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Versuchsbeschreibung: In der vorliegenden Arbeit werden NGS-Mäuse verwendet, die der Versuchstierzucht Jackson Laboratories entstammen. NGS-Mäuse sind gentechnisch so verändert, dass sie ein extrem geschwächtes Immunsystem haben und somit sehr anfällig für diverse Versuchseingriffe sind, wie beispielsweise die Implantation und Entwicklung von menschlichen Tumoren. Den Mäusen werden menschliche Tumorzellen intravenös (in eine Vene) gespritzt. Die Mäuse bilden Tumore aus, die über Fluoreszenz sichtbar gemacht werden. Den Tumorzellen wurde ein Libellen-Gen eingeschleust, wodurch sie ein fluoreszierendes Licht ausstrahlen, das mittels eines Gerätes sichtbar gemacht werden kann. So kann man Wachstum und Verteilung der Tumorzellen in der Maus beobachten.

Am darauffolgenden Tag werden die Tiere in zwei Gruppen eingeteilt und ihnen werden bestimmte menschliche Blutzellen von zwei verschiedenen Spendern intravenös gespritzt. Am nächsten Tag werden die Mäuse erneut in Gruppen eingeteilt und ihnen wird entweder eine Pufferlösung als Kontrolle intravenös gespritzt oder eine spezielle gentechnisch veränderte DNA, deren Anti-Tumor-Wirkung getestet werden soll. Nach 4, 7, 12, 14 und 17 Tagen wird den Mäusen jeweils eine fluoreszierende Substanz in die Bauchhöhle gespritzt und über ein bildgebendes Verfahren wird der Zustand der Tumorentwicklung beobachtet. Die Hälfte der Tiere wird bereits nach 14 Tagen getötet, die andere Hälfte nach 18 Tagen.

Die Studie wurde von der Deutschen Krebshilfe und vom Bundesministerium für Gesundheit finanziell unterstützt.

Bereich: Krebsforschung, Immunologie

Originaltitel: In vivo generated human CAR T cells eradicate tumor cells

Autoren: Shiwani Agarwal (1)*, Tatjana Weidner (1), Frederic B. Thalheimer (1), Christian J. Buchholz (1,2)

Institute: (1)* Molekulare Biotechnologie und Gentherapie, Paul-Ehrlich-Institut, Paul-Ehrlich-Straße 51-59, 63225 Langen (2) Frankfurt Cancer Institute, Goethe-Universität Frankfurt, Frankfurt am Main

Zeitschrift: OncoImmunology 2019; 8(12): e1671761

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5187

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern genehmigt (Referenznummer 54-2532.1-44/13). Die in dieser Arbeit verwendeten NGS-Mäuse stammen von der Versuchstierzucht Jackson Laboratories, die Tiere werden an der Universität Regensburg gehalten und gezüchtet. NGS-Mäuse sind gentechnisch so verändert, dass sie ein extrem geschwächtes Immunsystem haben und somit sehr anfällig für diverse Versuchseingriffe sind, wie beispielsweise die Implantation und Entwicklung von menschlichen Tumoren.

In der vorliegenden Studie werden die neugeborenen Mäuse zunächst radioaktiv bestrahlt und 3 Stunden später werden ihnen menschliche Stammzellen aus Nabelschnurblut zusammen mit menschlichen Brustkrebszellen in die Leber transplantiert („HTM-Mäuse“). Eine Betäubung wird nicht erwähnt, ist aber wahrscheinlich. Einem Teil der Mäuse werden nur die Tumorzellen implantiert („TM-Mäuse“). Weiteren Gruppen von Mäusen werden zwei Krebsmedikamente verabreicht (nicht genau beschrieben, wie und wie oft). Im Alter von 9 Wochen werden den Mäusen jede Woche therapeutische Antikörper in die Bauchhöhle gespritzt. Die Behandlung dauert 12 Wochen. Die Antikörper werden in Kaninchen „hergestellt“. Dazu wird den Tieren ein menschliches Protein injiziert und die Antikörper werden aus ihrem Blut gewonnen.

Ein Teil der Mäuse wird vor der Behandlung mit den Antikörpern auf nicht genannte Weise getötet, ein Teil nach der 12-wöchigen Behandlung oder sobald ihr Allgemeinzustand so schlecht ist, dass eine Tötung als erforderlich angesehen wird, weil ihr Leiden nicht mehr zumutbar ist. Die Analyse der Organe zeigt, dass so gut wie alle Tiere Metastasen in Lunge, Gehirn und Leber entwickelt haben.

Die Studie wurde von der Bayerischen Forschungsstiftung finanziell unterstützt.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: A novel rabbit derived anti-HER2 antibody with pronounced therapeutic effectiveness on HER2-positive breast cancer cells in vitro and in humanized tumor mice (HTM)

Autoren: Anja Kathrin Wege (1)*, Nicole Kirchhammer (1,2), Linda Veronique Kazandjian (3), Sandra Prassl (3), Michael Brandt (3), Gerhard Piendl (1), Olaf Ortmann (1), Stephan Fischer (3), Gero Brockhoff (1)

Institute: (1)* Klinik für Frauenheilkunde und Geburtshilfe, Universitätsklinikum Regensburg, Franz-Josef-Strauß-Allee 11, 93053 Regensburg, (2) Department of Biomedicine, University of Basel, Basel, Schweiz, (3) MAB Discovery GmbH, Polling, Germany

Zeitschrift: Journal of Translational Medicine 2020; 18(1): 316

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5186

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz (23177-07). Die etwa 70 Tage alten Ratten der Zuchtlinie Wistar werden von Charles River, Deutschland, bezogen. Aufgeteilt in 3 Hauptgruppen mit je 3 Untergruppen bekommen die Tiere täglich über 28 Tage je nach Gruppe 3 unterschiedliche Antibiotika, die schon lange in der Humanmedizin im Einsatz sind, entweder über eine Schlundsonde (Vancomycin, Streptomycin und Roxithromycin) eingegeben, in den Bauch (Vancomycin und Roxithromycin) oder unter die Haut (Streptomycin) gespritzt, sowie mit dem Futter verabreicht (alle drei Antibiotika). Außerdem gibt es 4 Kontrollgruppen zu je 5 Ratten, die die gleiche Behandlung erfahren (Schlundsonde, Fütterung, Injektion in die Bauchhöhle oder unter die Haut), ohne dass ein Wirkstoff enthalten ist.

7, 14 und 28 Tage nach Beginn der Behandlung werden unter Gasnarkose Blutproben aus dem Venengeflecht hinter dem Augapfel genommen. Die Ratten müssen vorher 16-20 Stunden fasten (Futter und Wasser), was für die Tiere in Verbindung mit der Narkose eine starke körperliche wie psychische Belastung bedeutet. Die Autoren erwähnen, dass sie zu Beginn der Studie (Tag 0) keine Blutprobe genommen haben, da dies eine zu große Belastung für die Tiere bedeutet hätte. Und dadurch könnte das Ergebnis verfälscht werden. 3 x im Abstand von 7 Tagen ist in Ordnung, aber 4 x bedeutet zu viel Stress? Im Laufe der Studie erfolgt eine klinische Beobachtung der Tiere und Gewichtskontrollen, am Tag 28 auch eine Kotuntersuchung. Dafür wird den Tieren Kot direkt aus dem Enddarm entnommen. Einen Tag nach Ende des Behandlungszeitraums werden die Ratten unter Gasnarkose geköpft und es werden erneut Blut- und Kotproben genommen.

Bereich: Mikrobiologie, Gastroenterologie

Originaltitel: Antibiotic-induced changes in microbiome-related metabolites and bile acids in rat plasma

Autoren: Véronique de Bruijn (1,2), Christina Behr (1), Saskia Sperber (1), Tilmann Walk (3), Philipp Ternes (3), Markus Slopianka (3), Volker Haake (3), Karsten Beekmann (2), Bennard van Ravenzwaay (1)*

Institute: (1) BASF SE, Experimentelle Toxikologie und Ökologie, Carl-Bosch-Str. 38, 67056 Ludwigshafen, (2) Division of Toxicology, Wageningen University and Research, Wageningen, Niederlande, (3) BASF Metabolome Solutions GmbH, Berlin

Zeitschrift: Metabolites 2020; 10(6): 242

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5185

Versuchsbeschreibung: Genehmigungsbehörde und Herkunft der Mäuse werden nicht beschrieben. Die Tiere werden in 3 Test- und eine Kontroll-Gruppe aufgeteilt und entweder mit Röntgenstrahlen, Eisenionen oder radioaktivem Radon bestrahlt. Die Bestrahlung mit Eisenionen und Radon finden am GSI Helmholtzzentrum für Schwerionenforschung, Darmstadt, statt. Der Ort der Röntgenbestrahlung wird nicht genannt. Die Dosis der Röntgenstrahlung ist dabei mit 100 mGy/min extrem hoch. Beispielsweise werden Tumore beim Menschen mit 40-70 Gy bestrahlt. Die Tiere werden dafür nicht in Narkose gelegt. Auch für die Bestrahlung mit Radon erfolgt keine Narkotisierung der Mäuse, nur während der Exposition mit Eisenionen werden die Tiere mit Narkosegas betäubt. Bei Eisen handelt es sich um ein Schwermetall, in ionisierter Form führt es zu massiven Zerstörungen im Gewebe bzw. Erbgut. Radon kommt natürlicherweise geografisch unterschiedlich häufig in der Erdatmosphäre vor und führt vor allem zu Lungenkrebs. Während der Radonbestrahlung, die eine Stunde dauert, befinden sich die Mäuse in einer speziellen, nicht näher beschriebenen Kammer, die Kontrollmäusegruppe wird im Röntgenkontrollraum gehalten. Wie genau die Röntgenbestrahlung und die 12 Sekunden lang dauernde Bestrahlung mit Eisenionen durchgeführt wird, wird nicht beschrieben. 15 Minuten, 1 Stunde sowie 24 Stunden nach der Bestrahlung werden jeweils einige Tiere durch Köpfen getötet und verschiedene Organe zur Untersuchung von Strahlenschäden entnommen.

Gefördert wurde die Arbeit vom Bundesministerium für Bildung und Forschung und von der Deutschen Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Strahlenschutz

Originaltitel: An assessment of radiation doses from radon exposures using a mouse model system

Autoren: Johanna Mirsch (1), Lisa Hintz (1), Andreas Maier (2), Claudia Fournier (2), Markus Löbrich (1)*

Institute: (1) Forschungsgruppe Strahlenbiologie, Fachbereich Biologie, Technische Universität Darmstadt, Schnittspahnstr. 13, 64287 Darmstadt, (2) Abteilung für Biophysik, GSI Helmholtzzentrum für Schwerionenforschung, Darmstadt

Zeitschrift: International Journal of Radiation Oncology 2020; 108(3): 770-778

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5184

Versuchsbeschreibung: Die 8-10 Wochen alten Ratten der Zuchtlinie Sprague-Dawley stammen von Charles River Laboratories, Sulzbach. Es erfolgt eine Aufteilung in 8 Gruppen. Je nach Gruppe werden den Tieren verschiedene Substanzen verabreicht, von denen bekannt ist, dass sie in hoher Dosis akutes Nierenversagen auslösen können. Diese sind Kontrastmittel, Mannitol (Zuckeralkohol), Saccharose (Zucker, in hoher, mittlerer und niedriger Dosierung), Venofer (ein Arzneimittel, welches Patienten mit Nierenfunktionsstörungen bekommen) und Kochsalzlösung in zwei verschiedenen Verdünnungen. Verabreicht werden die Testsubstanzen als Injektion in die Schwanzvene. Diese Prozedur dauert 10 Minuten und erfolgt ohne Narkose. 72 Stunden vor der Gabe und 2 bzw. 24 Stunden danach werden die Tiere durch Kohlendioxid betäubt, und ihnen wird Blut aus dem Venengeflecht hinter dem Augapfel genommen. Zu mehreren Zeitpunkten vor und nach der Substanzinjektion werden individuelle Urinproben gesammelt. Dafür werden die Ratten einzeln in sogenannte metabolische Käfige gesetzt. Deren Boden besteht aus einem Gitterrost, so dass der Urin in einer Wanne darunter aufgefangen werden kann. Zwei bzw. 24 Stunden nach der Behandlung mit den Testsubstanzen werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet und ihre Nieren für feingewebliche Untersuchungen entnommen.

Gefördert wurde die Studie von CSL Behring GmbH, Marburg.

Bereich: Nierenforschung

Originaltitel: Evaluation of urinary biomarkers for early detection of acute kidney injury in a rat nephropathy model

Autoren: Kristina Kohl, Eva Herzog, Gerhard Dickneite, Sabine Pestel*

Institute: CSL Behring GmbH, Emil-von-Behring-Str. 76, 35041 Marburg

Zeitschrift: Preclinical Pharmacology & Toxicology 2020; 105: 106901

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5183

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Landesamt für Umwelt, Gesundheit und Verbraucherschutz Brandenburg (LUGV_7RO-4610/34 + 5#86908/2011; V3-2347–44-2011 and RO7/SOB-0998A-C), der Senatsverwaltung für Stadtentwicklung und Umwelt (IIIB2/OA/AS/G1394) und dem Landesamt für Gesundheit und Soziales (G 0072/16). Die Mäuse werden an vier Orten in Berlin und fünf ländlichen Gebieten in der Uckermark mit Lebendfallen gefangen, die zweimal täglich kontrolliert werden. Gefangene Tiere müssen zwei häufig eingesetzte Tests zum Angstverhalten durchlaufen: den „Hell-Dunkel-(Prävarenz-)Test“ in Kombination mit dem „Offenes Feld Test“. Der Testaufbau besteht aus einer 32 cm langen Plastikröhre mit 15 cm Durchmesser. Beide Öffnungen sind mit Schwingtüren versehen, wovon eine die Röhre direkt mit der Lebendfalle verbindet und die andere in eine oben offene Plastikbox mit 130 cm Durchmesser und 30 cm Höhe führt („offenes Feld“). Wenn die Maus die Schwingtüren durchläuft, werden diese verschlossen und sie kann nicht mehr zurück. Tiere, die nicht innerhalb von einer Minute selbständig in die Röhre gehen, werden „sanft hineingeführt“, ebenso geschieht das mit Tieren, die die Plastikbox nicht innerhalb von 5 Minuten betreten wollen. Beobachtet wird, ob und wie schnell die Mäuse die Röhre aufsuchen bzw. wieder verlassen und in welchen Bereichen der Plastikbox sie sich aufhalten. Häufigeres/längeres Aufhalten in der dunklen Röhre oder im Randbereich der Box wird als ängstliches Verhalten interpretiert. Ist die Maus aktiver und befindet sich häufiger im mittleren, ungeschützten Bereich der Box gilt sie als mutig. Die Verhaltenstests dauern pro Durchlauf in der Röhre bis zu 5 Minuten und in der Box je 5 Minuten. 40 der 96 Mäuse werden nur einmal gefangen, die anderen 56 zwei- bis viermal. Im Anschluss an den ersten Testdurchlauf werden die Mäuse auf ihr Geschlecht untersucht, gewogen, „vermessen“ und das Fell individuell markiert. Anschließend werden sie freigelassen.

Finanziell gefördert wurde die Studie vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF, 01LC1501A) und der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG, DFG-GRK 2118/1).

Bereich: Verhaltensforschung

Originaltitel: Of city and village mice: behavioural adjustments of striped field mice to urban environments

Autoren: Melanie Dammhahn, Valeria Mazza*, Annika Schirmer, Claudia Göttsche, Jana A. Eccard

Institute: Professur für Tierökologie, Institut für Biochemie und Biologie, Maulbeerallee 1, 14469 Potsdam

Zeitschrift: Scientific Reports 2020; 10: 13056

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5182

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Landesuntersuchungsamt Mainz (Nr. G-206-15) und Regierungspräsidium Karlsruhe (Nr. 35-9185.81). Die weiblichen Albino-Ratten der Zuchtlinie Lewis stammen von Charles River in Sulzfeld. Unter Narkose bekommen sie eine grünfluoreszierende Flüssigkeit unter die Haut der Oberseite und den inneren Oberschenkel der rechten Hintergliedmaße gespritzt, um den Verlauf bzw. die Lage von Lymphgefäßen und Lymphknoten mit einer Infrarotkamera darzustellen. Auf Höhe des Oberschenkels wird kreisförmig ein 8 – 10 mm breites Haut- und Unterhautstück herausgeschnitten, das so dick ist, dass auch alle oberflächlichen Lymphgefäße entfernt werden. Auch die tiefen Lymphgefäße und die Lymphknoten werden herausgeschnitten. Die Wundränder werden vernäht, so dass eine Lücke von 5 mm mit offenem und dadurch sehr schmerzhaften Wundbereich verbleibt. Nach der Operation bekommen die Ratten für 5 Tage Schmerzmittel. Dabei wird die Medikation angepasst an eine fünfmal täglich durchgeführte Einschätzung der Tiere nach dem „Rattengrimassen-Messprotokoll“. Als „Erfolg“ für die Erzeugung eines Lymphödems gilt bei den Tieren die Zunahme des Gliedmaßenumfangs um mehr als 10 % im Laufe der nächsten Tage nach der Operation. Die Schwellung wird dabei durch die Volumenverdrängungsmethode beurteilt. Dabei wird die betroffene Hintergliedmaße der Ratten 3 x am Tag der Operation, sowie insgesamt 9 x an verschiedenen Tagen in den nächsten 1,5 Monaten, bis zur Leiste in ein Gefäß mit Flüssigkeit getaucht und die anschließend im Gefäß verbliebene Flüssigkeit gemessen. Die Prozedur erfolgt in Narkose, was bedeutet, dass die Tiere 12 x in Narkose gelegt werden. Zu denselben Zeitpunkten wird den Tieren erneut ein fluoreszierendes Mittel in die Leiste bzw. in die Pfotenoberseite beider Hintergliedmaßen gespritzt, und eine Stunde später werden die Lymphgefäße mittels bildgebender Verfahren beurteilt. Ein Lymphödem entwickeln 34 der 35 Tiere, was die Autoren als Erfolgsquote der Methode bezeichnen. Zu verschiedenen Tagen nach der Operation bzw. spätestens am 45. Tag werden die Tiere durch Genickbruch unter Narkose getötet und das Gewebe wird feingeweblich untersucht. Dieser Zeitpunkt wurde aufgrund einer älteren Studie gewählt, in der die Autoren der Meinung waren, dass man die Symptomatik von älter als 63 Tage alten Ratten mit einem künstlich erzeugten Lymphödem mit der Symptomatik bei Menschen in Verbindung setzen kann. Dabei sollen 11,8 Tage bei der Ratte einem Jahr bei Menschen, die nach einer Krebstherapie ein Lymphödem entwickelt haben, entsprechen.

Bereich: Krebsforschung, Wundheilung, Dermatologie

Originaltitel: Evidence of stage progression in a novel, validated fluorescence-navigated and microsurgical-assisted secondary lymphedema rodent model

Autoren: P. A. Will (1)*, A. Rafiei (1), M. Pretze (2), E. Gazyakan (1), B. Ziegler (1), U. Kneser (1), H. Engel (1,3), B. Wängler (2), J. Kzhyshkowska (4,5), C. Hirche (1)

Institute: (1) Hand-, Plastische und Rekonstruktive Chirurgie, Mikrochirugie, Schwerbrandverletztenzentrum, BG Klinik Ludwigshafen, Ludwig-Guttmann-Str. 13, 67071 Ludwigshafen, (2) Klinik für Radiologie und Nuklearmedizin, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg, Mannheim, (3) Ethianum Klinik Heidelberg, Heidelberg, (4) Institut für Transfusionsmedizin und Immunologie, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg, Mannheim, (5) Deutsches Rotes Kreuz Blutspendedienst Baden-Württemberg / Hessen, Frankfurt

Zeitschrift: PLoS ONE 2020; 15(7): e0235965

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5181

Versuchsbeschreibung: Die Katzen werden entweder bei der „Studieneinrichtung“ (vermutlich Bayer Leverkusen) gezüchtet oder von kommerziellen Züchtern bezogen. Die Katzen werden – außer an Behandlungstagen und den zwei darauffolgenden Tagen sowie zur individuellen Kotsammlung – in Gruppen gehalten. Es gibt drei Hauptgruppen mit 2-4 Untergruppen, denen die Tiere zufällig zugeordnet werden. Laut Autoren beinhalten die Käfige Spielzeug und Kratzmöglichkeiten als „Umgebungsbereicherung“. In dieser Studie soll die therapeutische und prophylaktische Wirkung eines Antiparasitenmittels getestet werden, das auf die Nackenhaut der Katzen aufgetragen wird. Dafür werden alle Tiere, bis auf die Kontrollgruppe, künstlich mit Lungenwurmlarven infiziert und je nach Gruppenzugehörigkeit zu verschiedenen Zeitpunkten vor bzw. nach der Infektion ein- bis mehrfach mit dem Mittel behandelt. Ein Teil der Tiere wird mit einem Placebo behandelt.

Der natürliche Infektionskreislauf ist, dass Katzen Lungenwurmlarven über den Kot ausscheiden, und diese dann von Schnecken gefressen werden. In der Schnecke entwickeln sich die nächsten Larvenstadien. Andere Katzen können sich direkt durch Fressen der befallenen Schnecken oder durch Aufnahme von sogenannten Stapelwirten wie Amphibien, Reptilien, Vögeln oder Nagetieren (die die Schnecken zuvor gefressen haben) anstecken. Vom Darm wandern die Larven über Lymphgefäße in die Bronchien und Lungenbläschen. Es kommt zu starken Lungenveränderungen mit Symptomen wie Husten, Niesen, Atemnot, erhöhter Atemfrequenz, Fieber, Gewichtsverlust und Apathie. Bei der vorliegenden Studie werden Schnecken auf nicht genannte Weise künstlich mit Larven infiziert. Danach werden sie in kleine Stücke geschnitten, weiter zerkleinert und unter dem Mikroskop eine bestimmte Anzahl von Larven separiert. Je nach Gruppenzugehörigkeit werden den Katzen 300 bzw. 800 infektiöse Lungenwurmlarven über eine Schlundsonde direkt in den Magen eingegeben. Dafür werden sie in Narkose gelegt. Zehn Tiere übergeben sich innerhalb von 60 Minuten. Einem Teil von ihnen werden erneut Larven eingeflößt. Weitere Katzen übergeben sich innerhalb der nächsten 2-3 Stunden, ihnen werden aber nicht erneut Larven verabreicht. 5 bis 20 Wochen nach der künstlichen Infektion werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet und die Lungen/Herzen für feingewebliche Untersuchungen entfernt.

Die Studie wurde gefördert von der Bayer Animal Health GmbH.

Bereich: Veterinärparasitogie

Originaltitel: Efficacy of imidacloprid 10%/moxidectin 1% spot?on formulation (Advocate®) in the prevention and treatment of feline aelurostrongylosis

Autoren: Lea Heuer (1), Gabriele Petry (1), Matthias Pollmeier (1), Roland Schaper (1), Katrin Deuster (1), Holger Schmidt (2), Katrin Blazejak (3), Christina Strube (3), Angela Di Cesare (4), Donato Traversa (4), Manuela Schnyder (5), Janina McKay?Demeler (6,7), Georg von Samson?Himmelstjerna (6), Sandra Mangold?Gehring (1)*, Claudia Böhm (1)

Institute: (1) Bayer Animal Health GmbH, Kaiser-Wilhelm-Allee 1, 51373 Leverkusen, (2) BioMedVet Research GmbH, Walsrode, (3) Institut für Parasitologie, Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (4) Faculty of Veterinary Medicine, University of Teramo, Teramo, Italien, (5) Institut für Parasitologie, Universität Zürich, Zürich, Schweiz, (6) Institut für Parasitologie und Tropenveterinärmedizin, Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Berlin, (7) Dawbuts Pty Ltd, Camden, Australien

Zeitschrift: Parasites Vectors 2020; 13: 65

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5180

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter den Nummern 33.19-42502-04-12/0758 und 33.19-42502-04-15/2001 genehmigt. Die 9 männlichen und 3 weiblichen Rhesusaffen (Macaca mulatta) stammen aus der Zucht des Deutschen Primatenzentrums Göttingen (DPZ) und sind zu Beginn der Experimente zwischen 4,5 und 5,5 Jahre alt. Die Versuche finden offensichtlich am DPZ statt. Die Tiere werden zu zweit gehalten. Es wird eine Einzelhaltung für einen nicht genannten Zeitraum erwähnt. Dabei haben die Tiere Blick-, Geruchs- und akustischen Kontakt zueinander. Die Einzelkäfige sind mit einer Sitzstange ausgestattet. Die Tiere werden zweimal täglich kontrolliert.

Alle Affen werden mit SIV („Affen-AIDS“) infiziert, indem Viren in die Blutbahn injiziert werden. 6 Affen bekommen „Wildtyp“-SIV und 6 Affen eine gentechnisch veränderte Variante des Virus. Regelmäßig werden unter Betäubung Blutproben genommen, in den ersten 7 Tagen 2-3 Mal täglich, dann nach 1, 2, 3 und 4 Wochen und schließlich alle 8 Wochen. Bis zu 8 Mal werden unter Narkose verschiedene Lymphknoten chirurgisch entfernt. Alle Affen, die mit dem Wildtyp-Virus infiziert werden, entwickeln nach einigen Wochen Symptome von Affen-AIDS („Simian AIDS“) wie Appetitlosigkeit, Durchfall, Husten und Atemnot. Die Tiere werden durch eine Überdosis des Betäubungsmittels Pentobarbital getötet, wenn sie schwerwiegende Symptome zeigen. Dies ist nach 33 bis 89 Wochen der Fall. Von den Affen, die mit dem veränderten Virus infiziert wurden, entwickeln 3 ähnliche Krankheitsanzeichen. Sie werden nach 23 bis 81 Wochen getötet. Ein Affe stirbt spontan in Woche 45. Zwei Affen zeigen keine klinischen Anzeichen und werden in Woche 82, bzw. 88, d.h. nach etwa anderthalb Jahren getötet.

Die Studie wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die National Institutes of Health, USA, gefördert.

Bereich: AIDS-Forschung

Originaltitel: Nef-mediated CD3-TCR downmodulation dampers acute inflammation and promotes SIV immune evasion

Autoren: Simone Joas (1), Ulrike Sauermann (2), Berit Roshani (2), Antonia Klippert (2), Maria Daskalaki (2), Kerstin Mätz-Rensing (2), Nicole Stolte-Leeb (2), Anke Heigele (1), Grgory K. Tharp (3), Prachi Mahrotra Gupta (3), Sydney Nelson (3), Steven Bosinger (3), Laura Paraodi (4), Luis Giavedoni (4), Guido Silvestri (3), Daniel Sauter (1), Christiane Stahl-Hennig (2), Frank Kirchhoff (1)*

Institute: (1) Institut für Molekulare Virologie, Universitätsklinikum Ulm, Meyerhofstr. 1, 89081 Ulm, (2) Deutsches Primatenzentrum, Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (3) Yerkes Primate Research Center, Emory Vaccine Center and Department of Pathology, Emory University, Atlanta, GA, USA, (4) Host-Pathogen Interactions Program, Southwest national Primate Research Center, Texas Biomedical Institute, San Antonio, TX, USA

Zeitschrift: Cell Rep 2020; 30(7): 2261-2274.e7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5179

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. Die Ratten der Zuchtlinie Sprague Dawley stammen von der Zuchtfirma Janvier, Isle St. Genest, Frankreich. Unter Narkose wird bei den Ratten die Kopfhaut aufgeschnitten und ein Loch in den Schädelknochen gefräst und zwar so, dass die unterste Knochenschicht bestehen bleibt. Auf dieses Loch wird eine Glasfaser gelegt, die mit einem Laser-Messgerät verbunden ist, das den Blutfluss im Gehirn misst. Dann wird die Ratte auf den Rücken gedreht und der Hals wird aufgeschnitten. Die rechte Halsschlagader (Halsarterie) wird abgeklemmt. Ein Faden wird in die Arterie gesteckt und bis zum Gehirn vorgeschoben. Dort verstopft der Faden die dünne mittlere Hirnarterie. So soll ein Schlaganfall simuliert werden. Der im Hirn gestoppte Blutfluss wird mit dem Blutfluss-Messgerät registriert. Der Faden wird in der Position belassen und am Hals angenäht. Die Klemme der Halsarterie wird wieder geöffnet, die Glasfaser vom Kopf entfernt. Die Tiere erhalten ein Schmerzmittel und wachen aus der Narkose auf. 100 Minuten später werden die Ratten erneut narkotisiert, die Glasfaser wird wieder auf dem Loch positioniert. Zwei Stunden nach dem Einfädeln, wird der Faden aus der Halsarterie entfernt. Die Ratten erwachen aus der Narkose. 24 Stunden später werden die Tiere erneut narkotisiert und durch einen Schnitt in die Halsschlagader endblutet und getötet. Mit der herausgeschnittenen mittleren Hirnarterie werden verschiedene Experimente gemacht. Der beschriebene Versuch wird mit 42 Ratten durchgeführt. Es wird zudem eine nicht genannte Anzahl „Kontrolltiere“ verwendet, bei denen kein künstlicher Schlaganfall ausgelöst wird.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Enhancement of bradykinin-induced relaxation by focal brain ischemia in the rat middle cerebral artery: Receptor expression upregulation and activation of multiple pathways

Autoren: Youhai Li, Natalie Lapina, Nina Weinzierl, Lother Schilling*

Institute: Neurochirurgische Klinik, Medizinische Fakultät Mannheim, Theodor-Kutzer-Ufer 1-3 68167 Mannheim

Zeitschrift: PLoS ONE 2018; 13(6): e0198553

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5178