei wird das Gedächtnis ähnlich wie beim Morris Wasserlabyrinth in einem T-förmigen Pool getestet. Die Ratten müssen nach einer Plattform suchen, die sich unter dem Wasserspiegel entweder im linken oder im rechten Arm des Pools befindet.

3. Radial Maze: Zwei Tage vor dem Versuch bekommen die Tiere weniger Futter, sodass sie bis zu 20 % des Körpergewichts verlieren. An den ersten 3 Versuchstagen wird eine Ratte in der Mitte einer Plattform mit 8 Armen platziert, am Ende von jedem gibt es einen Schoko-Chip. An den Tagen 4 bis 8 sind nur in 3 der Arme Schoko-Chips versteckt. Die Suchstrategie jeder Ratte wird 10 Minuten beobachtet.

4. Test im freien Gelände: Eine Ratte wird in der Mitte eines Kastens gesetzt und 10 Minuten lang beobachtet. Da Ratten Angst vor offenen Fläche haben, gleichzeitig aber gerne neue Gelände erkunden, wird registriert, wie viel Zeit sie neben den Wänden (was auf Angst hindeuten soll) und wie viel Zeit sie eher im Zentrum des Kastens verbringen (was auf Neugier hindeuten soll).

5. Erkennen von neuen Objekten: Eine Ratte wird in einen Kasten mit 2 Objekten verschiedener Form und Farbe gesetzt. Das Tier kann den Kasten und die Objekte 5 Minuten erkunden. Am nächsten Tag wird ein Objekt durch ein neues ersetzt. Es wird registriert, wie lange sich das Tier mit dem Objekt beschäftigt.

6. Zuckerkonsum-Test: Die Ratten werden 30 Minuten lang in einen Käfig gesetzt, indem sich eine Flasche mit gesüßter Kondensmilch befindet. Dann bekommen die Tiere für 24 Stunden eine reduzierte Futtermenge. Am Tag darauf werden die Tiere wieder in den Käfig mit der Kondensmilch gesetzt und es wird registriert, wie viel Kondensmilch jedes Tier zu sich nimmt.

Nachdem die Ratten alle Versuche durchlaufen haben, werden sie durch Injektion von Formaldehyd ins Herz getötet. Ihre Gehirne werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung und die Deutsche Forschungsgemeinschaft finanziell unterstützt.

Bereich: Neurologie, Hormonforschung, Verhaltensforschung

Originaltitel: Learning deficits in rats overexpressing the dopamine transporter

Autoren: Nadine Bernhardt (1), Maike K. Lieser (1), Elizabeth-Barroeta Hlusicka (1,2), Bettina Habelt (1,2), Franziska Wieske (1,2), Henriette Edemann-Callesen (1,2,3), Alexander Garthe (4), Christine Winter (1,2)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Fetscherstr. 74, 01307 Dresden, (2) Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Charité Universitätsmedizin Berlin, Campus Charité Mitte, Charitéplatz 1, 10117 Berlin, (3) International Graduate Program Medical Neurosciences, Charité Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (4) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen, Dresden

Zeitschrift: Scientific Reports 2018; 8: 14173. DOI: 10.1038/s41598-018-32608-7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5031

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von dem Regierungspräsidium Dresden (Aktenzeichen: 24 (D)-9168.11–1/2013–17) genehmigt.

Es werden dreizehn 7 Jahre alte weibliche Merinoschafe verwendet. Die Tiere stammen von einem lokalen Züchter (Theinert, Canitz). Die Tiere werden im Tierexperimentellen Zentrum Dresden unterbracht. Am Tag des operativen Eingriffs werden die Tiere in Narkose gelegt, ihre Köpfe werden geschoren, und die Haut und darunterliegendes Gewebe aufgeschnitten, um den Schädel freizulegen. In den Schädel werden drei kreisförmige Löcher mit einem Durchmesser von 10 mm und einer Tiefe von 4 mm gebohrt. Das erste Loch wird leer gelassen, das zweite wird mit Knochenstaub aus dem Schädelknochen des jeweiligen Tieres und das dritte mit bioaktivem Glasgranulat gefüllt. Eine Silikonplatte wird auf dem Schädel gelegt und die Haut darüber zugenäht. Zwei Wochen nach der Operation wird den Schafen eine Substanz, die neu gebildeten Knochen markiert, an mehreren Stellen des Rückens gespritzt. Drei Wochen nach dem operativen Eingriff werden die Tiere unter Narkose durch Injektion eines Tötungsmittels getötet, ihre Schädel werden für weitere Analysen entnommen.

Bereich: Knochenchirurgie, Biomaterial-Forschung

Originaltitel: The obliteration of noncritical size bone defects with bone dust or bone replacement material (bioactive glass S53P4)

Autoren: Anne Kluge (1), Marcus Neudert (1), Christiane Kunert-Keil (1), Susen Lailach (1), Thomas Zahnert (1), Max Kemper (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Hals-, Nasen- und Ohrenheilkunde, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus Dresden, Technische Universität Dresden, Fetscherstr. 74, 01307 Dresden

Zeitschrift: Otology & Neurotology 2019; 40(4): e415–e423

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5030

Versuchsbeschreibung: Woher die Tiere stammen, wird nicht erwähnt. Für die Lungentransplantationsversuche werden 4 „Spender-Schweine“ und 4 „Empfänger-Schweine“ eingesetzt. Die Spender-Schweine werden vor dem Versuch medikamentös behandelt, dann betäubt und künstlich beatmet. Es wird ein Herzflimmern erzeugt, woran die Tiere sterben, anschließend werden sie noch 3 Stunden lang weiter künstlich beatmet (solange ihre Körper noch warm sind). 10 Minuten vor Ende der künstlichen Beatmung werden den Tieren MSCs (mesenchymale Stammzellen), die menschlichen Patienten aus dem Brustbein entnommen wurden, auf zwei verschiede Arten verabreicht: Als Infusion in die Blutbahn oder per Inhalation als Aerosol über die künstliche Beatmung.

Die Lungen der Spender-Schweine werden mit einer Lösung gespült und verbleiben bis zur Transplantation weitere 3 Stunden in den toten Tieren. Währenddessen werden die Empfänger-Schweine für die anstehende Transplantation vorbereitet. Unter Betäubung wird der Brustkorb geöffnet und der linke Lungenflügel entfernt. Die linken Spenderlungen werden in die Empfänger-Schweine transplantiert. Die Schweine werden noch 4 Stunden am Leben erhalten und dann getötet. Die Lungen werden entnommen und untersucht.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziert.

Bereich: Transplantationsmedizin, Lungenforschung

Originaltitel: Localization of exogenous mesenchymal stem cells in a pig model of lung transplantation

Autoren: Tanja Piatkowski (1), Christina Brandenberger (1,2), Parwis Rahmanian (3), Yeong-Hoon Choi (3), Mohamed Zeriouh (3), Anton Sabashnikov (3), Thorsten Wittwer (3), Thorsten C. W. Wahlers (3), Matthias Ochs (1,2,4), Christian Mühlfeld (1,2,4)*

Institute: (1)* Institut für Funktionelle und Angewandte Anatomie, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) Exzellenzcluster REBIRTH (Von Regenerativer Biologie zu Rekonstruktiver Therapie), Hannover, (3) Klinik und Poliklinik für Herz- und Thoraxchirurgie, Herzzentrum, Universität zu Köln, Köln, (4) Biomedical Research in Endstage and Obstructive Lung Disease Hannover (BREATH), Mitglied des Deutschen Zentrums für Lungenforschung (DZL), Hannover

Zeitschrift: The Thoracic and Cardiovascular Surgeon 2018; 66(1): 63-70

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5029

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Verbraucherschutz, Abteilung C Lebensmittel- und Veterinärwesen, Saarbrücken, genehmigt (Referenznummer 08/2015). Die Mäuse stammen aus der hausinternen Zucht des Instituts für Klinisch-Experimentelle Chirurgie der Universität des Saarlandes. Es werden sowohl Wildtyp-Mäuse (genetisch nicht verändert) eingesetzt, als auch gentechnisch veränderte Mäuse, deren Zellen über grüne Fluoreszenz sichtbar gemacht werden können. Alle Mäuse werden einzeln in Käfigen gehalten (Mäuse sind hochsoziale Rudeltiere).

Um Fettgewebe zu gewinnen, werden 12 Mäuse im Alter von 11 Wochen unter Narkose getötet. Aus den Fettzellen werden die feinen Blutgefäße isoliert und ein Teil davon mit Erythropoietin kultiviert. Erythropoietin ist ein körpereigenes Hormon, dessen Wirkung auf die Blutgefäße hier untersucht werden soll.

24 Mäuse werden Rückenhautkammern implantiert. Rückenhautkammern werden seit langem in Tierversuchen verwendet, um Veränderungen in der Blutgefäßbildung (Vaskularisierung) über Tage oder Wochen hinweg im lebenden Tier zu beobachten. Die Maus wird betäubt und die Kammer chirurgisch implantiert. Dabei wird die Rückenhaut gespannt und zwischen 2 Metallrahmen fixiert, die anschließend fest zusammengeschraubt werden - hierzu werden Löcher in die Haut der Maus geschnitten. In der Mitte der Metallrahmen befindet sich ein durchsichtiges Beobachtungsfenster, durch das man die Blutgefäße der Maus durch die extrem gespannte Haut beobachten kann. Im Bereich des Beobachtungfensters werden dem Tier Unterhautgewebe und Muskelschichten herausgeschnitten. Die Kammer wird mit Flüssigkeit gefüllt.

48 Stunden nach dem schweren operativen Eingriff werden die Mäuse in 3 Gruppen eingeteilt: Bei einer Gruppe werden mit Erythropoietin kultivierte Blutgefäße in die Rückenhautkammer eingebracht, bei der zweiten Gruppe Blutgefäße, die ohne Erythropoietin kultiviert wurden und bei der dritten Gruppe Blutgefäße, die nach der Isolation gar nicht kultiviert wurden. Nach 3, 6, 10 und 14 Tagen werden die Tiere jeweils durch eine Spritze in die Bauchhöhle narkotisiert und die Blutgefäße in der Rückenhautkammer mikroskopisch analysiert. Nach 14 Tagen werden alle Mäuse durch Überdosis eines Narkosemittels getötet, die Rückenhautkammern werden herausgeschnitten und weiteren Untersuchungen unterzogen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziert.

Bereich: Tissue Engineering, Gefäßforschung

Originaltitel: Erythropoietin promotes network formation of transplanted adipose tissue-derived microvascular fragments

Autoren: P. Karschnia, C. Scheuer, A. Heß, T. Später, M.D. Menger, M.W. Laschke*

Institute: Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universität des Saarlandes, 66421 Homburg/Saar

Zeitschrift: European Cells and Materials 2018; 35: 268-280

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5028