Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Behörde für Justiz und Verbraucherschutz Hamburg unter der Nummer (006/2018) genehmigt. Ein Teil der 12-18 Wochen alten männlichen Mäuse stammt von der Zuchtfirma Charles River (Bar Harbor, ME, USA). Weitere Mäuse mit einem durch Genmanipulation hervorgerufenen Gendefekt werden gezüchtet (vermutlich vor Ort in Hamburg). Den Tieren fehlt ein Rezeptor für ein bestimmtes Protein, das bei der Entstehung von Gewebeschäden nach einem Schlaganfall eine Rolle spielen soll. Die Mäuse werden über mindestens 8 Generationen mit nicht genmanipulierten „Wildtyp-Mäusen“ gekreuzt. Für das Experiment werden sowohl Nachkommen dieser Zuchten verwendet, die den Gendefekt aufweisen als auch ihre gesunden Geschwister. Narkotisierten Mäusen (mit und ohne Gendefekt) wird die Haut an einer Seite des Halses aufgeschnitten. Es wird eine „temporärer Verschluss der Mittleren Hirnarterie (tMCAO) durchgeführt. Für Details wird auf ältere Arbeiten verwiesen. Dabei werden zwei Arterien, die den Kopf mit Blut versorgen, abgebunden. Es wird ein Schnitt in eine Arterie gemacht und ein Faden wird eingeführt. Dieser wird bis zur mittleren Hirnarterie geschoben, wo das Blutgefäß so dünn ist, dass der Faden es verstopft. So soll ein Schlaganfall simuliert werden. Mit einem Laser-Doppler wird geprüft, ob die Hirnarterie vollständig verstopft ist. Mäuse mit weniger als 80%-Verstopfungsrate werden aus dem Versuch genommen, d.h. sehr wahrscheinlich getötet. Nach 40 Minuten wird der Faden entfernt, so dass das Gehirn wieder durchblutet wird. Das Ausmaß der Schädigung des Hirngewebes wird mit einem Magnetresonanztomographen für kleine Tiere bestimmt. Bei einem Teil der Mäuse wird unter Narkose der Kopf in einen stereotaktischen Apparat eingespannt und es wird ein Loch in den Schädelknochen gebohrt. Durch das Loch werden bestimmte Nanokörper direkt in das Gehirn injiziert. Weitere Mäuse erhalten die Nanokörper in eine Vene injiziert. Den Tieren wird der Farbstoff Luciferin 3 Stunden vor und einen Tag nach dem künstlich ausgelösten Schlaganfall in die Bauchhöhle gespritzt. 24 Stunden nach dem künstlich ausgelösten Schlaganfall werden alle Mäuse getötet, indem ihnen unter Narkose das Konservierungsmittel Formalin ins Herz gespritzt wird. Die Gehirne werden feingeweblich untersucht. Die Arbeit wurde unterstützt durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, Hermann und Lilly Schilling Stiftung, die Else-Kröner-Stiftung und Italian Association for Cancer Research.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Blocking P2X7 by intracerebroventricular injection of P2X7 specific nanobodies reduces stroke lesions

Autoren: Maximilian Wilmes (1), Carolina Pinto Espinoza (1,2), Peter Ludewig (1), Joschi Stabernack (1), Arthur Liesz (3,5), Annette Nicke (4), Mathias Gelderblom (1), Christian Gerloff (1), Simonetta Falzoni (6), Eva Tolosa (2), Francesco Di Virgilio (6), Björn Rissiek (1), Nikolaus Plesnilla (3), Friedrich Koch-Nolte (2), Tim Magnus (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Neurologie, Universitätsklinikum Eppendorf (UKE) Hamburg, Martinistr. 52, 20251 Hamburg, (2) Institut für Immunologie, Universitätsklinikum Eppendorf (UKE) Hamburg, (3) Institut für Schlaganfall- und Demenzforschung, Universitätsklinikum München, München, (4) SyNergy Cluster for Systems Neurology, München, (5) Walther Straub Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (6) Department of Medical Sciences, University of Ferrara, Ferrara, Italien

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2022; 19: 256

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5642

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Behörde für Justiz und Verbraucherschutz Hamburg unter der Nummer (N065/2020) genehmigt. Die Herkunft der männlichen Mäuse wird nicht erwähnt. Die Mäuse erhalten zwei Tage lang ein Schmerzmittel ins Trinkwasser. Dann werden die Tiere narkotisiert und ihr Rücken wird großflächig geschoren. Entlang der Wirbelsäule wird 1 ml Kochsalzlösung injiziert, die das Rückenmark bei der Verbrühung schützen soll. Die Tiere erhalten ein Protein in die Bauchhöhle gespritzt, das die Bildung von Blutzellen anregen soll sowie ein Schmerzmittel. Dann werden die Tiere rücklings in ein Kunststoffgestell gelegt und ihr Rücken wird in kochendes (98°C) Wasser getaucht. Die verbrühte Hautfläche beträgt 5 x 2,5 cm, was 20-25% der Gesamthautfläche einer Maus beträgt. Die Dauer der Verbrühung variiert je nach Gruppe. Je 5 Mäuse werden für 4, 6 oder 7 Sekunden eingetaucht, eine Gruppe von 5 Mäusen wird als Kontrolle nicht verbrüht. Eine weitere Gruppe von 2 Mäusen wird für 10 Sekunden eingetaucht. Diese Tiere sterben innerhalb von 9 Stunden, weswegen keine weiteren Mäuse über diesen Zeitraum verbrüht werden. Die Mäuse, die 4 oder 6 Sekunden verbrüht wurden, überleben den Untersuchungszeitraum von 72 Stunden. Sie werden nach 72 Stunden betäubt und durch Genickbruch getötet. 4 der 5 Mäuse mit einer Verbrühungszeit von 7 Sekunden sterben innerhalb von 72 Stunden unterschiedlich schnell. Die überlebende Maus wird am Versuchsende getötet. Es werden weitere 8 Tiere der 7-Sekunden-Verbrühung ausgesetzt, die nach 24 Stunden getötet werden. Bei allen gestorbenen und getöteten Mäusen werden Haut-, Lungen- und Leberproben zur Analyse entnommen. Die Arbeit wurde durch die Georg & Jürgen Rickertsen Stiftung und die Werner Otto Stiftung finanziell unterstützt

Bereich: Pathophysiologie, Wundheilung, Immunologie

Originaltitel: Murine scald models characterize the role of neutrophils and neutrophil extracellular traps in severe burns

Autoren: Julia Elrod (1,2)*, Moritz Lenz (2), Antonia Kiwit (2), Lina Armbrust (2), Lavinia Schönfeld (2), Konrad Reinshagen (2), Laia Pagerols Raluy (2), Christoph Mohr1, Ceren Saygi (3), Malik Alawi (3), Holger Rohde (4), Martin Herrmann (1,5,6), Michael Boettcher (1,2)

Institute: (1) Universitätsklinik für Jugend- und Kinderchirurgie, Universitätsklinikum Mannheim, Universität Heidelberg, (2)* Kinderchirurgie, Universitätsklinikum Eppendorf (UKE) Hamburg, Martinistr. 52, 20251 Hamburg, (3) Zentrum für Bioinformatik, Universitätsklinikum Eppendorf, Hamburg, (4) Institut für Medizinische Mikrobiologie, Virologie und Hygiene, Universitätsklinikum Eppendorf, Hamburg, (5) Medizinische Abteilung, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg und Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (6) Deutsches Zentrum Immuntherapie DZI, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg und Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2023: 10.3389/fimmu.2023.1113948

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5641

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Leipzig unter den Nummern TVV 02/17 und TVV 56/15 genehmigt. Die Mäuse und Ratten stammen von der Zuchtfirma Charles River, Sulzfeld, die Schafe vom Lehr- und Versuchsgut der Veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig.

Bei Mäusen, Ratten und Schafen wird auf folgende Weise ein künstlicher Schlaganfall ausgelöst: Bei den Mäusen wird unter Narkose der Hals an der rechten Seite aufgeschnitten. Die Halsschlagader wird eingeschnitten und ein Faden wird eingefädelt und bis ins Gehirn geschoben. Hier ist das Blutgefäß so dünn, dass es durch den Faden verstopft wird. Der Faden wird in dieser Position belassen und die Wunde vernäht. Bei den Ratten wird ebenfalls die rechte Halsschlagader aufgeschnitten und ein Schlauch eingeführt und bis zu einem das Gehirn versorgenden Gefäß vorgeschoben. Dann wird über den Schlauch ein Blutgerinnsel ins Gefäß gespritzt, wodurch dieses verstopft. Das Gerinnsel ist von einer Ratte, es wird aber nicht erwähnt, wie es gewonnen wird. Der Schlauch wird entfernt und die Wunde vernäht. Bei den Schafen wird unter Narkose der Schädelknochen am Schläfenbein aufgebohrt. Die harte Hirnhaut wird eingeschnitten und die mittlere Hirnarterie wird mit einer Klemme abgeklemmt, durch die elektrischer Strom geleitet wird. Das Gewebe wird dadurch zerstört, wodurch das Blutgefäß verstopft wird.

Das „erfolgreiche“ Erzielen des Schlaganfalls wird bei den Mäusen und Ratten durch die Beobachtung neurologischer Defizite (z.B. im Kreis drehen) nachgewiesen. Bei den Schafen wird zur Bestätigung des Verschlusses der Hirnarterie ein bildgebendes Verfahren eingesetzt. Jeweils einige Mäuse werden 4, 24 oder 72 Stunden nach der Operation getötet, die Ratten nach 24 Stunden und die Schafe nach 2 Wochen. Die Tötungsart wird nicht genannt. Das Hirngewebe wird in Scheiben geschnitten und untersucht.

Die Arbeit wurde durch den Europäischen Sozialfonds und die Deutsche Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Regionally altered immunosignals of surfactant protein-G vascular and non-vascular elements of the neurovascular unit after experimental focal cerebral ischemia in mice, rats, and sheep

Autoren: Dominik Michalski (1)*, Willi Reimann (1,2), Emma Spielvogel (1,2), Bianca Mages (3), Bernd Biedermann (2), Henryk Barthel (4), Björn Nitzsche (4,5), Stefan Schob (6), Wolfgang Härtig (2)

Institute: Klinik und Poliklinik für Neurologie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (2) Paul-Flechsig-Institut für Hirnforschung, Universität Leipzig, Leipzig, (3) Institut für Anatomie, Universität Leipzig, Leipzig, (4) Klinik und Poliklinik für Nuklearmedizin, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (5) Veterinär-Anatomisches Institut, Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig, Leipzig, (6) Neuroradiologie, Universitätsklinikum Halle, Halle (Saale)

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2022; 23(11): doi: 10.3390/ijms23115875.

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5640

Versuchsbeschreibung: Die Genehmigungen der Experimente erfolgen durch eine nicht genannte Behörde in Sachsen unter der Nummer TVV39/13 (Schweine) und TVV15/16 (Mäuse).

Die Schweine der Rasse „Deutsche Landrasse“ stammen von der Firma Kitzen in Pegau. Die Tiere sind männlich und wiegen 25-30 kg. Bei diesem Gewicht sind Schweine der Landrasse gewöhnlich 8-9 Wochen alt, also noch Ferkel. Im Paper werden die Tiere als „adult“, also „erwachsen“ bezeichnet.

Die 9 Schweine werden in 3 Gruppen zu je 3 Tieren eingeteilt. An einer Stelle ist von 3 + 4 + 4 Schweinen die Rede. Zwei Gruppen Schweine werden unter Narkose operiert. Der Bauch wird aufgeschnitten und 70% der Leber werden herausgeschnitten. Dabei erhalten 3 Schweine eine Lösung mit bestimmten menschlichen Knochenmarkszellen in die Blutbahn infundiert. Die Knochenmarkszellen stammen aus Abfall aus Knie- oder Hüftoperationen. 3 Schweine erhalten eine zellfreie Kochsalzlösung. Die dritte Gruppe Schweine wird „scheinoperiert“, d.h., der Bauch wird aufgeschnitten, aber die Leber wird intakt gelassen. Der Bauch aller Tiere wird verschlossen, die Tiere erhalten Schmerzmittel und sie werden in den nächsten 24 Stunden beobachtet. Nach 24 Stunden werden die Schweine durch Injektion in Kaliumchlorid in die Blutbahn getötet. Die Lungen und der Leberrest werden herausgeschnitten und untersucht.

Die Herkunft der Mäuse wird nicht erwähnt. Es werden immundefiziente Tiere verwendet, d.h. sie haben ein geschwächtes Abwehrsystem. Die Mäuse sind männlich und 12 Wochen alt. Ihnen werden Leberzellen entnommen. Wie genau dies erfolgt, ist aus der aktuellen Studie und einer früheren Studie, auf die verwiesen wird, nicht zu ersehen. Auch wird nicht erwähnt, was mit den Mäusen im Anschluss geschieht. Vermutlich werden sie getötet.

Die Arbeit wurde unterstützt durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft und der Medizinischen Fakultät der Universität Leipzig

Bereich: Transplantationsmedizin

Originaltitel: Mesenchymal stromal cells mitigate liver damage after extended resection in the pig by modulating thrombospondin-1/TGF-beta

Autoren: Sandra Nickel (1,2), Sebastian Vlaic (3,4), Madlen Christ (1), Kristin Schubert (5), Reinhard Henschler (6), Franziska Tautenhahn (1), Caroline Burger (1), Hagen Kühne (1), Silvio Erler (7), Andreas Roth (8), Christiane Wild (1), Janine Brach (1), Seddik Hammad (9,10), Claudia Gittel (11), Manja Baunack (11), Undine Lange (1), Johannes Broschewitz (1), Peggy Stock (1), Isabella Metelmann (1), Michael Bartels (1,15), Uta-Carolin Pietsch (12), Sebastian Krämer (1), Uwe Eichfeld (1), Martin von Bergen (5,13), Steven Dooley (5,13), Hans-Michael Tautenhahn, (9), Bruno Christ (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Viszerale, Transplantations-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (2) Klinik für Allgemeine, Viszeral- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Jena, Jena, (3) Systembiologie und Bioinformatik, Leibniz-Institut für Naturstoffforschung und Infektionsbiologie – Hans-Knöll-Institut (HKI), Jena, (4) Lehrstuhl für Bioinformatik, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena, (5) Molekulare Systembiologie, Helmholtz-Zentrum für Umweltforschung UFZ, Leipzig, (6) Institut für Transfusionsmedizin, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (7) Institut für Biologie, Gruppe Tierökologie, Martin-Luther-Universität Halle, Halle/Saale, (8) Klinik und Poliklinik für Orthopädie, Unfallchirurgie und Plastische Chirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (9) Medizinische Klinik II, Molekulare Hepatologie, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Heidelberg, (10) Faculty of Veterinary Medicine, Department of Forensic and Toxicology, South valley University, Qena, Ägypten, (11) Klinik für Großtiere, Universität Leipzig, Leipzig, (12) Klinik für Anästhesiologie und Intensivmedizin, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (13) Institut für Biochemie, Universität Leipzig, Leipzig, (14) Forschungsprogramm „Else Kröner-Forschungskolleg AntiAge“, Universitätklinikum Jena, Jena

Zeitschrift: Npj Regenerative Medicine 2021; 6(84): https://doi.org/10.1038/s41536-021-00194-4

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5639

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde in Sachsen unter der Nummer TVV_54_16 genehmigt. Es werden Mäuse einer Zuchtlinie verwendet, die aufgrund einer Genmutation immundefizient sind, d.h. ein geschwächtes körpereigenes Abwehrsystem haben. Sie werden vom „Versuchstier“züchter Taconic (Ejby, Dänemark) gekauft. Die Tiere sind männlich und zu Beginn der Experimente 12-16 Wochen alt.

Einem Teil der Mäuse wird fettreiches Futter gegeben, die anderen Tiere erhalten ein Standardfutter. Dadurch soll eine sogenannte nicht-alkoholische Fettleber hervorgerufen werden. Ursachen beim Menschen sind vor allem Übergewicht, Bewegungsmangel und ungesunde Ernährung mit zu viel Zucker.

21 Wochen nach Beginn der Fütterung wird unter Narkose der Bauch der Tiere aufgeschnitten und ein Drittel der Leber herausgeschnitten. Jeweils einem Teil der fettreich und normal gefütterten Mäuse werden menschliche Knochenmarkszellen in die Milz injiziert, die als Abfall aus Knie- oder Hüftoperationen angefallen sind. Da die Mäuse ein vermindertes Immunsystem haben, stoßen sie die fremden Zellen nicht ab. Einige Mäuse erhalten stattdessen zum Vergleich eine zellfreie Pufferlösung. Die spezifische Fütterung wird für weitere 7 Tage aufrechterhalten. Dann werden die Tiere auf nicht genannte Weise „geopfert“, also getötet. Die Lebern werden in Scheiben geschnitten und feingeweblich untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, die Loewe/Druid Flex Funds und die von-Behring-Röntgen Foundation unterstützt.

Bereich: Leberforschung, Innere Medizin

Originaltitel: Human mesenchymal stromal cells resolve lipid load in high fat diet-induced non- alcoholic steatohepatitis in mice by mitochondria donation

Autoren: Sandra Nickel (1,2), Madlen Christ (1), Sandra Schmidt (1), Joanna Kosacka (1), Hagen Kühne (1), Martin Roderfeld (3), Thomas Longerich (4), Lysann Tietze (1), Ina Bosse (1), Mei-Ju Hsu (1), Peggy Stock (1), Elke Roeb (3), Bruno Christ (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Viszerale, Transplantations-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (2) Klinik für Allgemeine, Viszeral- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Jena, Jena, (3) Klinik für Gastroenterologie, Justus-Liebig-Universität, Gießen, (4) Institut für Pathologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Cells 2022; 11: 1829

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5638

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer 01/16 genehmigt. Die Mäuse stammen aus der Zucht der Tierlaboratorien der Universität Leipzig. Die Versuche finden im Medizinisch-Experimentellen Zentrum des Universitätsklinikums Leipzig statt. Es werden weibliche Tiere der Inzuchtlinie C57BL/6N im Alter von etwa 11 Wochen verwendet. Weibliche Tiere werden gewählt, weil sich eher Frauen als Männer einem Lipofilling (Eigenfetttransplantation) unterziehen.

Vier Mäusen wird Fettgewebe entnommen. Wie und an welcher Stelle des Körpers wird nicht erwähnt, ebenso wenig, was mit den Tieren anschließend geschieht. Es ist anzunehmen, dass sie schon bei der Gewebeentnahme getötet werden. Im Fettgewebe wird die Genexpression untersucht, also die Aktivierung von Genen.

Bei 18 Mäusen wird eine sogenannte Rückenhautkammer auf dem geschorenen Rücken implantiert. Dabei handelt es sich um zwei Titanrahmen, zwischen die die extrem gespannte Rückenhaut wie bei einem Sandwich geklemmt wird. Die Rahmen werden miteinander fest verschraubt. Für Details wird auf eine Studie aus dem Jahr 2017 verwiesen. Daraus geht hervor, dass die in Leipzig entwickelte Kammer 3,1 x 2,3 cm groß ist und 2,2 g wiegt. Die Mäuse in dieser Studie wiegen im Durchschnitt 22 g, d.h., die Kammer macht 1/10 des Körpergewichts aus. In den Metallrahmen befindet sich in der Mitte ein Art Fenster, durch das die gespannte Haut am lebenden Tier beobachtet werden kann.

Auf einer Seite werden in dem Fenster Haut und Unterhaut entfernt. An diese Stelle wird ein kleines Stück körpereigenes Fettgewebe transplantiert. An welcher Stelle und auf welche Weise das Fett entnommen wird, wird nicht erwähnt. Sieben Tage nach der Operation werden 9 Tiere durch Genickbruch getötet, die verbleibenden 9 Tiere werden nach 15 Tagen ebenso getötet. Das transplantierte Fettgewebe wird hinsichtlich der Genexpression sowie gewebekundlich untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Else Kröner-Fresenius-Stiftung unterstützt.

Bereich: Kosmetische Chirurgie

Originaltitel: Effects of non-vascularized adipose tissue transplantation on its genetic profile

Autoren: Jeannine S. Schreiter (1)*, L. Olga Kurow (2), Stefan Langer (2), M. Steinert (3), L. Massier (4)

Institute: (1) Klinik am Rosental GmbH Leipzig, Leipzig, (2) Klinik für Orthopädie, Unfallchirurgie und Plastische Chirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (3) Klinik für Thoraxchirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (4) Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (5) Medizinische Klinik III – Endokrinologie, Nephrologie, Rheumatologie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig

Zeitschrift: Taylor & Francis 2021; 10(1): 131-141

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5637

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer 05/19 genehmigt. Es werden weibliche Mäuse einer Zuchtlinie verwendet, die aufgrund einer spontanen Genveränderung im Alter von 4-8 Wochen zu erhöhtem Blutzucker neigt. Die Mäuse stammen aus der „Versuchstier“zucht Charles River, Sulzfeld, und werden einzeln gehalten. Sie sind zu Versuchsbeginn 16 Wochen alt. Die Versuche finden im Medizinisch-Experimentellen Zentrum des Universitätsklinikums Leipzig statt.

Den Tieren wird unter Narkose ein Schnitt in die Bauchhaut gemacht. In eine Tasche unter der Bauchhaut werden mehrere Minipumpe platziert. Die Anzahl der Pumpen richtet sich dabei nach dem Gewicht des einzelnen Tieres. Eine Maus mit einem Gewicht von 50 g erhält 8 Pumpen. Die Haut wird zugenäht.

Anschließend wird eine sogenannte Rückenhautkammer auf dem geschorenen Rücken implantiert. Dabei handelt es sich um zwei Titanrahmen, zwischen die die extrem gespannte Rückenhaut wie bei einem Sandwich geklemmt wird. Die Rahmen werden miteinander verschraubt. Die Rückenhautkammer wiegt 2 g. Die Größe wird hier nicht erwähnt. Die Größe der von dieser Arbeitsgruppe verwendeten Kammern liegt üblicherweise bei 3,1 x 2,3 cm. In den Metallrahmen befindet sich in der Mitte ein Art Fenster, durch das die gespannte Haut am lebenden Tier beobachtet werden kann. Auf der einen Seite wird mit einer Biopsie-Stanze eine 4 mm großes Loch aus der Haut gestanzt. In diese Wunde werden Eiter-Bakterien (Staphylococcus aureus) geträufelt. Dann wird die Wunde mit einem Glasplättchen abgedeckt.

Die Pumpen geben in den folgenden Tagen bei 5 Mäusen kontinuierlich Insulin an das Gewebe ab, bei 5 Mäusen wird kein Insulin abgegeben. Drei und sechs Tage nach der Operation werden die Mäuse mit dem Narkosegas Isofluran betäubt, um die infizierte Wunde in der Rückenhautkammer unter dem Mikroskop zu untersuchen. Einmal täglich wird der Blutzuckerspiegel gemessen, wobei nicht erwähnt wird, wie die Blutprobe entnommen wird. Am 6. Tag nach der Operation werden die Tiere mit einer Überdosis Isofluran getötet. Die Haut im Bereich der Wund wird herausgeschnitten und gewebekundlich untersucht.

Die Studie wurde durch die Firma Mölnlycke Health Care GmbH, Göteborg, Schweden, finanziert.

Bereich: Diabetesforschung, Wundheilung, Chirurgie

Originaltitel: New model in diabetic mice to evaluate the effects of insulin therapy on biofilm development in wounds

Autoren: Jeannine Susanne Schreiter (1)*, Christian Beescho (1), Jagdip Kang (2), Laura Kursawe (3,4), Annette Moter (3,4), Judith Kikhney (3,4), Stefan Langer (1), Fredrik Osla (5), Eric Wellner (5), Olga Kurow (1)

Institute: (1) Klinik für Orthopädie, Unfallchirurgie und Plastische Chirurgie, Universitätsklinikum Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (2) Herzzentrum Leipzig, Leipzig, (3) MoKi Analytics GmbH, Berlin, (4) Biofilmzentrum, Abteilung für Mikrobiologie, Infektionskrankheiten und Immunologie, Universitätsmedizin, Berlin, (5) Mölnlycke Health Care GmbH, Göteborg, Schweden

Zeitschrift: GMS Interdisciplinary Plastic and Reconstructive Surgery 2020; 9: doi:10.3205/iprs000150

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5636

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten deutschen Behörde unter der Nummer G0279/18 und G0072/21 genehmigt. Die männlichen Ratten der Zuchtlinie Long Evans stammen von der Zuchtfirma Janvier und sind bei ihrer Ankunft 3-4 Wochen alt.

Eine Gruppe von Ratten wird in Narkose gelegt und bekommt ein Schmerzmittel unter die Haut gespritzt. Ihr Kopf wird in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen fixiert und ein lokales Betäubungsmittel unter die Schädelhaut gespritzt. Auf beiden Seiten des Kopfes wird eine 7 mm lange Kanüle mit einem Durchmesser von 0,45 mm bis in einen bestimmten Bereich des Gehirns geschoben und mit Acrylkleber und einer Ankerschraube am Schädel fixiert. Am äußeren Ende der Kanüle befindet sich ein Plastikschlauch, der vorübergehend verschlossen wird. Im Anschluss an die Operation bekommen die Tiere 3 Tage lang über das Trinkwasser ein Schmerzmittel und „dürfen sich eine Woche erholen“.

Vor den eigentlichen Versuchen werden die Tiere 5 Tage lang an den Experimentator und die Versuchsumgebung, die aus einer Plastikbox in einem abgedunkelten Raum besteht, gewöhnt. Während der Gewöhnungsphase werden die Ratten verschiedenen sensorischen Reizen ausgesetzt, darunter Kitzeln auf dem Rücken und Bauch sowie Berühren dieser Bereiche. Zusätzlich gibt es spielerische Interaktionen wie das Verfolgen der Hand des Experimentators. Diese Reize werden durch Phasen, in denen die Hand des Experimentators komplett aus der Umgebung genommen wird und solchen, in denen die Hand des Experimentators regungslos am Rand der Umgebung bleibt, unterbrochen. Der Experimentator trägt Baumwollhandschuhe, die während der gesamten Studie nicht gewechselt werden. Tiere, die nicht auf die Reize reagieren, werden bei der Analyse nicht berücksichtigt.

Für die eigentlichen Versuche wird den Ratten, kurz bevor sie in die Versuchsbox gesetzt werden, über den Plastikschlauch entweder Kochsalzlösung, ein lokales Betäubungsmittel oder Muscimol (Gift des Fliegenpilzes) ins Gehirn gespritzt. Anschließend erfolgen für insgesamt 8 Minuten die Interaktionen mit dem Experimentator und die Reaktionen und Laute der Tiere werden mit Kameras Ultraschallmikrofonen aufgezeichnet. Nach den Experimenten werden die Ratten mit einer Überdosis Narkosemittel getötet und ihre Gehirne für weitere Untersuchungen entnommen.

Fünf 6 Wochen alte Ratten werden in Narkose gesetzt und ihr Kopf in einem stereotaktischen Rahmen fixiert. Vom Schädel wird so viel Haut und Unterhaut entfernt, dass der größte Teil der Oberfläche freiliegt. In den freiliegenden Knochen werden zwei Goldschrauben gebohrt und mehrere Schichten Zahnzement auf das Schädeldach aufgetragen, so dass eine flache Vertiefung entsteht. In der Mitte der Vertiefung wird in die Schädeldecke und Hirnhaut ein rechteckiges 1 x 2 mm großes oder ein rundes Loch von 1 mm Durchmesser gebohrt, das freiliegende Hirngewebe mit Agarose bedeckt und darüber eine Mikroelektrodenplatte, die 32 Elektroden enthält, mit Zahnzement am Schädel fixiert. Über der Elektrodenplatte wird eine Kappe befestigt, in der sich Elektronik befindet, die die empfangenen Hirnsignale an einen Computer sendet. Direkt nach der Operation werden die Elektroden 1 – 2 mm tief ins Gehirn geschoben, anschließend täglich mindestens weitere 150 Mikrometer vor jeder Aufzeichnungseinheit. 2-3 Tage nach der Operation beginnen die Aufzeichnungen. Wie viele Versuchstage es gibt, oder ob die Ratten währenddessen ebenfalls die Verhaltensversuche durchlaufen, wird nicht beschrieben. Nach der letzten Aufnahmesitzung werden die Tiere mit 20 % Urethan narkotisiert und die Position der Elektroden im Gehirn markiert, indem über sie 10 Sekunden lang Strom ins Gehirn geleitet wird, so dass das Hirngewebe geschädigt wird. Nicht erwähnt, aber vermutlich werden die Tiere anschließend getötet und das Gehirngewebe für weitere Untersuchungen entnommen.

Bei einer weiteren Gruppe von Ratten wird ebenfalls unter Narkose der Schädel und die Hirnhaut geöffnet, außerdem werden Goldschrauben in den Schädelknochen gebohrt. Direkt über dem Gehirn wird eine Sonde platziert, die mit einer selbstgebauten Halterung am Kopf fixiert wird. Die Sonde wird mit einem Silberdraht mit den Schrauben verbunden und das Kabel mit einer auf dem Kopf der Ratte angebrachten Kappe verbunden, in der sich Elektronik zum Empfang und Versenden der Hirnsignale befindet. Anschließend wird die Sonde etwa 5,5 – 6,5 mm tief ins Hirngewebe vorgeschoben. Das freiliegende Hirngewebe wird mit Silikon abgedeckt und der Halter mit Zahnzement fixiert.

Die Tiere durchlaufen die Verhaltensversuche, während die Hirnsignale aufgezeichnet werden. Zusätzlich werden sie zur Simulierung einer angstauslösenden Umgebung auf eine erhöhte Plattform gesetzt, die von zwei Lampen angestrahlt wird und erneut den Verhaltensversuchen unterzogen. Im Anschluss werden die Ratten getötet, indem sie mit Urethan narkotisiert werden und zunächst Phosphatpuffer, anschließend eine konservierende Flüssigkeit direkt ins Herz gespritzt wird. Das Gehirn wird für weitere Untersuchungen entnommen.

3 Wochen alte Ratten wird unter Narkose beidseits ein sogenannter viraler Vektor direkt in eine bestimmte Hirnregion gespritzt. Dadurch wird dieser Hirnbereich für optische Reize sensibel gemacht. Anschließend werden auf nicht näher beschriebene Weise optische Fasern in eine bestimmte Hirnregion implantiert und mit Schrauben, Klebstoff und Zahnzement am Schädel befestigt. Die Ratten „dürfen sich 1 Woche lang in Einzelkäfigen erholen“, bevor sie mit der Gewöhnung an die Verhaltensexperimente beginnen. Außerdem werden sie ab dann täglich 15 Minuten lang zur Paarung mit einer unbekannten Ratte zusammengesetzt. Während der eigentlichen Versuche sind die Tiere über die an ihrem Kopf befestigten optischen Fasern mit Kabeln verbunden, über die ihr Gehirn einseitig oder beidseitig mit gelbem Licht stimuliert wird. Es erfolgt eine Aufzeichnung des Verhaltens über Kameras und Ultraschallmikrofone, sowohl bei den Versuchen mit dem Experimentator wie auch dem Austausch mit einer fremden Ratte des anderen Geschlechtes. Im Anschluss an die Experimente wird das Gehirn feingeweblich mit einem Mikroskop untersucht. Zwar nicht erwähnt, es ist aber davon auszugehen, dass die Tiere dafür getötet werden.

Die Studie wurde finanziell gefördert von der Humboldt-Universität zu Berlin, dem Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, dem NeuroCure Cluster of Excellence, dem Einstein-Zentrum für Neurowissenschaften Berlin, der Deutschen Forschungsgemeinschaft und dem European Research Council.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Verhaltensforschung

Originaltitel: Play and tickling responses map to the lateral columns of the rat periaqueductal gray

Autoren: Natalie Gloveli (1,3,7), Jean Simonnet (1), Wei Tang (1), Miguel Concha-Miranda (1), Eduard Maier (1,6), Anton Dvorzhak (4), Dietmar Schmitz (1,2,3,4,5), Michael Brecht (1,2,3)*

Institute: (1) Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin, Philippstr. 13, Haus 6, 10115 Berlin, (2) NeuroCure Cluster of Excellence, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (3) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Einstein-Zentrum für Neurowissenschaften, Berlin, (4) Neurowissenschaftliches Forschungszentrum (NWFZ), Berlin Institute of Health, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Freie Universität Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (5) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (6) Abteilung für Neuropeptidforschung in der Psychiatrie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit (ZI), Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Neuron 2023; 111: 1-12

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5635

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt, und Verbraucherschutz (LANUV, Nordrhein-Westfalen) in Düsseldorf genehmigt; der Tierschutzbeauftragten von Bayer befürwortet die Versuche. Es werden 6 männliche Beaglehunde mit einem Gewicht von 10 bis 15 kg eingesetzt, die von Marshall BioResources (USA) stammen.

Die Hunde werden narkotisiert und künstlich beatmet. Sie erhalten Schmerzmittel als Infusion. Ein Herzschrittmacher-Kabel wird unter Röntgenkontrolle durch die rechte Halsvene bis in die rechte Herzkammer vorgeschoben und dort verankert. Der Schrittmacher wird zwischen den Schulterblättern unter der Haut vernäht und mit den in der Herzkammer positionierten Elektroden verbunden. Die linke Brustwand der Hunde wird geöffnet und ein Drucksensor wird in die Brustaorta eingeführt. Ein zweiter Katheter wird in die linke Herzkammer eingeführt und zwei Kabel werden auf dem Herzbeutel festgenäht. Nach der Operation erhalten die Hunde 10 Tage lang Antibiotika und Schmerzmittel oral verabreicht. Zusätzlich wird den Hunden ein Pflaster auf den Brustkorb geklebt, welches ein starkes Schmerzmittel abgibt.

Nach der Wundheilung wird das Herz der Hunde mit Ultraschall untersucht und es wird zwei Wochen lang mit Hilfe der implantierten Sensoren die Herzfunktion der Hunde beobachtet. Es werden Tests unter Belastung durchgeführt. Dazu müssen die Hunde 5 Minuten mit steigender Geschwindigkeit auf einem Laufband laufen, welches 6 Grad Steigung aufweist. Nach einer 5-minütigen Pause wird der Test wiederholt, wobei das Laufband nun 12 Grad Steigung aufweist. Währenddessen werden die Herzfunktionen über die implantierten Sensoren gemessen.

Dann wird der implantierte Herzschrittmacher zunächst für 28 Tage auf 220 Schläge pro Minute und dann für 14 Tage auf 180 Schläge pro Minute eingestellt. In diesen Zeiträumen schlägt das Herz der Tiere im Schnitt bis zu 120- bzw. bis zu 109-mal pro Minute. Normalerweise liegt die Herzfrequenz bei Hunden dieser Größe bei etwa 90. In dieser Phase des Versuchs wird das Herz der Hunde dreimal mit Ultraschall untersucht. Der Herzschrittmacher wird einmal am Tag für eine Stunde ausgestellt. In diesen Zeiträumen werden der natürliche Blutdruck und Puls der Hunde gemessen. An verschiedenen Tagen werden die Tests auf dem Laufband wiederholt, insgesamt dreimal. Einmal pro Woche wird eine Blutprobe genommen.

Im Anschluss wird der Herzschrittmacher ausgestellt und die Hunde werden für 49 weitere Tage über die implantierten Sensoren überwacht. Es wird in dieser sogenannten „Erholungsphase“ zweimal Blut abgenommen. Am Ende der Versuchsreihe durchlaufen die Hunde erneut den Belastungstest und ihre Herzen werden mit Ultraschall untersucht.

Die Hunde werden am Ende des Versuchs nicht getötet. Vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Telemetric long-term assessment of autonomic function in experimental heart failure

Autoren: Katharina Boden (1,2), Pailin Pongratanakul (1,3), Julia Vogel (2,4), Nicola Willemsen (1,5), Eva-Maria Jülke (6), Jakob Balitzki (1,8), Hanna Tinel (1), Hubert Truebel (2), Wilfried Dinh (1,2,7), Thomas Mondritzki (1,2)*

Institute: (1) Bayer AG, Research & Development, Pharmaceuticals, Cardiovascular Precision Medicine 2, Aprather Weg 18a, 42096 Wuppertal, (2) Universität Witten/Herdecke, Witten, (3) Universität zu Köln, Köln, (4) Klinik für Kardiologie und Angiologie, Westdeutsches Herz- und Gefäßzentrum Essen, Universität Duisburg-Essen, Essen, (5) Universität Duisburg-Essen, Essen, (6) Universität Leipzig, Leipzig, (7) Fachbereich Kardiologie, Helios Universitätsklinikum Wuppertal, Universität Witten/Herdecke, Wuppertal, (8) Medizinische Hochschule Hannover, Hannover

Zeitschrift: Journal of Pharmacological and Toxicological Methods 2023; 124: 107480

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5634

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden in Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 84-02.04.2013.A358 genehmigt. Es werden männliche Mäuse im Alter von 10 Wochen verwendet, die aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich) stammen.

Die Mäuse werden in zwei Gruppen eingeteilt und einzeln in Käfigen gehalten. In den Käfigen werden die Tiere mit Infrarotsensoren überwacht, die ihre Bewegungen aufzeichnen.

Zunächst werden die Mäuse 10 Tage lang in einem künstlichen Tagesablauf bestehend aus 12 Stunden Helligkeit und 12 Stunden Dunkelheit in einer schalldichten Kammer gehalten. Dann wird eine Gruppe der Mäuse 14 Tage lang bei ganztägiger konstanter Helligkeit gehalten, die zweite Gruppe weiterhin in dem Rhythmus von 12 Stunden Helligkeit und 12 Stunden Dunkelheit. Bei den Tieren, die in konstanter Helligkeit leben, stellt sich ein längerer Tagesrhythmus (25 Stunden) ein und sie sind 40 % weniger aktiv als die Mäuse der Kontrollgruppe.

Im Anschluss werden die Mäuse narkotisiert und es wird eine Blutprobe genommen. Dann wird der Brustkorb der Mäuse aufgeschnitten und eine Nadel in ihr Herz gestochen, durch die eine Flüssigkeit in ihren Blutkreislauf gepumpt wird, die ihr Blut verdrängt. Daran sterben die Tiere. Das Gehirn der Mäuse wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Universitätsklinikum Düsseldorf gefördert.

Bereich: Biorhythmusforschung, Neuroimmunologie

Originaltitel: Acute circadian disruption due to constant light promotes caspase 1 activation in the mouse hippocampus

Autoren: Pikria Ketelauri (1), Katerina Scharov (1), Charlotte von Gall (1), Sonja Johann (1,2)*

Institute: (1) Institut für Anatomie II, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf, (2) Institut für Neuroanatomie, Universitätsklinikum Hamburg Eppendorf (UKE), Hamburg

Zeitschrift: Cells 2023; 12(14): 1836

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5633

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt, und Verbraucherschutz (LANUV, Nordrhein-Westfalen) unter der Nummer 81-02.04.2019.A063 genehmigt.

Es werden sechs Wochen alte weibliche Mäuse eingesetzt, die von der Versuchstierzucht Janvier Labs (Frankreich) gekauft werden. Zusätzlich werden gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt, die an der Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf gezüchtet werden. Die Vorfahren dieser genetisch veränderten Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory.

Die Tiere werden mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Ihre Pupillen werden durch Eintröpfeln von Wirkstoffen in die Augen geweitet und ein Gel wird auf die Augen aufgetragen. Bei einem Teil der Mäuse wird in 10 oder 5 mm Entfernung von den Augen eine LED positioniert, mit der 45 Minuten lang die Augen der Mäuse mit voller Intensität bestrahlt werden. Dadurch wird die Netzhaut der Mäuse geschädigt und die Sehkraft vermindert.

Die Mäuse werden in zwei Gruppen aufgeteilt. Einer Gruppe wird im Anschluss für 5 bis 6 Wochen täglich eine zu testende Substanz in unterschiedlichen Mengen per Schlundsonde verabreicht, die andere Gruppe Mäuse erhält eine wirkungslose Lösung. Die Augen der Mäuse werden mehrfach mit verschiedenen bildgebenden Verfahren untersucht, wofür die Tiere über den Verlauf von 5-6 Wochen bis zu siebenmal in Narkose versetzt werden. Zusätzlich werden die Tiere einmal wöchentlich in eine Versuchsapparatur gesetzt, in der sie von Monitoren umgeben sind, auf denen ihnen sich bewegende Muster gezeigt werden. Das Verhalten der Mäuse, die das Muster mit Kopfbewegungen verfolgen, wird dabei mit einer Kamera aufgenommen.

Am Ende der Versuche, 5 oder 6 Wochen nach der Bestrahlung der Augen, werden die Mäuse in Narkose mit einer Überdosis Narkosemittel getötet. Die Sehnerven der Mäuse werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Bristol-Myers Squibb, welche auch die Testsubstanz zur Verfügung stellte, gefördert.

Bereich: Multiple-Sklerose-Forschung

Originaltitel: S1PR-1/5 modulator RP-101074 shows beneficial effects in a model of central nervous system degeneration

Autoren: Mustafa Sindi (1), Christina Hecker (1), Andrea Issberner (1), Tobias Ruck (1), Sven G. Meuth (1), Philipp Albrecht (1,2)*, Michael Dietrich (1)

Institute: (1) Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Moorenstraße 5, 40225 Düsseldorf, (2) Klinik für Neurologie, Kliniken Maria Hilf, Mönchengladbach

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2023; 14:1234984

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5632

Versuchsbeschreibung: Die Haltung der Zebrafische wird unter den Nummern DD25-5131/450/4 und 25-5131/564/2 genehmigt. Es werden verschiedene Zebrafisch-Linien verwendet, welche gentechnisch so verändert wurden, dass sie farbig fluoreszierende Eiweiße aufweisen.

Menschliche Krebszellen werden mit einem Farbstoff gefärbt. Zusätzlich werden sogenannte zirkulierende Tumorzellen aus dem Blut von Patienten gewonnen und mit einem Farbstoff versehen. Die Patienten, aus denen die Zellen stammen, haben sich damit einverstanden erklärt, dass ihre Zellen für „translationale Forschungsprojekte“ verwendet werden; ob sie aufgeklärt wurden, dass es sich dabei um Tierversuche handelt, wird nicht erwähnt.

Zebrafischembryos werden am zweiten Tag nach der Befruchtung aus ihrer Eihülle entnommen und durch Zugabe der Chemikalie Tricain in das Wasser, in dem sie schwimmen, narkotisiert. Die Embryonen werden in eine kleine Schale gelegt. Die menschlichen Krebszellen werden in einer Glaskapillare aufgesogen und dann in Venen des Vorderkörpers der Zebrafischembryonen injiziert. Die Tiere werden in eine neue Schale mit Wasser gegeben.

Die Zebrafischembryonen werden mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Embryonen, bei denen dabei die eingefärbten Krebszellen in den Blutgefäßen gefunden wird, werden für weitere Versuche ausgewählt. Das Schicksal der anderen Tiere wird nicht erwähnt.

Die Embryonen werden drei Tage lang täglich oder an Tag 1 und 3 nach der Zellinjektion unter Narkose mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei wird geprüft, ob sie noch leben, ob sich Wassereinlagerungen gebildet haben und wo sich die menschlichen Tumorzellen befinden. Sechs der Tiere sterben während des Versuchs. Die Krebszellen siedeln sich überwiegend im Kopfbereich und in den blutbildenden Regionen der Embryonen an.

Am Ende des Versuchs werden die verbleibenden Tiere vermutlich getötet; wie dies geschieht wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Technische Universität Dresden und die Stiftung Deutsche Krebshilfe (DKH) finanziert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: DanioCTC: analysis of circulating tumor cells from metastatic breast cancer patients in zebrafish

Autoren: Florian Reinhardt (1,2), Luisa Coen (1,2), Mahdi Rivandi (1,2), André Franken (1,2), Eunike Sawitning Ayu Setyono (3,4), Tobias Lindenberg (5), Jens Eberhardt (6), Tanja Fehm (1,2), Dieter Niederacher (1,2), Franziska Knopf (3,4)*, Hans Neubauer (1,2,7)*

Institute: (1) Klinik für Frauenheilkunde und Geburtshilfe, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Universitätsklinikum Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf, (2) Centrum für Integrierte Onkologie (CIO Aachen, Bonn, Köln, Düsseldorf), Venusberg-Campus 1, 52127 Bonn, (3) Zentrum für Regenerative Therapien TU Dresden (CRTD), Center for Molecular and Cellular Bioengineering (CMCB), Technische Universität Dresden, Tatzberg 41, 01307 Dresden, (4) UniversitätsCentrum für Gesundes Altern, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden, (5) Anatomisches Institut, Medizinische Fakultät, Universität Bonn, Nußallee 10, 53115 Bonn, (6) ALS Automated Lab Solutions GmbH, Jena, (7) Life Science Center, Düsseldorf

Zeitschrift: Cancers 2023; 15(22): 5411

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5631

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer CIN 01/20 G genehmigt. Die 2 weibliche und 2 männlichen Weißbüschelaffen sind ca. 2 Jahre alt. Sie wurden in Gefangenschaft geboren und werden an der Universität Tübingen gehalten. Üblicherweise erfolgt die Haltung paarweise, ob dies auch für die in diesem Versuch verwendeten Affen der Fall ist, wird nicht klar beschrieben. Sie erhalten Wasser zur freien Verfügung; ob dies nur für die Haltung gilt oder auch für die Versuchsdauer, wird aus der Veröffentlichung nicht klar.

Die Tiere werden für den Versuch trainiert. Damit die die Tiere freiwillig ihren „Heimatkäfig“ verlassen und in die Transportbox gehen, erhalten sie Marshmallows, Bananen oder Trauben.

In den eigentlichen Versuchen sitzen die Affen in einem sogenannten Primatenstuhl in einer schalldichten Kammer in 40 cm Entfernung vor einem Monitor. 10 cm vor ihrem Kopf befindet sich ein Mikrofon und das Verhalten der Tiere wird mit einer Kamera aufgezeichnet.

Der Versuch ist in mehrere Phasen unterteilt. In der ersten Phase werden die Affen für jede Lautäußerung „belohnt“. Die Art der „Belohnung“ wird nicht erwähnt. In der zweiten Versuchsphase müssen die Affen einen Hebel drücken, um den Versuch zu starten. Wenn dann ein rotes Viereck auf dem Bildschirm erscheint, müssen sie innerhalb von 10 Sekunden einen Laut äußern, um eine Belohnung zu erhalten. In der nächsten Phase wird die Zeitspanne, in der eine Lautäußerung erfolgen muss auf 3 Sekunden verringert. Es dauert im Schnitt 9 Monate, bis die Affen diesen Versuchsablauf beherrschen. Bei zwei der Affen muss während der Versuche eine Aufzeichnung der Geräusche aus der Tierhaltung abgespielt werden, damit sie bereit sind, bei den Versuchen mitzumachen.

Die Lautäußerungen werden aufgenommen und analysiert. Insgesamt wurden 5.921 Lautäußerungen aufgezeichnet. Das weitere Schicksal der Affen wird nicht erwähnt, es ist davon auszugehen, dass sie in weiteren Versuchen eingesetzt werden.

Die Arbeiten wurden durch das Werner Reichardt Centrum für Integrative Neurowissenschaften (CIN) und durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Verhaltensforschung

Originaltitel: Linguistic law-like compression strategies emerge to maximize coding efficiency in marmoset vocal communication

Autoren: Cristina Risueno-Segovia (1,2,3)*, Deniz Dohmen (2,3), Yasemin B. Gultekin (1,2,3), Thomas Pomberger (1,2,3), Steffen R. Hage (1,2)*

Institute: (1) Arbeitsgruppe Neurobiologie der Sozialen Kommunikation, Universitätsklinik für Hals-, Nasen- und Ohrenheilkunde, Eberhard Karls Universität Tübingen, Universitätsklinikum Tübingen, Elfriede-Aulhorn-Straße 5, 72076 Tübingen, (2) Werner Reichardt Zentrum für Integrative Neurowissenschaften (CIN), Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (3) Graduate School of Neural & Behavioural Sciences - International Max Planck Research School, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: Proceedings of the Royal Society B 2023, 29020231503

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5630

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Es werden zwei männliche Rhesusaffen im Alter von 6 und 7 Jahren eingesetzt.

Das Gehirn der Tiere wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht (Magnetresonanztomographie, MRT). Dies geschieht vermutlich unter Narkose. Im Anschluss wird den narkotisierten Affen eine Haltestange und eine Messkammer am Schädel befestigt. Die Operation wird nicht näher beschrieben, beinhaltet aber üblicherweise, dass ein Loch in den Schädel gebohrt wird, über dem dann die Messkammer befestigt wird. Auch zur Befestigung der Haltestange und der Messkammer werden üblicherweise Löcher in den Schädel gebohrt.

Es wird nicht erwähnt, aber die Implantation der Haltestange lässt vermuten, dass die Affen während der eigentlichen Versuche in einem sogenannten Primatenstuhl sitzen müssen und ihr Kopf mit Hilfe der Haltestange fixiert wird.

Die Tiere müssen auf einen Bildschirm starren und einen Hebel halten. Es wird ihnen auf dem Bildschirm ein Symbol gezeigt. Dann erscheint ein Bild auf dem Bildschirm, dass nach einer Sekunde wieder verschwindet. Wieder wird ein Bild gezeigt; ist dieses Bild mit dem zuvor gezeigten Bild identisch, muss der Affe den Hebel loslassen. Wird ein anderes Bild gezeigt, muss der Affe den Hebel so lange halten, bis das zuerst gezeigte Bild wieder auftaucht. Macht er alles richtig, erhält er etwas Wasser. Die Größe dieser „Belohnung“ soll der Affe dabei aus dem zu Beginn der Versuche gezeigten Symbol ablesen können. Die „Belohnung“ besteht je nach Affe und zuvor gezeigtem Symbol aus 0,2 bis 1 ml Wasser. Üblicherweise erhalten die Tiere außerhalb der Versuche nichts oder sehr wenig zu trinken und werden so durch Durst dazu gebracht, sich dem Forscherwunsch entsprechend zu verhalten. Wenn der Affe den Hebel nicht zum richtigen Zeitpunkt loslässt oder aufhört auf den Bildschirm zu starren, wird der Test abgebrochen. Solche abgebrochenen Tests werden im Anschluss der insgesamt 48 Tests umfassenden Session wiederholt.

Während der Versuche werden über die am Schädel befestigte Messkammer bis zu 3 Elektroden in das Gehirn der Tiere eingelassen, über die die Aktivität einzelner Nervenzellen gemessen wird. Zusätzlich werden für jede Elektrode auch noch zwei Pipetten in das Gehirn geschoben. In einer der Pipetten befindet sich ein Wirkstoff, der während eines Teils der Tests für etwa 12 Minuten freigesetzt wird. Es werden zwei verschiedene Wirkstoffe getestet.

Im Schnitt werden pro einzelner Nervenzelle 124 Tests (bestehend aus den gezeigten Bildern, bei denen der Affe im richtigen Moment den Hebel loslassen muss) durchgeführt.

Das weitere Schicksal der Affen wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung

Originaltitel: Dopamine receptor activation regulates reward expectancy signals during cognitive control in primate prefrontal neurons

Autoren: Torben Ott*, Anna Marlina Stein, Andreas Nieder*

Institute: Lehrstuhl Tierphysiologie, Institut für Neurobiologie, Eberhard Karls Universität Tübingen, Auf der Morgenstelle 28, 72076 Tübingen

Zeitschrift: Nature Communications 2023; 14: 7537

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5629

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer AZ. 35-9185.81/G-203/17 genehmigt. Die Mäuse wurden gentechnisch so verändert, dass auf den Oberflächen ihrer Zellen ein menschliches Protein vorkommt und werden von der Firma Ozgene (USA) „hergestellt“. Es werden ausschließlich weibliche Mäuse eingesetzt.

Im Alter von 8 – 10 Wochen wird den Mäusen eine Substanz gemischt mit abgetöteten Tuberkuloseerregern unter die Haut gespritzt, die dazu führt, dass ihr Immunsystem Antikörper gegen ihre eigenen Nervenzellen entwickelt. Zusätzlich wird den Tieren ein Bakteriengift in die Bauchhöhle gespritzt. Die Injektion des Gifts wird 2 Tage später wiederholt.

Die Tiere werden täglich gewogen und die künstlich hervorgerufenen Symptome auf einer Punkteskala erfasst. Die Punkteskala reicht dabei von 1 – Lähmung des Schwanzes über verschiedene Stadien der über die Hinterbeine und Vorderbeine aufsteigenden Lähmung bis zu 5 – sterbend oder tot. Im Verlauf des Versuchs verliert ein Teil der Mäuse bis zu 10 % ihres Körpergewichts. Ein Teil der Tiere erreicht in der Punkteskala 2,5 Punkte, was schweren Lähmungserscheinungen beider Hinterbeine entspricht.

Die Mäuse werden in verschiedene Gruppen aufgeteilt, denen jeweils entweder einer von zwei Antikörpern, eine Mischung der beiden Antikörper oder aber eine antikörperfreie Lösung in die Bauchhöhle gespritzt wird. Die Injektionen erfolgen an Tag 1, 4, 8, 12 und 16 nach dem Einsetzen der Symptome.

20 Tage nach Einsetzen der Symptome wird den Tieren eine Überdosis eines Narkosemittels verabreicht und ihnen wir eine Nadel ins Herz gestochen, über die eine konservierende Flüssigkeit durch ihr Gefäßsystem gepumpt wird. Die Wirbelsäulen werden entnommen und untersucht. Bei einem Teil der Tiere werden die Milz oder die Netzhaut entnommen. Zusätzlich werden auch Netzhäute von gesunden Tieren verwendet, wozu diese vermutlich getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Multiple-Sklerose-Forschung

Originaltitel: Co modulation of TNFR1 and TNFR2 in an animal model of multiple sclerosis

Autoren: Timon Fiedler (1,2), Richard Fairless (1,2), Kira Pichi (1,2), Roman Fischer (3), Fabian Richter (3), Roland E. Kontermann (3), Klaus Pfizenmaier (3), Ricarda Diem (1,2), Sarah K. Williams (1,2)*

Institute: (1) Neurologische Klinik, Universitätsklinikum Heidelberg, Universität Heidelberg, Otto-Meyerhof-Zentrum, Im Neuenheimer Feld 400, 69120 Heidelberg, (2) Clinical Cooperation Unit (CCU) Neurooncology, Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung (DKTK), Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (3) Institut für Zellbiologie und Immunologie, Universität Stuttgart, Stuttgart

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2023; 20: 100

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5628

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Baden-Württemberg unter der Nummer G-285/19 genehmigt. Die 36 weiblichen Ratten werden bei der Versuchstierzucht Janvier Labs in Le Genest-Saint-Isle, Frankreich gekauft.

Die Tiere werden in einen Versuchskäfig gesetzt, der einen rutschhemmenden Bodenbelag hat. Die Bewegung der Hinterbeine, die Koordination sowie Haltung von Hinterkörper und Schwanz werden auf Video aufgezeichnet und bewertet. In einem anderen Test müssen die Ratten ein 1 Meter langes Gitter überqueren. Dabei wird beobachtet, wie oft sie mit den Hinterfüßen das Gitter nicht treffen, sondern ins Leere treten. In einem dritten Test laufen die Ratten über eine Glasplatte. Von unten wird gefilmt und die Position der Pfoten bestimmt.

Einen Tag nach diesen Tests werden die Ratten in drei Gruppen aufgeteilt.

Die Ratten werden in Narkose versetzt. Bei den Ratten der ersten Gruppe wird ein Teil eines zur Brustwirbelsäule gehörenden Wirbels entfernt, so dass das Rückenmark freiliegt. Bei den Tieren der zweiten und dritten Gruppe wird ebenso verfahren und zusätzlich das Rückenmark mit einem Clip gequetscht. Dann wird ein Teil eines weiteren Brustwirbels entfernt und ein Katheter ins Rückenmark gesetzt. Der Katheter wird mit einer Pumpe verbunden, die den Tieren unter die Haut implantiert wird. Bei den Tieren der zweiten Gruppe ist die Pumpe mit einer Testsubstanz gefüllt, bei der dritten Gruppe mit einer wirkungslosen Kochsalzlösung. Nach der Operation werden den Ratten 5 Tage lang Schmerzmittel unter die Haut gespritzt. Zusätzlich erhalten sie für 7 Tage ein Antibiotikum oral verabreicht, vermutlich mit einer Schlundsonde.

Wenn nötig werden die Harnblasen der Tiere zweimal am Tag manuell entleert. Bei wie vielen Tieren dies aufgrund der Rückenmarksschädigung nötig ist, wird nicht erwähnt.

Einen Tag nach dem Eingriff wird ein Teil der Ratten mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanztomographie, MRT) untersucht, wofür sie vermutlich in Narkose versetzt werden. Diese Untersuchung wird für dieselben Ratten an Tag 3 und 7 wiederholt.

Die oben beschriebenen Bewegungstests werden an Tag 1, 3 und 7 nach der Operation wiederholt. Die Tiere, bei denen das Rückenmark gequetscht wurde, können am Tag nach dem Eingriff die Hinterbeine so gut wie gar nicht bewegen. Danach bessert sich die Bewegungsfähigkeit, bis die Tiere eine Woche nach dem Eingriff bei der Bewertung der Beweglichkeit der Hinterbeine etwa ein Drittel der Punktzahl erhalten, die sie vor der Rückenmarksschädigung hatten. Beim Gittertest schleifen die Tiere ihre Hinterbeine über das Gitter.

Nach den Bewegungstests werden die Ratten getötet. Dazu werden sie einem gasförmigen Narkosemittel in Überdosis ausgesetzt; vermutlich werden sie dafür in eine Box gesetzt, in die das Gas eingeleitet wird, bis die Tiere tot sind. Dann werden Stücke der Wirbelsäule entnommen und untersucht.

Eine Förderung der Arbeiten wird nicht erwähnt.

Bereich: Traumatologie, Pharmakologie, Neuropathologie, Regenerationsforschung

Originaltitel: Effects of a neurokinin-1 receptor antagonist in the acute phase after thoracic spinal cord injury in a rat model

Autoren: Guoli Zheng (1), Anna-Kathrin Harms (1), Mohamed Tail (1), Hao Zhang (1), Alan Nimmo (2), Thomas Skutella (3), Karl Kiening (1), Andreas Unterberg (1), Klaus Zweckberger (1), Alexander Younsi (1)*

Institute: (1) Neurochirurgische Klinik, Universitätsklinikum Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 400, 69120 Heidelberg, (2) College of Medicine and Dentistry, James Cook University, Cairns, Australien, (3) Abteilung Neuroanatomie, Institut für Anatomie und Zellbiologie, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Frontiers in Molecular Neuroscience 2023; 16: 1128545

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5627

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 15/1762 genehmigt. Es werden männliche Mäuse eingesetzt, die bei der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld gekauft werden.

Im Alter von sechs Monaten wird einem Teil der Tiere für 6,5 Wochen die Chemikalie Cuprizon ins Futter gemischt. Andere Mäuse werden ohne den Zusatz der Chemikalie gefüttert, sie dienen der Kontrolle.

Cuprizon führt im Gehirn der Mäuse zum Absterben bestimmter Gehirnzellen und zum Abbau der sogenannten Myelinschicht, eine für die Erregungsleitung wichtige Isolierschicht der Nervenzellen im Gehirn und Rückenmark.

Ein Teil der Tiere wird nach 5, 6 und 6,5 Wochen getötet. Dazu werden die Tiere in Narkose versetzt und mit einer Nadel wird eine konservierende Flüssigkeit in ihr Herz gepumpt, die das Blut verdrängt und so zum Tod führt. Das Gehirn der Mäuse wird entnommen und in Scheiben geschnitten untersucht, um die Zerstörung der Myelinschicht zu bewerten.

Nach der 6,5-wöchigen Fütterung mit Cuprizon erhalten die verbleibenden Mäuse normales Futter ohne Chemikalienzusatz. Sie werden 0,5, 1,5, 2,5 oder 3,5 Wochen nach Umstellung auf das normale Futter getötet, ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten erhielten keine externe Förderung.

Bereich: Multiple-Sklerose-Forschung

Originaltitel: Automated analysis of gray matter damage in aged mice reveals impaired remyelination in the cuprizone model

Autoren: Stefan Gingele (1), Thiemo M. Möllenkamp (1), Florian Henkel (1), Lara-Jasmin Schröder (1), Martin W. Hümmert (1), Thomas Skripuletz (1), Martin Stangel (1,2), Viktoria Gudi (1)*

Institute: (1) Klinik für Neurologie, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) Department of Translational Medicine Neuroscience, Novartis Institute for BioMedical Research, Basel, Schweiz

Zeitschrift: Brain Pathology 2023; e13218

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5626

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.9-42502-04-21/3806 genehmigt.

Es werden weibliche sogenannte Wildtyp-Mäuse bei der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Göttingen) gekauft. Zusätzlich werden weibliche Mäuse eingesetzt, die gentechnisch so verändert sind, dass ihr Immunsystem geschwächt ist und sie besonders anfällig für Virusinfektionen sind. Diese werden vom Friedrich-Loeffler-Institut (Insel Riems) zur Verfügung gestellt. Die Mäuse sind zu Beginn der Versuche zwischen 10 und 12 Wochen alt und werden am Research Center for Emerging Infections and Zoonoses (RIZ) der Tierärztlichen Hochschule Hannover gehalten.

Einer Gruppe von Wildtyp-Mäusen wird eine Lösung in die Bauchhöhle gespritzt, die einen Antikörper, der das Immunsystem schwächt, enthält. Eine zweite Gruppe erhält einen anderen Antikörper, der der Kontrolle dient. Einen Tag später werden alle Mäuse durch Injektion von Dengue-Viren, welche aus einem infizierten Menschen isoliert wurden, unter die Haut infiziert.

Den Mäusen wird zu verschiedenen Zeitpunkten Blut abgenommen. Sie werden täglich begutachtet und nach einem Punkteschema beurteilt. Dabei werden Gewichtsverlust, Erscheinungsbild, Aktivität und Verdauung bewertet. Die Mäuse werden auf nicht genannte Art getötet, wenn sie beispielsweise mehr als 20 % ihres Körpergewichts verlieren, eine auf Schmerzen hindeutende gekrümmte Haltung aufweisen und die Augen geschlossen halten oder wenn sie „schwer lethargisch“ sind. Die genetisch veränderten Mäuse verlieren rasch Gewicht und werden am vierten oder fünften Tag nach der Infektion getötet.

Am Ende der Versuche werden die überlebenden Tiere auf nicht genannte Art getötet und verschiedene Organe entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Alexander-von-Humboldt-Stiftung und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Tropenmedizin, Virologie

Originaltitel: Transient blockade of type I interferon signalling promotes replication of Dengue virus strain D2Y98P in adult wild-type mice

Autoren: Lucas Wilken, Sonja Stelz, Chittappen Kandiyil Prajeeth, Guus F. Rimmelzwaan*

Institute: Research Center for Emerging Infections and Zoonoses (RIZ), Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 17, Gebäude 231 und 238, 30559 Hannover

Zeitschrift: Viruses 2023; 15(4): 814

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5625

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) am 18. August 2020 unter der Nummer 33.19-42502-04-20/3458 genehmigt. Die sieben männlichen Weißbüschelaffen sind 2-3 Jahre alt und werden am Deutschen Primatenzentrum in Göttingen entweder paarweise in 2,5 m hohen Stahlkäfigen mit 0,5 m2 Grundfläche oder als Gruppen mit 1 m2 Grundfläche gehalten. Vor den eigentlichen Versuchen wird der Gesundheitsstatus der Tiere mit Blutuntersuchungen bewertet.

Den Tieren werden Beruhigungs- und Narkosemittel in einen Muskel gespritzt. Ihnen wird ein Katheter in eine Vene des Beins oder des Schwanzes gesetzt und sie werden intubiert und künstlich beatmet. Das Herz der Tiere wird mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanztomographie, MRT) untersucht. Nach mindestens 4 Wochen wird bei 5 der Tiere eine Ultraschalluntersuchung des Herzens durchgeführt. Dazu werden sie narkotisiert und es wird ein Venenkatheter in eine Bein- oder Schwanzvene gesetzt. Bauch, Oberkörper und Hals der Tiere werden rasiert und die Tiere werden mit Klebeband auf einer Wärmeplatte fixiert.

Im Anschluss an die Ultraschalluntersuchung werden die 5 Affen und ein weiteres Tier, bei dem kein Ultraschall durchgeführt wurde, intubiert. Die Affen werden in Rückenlage auf einen Operationstisch gelegt. Elektroden werden an beiden Unterarmen und einem Oberschenkel platziert. Die Affen erhalten weitere Narkosemittel als Infusion.

Oberhalb der Luftröhre wird die Haut auf 3 cm Länge aufgeschnitten. Ein Faden wird um die Luftröhre gelegt und zugezogen und so der Intubationsschlauch, der im Inneren der Luftröhre liegt, befestigt. Der Bauchraum der Affen wird direkt hinter dem Brustbein entlang der Rippenbögen geöffnet. Das Zwerchfell wird aufgeschnitten und ein Faden wird um die untere Hohlvene gebunden, mit dem die Vene während der späteren Messungen abgebunden werden kann. Der Herzbeutel wird aufgeschnitten und eine Kanüle wird in die linke Herzkammer gestochen. Durch das so entstandene Loch wird ein Katheter in die Mitte der Herzkammer geschoben. Bei einem der Affen kommt es beim Einführen des Katheters zu schweren Herzrhythmusstörungen, er wird daher aus dem Versuch ausgeschlossen und vermutlich getötet. Während der folgenden Messungen des Blutstroms wird zeitweise die Beatmung abgestellt und die untere Hohlvene verschlossen.

Nach den Messungen wird den Tieren Kaliumchlorid gespritzt, woran sie sterben. Verschiedene Organe werden entnommen und für weitere Versuche verwendet.

Die Arbeiten wurden durch das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung gefördert.

Bereich: Versuchstierkunde, Herz- Kreislaufforschung

Originaltitel: Functional cardiovascular characterization of the common marmoset (Callithrix jacchus)

Autoren: Lina Klösener (1,2,3), Sabine Samolovac (1,2), Ina Barnekow (4), Jessica König (4), Amir Moussavi (2,4), Susann Boretius (2,4,5), Dieter Fuchs (6), Astrid Haegens (7), Rabea Hinkel (1,2,3)*, Matthias Mietsch (1,2)

Institute: (1) Abteilung Versuchstierkunde, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Göttingen, Göttingen, (3) Institut für Tierhygiene, Tierschutz und Nutztierethologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (4) Abteilung Funktionelle Bildgebung, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Göttingen, (5) Johann-Friedrich-Blumenbach Institut für Zoologie und Anthropologie, Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (6) FUJIFILM VisualSonics Inc., Amsterdam, Niederlande, (7) Transonic Inc., Ithaca, USA

Zeitschrift: Biology 2023; 12(8): 1123

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5624

Versuchsbeschreibung: Es werden 10 Lämmer der Rasse Schwarzkopf mit einem durchschnittlichen Körpergewicht von 27 kg eingesetzt. Die Tiere werden narkotisiert, intubiert und auf die rechte Seite gelegt. Unterhalb des Brustbeins wird die Haut auf 2 cm Länge aufgeschnitten. Brustwand, Zwerchfell und Bindegewebe werden geöffnet, bis die Spitze der linken Herzkammer sichtbar wird. In den Herzbeutel werden zwei Nähte genäht und zwischen den Nähten wird der Herzbeutel geöffnet. In die Öffnung unter dem Brustbein wird eine Kunststoffröhre bis zur Spitze der linken Herzkammer geschoben und fest gegen die Herzkammer gedrückt. Dann wird durch die Röhre ein kabelloser Herzschrittmacher bis zum Herzen vorgeschoben, wo die Zinken des Herzschrittmachers in das Herzgewebe eindringen. Die Röhre wird wieder entfernt und der Brustkorb geschlossen. Der Schrittmacher wird programmiert und gestartet.

Die Funktion des Schrittmachers wird nach 7 und 20 Tagen geprüft. Zu diesen Zeitpunkten arbeitet der Schrittmacher bei einem bzw. zwei Tieren nicht mehr wie gewünscht. Nach 120 Tagen wird bei einem der Schafe in einem nicht genauer beschriebenen Eingriff versucht, den Schrittmacher zu entfernen. Bei dem Tier ist der Schrittmacher jedoch tief in das Herz eingedrungen, es kommt zu Blutungen und das Schaf wird auf nicht genannte Weise getötet. Das Herz dieses Schafs wird gemeinsam mit dem Schrittmacher entnommen und untersucht. Die zuständige Behörde erteilt keine Genehmigung zur Entnahme weiterer Herzen und Schrittmacher. Die überlebenden Schafe werden einem Tierschutzprojekt übergeben, die Herzschrittmacher werden zuvor ausgestellt.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Medtronic (USA) gefördert, welche den in dieser Studie verwendeten Schrittmacher verkauft.

Bereich: Herz-Kreislauf Chirurgie, Herz-Kreislauf Forschung

Originaltitel: Leadless epicardial pacing at the left ventricular apex: an animal study

Autoren: David Backhoff (1,2)*, Matthias J Müller (2), Yannic Wilberg (2), Katja Eildermann (2), Thomas Paul (2), Dieter Zenker (3), Ulrich Krause (2)

Institute: (1) Kinderherzzentrum, Universitätsklinikum Gießen, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen, (2) Klinik für Pädiatrische Kardiologie, Intensivmedizin und Neonatologie, Universitätsmedizin Göttingen, Georg-August-Universität Göttingen, Robert-Koch-Str. 40, 37075 Göttingen, (3) Klinik für Herz-, Thorax- und Gefäßchirurgie, Universitätsmedizin Göttingen, Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen

Zeitschrift: Europace 2023; 25(10): 1-3

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5623

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) in Berlin unter den Nummern StN004/20 und T0070/20 genehmigt.

Es werden 15 kastrierte männliche Schweine eingesetzt, die zu Beginn der Versuche acht Wochen alt sind und durchschnittlich 26 kg wiegen. Sie stammen und aus der Schweinezucht Pig Improvement Company Deutschland GmbH (PIC, Isernhagen). Die Schweine werden in vier Gruppen von jeweils 3 bis 6 Tieren aufgeteilt und jede der Gruppen wird in einem Stall von 8 m2 Größe gehalten. Zunächst erhalten alle Tiere 7 Tage lang zweimal täglich eine Standardfuttermischung.

Dann erhalten zwei der Gruppen drei Wochen lang ein Futter, dass mit Polychlorierten Biphenylen (PCB) versetzt ist. Dabei handelt es sich um Chemikalien, die als Weichmacher verwendet werden und im Verdacht stehen, krebserregend zu sein. Das PCB-haltige Futter stammt aus einer Schiffsladung, bei der über einen PCB-haltigen Farbanstrich PCB auf das Futter übertragen wurde. Dieses Futter führte 2018 zu erhöhten PCB-Konzentrationen in Geflügelfleisch und Eiern.

Eine der Gruppen wird am Ende der dreiwöchigen Fütterungsperiode betäubt, vermutlich mit einer Elektrozange, dann werden die Tiere ausgeblutet. Die zweite Gruppe von Schweinen, die das kontaminierte Futter erhalten hat, erhält im Anschluss an die dreiwöchige Fütterung 60 Tage lang das Standardfutter. Die dritte Gruppe erhält zunächst für 74 Tage das Standardfutter und dann sieben Tage lang das PCB-kontaminierte Futter. Die vierte Gruppe erhält den ganzen Zeitraum über das Standardfutter und dient der Kontrolle. Die Hälfte der Tiere dieser Gruppe wird zu Beginn des Versuchs getötet, die anderen am Ende des Versuchs.

Während des Fütterungsversuchs wird die Futteraufnahme täglich kontrolliert. Einmal pro Woche werden die Schweine gewogen und ihr Verhalten und die Konsistenz ihres Kots wird täglich beobachtet.

Nach 81 Tagen werden alle verbleibenden Schweine getötet. Es werden Gewebeproben genommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesinstitut für Risikobewertung (BfR) finanziert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierernährung, Lebensmittelkunde, Umwelttoxikologie

Originaltitel: Toxicokinetic modelling of the transfer of non-dioxin like polychlorinated biphenyls from feed into edible tissues of pigs

Autoren: Jan-Louis Moenning, Britta Ohlhoff, Mariko Yamamoto, Anke Jährmann, Anne Jahnke, Anja Lüth, Robert Pieper, Jorge Numata*

Institute: Bundesinstitut für Risikobewertung (BfR), Abteilung Sicherheit in der Nahrungskette, Max-Dohrn-Str. 8-10, 10589 Berlin

Zeitschrift: Science of the Total Environment 2023; 892: 164539

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5622

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine Behörde in Rheinland-Pfalz (Koblenz) unter der Nummer ID G16-1-015 genehmigt.

Die Schweine werden von einem lokalen Landwirt bezogen und wiegen zum Zeitpunkt der Versuche durchschnittlich 30 kg.

Die Schweine werden narkotisiert und erhalten während des Eingriffs kontinuierlich Narkosemittel über eine Infusion. Sie werden künstlich beatmet und ihr Blutdruck, Sauerstoffgehalt des Bluts werden überwacht. Dazu werden Katheter über eine Vene des Oberschenkels in verschiedene Gefäße geschoben.

Den Schweinen wird dann ein aus Bakterien stammendes Toxin (Lipopolysaccharid, LPS) über eine Infusion verabreicht, zunächst für eine Stunde in einer hohen Konzentration und dann bis zum Ende des Versuchs in einer geringeren Dosis. Dadurch wird eine Sepsis, also eine Blutvergiftung verursacht. Nach Ausbildung der Sepsis erhalten 3 Gruppen von Schweinen das Betäubungsmittel Lidocain entweder als Infusion oder in vernebelter Form über die Beatmung oder aber keine Behandlung. Acht Stunden nach dem Hervorrufen der Sepsis wird eine Lungenspülung durchgeführt, d.h. es wird eine Flüssigkeit in die Lunge gegeben und anschließend wieder abgesaugt.

Acht Schweine sterben während des Versuchs.

Noch immer unter Narkose wird den verbliebenen Schweinen ein weiteres Narkosemittel und Kaliumchlorid gespritzt, was zu Tod der Tiere führt. Die Lungen der Tiere werden entnommen und der Schaden an der Lunge nach einem Punkteschema bewertet.

Die Arbeiten erhielten keine Förderung.

Bereich: Sepsisforschung

Originaltitel: Clinical dosage of lidocaine does not impact the biomedical outcome of sepsis-induced acute respiratory distress syndrome in a porcine model

Autoren: René Rissel*, Christian Möllmann, Victoria Albertsmeier, Miriam Renz, Robert Rümmler, Jens Kamuf, Erik K. Hartmann, Alexander Ziebart

Institute: Klinik für Anästhesiologie, Universitätsmedizin der Johannes-Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstr. 1, 55131 Mainz

Zeitschrift: PeerJ 2023; 11: e15875

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5621

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Ministerium für Energiewende, Landwirtschaft, Umwelt und ländliche Räume Schleswig-Holstein unter der Nummer V244-3429/2016; 51-4/16 genehmigt. Es werden 10 sogenannte Hochleistungsrinder der Rasse Deutsche Holstein eingesetzt, die auf dem Versuchsgut Schaedbeck (Dobersdorf) des Max-Rubner-Instituts gehalten werden, wo auch die Versuche stattfinden.

Jeweils 5 Kühe werden mit einer von zwei verschiedenen Futtermischungen gefüttert, wobei das Futter über eine computergesteuerte Futterstation zugeteilt wird. Die Kühe werden zweimal pro Tag in einem Melkstand gemolken.

Zwei Wochen nach Beginn der Fütterung mit den Futtermischungen wird den Kühen für 10 Tage einmal täglich eine Gelatinekapsel verabreicht, die eine bestimmte Menge des aus Schimmelpilzen stammenden Gifts Aflatoxin enthält. An Tag 9 und 10 der Giftverabreichung wird dem Futter zusätzlich eine Substanz beigemengt, die das Gift binden soll. Im Anschluss wird den Tieren 4 Tage lang die gleiche Futtermischung gefüttert, aber kein Gift verabreicht. Die Milchmenge und die aufgenommene Futtermenge werden überwacht; das Verhalten der Tiere wird täglich beobachtet und eine Probe der Milch wird analysiert.

Das weitere Schicksal der Rinder wird nicht beschrieben, möglicherweise werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Eine Förderung wird nicht erwähnt.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierernährung, Lebensmittelkunde

Originaltitel: Re-evaluation of aflatoxin M1 transfer into milk of high-yielding cows considering ration composition

Autoren: H.-G. Walte (1)*, K. Knappstein (1), R. Maul (1), P. Steinberg (2)

Institute: (1) Max Rubner-Institut, Bundesforschungsinstitut für Ernährung und Lebensmittel, Institut für Sicherheit und Qualität bei Milch und Fisch, Hermann-Weigmann-Straße 1, 24103 Kiel, (2) Max Rubner-Institut, Bundesforschungsinstitut für Ernährung und Lebensmittel, Karlsruhe

Zeitschrift: Journal of Animal and Feed Sciences 2022; 31(4): 343–351

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5620

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Stuttgart unter der Nummer 35-9185.81/0494 genehmigt. Es werden acht kastrierte noch im Wachstum befindliche Eber eingesetzt, die zu Beginn der Versuche 27 kg wiegen. Die Tiere stammen aus der Versuchsstation der Universität Hohenheim Unterer Lindenhof in Eningen unter Achalm.

Die Tiere werden mit einem gasförmigen Narkosemittel betäubt. Ihre Haut wird auf ihrer rechten Seite parallel zum letzten Rippenbogen auf 7 cm Länge aufgeschnitten. Der Dünndarm wird freigelegt und aufgeschnitten. Eine röhrenförmige Apparatur wird durch den Einschnitt mit dem Dünndarm verbunden und mit Nähten befestigt. Das andere Ende der Apparatur wird zwischen den letzten beiden Rippen so positioniert, dass es durch Muskeln und Haut nach außen zeigt und wird dort mit medizinischem Klebeband befestigt. Durch diese künstliche Verbindung zum Dünndarm können Proben des Darminhalts entnommen werden.

Die Eber werden einzeln in sogenannten Stoffwechselkammern aus Metall gehalten, die 1,5 × 0,8 × 1,0 m „groß“ sind. Sie erhalten zweimal täglich Futtermischungen, die sich in ihrem Kalziumgehalt unterscheiden und denen zum Teil ein Enzym beigemischt wurde. Jeder Eber erhält eine von vier Futtermischungen jeweils für 12 Tage. Bei jeder Futtermischung werden von Tag 6 - 9 Kot und Urin der Tiere gesammelt.

Damit der Urin frisch aufgefangen wird, sind tagsüber zwei Personen anwesend, die den Urin in Eimern auffangen. An Tag 10 und 11 werden über die zuvor implantierte Apparatur Proben aus dem Dünndarm entnommen. Dafür wird eine Plastiktüte mit Gummibändern am äußeren Ende der Apparatur befestigt. In die Tüte fließt dann der Darminhalt. Am 12. Tag wird eine Blutprobe aus einer Halsvene genommen. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt. Möglicherweise werden sie in weiteren Fütterungsversuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die BASF SE (Ludwigshafen) gefördert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierernährung

Originaltitel: Effect of dietary calcium concentration and exogenous phytase on inositol phosphate degradation, mineral digestibility, and gut microbiota in growing pigs

Autoren: Nicolas Klein (1), Naomi Sarpong (1), Tanja Melzer (2), Dieter Feuerstein (3), Charlotte M. E. Heyer (1), Amélia Camarinha-Silva (1), Markus Rodehutscord (1)*

Institute: (1) Institut für Nutztierwissenschaften, Universität Hohenheim, Garbenstraße 17, 70599 Stuttgart, (2) Core Facility Hohenheim, Universität Hohenheim, Stuttgart, (3) BASF SE, Ludwigshafen

Zeitschrift: Journal of Animal Science 2023; 101: 1-12

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5619

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer HOH 65/21_460a genehmigt und in der Versuchsstation Agrarwissenschaften der Universität Hohenheim in Stuttgart durchgeführt. Die 640 männlichen Hühner werden bei der Zucht Brüterei Süd GmbH & Co. KG in Regenstauf gekauft.

Die Tiere werden auf 64 Ställe der Maße 115 × 230 × 260 cm verteilt, also 10 Hähne per Stall. Die Tiere erhalten eine Woche lang ein Standardfutter, dann werden sie in 8 Gruppen zu je 80 Tieren aufgeteilt, wobei jede Gruppe drei Wochen lang mit einer anderen Futtermischungen ernährt wird. Die Futtermischungen unterscheiden sich unter anderem in ihrem Zinkgehalt. Ab dem 16. Tag werden die Hähne auf einem perforierten Boden gehalten, damit sie ihren Kot nicht fressen können, was die Ergebnisse verfälschen könnte. Die Vögel werden zweimal täglich kontrolliert, um ihren Gesundheitszustand zu überwachen. Neun Hähne sterben während des Versuchs.

Am 7. und 28. Tag werden die Hähne gewogen. Dann wird einem Teil der Tiere für eine Stunde das Futter entzogen und anschließend wieder zur Verfügung gestellt. Eine Stunde später werden diese Hähne getötet. Jeweils ein Tier pro Stall wird dabei durch Enthaupten getötet, das Blut dieses Hahnes wird aufgefangen und seine Leber entnommen. Die restlichen Tiere werden mit Kohlendioxid erstickt. Von diesen Tieren wird der Darminhalt gesammelt, indem Teile des Darms entnommen und ausgedrückt werden. Von jeweils zwei Tieren pro Stall wird auch das linke Schienbein und der linke Fuß entnommen und untersucht.

Die Studie wurde durch die Firma Animine (Frankreich), welche Mineraliensupplemente für die Tierernährung herstellt, unterstützt.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierernährung

Originaltitel: Effect of dietary zinc source, zinc concentration, and exogenous phytase on intestinal phytate degradation products, bone mineralization, and zinc status of broiler chickens

Autoren: Hanna Philippi (1), Vera Sommerfeld (1), Oluyinka A. Olukosi (2), Wilhelm Windisch (3), Alessandra Monteiro (4), Markus Rodehutscord (1)*

Institute: (1) Institut für Nutztierwissenschaften, Universität Hohenheim, Garbenstraße 17, 70599 Stuttgart, (2) Department of Poultry Science, University of Georgia, Athens, USA, (3) Arbeitsgruppe Tierernährung und Metabolismus, TUM School of Life Sciences, Technische Universität München, Freising-Weihenstephan, (4) Animine, Annecy, Frankreich

Zeitschrift: Poultry Science 2023; 102(12): 103160

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5618

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Ministerium für Energiewende, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung des Landes Schleswig-Holstein zwischen 2019 und 2021 unter den Nummern V 242—49798/2019 (82-8/19), V 242—58651/2019 (82-8/19), V 242—38879/2020 (82-8/19), V 242—67183/2020 (82-8/19), V242-72438/2020 (82-8/19), V242-19480/2021 (82-8/19) und V242-13238/2021 (82-8/19) genehmigt. Es werden 32 männliche Ratten der Zuchtlinie Wistar aus institutseigener Zucht und 8 Ratten, denen der Thymus fehlt und die daher nur über ein eingeschränktes Immunsystem verfügen, eingesetzt. Diese sogenannten athymischen Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Janvier-Labs (Le Genest Saint Isle, Frankreich).

Die Ratten werden in Narkose versetzt, das Fell am Kopf wird geschoren und der Kopf der Tiere wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Die Kopfhaut wird mittig in ca. 1 cm Länge aufgeschnitten und der Schädelknochen freigelegt. Mit einem zahnmedizinischen Bohrer wird der Schädel aufgebohrt und die Hirnhaut wird mit einer Nadel durchstoßen. Eine Nadel wird 5,5 mm tief in das Gehirn geschoben. Durch die Nadel werden Krebszellen in das Gehirn injiziert. Ein Teil der Ratten erhält dabei Zellen, die aus einem Gehirntumor einer Ratte gewonnen wurden, den anderen Tieren werden menschliche Krebszellen injiziert. Die Nadel wird aus dem Bohrloch gezogen, das Bohrloch wird mit Knochenwachs geschlossen und die Wunde wird vernäht. Nach dem Spritzen der Tumorzellen wird der Kopf der Tiere regelmäßig - zumeist wöchentlich – bis zum Ende der Versuche mit einem bildgebenden Verfahren untersucht, wozu sie in Narkose versetzt werden.

Wenn der Tumor ausreichend gewachsen ist, um die Entfernung eines ca. 3 x 4 mm großen Tumorstücks zu erlauben, was zwischen 21 und 35 Tagen nach der Injektion der Krebszellen der Fall ist, werden die Ratten durch Injektion von Narkosemitteln in die Bauchhöhle narkotisiert. Die Kopfhaut wird auf 2 cm Länge aufgeschnitten und der Schädel wird aufgebohrt. Die Schädelöffnung ist 5 x 5 mm groß. Die Hirnhaut wird aufgeschnitten und teilweise entfernt. Bei den meisten Tieren erkennt man dabei Veränderungen der Hirnrinde durch den Tumor oder durch vom Tumor verursachte Blutungen. Ein Teil des Tumors wird aus dem Gehirn geschnitten, so dass eine 3-4 mm große Mulde im Tumor entsteht. In diese Mulde wird ein poröses Material eingebracht, das die Maße 3 x 3 mm hat. Bei einer Ratte enthält dieses Material einen fluoreszierenden Farbstoff. Die Öffnung in der Hirnhaut wird mit einem medizinischen Vlies abgedeckt und die Haut wird vernäht. Dann wird der Schädel der Ratten mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Ein Teil der Ratten wird im Anschluss getötet. Die anderen Ratten erhalten ein Gegenmittel zur Narkose.

Ein Teil der Tiere stirbt während oder kurz nach der Operation oder wird getötet. Die Autoren geben als Gründe Blutungen an und die schlechte Sicht auf die tief im Gehirn liegenden Tumore. Ein Tier erleidet beim Aufwachen Krämpfe und erhält ein Beruhigungsmittel.

Die überlebenden Ratten erhalten nach der Operation ein entzündungshemmendes Mittel, welches direkt nach der Operation sowie nach 4, 24 und 48 Stunden in eine Vene gespritzt wird. In den folgenden 5 Tagen werden regelmäßig Schmerzmittel unter die Haut gespritzt und dem Trinkwasser beigemischt. Direkt nach der Operation und 4 Stunden später wird den Ratten außerdem eine Zuckerlösung unter die Haut gespritzt.

Bei dem Tier, dem das Material mit dem Farbstoff implantiert wurde, wird 4 Stunden lang einmal pro Stunde der Kopf mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dann wird eine Probe des Gehirnwassers genommen und die Ratte wird getötet. Am Ende des Versuchs oder wenn bestimmte Abbruchkriterien wie ein Gewichtsverlust von über 20 %, eine Rötung oder Schwellung der Wunde, sichtbare Schmerzen oder erhebliche neurologische Störungen vorliegen, wird den Ratten ein Narkosemittel verabreicht, ihr Brustkorb wir aufgeschnitten und eine Nadel wird in ihr Herz gestochen. Durch diese Nadel wird eine konservierende Flüssigkeit in ihr Gefäßsystem gepumpt. Das Gehirn der Ratten wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Universität Kiel, die Europäische Union und das Ministerium für Wissenschaft, Wirtschaft und Verkehr des Landes Schleswig-Holstein gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Neurochirurgie, Versuchstierkunde

Originaltitel: Establishment of a rodent glioblastoma partial resection model for chemotherapy by local drug carriers - sharing experience

Autoren: Carolin Kubelt (1)*, Dana Hellmold (1)*, Eva Peschke (2), Margarethe Hauck (3), Olga Will (2), Fabian Schütt (3,4), Ralph Lucius (5), Rainer Adelung (3,4), Regina Scherließ (4,6), Jan-Bernd Hövener (2,4), Olav Jansen (4,7), Michael Synowitz (1), Janka Held-Feindt (1,4)

Institute: (1) Klinik für Neurochirurgie, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Kiel, Arnold-Heller-Straße 3, 24105 Kiel, (2) Sektion Biomedizinische Bildgebung, Molecular Imaging North Competence Center (MOIN CC), Klinik für Radiologie und Neuroradiologie, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Kiel, Kiel, (3) Arbeitsgruppe Funktionale Nanomaterialien, Institut für Materialwissenschaften, Technische Fakultät, Christian-Albrechts-Universität zu Kiel, Kiel, (4) Kiel Nano, Surface and Interface Sciences (KiNSIS), Christian-Albrechts-Universität zu Kiel, Kiel, (5) Anatomisches Institut, Christian-Albrechts-Universität zu Kiel, Kiel, (6) Abteilung Pharmazeutische Technologie und Biopharmazie, Christian-Albrechts-Universität zu Kiel, Kiel, (7) Klinik für Radiologie und Neuroradiologie, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Kiel, Kiel

Zeitschrift: Biomedicines 2023; 11(6): 1518

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5617

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz unter der Nummer ID 23 177-07/G 13-1-043 am 7. August 2013 genehmigt; die Genehmigung wurde am 19. April 2016 verlängert. Die 48 Ratten der Zuchtlinie Sprague Dawley sind männlich und 10 Wochen alt, sie stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Saint-Berthevin Cedex, Frankreich). Die Ratten werden einzeln gehalten.

Die Ratten werden in Narkose versetzt. Das Knie ihres linken Beins wird so stark überstreckt, dass die Gelenkkapsel reißt. Dann wird der knöcherne Teil des Gelenks freigeschnitten und ein 2 mm dickes und 4 mm tiefes Loch nahe dem Gelenk in den Oberschenkelknochen gebohrt. Dies soll eine Fraktur des Oberschenkels nachbilden und führt zu einer Einblutung in das Gelenk. Die Haut an Ober- und Unterschenkel wird eingeschnitten. Dort werden die Knochen durchbohrt. Durch die Löcher wird ein Draht gezogen, mit dem der Unterschenkel eng an den Oberschenkel herangezogen wird. Durch Umbiegen der Enden der Drähte wird das Gelenk in dieser Position fixiert. Der „Erfolg“ der Operation wird mit einer Röntgenaufnahme bestätigt. Bei einer der Ratten wird festgestellt, dass ein Knochen gebrochen ist, sie wird getötet. Eine weitere Ratte wird aufgrund eines nicht näher genannten Materialfehlers aus dem Versuch genommen und vermutlich ebenfalls getötet. Dann wird den verbleibenden Ratten ein Gegenmittel zur Narkose verabreicht. Die Ratten erhalten über das Trinkwasser sieben Tage lang Schmerzmittel.

Die Tiere werden in verschiedene Gruppen aufgeteilt. Ein Teil der Tiere erhält täglich einen Wirkstoff, der ihnen mit einem Schokoladenaufstrich gegeben wird. Die anderen Ratten erhalten den Aufstrich ohne Wirkstoff.

Zwei oder vier Wochen nach der Operation werden die Ratten erneut in Narkose versetzt. Der Draht, der ihr Bein fixiert, wird entfernt. Bei einem Teil der Tiere wird geprüft, wie weit sich das Gelenk strecken lässt. Dann werden die Muskeln und das Gewebe am Knie durchtrennt und erneut geprüft, wie weit sich das Gelenk strecken lässt. Die Ratten werden getötet, das operierte Kniegelenk wird entfernt und weiter untersucht.

Die verbleibenden Tiere werden 4 Wochen nach dem Entfernen des fixierenden Drahts getötet, indem sie mit Kohlendioxid erstickt werden, was für die Tiere schmerzhaft ist und Ängste verursacht. Dann werden auch die Knie dieser Tiere untersucht.

Die Arbeiten erhielten keine Förderung.

Bereich: Traumatologie, Unfallmedizin, Knochenchirurgie, Pharmakologie

Originaltitel: The effect of losartan on the development of post-traumatic joint stiffness in a rat model

Autoren: Erik Wegner (1), Tim Mickan (1), Sebastian Truffel (1), Ekaterina Slotina (1), Lukas Müller (2,3), Felix Wunderlich (1), Austin Harper (4), Ulrike Ritz (1), Pol M. Rommens (1), Erol Gercek (1), Philipp Drees (1), Andreas Baranowski (1)*

Institute: (1) Zentrum für Orthopädie und Unfallchirurgie, Biomaterials, Tissues and Cells in Science (BiomaTiCS), Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstraße 1, 55131 Mainz, (2) Klinik und Poliklinik für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (3) Mainz Research School of Translational Biomedicine (TransMed), Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (4) St. George’s University School of Medicine, True Blue, Grenada

Zeitschrift: Biomedicine & Pharmacotherapy 2023; 166: 115291

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5616

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz (Koblenz) unter den Nummern 23177–07/G 18–1-084 E3 und G 20–1-103 genehmigt. Die männlichen Mäuse werden bei der Versuchstierzucht Janvier (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich) gekauft.

Ein Teil der Mäuse wird für 4 Tage Fluglärm ausgesetzt. Dazu werden ihnen über einen 30 cm oberhalb der Käfige angebrachten Lautsprecher vier Tage lang rund um die Uhr in unregelmäßigen Abständen die Geräusche startender und landender Flugzeuge vorgespielt. Im Mittel ist der Fluglärm 72 dB laut und die Höchstwerte betragen 85 dB. Das entspricht in etwa der Lautstärke eines Staubsaugers oder Rasenmähers.

Der Blutdruck der Tiere wird täglich gemessen. Dabei werden die Tiere in eine enge Röhre gesteckt, in der sie sich nicht bewegen können und aus denen ihr Schwanz heraushängt. Um den Schwanz wird eine Manschette gelegt, über die der Blutdruck gemessen wird. Durch die Lärmexposition steigt der Blutdruck der Tiere an.

Im Anschluss daran werden die Mäuse entweder direkt nach der Beendigung des Fluglärms oder ein, zwei oder vier Tage später getötet. Dazu werden die Mäuse narkotisiert und eine Nadel wird in ihr Herz gestochen, durch die das Blut der Tiere entnommen wird. Verschiedene Blutgefäße und das Gehirn der Mäuse werden entnommen und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Boehringer Ingelheim Stiftung Mainzer Herz, das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK) und die Initiative European Cooperation in Science and Technology (COST) gefördert.

Bereich: Stressforschung, Herz-Kreislauf-Forschung, Umweltforschung

Originaltitel: Effects of aircraft noise cessation on blood pressure, cardio- and cerebrovascular endothelial function, oxidative stress, and inflammation in an experimental animal model

Autoren: Maria Teresa Bayo Jimenez (1,2), Adrian Gericke (3), Katie Frenis (1,4), Sanela Rajlic (1,5), Miroslava Kvandova (1), Swenja Kröller-Schön (1), Matthias Oelze (1), Marin Kuntic (1), Ivana Kuntic (1,6), Dominika Mihalikova (1), Qi Tang (3), Subao Jiang (3), Yue Ruan (3), Georg Daniel Duerr (5,6), Sebastian Steven (1), Michael J. Schmeisser (7,8), Omar Hahad (1,6), Huige Li (9), Andreas Daiber (1,6)*, Thomas Münzel (1,6)*

Institute: (1) Zentrum für Kardiologie, Kardiologie 1, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstraße 1, 55131 Mainz, (2) Department of Pharmacology, University of Granada, Granada, Spanien, (3) Augenklinik Mainz, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (4) Boston Children's Hospital and Harvard Medical School, Department of Hematology/Oncology, Boston, USA, (5) Klinik und Poliklinik für Herz- und Gefäßchirurgie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (6) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Rhein-Main, Mainz, (7) Institut für Anatomie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (8) Forschungszentrum Translationale Neurowissenschaften (FTN), Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (9) Institut für Pharmakologie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz

Zeitschrift: Science of the Total Environment 2023; 903: 166106

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5615

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Gießen unter der Nummer G38/2017 genehmigt. Es werden Mäuse eingesetzt, denen bestimmte Immunzellen fehlen. Die Vorfahren der Tiere stammen ursprünglich von der Versuchstierzucht Jackson Laboratories (Bar Harbor, USA) und werden in institutseigener Zucht vermehrt. Zum Zeitpunkt der Versuche sind die Mäuse 8 – 11 Wochen alt.

Den Tieren werden in einem nicht näher beschriebenen Eingriff menschliche Tumorzellen an der linken Flanke in die Bauchhöhle gespritzt. Da die Tiere über kein funktionales Immunsystem verfügen, wachsen aus diesen Zellen bei 75 der Mäuse Tumore im Bauch heran.

Drei Wochen nach der Zellinjektion bekommen die Mäuse einen lichtempfindlichen Wirkstoff in die Bauchhöhle injiziert. Bei einer der Mäuse gelingt dies nicht und der Wirkstoff wird unter die Haut gespritzt. Bei einem Teil der Tiere wird drei Stunden später unter Narkose eine Chemotherapie durchgeführt, wobei die Konzentration und Temperatur des Chemotherapeutikums variiert wird. Dazu werden den Mäusen in einem nicht näher beschriebenen Eingriff zwei Katheter in den Bauchraum implantiert, einer auf der rechten und einer auf der linken Seite. Durch diese Katheter wird der Bauchraum der Mäuse eine Stunde lang mit einer Lösung des Chemotherapeutikums gespült. Fünf Mäuse sterben während dieser Behandlung an Atemversagen.

Nach der Behandlung mit dem Chemotherapeutikum oder 4 Stunden nach dem Spritzen des Wirkstoffes wird der Bauchraum der Tiere aufgeschnitten und die dort gewachsenen Tumore gezählt und vermessen. Ein Tumor wird entnommen. Dann wird ein weiterer Tumor in der offenen Bauchhöhle der Mäuse für 10 Minuten mit Licht bestrahlt, welches den zuvor injizierten lichtempfindlichen Wirkstoff aktiviert. Am Ende der Versuche werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet, Tumore, Leber, Milz und Bauchfell werden herausgeschnitten und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Universitätsklinikum Marburg und die KARL STORZ SE & Co. KG gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Increasing the efficiency of hyperthermic intraperitoneal chemotherapy (HIPEC) by combination with a photosensitive drug in pediatric rhabdomyosarcoma in an animal model

Autoren: Benedikt R. Wagner (1)*, Anna L. Adamus (1), Laura Hempfling (1), Reza Vahdad (1), Antje Haap-Hoff (2), Benedikt Heinrich (3), Olalla Vázquez (3,4) Paul Jank (5), Carsten Denkert (5), Guido Seitz (1)

Institute: (1) Klinik für Kinderchirurgie, Universitätsklinikum Marburg, Baldingerstraße 1, 35043 Marburg, (2) KARL STORZ SE & Co. KG, Tuttlingen, (3) Arbeitsgruppe Chemische Biologie, Fachbereich Chemie, Philipps-Universität Marburg, Marburg, (4) Zentrum für Synthetische Mikrobiologie (SYNMIKRO), Marburg, (5) Institut für Pathologie, Universitätsklinikum Marburg

Zeitschrift: Pediatric Blood & Cancer 2022; 69(11): e29864

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5614

Versuchsbeschreibung: Ein Teil der Versuche findet in Marburg statt und wird von einem nicht näher bezeichneten Regierungspräsidium unter der Nummer TVA G53-2016 genehmigt. Weitere Versuche werden an der University of São Paulo in Brasilien durchgeführt und dort genehmigt. Es werden männliche Ratten der Zuchtlinie Wistar eingesetzt.

Die folgenden Versuche werden in Marburg durchgeführt: 97 Ratten werden in Narkose versetzt und ihr Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Ein Loch wird in den Schädel gebohrt und mit einer Edelstahlnadel wird eine Chemikalie in das Gehirn der Tiere gespritzt, die bestimmte Nervenzellen abtötet, was eine Parkinson-Erkrankung nachahmen soll. Dabei findet die Injektion nur in der rechten Gehirnhälfte statt. Als Resultat davon zeigen die Ratten eine auffällige Kreiselbewegung, in der sie in Richtung der Injektionsseite im Kreis laufen. Bei anderen Tieren wird eine wirkstofffreie Lösung in das Gehirn gespritzt, sie dienen als Kontrolle.

Direkt im Anschluss wird bei 53 Ratten eine Elektrode in einen bestimmten Teil des Gehirns implantiert, entweder in der linken oder der rechten Gehirnhälfte. Die Elektrode wird mit 4 Schrauben am Schädel befestigt, die mit Kunststoff abgedeckt werden. Bei den anderen 44 Ratten werden jeweils eine Kanüle in der rechten und eine in der linken Gehirnhälfte implantiert. Die Kanülen werden mit Schrauben und Kunststoff am Schädel fixiert und mit einem Führungsdraht verschlossen. Im Anschluss an die Operation wird den Ratten 3 Tage lang zweimal am Tag ein Schmerzmittel unter die Haut gespritzt. Bis zum Ende der Versuche werden die Tiere täglich gewogen und ihr Gesundheitszustand wird kontrolliert. Sieben Tage nach der Operation starten die Verhaltensuntersuchungen.

In einem Test werden die Ratten dazu in ein sogenanntes „Erhöhtes Plus-Labyrinth“ gesetzt, welches aus zwei sich in 50 cm Höhe kreuzenden Stegen besteht Zwei der „Arme“ des Labyrinths verfügen über Seitenwände, die anderen zwei Arme haben keine Wände. Es wird beobachtet, in welche Arme des Labyrinths die Ratten laufen. Üblicherweise wird dieser Test durchgeführt, um die Ängstlichkeit der Tiere zu bewerten, da angenommen wird, dass Ratten, die sich bevorzugt in den geschlossenen Armen aufhalten, ängstlicher sind. Hier wird der Test jedoch verwendet, um durch später stattfindende Chemikalieninjektion hervorgerufene Verhaltensänderungen zu erfassen.

Bei einem Teil der Tiere, denen eine Elektrode ins Gehirn eingesetzt wurde, werden Nervenzellen über die Elektrode stimuliert, dafür wird die Elektrode mit einem Kabel verbunden. Die Stimulation wird im Heimatkäfig der Tiere begonnen, dann werden die Ratten in das Plus-Labyrinth gesetzt und für 5 Minuten beobachtet, wie sie sich in dem Labyrinth bewegen.

In einem weiteren Test werden die Ratten einzeln in eine Box mit den Maßen 40 x 40 x 40 cm gesetzt. Den Ratten wird ein Wirkstoff unter die Haut gespritzt, der bewirkt, dass sie sich nun nicht mehr in die Richtung der durch die Chemikalie zerstörten Gehirnbereiche, sondern in die entgegengesetzte Richtung drehen. Es wird für 30 Minuten beobachtet, wie oft sich die Ratten drehen. Bei einem Teil der Tiere werden zeitgleich Gehirnzellen über die implantierte Elektrode stimuliert. Der Test wird nach 48 Stunden wiederholt.

Drei Gruppen von Tieren, denen Kanülen ins Gehirn implantiert wurden, wird jeweils einer von zwei Wirkstoffen oder eine wirkstofffreie Lösung durch die Kanülen in das Gehirn injiziert, entweder nur in eine oder in beide Gehirnhälften. Dann wird für 5 Minuten beobachtet, wie sich die Tiere bewegen. Im Anschluss wird ihnen die Substanz unter die Haut gespritzt, die zu einer Umkehr der Kreiselbewegung führt und die Bewegung der Ratten wird für 30 Minuten beobachtet. Es wird gezählt wie oft und in welche Richtung die Ratten im Kreis laufen. Der Test wird nach 48 Stunden wiederholt.

Am Ende der Versuche wird den Ratten ein Tötungsmittel injiziert. Wenn die Atmung aussetzt, wird an die in das Gehirn eingelassene Elektrode ein Strom angelegt, der zu einer lokalen Verletzung des Gehirngewebes führt. Der Brustkorb der Ratten wird geöffnet und über eine Nadel, die ins Herz der Tiere gestoßen wird, wird eine konservierende Flüssigkeit durch den Körper der Tiere geleitet. Das Gehirn der Ratten wird entnommen und in feine Scheiben geschnitten untersucht. So wird geprüft, wo die Elektroden im Gehirn positioniert waren und wie groß die durch die Chemikalieninjektion ins Gehirn verursachten Schäden sind. Bei sechs der Tiere gelingt der Versuch nicht wie gewünscht, entweder, weil die Elektrode falsch positioniert war oder weil sie sich nicht wie gewünscht im Kreis drehen.

In Brasilien finden weitere Versuche statt: 19 Ratten werden in Narkose versetzt und ihr Kopf wird in einen stereotaktischen Rahmen eingespannt. Die Kopfhaut der Tiere wird aufgeschnitten und ein 2 mm großes Loch in den Schädel gebohrt. Durch dieses Loch wird eine Injektionsnadel in das Gehirn geschoben. Es wird ein weiteres 5 mm großes Loch in den Schädel gebohrt, durch das bis zu 5 Elektroden in das Gehirn der Tiere eingelassen werden. Die Aktivität der Gehirnzellen wird über die Elektroden vermessen, dann wird ein Wirkstoff oder eine wirkstofffreie Lösung durch die zuvor eingesetzte Injektionsnadel in das Gehirn gespritzt und eine Minute später erneut die Aktivität der Gehirnzellen gemessen. Am Ende der Versuche wird eine mit Quarz überzogene Eisenelektrode zu den anderen Elektroden im Gehirn geschoben. Durch Anlegen von Strom an dieser Elektrode kommt es zu einer Eisenablagerung im Gehirn. Dies dient der Markierung des Messbereiches. Die Ratten werden getötet und ihr Gehirn in Scheiben geschnitten untersucht.

Vier weitere Ratten werden narkotisiert und ihr Kopf wird in einen stereotaktischen Rahmen gespannt. Den Tieren wird ein Farbstoff ins Gehirn injiziert. Sieben Tage später werden die Ratten erneut narkotisiert. Dann wird das Herz der Tiere freigelegt und durch eine Nadel eine Flüssigkeit durch das Gefäßsystem der Tiere gepumpt, wodurch die Ratten sterben. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), brasilianische Förderer, sowie den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) gefördert.

Bereich: Parkinson-Forschung

Originaltitel: Lateralization in hemiparkinsonian rats is affected by either deep brain stimulation or glutamatergic neurotransmission in the inferior colliculus

Autoren: Liana Melo-Thomas (1,2,3)*, Lars Tacken (1), Nicole Richter (1), Davina de Almeida (4), Catarina Rapôso (4), Silvana Regina de Melo (5), Uwe Thomas (6), Yara Bezerra de Paiva (7), Priscila Medeiros (7,9), Norberto Cysne Coimbra (3,7,8), Rainer Schwarting (1,2)

Institute: (1) Arbeitseinheit Verhaltensneurowissenschaft, Philipps-Universität Marburg, Gutenbergstraße 18, 35032 Marburg, (2) Center for Mind, Brain, and Behavior (CMBB), Marburg, (3) Behavioral Neurosciences Institute (INeC), Ribeirão Preto, São Paulo, Brasilien, (4) Laboratory of Drug Development, Faculty of Pharmaceutical Sciences, University of Campinas, Campinas, São Paulo, Brasilien, (5) Department of Morphological Sciences, State University of Maringá, Maringá, Brasilien, (6) Thomas RECORDING, Gießen, (7) Laboratory of Neuroanatomy and Neuropsychobiology, Department of Pharmacology, Ribeirão Preto Medical School, University of São Paulo (FMRP-USP), Ribeirão Preto, Brasilien, (8) NAP-USP-Neurobiology of Emotions Research Centre (NuPNE), Ribeirão Preto Medical School, University of São Paulo (FMRP-USP), Ribeirão Preto, Brasilien, (9) Laboratory of Neurosciences of Pain & Emotions and Multi-User Centre of Neuroelectrophysiology, Department of Surgery and Anatomy, Ribeirão Preto Medical School, University of São Paulo, Ribeirão Preto, Brasilien

Zeitschrift: eNeuro 2022; 9(4): ENEURO.0076-22.2022

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5613

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken genehmigt. Es werden männliche Mäuse eingesetzt, die zu Beginn der Versuche zwischen 8 und 11 Wochen alt sind und bei der Versuchstierzucht Charles River (Deutschland) gekauft werden. Bis drei Tage vor Beginn der Experimente werden die Mäuse in Gruppen gehalten, danach einzeln, was für die sozialen Tiere allein schon starker Stress ist.

An Tag 1 der Versuche werden die Mäuse in eine Beobachtungskammer gesetzt, deren Boden aus einem Metallgitter besteht. Dann wird ein kleiner Drahtkäfig mit einer männlichen Maus in die Kammer gesetzt. Ein Teil der Mäuse erhält über den Drahtboden einen elektrischen Schock, sobald sie sich dem Drahtkäfig mit dem Artgenossen nähern. Dadurch entwickeln sie nach ein bis drei Versuchsdurchläufen Angst vor Artgenossen und nähern sich dem Drahtkäfig mit der anderen Maus nicht mehr. Andere Mäuse erhalten keine Elektroschocks und dürfen den Artgenossen ungestört erkunden.

Am nächsten Tag wird den Mäusen in ihren gewohnten Käfig jeweils 3 Minuten ein Drahtkäfig mit 6 verschiedenen den Mäusen unbekannten Artgenossen gestellt. Es wird beobachtet, ob und für wie lange sich die Mäuse ihren Artgenossen nähern, und sie untersuchen. Daraus wird auf die Angst der Tiere vor Artgenossen geschlossen und darauf, ob sie diese Angst bei Ausbleiben des Elektroschocks „verlernen“.

An Tag 3 des Versuchs werden die Mäuse erneut für jeweils 3 Minuten mit sechs verschiedenen Artgenossen in Drahtkäfigen konfrontiert. An Tag 32 werden ihnen zweimal jeweils für 3 Minuten Artgenossen in Drahtkäfigen in ihren Heimatkäfig gesetzt.

Ein Teil der Mäuse wird vor den Verhaltensversuchen in Narkose versetzt. Ihr Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Dann werden zwei Kanülen in bestimmte Bereiche ihres Gehirns eingeführt und dort belassen. Vermutlich werden sie am Schädel der Tiere festgeklebt. Nach der Operation werden den Tieren Antibiotika und Schmerzmittel gespritzt.

Durch die Kanülen werden jeweils einem Teil der Tiere verschiedene Wirkstoffe oder eine wirkstofffreie Lösung direkt ins Gehirn injiziert. 10 Minuten oder 2 Stunden später werden die Tiere wie oben beschrieben mit sechs Artgenossen in Drahtkäfigen konfrontiert und beobachtet, ob und wie lange sie ihre Artgenossen erkunden. Anderen Mäusen werden über die Kanülen Viren ins Gehirn injiziert, die entweder so modifiziert sind, dass sie in den Gehirnzellen zu einer vermehrten Bildung eines bestimmten Eiweißstoffs führen oder keine Veränderung hervorrufen. Drei Wochen später werden dann die oben beschriebenen Verhaltenstests durchgeführt, bei denen die Tiere über Elektroschocks Angst vor Artgenossen erlernen.

Zu verschiedenen Zeitpunkten werden die Tiere mit Kohlendioxid betäubt und auf nicht genannte Art getötet. Das Gehirn wird entnommen und untersucht. Bei den Tieren, denen Kanülen ins Gehirn implantiert wurden, wird geprüft, ob diese richtig positioniert waren. Die Daten von Tieren, bei denen dies nicht der Fall war, werden bei der Auswertung nicht berücksichtigt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Bayerische Forschungsstiftung und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Angstverhaltensforschung, Psychologie, Psychiatrie

Originaltitel: HDAC1-mediated regulation of GABA signaling within the lateral septum facilitates long-lasting social fear extinction in male mice

Autoren: Anna Bludau, Inga D. Neumann, Rohit Menon*

Institute: Department of Behavioural & Molecular Neurobiology, Regensburg Center for Neuroscience, Universität Regensburg, Universitätsstraße 31, 93053 Regensburg

Zeitschrift: Translational Psychiatry 2023; 13: 10

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5612

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde des Saarlandes unter den Nummern 02/2015 und 27/2018 genehmigt.

Es werden Mäuse eingesetzt, die genetisch so verändert sind, dass ein bestimmter Eiweißstoff auf ihren roten Blutkörperchen fehlt. In einem Teil der Versuche werden Mäuse eingesetzt, die so gezüchtet wurden, dass ihre roten Blutkörperchen einen Farbstoff enthalten. Die Mäuse werden in Narkose versetzt und es wird durch einen Stich ins Herz das Blut der Tiere entnommen, woran die Tiere sterben. Aus dem Blut werden die roten Blutkörperchen gewonnen.

Weitere Mäuse werden bei der Versuchstierzucht Charles River (Senneville, Kanada) gekauft. Die Mäuse werden narkotisiert und die roten Blutzellen der genetisch veränderten Mäuse werden ihnen in das Venengeflecht hinter dem Auge injiziert. Den Mäusen werden alle zwei bis drei Tage über einen Zeitraum von zwei Wochen Blutproben aus einer Gesichtsvene entnommen. Die Versuche werden mit Mäusen wiederholt, bei denen eine Woche vor der Injektion der roten Blutzellen die Milz entfernt wurde. Dazu werden die Tiere narkotisiert, ihr Bauchraum wird aufgeschnitten, Blutgefäße der Milz werden abgebunden und die Milz entfernt.

Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die National Institutes of Health (USA) gefördert.

Bereich: Molekularbiologie

Originaltitel: Evidence of in vivo exogen protein uptake by red blood cells: a putative therapeutic concept

Autoren: Laura Hertz (1), Daniel Flormann (2), Lutz Birnbaumer (3,4), Christian Wagner (2,5,6), Lars Kaestner (1,2)*

Institute: (1) Bereich Theoretische Medizin und Biowissenschaften, Medizinische Fakultät, Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße 100, 66424 Homburg/Saar, (2) Arbeitsgruppe Dynamics of Fluids, Universität des Saarlandes, Saarbrücken, (3) Institute of Biomedical Research (BIOMED), Catholic University of Argentina, Buenos Aires, Argentinien, (4) Laboratory of Signal Transduction, National Institute of Environmental Health Sciences, Durham, USA, (5) Physics and Materials Science Research Unit, University of Luxembourg, Luxemburg, Luxemburg, (6)* Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät der Universität des Saarlandes, Gebäude 65, 66421 Homburg/Saar

Zeitschrift: Blood Advances 2023; 7(6): 1033-1039

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5611

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer No 07/17 genehmigt. Laut Autoren erfolgt die Genehmigung durch die Ethikkommission der Ärztekammer des Saarlandes, eine offizielle Genehmigungsbehörde wird nicht genannt.

Zehn weißen Neuseeländer Kaninchen bekommen täglich Medikamente verabreicht, die die Gerinnungsneigung des Bluts verringern. Die Gabe erfolgt oral, vermutlich mit einer Schlundsonde und wird bis zum Ende der Versuche fortgesetzt.

Drei Tage nach Beginn der Medikamentengabe werden den Tieren verschiedene sogenannte Flow-Diverter eingesetzt. Dabei handelt es sich um Stents, die zur Behandlung von Aneurysmen (Blutgefäßaussackungen) eingesetzt werden. Jedem Tier werden insgesamt drei solcher Stents eingesetzt, jeweils einer in eine große Arterie rechts und links am Hals, und ein weiterer in eine Baucharterie. Dazu werden die Tiere narkotisiert und bekommen Heparin gespritzt. Die rechte Oberschenkelarterie wird chirurgisch freigelegt und dort eine spezielle Hülse eingesetzt. Über diese Hülse wird ein Katheter bis zu den Adern, in denen die Stents eingebracht werden sollen, vorgeschoben und die Adern werden mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Im Anschluss werden über die Hülse in der Oberschenkelarterie die Stents mittels eines Mikrodrahtes bis zu den jeweiligen Gefäßen geschoben und dort eingesetzt. Nach einer erneuten Untersuchung der Gefäße mit einem bildgebenden Verfahren wird die Oberschenkelarterie zugenäht.

Ein Kaninchen stirbt in Folge der Operation, als Todesursache wird eine zu lange Narkose angegeben. 28 Tage nach der Operation werden die Kaninchen erneut in Narkose versetzt. Es wird wieder ein Katheter in die mit einem Stent versehenen Blutgefäße geschoben und die Gefäße werden mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Den Kaninchen wird das Tötungsmittel Pentobarbital in eine Vene verabreicht. Die Arterien mit den eingepflanzten Stents werden entnommen und untersucht. Bei einem Kaninchen wird ein großes Blutgerinnsel gefunden, das die Halsarterie verengt. Bei einem weiteren Tier ist die rechte Halsarterie aufgrund einer Verformung des Stents vollständig verschlossen.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Wirtschaft und Energie (BMWi) gefördert.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Herz-Kreislauf-Chirurgie, Gefäßforschung

Originaltitel: Vascular response on a novel fibrin-based coated flow diverter

Autoren: Ruben Mühl-Benninghaus (1)*, Frederik Fries (1), Mara Kießling (2), Toshiki Tomori (1), Stefanie Krajewski (3), Andreas Simgen (1), Sabina Bauer (4), Natascha Hey (4), Eduard Brynda (5), Johanka Taborska (5), Tomáš Riedel (5), Wolfgang Reith (1), Giorgio Cattaneo (6), Christoph Brochhausen (2)

Institute: (1) Klinik für Diagnostische und Interventionelle Neuroradiologie, Universitätsklinikum des Saarlandes, Kirrberger Strasse, Gebäude 90, 66424 Homburg/Saar, (2) Institut für Pathologie, Universität Regensburg, Regensburg, (3) Universitätsklinik für Thorax-, Herz- und Gefäßchirurgie, Universitätsklinikum Tübingen, Tübingen, (4) Acandis GmbH, Pforzheim, (5) Institute of Macromolecular Chemistry, Czech Academy of Sciences, Prag, Tschechien, (6) Institut für Biomedizinische Technik (BMT), Universität Stuttgart, Stuttgart

Zeitschrift: Cardiovascular and Interventional Radiology 2022; 45: 236–243

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5610

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken genehmigt. Die weiblichen Ratten der Zuchtlinie Sprague-Dawley werden bei der Versuchstierzucht Charles River Laboratories gekauft. Nach einer Eingewöhnungszeit von 7 Tagen werden sie für 10 Tage mit einem sexuell erfahrenen Männchen zusammen in einem Käfig gehalten, damit sich die Tiere paaren. 18 Tage nach dem vermuteten Beginn der Schwangerschaft werden die weiblichen Ratten einzeln in Käfige gesetzt, die entweder 60 x 40 x 20 cm oder 38 x 22 x 35 cm groß sind.

Am Tag der Geburt wird die Anzahl der Jungtiere pro Wurf auf 8 „reduziert“, vermutlich werden die überzähligen Neugeborenen auf nicht genannte Art getötet. Die Mütter werden in drei Gruppen aufgeteilt. Einer Gruppe werden die Welpen täglich für 15 Minuten weggenommen, einer anderen für 3 Stunden. Bei der dritten Gruppe werden Mütter und Welpen nicht getrennt, sie dient der Kontrolle. Während der Trennung werden die Welpen in einem Käfig mit einer Wärmequelle untergebracht, dann werden sie zurück zu ihren Müttern in den Heimatkäfig gesetzt. Es werden 3 verschiedene Versuche durchgeführt: In Experiment 1 werden die Mütter 7 Tage lang täglich für 15 Minuten oder 3 Stunden von ihren Welpen getrennt; bei einer der Gruppen findet keine Trennung statt. Am ersten und letzten Tag dieses Experiments wird für 10 Minuten auf Video aufgenommen, wie die Mütter auf die Rückgabe ihrer Welpen reagieren. Es wird gemessen, wie viele der Welpen die Mutter in 10 Minuten zu sich holt. Am dritten Tag des Versuchs werden von allen Müttern die Welpen für eine Stunde weggenommen. Die Welpen werden in den Ecken eines neuen Käfigs verteilt. Dann werden die Mütter ebenfalls in den neuen Käfig gesetzt und für 15 Minuten beobachtet, wie lange die Mutter braucht, um alle Welpen zu sich zu holen. Das weitere Schicksal der Ratten wird nicht erwähnt.

In Experiment 2 werden Mütter und Welpen ebenfalls täglich für 15 Minuten, 3 Stunden, oder gar nicht getrennt. Am 7. Tag werden alle Mütter einzeln in eine Versuchsapparatur gesetzt, die aus einem hell erleuchteten Bereich und einem abgedunkelten Bereich besteht, die über eine Öffnung miteinander verbunden sind. Es wird 10 Minuten lang beobachtet, wie sich die Ratten in der Apparatur zwischen den Bereichen bewegen und wie lange sie sich im hellen Bereich aufhalten. Daraus wird auf die Ängstlichkeit der Tiere geschlossen. Einen Tag später werden die Mütter im sogenannten forcierten Schwimmtest getestet. Dazu werden sie in einen Zylinder gesetzt, der so hoch mit Wasser gefüllt ist, dass sie den Boden nicht berühren können. Es wird für 10 Minuten beobachtet, wie lange die Ratten aktiv schwimmen, bevor sie sich treiben lassen. Ratten, die sich vermehrt treiben lassen, wird depressives Verhalten unterstellt. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

In Experiment 3 werden die Ratten ebenso wie in den anderen Experimenten von ihrem Nachwuchs getrennt. Dabei wird an sechs Tagen vor der Entnahme der Welpen und nach ihrer Rückführung zur Mutter beobachtet, wie sich die Mütter um ihre Welpen kümmern, sie putzen und stillen. Die Mütter, die länger von ihren Welpen getrennt waren, putzen sie vermehrt. Zusätzlich werden die Mütter und ihr Nachwuchs täglich gewogen. Am siebten Tag werden die Ratten narkotisiert, ihr Brustkorb wird geöffnet und aus dem Herzen wird Blut entnommen. Dann wird ihnen eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt, die ihr Blut verdrängt. Die Ratten werden geköpft und Gehirn und Nebennieren werden entnommen. Das Schicksal der Welpen wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Verhaltensforschung, Neuroendokrinologie

Originaltitel: Brief versus long maternal separation in lactating rats: consequences on maternal behavior, emotionality, and brain oxytocin receptor binding

Autoren: Luisa Demarchi, Alice Sanson, Oliver J. Bosch*

Institute: Lehrstuhl für Neurobiologie und Tierphysiologie, Regensburg Center for Neuroscience, Universität Regensburg, Universitätsstraße 31, 93053 Regensburg

Zeitschrift: Journal of Neuroendocrinology 2023; 35(7): e13252

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5609

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Gießen unter den Nummern GI 20/28 No. G 74/2020 und GI 20/28 Nr. GI 17/2021 genehmigt. Es werden männliche Ratten aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich) eingesetzt.

Die Tiere werden in Glaskammern gesetzt, in die ein gasförmiges Betäubungsmittel eingeleitet wird. Dann werden die Ratten intubiert und künstlich beatmet. Während des Eingriffs und der Beobachtungsperiode werden die Tiere unter Narkose gehalten.

Den Ratten werden drei Elektroden unter die Haut gestochen, über die ihre Herzfunktion überwacht wird. Über einen in eine Schwanzvene eingeführten Katheter erhalten die Tiere Schmerz- und Beruhigungsmittel als Infusion. In eine Arterie des Schwanzes wird zur Messung des Blutdrucks ein weiterer Katheter eingesetzt. In die linke Halsschlagader wird ein Katheter bis zur linken Herzkammer eingeführt, über den der Blutfluss überwacht wird.

Die Bauchhaut der Tiere wird mit einer Schere aufgeschnitten. Die Bauchhöhle wird mit einem Kauter (Brenneisen) geöffnet. Auf den rechten Leberlappen wird ein Sensor platziert. Eine Dünndarmschlinge wird aus dem Bauchraum gezogen. Um die Schlinge wird ein Silikonschlauch gelegt, der einen weiteren Sensor auf dem Dünndarm befestigt. Dann wird der Darm mit dem Schlauch und dem Sensor zurück in die Bauchhöhle geschoben. Den Ratten wird ein Medikament gespritzt, dass die Blutgerinnung vermindert. Dann wird ein weiterer Katheter in eine im Hals liegende Vene eingesetzt und bis in den rechten Vorhof des Herzens vorgeschoben.

Bei der Hälfte der Ratten wird über den in der Halsvene eingebrachten Katheter eine aus einem Bakterium stammende Substanz verabreicht, die eine starke Immunantwort auslöst. So soll eine Blutvergiftung (septischer Schock) nachgebildet werden. In der Folge erhöht sich der Herzschlag der Ratten und der Blutdruck sinkt.

Im Anschluss werden die Tiere, bei denen der septische Schock ausgelöst oder nicht ausgelöst wurde, in je drei Gruppen unterteilt. Eine Gruppe erhält einen Wirkstoff in geringer, eine Gruppe in einer hohen Menge und die dritte Gruppe eine wirkstofffreie Lösung über die Halsvene verabreicht.

Die Durchblutung von Leber und Darm wird über die Sensoren drei Stunden beobachtet und einmal pro Stunde wird eine Blutprobe entnommen. Dann wird die Konzentration des Narkosemittels erhöht und die Tiere werden über den in die Halsvene eingebrachten Katheter ausgeblutet und damit getötet. Die Arbeiten erhielten keine Förderung.

Bereich: Sepsisforschung, Pharmakologie

Originaltitel: Micro-lightguide spectrophotometry assessment of hepatic and intestinal microcirculation in endotoxemic rats during intravenous treatment with angiotensin II

Autoren: Götz Schmidt, Laurenz Pitz, Melanie Markmann, Emmanuel Schneck, Michael Sander, Christian Koch*, Fabian Edinger

Institute: Klinik für Anästhesiologie, operative Intensivmedizin und Schmerztherapie, Universitätsklinikum Gießen, Justus-Liebig-Universität Gießen, Rudolf-Buchheim-Straße 7, 35392 Gießen

Zeitschrift: European Journal of Pharmaceutical Sciences 2023; 191: 106588

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5608

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Gießen unter den Nummern G71/2018 und GI20/10 No. 21/2017 No.838-GP genehmigt. Die Mäuse werden im Alter von acht Wochen bei der Versuchstierzucht Charles River Laboratories gekauft.

5 Mäusen werden Influenza-Viren in etwas Flüssigkeit in die Luftröhre geträufelt, 5 weiteren Tieren wird Flüssigkeit ohne Viren verabreicht. Fünf Tage nach der Infektion werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet. Die Lungen der Tiere werden mit einer Flüssigkeit gespült, die dann untersucht wird. Die Lungen werden entnommen und untersucht. Im Rahmen der Lungenentzündung wird bei den infizierten Tieren dabei unter anderem eine Verdickung der Wände der Lungenbläschen festgestellt.

In einem weiteren Versuchsteil werden die Mäuse ebenso infiziert und vor der Infektion sowie 3, 4, 5, 7, 8 und 9 Tage nach der Infektion die Lungen gespült. Vermutlich werden sie dafür getötet. Weitere Mäuse werden auf nicht genannte Art getötet, ihre Lungen herausgeschnitten und in dünne Scheiben geschnitten in einem Nährmedium kultiviert.

Die Versuche werden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Von Behring-Röntgen-Stiftung, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), The Cardio-Pulmonary Institute und das Hessische Ministerium für Wissenschaft und Kunst gefördert.

Bereich: Infektionsforschung, Virologie, Lungenforschung

Originaltitel: Influenza virus decreases albumin uptake and megalin expression in alveolar epithelial cells

Autoren: Andrés Alberro-Brage (1,2,3,4), Vitalii Kryvenko (1,2,3,4), Christina Malainou (1,2,3,4), Stefan Günther (5), Rory E. Morty (1,2,3,5,6), Werner Seeger (1,2,3,4,5), Susanne Herold (1,2,3,4), Christos Samakovlis (1,2,3,4,7), István Vadász (1,2,3,4)*

Institute: (1) Medizinische Klinik und Poliklinik II, Universitätsklinikum Gießen, Justus Liebig Universität Gießen, Universities of Giessen and Marburg Lung Center (UGMLC), Klinikstraße 33, 35392 Gießen, (2) Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Gießen, (3) The Cardio-Pulmonary Institute (CPI), Gießen, (4) Institute for Lung Health (ILH), Gießen, (5) Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (6) Abteilung für Translationale Pneumologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (7) Science for Life Laboratory, Department of Molecular Biosciences, The Wenner-Gren Institute, Stockholm University, Stockholm, Schweden

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2023; 14: 1260973

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5607

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung Oberbayern unter der Nummer ROB-55.2-2532.Vet_02-18-103 genehmigt. Die Fledermäuse stammen aus der Zucht des Departments Biologie II (mittlerweile aufgelöst) der Ludwig-Maximilians-Universität München in Martinsried. Die Tiere werden in einem künstlichen Tag-Nacht-Rhythmus von 12 Stunden Dunkelheit und 12 Stunden Licht gehalten, der so gelegt wurde, dass die bei Dunkelheit auftretende aktive Phase der Tiere am Tag stattfindet. Die Versuche finden am Lehrstuhl für Zoologie der Technischen Universität München in Freising statt.

Die Fledermäuse werden in Narkose versetzt. Die Haut und die Muskeln auf dem Schädel werden aufgeschnitten und zur Seite geschoben. Ein kleines Metallrohr wird auf dem Schädel festgeklebt. Oberhalb eines für das Hören zuständigen Bereichs des Gehirns wird ein Loch in den Schädel gebohrt und ein Loch in die Hirnhaut gestochen. Da später beide Gehirnhälften vermessen werden, werden bei jedem Tier vermutlich zwei Löcher in den Schädel gebohrt. Alle 1,5 Stunden werden Narkosemittel nachdosiert. Nach der Operation erhalten die Fledermäuse 4 Tage Schmerzmittel und Antibiotika.

Für die Versuche, die in einer schalldichten Kammer stattfinden, werden die Tiere erneut in Narkose versetzt. Durch die in den Schädel gebohrten Löcher werden Elektroden in das Gehirn der Tiere geschoben. Dazu werden sie vermutlich über das am Schädel festgeklebte Rohr fixiert. Den Tieren werden verschiedene Töne vorgespielt und die Reaktion der Gehirnzellen wird über die Elektroden gemessen. Den Fledermäusen werden außerdem zwei verschiedene künstliche erzeugte Schall-Echos vorgespielt, die laut den Autoren den Echos ähneln sollen, welche Fledermäuse bei der Echo-Ortung von Büschen oder größeren Pflanzen wahrnehmen. Die beiden Echos werden den Tieren mehrfach in zwei verschiedenen Abfolgen über Kopfhörer vorgespielt. Die Messungen am Gehirn der Fledermäuse dauern jeweils bis zu 5 Stunden und werden bis zu dreimal pro Woche durchgeführt, wobei zwischen den einzelnen Messtagen mindestens ein Tag ohne Messung liegt.

Nachdem die Tiere acht Wochen lang für die Experimente verwendet wurden, wird ihnen ein Farbstoff in das Gehirn gespritzt. Dann wird ihnen ein Tötungsmittel injiziert, ihr Brustkorb wird aufgeschnitten und eine konservierende Flüssigkeit wird in ihr Herz gepumpt. Das Gehirn wird entnommen und in feine Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Tierphysiologie, Hirnforschung

Originaltitel: Object-specific adaptation in the auditory cortex of bats

Autoren: Jan D. Pastyrik*, Uwe Firzlaff

Institute: Lehrstuhl für Zoologie, TUM School of Life Sciences, Technische Universität München, Liesel-Beckmann-Str. 4, 85354 Freising Weihenstephan

Zeitschrift: Journal of Neurophysiology 2022; 128(3): 556-567

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5606

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer Behörde in Tübingen unter der Nummer #1341 genehmigt. Bei den Schweinen handelt es sich um sogenannte Bretoncelles-Meishan-Willebrand Schweine, welche über eine im Vergleich zu normalen Schweinen verringerte Blutgerinnungsneigung verfügen, wodurch sie dem Menschen ähnlicher sein sollen. Die Schweine sind 0,9 bis 1,4 Jahre alt, wiegen zwischen 50 und 78 kg und werden vom Hopital Lariboisière in Paris (Frankreich) gekauft. Die Tiere werden am Tierforschungszentrum Oberberghof in Ulm gehalten. 18 Schweine werden in Narkose versetzt.

Die Tiere werden künstlich beatmet und es wird ein Schlauch in ihren Magen eingeführt. Über einen Blasenkatheter wird der Urin der Tiere gesammelt. Über eine Sonde im Mastdarm die Temperatur der Tiere überwacht. Katheter (Plastikschläuche) werden in eine Halsvene und eine Oberschenkelarterie eingesetzt, über die der Blutdruck gemessen wird. Am anderen Oberschenkel wird ebenfalls ein Katheter gesetzt, der dazu dient, innerhalb von 30 Minuten 30% des Bluts der Schweine abzulassen und aufzufangen. Dann werden alle 15 Minuten 50 ml Blut entnommen oder aber zurück in den Blutkreislauf der Tiere gegeben, um den Blutdruck für 3 Stunden konstant bei 40 mmHg zu halten.

2 Stunden nach dem Beginn des durch Blutverlust herbeigeführten Blutungsschocks wird einem Teil der Tiere über einen Zeitraum von 25 Stunden die Chemikalie Natriumthiosulfat verabreicht. Nach drei Stunden wird den Schweinen das zuvor aufgefangene Blut und weitere Flüssigkeit intravenös verabreicht. Es wird so viel Flüssigkeit verabreicht, dass der Blutdruck wieder auf normale Werte steigt.

Ein Schwein fällt bereits vor dem Herbeiführen des Blutungsschocks aus. Ob es stirbt oder getötet wird, wird nicht erwähnt. Von den 17 verbleibenden Schweinen sterben 3 Schweine während des weiteren Versuchs bzw. werden getötet, zwei wegen Lungenversagen, eines weil der Blutdruck plötzlich abfällt.

Die verbliebenen Tiere werden – noch immer unter Narkose – 68 Stunden nach Herbeiführen des Blutungsschocks durch eine Kaliumchlorid-Injektion getötet. Die Lungen und Nieren werden entnommen und untersucht. Zusätzlich werden Lungen- und Nierengewebe von zwei weiteren Schweinen verwendet, bei welchen kein Blutungsschock ausgelöst wurde.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Bundesministerium der Verteidigung gefördert.

Bereich: Intensivmedizin, Schockforschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: The H2S donor sodium thiosulfate (Na2S2O3) does not improve inflammation and organ damage after hemorrhagic shock in cardiovascular healthy swine

Autoren: David Alexander Christian Messerer (1,2)*, Holger Gaessler (3), Andrea Hoffmann (1), Michael Gröger (1), Kathrin Benz (1), Aileen Huhn (1), Felix Hezel (1), Enrico Calzia (1), Peter Radermacher (1), Thomas Datzmann (1,4)

Institute: (1) Anästhesiologische Pathophysiologie und Verfahrensentwicklung, Universitätsklinikum Ulm, Helmholtzstraße 8/1, 89081 Ulm, (2) Transfusionsmedizinische und Hämostaseologische Abteilung, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (3) Klinik für Anästhesiologie, Intensivmedizin, Schmerztherapie und Notfallmedizin, Bundeswehrkrankenhaus Ulm, Ulm, (4) Klinik für Anästhesiologie und Intensivmedizin, Universitätsklinikum, Ulm

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2022; 13: 901005

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5605

Versuchsbeschreibung: Die Versuche in Ulm werden durch eine nicht genannte Behörde genehmigt. Ein Teil der Versuche wird in Italien durchgeführt und dort genehmigt.

Es werden verschiedene genetisch veränderte und nicht veränderte Mäuse eingesetzt; ein Teil der Mäuse wird durch Zucht aus zwei genetisch veränderten Mausstämmen erhalten. Die genetischen Veränderungen betreffen Gene, die beim Menschen mit Autismus in Verbindung stehen.

Die genetisch veränderten Mäuse werden im Alter von 8 bis 12 Wochen in verschiedenen Verhaltenstests untersucht:

- Die Mäuse werden einzeln in einen neuen Käfig gesetzt. Sie erhalten etwas Material zum Nestbau. Am nächsten Morgen wird die Qualität des Nests bewertet.

- Die Mäuse werden einzeln in neue Käfige gesetzt, in denen sich Einstreu befindet, auf welchem 12 Murmeln liegen. Nach 30 Minuten wird gezählt, wie viele der Murmeln die Tiere zu mindestens 2/3 im Einstreu vergraben haben. Daraus wird auf die Angst der Tiere vor unbekannten Objekten geschlossen.

- Die Mäuse werden einzeln in eine Versuchsapparatur gesetzt, in die die aus drei Kammern besteht. In zwei Kammern wird jeweils eine ihr unbekannte Maus in einen Drahtkäfig gesetzt. Es wird beobachtet, in welcher Kammer sich die Maus wie lange aufhält und wie lange sie an den fremden Mäusen riechen.

- Männlichen Mäusen wird in ihrem Heimatkäfig ein Baumwolllappen mit etwas Urin einer paarungsbereiten weiblichen Maus verwendet, was anhand eines vaginalen Abstrichs bestätigt wird. Die Lautäußerungen der männlichen Tiere werden aufgenommen und untersucht.

- Zu einer männlichen Maus wird eine paarungsbereite weibliche Maus gesetzt. Die Tiere werden 3 Minuten lang beobachtet und ihre Lautäußerungen aufgenommen und untersucht. Ein Teil der genetisch veränderten Tiere zeigt kein Interesse an der weiblichen Maus und reagiert aggressiv.

- An vier aufeinander folgenden Tagen werden 3 bis 4 Futterstücke (Froot Loops von Kellogs) gelegt. Dann erhalten die Tiere 20 Stunden lang keine Nahrung, bevor sie in einen neuen Käfig mit Einstreu gesetzt werden. Im Einstreu werden in 3 cm Tiefe 4 Froot Loops versteckt. Dann wird untersucht, wie lange die Mäuse brauchen, um die Froot Loops zu finden und auszugraben.

- Mäuse werden einzeln in Käfigen gefilmt, in denen sich nichts befindet als etwas Einstreu. Das Filmmaterial wird auf repetitive Verhaltensweisen untersucht. Ein Teil der genetisch veränderten Mäuse putzt sich zwanghaft, was zum Teil zu Verletzungen und Wunden der Haut führt. Außerdem versucht ein Teil der Tiere minutenlang an den glatten Wänden des Käfigs hinaufzuklettern, was als hyperaktives Verhalten bewertet wird.

- Die Mäuse werden einzeln in eine 50 x 50 cm große „Arena“ gesetzt. Die Bewegung der Tiere wird für 30 Minuten gefilmt und bestimmt, wie lange die Tiere sich im Zentrum oder an ihrem Rand aufhalten. Daraus werden Rückschlüsse auf die Ängstlichkeit der Tiere gezogen.

- Die Tiere werden einzeln in ein sogenanntes „Plus-Labyrinth“ gesetzt, welches aus zwei sich kreuzenden Stegen in 60 cm Höhe besteht. Zwei der „Arme“ des Labyrinths verfügen über Seitenwände, die anderen beiden nicht. Die Bewegung der Mäuse im Labyrinth wird beobachtet und geprüft, ob sich die Tiere bevorzugt in den Bereichen mit Wänden aufhalten. Auch daraus wird auf Ängstlichkeit geschlossen.

- Die Tiere werden in ein Y-förmiges Labyrinth gesetzt und für 5 Minuten gefilmt.

- Den Mäusen wird ein Stück Filterpapier in den Käfig gelegt, welches entweder mit Wasser oder mit dem Urin eines männlichen oder weiblichen Tiers befeuchtet wird. Es wird gemessen, wie lange die Mäuse an dem Filterpapier riechen.

- Die Tiere werden auf eine runde Scheibe von 1 Meter Durchmesser gesetztmit 20 Löcher. Unter einem der Löcher befindet sich eine „Fluchtbox“, die die Mäuse finden und in die sie klettern sollen. Die Mäuse werden 4 Tage lang viermal täglich darauf trainiert, die Box zu finden. Dann wird im eigentlichen Versuch die „Fluchtbox“ entfernt und beobachtet, wie die Tiere nach ihr suchen.

Ein Teil der Tiere wird narkotisiert. Dann wird ihr Kopf in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt, die Kopfhaut wird aufgeschnitten und der Schädel freigelegt. Mit einem Stahlbohrer werden Löcher von 0,5 mm Durchmesser in den Schädel gebohrt. Durch die Löcher werden Viren in verschiedene Bereiche des Gehirns injiziert. Die Viren schalten bestimmte Eiweißstoffe aus und enthalten einen Farbstoff. Sechs Wochen danach werden die Mäuse mit den oben skizzierten Verhaltenstests untersucht.

Einem Teil der Mäuse wird eine Substanz entweder einmal oder jeweils einmal täglich an fünf Tagen in die Bauchhöhle gespritzt. 30 Minuten nach der letzten Injektion werden die Tiere in der Versuchsapparatur mit den drei Kammern getestet. Am Ende der Versuche werden die Mäuse getötet. Dazu wird ihnen eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Else Kröner-Fresenius-Stiftung, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Europäische Union, die European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations (EFPIA), die Organisation Autism Speaks (USA), die Organisation Autistica (Großbritannien) und die Simons Foundation Autism Research Initiative (SFARI, USA) gefördert.

Bereich: Psychiatrie, Neuropathologie, Autismus-Forschung

Originaltitel: Shank2/3 double knockout-based screening of cortical subregions links the retrosplenial area to the loss of social memory in autism spectrum disorders

Autoren: Débora Garrido (1,2), Stefania Beretta (3), Stefanie Grabrucker (1), Helen Friedericke Bauer (1,2), David Bayer (2,4), Carlo Sala (5), Chiara Verpelli (5), Francesco Roselli (3,4), Juergen Bockmann (1), Christian Proepper (1), Alberto Catanese (1,3), Tobias M. Boeckers (1)*

Institute: (1) Institut für Anatomie und Zellbiologie, Universität Ulm, Albert-Einstein-Allee 11, 89069 Ulm, (2) International Graduate School in Molecular Medicine, Universität Ulm, Ulm, (3) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Standort Ulm, Ulm, (4) Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (5) Consiglio Nazionale delle Ricerche (CNR), Institute for Neuroscience, Mailand, Italien

Zeitschrift: Molecular Psychiatry 2022; 27: 4994-5006

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5604

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine Landesbehörde in Sachsen unter der Nummer TVV 42/2018 genehmigt. Es werden 40 Ratten eingesetzt, die so gezüchtet wurden, dass sie unter Übergewicht, Bluthochdruck und erhöhten Blutzucker leiden (ZSF1-Ratten). Als Kontrolltiere dienen 25 nicht-übergewichtige Ratten. Die Ratten werden bei der Versuchstierzucht Charles River gekauft.

Im Alter von 20 Wochen werden 10 übergewichtige und 10 nicht übergewichtige Ratten in Narkose versetzt und ihr Herz wird mit Ultraschall untersucht. Dabei werden bei den übergewichtigen Tieren Veränderungen des Herzmuskels festgestellt. In einer weiteren Untersuchung wird den Ratten ebenfalls unter Narkose durch die Halsschlagader ein Katheter bis in die linke Herzkammer vorgeschoben und dort der Blutdruck bestimmt. Dann werden die Tiere durch beidseitige Stiche in den Brustkorb getötet und Muskeln aus den Unterschenkeln herausgeschnitten. Die Muskeln werden in eine Nährlösung gelegt und über eine Elektrode elektrisch stimuliert, um so die Muskelkraft zu messen.

Die verbleibenden Ratten werden in Gruppen aufgeteilt, die entweder normales Futter oder Futter, dem ein zu testender Wirkstoff beigefügt wurde, erhalten. Die Ratten werden nach 4, 8 und 12 Wochen in Narkose versetzt und ihr Herz wird mit Ultraschall untersucht. Dann wird ein Katheter in die Halsschlagader eingeführt und der Blutdruck im Herzen untersucht. Im Anschluss werden die Tiere getötet, Muskeln und Proben weiterer Organe sowie der Halsschlagader werden entnommen und untersucht. Die ZSF1-Ratten wiegen zu diesem Zeitpunkt mehr als doppelt so viel wie die Tiere der Kontrollgruppe.

Ähnliche Versuche werden mit mindestens 24 gesunden Ratten eines anderen Stamms durchgeführt, welche für 12 Wochen entweder mit der Testsubstanz versetztes Futter oder normales Futter erhalten. Zusätzlich werden genetisch veränderte Mäuse eingesetzt. Die Tiere werden im Alter von 10 Wochen auf nicht genannte Art getötet, Muskelgewebe wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Leducq Foundation (Frankreich), die Europäische Union und das Deutsche Zentrum für Herz Kreislauf Forschung gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Targeting MuRF1 by small molecules in a HFpEF rat model improves myocardial diastolic function and skeletal muscle contractility

Autoren: Volker Adams (1,2)*, Antje Schauer (1), Antje Augstein (1), Virginia Kirchhoff (1), Runa Draskowski (1), Anett Jannasch (3), Keita Goto (1), Gemma Lyall (4), Anita Männel (1), Peggy Barthel (1), Norman Mangner (1), Ephraim B. Winzer (1), Axel Linke (1,2), Siegfried Labeit (5,6)*

Institute: (1) Labor für experimentelle und molekulare Kardiologie, Universitätsklinik an der Technischen Universität Dresden, Herzzentrum Dresden, Fetscherstraße 76, 01307 Dresden, (2) Dresden Cardiovascular Research Institute and Core Laboratories GmbH, Dresden, (3) Klinik für Herzchirurgie, Universitätsklinik an der Technischen Universität Dresden, Herzzentrum Dresden, Dresden, (4) School of Biomedical Sciences, University of Leeds, Leeds, Großbritannien, (5) Myomedix GmbH, Neckargemünd, (6) Deutsches Zentrum für Herz Kreislauf Forschung (DZHK), Standort Heidelberg/Mannheim, Mannheim

Zeitschrift: Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle 2022; 13: 1565-1581

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5603

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Landesdirektion Sachsen unter der Nummer 25-5131/354/28 am 28.07.2016 genehmigt. Eine Kontrollgruppe von Tieren, bei der die Nebennieren entfernt werden sollen, ohne dass Nebennierenzellen transplantiert werden, wird aufgrund der Schwere der erwartbaren Belastung, bei der erfahrungsgemäß 85 – 95 % der Tiere sterben, nicht genehmigt. Von frisch getöteten ca. sechs Monate alten Schweinen nicht genannter Herkunft werden die Nebennieren entnommen und daraus Zellen isoliert, aus denen im Labor Organoide (dreidimensionale Zellkulturen) gezüchtet werden.

Die 32 weiblichen Mäuse, die unter erblich bedingt an einer schweren Immunschwäche leiden, werden im Alter von 8 Wochen bei der Versuchstierzucht Charles River Laboratory gekauft. 28 der Mäuse werden in Narkose versetzt. Die Haut auf dem Rücken der Tiere wird längst aufgeschnitten. Ausgehend von diesem Schnitt wird seitlich die Bauchhöhle auf 1 cm Länge aufgeschnitten und Nebenniere entfernt. Die Nierenkapsel wird angeritzt und teilweise von der Niere gelöst, so dass sich eine Tasche bildet. In diese Taschen werden dann die zuvor kultivierten Nebennierenzellen der Schweine gegeben. Dabei werden die Mäuse in unterschiedliche Gruppen unterteilt, die entweder einzelne oder in Organoidform kultivierte Zellen oder in einem Gel verkapselte Organoide erhalten. Im Anschluss wird dieser Eingriff auf der anderen Seite wiederholt, so dass beide Nebennieren entfernt werden. Dann werden die Bauchhöhle und die Rückenhaut zugenäht. An den folgenden 7 Tagen wird den Mäusen ein Glucocorticoid in die Bauchhöhle gespritzt, welches den durch die Entfernung der Nebennieren verursachten Kortisol-Mangel ausgleichen soll. Nach der Operation verlieren die Tiere Gewicht, während die Tiere der Kontrollgruppe, welche nicht operiert wurden, im selben Zeitraum zunehmen.

Am 11., 21. und 31. Tag nach der Operation wird den Mäusen ein Hormon in die Bauchhöhle gespritzt. 30 Minuten später wird Blut aus der Schwanzspitze entnommen. Vermutlich wird dazu die Schwanzspitze abgeschnitten. Zwei Tiere sterben innerhalb des Beobachtungszeitraums von 31 Tagen an Nebennierenunterfunktion.

31 Tage nach der Operation werden die überlebenden Mäuse auf nicht genannte Art getötet. Es wird versucht, die zuvor transplantierten Schweine-Zellen wiederzufinden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die TransCampus Initiative (TU Dresden und King’s College London) und den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) gefördert.

Bereich: Xenotransplantationsforschung, Tissue Engineering, Biomedizinische Technik, Hormonforschung

Originaltitel: Transplantation of porcine adrenal spheroids for the treatment of adrenal insufficiency

Autoren: Maria Malyukov (1)*, Evgeny Gelfgat (1), Gerard Ruiz-Babot (1), Janine Schmid (1), Susann Lehmann (1), Giatgen Spinas (2), Felix Beuschlein (3), Constanze Hantel (1,3), Nicole Reisch (4), Peter P. Nawroth (5), Stefan R. Bornstein (1,6), Charlotte Steenblock (1), Barbara Ludwig (1,3,7,8)

Institute: (1) Medizinische Klinik und Poliklinik III, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Fetscherstraße 74, 01307 Dresden, (2) Universitätsspital Zürich, Zürich, Schweiz, (3) Klinik für Endokrinologie, Diabetologie und Klinische Ernährung, Universitätsspital Zürich, Zürich, Schweiz, (4) Medizinische Klinik IV, Klinikum der Universität München, München, (5) Medizinische Fakultät Heidelberg, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (6) Faculty of Life Sciences & Medicine, School of Cardiovascular and Metabolic Medicine and Sciences, King’s College London, London, Großbritannien, (7) Paul-Langerhans-Institut des Helmholtz Zentrum München am Universitätsklinikum Carl Gustav Carus der Technischen Universität Dresden, Dresden, (8) CRTD Zentrum für Regenerative Therapien TU Dresden, Technische Universität Dresden, Dresden

Zeitschrift: Xenotransplantation 2023; 30: e12819

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5602

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz, Nordrhein-Westfalen und die Regierung von Unterfranken genehmigt. Gentechnisch veränderte Mäuse, denen verschiedene Immunzellen fehlen, werden bei der Versuchstierzucht Jackson Laboratories (Bar Harbor, USA) gekauft. Andere gentechnisch veränderte oder genetisch nicht veränderte Mäuse werden bei Charles River Laboratories (Sulzfeld) gekauft.

Ein Teil der Tiere wird narkotisiert und die Haut am Hals wird aufgeschnitten, so dass die Arterien, die den Kopf mit Blut versorgen, freigelegt werden. Zwei Arterien werden abgebunden und durch einen Schnitt in ein Gefäß wird ein Faden eingeführt und so weit vorgeschoben, bis er eine das Gehirn versorgende Arterie verstopft. Dies soll einen Schlaganfall nachahmen. 60 Minuten später werden die Mäuse erneut narkotisiert und der Faden gezogen, so dass der zuvor nicht ausreichend mit Sauerstoff versorgte Teil des Gehirns wieder durchblutet wird. Die Operation wird ausschließlich an männlichen Tieren durchgeführt, um geschlechtsspezifische Unterschiede zu vermeiden.

Einem Teil der Mäuse wird eine Stunde vor der Operation einer von zwei verschiedenen Substanzen in etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt. Anderen Mäusen werden die Substanzen eine und drei Stunden nach der Operation gespritzt. Für Mäuse die lange genug nach der Operation leben, wird die Injektion der Substanzen in die Bauchhöhle alle zwei Tage wiederholt.

Die durch den Gefäßverschluss verursachten neurologischen Schäden werden nach einen Punkte Schema bewertet. Tiere, die in diesem Punkteschema zu schlecht abschneiden, werden aus dem Versuch „ausgeschlossen“, also wahrscheinlich getötet.

Von 451 Mäusen, bei denen die Operation durchgeführt wird, werden 62 Mäuse (14 %) „aus dem Versuch genommen“ oder versterben von selbst. Griffstärke und Motorik der verbleibenden Tiere werden getestet. Dazu werden sie an ein horizontales Seil, das sich 40 cm über dem Boden befindet, gehängt. Beobachtet wird dann, ob die Maus sich an dem Seil hochziehen kann, ob sie an Vorder- und Hinterpfoten oder nur an den Vorderpfoten am Seil hängt, oder ob sie sich nicht halten kann und abstürzt. In einem anderen Test werden die Mäuse auf eine Stange gesetzt, die sich um die eigene Achse dreht. Wenn die Tiere herunterfallen, werden sie erneut auf die Stange gesetzt. Gemessen wird, wie oft die Tiere in einer Minute von der Stange fallen.

Am Ende der Versuche werden die Mäuse narkotisiert, ihr Brustkorb wird aufgeschnitten und über eine Nadel wird eine konservierende Flüssigkeit in den Blutkreislauf gepumpt, welche das Blut verdrängt, wodurch die Tiere sterben. Das Gehirn der getöteten Tiere wird entnommen und in feine Streifen geschnitten untersucht.

In einem weiteren Versuchsteil werden Mäusen, denen Immunzellen fehlen, Milzzellen von Mäusen mit einem intakten Immunsystem injiziert. Wie diese Milzzellen gewonnen werden und wie viele Mäuse dazu „verwendet“ werden, wird nicht erwähnt. Die Mäuse werden 1 oder 5 Tage nach der Injektion getötet. Weiteren Mäusen, denen Immunzellen fehlen, werden verschiedene Immunzellen in eine Schwanzvene injiziert, welche zum Teil zuvor mit einem Antikörper behandelt wurden. Auch hier wird nicht erwähnt, wie viele Tiere zur Herstellung der Immunzellen „verwendet“ werden. Anderen Mäusen wird Flüssigkeit ohne Immunzellen injiziert. Ein Teil der Mäuse, die Immunzellen erhalten haben, wird 24 Stunden nach der Injektion wie oben beschrieben operiert und eine Arterie, die das Gehirn versorgt, wird für 60 Minuten mit einem Faden verstopft. Die Griffstärke der Mäuse wird wie oben beschrieben bestimmt, und die Tiere werden 24 Stunden nach der Operation getötet und ihr Gehirn wird untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung Münster gefördert.

Bereich: Schlaganfallforschung, Neuroimmunologie

Originaltitel: Impact of NKG2D signaling on natural killer and T-cell function in cerebral ischemia

Autoren: Christina David (1)*, Tobias Ruck (2), Leoni Rolfes (2), Stine Mencl (1), Peter Kraft (3,4), Michael K. Schuhmann (4), Christina B. Schroeter (2), Robin Jansen (2), Friederike Langhauser (1), Anne K. Mausberg (1), Anke C. Fender (5), Sven G. Meuth (2), Christoph Kleinschnitz (1)

Institute: (1) Klinik für Neurologie und Center for Translational Neuro- and Behavioral Sciences (C-TNBS) Universitätsmedizin Essen, Universität Duisburg-Essen (UDE), Hufelandstraße 55, 45147 Essen, (2) Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Düsseldorf (UKD), Medizinische Fakultät, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (3) Fachabteilung für Neurologie, Klinikum Main-Spessart, Lohr am Main, (4) Neurologische Klinik und Poliklinik, Universitätsklinikum Würzburg (UKW), Würzburg, (5) Institut für Pharmakologie, Universitätsmedizin Essen, Universität Duisburg-Essen, Essen

Zeitschrift: Journal of the American Heart Association 2023; 12(12): e029529

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5601

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westphalen unter der Nummer AZ 81-02.04.2018.A084 genehmigt. Die Mäuse werden bei der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich) gekauft und im Zentralen Tierlaboratorium der Universitätsmedizin Essen gehalten. Es werden nur weibliche Mäuse eingesetzt, die zu Beginn der Versuche 8 bis 12 Wochen alt sind.

Um eine akute allergische Erkrankung der Atemwege hervorzurufen, werden Mäuse in Narkose versetzt. Ihnen wird ein aus den Körpern von Hausstaubmilben gewonnener Extrakt in etwas Flüssigkeit in die Nase geträufelt. Eine Woche später werden die Mäuse an 5 aufeinander folgenden Tagen narkotisiert und ihnen wird erneut Milbenextrakt in etwas Flüssigkeit in die Nase geträufelt. An vier dieser Tage wird den Tieren außerdem eine Testsubstanz verabreicht, welche ein aus dem Bakterium Helicobacter pylori gewonnenes Zellgift ist. Einer Gruppe der Mäuse wird dieses Zellgift in etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt, eine andere Gruppe erhält es oral, vermutlich per Schlundsonde. Bei der letzten Gruppe wird die Substanz in die Luftröhre eingebracht. Die Mäuse werden 13 Tage nach der ersten Verabreichung des Milbenextrakts auf nicht genannte Weise getötet.

In einem weiteren Versuchsteil soll eine chronische Atemwegserkrankung nachgebildet werden. Dazu wird den Mäusen ebenfalls zunächst unter Narkose der Extrakt aus Hausstaubmilben in die Nase geträufelt, was 7, 8, 9, 10 und 11 Tage später wiederholt wird. In den kommenden 6 - 10 Wochen (lässt sich nicht genau sagen, wegen unklarer Angaben) wird den Mäusen zweimal pro Woche entweder der Extrakt oder etwas Flüssigkeit in die Luftröhre geträufelt, wozu sie narkotisiert werden müssen. 66, 67 und 68 Tage nach der ersten Extraktgabe werden die Mäuse narkotisiert und ihnen wird das zu testende Zellgift in die Bauchhöhle gespritzt. Bei einem Teil der Tiere erfolgt die Injektion des Zellgifts zusätzlich bereits an Tag 39, 40 und 41 nach der ersten Gabe des Milben-Extrakts. An Tag 70 werden alle Tiere dieses Versuchsteils getötet. Weiteren Mäusen wird das zu testende Zellgift in etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt. Die Tiere werden 24 oder 48 Stunden nach der Injektion getötet.

Von den getöteten Tieren werden verschiedene Organe und Lymphknoten entnommen und/oder es werden Lungenspülungen durchgeführt. An Lungenproben wird das Ausmaß und die Verbreitung der durch das Milbenextrakt hervorgerufenen Entzündung untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die National Institutes of Health (NIH, USA) und das Department of Veteran Affairs (USA) gefördert.

Bereich: Asthmaforschung, Allergieforschung, Lungenforschung

Originaltitel: Therapeutic properties of Helicobacter pylori-derived vacuolating cytotoxin A in an animal model of chronic allergic airway disease

Autoren: Jonas Raspe (1)*, Mona S. Schmitz (1), Kimberly Barbet (1), Georgia C. Caso (2), Timothy L. Cover (2,3), Anne Müller (4), Christian Taube (1), Sebastian Reuter (1)

Institute: (1) Forschungsgruppe Experimentelle Pneumologie, Klinik für Pneumologie, Universitätsmedizin Essen - Ruhrlandklinik, Tüschener Weg 40, Essen 45239, (2) Vanderbilt University Medical Center, Nashville, USA, (3) Veterans Affairs Tennessee Valley Healthcare System Nashville, Nashville, USA, (4), Institute of Molecular Cancer Research, Universität Zürich, Zürich, Schweiz

Zeitschrift: Respiratory Research 2023; 24: 178

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5600

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) genehmigt. Es werden Mäuse, in deren Erbgut ein menschliches Gen eingesetzt wurde, bei der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory gekauft. Durch diese gentechnische Veränderung kommt es bei ihnen zur Produktion einer mutierten Form des Proteins alpha-Synuclein, welches mit Parkinson assoziiert ist. Die Mäuse entwickeln ab einem Alter von acht Monaten zunehmend motorische Symptome wie Bewegungseinschränkungen, teilweisen Lähmungen, Zittern und der Unfähigkeit zu stehen. Die transgenen Tiere werden mit nicht gentechnisch veränderten Mäusen verpaart, um Tiere mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalten. Diese Tiere entwickeln ähnliche Symptome wie ihre transgenen Elterntiere, aber erst ab einem Alter von 22 Monaten.

Im Alter zwischen sechs und acht Wochen wird ein Teil der Mäuse narkotisiert. Die rechte Halsschlagader wird durch Aufschneiden der Haut am Hals freigelegt und abgebunden. Durch einen Einschnitt in der Arterie wird ein Faden in das Gefäß geschoben, bis er eine der das Gehirn versorgenden Arterien verstopft. Der Faden wird für 30 Minuten dort belassen, wodurch es zu einer Minderversorgung von Teilen des Gehirns kommt. Dann wird der Faden entfernt und die Schlagader sowie die Haut werden vernäht. Andere Mäuse werden ebenso operiert, nur wird bei ihnen kein Faden in die Arterie geschoben; sie dienen der Kontrolle.

Der Gesundheitszustand der Mäuse wird täglich kontrolliert und dreimal in der Woche wird beobachtet, ob die Mäuse neurologische Ausfälle wie Störungen der Bewegungsabläufe, verlangsamte Bewegungen, erhöhte Müdigkeit oder Lähmungserscheinungen entwickeln. Drei, sechs und zwölf Monate nach der Operation wird die Motorik der Mäuse im sogenannten Rotarod-Test bewertet. Dazu werden die Tiere für bis zu 5 Minuten auf eine Stange gesetzt, die sich mit zunehmender Geschwindigkeit um ihre Achse dreht. Gemessen wird die Zeitspanne, in der sich die Mäuse auf der Stange halten können, bevor sie herunterfallen. Der Test wird mit jeder Maus viermal im Abstand von jeweils 5 Minuten durchgeführt. Dabei wird beobachtet, dass die Tiere, deren gehirnversorgende Arterie mit einem Faden verschlossen wurde, 3 und 6 Monate nach der Operation früher herunterfallen als ihre nur zum Schein operierten Artgenossen. 14, 30, 90, 180 und 360 Tage nach der Operation werden jeweils mindestens 16 Tiere mit einer Überdosis Narkosemittel narkotisiert. Dann wird ihnen der Brustkorb aufgeschnitten und über eine in ihr Herz gestochene Nadel eine konservierende Flüssigkeit in den Blutkreislauf gepumpt. Während dieses Eingriffs sterben die Tiere. Ihr Gehirn wird entnommen und entweder in feine Scheiben geschnitten untersucht oder für weitere Untersuchungen verflüssigt. Dabei wird festgestellt, dass in den durch Sauerstoffmangel geschädigten Gehirnhälften 14 Tage nach der Operation über 15 % des Gewebes geschädigt ist. Zudem wird eine Entzündung des Gehirns beobachtet, welche sich innerhalb des Beobachtungszeitraums weiter ausbreitet.

Die Arbeiten wurden durch das Deutsche Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE) und das Forschungszentrum Jülich finanziert.

Bereich: Parkinson-Forschung, Schlaganfallforschung, Hirnforschung

Originaltitel: Ischemic stroke causes Parkinson’s disease like pathology and symptoms in transgenic mice overexpressing alpha synuclein

Autoren: Stephanie Lohmann (1), Jessica Grigoletto (1), Maria Eugenia Bernis (1*), Verena Pesch (2), Liang Ma (2), Sara Reithofer (2), Gültekin Tamgüney (2,3)*

Institute: (1) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Venusberg Campus 1, Gebäude 99, 53127 Bonn, (2) Institut für Biologische Informationsprozesse, Strukturbiochemie (IBI 7), Forschungszentrum Jülich GmbH, Wilhelm-Johnen-Straße, 52425 Jülich, (3) Institut für Physikalische Biologie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf

Zeitschrift: Acta Neuropathologica Communications 2022; 10:26

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5599

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt. Die Katzen stammen aus institutseigener Zucht und sind zum Zeitpunkt der Versuche zwischen ein und fünf Jahre alt. Die Katzen werden narkotisiert und künstlich beatmet. Dann wird den Tieren ein Wirkstoff verabreicht, der sie bewegungsunfähig macht.

Über Elektroden, die in das Gehirn der Katzen eingebracht werden, werden die Aktivitäten von Gehirnzellen gemessen. Die Operation, mit der die Elektroden eingebracht werden, erfordert eine Öffnung des Schädels, wie dies erfolgt, wird nicht beschrieben. Den Katzen werden auf einem Monitor verschiedene Zeichen (Buchstaben A-Z und Zahlen 0-9) in zufälliger Reihenfolge für jeweils eine zehntel Sekunde auf einem dunklen Hintergrund gezeigt. Jedes Symbol wird jeder Katze mindestens 50 Mal gezeigt, so dass insgesamt mindestens 1.700 Symbole gezeigt werden. Am Ende der Versuche werden die Katzen auf nicht genannte Art getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Sehforschung, Hirnforschung

Originaltitel: Visual exposure enhances stimulus encoding and persistence in primary cortex

Autoren: Andreea Lazar (1,2),* Christopher Lewis (1,3), Pascal Fries (1), Wolf Singer (1,2,4)*, Danko Nikolic (1,2,4,5)

Institute: (1) Ernst Strüngmann Institute (ESI) for Neuroscience in Cooperation with Max Planck Society, Deutschordenstraße 46, 60528, Frankfurt, (2) Abteilung für Neurophysiologie, Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Frankfurt, (3) Laboratory of Neural Circuit Dynamics, Institut für Hirnforschung, Universität Zürich, Zürich, Schweiz, (4) Frankfurt Institute for Advanced Studies, Frankfurt, (5) evocenta GmbH, Gelsenkirchen

Zeitschrift: PNAS 2021; 118(43): e2105276118

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5598

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) unter der Nummer AZ 81-02.04.2018.A166 genehmigt. Die Ratten der Zuchtlinie Wistar werden am Deutschen Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE) in Bonn gezüchtet und gehalten.

Zum Zeitpunkt der Versuche sind die Rattenwelpen sieben Tage alt. Sie werden von ihren Müttern getrennt und narkotisiert, dann wird die linke Halsschlagader der Ratten freigelegt, abgebunden und durchschnitten. 35 Jungtiere überleben den Eingriff nicht.

Nach dieser Operation werden die jungen Ratten für 90 Minuten einer Atmosphäre ausgesetzt, die nur 8% Sauerstoff enthält (normal sind 21%), was zu einer Minderversorgung mit Sauerstoff führt. 27 Tiere sterben in diesem Versuchsteil. Die Körpertemperatur der Tiere wird bei 36°C gehalten, was dadurch erreicht wird, dass einige Ratten, die mit rektalen Thermometern ausgestattet sind, zu den operierten Tieren gesetzt werden und die Temperatur so geregelt wird, dass die Körpertemperatur dieser Kontrolltiere bei 36°C liegt. Im Anschluss wird ein Teil der Ratten für 5 Stunden unter einem normalen Sauerstoffgehalt von 21% bei 37°C gehalten, andere Ratten jedoch bei 32°C. Dann werden die jungen Ratten zurück zu ihren Müttern gebracht.

Die Tiere werden täglich kontrolliert und in verschiedene Gruppen von jeweils 7 bis 14 Tieren aufgeteilt. Jeder Gruppe wird einer von 25 verschiedenen Wirkstoffen oder eine wirkstofffreie Lösung in die Bauchhöhle gespritzt. Die Wirkstoffgabe erfolgt ein- oder mehrfach (bis zu 7 Injektionen innerhalb von 144 Stunden), bei einem Teil der Tiere erfolgt die erste Injektion bereits eine Stunde vor der Operation.

Sieben Tage nach der Operation werden die Tiere narkotisiert und es wird eine konservierende Flüssigkeit in ihr Herz gepumpt, wodurch die Tiere sterben. Die Gehirne der Ratten werden entnommen und in feine Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Bill and Melinda Gates Foundation gefördert.

Bereich: Neugeborenenkunde

Originaltitel: Comparing the efficacy in reducing brain injury of different neuroprotective agents following neonatal hypoxia–ischemia in newborn rats: a multi drug randomized controlled screening trial

Autoren: Hemmen Sabir (1,2)*, Elke Maes (1,2), Margit Zweyer (1,2), Yvonne Schleehuber (1), Farhad B. Imam (3), Jared Silverman (4), Yasmine White (5), Raymand Pang (6), Anca M. Pasca (7), Nicola J. Robertson (6,8), Emin Maltepe (5), Maria E. Bernis (1,2)

Institute: (1) Deutsche Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Venusberg-Campus 1, 53127 Bonn, (2) Abteilung für Neonatologie und Pädiatrische Intensivmedizin, Eltern-Kind-Zentrum, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (3) Bill & Melinda Gates Foundation, Seattle, USA, (4) Gates Medical Research Institute, Boston, USA, (5) Department of Pediatrics, The University of California, San Francisco, USA, (6) Institute for Women’s Health, University College London, London, Großbritannien, (7) Division of Neonatology, Department of Pediatrics, Stanford University, Stanford, USA, (8) Centre for Clinical Brain Sciences, University of Edinburgh, Edinburgh, Großbritannien

Zeitschrift: Scientific Reports 2023; 13: 9467

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5597

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur- Umwelt- und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 81-02.04.2018.A051 genehmigt. Die 21 Schweine sind weiblich.

Neun der Schweine werden mit elektrischem Strom betäubt. Dann werden die Hauptblutgefäße in der Halsregion aufgeschnitten und die Schweine durch Ausbluten getötet. Die Menge des dabei austretenden Bluts wird bestimmt.

Den anderen 12 Tieren wird ein Transponder in die linke Flanke eingesetzt, der den Blutdruck, Herzschlag und die Körpertemperatur misst. Das geschieht über Elektroden, die den Schweinen während derselben Operation in die linke Oberschenkelarterie und beidseits unter die Haut des Brustkorbs geschoben werden. 14 Tage nach dem Einsetzen des Transponders werden die Schweine narkotisiert. Der Bauchraum der Tiere wird aufgeschnitten, der Darm zur Seite geschoben und die linke Niere der Tiere wird entnommen; dann wird der Bauchraum wieder verschlossen. Die entnommene Niere wird auf verschiedene Art für 24 Stunden gelagert. Die Schweine werden erneut in Narkose versetzt, der Bauchraum wird erneut geöffnet und die verbleibende rechte Niere wird entnommen. An ihrer Stelle wird die zuvor entnommene linke Niere eingesetzt und mit den Gefäßen der rechten Niere verbunden. Damit der Urin aus der transplantierten Niere abfließen kann, wird ein Katheter durch die Bauchwand gelegt und mit der Haut vernäht.

Der Blutverlust der Tiere bei der Operation wird bestimmt, indem die Gaze, die das austretende Blut aufsaugt, gewogen wird und die Blutmenge, die während der Operation abgesaugt und entnommen wird, gemessen wird. Aus dem Blutverlust, der Herzrate und dem Blutdruck der Tiere wird nach einem Punktschema die Schwere der Operation berechnet.

Nach der Nierentransplantation werden die Tiere beobachtet, dabei werden täglich Blut- und Urinproben genommen. Tiere die bestimmte sogenannte „humane Endpunkte“ erreichen, wenn sie in einem Punkteschema 20 Punkte erreichen, werden vor dem Ende des Beobachtungszeitraums getötet. Dies ist zum Beispiel der Fall, wenn sie Krämpfe haben und unter Untertemperatur leiden oder auf Berührung Schmerzen zeigen und sich selbst verletzen. Von den 12 Schweinen werden 3 vorzeitig getötet. 7 Tage nach der Nierentransplantation werden auch die verbleibenden Schweine mit einer Injektion eines Tötungsmittels getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Versuchstierkunde, Chirurgie, Transplantationsforschung

Originaltitel: Implementation of the surgical Apgar score in laboratory animal science: A showcase pilot study in a porcine model and a review of the literature

Autoren: Lisa Ernst (1)*, Anna Maria Kümmecke (1), Leonie Zieglowski (1) Wenjia Liu (2), Mareike Schulz (1), Zoltan Czigany (2), René H. Tolba (1)*

Institute: (1) Institut für Versuchstierkunde, Medizinische Fakultät, RWTH Aachen University, Pauwelsstraße 30, 52074 Aachen, (2) Klinik für Allgemein-, Viszeral-, und Transplantationschirurgie, Uniklinik RMTH Aachen, Aachen

Zeitschrift: European Surgical Research 2023; 64(1): 54–64

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5596

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Umwelt, Natur und Verbraucherschutz, Recklinghausen, unter der Nummer 81-02.04.2021.A183 genehmigt. Die 27 weiblichen Ratten der Zuchtlinie Wistar sind 3 Wochen alt und werden bei der Versuchstierzucht Janvier (Hannover) gekauft.

Nach einer 10-tägigen Eingewöhnungsphase, in der die Ratten Futter zur freien Verfügung haben und ihre Futteraufnahme protokolliert wird, werden die Ratten in drei Gruppen aufgeteilt. Während der Eingewöhnungs- und Versuchsphase werden die Ratten einzeln in Käfigen gehalten, was für die sozialen Tiere eine zusätzliche Qual darstellt. Die Tiere einer Gruppe erhalten nur noch 30 % der Futtermenge, die sie in der Eingewöhnungsphase aufgenommen haben. Die Tiere der zweiten Gruppe erhalten ebenfalls eine um 70 % reduzierte Futtermenge und haben zusätzlich ein Laufrad in ihrem Käfig. Die dritte Gruppe erhält unbegrenzten Zugang zu Futter. Die Tiere der ersten und zweiten Gruppe müssen hungern, bis sie 25% ihres Körpergewichts verloren haben. Dies ist nach 7 Tagen der Fall. Im selben Zeitraum nehmen die Tiere der Gruppe, die unbegrenzt Futter zur Verfügung hat um über 30 % zu, da sich die noch jungen Tiere im Wachstum befinden. Dann erfolgt eine angepasste Fütterung, die so rationiert ist, dass die Tiere ihr Gewicht über einen Zeitraum von 14 Tagen halten. Im Anschluss erhalten alle Ratten für 14 Tage Futter zur freien Verfügung. Die Tiere, die zuvor zu wenig Futter erhalten, nehmen darauf hin rasch zu, erreichen aber bis zum Versuchsende nicht das Gewicht der Tiere der Kontrollgruppe. Die Tiere werden während des Versuchs täglich gewogen, die aufgenommene Futtermenge und die Nutzung des Laufrads wird protokolliert; zusätzlich wird zu bestimmten Zeitpunkten der Kot der Ratten gesammelt und analysiert.

Am Ende der Versuche werden die Ratten mittels Durchströmens mit künstlicher Rückenmarksflüssigkeit getötet. Üblicherweise wird das Tier dazu narkotisiert, der Brustkorb wird aufgeschnitten und ein Katheter in die vom Herzen wegführende Arterie gelegt. Nun wird eine Flüssigkeit in den Blutkreislauf gepumpt, bis alles Blut ausgetauscht ist und das Tier stirbt. Das Gehirn der Ratten wird entnommen und in feine Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Uniklinik RWTH Aachen, die Swiss Anorexia Nervosa Society und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Psychiatrie, Psychologie, Ernährungswissenschaft

Originaltitel: Gut microbiota and brain alterations after refeeding in a translational anorexia nervosa rat model

Autoren: Stefanie Trinh (1), Vanessa Kogel (1), Lilly Kneisel (1), Elena Müller-Limberger (1), Beate Herpertz-Dahlmann (2), Cordian Beyer (1)*, Jochen Seitz (2)

Institute: (1) Institut für Neuroanatomie, Uniklinik RWTH Aachen University, Wendlingweg 2, 52074 Aachen, (2) Klinik und Lehrstuhl für Kinder- und Jugendpsychiatrie und -psychotherapie, RWTH Aachen University, Aachen

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2023; 24(11): 9496

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5595

Versuchsbeschreibung: Versuche mit Muscheln erfordern in Deutschland keine Genehmigung. Die Muscheln stammen aus dem Schinderbach in Bayern, wo sie im November 2018 und Juni 2019 gefangen wurden. Die Tiere werden in einem 50 Liter Aquarium gehalten.

322 Zebramuscheln werden in 46 Gruppen eingeteilt. Ein Teil der Gruppen wird für vier Tage der Chemikalie Calcein ausgesetzt, welche dem Nachweis von Kalzium dient. Im Anschluss werden die Muscheln für 4 Tage verschiedenen Konzentrationen des Weichmachers Bisphenol A (BPA), des Antibiotikums Erythromycin, des Antibiotikums Doxycyclin oder der Chemikalie Cadmiumsulfat ausgesetzt. Es wir täglich überprüft, ob die Tiere noch leben. Von den Muscheln, welche mit den höheren Konzentrationen BPA oder Cadmiumsulfat behandelt wurden, sterben alle Tiere. Auch aus den mit geringeren Konzentrationen an BPA bzw. Cadmiumsulfat und mit den beiden Antibiotika behandelten Gruppen sterben Muscheln.

Die überlebenden Muscheln werden in 20 Liter Aquarien mit frischem Wasser gesetzt. Zwei Wochen später werden die Schalen der lebenden Muscheln entfernt. Ob die Tiere aktiv getötet werden oder in der Folge verenden, wird nicht erwähnt. Die Schalen werden getrocknet, in ein Polymer eingegossen und in feine Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das China Scholarship Council (CSC, China) unterstützt.

Bereich: Zahnmedizin, Toxikologie

Originaltitel: Disrupted biomineralization in zebra mussels after exposure to bisphenol-A: Potential implications for molar-incisor hypomineralization

Autoren: Fangfang Liu (1,2), Franz-Xaver Reichl (1,2), Stefan Milz (3), Uta Christine Wölfle (1), Jan Kühnisch (1), Christoph Schmitz (3), Jürgen Geist (4), Reinhard Hickel (1), Christof Högg (1,2), Katharina Sternecker (3)*

Institute: (1) Poliklinik für Zahnerhaltung und Parodontologie, LMU Klinikum der Universität München, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (2) Walther-Straub-Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Geschwister Scholl Platz 1, 80539 München, (3) Anatomische Anstalt, Medizinische Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München, Pettenkoferstraße 11, 80336 München, (4) Lehrstuhl für Aquatische Systembiologie, Forschungsdepartment Life Science Systems, Technische Universität München, München

Zeitschrift: Dental Materials 2022; 38(4): 689-699

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5594

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer RE 233/1-4 genehmigt.

Es werden männliche Meerschweinchen der Zuchtlinie Dunkin–Hartley Pirbright eingesetzt. Die Tiere werden 24 Stunden vor Beginn der Versuche einzeln in sogenannte metabolische Käfige mit einem Gitterbodeneinsatz gesetzt, in denen sie auch während der Versuche bleiben. 12 Stunden vor Beginn der Versuche wird das Futter aus den Käfigen entfernt.

Zwei verschiedene zahnmedizinische Füllmaterialien werden in Flüssigkeit aufgelöst. Den Meerschweinchen werden diese Lösungen oder eine Flüssigkeit ohne die Füllmaterialien mit einer Schlundsonde verabreicht. Der Urin der Tiere wird über 24 Stunden gesammelt und untersucht. Die Meerschweinchen werden mit Ether, von welchem bekannt ist, dass er zu einer starken Reizung der Schleimhäute führt, getötet.

Bereich: Zahnmedizin

Originaltitel: Excretion of dental resin monomers and metabolic intermediates via urine in guinea pigs

Autoren: Mario Seiss (1,2)*, Wolfgang Marquardt (1), Reinhard Hickel (2), Franz-Xaver Reichl (1,2)

Institute: (1) Walther-Straub-Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Geschwister Scholl Platz 1, 80539 München, (2) Poliklinik für Zahnerhaltung und Parodontologie, LMU Klinikum der Universität München, Ludwig-Maximilians-Universität München, München

Zeitschrift: Dental Materials 2009; 25(4): 481-485

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5593

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo Berlin) genehmigt und finden an der Freien Universität Berlin statt. Weitere Versuche werden in den USA am New York University Medical Center (NYUMC) durchgeführt. Die männlichen Zebrafinken für die Versuche in Berlin stammen aus der Zucht der Freien Universität Berlin, für die Versuche in den USA werden Zebrafinken bei externen Züchtern beschafft.

Die Vögel werden einzeln in Boxen gesetzt, in denen ihnen Aufnahmen eines singenden Artgenossen vorgespielt werden. Nur Tiere, die auf dieses Playback ihrerseits mit Gesang reagieren, werden in die Versuche einbezogen. Anschließend werden Zweiergruppen von Vögeln gebildet, denen das Playback vorgespielt wird und beobachtet, wie die beiden Vögel auf das Playback antworten.

Ein Teil der Vögel wird narkotisiert und ihr Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Oberhalb eines bestimmten Bereichs ihres Gehirns, der am Singen der Tiere beteiligt ist, wird auf beiden Seiten des Schädels je ein 1,2 x 0,7 mm großes Loch geschnitten. Die Löcher im Schädel werden mit Silikon verschlossen. Zusätzlich wird mit zahnmedizinischem Kunststoff eine Haltestange aus Metall auf dem Schädel der Vögel befestigt. Bei einem Teil der Vögel wird unter Narkose ein kleiner Motor mit zahnmedizinischem Kunststoff am Schädel befestigt. Über einem bestimmten Bereich des Gehirns wird ein kleines Loch in den Schädel gebohrt und um das Loch herum ein Wall aus Kunststoff geformt. Damit das Gehirn nicht austrocknet wird die durch den Kunststoffwall geformt Mulde mit Silikongel verschlossen. Der Kopf der wachen Zebrafinken wird fixiert und der Körper mit Schaumstoff immobilisiert. Dann werden mit dem zuvor am Kopf befestigten Motor Elektroden in das Gehirn der Vögel eingelassen. Der Vogel wird in den Testkäfig gesetzt und es wird ihm ein Playback vorgespielt oder ein weiblicher Zebrafink präsentiert. Während der Zebrafink zuhört oder singt, werden die Elektroden schrittweise tiefer in sein Gehirn geschoben.

Einem Teil der Tiere werden, während sie wach und am Kopf fixiert sind, mit verschiedenen Wirkstoffen oder mit Salzlösung getränkte Schwämme in die Kunststoffmulde gelegt, so dass der Wirkstoff das Gehirngewebe durch die Öffnung im Schädel erreicht. Dafür wird eine Schicht des Gehirngewebes entfernt. Die Mulde wird mit Silikon verschlossen und der Vogel wird in den Testkäfig gesetzt, wo ihm das Playback vorgespielt wird; seine Antwort wird aufgenommen und analysiert. Nach dem Versuch werden die Schwämme aus der Kunststoffmulde entfernt, die Mulde gereinigt, mit Salzlösung gefüllt und mit Silikongel abgedichtet. An den folgenden 6 Tagen werden die Versuche wiederholt, wobei abwechselnd ein mit Wirkstoff getränktes Schwämmchen oder Salzlösung in die Kunststoffmulde gegeben wird.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), den Europäischen Forschungsrat (ERC) und die International Society of Neuroethology (USA) gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Hirnforschung, Hörforschung

Originaltitel: Inhibition within a premotor circuit controls the timing of vocal turn-taking in zebra finches

Autoren: Jonathan I. Benichov (1,2), Daniela Vallentin (1,2)*

Institute: (1) Abteilung Verhaltensbiologie, Institut für Biologie, Freie Universität Berlin, Takustraße 6, 14195 Berlin, (2) Neuronale Grundlagen vokaler Kommunikation, Max-Planck-Institut für Ornithologie (seit 01.01.2023: Max-Planck-Institut für biologische Intelligenz), Eberhard-Gwinner Straße, 82319 Seewiesen

Zeitschrift: Nature Communications 2020; 11: 221

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5592

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB-55.2–2532.Vet_02-18-182 genehmigt und werden am Max-Planck-Institut für Ornithologie in Seewiesen durchgeführt. Die Zebrafinken stammen aus der Zucht des Max-Planck-Instituts für Ornithologie. Die Vögel werden mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Der Kopf der Tiere wird in einen stereotaktischen Rahmen eingespannt, die Kopfhaupt der Tiere wird aufgeschnitten und es wird ein Loch in den Schädel und die Hirnhaut gebohrt. Ein Draht wird über dem Kleinhirn positioniert, ein weiterer wird in einen bestimmten Hirnbereich vorgeschoben. Eine Stahlplatte mit einer Haltestange wird mit zahnmedizinischem Kunststoff auf dem Schädel befestigt. Die Öffnung im Schädel wird mit Silikon verschlossen. Nach der Operation werden die Tiere zurück in ihren Käfig gesetzt, damit sie sich vor den eigentlichen Experimenten in Gesellschaft eines weiteren Vogels erholen können.

Die wachen Tiere werden über die an ihrem Schädel montierte Haltestange fixiert, zusätzlich werden ihre Körper in einer Schaumstoffkonstruktion gehalten. Bei den Tieren werden über die bereits bestehende Öffnung im Schädel verschiedene Elektroden in unterschiedliche Bereiche des Gehirns eingelassen. Den Zebrafinken werden dann Aufnahmen von einem rufenden Zebrafinken über einen Lautsprecher vorgespielt. Der Ruf wird ihnen im Abstand von 30 Sekunden mehrfach vorgespielt. Während die Zebrafinken zuhören und antworten wird über die in ihr Gehirn eingelassenen Elektroden die Aktivität der Nervenzellen aufgenommen. Das weitere Schicksal der Zebrafinken wird nicht erwähnt.

Zusätzlich werden Daten von weiteren Zebrafinken verwendet, die aus bereits zuvor durchgeführten Experimenten stammen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Europäischen Forschungsrat (ERC) gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Hirnforschung, Hörforschung

Originaltitel: A feedforward inhibitory premotor circuit for auditory–vocal interactions in zebra finches

Autoren: Philipp Norton (1,2), Jonathan I. Benichov (3), Margarida Pexirra (3), Susanne Schreiber (1,2), Daniela Vallentin (3)*

Institute: (1) Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, Berlin, (2) Institut für Theoretische Biologie, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (3)* Neuronale Grundlagen vokaler Kommunikation, Max-Planck-Institut für Ornithologie (seit 01.01.2023: Max-Planck-Institut für biologische Intelligenz), Eberhard-Gwinner Straße, 82319 Seewiesen

Zeitschrift: PNAS 2022; 119(23): e2118448119

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5591

Versuchsbeschreibung: Die Versuche mit Mäusen werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) in Berlin unter der Nummer G0142/18 genehmigt. Die Versuche mit Zebrafinken werden vom Regierungspräsidium Oberbayern unter der Nummer 55. 2-2532. VET_02-18-182 genehmigt. Die erwachsenen männlichen Mäuse stammen aus der Zucht der Charité-Forschungseinrichtung für Experimentelle Medizin (20 Mäuse), weitere Mäuse werden bei der Versuchstierzucht Charles River gekauft (7 Mäuse).

Die Mäuse werden mit einem gasförmigen Narkosemittel betäubt. Der Kopf der Tiere wird in einen stereotaktischen Rahmen eingespannt. Den Mäusen wird ein Haltegriff auf dem Schädel befestigt. Nach der Operation erhalten die Mäuse drei Tage lang Schmerzmittel, die über das Trinkwasser verabreicht werden.

Am Tag der eigentlichen Versuche werden die Mäuse erneut in Narkose versetzt. Ihr Schädel wird auf nicht näher beschriebene Weise geöffnet und eine Elektrode in einen bestimmten Bereich des Gehirns eingelassen.

Die Mäuse werden mit Hilfe der auf ihrem Kopf befestigten Haltestange im Inneren einer sphärischen Projektionsfläche positioniert. Auf der Projektionsfläche werden verschiedene helle oder dunkle Strukturen oder Balken gezeigt. Ein Teil der Mäuse ist bei diesen Versuchen in Narkose, andere Tiere sind wach. Bei den wachen Mäusen wird während der Versuche die Position der Pupille mit einer Kamera beobachtet.

Bei einem Teil der Mäuse werden pharmakologische Tests durchgeführt. Dazu wird der Schädel der Tiere geöffnet und ein Teil des Gehirns, der für das Sehen wichtig ist, wird mit einer Pipette abgesaugt. Dann werden nacheinander zwei verschiedene Substanzen in das Gehirn der Tiere gespritzt. Der dazu nötige Injektor auf dem Kopf der Mäuse ist so groß, dass er nicht in die sphärische Projektionsfläche passt, daher wird in diesem Versuchsteil ein LCD-Display verwendet. Zwischen den einzelnen Injektionen werden den Mäusen auf dem Display Bilder gezeigt und über die in das Gehirn eingelassene Elektrode die Aktivität der Gehirnzellen bestimmt. Schließlich wird ein Toxin in ein Auge gespritzt, dann werden wieder Bilder gezeigt und die Aktivität der Gehirnzellen vermessen.

Die Elektrode wird aus dem Gehirn gezogen, mit einem Farbstoff beschichtet, und wieder an derselben Stelle in das Gehirn geschoben. Dann wird das Tier mit einem Narkosemittel getötet, aufgeschnitten und eine Nadel wird in das Herz gestochen, über die eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt wird. Das Gehirn wird entnommen und in Scheiben geschnitten untersucht. Über Anhaftungen des Farbstoffs wird dabei geprüft, wo genau die Elektrode im Gehirn steckte.

Die erwachsenen männlichen Zebrafinken stammen aus der Zucht des Max-Planck-Instituts für Ornithologie. Auch die Zebrafinken werden in Narkose versetzt und ihr Kopf wird in einem stereotaktischen Rahmen eingespannt. Den Vögeln wird eine Haltestange am Schädel angebracht und mit Zahnzement fixiert. Am Versuchstag wird ihr Schädel auf nicht genannte Weise eröffnet und eine Elektrode in das Gehirn eingelassen. Den Zebrafinken werden ähnliche Bilder gezeigt wie den Mäusen, wobei die auf der Projektionsfläche gezeigten Bilder an ihr besseres Sehvermögen angepasst werden. Vermutlich befinden sich die Zebrafinken während dieser Versuche in Narkose. Auch die Zebrafinken werden nach Abschluss der Versuche getötet und ihr Gehirn wird entnommen; es wird untersucht, wo genau die Elektrode in Gehirn positioniert war.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Europäischen Forschungsrat (ERC) gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Hirnforschung, Sehforschung

Originaltitel: High-density electrode recordings reveal strong and specific connections between retinal ganglion cells and midbrain

Autoren: Jérémie Sibille (1,2,3,4), Carolin Gehr (1,2,3,4), Jonathan I. Benichov (5,6), Hymavathy Balasubramanian (1,2,3,4), Kai Lun Teh (1,2,3,4), Tatiana Lupashina (1,2,3,4), Daniela Vallentin (5,6), Jens Kremkow (1,2,3,4)*

Institute: (1) Neurowissenschaftliches Forschungszentrum, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Campus Charité Mitte, Charitéplatz 1, 10117 Berlin, (2) Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, Berlin, (3) Institut für Theoretische Biologie, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (4) Einstein Center for Neurosciences Berlin, Berlin, (5) Max-Planck-Institut für Ornithologie (seit 01.01.2023: Max-Planck-Institut für biologische Intelligenz), Eberhard-Gwinner Straße, 82319 Seewiesen, (6) Max-Planck-Institut für biologische Intelligenz, Eberhard-Gwinner Straße, 82319 Seewiesen

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 5218

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5590

Versuchsbeschreibung: Laut Angaben der Autoren werden die Haltung und alle durchgeführten Eingriffe vom Landesamt für Gesundheit und Soziales am 23. September 2008 unter der Nummer #ZH 156 genehmigt. Die Versuche finden am Leibniz-Institut für Zoo- und Wildtierforschung (IZW) in Berlin statt.

Das IZW hält und züchtet seit 2008 Nacktmulle, die ersten Tiere wurden 2008 vom ABQ BioPark Zoo (Albuquerque, USA) gekauft. Zusätzlich zur eigenen Etablierung von 9 zusätzlichen Kolonien, wurde jeweils eine Kolonie vom Osnabrücker Zoo und vom Tierpark Schönbrunn (Wien, Österreich) gekauft.

Über einen Zeitraum von bis zu 7 Jahren (September 2008 bis Dezember 2015) werden 14 Kolonien beobachtet. Im Schnitt leben in jeder Kolonie 31 Tiere. Die Tiere, die sich in der Natur große unterirdische Bausysteme graben, werden in klimatisierten Boxen gehalten, in denen 5 bis 8 Plexiglasboxen, die mit Röhren miteinander verbunden sind, den Bau simulieren sollen. Die Kolonien werden täglich mehrfach kontrolliert. Dadurch werden neugeborene Würfe nach spätestens 12 Stunden entdeckt.

Während der Beobachtung der 14 Kolonien werden von 16 Königinnen in 79 Würfen insgesamt 869 Welpen zur Welt gebracht. Innerhalb von 12 Stunden nach der Geburt werden die Tiere markiert, indem ihnen Zehen an Vorder- und Hinterpfoten mit einer Zange abgeschnitten werden. Bei jedem Nacktmullwelpen werden unterschiedliche Zehen abgetrennt, so dass sie durch dieses Muster von fehlenden Zehen identifiziert werden können. Üblicherweise erfolgt das Abschneiden der Zehen ohne Betäubung. Während dieses Eingriffs werden Gewebeproben für die Untersuchung des Erbguts entnommen; vermutlich handelt es sich dabei um die abgetrennten Zehen.

Vom Tag der Geburt bis zu ihrem 80. Lebenstag werden die Welpen täglich aus dem Nest entnommen und gewogen. Da Nacktmulle empfindlich auf Störungen des Nests reagieren und als Reaktion darauf das Nest innerhalb des Baus verlegen, wird jede Verlegung des Nests als Indikator für Stress protokolliert.

Es wird beobachtet, wie viele Jungtiere sterben. 43 % der Welpen (378 Welpen) sterben innerhalb ihrer ersten 10 Lebenstage. Weitere 55 Jungtiere sterben innerhalb der ersten zwei Lebensmonate. Bei 11 Würfen überlebt nicht ein einziger Welpe. Es wird untersucht welche Faktoren die Überlebenswahrscheinlichkeit der Welpen beeinflussen. Beispielsweise wird das Gewicht der Jungtiere bei der Geburt, das Gewicht der Mutter, die Größe der Kolonie und der durch Nestverlegung beobachtete Stress berücksichtigt. Es wird auch beobachtet, dass Koloniemitglieder Jungtiere töten und fressen. Ob dieses Verhalten durch die Bedingungen in der Gefangenschaft verursacht wird oder auch in der Natur vorkommt, ist nicht bekannt.

Im Alter von 3 Monaten wird den noch lebenden Jungtieren ein Transponder (7 x 1 mm) unter die Haut implantiert, über den die Tiere identifiziert werden können. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in anderen Versuchen verwendet, für die Zucht eingesetzt oder zur Gewebegewinnung getötet.

Die Arbeiten wurden durch das Leibniz-Institut für Zoo- und Wildtierforschung, die Leibniz-Gemeinschaft und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Versuchstierkunde, Versuchstierzucht, Zoologie, Reproduktionsforschung

Originaltitel: Pup recruitment in a eusocial mammal - which factors influence early pup survival in naked mole-rats?

Autoren: Michaela Wetzel (1)*, Alexandre Courtiol (1), Heribert Hofer (1,2), Susanne Holtze (1) and Thomas B. Hildebrandt (1,2)

Institute: (1) Leibniz-Institut für Zoo- und Wildtierforschung, Alfred-Kowalke-Str. 17, 10315 Berlin, (2) Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Berlin

Zeitschrift: Animals 2023; 13(4): 630

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5589

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales in Berlin genehmigt. In die Versuche werden 4 in Gefangenschaft gehaltene Nacktmull-Kolonien einbezogen. Zwei werden am Leibniz-Institut für Zoo- und Wildtierforschung (IZW) in Berlin gehalten, zwei im Tiergarten Schönbrunn in Wien. Haltung und Zucht der Berliner Kolonien wird durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales in Berlin unter der Nummer #ZH 156 am 23. September 2008 genehmigt. Die Kolonien am IZW leben in klimatisierten Boxen der Maße 2 x1x1 Meter in denen acht Plexiglasboxen durch Röhren miteinander verbunden sind. Alle neugeborenen Tiere werden innerhalb der ersten 12 Lebensstunden markiert, indem ihnen Teile der Zehen abgeschnitten werden. Üblicherweise geschieht dies ohne Betäubung. Es wird eine Gewebeprobe der Jungtiere aufbewahrt, möglicherweise handelt es sich um die angeschnittenen Zehen. Diese wird zur Untersuchung des Erbguts verwendet. Im Alter von 3 Monaten wird den Tieren ein Transponder unter die Haut implantiert, über den sie identifiziert werden können. Eine der Kolonien am IZW besteht ursprünglich aus 15 erwachsenen Tieren und wird über einen Zeitraum von 3 Jahren beobachtet, in dieser Zeit werden 130 Welpen geboren. Die andere Kolonie besteht ursprünglich aus 11 erwachsenen Tieren und wird über einen Zeitraum von einem Jahr beobachtet, bevor die Königin durch Rangordnungskämpfe ums Leben kommt. In diesem Zeitraum werden 50 Welpen geboren.

Zusätzlich werden zwei weitere Kolonien in den Versuch einbezogen, die im Tiergarten Schönbrunn in Wien gehalten werden. Die Kolonien bestehen aus 21 und 39 Nacktmullen. Bei diesen Tieren wird mit einem Skalpell die Schwanzspitze abgeschnitten. Üblicherweise geschieht dies ohne Betäubung. Das abgeschnittene Gewebe wird für die Untersuchung des Erbguts verwendet.

Tiere aller Kolonien werden in eine Box gesetzt, in die ein gasförmiges Narkosemittel eingeleitet wird. Die Narkose wird mit einer aufgesetzten Maske aufrechterhalten. Ihre Geschlechtsorgane werden mittels Ultraschall untersucht. Nach Abklingen der Narkose werden die Nacktmulle in ihre Heimatkolonien zurückgesetzt.

Das weitere Schicksal der Tiere ist nicht bekannt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt bzw. dem Publikum präsentiert.

Die Arbeiten wurden durch die Leibniz-Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Zoologie, Reproduktionsforschung, Versuchstierzucht

Originaltitel: The mating pattern of captive naked mole-rats is best described by a monogamy model

Autoren: Karol Szafranski (1)*, Michaela Wetzel (2), Susanne Holtze (2), Ina Büntjen (2), Dietmar Lieckfeldt (2), Arne Ludwig (2,3), Klaus Huse (1), Matthias Platzer (1), Thomas Hildebrandt (2)

Institute: (1) Leibniz-Institut für Alternsforschung - Fritz-Lipmann- Institut, Beutenbergstraße 11, 07745 Jena, (2) Leibniz-Institut für Zoo- und Wildtierforschung, Alfred-Kowalke-Str. 17, 10315 Berlin, (3) Albrecht Daniel Thaer - Institut für Agrar- und Gartenbauwissenschaften, Lebenswissenschaftliche Fakultät, Humboldt-Universität zu Berlin

Zeitschrift: Frontiers in Ecology and Evolution 2022; 10: 855688

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5588

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales in Berlin unter der Nummer 0086/20 genehmigt. Die Roborowski-Zwerghamster sind zwischen 5 und 7 Wochen alt und stammen vom deutschen Haustiermarkt. Den Tieren wird ein Transponder unter die Haut implantiert, der sie eindeutig identifizierbar macht und zusätzlich die Körpertemperatur misst. Die Hamster werden in zwei Gruppen eingeteilt. Einer Gruppe wird durch Einträufeln in die Nase ein Impfstoff verabreicht, während die andere Gruppe eine ähnliche Substanz erhält, die jedoch wirkungslos ist.

21 Tage später wird den Tieren ein Corona-Virus in etwas Flüssigkeit in die Nase geträufelt. Ein Hamster stirbt 4 Tage nach der Infektion.

Die Tiere werden 2 bis 7 Tage nach der Infektion auf nicht genannte Art getötet. Es werden Abstriche aus dem Mund- und Rachenraum genommen und Lungengewebe für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch das Berlin Institute of Health und das Ministry of Higher Education from the Arab Republic of Egypt (Ägypten) gefördert.

Bereich: Corona-Forschung, Impfstoffforschung, Virologie

Originaltitel: Early protective effect of a (“pan”) coronavirus vaccine (PanCoVac) in Roborovski dwarf hamsters after single-low dose intranasal administration

Autoren: Mohammed O. Abdelaziz (1,2), Martin J. Raftery (1,2,3), Julian Weihs (1,4), Olivia Bielawski (1), Richard Edel (1), Julia Köppke (1), Daria Vladimirova (5), Julia M. Adler (5), Theresa Firsching (6), Anne Voß (6), Achim D. Gruber (6), Luca V. Hummel (1), Ivan Fernandez Munoz(1), Francesca Müller-Marquardt (1), Gerald Willimsky (7,8,9), Nooran S. Elleboudy (1,10), Jakob Trimpert (5)*, Günther Schönrich (1)*

Institute: (1) Institut für Virologie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Rahel-Hirsch-Weg 3, 10117 , (2) Berliner Institut für Gesundheitsforschung in der Charité (Berlin Institute of Health, BIH), Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (3) Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Hämatologie, Onkologie und Tumorimmunologie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (4) Klinik für Pädiatrie mit Schwerpunkt Gastroenterologie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (5) Institut für Virologie, Freie Universität Berlin, Robert-von-Ostertag-Str. 7, Gebäude 35, 14163 Berlin, (6) Institut für Tierpathologie, Freie Universität Berlin, Berlin, (7) Institut für Immunologie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (8) Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (9) Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung, Standort Berlin, Berlin, (10) Department of Microbiology and Immunology, Faculty of Pharmacy, Ain Shams University, Kairo, Ägypten

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2023; 14:1166765

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5587

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales in Berlin unter der Nummer 0086/20 genehmigt. Die Versuche werden am Institut für Virologie der Freien Universität Berlin durchgeführt. Die sechs Wochen alten Goldhamster stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs. Die Tiere werden in 3 Gruppen eingeteilt. Alle Tiere werden durch Eintröpfeln einer Flüssigkeit, die SARS-CoV-2 Viren enthält, in die Nase mit dem Virus infiziert.

Einer Gruppe von Hamstern wird zwei Stunden nach der Infektion ein aus einem Corona-Patienten stammender Antikörper, der gegen das Virus gerichtet ist, in die Bauchhöhle injiziert. Einer anderen Gruppe wird der gleiche Antikörper gespritzt, allerdings erst 24 Stunden nach der Infektion. Der dritten Gruppe von Hamstern wird zwei Stunden nach der Infektion ein anderer Antikörper, der nicht an das Virus bindet, in die Bauchhöhle gespritzt. Das Gewicht der Hamster wird täglich bestimmt und ihr Gesundheitszustand zweimal täglich begutachtet. Je nach Gruppenzugehörigkeit verlieren die Tiere innerhalb einer Woche bis zu 15% ihres Körpergewichts. An Tag 3, 5 und 7 nach der Infektion werden aus jeder der Gruppen jeweils 3 Hamster durch Spritzen eines Narkosemittels in einen Muskel narkotisiert und durch Ausbluten getötet. Es wird ein Rachenabstrich genommen und die Lungen entnommen, welche auf das Ausmaß und die Schwere der infektionsbedingten Lungenentzündung hin untersucht werden.

Zusätzlich werden acht bis zwölf Wochen alte Mäuse unter Narkose getötet und verschiedene Organe für weitere Versuche entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Helmholtz-Gemeinschaft, den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Charité – Universitätsmedizin Berlin und das Berlin Institute of Health gefördert.

Bereich: Corona-Forschung, Virologie

Originaltitel: Preclinical safety and efficacy of a therapeutic antibody that targets SARS-CoV-2 at the sotrovimab face but is escaped by Omicron

Autoren: Jakob Kreye (1,2,3,4,5)*, S. Momsen Reincke (1,2,3,5)*, Stefan Edelburg (6), Lara M. Jeworowski (7,8), Hans-Christian Kornau (1,9), Jakob Trimpert (10), Peter Hombach (6), Sophia Halbe (6), Volker Nölle (6), Martin Meyer (6), Stefanie Kattenbach (6), Elisa Sánchez-Sendin (1,2,3), Marie L. Schmidt (7,8), Tatjana Schwarz (7,8), Ruben Rose (11), Andi Krumbholz (11,12), Sophie Merz (13), Julia M. Adler (10), Kathrin Eschke (10), Azza Abdelgawad (10), Dietmar Schmitz (1,9,14,15,16), Leif E. Sander (17), Uwe Janssen (6), Victor M. Corman (5,7,8,18), Harald Prüss (1,2,3)*

Institute: (1) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Charitéplatz 1, 10117 Berlin, (2) Helmholtz-Innovationslabor BaoBab (Brain antibody-omics and B-cell Lab, Berlin, (3) Klinik für Neurologie mit Experimenteller Neurologie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin (4) Klinik für Pädiatrie mit Schwerpunkt Neurologie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (5) Berliner Institut für Gesundheitsforschung in der Charité (Berlin Institute of Health, BIH), Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (6) Miltenyi Biotec B.V. & Co. KG, Bergisch Gladbach, (7) Institut für Virologie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (8) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung, Berlin, (9) Neurowissenschaftliches Forschungszentrum (NWFZ), Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (10) Institut für Virologie, Freie Universität Berlin, Robert-von-Ostertag-Str. 7, Gebäude 35, 14163 Berlin, (11) Institut für Infektionsmedizin, Christian-Albrechts-Universität zu Kiel, Kiel, (12) Labor Dr. Krause & Kollegen MVZ GmbH, Kiel, (13) IDEXX Laboratories, Kornwestheim, (14) Einstein Center for Neurosciences Berlin (ECN), Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (15) Exzellenzcluster NeuroCure, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (16) Bernstein Center for Computational Neuroscience Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (17) Fächerverbund für Infektiologie, Pneumologie und Intensivmedizin, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (18) Labor Berlin – Charité Vivantes GmbH, Berlin

Zeitschrift: iScience 2023; 26(4): 106323

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5586

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Die zehn weiblichen Kaninchen sind zwischen 17 und 23 Wochen alt.

Den Tieren wird ein Narkosemittel in einen Muskel gespritzt. Wenn die Tiere im Anschluss ein Zittern der Augen zeigen, wird ihnen ein weiteres Narkosemittel in eine Vene gespritzt. Den Kaninchen wird ein lokales Betäubungsmittel in die Augen getropft und die Augen werden mit einer desinfizierenden Chemikalie gespült. Dann wird ihnen eine Antikörper-haltige Lösung in die Glaskörper beider Augen gespritzt. Den Kaninchen wird ein Gegenmittel zur Narkose unter die Haut gespritzt.

Zu verschiedenen Zeitpunkten zwischen 2 und 14 Tage nach der Injektion ins Auge werden verschiedene Gewebe aus dem Auge gewonnen. Nicht erwähnt, es ist aber davon auszugehen, dass die Tiere dafür getötet werden.

Bereich: Pharmakologie

Originaltitel: LC/MS assessment of glycoform clearance of a biotherapeutic MAb in rabbit ocular tissues

Autoren: Shiyu Dong (1), Linzhi Chen (1)*, Achim Sauer (2), Lars Dittus (2)

Institute: (1) Drug Metabolism and Pharmacokinetics, Boehringer Ingelheim Pharmaceuticals, Inc. 900 Ridgebury Rd, Ridgefield, CT 06877, USA, (2) Drug Discovery Sciences, Boehringer Ingelheim Pharma GmbH & Co. KG., Birkendorfer Str. 65, 88397 Biberach an der Riß

Zeitschrift: Journal of Pharmaceutical Sciences 2023; 112(8): 2285-2291

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5585

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken unter der Nummer 55.2.2-2532-2-770 genehmigt. Es werden 12 weibliche Kaninchen in einem Alter von 105 bis 111 Tagen von Charles River (Sulzfeld) gekauft.

Die Tiere werden gewogen. Am nächsten Tag werden den Tieren Schmerzmittel und Betäubungsmittel in einen Muskel gespritzt. Dann wird den Kaninchen ein gasförmiges Narkosemittel über eine Maske verabreicht. Die Außenseite eines Oberschenkels der Kaninchen wird rasiert, die Haut wird aufgeschnitten und die Muskeln zur Seite gespreizt, so dass der Oberschenkelknochen freiliegt. Unterhalb des Hüftkopfs wird ein Loch mit einem Durchmesser von 5 mm gebohrt, was bis zur Knochenmarkhöhle reicht. Dann wird in dieses Loch bei 6 Kaninchen mit einem Spachtel eine Knochenzementmischungen eingefüllt, 6 Kaninchen erhalten eine andere Mischung. Die Wunde wird vernäht. Ein Kaninchen erleidet in der Folge des Eingriffs ein sogenanntes schweres Kompartmentsyndrom, einem schmerzhaften Zustand, bei dem sich Flüssigkeit im Muskel einlagert, wodurch die Durchblutung gestört wird und Nerven geschädigt werden. Das Tier wird vier Tage nach der Operation getötet. Ein weiteres Kaninchen wird 12 Tage nach der Operation getötet, weil sein Oberschenkel bricht.

Sechs Wochen nach der Operation werden die verbliebenen Tiere narkotisiert und mit einem Einschläferungsmittel getötet. Das operierte Bein wird abgetrennt und der Knochen mit dem Knochenzement wird untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Knochenchirurgie, Biomaterialforschung

Originaltitel: Degradation and bone-contact biocompatibility of two drillable magnesium phosphate bone cements in an in vivo rabbit bone defect model

Autoren: Andrea Ewald (1), Andreas Fuchs (2)*, Lasse Boegelein (3), Jan-Peter Grunz (4), Karl Kneist (1), Uwe Gbureck (1), Stefanie Hoelscher-Doht (3)

Institute: (1) Lehrstuhl für Funktionswerkstoffe der Medizin und der Zahnheilkunde, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg, (2)* Klinik und Poliklinik für Mund-, Kiefer- und Plastische Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Würzburg, Pleicherwall 2, 97070 Würzburg, (3) Klinik und Poliklinik für Unfall-, Hand-, Plastische und Wiederherstellungschirurgie, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg, (4) Institut für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinikum Würzburg, Würzburg

Zeitschrift: Materials 2023; 16(13): 4650

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5584

Versuchsbeschreibung: Die Versuche an Frettchen werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern (LALLF M-V) unter der Nummer LVL MV TSD/7221.3-2-005/21 genehmigt. Zusätzlich werden Versuche mit Mäusen in Iowa (USA) durchgeführt und dort genehmigt.

Die Versuche an Frettchen werden am Friedrich-Loeffler-Institut durchgeführt. Die fünf weiblichen Frettchen werden vom Paul-Ehrlich-Institut (PEI, Langen) zur Verfügung gestellt und in miteinander verbundenen Käfigen gehalten.

Die Nasen der Frettchen werden mit etwas Flüssigkeit gespült, dazu werden sie narkotisiert. Zwei Tage später wird den Tieren unter Narkose Flüssigkeit, die eine Omicron-Variante des Coronavirus SARS-CoV-2 enthält, in die Nase geträufelt.

In den folgenden 4 Tagen werden die Tiere täglich narkotisiert und ihre Nase wird mit etwas Flüssigkeit gespült, bis Tag 8 nach der Infektion erfolgt die Spülung alle zwei Tage ebenfalls unter Narkose. Zusätzlich werden die Tiere gewogen und täglich begutachtet. 21 Tage nach der Infektion wird Blut entnommen und untersucht. Das weitere Schicksal der Frettchen wird nicht erwähnt.

An der Universität Iowa (USA) werden weibliche 6 bis 8 Wochen alte Mäuse, die aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories stammen, in Narkose versetzt und ihnen werden verschiedene Varianten des Corona-Virus in die Nase geträufelt. Gewicht und Gesundheitszustand der Tiere wird täglich überprüft. Ein Teil der Tiere wird zwei oder fünf Tage nach der Infektion getötet, ihre Lungen werden herausgeschnitten und untersucht. Die verbleibenden Mäuse werden vermutlich sieben Tage nach der Infektion getötet.

Parallel zu den Arbeiten mit Frettchen und Mäusen werden Versuche mit menschlichen Zellen sowie Zellen von Meerkatzen durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft u. Kultur (MWK), die Europäische Union, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das National Institute of Health (NIH, USA) gefördert.

Bereich: Corona-Forschung, Virologie

Originaltitel: Omicron subvariant BA.5 efficiently infects lung cells

Autoren: Markus Hoffmann (1,2)*, Lok-Yin Roy Wong (3), Prerna Arora (1,2), Lu Zhang (1,2), Cheila Rocha (1,2), Abby Odle (3), Inga Nehlmeier (1), Amy Kempf (1,2), Anja Richter (4), Nico Joel Halwe (5), Jacob Schön (5), Lorenz Ulrich (5), Donata Hoffmann (5), Martin Beer (5), Christian Drosten (4), Stanley Perlman (3), Stefan Pöhlmann (1,2)*

Institute: (1) Abteilung Infektionsbiologie, Deutsches Primatenzentrum - Leibniz-Institut für Primatenforschung (DPZ), Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (2) Fakultät für Biologie und Psychologie, Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (3) Departments of Microbiology and Immunology, University of Iowa, Iowa City, USA, (4) Institut für Virologie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Campus Charité Mitte, Berlin, (5)* Institut für Virusdiagnostik (IVD), Friedrich-Loeffler-Institut, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems

Zeitschrift: Nature Communications 2023; 14: 3500

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5583

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern (LALLF M-V) unter den Nummern 7221.3–1.1-051/12 und 7221.3-1-060/17 genehmigt.

Es werden verschiedene Vogelgrippeviren eingesetzt, welche bei Vogelgrippe-Ausbrüchen oder nach einer Übertragung der Viren auf den Menschen isoliert wurden. Zusätzlich werden Vogelgrippeviren gentechnisch verändert. Die Viren werden in befruchteten Hühnereiern, in denen sich 9 bis 11 Tage alte Hühnerembryonen befinden, vermehrt. Die Viren werden verwendet, um Frettchen, Mäuse und Hühner zu infizieren.

Die sechs bis neun Monate alten Frettchen stammen aus der Zucht des Friedrich-Loeffler-Instituts. Die Frettchen werden narkotisiert und die Nase wird mit einer Flüssigkeit ausgewaschen. Dann wird einem Teil der Frettchen eine Flüssigkeit, die Vogelgrippeviren enthält, in die Nase geträufelt. Mindestens ein weiteres Frettchen wird ebenso behandelt, allerdings enthält die Flüssigkeit keine Viren. Die Tiere werden in Käfigen gehalten, in die einen Tag nach der Infektion zusätzliche, nicht infizierte Frettchen gesetzt werden. An diesen Tieren soll die Übertragung der Viren von einem Tier auf ein anderes verfolgt werden. 2, 4, 7 und 10 Tage nach der Infektion werden die Frettchen narkotisiert und ihre Nase wird mit etwas Flüssigkeit ausgespült, welche im Anschluss untersucht wird. Die Frettchen werden täglich kontrolliert. Wenn sie mehr als 25 % ihres Körpergewichts verlieren oder schwere neurologische Symptome zeigen, werden sie getötet. Ein Teil der Frettchen entwickelt einen schweren Krankheitsverlauf mit Nasenausfluss, Atemnot, Lethargie, Zittern und geschlossenen Augen. 10 Tage nach der Infektion werden die Frettchen getötet. Weitere Frettchen werden getötet, ihre Lunge wird herausgeschnitten und aus der Lunge Zellen gewonnen, die in weiteren Versuchen eingesetzt werden.

Sieben Gruppen von jeweils 8 Mäusen werden in Plastikboxen gehalten. Die Tiere werden narkotisiert und den Tieren wird Flüssigkeit, die Vogelgrippeviren enthält, oder Flüssigkeit ohne Viren in die Nase geträufelt. Das Gewicht der Mäuse wird täglich bestimmt. Alle infizierten Mäuse verlieren Gewicht, ein Teil der Tiere zeigt neurologische Symptome. Tiere die mehr als 25 % ihres Körpergewichts verlieren oder schwere neurologische Symptome aufweisen werden unter Narkose durch Enthaupten getötet. Jeweils 3 Mäuse pro Gruppe werden 3 Tage nach der Infektion getötet und Lungen- und Gehirngewebe entnommen und untersucht. Für jeweils 5 Mäuse pro Gruppe werden sogenannte Überlebenskurven erstellt, dass heißt, es wird beobachtet, wie lange die Tiere überleben. Ob alle Tiere bei Erreichen der Abbruchkriterien getötet werden oder Tiere an der Infektion selbst sterben, wird nicht beschrieben. Die ersten Mäuse sterben 4 Tage nach der Infektion, die letzten infiziertem Mäuse 11 Tage nach der Infektion.

4 bis 6 Wochen alte Hühner werden in Gruppen aufgeteilt. Den Tieren wird Flüssigkeit, welche Viren enthält, in die Nase geträufelt. Zu den infizierten Hühnern werden einen Tag nach der Infektion nicht-infizierte Hühner gesetzt, um zu beobachten, wie sich das Virus von einem Tier zum anderen ausbreitet. Die Hühner werden täglich begutachtet und ihr Zustand nach einem Punktesystem bewertet. Gesund erscheinende Tiere erhalten 0 Punkte, Tiere die ein Symptom wie beispielsweise eine Depression, Atemwegserkrankung, Durchfall, eine bläuliche Verfärbung von Kamm oder Kehllappen, einem Gesichtsödem oder neurologische Symptome aufweisen, erhalten einen Punkt. Tiere die mehr als ein Symptom zeigen, erhalten 2 Punkte und tote Hühner werden mit 3 Punkten bewertet. Es wird die mittlere Überlebenszeit der Hühner berechnet. Alle Hühner sterben im Mittel innerhalb von zwei bis 5 Tagen. Eine Tötung der Hühner bei Erreichen bestimmter Symptome wird nicht erwähnt. Zusätzlich werden rote Blutzellen von Hühnern und Truthähnen verwendet, woher sie stammen und wie sie gewonnen werden, wird nicht erwähnt. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Europäische Union, das Deutsche Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), das Land Mecklenburg-Vorpommern und den Europäischen Sozialfonds, den Dutch Research Council (NWO), den Europäischen Forschungsrat (ERC) und die Royal Dutch Academy of Sciences gefördert.

Bereich: Vogelgrippe-Forschung, Virologie

Originaltitel: Phenotypic effects of mutations observed in the neuraminidase of human origin H5N1 influenza A viruses

Autoren: David Scheibner (1), Ahmed H. Salaheldin (1,2), Ola Bagato (1,3), Luca M. Zaeck (1), Ahmed Mostafa (3), Ulrike Blohm (4), Christin Müller (5), Ahmed F. Eweas (6,7), Kati Franzke (8), Axel Karger (1), Alexander Schäfer (4), Marcel Gischke (1), Donata Hoffmann (9), Solène Lerolle (1), Xuguang Li (10,11), Hatem S. Abd El-Hamid (12), Jutta Veits (1), Angele Breithaupt (13), Geert-Jan Boons (14), Mikhail Matrosovich (15), Stefan Finke (1), Stephan Pleschka (5,16), Thomas C. Mettenleiter (17), Robert P. de Vries (14), Elsayed M. Abdelwhab (1)*

Institute: (1) Institut für molekulare Virologie und Zellbiologie (IMVZ), Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, (2) Department of Poultry Diseases, Faculty of Veterinary Medicine, Alexandria University, El-Beheira, Ägypten, (3) Center of Scientific Excellence for Influenza Viruses, National Research Centre (NRC), Water Pollution Research Department, Gizeh, Ägypten, (4) Institut für Immunologie (IfI), Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald-Insel Riems, (5) Institut für klinische Virologie, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen, (6) Department of Medicinal Chemistry, National Research Center, Gizeh, Ägypten, (7) Department of Science, University of Technology and Applied Sciences-Rustaq, Rustaq, Oman, (8) Institut für Infektionsmedizin (IMED), Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald-Insel Riems, (9) Institut für Virusdiagnostik (IVD), Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald-Insel Riems, (10) Centre for Biologics Evaluation, Biologics and Genetic Therapies Directorate, HPFB, Health Canada, Ottawa, Kanada, (11) Department of Biochemistry, Microbiology and Immunology and Emerging Pathogens Research Centre, University of Ottawa, Ottawa, Kanada, (12) Department of Poultry Diseases, Faculty of Veterinary Medicine, Damanhur University, Al-Buheira, Ägypten, (13) Abteilung für experimentelle Tierhaltung und Biosicherheit (ATB), Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald-Insel Riems, (14) Department of Chemical Biology & Drug Discovery, Utrecht Institute for Pharmaceutical Science, Niederlande, (15) Institut für Virologie, Philipps-Universität Marburg, Marburg, (16) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Standort Gießen-Marburg-Langen, (17) Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald-Insel Riems

Zeitschrift: PLoS Pathogens 2023; 19(2): e1011135

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5582

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden auf Antrag von David Bierbach durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales in Berlin unter der Nummer G0117/16 genehmigt. Die Guppys werden an der Lebenswissenschaftlichen Fakultät der Humboldt Universität zu Berlin gehalten. Die dortigen Tiere sind Nachfahren wildgefangener Fische aus Nord-Trinidad. Um Inzucht zu vermeiden, werden regelmäßig auf Feldstudien in Trinidad und Tobago Guppys gefangen und eingekreuzt.

Für jeden Versuch wird ein weiblicher Guppy aus dem Haltungsbecken entnommen und in die Versuchsapparatur gesetzt. Diese besteht aus einem 1 x 1 m großen Becken mit einem Wasserstand von 7 cm. In dem Becken befindet sich in einer Ecke eine kleine Kammer, in die der Guppy zu Beginn des Versuchs gesetzt wird. Eine Tür wird geöffnet, durch die der Fisch aus der Kammer in das Versuchsbecken schwimmen kann. Vor der Kammer kreist eine Guppy-Attrappe. Ein Roboter unter dem Testbecken steuert diese Attrappe mithilfe von zwei Magneten. Eine Kamera über dem Becken überwacht die Bewegung des Guppys und der Attrappe. Wenn der Guppy die Kammer nicht von sich aus innerhalb von 3 Minuten verlässt, wird das Dach der Kammer entfernt und nach weiteren 3 Minuten die gesamte Kammer.

Über den Roboter gesteuert nähert sich die Attrappe dem Guppy an und versucht dann, wenn der Guppy ihn in seiner Nähe akzeptiert, den Guppy an der Wand des Tanks entlangzuführen. Fällt der Guppy mehr als 28 cm hinter der Attrappe zurück, nähert sich die Attrappe erneut an. Dabei wird ausgenutzt, dass die Tiere in der Gruppe ihre Bewegung aneinander anpassen und anderen Fischen folgen.

Die Roboter-bewegte Attrappe nähert sich dem Guppy auf unterschiedliche Weise: entweder langsam und seitlich oder rasch und direkt. Entweder der Roboter steuert die Attrappe so, dass sie sich unabhängig vom Verhalten des Fisches mit immer der gleichen Geschwindigkeit und Winkel nähert, oder die Geschwindigkeit und der Winkel werden in zufälliger Weise geändert.

In einem weiteren Versuch wird der Roboter so programmiert, dass er sich an das Verhalten des Guppys, welches von der Kamera gefilmt wird, anpasst. Reagiert der Guppy vermeidend auf die Annäherung der Attrappe, nähert sich die Attrappe in der Folge langsamer. Wenn der Guppy kein vermeidendes Verhalten zeigt, nähert er sich schneller. Insgesamt werden 82 Tests durchgeführt, die jeweils 10 Minuten dauern. Es wird beobachtet, bei welcher Programmierung des Roboters die Fische häufiger und länger folgen und weniger vermeidendes Verhalten zeigen. Jeder Fisch wird nur einmal in dem Versuch eingesetzt. Nach den Versuchen werden die Guppys zurück in den Haltungstank gesetzt und vermutlich für weitere Versuche oder die Zucht neuer sogenannter Versuchstiere verwendet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die deutsche Exzellenzstrategie und die Andrea von Braun Stiftung gefördert.

Bereich: Verhaltensforschung

Originaltitel: Social competence improves the performance of biomimetic robots leading live fish

Autoren: Moritz Maxeiner (1), Mathis Hocke (1), Hauke J. Moenck (1), Gregor H.W. Gebhardt (1,2), Nils Weimar (3), Lea Musiolek (5,7), Jens Krause (4,6,7), David Bierbach (4,7), Tim Landgraf (1,7)*

Institute: (1) Fachbereich Mathematik und Informatik, Freie Universität Berlin, Arnimallee 14, 14195 Berlin, (2) Computational Systems Neuroscience, Institut für Zoologie, Universität zu Köln, Köln, (3) Institut für Zoologie, Rheinische Friedrich-Wilhelms-Universität Bonn, Bonn, (4) Lebenswissenschaftliche Fakultät, Albrecht Daniel Thaer-Institut für Agrar- und Gartenbauwissenschaften, Humboldt Universität zu Berlin, Invalidenstraße 42, 10099 Berlin, (5) Institut für Informatik, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (6) Leibniz-Institut für Gewässerökologie und Binnenfischerei, Berlin, (7) Cluster of Excellence ‘Science of Intelligence’, Technische Universität Berlin, Berlin

Zeitschrift: Bioinspiration & Biomimetics 2023; 18(4): 045001

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5581

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde genehmigt; vermutlich handelt es sich um die Regierung von Unterfranken in Würzburg. 80 Goldfische beiderlei Geschlechts mit einer durchschnittlichen Länge von 7,3 cm werden von Aquarium Glaser GmbH (Rodgau) gekauft. Die Tiere werden vor dem Beginn der Versuche für mindestens 3 Monate an der Universität Bayreuth in Gruppen von bis zu 20 Fischen in Becken gehalten.

40 Goldfische werden mit dem für Fische gebräuchlichen Narkosemittel Isoeugenol in Narkose versetzt. Dazu werden die Fische für 15 Minuten einzeln in Behältern gegeben, in denen sich Wasser mit Isoeugenol befindet. Nach 10 Minuten in dieser Lösung hören die Fische auf zu schwimmen und verlieren das Gleichgewicht, auf Berührung oder Druck auf den Schwanzansatz zeigen sie keine Reaktion.

Die Fische werden dann in die Messapparatur gegeben und künstlich beatmet. Dazu wird ihnen mit Sauerstoff angereichertes Wasser, welches ebenfalls das Narkosemittel enthält, mit einem Schlauch in den Mund geleitet. Dann wird der Schädel der Fische geöffnet und das Kleinhirn angehoben, um das darunterliegende Mark zu erreichen. Die Hirnhäute werden durchtrennt. Zusätzlich wird ein Teil der Wirbelsäule freigeschnitten. An der Wirbelsäule wird eine Elektrode angelegt. Weil die Fische bei elektrischer Stimulation über diese Elektrode zucken, wird ihnen eine Substanz gespritzt, die sie lähmt. Eine Elektrode wird so in das Gehirn eingelassen, dass sie die Aktivität des Mauthner Neurons messen kann. Dabei handelt es sich um auffällig große Nervenzellen, die bei Fischen vorkommen und bei Reflexen und beim Fluchtverhalten eine Rolle spielen. Eine Referenzelektrode wird in einen Muskel gestochen.

Dann wird mit Hilfe der an der Wirbelsäule angebrachten Elektrode das Mauthner Neuron mehrfach stimuliert und die Aktivität des Neurons gemessen. Im Anschluss werden den Fischen Geräusche in einer Lautstärke von 145 Dezibel vorgespielt, dann wird mit einer Leuchtdiode ins Auge geleuchtet, auch dabei wird die Aktivität des Mauthner Neurons vermessen.

Die Tiere werden in Gruppen aufgeteilt. Bei einer Gruppe der Fische wird die Konzentration des Narkosemittels im Beatmungswasser konstant gehalten, bei den anderen Gruppen wird die Konzentration unterschiedlich stark erhöht. Dann wird das Mauthner Neuron wieder elektrisch, akustisch und optisch stimuliert und seine Aktivität vermessen. Diese Messungen werden insgesamt 5 Mal durchgeführt, wobei zwischen den einzelnen Messungen 10 Minuten Pause liegen.

Zusätzlich wird der Versuch mit 20 Goldfischen durchgeführt, wobei diese Fische mit einem anderen für Fische gebräuchlichen Narkosemittel narkotisiert werden.

Nach den Messungen werden die Fische getötet, indem ihr Gehirn „mechanisch zerstört“ wird. 20 weitere Goldfische werden in Verhaltenstest eingesetzt. 10 der Goldfische werden für 30 Minuten in ein Gefäß mit Wasser gegeben, welches das Narkosemittel Isoeugenol enthält. Dann werden die narkotisierten Fische für 30 Minuten in frisches Wasser ohne Narkosemittel gesetzt und mindestens einmal pro Minute mit einer Leuchtdiode angestrahlt. Dabei wird beobachtet, wann die Fische wieder anfangen sich zu bewegen, zu schwimmen und ab wann sie auf das Anleuchten mit der Diode reagieren. Die anderen 10 Goldfische werden nicht narkotisiert, aber ebenso beobachtet und angeleuchtet. Die Fische aus den Verhaltensversuchen werden nicht getötet und vermutlich in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Anästhesiologie, Neuropharmakologie, Versuchstierkunde

Originaltitel: Recordings in an integrating central neuron reveal the mode of action of isoeugenol

Autoren: Peter Machnik*, Nastaran Biazar, Stefan Schuster

Institute: Lehrstuhl für Tierphysiologie, Universität Bayreuth, Universitätsstraße 30, 95440 Bayreuth

Zeitschrift: Communications Biology 2023; 6: 309

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5580

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer Behörde in Darmstadt unter der Nummer F152/1021 genehmigt. Es werden männliche Mäuse im Alter von 8 bis 12 Wochen eingesetzt, die bei den Versuchstierzuchten Janvier und Charles River gekauft werden.

Die motorischen Funktionen der Mäuse werden mit dem sogenannten Rotarod-Test untersucht. Dazu werden sie auf eine sich drehende Stange gesetzt und es wird beobachtet, wie lange sie sich darauf halten können, bevor sie herunterfallen. Außerdem wird die Schmerzempfindlichkeit der Hinterpfoten gemessen. Dazu wird ein Metallstab gegen die Sohle der Pfote gedrückt und beobachtet, ab welchem Druck die Mäuse die Pfote zurückziehen.

Die Mäuse werden in Narkose versetzt. Um bei den Mäusen Nervenschmerzen zu verursachen, wird der Ischiasnerv auf Höhe des Kniegelenks freigelegt und mehrere seiner Nervenäste werden abgebunden sowie durchtrennt. Ein Nervenast, der für die Sensibilität der Füße wichtig ist, wird intakt gelassen. Dann werden Muskeln und Haut vernäht.

In den folgenden 3 Wochen wird die Schmerzempfindlichkeit der Hinterpfoten der Tiere 5 Mal getestet. Dabei ziehen die Tiere die Pfote, an der die Nervenäste durchtrennt wurden, bereits bei einem geringeren Druck zurück, welcher bei der Pfote der nicht-operierten Seite keinen Schmerz verursacht. Ab dem 5. Tag nach der Durchtrennung der Nerven wird den Mäusen 6 Tage lang zweimal täglich ein Wirkstoff in etwas Flüssigkeit oder aber Flüssigkeit ohne den Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt.

Die Tiere werden 14 oder 21 Tage nach der Operation durch Überdosis eines Narkosemittels, Stich ins Herz und Genickbruch getötet. Verschiedene Gewebe werden entnommen und untersucht. Weitere Mäuse werden getötet, ihre Hinterbeine werden abgetrennt, um Knochenmark für weitere Versuche zu gewinnen. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Fraunhofer Gesellschaft sowie den Europäischen Forschungsrat (ERC) gefördert.

Bereich: Schmerzforschung, Neuropharmakologie, Neuropathologie

Originaltitel: SAFit2 reduces neuroinflammation and ameliorates nerve injury-induced neuropathic pain

Autoren: Saskia Wedel (1), Praveen Mathoor (2), Oliver Rauh (3), Tim Heymann (4), Cosmin I. Ciotu (5), Dominik C. Fuhrmann (2), Michael J. M. Fischer (5), Andreas Weigert (2), Natasja de Bruin (5), Felix Hausch (4), Gerd Geisslinger (1,6), Marco Sisignano (1,6)*

Institute: (1) Institut für Klinische Pharmakologie, Pharmazentrum Frankfurt/ZAFES, Universitätsklinikum Frankfurt, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Theodor Stern Kai 7, 60590 Frankfurt am Main, (2) Biochemie I: Pathobiochemie, Fachbereich Medizin, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt am Main, (3) Plant Membrane Biophysics, Fachbereich Biologie, Technische Universität Darmstadt, Darmstadt, (4) Fachbereich Chemie, Technische Universität Darmstadt, Darmstadt, (5) Zentrum für Physiologie und Pharmakologie, Medizinische Universität Wien, Österreich, (6) Fraunhofer-Institut für Translationale Medizin und Pharmakologie ITMP und Fraunhofer Cluster of Excellence for Immune-Mediated Diseases CIMD, Frankfurt am Main

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2022; 19(1):254

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5579

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer FK/1052 genehmigt. Es werden 10 bis 12 Wochen alte männliche Mäuse eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories in Sulzfeld stammen.

Die Mäuse werden in Narkose versetzt, dann werden auf der rechten Halseite die hirnversorgenden Arterien chirurgisch freigelegt. Drei Halsarterien werden mit einem Seidenfaden abgebunden, eine am Oberkiefer verlaufende Arterie wird mit einem Mikroclip abgeklemmt. In eine der abgebundenen Arterien wird ein Einschnitt gesetzt, durch den ein Faden bis in die Hirnarterie vorgeschoben wird, bis diese durch den Faden verstopft wird. Dann wird der Faden befestigt und für eine Stunde in dieser Position belassen. Dadurch wird der Blutfluss verhindert, wodurch ein Schlaganfall nachgeahmt werden soll. Schließlich wird der Faden entfernt, so dass das Blut wieder in die zuvor mit Sauerstoff unterversorgte Gehirnhälfte fließen kann.

Die Mäuse werden nach diesem Eingriff in verschiedene Gruppen aufgeteilt. Einem Teil der Tiere wird 4 Stunden nach dem Verstopfen der Arterie eine Lösung, die einen Antikörper gegen ein bestimmtes Protein enthält, unter die Haut gespritzt. Anderen Mäusen wird auch ein Antikörper gespritzt, der jedoch nicht gegen das Protein gerichtet ist. Weitere Mäuse werden ebenso behandelt, jedoch erhalten sie die Antikörper-Lösung 15 Stunden nach dem Eingriff. Von mindestens 48 Tieren in diesem Versuchsteil sterben mindestens 13 an den Folgen des Eingriffs. Bei den überlebenden Tieren werden 24 Stunden nach dem Eingriff neurologische Tests durchgeführt. Dabei werden die Mäuse am Schwanz hochgehoben und beobachtet, wie sie die Gliedmaßen oder den Kopf bewegen. Es wird geprüft, ob die Tiere geradeaus gehen können, im Kreis laufen oder auf die Seite fallen. Außerdem wird untersucht, ob die Tiere auf einem schmalen Balken das Gleichgewicht halten können, oder ob sie herunterfallen. Schließlich werden auch noch der Lidschlussreflex und die Reflexe der Ohrmuschel getestet.

Bei den neurologischen Tests fallen mindestens 3 von 19 untersuchten Mäusen beim Versuch zu gehen auf die Seite. Mindestens 9 der 19 Tiere können sich nicht auf dem Balken halten und fallen herunter und 4 der 19 Tiere zeigen keine Reflexe des Augenlieds und der Ohrmuschel. Nach dieser neurologischen Beurteilung werden die Mäuse in Narkose versetzt und durch Genickbruch getötet. Ihr Gehirn wird entnommen und in Scheiben geschnitten untersucht. Zusätzlich werden weitere Mäuse getötet, ihr Gehirn entnommen und an daraus isolierten Zellen Versuche durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch den Excellence Cluster Cardiopulmonary System (ECCPS), das Cardio-Pulmonary-Institute (CPI), das Edinger Institut, das Center for Personalized Translational Epilepsy Research (CePTER), die Landes-Offensive zur Entwicklung Wissenschaftlich-ökonomischer Exzellenz (Hessen) und die LeducQ foundation (USA) gefördert.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Anti osteopontin therapy leads to improved edema and infarct size in a murine model of ischemic stroke

Autoren: Daniel Spitzer (1,2,8), Tim Puetz (1,2), Moritz Armbrust (1), Maika Dunst (1), Jadranka Macas (1,3,5), Florian Croll (1), Karl-Heinz Plate (1,3,4,5,6,8), Yvonne Reiss (1,3,4,5,8), Stefan Liebner (1,6,7,8), Patrick N. Harter (1,3,4,5,8), Sylvaine Guérit (1), Kavi Devraj (1,5,8)*

Institute: (1) Neurologisches Institut (Edinger Institut), Universitätsklinikum Frankfurt, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Heinrich-Hoffmann Straße 7, 60528 Frankfurt am Main, (2) Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Frankfurt, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt am Main, (3) Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung (DKTK), Standort Frankfurt/Mainz, Frankfurt am Main, (4) Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (5) Frankfurt Cancer Institute (FCI), Universitätsklinikum Frankfurt, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt am Main, (6) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort RheinMain, Frankfurt am Main, (7) Excellence Cluster Cardio Pulmonary System (CPI), Standort Frankfurt, Frankfurt am Main, (8) Center for Personalized Translational Epilepsy Research (CePTER), Frankfurt am Main

Zeitschrift: Scientific Reports 2022; 12(1): 20925

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5578

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer FK/1133 genehmigt. Die 29 männlichen Ratten der Zuchtlinie Sprague Dawley sind zum Zeitpunkt der Versuche 8 Wochen alt, stammen aus der Versuchstierzucht Envigo RMS GmbH in Roßdorf und werden in der Zentralen Forschungseinrichtung (ZFE) der Goethe Universität Frankfurt gehalten.

Die Ratten werden durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert. Der Rücken der Tiere wird rasiert, dann werden pro Tier vier Wunden einer Größe von jeweils etwa 1 x 1 cm in die Rückenhaut geschnitten. Dazu wird mit Skalpell und Schere die Haut entfernt, so dass das Bindegewebe freiliegt. Das Bindegewebe wird mit dem Skalpell aufgeraut. Dann werden die Tiere in drei Gruppen aufgeteilt. Bei einer der Gruppen wird ein Antibiotikum auf die Wunden gesprüht. Bei der zweiten Gruppe wird zunächst ein Antibiotikum auf die Wunde gesprüht und dann ein biologischer Kleber. Bei der dritten Gruppe wird ein Gemisch aus Antibiotikum und Kleber auf die Wunden gesprüht. Zwei Tiere sterben noch vor dem Ende des Versuchs.

Die überlebenden Tiere werden 1, 2 oder 4 Stunden nach der Operation durch Spritzen des Betäubungsmittels Pentobarbital und das Herbeiführen eines beidseitigen Pneumothorax, also den Kollaps der Lungen, getötet. Es werden Blut- und Gewebeproben entnommen und untersucht. Die Arbeiten erhielten keine externe Förderung.

Bereich: Infektionsforschung, Biomedizinische Technik, Wundheilung

Originaltitel: Local gentamicin fixation with sprayed fibrin - an in vivo animal study reveals new options to treat soft tissue infections

Autoren: Meike B. Kejwal (1), René D. Verboket (1)*, Katharina Sommer (1), Fabian Dust (1), Dominique Thomas (2), Philipp Störmann (1), Johannes Frank (1), Dirk Henrich (1), Ingo Marzi (1), Maren C. Janko (1)*

Institute: (1) Klinik für Unfall-, Hand- und Wiederherstellungschirurgie, Universitätsklinikum Frankfurt, Theodor-Stern-Kai 7, 60596 Frankfurt am Main, (2) Institut für Klinische Pharmakologie, Goethe-Universität Frankfurt, Frankfurt am Main

Zeitschrift: Journal of Clinical Medicine 2023; 12(10): 3390

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5577

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Freiburg unter der Nummer G-12/035 am 15. Mai 2012 und der Nummer G-17/083 am 29 Juni 2017 genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse bei der Versuchstierzucht Jackson Laboratory gekauft. Weitere Mäuse werden bei der Versuchstierzucht Charles River (Sulzfeld) gekauft oder stammen aus der Zucht des Universitätsklinikum Freiburg. Die Tiere werden über mindestens 10 Generationen miteinander verpaart, um Mäuse mit der gewünschten genetischen Ausstattung zu erhalten. In den eigentlichen Versuchen werden ausschließlich männliche Mäuse im Alter zwischen 10 und 12 Wochen eingesetzt.

Die Mäuse werden durch Injektion von Narkosemitteln in die Bauchhöhle narkotisiert. Die Tiere werden in Rückenlage fixiert und ihr Hals wird rasiert. An der rechten Seite des Halses wird die Haut auf einer Länge von ca. einem Zentimeter aufgeschnitten. Die rechte Halsschlagader wird freigeschnitten, abgebunden und es wird eine Manschette darum gelegt. Bei einem Teil der Mäuse wird die eingesetzte Manschette mit einem Gel behandelt, welches einen bestimmten Eiweißstoff freisetzt, bei anderen Tieren wird das Gel ohne Eiweißzusatz verwendet. Die Wunde wird zugenäht, die Mäuse werden beobachtet bis sie ihr Bewusstsein wiedererlangen und dann wieder zur Gruppe gesetzt.

Die Mäuse werden 14 oder 21 Tage nach dem Eingriff auf nicht genannte Art getötet, die Halsschlagadern werden aus ihren Körpern herausgeschnitten und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Else Kröner-Fresenius-Stiftung und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Arterioskleroseforschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: BMPER improves vascular remodeling and the contractile vascular SMC phenotype

Autoren: Franziska Pankratz (1), Aziza Maksudova (1), Roman Goesele (1), Lena Meier (1), Kora Proelss (1), Katia Marenne (1), Ann-Kathrin Thut (1), Gerhard Sengle (2,3,4,5), Annkatrin Correns (2,3), Jeanina Begelspacher (1,6), Deniz Alkis (1), Patrick M. Siegel (1), Christian Smolka (1), Sebastian Grundmann (1), Martin Moser (1), Qian Zhou (1,7), Jennifer S. Esser (1)*

Institute: (1) Klinik für Kardiologie und Angiologie, Universitäts-Herzzentrum Freiburg, Universitätsklinikum Freiburg, Hugstetter Str. 55, 79106 Freiburg, (2) Zentrum für Biochemie, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum Köln, Universität zu Köln, Köln, (3) Klinik und Poliklinik für Kinder und Jugendmedizin, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum Köln, Universität zu Köln, Köln, (4) Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Köln, (5) Cologne Center for Musculoskeletal Biomechanics (CCMB), Universitätsklinikum Köln, Köln, (6) Anatomisches Institut, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (7) Klinik für Innere Medizin, Universitätsspital Basel, Basel, Schweiz

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2023; 24(5): 4950

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5576

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken unter der Nummer 55.2 DMS-2532-2-352 genehmigt. Die männlichen Nacktratten, denen bestimmte Zellen des Immunsystems fehlen, stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Wilmington, USA).

Die Tiere werden in Narkose versetzt, der rechte Oberschenkel wird auf der Innenseite vom Knie bis zur Leiste längst aufgeschnitten, eine Vene freigelegt und daraus ein 1,5 cm langes Stück herausgeschnitten. Der linke Oberschenkel wird ebenfalls auf der Innenseite aufgeschnitten und die Blutgefäße bis zum Knie freigelegt. Dann wird das zuvor entnommene Venenstück aus dem rechten Oberschenkel mit den Blutgefäßen des linken Oberschenkels vernäht, so dass das eingesetzte Gefäß eine Schleife bildet und durchblutet wird. Diese Gefäßschlaufe wird in eine runde Teflon-Kammer von ca. 2 cm Durchmesser eingelegt. Die Kammer wird mit verschiedenen Gelen gefüllt, in die menschliche Brustkrebszellen eingebracht werden. Bei einigen Tieren wird nur ein Gel ohne Zellen in die Kammer gegeben, sie dienen als Kontrolle. Dann wird die Kammer mit einem Deckel verschlossen und am Oberschenkel festgenäht. Die Haut der Ratten wird mit Nähten verschlossen.

Nach der Operation wird den Tieren ein Antibiotikum unter die Haut gespritzt, sie erhalten für 5 Tage Schmerzmittel und für 5 Tage oral ein Mittel zur Verhinderung von Blutgerinnseln, vermutlich über eine Schlundsonde. Zusätzlich wird den Ratten eine Woche lang zweimal täglich ein Gerinnungshemmer unter die Haut gespritzt.

Ein Teil der Tiere wird nach vier und nach acht Wochen in Narkose versetzt und die implantierte Kammer wird mit verschiedenen bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei wird festgestellt, dass aus der Gefäßschleife Blutgefäße in das Innere der Kammer einsprießen und dort den wachsenden menschlichen Tumor mit Blut versorgen. Außerdem erkennt man auf den Aufnahmen, wie die im Oberschenkel implantierte Kammer auf den Bauchraum der Tiere drückt und dort Organe verschiebt.

Acht Wochen nach dem Einsetzen der Kammer werden die Tiere narkotisiert und ein spezielles Röntgenkontrastmittel wird in das Blutgefäßsystem der Tiere gepumpt. Eine in den rechten Vorhof des Herzens mündende Vene wird zerschnitten, so dass das Blut der Tiere austritt und durch das Kontrastmittel ersetzt wird. Dabei versterben die Ratten. Ihre Körper werden dann im Kühlschrank gelagert, damit das Röntgenkontrastmittel fest wird. Die implantierten Kammern werden herausgeschnitten und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Forschungsstiftung Medizin der Universität Erlangen-Nürnberg und die National Natural Science Foundation of China (China) gefördert. Ein Teil der Materialien wird von der Firma Baxter Deutschland GmbH zur Verfügung gestellt.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: An innovative arteriovenous (AV) loop breast cancer model tailored for cancer

Autoren: Ran An (1,2), Pamela L. Strissel (3), Majida Al-Abboodi (1,4), Jan W. Robering (1,5), Reakasame Supachai (6), Markus Eckstein (7), Ajay Peddi (1,8), Theresa Hauck (1), Tobias Bäuerle (9), Aldo R. Boccaccini (6), Almoatazbellah Youssef (10,11), Jiaming Sun (2), Reiner Strick (3), Raymund E. Horch (1), Anja M. Boos (1,5), Annika Kengelbach-Weigand (1)*

Institute: (1) Tissue Engineering und Regenerative Medizin, Plastisch- und Handchirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen, Krankenhausstraße 12, 91054 Erlangen, (2) Department of Plastic Surgery, Union Hospital, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, Wuhan, China, (3) Frauenklinik, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (4) Institute of Genetic Engineering and Biotechnology, University of Baghdad, Baghdad, Irak, (5) Klinik für Plastische Chirurgie, Hand- und Verbrennungschirurgie, Uniklinik RWTH Aachen, Aachen, (6) Lehrstuhl Biomaterialien, Friedrich Alexander Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (7) Pathologisches Institut, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (8) Klinik für Radiologie, Universitätsklinikum Münster, Münster, (9) Preclinical Imaging Platform Erlangen (PIPE), Radiologisches Institut, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (10) Lehrstuhl für Funktionswerkstoffe der Medizin und Zahnheilkunde, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, (11) Institut für Pathologie der Universität Würzburg, Universität Würzburg, Würzburg

Zeitschrift: Bioengineering 2022; 9(7):280

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5575

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken unter der Nummer 55.2 DMS-2532-2-314 am 13. Dezember 2016 genehmigt.

Es werden männliche 8 Wochen alte Mäuse bei der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld gekauft. Nach ihrer Ankunft werden die Mäuse drei Tage einzeln gehalten, auch während der Versuche werden sie allein gehalten, was für die sozialen Tiere eine zusätzliche Belastung darstellt.

Die Nager werden einzeln in einen Gitterkäfig gesetzt. 30 Sekunden später wird ein kleiner leerer Drahtkäfig in den Gitterkäfig gestellt. Es wird beobachtet, wie die Mäuse auf den kleinen Käfig reagieren. Dann wird der leere Käfig entfernt und stattdessen ein identischer Käfig mit einer der Maus unbekannten männlichen Maus in den Versuchskäfig gestellt.

Bei einer Gruppe der Mäuse wird 3 Minuten lang beobachtet, wie sie auf den kleinen Käfig mit dem Artgenossen reagieren, wie sie sich dem fremden Tier annähern und es beschnüffeln.

Bei einer zweiten Gruppe Mäuse wird ebenfalls beobachtet, wie sie auf den fremden Artgenossen reagieren, hier erhält Maus jedoch, sobald sie sich dem Artgenossen nähert, über den Gitterboden einen elektrischen Schlag. Jede Maus erhält zwischen zwei und drei elektrische Schläge. Wenn die Maus den Kontakt zum Artgenossen mit Schmerzen verbunden hat und sich für zwei Minuten nicht mehr dem Artgenossen nähert, wird der Versuch beendet, das ist nach ca. 10 Minuten der Fall. Dann werden die Mäuse wieder in ihren Heimatkäfig gesetzt.

Am nächsten Tag wird ein kleiner Käfig mit einem unbekannten Artgenossen in den Heimatkäfig der Mäuse gestellt und für 5 Minuten beobachtet, wie die Mäuse auf den Artgenossen reagieren. Während die Mäuse der ersten Gruppe sich dem Artgenossen neugierig nähern und ihn beschnüffeln, nähern sich die Mäuse, die die Elektroschocks erhalten haben, dem Käfig mit dem Artgenossen kaum an. Es wird beobachtet, wie die Tiere sich bewegen oder vor Angst erstarren. Zwei Stunden später werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet, ihre Gehirne entnommen und in Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert, die Publikation wurde durch die Universität Würzburg unterstützt.

Bereich: Angstverhaltensforschung, Psychiatrie, Neurologie

Originaltitel: Social fear affects limbic system neuronal activity and gene expression

Autoren: Catharina S. Hamann (1), Julian Bankmann (1), Hanna Mora Maza (1), Johannes Kornhuber (2), Iulia Zoicas (2), Angelika Schmitt-Böhrer (1)*

Institute: (1) Zentrum für Psychische Gesundheit, Klinik und Poliklinik für Psychiatrie, Psychosomatik und Psychotherapie, Uniklinikum Würzburg, Margarete-Höppel-Platz 1, 97080 Würzburg, (2) Psychiatrische und Psychotherapeutische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2022; 23(15): 8228

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5574

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Bezirksregierung in Würzburg genehmigt. Für den Versuch werden Mäuse der Inzuchtlinie C57BL/6J, sowie Tiere, denen aufgrund eines Gendefekts ein Schmerzrezeptor fehlt, verwendet. Die Nager stammen aus der institutseigenen Tierhaltung (Präklinisches Experimentelles Tierzentrum (PETZ)).

An 5 aufeinanderfolgenden Tagen muss ein Teil der Mäuse jeweils 6 Stunden lang fasten, bevor den Nagern das Gift Streptozotocin direkt in die Bauchhöhle gespritzt wird, welches die Insulin produzierenden Zellen in der Bauchspeicheldrüse zerstört. Während dieser 5 Behandlungstage bekommen die Tiere anstatt Wasser eine 10%ige Zuckerlösung zu trinken. Zu verschiedenen Zeitpunkten werden Blutproben aus der Schwanzvene genommen und der Blutzuckerspiegel wird bestimmt. Nur Tiere, die 21 Tage nach der ersten Giftspritze einen bestimmten Blutzuckerspiegel (250 mg/dl) haben, gelten als diabetisch und werden für die weiteren Versuche verwendet. Innerhalb der nächsten 14 Tage werden sie mit Kohlendioxid in Narkose versetzt und durch Genickbruch getötet. Verschiedene Nerven bzw. Nervenfasern und die Haut beider Hinterpfoten werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Was mit den Tieren geschieht, die keinen Diabetes entwickeln, wird nicht erwähnt. Sehr wahrscheinlich werden auch sie getötet.

Gleichzeitig werden mittels Mikroneugraphie verschiedene Untersuchungen an Patienten mit Diabetes durchgeführt. Dafür wird auf Höhe des Knöchels eine Nadelelektrode direkt bis zum oberflächlichen Wadenbeinnerv geschoben, um ihn zu stimulieren und seine Nervenaktivität zu messen.

Finanzielle Unterstützung erhielt die Studie durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (IZKF) der Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU) und das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (IZKF) der RWTH Aachen.

Bereich: Diabetesforschung, Schmerzforschung

Originaltitel: Spontaneous activity of specific C-nociceptor subtypes from diabetic patients and mice: Involvement of reactive dicarbonyl compounds and (sensitized) transient receptor potential channel A1

Autoren: Anna K. Becker (1), Alexandru Babes (2), Miriam M. Düll (1,3), Mohammad Khalil (1), Zoltan Kender (4), Jan Gröner (4), Barbara Namer (5,6), Peter W. Reeh (1), Susanne K. Sauer (1)*

Institute: (1) Institut für Physiologie und Pathophysiologie, Medizinische Fakultät, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Universitätsstr. 17, 91054 Erlangen, (2) Department of Anatomy, Physiology and Biophysics, Faculty of Biology, University of Bucharest, Bukarest, Rumänien (3) Medizinische Klinik 1 – Gastroenterologie, Pneumologie und Endokrinologie, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (4) Innere Medizin 1: Klinik für Endokrinologie, Diabetologie, Stoffwechselkrankheiten und Klinische Chemie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg und Deutsches Zentrum für Diabetesforschung, Neuherberg, (5) Forschergruppe Neurowissenschaften, Interdisziplinäres Zentrum für Klinische Forschung, Medizinische Fakultät, RWTH Aachen University, Aachen, (6) Institut für Physiologie, Medizinische Fakultät, RWTH Aachen University, Aachen

Zeitschrift: Journal of the Peripheral Nervous System 2023; 28: 202-225

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5573

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierungsbehörde in Unterfranken unter der Nr. #55.2-2532-2-424 genehmigt. 5-6 Wochen alte Wildtypmäuse werden von Charles River bezogen, gleichalte Mäuse der Inzuchtlinie DBA/1J stammen von Janvier. Tiere dieser Inzuchtlinie sind besonders anfällig für Autoimmunerkrankungen. Die Mäuse werden unter keimfreien Bedingungen am PETZ (Präklinisches Experimentelles Tierzentrum) in Erlangen gehalten. Im Alter von 8 Wochen wird bei den DBA/1J-Mäusen künstlich eine Entzündung der Gelenke verursacht. Dafür wird ihnen eine Mischung aus einem Eiweiß, gewonnen aus Knorpelgewebe von Hühnern, und dem sogenannten Freund Adjuvans unter die Haut der Schwanzwurzel gespritzt. Das Freund Adjuvans ist eine Mischung aus Wasser, Mineralöl und abgetöteten Tuberkulosebakterien, die bei Versuchstieren eingesetzt wird, um die Reaktion des Immunsystems zu verstärken.

3 Wochen später bekommen die Mäuse erneut die Mischung gespritzt, diesmal in die Haut im Schwanzwurzelbereich. Außerdem wird einem Teil der behandelten Mäuse eine Woche lang mit dem Trinkwasser eine Testsubstanz verabreicht.

Durch die Injektionen kommt es bei den Tieren zu starken Entzündungen der Gelenke, die 4 Mal zwischen dem 21. und 28. Tag nach der ersten Spritze mittels eines Punkteschemas bewertet werden. Die Punkte reichen von 0 für gesunde Pfote, über 1 (minimale Schwellung oder Rötung), 2 (Rötung und Schwellung, die die komplette Pfote betreffend), 3 (Rötung und Schwellung der gesamten Gliedmaße) und 4 (Verformungen und/oder Verwachsungen von Gelenken).

28 Tage nach der ersten Injektion werden die Mäuse auf nicht beschriebene Weise getötet, Blut wird durch Stich ins Herz gewonnen und die Pfoten sowie Knochenmark werden aus den Oberschenkeln für weitere Untersuchungen verwendet.

In weiteren Tests mit gesunden Wildtyp-Mäusen bekommt ein Teil der Tiere entweder 3 oder 6 Wochen lang die Testsubstanz mit dem Trinkwasser verabreicht. Im Anschluss an die jeweiligen Behandlungszeiträume wird auf nicht genannte Weise Blut genommen und weiter untersucht. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt, es ist aber davon auszugehen, dass sie für die Blutentnahme getötet werden.

Die Versuche wurden finanziell gefördert von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), vom Interdisziplinären Zentrum für Klinische Forschung (IZKF), der Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), vom Europäischen Forschungsrat, von der Innovative Medicine Initiative (IMI), und der Emerging Fields Initiative (EFI).

Bereich: Rheumaforschung, Entzündungsforschung

Originaltitel: Microbiota-derived propionate modulates megakaryopoiesis and platelet function

Autoren: Kerstin Dürholz (1,2), Eva Schmid (1,2), Michael Frech (1,2), Vugar Azizov (1,2), Nadine Otterbein (1,2), Sébastien Lucas (1,2), Manfred Rauh (3), Georg Schett (1,2), Heiko Bruns (4), Mario M. Zaiss (1,2)*

Institute: (1) Medizinische Klinik 3, Rheumatologie und Immunologie, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), Ulmenweg 18, 91054 Erlangen, (2) Deutsches Zentrum für Immuntherapie (DZI), Erlangen, (3) Pneumologie und Allergologie, Kinderklinik, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität (FAU) Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (4) Medizinische Klinik 5, Hämatologie und Internistische Onkologie, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität (FAU) Erlangen-Nürnberg, Erlangen

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2022; 13: 908174

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5572

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) unter der Nummer LALLF M-V/TSD/7221.3-1.1-028/13 genehmigt. Die 10 – 28 Monate alten Beagle stammen von gewerblichen Züchtern.

Die Hunde werden 45 Minuten einer radioaktiven Ganzkörperbestrahlung unterzogen. Nicht erwähnt, aber vermutlich erfolgt dies ohne Narkose. Durch die Behandlung wird das Knochenmark der Beagle geschädigt und damit das Immunsystem unterdrückt. Am selben Tag wie die Bestrahlung sowie 35 weitere Tage bekommen die Hunde 2 x täglich ein Medikament, welches ihr Immunsystem unterdrückt, über das Maul verabreicht. Vermutlich erfolgt dies über das Futter.

24 Stunden später erfolgt die Transplantation gesunder Knochenmarkszellen. Diese werden zuvor auf nicht näher beschriebene Weise von Geschwistertieren gewonnen. Die Beagle werden in 3 Gruppen aufgeteilt. Einem Teil der Tiere werden die Zellen über eine Vene verabreicht. Andere Beagle bekommen die Knochenmarkszellen in die Knochenmarkshöhlen von Oberschenkel und -arm gespritzt, entweder innerhalb von 10 oder 60 Minuten. Nicht erwähnt, aber vermutlich werden die Tiere dafür in Narkose gelegt, da ein Loch in die Knochen gebohrt werden muss. Innerhalb der nächsten 4 Monate werden zunächst wöchentlich, später seltener Blutproben entnommen und verschiedene Blutparameter bestimmt. Der Gesundheitszustand der Tiere wird in den nächsten 5 Wochen täglich untersucht. Die Beagle zeigen dabei Symptome wie Appetitlosigkeit, Gewichtsverlust, erhöhte Temperatur und Durchfall. Ein Hund stirbt am 15. Tag an einer Infektion, ein weiterer muss nach 79 Tagen eingeschläfert werden, da sein Immunsystem die eigenen Blutzellen zerstört.

Was nach diesem Zeitraum mit den Hunden geschieht, wird nicht erwähnt. Vermutlich werden sie für weitere Versuche verwendet.

Bereich: Transplantationsmedizin, Strahlenmedizin, Stammzellforschung

Originaltitel: Engraftment effects after intra-bone marrow versus intravenous allogeneic stem cell transplantation in a reduced-intensity conditioning dog leukocyte antigen-identical canine model

Autoren: Stephanie Schäfer (1,2), Sandra Lange (1)*, Juliane Werner (1), Christoph Machka (1), Katja Neumann (1), Gudrun Knübel (1), Heike Vogel (3), Iris Lindner (4), Änne Glass (5), Hugo Murua Escobar (1), Ingo Nolte (2), Christian Junghanß (1)

Institute: (1) Medizinische Klinik III für Hämatologie, Onkologie und Palliativmedizin, Universitätsmedizin Rostock, Ernst-Heydemann-Straße 6, 18057 Rostock, (2) Klinik für Kleintiere, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (3) Klinik und Poliklinik für Strahlentherapie, Universitätsmedizin Rostock, Rostock, (4) Institut für Rechtsmedizin, Universitätsmedizin Rostock, Rostock, (5) Institut für Biostatistik und Informatik in Medizin und Alternsforschung (IBIMA), Universitätsmedizin Rostock, Rostock

Zeitschrift: Transplantation and Cellular Therapy 2022; 28: 70.e1-70.e5

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5571

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) Oldenburg unter der Nummer 18/2798 genehmigt. Die weiblichen Mäuse werden von Harlan-Winkelmann (Envigo), Niederlande gekauft. Die Tiere werden zu fünft in Käfigen gehalten und durch Injektion in die Schwanzvene mit Eiterbakterien (Staphylococcus aureus) infiziert, was bei den Tieren zu Abszessbildung in den Nieren führt. Die Mäuse werden täglich auf Gewichtsverlust oder Anzeichen von Schmerzen oder Unwohlsein kontrolliert. Ob, und wenn ja, wie viele der Tiere wie stark Symptome ausbilden, wird nicht erwähnt.

14 Tage nach der Infektion erhält eine Gruppe der infizierten Mäuse durch Hitze abgetötete Staphylococcus aureus Bakterien in die Bauchhöhle injiziert. Eine andere Gruppe bekommt eine wirkungslose Pufferlösung. 37 Tage nach der Infektion werden die Tiere durch Ersticken mit CO2 getötet.

Weitere Mäuse werden andere abgetötete Bakterien (Stephylococcus pyrogenes) in die Bauchhöhle injiziert. 12 Stunden später werden die Tiere durch Ersticken mit CO2 getötet.

Die Bauchhöhle der toten Mäuse wird mit einer Flüssigkeit gespült, um die Zellen in der Spülflüssigkeit zu untersuchen. Außerdem werden die Nieren zerkleinert und auf Vorhandensein von Bakterien untersucht.

Bereich: Infektionsforschung, Immunologie

Originaltitel: In silico predicted therapy against chronic Staphylococcus aureus infection leads to bacterial clearance in vivo

Autoren: Lito A. Papaxenopoulou (1,2) Gang Zhao (1), Sahamoddin Khailaie (1), Konstantinos Katsoulis-Dimitriou (3), Ingo Schmitz (3,4,5), Eva Medina (6), Haralampos Hatzikirou (1,7,8)*, Michael Meyer-Hermann (1,9)

Institute: (1) Abteilung für Systemimmunologie und Integratives Zentrum für Systembiologie, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Inhoffenstraße 7, 38124 Braunschweig, (2) Fakultät für Lebenswissenschaften, Technische Universität Braunschweig, Braunschweig, (3) Institut für Molekulare und Klinische Immunologie, Medizinische Fakultät, Otto-von-Guericke-Universität, Magdeburg, (4) Systemorientierte Immunologie und Entzündungsforschung, Abteilung für Experimentelle Immunologie, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (5) Abteilung für Molekulare Immunologie, ZKF2, Medizinische Fakultät, Ruhr-Universität Bochum, Bochum, (6) Abteilung für Infektionsimmunologie, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (7) Zentrum für Informationsdienste und Hochleistungsrechnen (ZIH), 01062 Dresden, (8) Mathematics Department, Khalifa University, Abu Dhabi, Vereinigte Arabische Emirate, (9) Institut für Biochemie, Biotechnologie und Bioinformatik, Technische Universität Braunschweig, Braunschweig

Zeitschrift: iScience 2022; 25: 105522

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5570

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) Oldenburg unter der Nummer 33.19-42502-04-17/2462 genehmigt. Die Herkunft der Mäuse wird nicht genannt.

Es handelt sich um Mäuse zwei verschiedener Zuchtlinien. New Zealand obese (NZO) Mäuse werden auch bei normaler Fütterung dick und haben einen gestörten Insulinstoffwechsel. Sie werden als „Tiermodell“ in der Übergewichts- und Diabetes-Forschung eingesetzt. NMRI-Mäuse werden zum Vergleich als gesunde Kontrolltiere verwendet.

Im Alter von 7 Wochen werden weibliche Mäuse beider Linien mit Männchen derselben Linie verpaart. Am Tag 14,5 der Schwangerschaft werden die Tiere mit dem Gas Isofluran betäubt und durch Genickbruch getötet. Blut wird durch einen Stich ins Herz entnommen und Zellen aus Leber und Bauchspeicheldrüse gewonnen. Die Zellen werden für verschiedene In-vitro-Experimente verwendet.

Die Studie wurde durch die Deutsche Diabetes-Gesellschaft (DDG), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Technische Universität Braunschweig finanziert.

Bereich: Diabetes-Forschung

Originaltitel: Role of serotonin (5-HT) in GDM prediction considering islet and liver interplay in prediabetic mice during gestation

Autoren: Melissa Asuaje Pfeifer (1), Moritz Liebmann (1), Till Beuerle (2), Katharina Grupe (1), Stephan Scherneck (1)*

Institute: (1) Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Klinische Pharmazie, Technische Universität Braunschweig, Mendelssohnstraße 1, 38106 Braunschweig, (2) Institut für Pharmazeutische Biologie, Technische Universität Braunschweig, Braunschweig

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2022; 23: 6434

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5569

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) Oldenburg unter der Nummer 33.4-42502-04-13/1281 genehmigt und finden am Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung (HZI) Braunschweig statt. Weitere Versuche werden in Ägypten durchgeführt.

Es werden Mäuse dreier genmanipulierter Stämme verwendet. Den Tieren fehlt oder fehlt teilweise ein bestimmtes Gen. Die Tiere stammen ursprünglich von einem einzigen Mäusepaar in Japan ab und wurden an der Universität Luxemburg weitergezüchtet und schließlich an das HZI verbracht, wo sie zu fünft in Käfigen unter keimfreien Bedingungen gehalten werden. Die Mäuse werden durch Injektion in die Bauchhöhle betäubt und es werden ihnen Influenza A-Viren in die Nase gesprüht. 15 Tage lang werden Gewichtsverlust und Sterberate beobachtet. Mäuse, die mehr als 20 % ihres Gewichts verlieren werden durch Ersticken mit CO2 getötet. Je nach Zuchtstamm sterben 25%, 50% oder 80% der Tiere innerhalb von 10-14 Tagen. In einem zweiten Experiment werden jeweils einige Mäuse 8 oder 9 bzw. 14 Tage nach der Infektion getötet. Ihre Lungen werden in dünne Scheiben geschnitten und untersucht.

Bei dem Experiment, das in Ägypten stattfindet, werden Mäuse einer Inzuchtlinie verwendet. Den Tieren werden ebenfalls Influenza-A-Viren in die Nase gesprüht. Zusätzlich erhalten die Tiere täglich 5 Tage lang eine Testsubstanz in die Bauchhöhle injiziert. Am 6 Tag werden die Tiere „geopfert“, d.h. getötet. Die unbehandelten Mäuse sterben zu etwa 50 %, während die mit dem Teststoff behandelten fast alle bis zu ihrem geplanten Tötungstag überleben.

In einem weiteren Versuch werden genmanipulierte oder „normale“ Mäuse auf nicht genannte Weise getötet, um aus ihren Oberschenkelknochen Knochenmarkszellen zu gewinnen.

Die Arbeit wurde unterstützt durch die Helmholtz-Gesellschaft Deutscher Forschungszentren, Bundesministerium für Bildung und Forschung, Deutsche Akademische Austauschdienst (DAAD), Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF) und Alexander-Humboldt-Stiftung.

Bereich: Infektionsforschung, Immunologie, Mikrobiologie

Originaltitel: Itaconate and derivates reduce interferon responses and inflammation in influenza A virus infection

Autoren: Aaqib SohailI (1,2), Azeem A. Iqbal (1,2), Nishika Sahini (1,2), Fangfang Chen (1,2), Mohamed Tantawy (1,2,3,4), Syed F.H. Waqas (1,2), Moritz Winterhoff (1,2), Thomas Ebensen (5), Kristin Schultz (6), Robert Geffers (7), Klaus Schughart (6,8,9), Matthias Preusse (1), Mahmoud Shehata (10,11), Heike Bähre (12), Marina C. Pils (13), Carlos A. Guzman (5), Ahmed Mostafa (10,11), Stephan Pleschka (10,14), Christine Falk (15), Alessandro Michelucci (16,17), Frank Pessler (1,2,18)*

Institute: (1) Biomarker für Infektionskrankheiten, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Inhoffenstr. 7, 38124 Braunschweig, (2) TWINCORE Zentrum für Experimentelle und Klinische Infektionsforschung, Hannover (3) Hormones Department, Medical Research and Clinical Studies Institute, National Research Center, Dokki, Giza, Ägypten, (4) Stem Cells Lab, Center of Excellence for Advanced Sciences, National Research Center, Dokki, Giza, Ägypten, (6) Infektionsgenetik, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (7) Genomanalytik, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (8) Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (9) University of Tennessee Health Science Center, Memphis, TN, USA, (10) Istitut für Medizinische Virologie, Justus-Liebig-Universität, Gießen, (11) Center of Excellence for Influenza Viruses, National Research Center, Dokki, Giza, Ägypten, (12) Research Core Unit Metabolomics, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (13) Mouse Pathology Platform, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (14) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF) Partner-Standort Gießen, Gießen, (15) Institut für Transplantationsimmunologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (16) Neuro-Immunology Group, Department of Cancer Research, Luxembourg Institute of Health (LIH), Luxemburg, (17) Luxembourg Center for Systems Biomedicine, University of Luxembourg, Esch-sur-Alzette, Luxemburg, (18)Zentrum für Individualisierte Infektionsmedizin, Hannover

Zeitschrift: PLoS Pathogens 2022; 18(1): e1010219

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5568

Versuchsbeschreibung: Welche Behörde die Versuche genehmigt hat, wird nicht erwähnt. Es werden Mäuse 5 verschiedener Zuchtlinien verwendet. Die Tiere dreier Zuchtlinien werden unter spezifisch-pathogenfreien (frei von bestimmten Keimen) bzw. in Isolatoren unter keimfreien Bedingungen am Helmholtz-Zentrum (HZI) Braunschweig gezüchtet und gehalten. Die Mäuse einer vierten Zuchtlinie stammen aus der Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg und werden mit oben offenen Käfigen am HZI gehalten, d.h., sie sind den Keimen der Umgebungsluft ausgesetzt. Tiere der fünften Zuchtlinie werden von der Zuchtfirma Janvier Labs, Frankreich, gekauft und unter spezifisch-pathogenfreien Bedingungen an der Uni Magdeburg gehalten. Die Tiere sind zwischen 10 und 46 Wochen alt.

Gruppen von Mäusen verschiedener Zuchtlinien wird LPS in die Nase gesprüht, das sind Bestandteile aus Bakterienwänden, was zu einer Reaktion des Immunsystems führt. Andere Mäuse erhalten einen Immun-Botenstoff in die Nase gesprüht oder eine wirkungslose Flüssigkeit. 1-2 Tage danach werden die Mäuse auf nicht genannte Weise „geopfert“, d.h. getötet, um Lunge, Luftröhre sowie die Spülflüssigkeit aus Lunge und Nase zu untersuchen. Zudem wird Blut aus dem Herzen entnommen.

Anderen Mäusen, denen LPS oder der Immun-Botenstoff in die Nase verabreicht wurde, erhalten 48 Stunden später Bakterien (Erreger der Lungenentzündung) in die Nase gesprüht. 18 Stunden nach der Infektion werden die Tiere getötet, um die Organe wie bei den anderen Mäusen beschrieben, zu entnehmen und zu untersuchen.

Die Arbeit wurde unterstützt durch das Bundesland Sachsen-Anhalt und European Structural and Investment Funds.

Bereich: Immunologie, Infektionsforschung, Mikrobiologie

Originaltitel: Exogeneous and endogeneous triggers differentially stimulate Pigr expression and antibacterial secretory immunity in the murine respiratory tract

Autoren: Alexander Pausder (1,2,3), Jennifer Fricke (4,9), Klaus Schughart (4,5,6), Jens Schreiber (7), Till Strowig (8), Dunja Bruder (1,2), Julia D. Boehme (1,2)*

Institute: (1) Forschungsgruppe Infektionsimmunologie, Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene, Gesundheitscampus Immunologie, Infektiologie und Inflammation, Otto-von-Guericke-Universität, Leipziger Str. 44, 39120 Magdeburg, (2) Forschungsgruppe Immunregulation, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (3) ESF Graduate School ABINEP, Magdeburg, (4) Forschungsgruppe Genetik, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (5) Tiermedizinische Hochschule, Hannover, (6) University of Tennessee Health Science Center, Memphis, TN, USA, (7) Experimentelle Pneumologie, Gesundheitscampus Immunologie, Infektiologie und Inflammation, Otto-von-Guericke-Universität, Magdeburg, (8) Mikrobielle Immunregulation, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (9) Forschungsgruppe Nanoinfektionsbiologie, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig

Zeitschrift: Lung 2022; 200: 119-128

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5567

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit Oldenburg unter der Nummer 33.19-42502-04-17/2462 genehmigt. Es werden Mäuse der Inzuchtlinie New Zealand obese (NZO) verwendet, die zu Zuckerkrankheit und Fettleibigkeit neigen, und Mäuse der Linie NMRI als normale Kontrolltiere. Die Herkunft der Tiere wird nicht erwähnt.

Im Alter von etwa 7 Wochen werden weibliche NZO- und NMRI-Mäusen jeweils mit einem Männchen zusammengebracht, um sie zu schwängern. Kurz vor der Paarung und an Tag 14,5 der Schwangerschaft werden jeweils Mäuse beider Zuchtlinien getötet, indem sie unter Isofluran-Gasnarkose geköpft werden. Blutproben werden aus der großen Hohlvene oder dem Herzen genommen. Im Blut werden Blutzucker und der Gehalt des weiblichen Hormons Östradiol bestimmt. Weitere Mäuse werden getötet, um aus ihren Bauchspeicheldrüsen die Insulin-bildenden Inselzellen für In-vitro-Experimente herauszulösen. Weitere In-vitro-Versuche werden mit Leberzellen beider Mauslinien gemacht. Dazu wird betäubten Mäusen der Bauch aufgeschnitten, ein Katheter (Plastikschlauch) wird in die Pfortader an der Leber gestochen und fixiert. Mit einer Pumpe wird eine Verdauungsflüssigkeit über den Schlauch in die Leber gepumpt. Die große Hohlvene wird eingeschnitten, damit die eingepumpte Flüssigkeit abfließen kann. Wenn die Leber platzt, wird sie herausgeschnitten und die Leberzellen werden daraus isoliert. Es wird nicht erwähnt, aber die Mäuse sterben dabei.

Die Arbeit wurde unterstützt durch die Deutsche Diabetes Gesellschaft, die Technische Hochschule Braunschweig und die Deutsche Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Diabetes-Forschung

Originaltitel: Estradiol (E2) improves glucose-stimulated insulin secretion and stabilizes GDM progression in a prediabetic mouse model

Autoren: Moritz Liebmann, Melissa Asuaje Pfeifer, Katharina Grupe, Stephan Scherneck*

Institute: Institut für Pharmakologie und Klinische Pharmazie, Technische Universität Braunschweig, Mendelssohnstr. 1, 38106 Braunschweig

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2022; 23: 6693

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5566

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Freiburg unter den Nummern G18/066 und G20/016 genehmigt. Es werden verschiedene Maus-Stämme eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Janvier Labs stammen oder an der Universität Freiburg gezüchtet werden.

Im Alter von 8 bis 12 Wochen werden den Mäusen entweder aus Mäusen stammende Hautkrebszellen oder Darmkrebszellen vermischt mit einer Substanz, die aus in Mäusen gezüchteten Tumoren gewonnen wird, unter die Haut der rechten Flanke gespritzt. Aus den Zellen wachsen Tumore heran.

Einem Teil der Tiere werden 6 oder 10 Tage nach der Injektion der Tumorzellen auch Tumorzellen unter die Haut der linken Flanke gespritzt, so dass ein zweiter Tumor entsteht. Vier bis sechs Tage nach dieser zweiten Injektion werden die Tiere anhand der Größe der Tumore in Gruppen eingeteilt. Die Mäuse werden an zwei aufeinander folgenden Tagen bestrahlt. Dazu werden sie durch Injektion eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert und in eine spezielle Plastikapparatur gelegt, mit der der Tumor in das Bestrahlungsfenster gedrückt wird. Nach den Bestrahlungen wird den Mäusen ein Wirkstoff gespritzt, der dazu führt, dass sie aus der Narkose erwachen. Im Anschluss wird den Mäusen ein Antikörper in die Bauchhöhle gespritzt und ihnen wird drei Tage nach Beginn der Behandlung für 4 oder 5 Tage täglich ein weiterer Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Bei einem Teil der Tiere verschwindet der Tumor während der Behandlung. Diesen Mäusen werden 120 Tage später erneut Tumorzellen injiziert.

Das Tumorwachstum wird mit einem Messschieber vermessen. Der „Endpunkt“ der Versuche ist erreicht, wenn die Tumore bzw. einer der Tumore ein Volumen von 2000 mm3 erreicht hat, das entspricht für einen runden Tumor in etwa einem Durchmesser von 1,6 cm.

Ein Teil der Mäuse wird 8 Tage nach Beginn der Behandlung getötet. Der Tumor wird entnommen und aus dem Blut und dem Tumor der getöteten Mäuse werden bestimmte Zellen gewonnen. Diese Zellen werden weiteren Mäusen, welchen eine Woche zuvor ebenfalls Tumorzellen injiziert wurden und die einen Tag zuvor einer Ganzkörperbestrahlung ausgesetzt wurden, in die Blutbahn gespritzt. Zusätzlich werden den Tieren über einen Zeitraum von 2 Wochen verschiedene Wirkstoffe injiziert.

Einem Teil der Mäuse wird eine Substanz in die Bauchhöhle gespritzt, 12 Stunden später werden die Tiere getötet, der Tumor wird entnommen und daraus einzelne Zellen gewonnen und weiter untersucht.

Am Ende der Versuche werden die verbleibenden Mäuse mit Kohlenstoffdioxid-Gas erstickt und ihnen wird das Genick gebrochen. Je nach Behandlung des Tumors erreicht seine Größe bereits eine Woche nach Beginn der Behandlung die Größe von 2000 mm2, und alle Mäuse dieser Gruppe werden getötet. Andere Tiere leben bis zu vier Monate lang, bevor sie getötet werden. Die Tumore werden aus den Körpern der Mäuse herausgeschnitten und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das China Scholarship Council gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Expansion of circulating stem-like CD8+ T cells by adding CD122-directed IL-2 complexes to radiation and anti-PD1 therapies in mice

Autoren: Kateryna Onyshchenko (1,2,3,4,5), Ren Luo (1,2,4,5,6), Elena Guffart (1,2), Simone Gaedicke (1), Anca-Ligia Grosu (1,4,5), Elke Firat (1), Gabriele Niedermann (1,4,5)*

Institute: (1) Klinik für Strahlenheilkunde, Universitätsklinikum Freiburg, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Robert-Koch-Straße 3, 79106 Freiburg im Breisgau, (2) Fakultät für Biologie, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (3) Laboratory of Biosynthesis of Nucleic Acids, Institute of Molecular Biology and Genetics of NASU, Kiew, Ukraine, (4) Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung (DKTK), Standort Freiburg, Freiburg, (5) Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (6) Division of Thoracic Tumor Multimodality Treatment, Cancer Center, West China Hospital, Sichuan University, Chengdu, China

Zeitschrift: Nature Communications 2023; 14: 2087

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5565

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden in Nordrhein-Westphalen unter der Nummer 84-02.04.2015.A041 genehmigt.

An der Ruhr-Universität Bochum werden zwei gentechnisch veränderte Maus-Stämme miteinander verpaart. Dadurch entstehen Mäuse, die eine Entzündung der Nervenzellen entwickeln, die in Teilaspekten der menschlichen Erkrankung Multiple Sklerose ähnelt und auch Aspekte der sogenannten Neuromyelitis-optica-Spektrum-Erkrankungen aufweisen. Dabei handelt es sich um entzündliche Autoimmunerkrankungen des zentralen Nervensystems, die vor allem den Sehnerv, das Rückenmark oder den Hirnstamm betreffen. Symptome wie Sehstörungen oder Lähmungen treten etwa 4 Wochen nach der Geburt der Tiere auf.

Im Alter von 21 bis 28 Tagen werden Mäuse, die bisher noch keine Symptome zeigen, in zwei Gruppen aufgeteilt. Den Tieren der einen Gruppe wird für 30 Tage täglich die Substanz Glatirameracetat in die Bauchhöhle gespritzt. Bei Glatirameracetat handelt es sich um einen Wirkstoff, der zur Behandlung der Multiplen Sklerose eingesetzt wird. Den Mäusen der zweiten Gruppe wird täglich eine Flüssigkeit ohne Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt.

Die Mäuse werden täglich gewogen und ihr klinischer Zustand wird mit einem Punkte-Schema beurteilt. In diesem Schema entsprechen 0 Punkte keinen Symptomen, 1 Punkt einer verringerten Muskelspannung des Schwanzes, 2 Punkte einer Erschlaffung des Schwanzes, 3 Punkte einer Unfähigkeit, sich aufzurichten, 4 Punkte einem unkoordinierten Gang, 5 Punkte einer milden inkompletten Lähmung der Hintergliedmaße, 6 Punkte einer moderaten teilweisen Lähmung, 7 Punkte einer schweren teilweisen bis vollständigen Lähmung der Hintergliedmaße, 8 Punkte einer unvollständigen Lähmung aller vier Gliedmaße, 9 Punkte im Sterben befindlichen Mäusen und 10 Punkte verstorbenen Tieren.

Je nach Gruppenzugehörigkeit entwickeln 67 bis 95 % der Tiere eine entzündliche Erkrankung des zentralen Nervensystems. Tiere, die bei der täglichen Begutachtung einen Punktewert von 7 erreichen, die also an einer schweren unvollständigen Lähmung der Hintergliedmaße leiden, werden getötet. Dies betrifft 2 Mäuse. Am Ende der 30-tägigen Beobachtungszeit weisen die Tiere je nach Gruppenzugehörigkeit im Schnitt einen Punktewert von 4 bis 6 auf. 11 Mäuse (39 % der Tiere) werden mit einem Punktwert von 10 bewertet, sind also verstorben, ohne dass die Tötung, welche die Mäuse bereits bei einem Wert von 7 Punkten vor weiterem Leid bewahren soll, erfolgt ist.

Am Ende der Beobachtungszeit von 30 Tagen werden die verbleibenden Mäuse getötet und verschiedene Gewebe entnommen. Ein Teil der Mäuse wird vor der Tötung durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle in Narkose versetzt, dann wird der Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel ins Herz der Tiere gestochen, durch die eine Lösung in den Blutkreislauf gepumpt wird, die das Blut der Tiere ersetzt. Dabei sterben die Tiere. Dann wird ihr Rückenmark isoliert und untersucht.

Die Arbeiten werden durch die Firma Teva (Parsippany, USA) gefördert.

Bereich: Neuroimmunologie, Multiple-Sklerose-Forschung, Neuropharmakologie, Entzündungsforschung

Originaltitel: Prophylactic glatiramer acetate treatment positively attenuates spontaneous opticospinal encephalomyelitis

Autoren: Ümmügülsüm Koc, Steffen Haupeltshofer, Katharina Klöster, Seray Demir, Ralf Gold, Simon Faissner*

Institute: Fachbereich Neurologie, St. Josef-Hospital, Klinikum der Ruhr-Universität Bochum, Gudrunstraße 56, 44791 Bochum

Zeitschrift: Cells 2023; 12(4): 542

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5564

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) genehmigt. Es werden 32 schwangere Ratten von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories in Sulzfeld gekauft.

Die Ratten werden einzeln in Plastikboxen gehalten bis sie ihren Nachwuchs zur Welt bringen. Diese Einzelhaltung erfolgt für ungefähr 5 bis 10 Tage und stellt für die sozialen Ratten eine schwere Belastung dar. Das Geschlecht des Nachwuchses, den die Ratten zur Welt bringen, wird am zweiten Tag nach der Geburt bestimmt. Bringt eine Ratte mehr als 10 Welpen zur Welt, werden die „überschüssigen“ Tiere getötet, und zwar nach Möglichkeit so, dass die Welpen, die am Leben bleiben, ein ausgewogenes Verhältnis der Geschlechter aufweisen.

Die Rattenmütter werden in zwei Gruppen aufgeteilt. Bei einer Gruppe wird zwischen dem 2. Und 20. Tag nach der Geburt der Nachwuchs täglich für 4 Stunden aus der Plastikbox genommen und so von der Mutter getrennt. Dies soll bei den Jungtieren Stress auslösen. Bis zu 10 Tage alte Welpen werden in dieser Zeit der Trennung von der Mutter auf Wärmematten gelegt und dort mit einem Plastikgitter auch von ihren Geschwistern ferngehalten. Ältere Jungtiere werden während der Trennung von der Mutter einzeln in Käfigen gehalten. Die Jungtiere der zweiten Gruppe werden nicht von ihren Müttern getrennt. Am 21. Tag nach der Geburt werden die Jungtiere aus ihrem Heimatkäfig entnommen und in gleichgeschlechtlichen Gruppen gehalten.

Für die weiteren Versuche werden 44 der Jungtiere „verwendet“ Das Schicksal ihrer Geschwister und Mütter wird nicht erwähnt. Die 44 Ratten werden entweder am 41.-42. Oder am 61.-62. Tag nach ihrer Geburt in zwei verschiedenen Verhaltenstests untersucht. Zunächst werden die Ratten einzeln für die Dauer von 5 Minuten in ein sogenanntes erhöhtes Plus-Labyrinth gesetzt. Dieses besteht aus zwei sich kreuzenden Stegen in 50 cm Höhe, die die 4 Arme des Labyrinths bilden. Zwei der Arme weisen Seitenwände auf, die anderen beiden nicht. Gemessen wird, wie lange sich die Tiere in den offenen oder geschlossenen Bereichen aufhalten. Ratten, die sich länger in den geschlossenen Bereichen aufhalten, wird Ängstlichkeit unterstellt. Dann werden die Tiere einzeln in Käfige gesetzt und auf die Einstreu des Käfigs werden 20 Murmeln gelegt. Es wird beobachtet, wie viele Murmeln die Ratte in 15 Minuten in der Einstreu vergräbt. Ratten, die viele Murmeln vergraben, wird Ängstlichkeit unterstellt.

Einen Tag nach diesen Tests werden die Ratten durch Spritzen von Narkosemitteln in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird ihr Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel in ihr Herz gestoßen durch die eine konservierende Flüssigkeit in den Blutkreislauf gepumpt wird. Gleichzeitig wird einer der Herzvorhöfe aufgeschnitten, so dass das Blut austreten und durch die konservierende Flüssigkeit ersetzt werden kann. Dabei sterben die Tiere. Ihre Gehirne werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Fördermaßnahme FoRUM der Medizinischen Fakultät der Ruhr-Universität Bochum und das Mercator Research Center Ruhr (MERCUR) gefördert.

Bereich: Angstverhaltensforschung, Stressforschung, Gehirnforschung, Verhaltensforschung

Originaltitel: Maternal separation and its developmental consequences on anxiety and parvalbumin interneurons in the amygdala

Autoren: Mate Abraham (1), Kirsten Schmerder (1), Malin Hedtstück (1), Kimberly Bösing (1), Annakarina Mundorf (1,2), Nadja Freund (1)*

Institute: (1) Abteilung Experimentelle und Molekulare Psychiatrie, Klinik für Psychiatrie, Psychotherapie und Präventivmedizin, LWL-Universitätsklinikum Bochum der Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44780 Bochum, (2) ISM Institute for Systems Medicine und Department Humanmedizin, MSH Medical School Hamburg, Hamburg

Zeitschrift: Journal of Neural Transmission 2023; https://doi.org/10.1007/s00702-023-02657-y

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5563

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken in Würzburg unter der Nummer 55.2DMS-2532-2-221 genehmigt. Es werden männliche Mäuse eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld stammen. Die Versuche werden am Zentrum für Experimentelle Molekulare Medizin (Zinklesweg 10, 97078 Würzburg) durchgeführt.

Die Mäuse durchlaufen zwei Verhaltenstests. Bei einem Test werden sie in einen transparenten Plexiglas-Zylinder von 12 cm Durchmesser und 30 cm Höhe gesetzt, der vor zwei Spiegeln steht und dann für 10 Minuten beobachtet, wie sie den Zylinder mit den Pfoten berühren. In einem anderen Test werden die Mäuse für 5 Minuten auf eine Stange gesetzt, die sich mit zunehmender Geschwindigkeit um ihre Achse dreht; zunächst dreht sich die Stange pro Minute 5-mal um ihre Achse, später 50-mal. Gemessen wird, wie lange die Mäuse sich auf der Stange halten können, bevor sie herunterfallen. An jedem Testtag werden die Mäuse 5-mal auf die rotierende Stange gesetzt.

Im Alter von 11 bis 12 Wochen werden die Tiere narkotisiert und in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt, welcher ihren Kopf fixiert. Dann wird jeweils 43 Mäusen eines von zwei unterschiedlichen Viren in das Gehirn injiziert. Eines der Viren wurde so verändert, dass es die genetische Information zur Herstellung einer Variante des menschlichen Proteins ?-Synuclein in die Zellen der Maus einbaut, so dass die Zellen dieses Protein produzieren. ?-Synuclein ist ein Protein, das im Gehirn von Parkinsonpatienten in Ablagerungen gefunden wird. Das andere Virus enthält keine genetische Information zur Produktion des Proteins und dient der Kontrolle.

Die Tiere werden in Gruppen aufgeteilt. Einem Teil der Mäuse wird jeden zweiten Tag ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt, anderen Mäusen wird etwas Flüssigkeit ohne Wirkstoff gespritzt.

Die Verhaltenstests werden neun Wochen nach der Injektion der Viren wiederholt. Eine Woche später werden die Mäuse narkotisiert, ihnen wird der Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel in das Herz gestoßen, durch die eine Flüssigkeit in ihren Blutkreislauf gepumpt wird. Durch einen Schnitt im Herzen tritt das Blut aus, so dass die Tiere sterben. Das Gehirn der Mäuse wird entnommen, zerschnitten und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (IZKF) der Universität Würzburg, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Deutsche Stiftung Neurologie, den ParkinsonFonds Deutschland, das Land Bayern, die VERUM Foundation und das Pharmaunternehmen Aeterna Zentaris (USA) gefördert.

Bereich: Parkinson-Forschung

Originaltitel: Inflammasome inhibition protects dopaminergic neurons from alpha synuclein pathology in a model of progressive Parkinson’s disease

Autoren: Alexander Grotemeyer (1), Judith F. Fischer (1), James B. Koprich (2,3), Jonathan M. Brotchie (2,3), Robert Blum (1), Jens Volkmann (1), Chi Wang Ip (1)*

Institute: (1) Neurologische Klinik und Poliklinik, Uniklinikum Würzburg, Josef Schneider Straße 11, 97080 Würzburg, (2) Krembil Research Institute, Toronto Western Hospital, University Health Network, Toronto, Kanada, (3) Atuka Inc., Toronto, Kanada

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2023; 20: 79

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5562

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 81-02.04.2018.A010 genehmigt. Es werden 111 weibliche Mäuse im Alter zwischen 8 und 12 Wochen eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzberg) stammen.

Es werden zwei verschiedene Mäuse-Brustkrebs-Zelllinien verwendet, die schnellwachsend und metastasierend sind oder langsam wachsend ohne die Ausbildung von Metastasen. Den Mäusen werden Zellen einer dieser zwei Zelllinien in das Fettgewebe der hinteren linken Brust gespritzt. An der Injektionsstelle wächst daraufhin ein Tumor, dessen Größe täglich mit einem Messschieber bestimmt wird. Die Tiere werden in unterschiedliche Gruppen aufgeteilt.

Einem Teil der Mäuse wird ab dem Tag nach der Zellimplantation täglich ein Wirkstoff in die Schwanzvene gespritzt. Sechs Tage nach der Zellimplantation werden die Tiere narkotisiert und der Tumor wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Danach werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet, der Tumor herausgeschnitten und weiter untersucht.

Anderen Mäusen wird ab dem dritten Tag nach der Zellimplantation täglich ein Wirkstoff per Schlundsonde verabreicht. In der Folge der Behandlung verlieren die Tiere bis zu 5 % ihres Körpergewichts. Einer Gruppe von Tieren wird kein Wirkstoff verabreicht, sie dienen als Kontrolle. Weiteren Mäusen wird ab dem dritten Tag nach der Zellimplantation jeden zweiten Tag eine Mischung von Wirkstoffen in die Bauchhöhle gespritzt. Bei diesen Mäusen wächst der Tumor stärker als ohne die Wirkstoffe und erreicht nach neun Tagen eine Größe von nahezu 250 qmm, das entspricht unter der Annahme eines kugelförmigen Tumors einem Durchmesser von ca. 9 mm. Die Mäuse werden an Tag 6 oder Tag 9 wie oben beschrieben narkotisiert, mit einem bildgebenden Verfahren untersucht und dann getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung Münster und die Medizinische Fakultät der Westfälischen Wilhelms-Universität Münster gefördert.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Krebsforschung

Originaltitel: Vascular response patterns to targeted therapies in murine breast cancer models with divergent degrees of malignancy

Autoren: Emily Hoffmann (1)*, Mirjam Gerwing (1), Tobias Krähling (1), Uwe Hansen (2), Katharina Kronenberg (3), Max Masthoff (1), Christiane Geyer (1), Carsten Höltke (1), Lydia Wachsmuth (1), Regina Schinner (4), Verena Hoerr (1,5), Walter Heindel (1), Uwe Karst (3), Michel Eisenblätter (1,6), Bastian Maus (1), Anne Helfen (1), Cornelius Faber (1), Moritz Wildgruber (1,4)

Institute: (1) Klinik für Radiologie, Universitätsklinikum Münster, Albert-Schweitzer-Campus 1, Gebäude A1, 48149 Münster, (2) Institut für Muskuloskeletale Medizin, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (3) Institut für Anorganische und Analytische Chemie, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (4) Klinik und Poliklinik für Radiologie, LMU Klinikum, Ludwig-Maximilians-Universität (LMU) München, München, (5) Herzzentrum Bonn, Medizinische Klinik und Poliklinik II, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (6) Institut für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinikum OWL, Universität Bielefeld, Bielefeld

Zeitschrift: Breast Cancer Research 2023; 25: 56

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5561

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW, Recklinghausen) unter der Nummer AZ 81-02.04.2020.A428 genehmigt.

Am Tag vor dem eigentlichen Versuch wird der Kot der Schweine gesammelt und über Nacht in einer Zuckerlösung gelagert.

Die Schweine werden narkotisiert, intubiert und künstlich beatmet. Es werden verschiedene Katheter in unterschiedliche Venen der Schweine geschoben, über die der Kreislauf der Tiere überwacht wird. In die Blase wird ein Katheter eingeführt, über den die Urinmenge überwacht wird. Dann wird die Bauchhöhle der Schweine aufgeschnitten und ein Schlauch in den Bauchraum zwischen die Dünndarmschlingen gelegt. Die Bauchhöhle wird zugenäht. Eine Stunde später wird über den zuvor gelegten Schlauch der am Vortag gesammelte Kot in die Bauchhöhle von 10 Tieren gespritzt, je Tier in etwa 90 Gramm. Die anderen 5 Schweine sind die Kontrollgruppe, ihnen wird kein Kot in die Bauchhöhle gespritzt. Die Tiere erhalten Flüssigkeit, Antibiotika und ein Medikament, das den Blutdruck stabilisiert per Infusion verabreicht.

Die Schweine werden überwacht und es wird beobachtet, wann ein septischer Schock eintritt. Dies ist nach ca. 5 Stunden der Fall. Dabei erleiden die Tiere einen Abfall des Blutdrucks, Herz-Kreislauf- und Nieren-Probleme. Den Schweinen werden daraufhin über die Vene diverse Medikamente, die bereits bei der Behandlung von Sepsis-Patienten üblich sind, verabreicht. Acht Stunden nach dem Eintreten des septischen Schocks werden die Schweine noch immer unter Narkose durch Injektion einer Kaliumchlorid-Lösung getötet und Nierengewebe für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Sepsisforschung, Intensivmedizin, Infektionsforschung

Originaltitel: A model of porcine polymicrobial septic shock

Autoren: Finnja Marie Zurek Leffers (1), Florian Lehmann (1), Laura Brabenec (1), Sebastian Kintrup (1), Katharina E. M. Hellenthal (1), Kira Mersjann (1), Felicia Kneifel (2), Michael Hessler (1), Philip Helge Arnemann (1), Tim Gerald Kampmeier (1), Christian Ertmer (1), Patrick Kellner (3), Nana Maria Wagner (1)*

Institute: (1) Klinik für Anästhesiologie, operative Intensivmedizin und Schmerztherapie, Universitätsklinikum Münster, Albert Schweitzer Campus 1, 48149 Münster, (2) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Münster, Münster, (3) Klinik für Anästhesiologie und Intensivmedizin, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Lübeck, Lübeck

Zeitschrift: Intensive Care Medicine Experimental 2023; 11: 31

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5560

Versuchsbeschreibung: Die Versuche mit Mäusen werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales, Berlin unter der Nummer G 0333/18 genehmigt und bei der Experimental Pharmacology & Oncology Berlin-Buch GmbH in Berlin durchgeführt. Die Versuche mit Hühnerembryonen erfordern in Deutschland keine Genehmigung, da die Richtlinie 2010/63/EU zum Schutz der für wissenschaftliche Zwecke verwendeten Tiere nur Embryonen von Säugetieren berücksichtigt.

Befruchtete Hühnereier werden von Valo Biomedia (Osterholz-Scharmbeck, Deutschland) bezogen und bei 37 °C im Inkubator bebrütet. Am 8. Tag des Bebrütens wird eine Öffnung in die Eischale geschnitten. Die so freigelegte Eimembran wird von der darunter befindlichen embryonalen Membran getrennt. Das Loch in der Eischale wird mit Klebeband verschlossen. Am nächsten Tag wird eine von zwei verschiedenen menschlichen Brustkrebszellen auf der Membran des Hühnerembryos ausgesät. Die Eier werden bis Tag 14 weiter bebrütet. In dieser Zeit wird täglich geprüft, ob der Embryo noch lebt. Bis Tag 14 ist ungefähr die Hälfte der Embryonen gestorben. Dann wird der Tumor, der sich auf der Membran gebildet hat, „geerntet“. Die Hühnerembryonen, die in ca. 6 Tagen geschlüpft wären und deutlich als Vogelküken zu erkennen sind, werden durch Enthauptung getötet. Die Leber der Embryonen wird entnommen und untersucht. Dabei werden menschliche Tumorzellen in den Lebern gefunden.

In einer weiteren Versuchsreihe wird jeweils 5 sechs bis acht Wochen alten Nacktmäusen eine der beiden menschlichen Brustkrebszellen unter die Haut gespritzt. Die Tiere werden auf nicht näher beschriebene Art mit einem weiblichen Geschlechtshormon behandelt. Die Größe des Tumors, der sich aus den Krebszellen unter der Haut bildet, wird mit einem Messschieber regelmäßig bestimmt. Innerhalb des Beobachtungszeitraums von 39 Tagen stirbt eine Maus. Dann werden die verbleibenden Tiere narkotisiert und durch Genickbruch getötet. Der Tumor wird entfernt und weiter untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die Tumoren, die sich aus einer der Brustkrebszelllinien entwickelt haben, nicht groß genug geworden sind. Daher wird der Versuch mit dieser Zelllinie mit 5 weiteren Mäusen wiederholt. Diesmal werden die Tiere erst nach 75 Tagen narkotisiert und getötet.

Die Arbeiten wurden durch das das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg) gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Tierschutz

Originaltitel: The chorioallantoic membrane xenograft assay as a reliable model for investigating the biology of breast cancer

Autoren: Raphela A. Ranjan (1,2,3), Julienne K. Muenzner (1,2), Philipp Kunze (1,2), Carol I. Geppert (2,4), Matthias Ruebner (4,5), Hanna Huebner (4,5), Peter A. Fasching (4,5), Matthias W. Beckmann (4,5), Tobias Bäuerle (6), Arndt Hartmann (2,4), Wolfgang Walther (7), Markus Eckstein (2,4), Ramona Erber (2,4)*,Regine Schneider-Stock (1,2,4)*

Institute: (1) Arbeitsgruppe Experimentelle Tumorpathologie, Pathologisches Institut, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Universitätsstraße 22, 91054 Erlangen, (2) Pathologisches Institut, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Krankenhausstraße 8-10, 91054 Erlangen, (3) Klinik und Poliklinik für Innere Medizin II, Klinikum Rechts der Isar, Technische Universität München (TUM), München, (4) Comprehensive Cancer Center Erlangen-EMN (CCC ER-EMN), Erlangen, (5) Frauenklinik, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (6) Preclinical Imaging Platform Erlangen (PIPE), Radiologisches Institut, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (7)* Experimental Pharmacology & Oncology Berlin-Buch GmbH, Robert-Rössle-Straße 10 (Haus 82), 13125 Berlin

Zeitschrift: Cancers 2023; 15(6): 1704

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5559

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken genehmigt. Es werden männliche Mäuse im Alter zwischen 8 und 10 Wochen und männliche Ratten im Alter von 8 bis 9 Wochen eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River in Deutschland stammen.

Die Tiere werden in Gruppen von 4 bis 5 Tieren unter künstlichem Licht gehalten (je 12 Stunden Licht an bzw. aus), wobei bei den Mäusen das Licht tagsüber ausgestellt wird und nachts angestellt wird, so dass sich ihr Tag-Nacht Rhythmus so verändert, dass die nachtaktiven Tiere tagsüber, wenn die Versuche durchgeführt werden, aktiv sind. Es werden verschiedene Versuchsreihen durchgeführt.

Versuchsreihe 1: 15 Mäusen wird täglich etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt und sie werden im sogenannten Open-Field-Test für eine Stunde in einen nach oben offenen Kasten der Maße 50 x 50 x 50 cm gesetzt. Dieser der Gewöhnung dienende Test wird innerhalb von 4 Tagen zweimal durchgeführt. Dann wird den Tieren die Testsubstanz APH199 in unterschiedlichen Konzentrationen in etwas Flüssigkeit oder Flüssigkeit ohne die Substanz in die Bauchhöhle gespritzt. Direkt nach der Injektion werden die Tiere wieder in die Box gesetzt. Mit einer Kamera wird beobachtet, wo in der Box sie sich aufhalten. Bleibt ein Tier länger im Randbereich, gilt das als ängstliches Verhalten. Dieser Versuch wird 5-mal durchgeführt, wobei zwischen den einzelnen Versuchen 2 oder 3 Tage liegen.

Versuchsreihe 2: 34 Mäuse werden in 3 Gruppen aufgeteilt. Die Tiere werden in Boxen gesetzt, die drei Bereiche enthalten. Zwei Testbereiche und dazwischen ein schmaler Bereich, der die Testbereiche voneinander trennt. Die Testbereiche sind mit Gummimatten ausgelegt; in einem Bereich ist die Gummimatte glatt, im anderen Bereich ist die Oberfläche strukturiert. In der ersten Phase des Versuchs werden die Tiere an den Versuchsablauf gewöhnt. Ihnen wird dreimal in der Woche eine Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt. Dann werden die Mäuse in den Versuchsaufbau gesetzt und es wird für 20 Minuten beobachtet, wo sie sich bevorzugt aufhalten. In den folgenden Versuchen wird den Tieren die Testsubstanz oder etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt, 20 Minuten später wird entweder Alkohol in etwas Flüssigkeit oder nur Flüssigkeit ohne Alkohol in die Bauchhöhle gespritzt. Die Tiere werden dann für 5 Minuten in einen der Testbereiche gesetzt, entweder den mit der glatten oder der rauen Gummimatte; der Zugang zu den anderen Bereichen ist abgesperrt. Dieser Versuch wird mehrfach durchgeführt, so sollen die Mäuse die Wirkung des Alkohols mit einem der beiden Testbereiche verbinden. Dann wird den Tieren wieder etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt, sie werden für 20 Minuten in den Versuchsaufbau gesetzt und können sich darin frei bewegen. Mit einem Infrarotsensor wird gemessen, wo die Tiere sich aufhalten. Der Versuch wird dreimal wiederholt. Tieren, die sich öfter in dem Testbereich aufhalten, den sie mit der Wirkung von Alkohol verbinden, wird Suchtverhalten unterstellt.

Versuchsreihe 3 wird ähnlich wie Versuchsreihe 2 durchgeführt, es werden 36 Mäuse eingesetzt.

Versuchsreihe 4 besteht aus unterschiedlichen Tests. Es werden 36 Mäuse eingesetzt, die jeden der Tests durchlaufen. Die Mäuse werden wie in Versuchsreihe 1 im Open-Field Test getestet. Im sogenannten Erhöhten Plus-Labyrinth-Test werden die Mäuse auf ein in 50 cm Höhe über dem Boden angebrachtes „Labyrinth“ gesetzt, welches aus zwei sich kreuzenden Stegen besteht, die vier Arme eines Kreuzes bilden. Zwei der Arme verfügen über 15 cm hohe Seitenwände, die anderen Arme haben keine Wände. 20 Minuten bevor die Tiere in die Mitte des Labyrinths gesetzt werden, wird ihnen die Testsubstanz oder etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt. Dann wird für 5 Minuten beobachtet, wie sich die Mäuse im Labyrinth bewegen. Tieren die sich bevorzugt in den mit Wänden versehenen Bereichen aufhalten wird Ängstlichkeit unterstellt.

In einem anderen Test werden die Tiere in eine in zwei Bereiche unterteilte Box gesetzt. Ein Bereich ist hell erleuchtet, der andere dunkel. 20 Minuten nach der Injektion der Testsubstanz oder eines Placebos werden die Mäuse für 5 Minuten in die Box gesetzt und beobachtet, wo sie sich aufhalten. Dadurch soll die Ängstlichkeit der Tiere bestimmt werden.

In einem weiteren Test erhalten die Tiere für 24 Stunden keine Nahrung. Dann werden sie in eine 50 x 50 cm große Box gesetzt, und zwar so, dass sie mit dem Gesicht zur Wand in einer der Ecken des Kastens stehen. Ein Bröckchen Futter wird in der Mitte des Kastens auf den Boden gelegt. Gemessen wird die Zeit, bis sich die Maus dem Futter nähert und isst.

Beim erzwungenen Schwimmtest werden die Mäuse einzeln in einen mit Wasser gefüllten Zylinder gegeben, aus dem sie nicht selbst entkommen können. Der Test wird an zwei aufeinander folgenden Tagen durchgeführt, am ersten Tag für 15 Minuten und am zweiten Tag für 5 Minuten. Gemessen wird, wie lange die Maus schwimmt, bevor sie aufgibt und sich treiben lässt. Mäuse, die früher aufhören zu schwimmen, gelten als depressiv.

In einem weiteren Test werden die Mäuse einzeln in Käfigen gehalten. In den Käfigen befinden sich zwei Wasserflaschen, in einer der Flaschen befindet sich Wasser in der anderen eine Zuckerlösung. Es wird 4 Tage lang beobachtet, wieviel Wasser und Zuckerlösung die Tiere trinken.

Versuchsreihe 5: 48 Ratten werden in verschiedene Gruppen aufgeteilt. Einem Teil der Ratten wird an 6 aufeinander folgenden Tagen die aufputschende Substanz Amphetamin (auch als Droge „Speed“ bekannt) dreimal täglich in steigenden Konzentrationen in die Bauchhöhle gespritzt. Dadurch soll bei den Tieren ein an eine Psychose erinnernder Zustand ausgelöst werden. Anderen Ratten wird eine Flüssigkeit ohne Amphetamin gespritzt. Es werden Verhaltenstests durchgeführt, vor denen einem Teil der Tiere die Testsubstanz in die Bauchhöhle gespritzt wird: Im Open-Field-Test (siehe oben) wird beobachtet, wie sich die Ratten auf der Fläche bewegen. Ein zweiter Versuch verläuft ähnlich, nur werden die Ratten nach 20 Minuten aus dem open Field herausgenommen, ihnen wird Amphetamin in die Bauchhöhle gespritzt und dann werden sie wieder in das Open Field zurückgesetzt, wo 40 Minuten lang beobachtet wird, ob sie durch das Amphetamin ein hyperaktives Verhalten zeigen.

In einem weiteren Test wird den Ratten die Testsubstanz gespritzt. Dann werden sie in enge Käfige gesetzt, in denen sie sich nicht umdrehen können. In speziellen Kammern werden den Tieren unterschiedlich laute Geräusche bis zu einer Lautstärke von bis zu 120 Dezibel, das entspricht in etwa der Lautstärke einer Rockband, vorgespielt. Gemessen wird, wie die Ratte bei dem Geräusch zusammenzuckt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (Erlangen) gefördert.

Bereich: Psychopharmakologie, Pharmakologie

Originaltitel: Behavioural effects of APH199, a selective dopamine D4 receptor agonist, in animal models

Autoren: Daria Chestnykh (1), Fabian Graßl (2), Canice Pfeifer (1), Jonas Dülk (1), Chiara Ebner (1), Mona Walters (1), Stephan von Hörsten (3), Johannes Kornhuber (1), Liubov S. Kalinichenko (1), Markus Heinrich (2), Christian P. Müller (1*,4)

Institute: (1) Psychiatrische und Psychotherapeutische Klinik, Uniklinik Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Schwabachanlage 6, 91054 Erlangen, (2) Department Chemie und Pharmazie, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (3) Experimentell-Therapeutische Abteilung, Präklinisches Experimentelles Tierzentrum (PETZ), Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Palmsanlage 5, 91054 Erlangen, (4) Centre for Drug Research, University Sains Malaysia, Penang, Malaysia

Zeitschrift: Psychopharmacology 2023; 240: 1011-1031

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5558

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer #V54-19c 20/15- F126/1005 genehmigt. Die Schildkröten stammen aus der Zucht NASCO Biology (USA) und wiegen zwischen 150 und 400 Gramm.

Ein Teil der Tiere wird narkotisiert und der Kopf der Tiere wird in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen befestigt. Der Schädel der Tiere wird geöffnet und die Hirnhäute werden mit einer Schere geöffnet. Mit einer feinen Glasnadel werden Viren, die das genetische Material zur Herstellung von farbig fluoreszierenden Eiweißmolekülen enthalten, in das Gehirn gespritzt. Auf die Öffnung im Schädel wird ein Glasplättchen gelegt, welches mit Zahnzement am Schädel befestigt wird.

4 Wochen nach dem Eingriff werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Weitere Schildkröten werden in Narkose versetzt, geköpft und ihre Köpfe werden in eine Nährlösung gegeben. Das Gehirn wird entnommen, zerteilt und an den Gehirnstücken werden Messungen zur Aktivität der Gehirnzellen durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Minerva-Stiftung und den Boehringer Ingelheim Fonds gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Reliable sequential activation of neural assemblies by single pyramidal cells in a three-layered cortex

Autoren: Mike Hemberger (1), Mark Shein-Idelson (1,2), Lorenz Pammer (1), Gilles Laurent (1)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Max-von-Laue-Straße 4, 60438 Frankfurt am Main, (2) Department of Neurobiology, George S. Wise Faculty of Life Sciences, Sagol School for Neuroscience, Tel-Aviv University, Tel Aviv, Israel

Zeitschrift: Neuron 2019; 104(2): 353-369

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5557

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer V54- 19c 20/15-F126/1005 genehmigt. Die Bartagamen wiegen zum Zeitpunkt der Versuche 100 bis 400 Gramm und stammen aus der Zucht des Max-Planck-Instituts für Hirnforschung. Die Schildkröten wiegen ebenfalls 200 bis 400 Gramm und stammen aus der Zucht NASCO Biology (USA).

Einem Teil der Bartagamen werden Schmerzmittel und Antibiotika gespritzt. Am nächsten Tag werden die Tiere narkotisiert und intubiert. Dann werden sie in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen fixiert, der eine Bewegung des Kopfes verhindert. Die Kopfhaut wird mit einem Skalpell entfernt. Es wird eine 2 bis 3 mm große Öffnung in den Schädel gebohrt. Die Hirnhäute werden mit Pinzetten entfernt. Eine Elektrodenkammer mit einer unterschiedlichen Anzahl an Elektroden wird über der Öffnung im Schädel befestigt, dann wird der Schädel mit einem UV-härtenden Kleber beschichtet. Am Tag nach der Operation werden die Elektroden langsam in das Gehirn eingelassen. Das Gehirn der Bartagamen wird mit einem Silikongel und Vaseline abgedeckt.

Für die Messungen werden die Tiere abends aus ihrem Heimatterrarium entnommen und in einen speziellen elektromagnetisch abgeschirmten Schlafbereich gesetzt, an den sie bereits vor der Operation gewöhnt wurden. Dort bleiben die Tiere über Nacht und ihre Gehirnaktivität wird während sie schlafen über die im Gehirn steckenden Elektroden vermessen.

Bei einigen Bartagamen wird unter Narkose ein Teil des Bindegewebes über dem Gehirn mit Pinzetten entfernt. Dann wird eine Glasnadel in das Gehirn eingeführt, durch die eine Chemikalie oder etwas Flüssigkeit in das Gehirn gespritzt wird. Die Chemikalie zerstört das Gewebe an der Injektionsstelle. Neben dem geschädigten Gewebe werden zwei Elektroden in das Gehirn eingelassen. Über die Elektroden wird sechs Nächte lang, während die Bartagamen schlafen, die Aktivität der Gehirnzellen vermessen. Nach einer Woche werden die Tiere getötet und ihr Gehirn zerschnitten und untersucht.

Weitere Bartagamen werden narkotisiert und ihnen werden Viren, die das genetische Material zur Herstellung von farbig fluoreszierenden Eiweißmolekülen enthalten, in verschiedene Bereiche des Gehirns gespritzt, wozu der Schädel geöffnet werden muss. Vier bis sechs Wochen später werden die Tiere erneut narkotisiert und enthauptet. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Einige Bartagamen werden narkotisiert und ihnen wird eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt. Dann wird das Gehirn entnommen, in Scheiben geschnitten und untersucht.

Weitere Bartagamen und Schildkröten werden in Narkose versetzt, ihr Kopf wird vom Rumpf abgetrennt und in eine Nährlösung gelegt. Das Gehirn wird zerteilt und an den in Nährlösung liegenden Stücken werden Messungen zur Aktivität der Gehirnzellen durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Japan Society for the Promotion of Science (Japan), die Kanae Foundation (Japan) und die European Molecular Biology Organization (EMBO) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: A claustrum in reptiles and its role in slow-wave sleep

Autoren: Hiroaki Norimoto (1), Lorenz A. Fenk (1), Hsing-Hsi Li (1), Maria Antonietta Tosches (1,2), Tatiana Gallego-Flores (1), David Hain (1,3), Sam Reiter (1,4), Riho Kobayashi (1,5), Angeles Macias (1), Anja Arends (1), Michaela Klinkmann (1), Gilles Laurent (1)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Max-von-Laue-Straße 4, 60438 Frankfurt am Main, (2) Department of Biological Sciences, Columbia University, New York, USA, (3) Department of Life Sciences, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt am Main, (4) Okinawa Institute of Science and Technology Graduate University, Okinawa, Japan, (5) Department of Neuropharmacology, Graduate School of Pharmaceutical Sciences, Nagoya City University, Nagoya, Japan.

Zeitschrift: Nature 2020; 578: 413-418

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5556

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter den Nummern V54-19c20/15-F126/1005_1011 und 2006 genehmigt. Die Streifenköpfigen Bartagarmen beiderlei Geschlechts haben ein Gewicht von 150 bis 250 Gramm und werden am Max-Planck-Institut für Hirnforschung gehalten. Bei Bartagamen handelt es sich um Echsen, die in Australien beheimatet sind.

Den Echsen werden Schmerzmittel und Antibiotika gespritzt. Einen Tag später werden die Tiere narkotisiert und intubiert. Der Kopf der Tiere wird in einem sogenannten Stereotaktischen Rahmen fixiert. Auf dem Schädel wird die Haut mit einem Skalpell entfernt. Dann wird ein „Fenster“ in den Schädel geschnitten, durch welches verschiedene Bereiche des Gehirns für die Experimentatoren zugänglich werden. Die Hirnhaut wird dort, wo Elektroden in das Gehirn eingelassen werden sollen, mit Pinzetten und Scheren entfernt. Es wird eine Elektrodenkammer mit einer unterschiedlichen Anzahl an Elektroden über der Öffnung im Schädel befestigt. Das Gehirn der Bartagamen wird mit einem Silikongel und Vaseline bedeckt und der freiliegende Schädel wird mit einem UV-härtenden Kleber abgedeckt.

Am Tag nach der Operation werden die Elektroden langsam in verschiedene Bereiche des Gehirns eingelassen. Dieser Prozess dauert für bestimmte Bereiche im Gehirn 3 Tage, bis die nötige Tiefe im Gehirn erreicht wird. Dabei wird über die Elektroden die Aktivität der Gehirnzellen vermessen, bis das gewünschte und für die Gehirnregion typische Signalmuster erhalten wird.

Für die Messungen werden die Tiere abends aus ihrem Heimatterrarium entnommen und in einen speziellen elektromagnetisch abgeschirmten Schlafbereich gesetzt, an den sie bereits vor der Operation gewöhnt wurden. Dort bleiben die Tiere über Nacht und die Aktivität der Nervenzellen wird während die Tiere schlafen über die im Gehirn steckenden Elektroden vermessen.

Bei einem Teil der Tiere wird die Hirnhaut über einem Bereich des Gehirns, der für das Sehen zuständig ist entfernt. Dann wird eine feine Glaspipette in das Gehirn geschoben durch die eine Chemikalie in das Gehirn gespritzt wird, die das Gewebe schädigt.

Bei anderen Tieren werden Teile der Hirnhaut und -rinde entfernt und die Amygdala, ein Teil des Gehirns, der an der Entstehung emotionaler Reaktionen und der Speicherung von Gedächtnisinhalten beteiligt ist, herausgeschnitten. Über Elektroden wird dann die Aktivität von Gehirnzellen für ein bis sechs Nächte untersucht. Die Tiere werden im Anschluss auf nicht genannte Art getötet, ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Weitere Bartagamen werden narkotisiert und enthauptet. Die Köpfe werden in eine eiskalte Nährlösung gegeben, das Gehirn mit derselben Lösung durchspült und aus dem Schädel genommen und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die European Molecular Biology Organization (EMBO) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Interhemispheric competition during sleep

Autoren: Lorenz A. Fenk (1), Juan Luis Riquelme (1,2), Gilles Laurent (1)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Max-von-Laue-Straße 4, 60438 Frankfurt am Main, (2) TUM School of Life Sciences, Technische Universität München, Freising

Zeitschrift: Nature 2023; 616(7956): 312-318

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5555

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.12-42502-04-13/1209 genehmigt. In den Versuchen werden sechs weibliche Beagle im Alter von sechs bis zehn Jahren eingesetzt, die aus der Tierhaltung des Instituts für Tierernährung der Tierärztliche Hochschule Hannover stammen.

Aus einem niedersächsischen Schlachthof werden Abfälle von Hähnchen bezogen, welche aus den Knochen, Schädeln, Hals, Fett und Teilen von Muskeln bestehen. Die Schlachtabfälle werden in drei verschiedenen Feinheitsgraden gemahlen. Jede der Schlachtabfall-Sorten wird jeweils für 10 Tage an alle Hunde verfüttert. Die Hunde erhalten dazu einmal täglich am Morgen eine abgewogene Menge des Futters. Es wird beobachtet, wie gut die Tiere das Futter annehmen und wie schnell sie es essen, übrig gelassenes Futter wird gewogen.

An den jeweils letzten 5 Tagen der Fütterung der einzelnen Schlachtabfall-Sorten wird der Kot der Hunde gesammelt und untersucht. Während dieser Zeit werden die Hunde einzeln in Zwingern mit Betonfußboden gehalten, damit der Kot den einzelnen Tieren zugeordnet werden kann. Der Kot wird anhand seines Aussehens bewertet und auf seine Bestandteile untersucht.

Das weitere Schicksal der Hunde wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Veröffentlichung der Arbeiten wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tierernährung

Originaltitel: Impact of animal by-products on diet digestibility and fecal quality in beagle dogs

Autoren: Bussarakam Chuppava (1)*, Diana-Christin Siebert (1), Christian Visscher (1), Josef Kamphues (1), Amr Abd El-Wahab (1,2)

Institute: (1) Institut für Tierernährung, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Bischofsholer Damm 15, Geb. 124, 30173 Hannover, (2) Department of Nutrition and Nutritional Deficiency Diseases, Faculty of Veterinary Medicine, Mansoura University, Mansoura, Ägypten

Zeitschrift: Life 2023; 13: 850

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5554

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer AZ 19/3203 genehmigt. Es werden 10 männliche Beagles eingesetzt. Ole, Strolch, Fiete, Spencer, Toni, Murphy und Lui wurde in einer vorausgehenden Studie ein Deslorelin-Implantat am Bauch unter die Haut implantiert. Das stäbchenförmige Implantat gibt den Wirkstoff Deslorelin ab, wodurch die Rüden unfruchtbar werden. Drei weitere Rüden erhielten in derselben Studie statt des Implantats eine Salzlösung injiziert.

In der vorliegenden Studie werden die Hunde 5 Monate nach dem Einsetzen des Implantats in Narkose versetzt, das Implantat und der rechte Hoden der Hunde wird entfernt und der Hoden feingeweblich untersucht. Auch den Hunden ohne Implantat wird unter Narkose der rechte Hoden entfernt. Im Anschluss werden die Hunde über einen Zeitraum von 149 Tagen regelmäßig untersucht und gewogen. Dazu wird den Tieren, zunächst wöchentlich und dann in längeren Abständen, Blut aus einer Vene abgenommen.

Über den gesamten Beobachtungszeitraum werden einmal pro Woche Ultraschalluntersuchungen der Prostata durchgeführt. Die Größe des verbleibenden Hodens wird wöchentlich vermessen. Ab der zweiten Woche wird den Hunden einmal pro Woche Sperma abgenommen. Dazu werden die Rüden durch Anwesenheit einer läufigen Hündin oder durch Anwesenheit einer Hündin und einen Lappen, der mit dem Vaginalsekret einer läufigen Hündin beschmiert ist, sexuell erregt und per Hand für bis zu 10 Minuten stimuliert. Für diese Art der Samengewinnung wurden die Hunde in vorausgegangenen Versuchen trainiert. Die Spermien werden aufgefangen und untersucht. Bei den Untersuchungen wird festgestellt, dass bei Lui zum Zeitpunkt der Implantatentfernung die Wirkung des Implantats bereits nachgelassen hatte. Daher können die mit ihm gewonnenen Daten nicht verwendet werden.

Am sechsten Tag nach der Implantatentfernung wird den Hunden ein Hormon gespritzt, das die Fruchtbarkeit steigern soll. Am Folgetag wird ein menschliches Schwangerschaftshormon gespritzt. Vor und nach den Hormonverabreichungen wird Blut abgenommen und untersucht. Diese Tests werden im Folgenden noch zweimal wiederholt.

Am 149. Tag nach der Entfernung des Implantats werden die Hunde erneut in Narkose versetzt und der linke Hoden wird entfernt und feingeweblich untersucht. Das weitere Schicksal der Hunde wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Virbac in Bad Oldesloe unterstützt. Die Veröffentlichung wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover gefördert.

Bereich: Tiermedizin, Reproduktionsforschung, Andrologie

Originaltitel: What happens in male dogs after treatment with a 4.7 mg deslorelin implant? II. Recovery of testicular function after implant removal

Autoren: Sabrina Stempel (1), Hanna Körber (1), Larena Reifarth (1), Gerhard Schuler (2), Sandra Goericke-Pesch (1)*

Institute: (1) Abteilung Reproduktion, Klinik für Kleintiere, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 9, Gebäude 280, 30559 Hannover, (2) Klinik für Geburtshilfe, Gynäkologie und Andrologie der Groß- und Kleintiere, Klinikum Veterinärmedizin, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen

Zeitschrift: Animals 2022; 12: 2545

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5553

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales in Berlin unter der Nummer G0079/15 genehmigt. Die neun weiblichen Meerschweinchen des Albino-Stamms Dunkin Hartley stammen aus der Versuchstierzucht Envigo in Leicestershire, Großbritannien. Vier der Tiere sind seropositiv für das Meerschweinchen infizierende Cytomegalovirus (CMV), das heißt sie hatten Kontakt mit dem Virus und haben Antikörper dagegen gebildet. Dies wird noch bei Envigo mit einer Blutprobe ermittelt. Wie die Tiere zu der Infektion kamen, wird nicht erwähnt. Die anderen fünf Meerschweinchen weisen keine Antikörper gegen das Virus auf.

Die Tiere werden in Narkose versetzt und ein Hochfrequenzlautsprecher wird 10 cm oberhalb des Kopfes der Meerschweinchen positioniert. Über diesen Lausprecher werden Töne unterschiedlicher Frequenzen in unterschiedlicher Lautstärke abgespielt, während zeitgleich über drei unter die Haut auf dem Scheitel, hinter der Ohrmuschel und an einer Körperseite gestochene Elektroden die Hirnströme gemessen werden.

Am nächsten Tag werden die Tiere erneut in Narkose versetzt. Sie werden in eine schalldichte Kammer gelegt und ein Lautsprecher befindet sich 10 cm oberhalb ihres Kopfes. Ihnen wird für zwei Stunden ein 115 Dezibel lautes Geräusch vorgespielt, das entspricht in etwa der Lautstärke einer Rockband. Die Tiere werden während der Beschallung beobachtet und wenn nötig wird Narkosemittel nachdosiert.

14 Tage nach dem so verursachten Schalltrauma werden die Tiere wieder narkotisiert und ihr geschädigtes Gehör wird wie am Tag vor dem Schalltrauma untersucht. Danach wird der Brustkorb der Meerschweinchen geöffnet und das Herz freigelegt. Durch eine Nadel wird eine konservierende Flüssigkeit in das schlagende Herz des Meerschweinchens gepumpt. Auf diese Weise werden die Tiere getötet, ihre Innenohren werden herausgeschnitten und untersucht.

Bereich: Hörforschung, Virologie

Originaltitel: Cytomegalovirus seropositivity as a potential risk factor for increased noise trauma susceptibility

Autoren: Moritz Groschel*, Stefan Voigt, Susanne Schwitzer, Arne Ernst, Dietmar Basta

Institute: Klinik für Hals-, Nasen- und Ohrenheilkunde, Unfallkrankenhaus Berlin, Warener Str. 7, 12683 Berlin

Zeitschrift: Noise Health 2022; 24(112): 1-6

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5552

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Gesundheit und Verbraucherschutz, Freie und Hansestadt Hamburg unter der Nummer N098/2019 genehmigt. Es werden 35 weibliche Meerschweinchen im Alter von 8 bis 9 Wochen eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Envigo stammen.

Die Meerschweinchen werden in Narkose versetzt. Ihr Herz wird mittels Ultraschall untersucht. In einer nicht näher beschriebenen Operation wird der Brustkorb aufgeschnitten und das Herz freigelegt. Dann wird mit einem auf -196 °C abgekühlten Metallstab von 0,5 cm Durchmesser viermal für jeweils 30 Sekunden die linke Herzkammer der Tiere berührt, wodurch das Gewebe durch Erfrierung abstirbt.

Sieben Tage später werden die Tiere erneut unter Narkose operiert und mit Ultraschall untersucht. Der Brustkorb wird geöffnet und unterschiedliche Herzzellen, die aus menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen gezüchtet und zum Teil gentechnisch so verändert sind, dass sie auf Licht oder eine chemische Substanz reagieren, werden an drei verschiedenen Stellen in das Herzgewebe in und um die Erfrierung herum gespritzt. Ab dem dritten Tag vor dieser zweiten Operation und für 28 Tage nach der Operation erhalten die Tiere Medikamente, die ihr Immunsystem unterdrücken, damit es die transplantierten menschlichen Zellen nicht als fremd erkennt und abstößt.

Die Tiere werden 28 Tage nach der Transplantation der Herzzellen getötet, nachdem ihr Herz erneut mit Ultraschall untersucht wurde. Einem Teil der Meerschweinchen wird dazu ein Medikament gespritzt, das die Bildung von Blutgerinnseln verhindert. Die Tiere werden in Narkose versetzt, ihr Brustkorb wird geöffnet und das Herz wird herausgeschnitten. Das Herz wird dann mit einer Nährlösung durchspült und so am Leben gehalten. Das Herz wird mit verschiedenfarbigem Licht bestrahlt und überprüft, ob dies einen Einfluss auf sein Schlagen hat. Andere Tiere werden auf nicht genannte Art getötet und ihr Herz wird entnommen und in Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung, den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Chirurgie, Transplantationsmedizin

Originaltitel: Contractile force of transplanted cardiomyocytes actively supports heart function after injury

Autoren: Tim Stüdemann (2), Judith Rössinger (1,2), Christoph Manthey (1,2), Birgit Geertz (1), Rajiven Srikantharajah (1,2), Constantin von Bibra (1,2), Aya Shibamiya (1,2), Maria Köhne (1,2,3), Antonius Wiehler (4), J Simon Wiegert (5), Thomas Eschenhagen (1,2), Florian Weinberger (1,2)*

Institute: (1) Institut für Experimentelle Pharmakologie und Toxikologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Martinistraße 52, 20246 Hamburg, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung, Standort Hamburg/Kiel/Lübeck, (3) Surgery for Congenital Heart Disease, Universitäres Herz- und Gefäßzentrum Hamburg, Hamburg, (4) Department of Psychiatry, Service Hospitalo-Universitaire, Groupe Hospitalier Universitaire Paris Psychiatrie & Neurosciences, Universite de Paris, Frankreich. (5) Forschungsgruppe Synaptische Informationsverarbeitung, Zentrum für Molekulare Neurobiologie Hamburg, Hamburg

Zeitschrift: Circulation 2022; 146(15): 1159-1169

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5551

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer 7221.1–1.-053/13 genehmigt. Es werden 12 Rinder der Rasse Holstein eingesetzt, die erstmals ein Kalb bekommen haben.

Die Rinder werden zu drei verschiedenen Zeitpunkten nach dem Kalben in sogenannte Stoffwechselkammern gestellt. In diesen Kammern stehen die Rinder angebunden in metallischen Boxen der Maße 2,5 x 1,5 Meter. Durch ein Plexiglasfenster können sie eine Artgenossin sehen, die in der benachbarten Box in der Stoffwechselkammer steht. Die Kammern sind klimatisiert und hermetisch geschlossen, frische Luft wird über eine Pumpe zugeführt. Die aus der Kammer abgeführte Luft wird analysiert. Vor der Geburt ihrer Kälber wurden die Rinder im Rahmen einer anderen Versuchsreihe bereits daran gewöhnt, in den Boxen zu stehen.

Im eigentlichen Versuch werden die Tiere für 66 Stunden in den Boxen angebunden. Die Tiere werden in der Kammer zweimal täglich gemolken. In den ersten 42 Stunden erhalten sie Futter zur freien Verfügung. Dann wird das Futter aus den Boxen genommen und den Tieren Blut aus einer Vene im Hals abgenommen. Nach einer 24-stündigen Fastenperiode wird erneut Blut abgenommen. Fasten ist für Kühe, deren Magen-Darm-Trakt an häufige Futteraufnahme angepasst ist, sehr schlecht. Denn es kann zu einer lebensgefährlichen Übersäuerung des Pansens kommen.

Außerhalb der Versuche in der Stoffwechselkammer werden die Tiere im Stall des Forschungsinstituts für Nutztierbiologie gehalten.

Das weitere Schicksal der Rinder wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft (BMBL), die Bundesanstalt für Landwirtschaft und Ernährung (BLE) und das Forschungsinstitut für Nutztierbiologie gefördert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierernährung

Originaltitel: Influence of lactation stage on heat production and macronutrient oxidation in dairy cows during a 24-hour fasting period

Autoren: K. M. Kennedy, Björn Kuhla*

Institute: Forschungsinstitut für Nutztierbiologie (FBN), Institut für Ernährungsphysiologie "Oskar Kellner", Wilhelm-Stahl-Allee 2, 18196 Dummerstorf

Zeitschrift: Journal of Dairy Science 2023; 116(4): 2933-2947

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5550

Versuchsbeschreibung: Die am Friedrich-Loeffler Institut stattfindenden Versuche werden durch eine Behörde des Landes Mecklenburg-Vorpommern unter der den Nummern LALLF M-V/TSD/7221.3-1.2-008/07 und LALLF MV/TSD/7221.3-020/06 genehmigt. Weitere Versuche finden in Kanada statt und werden dort genehmigt.

Am Friedrich-Loeffler Institut werden 10 weibliche Rinder der Rasse Holstein-Friesian im Alter von 6 Monaten mit einer von zwei verschiedenen Varianten der Bovinen Spongiformen Enzephalopathie (BSE) infiziert. Bei BSE handelt es sich um eine Erkrankung, bei der sich die Gehirnsubstanz der Rinder zurückbildet, in der Folge entwickeln die Tiere Verhaltensänderungen wie erhöhte Ängstlichkeit, Koordinationsstörungen, bis sie nicht mehr aufstehen können und Sensibilitätsstörungen wie eine Überempfindlichkeit auf Berührungen. Um die Tiere zu infizieren, wird ihnen eine Lösung in das Gehirn gespritzt, die verflüssigtes Hirngewebe von Rindern mit einer bestätigter BSE-Infektion enthält.

Dazu werden die Rinder in Narkose versetzt, die Kopfhaut wird aufgeschnitten und ein 1 mm großes Loch wird in den Schädel gebohrt. Mit einer Spritze mit einer 9 cm langen Nadel wird die infektiöse Flüssigkeit in einen bestimmten Bereich des Gehirns injiziert. Dann wird die Kopfhaut vernäht. Zusätzlich werden drei Rinder oral infiziert, indem ihnen - vermutlich mit einer Schlundsonde - 100 g verflüssigtes Hirngewebe von an BSE erkrankten Rindern verabreicht wird.

Im Anschluss werden alle Tiere engmaschig beobachtet und auf neurologische Symptome von BSE untersucht. Sobald die Tiere bestimmte nicht genauer benannte Kriterien erfüllen, werden sie auf nicht beschriebene Weise getötet. Vermutlich werden die Tiere getötet, sobald sie unter Ataxie, also unkontrollierten Bewegungen der Hinterbeine leiden; so wird es in einer weiteren Publikation der Arbeitsgruppe beschrieben (https://dx.doi.org/10.1080/15287394.2011.529060). Nach der Tötung wird das Gehirn der Tiere entnommen und untersucht.

Neben den Versuchen am Friedrich-Loeffler Institut werden weitere Versuche mit 11 Kälbern im Alter von 2 bis 6 Monaten durch die Canadian Food Inspection Agency durchgeführt. Die Tiere werden narkotisiert, ihre Kopfhaut wir aufgeschnitten, ein 1,6 mm großes Loch wird in den Schädel gebohrt und die infektiöse Flüssigkeit, die eine von drei BSE-Varianten enthält, wird in ihr Gehirn gespritzt; dann wird die Wunde vernäht. Die Tiere werden täglich auf das Auftreten von Symptomen kontrolliert und wenn sie bestimmte nicht beschriebene Kriterien erfüllen, werden sie auf nicht genannte Art getötet, ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Infektion wird für alle Tiere in dieser Studie bestätigt und alle Rinder zeigen nicht näher beschriebene Symptome von BSE.

Die Arbeiten wurden durch das Alberta Prion Research Institute und die Alberta Livestock and Meat Agency sowie die Canadian Food Inspection Agency unterstützt.

Bereich: Tierseuchenforschung

Originaltitel: Discrimination of classical and atypical BSE by a distinct immunohistochemical PrPSc profile

Autoren: Christine Fast (1)*, Catherine Graham (2), Martin Kaatz (3), Kristina Santiago-Mateo (2), Tammy Kaatz (2), Kendra MacPherson (3), Anne Balkema-Buschmann (1), Ute Ziegler (1), Martin H. Groschup (1), Stefanie Czub (2,3)

Institute: (1) Friedrich-Loeffler Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger (INNT), Südufer 10, 17493 Greifswald - Insel Riems, (2) Canadian Food Inspection Agency, Lethbridge, Kanada, (3) Faculty of Veterinary Medicine, University of Calgary, Calgary, Kanada

Zeitschrift: Pathogens 2023; 12: 353

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5549

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Thüringer Landesamt für Lebensmittelsicherheit und Verbraucherschutz am 14. Oktober 2010 unter der Nummer 02-036/10 genehmigt. Die acht weiblichen Schafe stammen von lokalen Züchtern und werden in der Zentralen Experimentellen Tierhaltung des Universitätsklinikum Jena gehalten.

Zwei Wochen nach ihrer Ankunft am Universitätsklinikum Jena werden die Tiere in Narkose versetzt. Die Haut und die Muskeln oberhalb des rechten Knies werden in ca. 10 cm Länge parallel zum Oberschenkelknochen aufgeschnitten. Die Knochenhaut wird aufgeschnitten und in den freigelegten Knochen werden zwei Löcher der Maße 5 x 6 mm gebohrt. Die Löcher werden mit einem von zwei zu testenden gelförmigen Materialien gefüllt. Das Material wird durch Lichtbestrahlung ausgehärtet. Dann wird die Wunde verschlossen und genäht. Im Anschluss wird unterhalb des Knies ein 5 cm langer Schnitt parallel zum Schienbein durchgeführt. Auch hier wird der Knochen freigelegt und ein Loch in den Schienbeinknochen gebohrt, welches mit einem der zu testenden Materialien gefüllt wird, bevor die Wunde vernäht wird. Die so behandelten Knochen werden geröntgt.

12 Monate nach dieser Operation werden die Tiere auf nicht genannte Weise „nach einem Standard-Protokoll“ getötet. Die Knochen, in die die Löcher gebohrt wurden, werden entnommen und untersucht. Dabei werden bei den Löchern, die mit einem der zu testenden Materialien gefüllt wurden, Zeichen einer Entzündung gefunden.

Die Arbeiten erhielten keine Förderung.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Knochenchirurgie, Kieferchirurgie

Originaltitel: Histological and histomorphometric evaluation of implanted photodynamic active biomaterials for periodontal bone regeneration in an animal study

Autoren: Bernd Sigusch (1), Stefan Kranz (1)*, Andreas Clemm von Hohenberg (1), Sabine Wehle (1), André Guellmar (1), Dorika Steen (2), Albrecht Berg (3), Ute Rabe (1), Markus Heyder (1), Markus Reise (1)

Institute: (1) Poliklinik für Konservierende Zahnheilkunde und Parodontologie, Universitätsklinikum Jena, An der alten Post 4, 07743 Jena, (2) Biolitec Research GmbH, Jena, (3) Innovent Technologieentwicklung e.V., Jena

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2023; 24: 6200

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5548

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern genehmigt. Die männlichen Paviane stammen aus dem Deutschen Primatenzentrum in Göttingen. Für die Versuche werden junge Schweine verwendet, in deren Erbgut menschliche Gene eingeschleust wurden sowie ein anderes Gen ausgeschaltet wurde. Das soll dazu führen, dass beim Einpflanzen ihrer Organe in den Menschen keine Abstoßungsreaktionen erfolgen. Die Schweine stammen von Revivicor in Blacksburg, USA, und vom Lehrstuhl für Molekulare Tierzucht und Biotechnologie (Genzentrum der LMU München, München).

Die Schweine werden in Narkose gelegt und mechanisch beatmet. Der Brustkorb wird aufgeschnitten, das Herz entfernt und auf verschiedene Weise behandelt sowie gelagert. Alle Schweine versterben durch diesen Eingriff.

Parallel zur Operation der Schweine werden die Affen in Narkose gelegt. In eine Halsvene und Oberschenkelarterie werden für eine ständige Blutkontrolle Dauerkatheter geschoben. Der Brustkorb wird aufgeschnitten, die großen Gefäße werden vom Herz abgetrennt und mit einer Herz-Lungen-Maschine verbunden. Das Herz eines Schweins wird eingesetzt und die jeweiligen Gefäßenden miteinander verbunden. Der Brustkorb wird geschlossen und die Haut vernäht. Nach der Operation bekommen die Affen verschiedene Medikamente zur Unterdrückung des Immunsystems und zur Stärkung des Herz-Kreislaufsystems. Außerdem werden in regelmäßigen Abständen Herz-Ultraschalluntersuchungen durchgeführt.

Drei Affen werden aufgrund von akuten Herz-Kreislauf-Versagen innerhalb eines Tages auf nicht genannte Weise getötet, ein weiteres Tier nach 3 Tagen aufgrund von Multiorganversagen. Die restlichen Paviane werden zu verschiedenen Zeitpunkten innerhalb von 4 – 195 Tagen auf nicht genannte Weise getötet.

Zum genauen Gesundheitszustand bzw. zu konkreten Symptomen dieser Affen wird in der vorliegenden Studie -bis auf die Überlebenszeit- nichts geschrieben. Nähere Informationen dazu können in einer anderen Publikation (Datenbank-ID 4965; Längin et al. Nature 2018; 564(7736): 430-433) nachgelesen werden. Alle Paviane werden nach ihrem Tod obduziert und es werden feingewebliche Untersuchungen von Herz und Leber vorgenommen. Die Studie wurde finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Xenotransplantationsforschung

Originaltitel: Cold non-ischemic heart preservation with continuous perfusion prevents early graft failure in orthotopic pig-to-baboon xenotransplantation

Autoren: Matthias Längin (1)*, Bruno Reichart (2), Stig Stehen (3), Trygve Sjöberg (3), Audrius Paskevicius (3), Qiuming Liao (3), Guangqi Qin (3), Maren Mokelke (2), Tanja Mayr (1), Julia Radan (2), Lara Issl (2), Ines Buttgereit (2), Jiawei Ying (2), Ann Kathrin Fresch (2), Alessandro Panelli (2), Stefanie Egerer (4), Andrea Bähr (4), Barbara Kessler (4), Anastasia Milusev (5), Riccardo Sfriso (5), Robert Rieben (5), David Ayares (6), Peter J. Murray (7), Reinhard Ellgass (8), Christoph Walz (9), Nikolai Klymiuk (4), Eckhard Wolf (4), Jan-Michael Abicht (1), Paolo Brenner (8)

Institute: (1) Klinik für Anaesthesiologie, Klinikum der Universität München, LMU München, Marchioninistr. 15, 81377 München, (2) Transregional Collaborative Research Center 127, Walter Brendel Zentrum für Experimentelle Medizin, LMU München, Marchioninistr. 27, 81377 München, (3) Department of Cardiothoracic Surgery, Lund University and Skåne University Hospital, Lund, Schweden, (4) Lehrstuhl für Molekulare Tierzucht und Biotechnologie, Genzentrum der LMU München, LMU München, München, (5) Department for BioMedical Research (DBMR), Universität Bern, Bern, Schweiz, (6) Revivicor, Blacksburg, USA, (7) Max-Planck-Institut für Biochemie, Martinsried, (8) Herzchirurgische Klinik und Poliklinik, Klinikum der Universität München, LMU München, München, (9) Pathologische Institut, Medizinische Fakultät, LMU München, München

Zeitschrift: Xenotransplantation 2021; 28: e12636

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5547

Versuchsbeschreibung: Die Versuche finden in Frankreich und Deutschland statt, genehmigt vom französischen Ministerium für Ausbildung und Forschung unter der Nummer 2453-2015102713323361v2 bzw. dem Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Sicherheit (LAVES) unter den Nummern 33.19-42502-04-12/0820 und 33.19-42502-04-17/2500. Gehalten werden die Westlichen Grünmeerkatzen und Langschwanzmakaken am IDMIT Center (Fontenay-aux-Roses, Frankreich), die Rhesusaffen am Deutschen Primatenzentrum in Göttingen. An diesen Orten finden auch jeweils die Versuche statt.

Zu Beginn der Versuche sind die Affen durchschnittlich 3-5 Jahre alt und wiegen zwischen 3 und 6 Kilogramm. Für die gesamte Studie über 250 Tage werden die Tiere in Einzelkäfigen nicht genannter Größe in einem Infektionsschutzbereich der Stufe 3 gehalten. Das stellt für diese sehr sozialen Tiere eine große Belastung dar. Alle Affen - bis auf 5 Rhesusaffen, die als "uninfizierte Kontrolltiere" dienen - werden mit SIV ("Affen-AIDS") infiziert, indem unter Narkose Viren in die Blutbahn gespritzt werden. Verwendet werden verschiedene Virusstämme. Die Langschwanzmakaken bekommen zwei verschiedene Dosen, die anderen Affen nur eine Dosis. Zu verschiedenen Zeitpunkten vor der Infektion bis zu 250 Tagen nach der Infektion wird den Tieren Blut abgenommen und bei einigen Affen auf nicht genannte Weise Gewebeproben von Lymphknoten entnommen. Vermutlich erfolgt dies, indem eine Kanüle in einen Lymphknoten gestochen und Zellmaterial angesaugt wird. Am 9. und 150. Tag nach der Infektion werden bei einigen Tieren ganze Lymphknoten herausgeschnitten und untersucht. Nicht erwähnt, aber vermutlich geschieht dies unter Narkose. Bei allen Langschwanzmakaken sowie 6 der infizieren Rhesusaffen kommt es zur Ausbreitung der Viren im Blut. Wie viele Grünmeerkatzen eine sogenannte Virämie zeigen, wird nicht erwähnt. Auch fehlt die Angabe, welche Symptome die betroffenen Tiere zeigen. Üblicherweise leiden erkrankte Affen unter Appetitlosigkeit, Durchfall, Husten und Atemnot. Am Ende der Studie werden die Affen auf nicht genannte Weise getötet und verschiedene Organe für feingewebliche Untersuchungen entnommen.

Zusätzlich zu den Tierversuchen werden auch Versuche gemacht, bestimmte Blutzellen von gesunden Westlichen Meerkatzen mit dem Virus zu infizieren.

Die Studie wurde finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), dem Deutschen Zentrum für Infektionsforschung (DZIE), der Hector Stiftung, den National Institutes of Health (NIH, USA), der Französischen Regierung durch das ANR (Agence National de la Recherche), dem Französischen Institut für AIDS- und Hepatitisforschung (ANRS), dem Institut Pasteur (Frankreich), der Université Paris Cité, der Fondation Jaquelin Beytout (Schweiz), der Fondation Les Ailes (Frankreich) sowie den Fonds MSDAvenir (Frankreich).

Bereich: AIDS-Forschung

Originaltitel: SIV-induced terminally differentiated adaptive NK cells in lymph nodes associated with enhanced MHC-E restricted activity

Autoren: Nicolas Huot (1), Philippe Rascle (1,2), Caroline Petitdemange (1), Vanessa Contreras (3), Christina M. Stürzel (4), Eduard Baquero (5), Justin L. Harper (6), Caroline Passaes (1), Rachel Legendre (7), Hugo Varet (8), Yoann Madec (9), Ulrike Sauermann (10), Christiane Stahl-Hennig (10), Jacob Nattermann (11), Asier Saez-Cirion (1), Roger Le Grand (3), R. Keith Reeves (12), Mirko Paiardini (6,13), Frank Kirchhoff (4), Beatrice Jacquelin (1), Michaela Müller-Trutwin (1)*

Institute: (1) Institut Pasteur, Unité HIV, Inflammation et Persistance, 25-28 Rue du Dr Roux, 75015 Paris, Frankreich, (2) Université Paris Diderot, Sorbonne Paris Cité, Paris, Frankreich, (3) CEA-Université Paris Sud-Inserm, IDMIT Department, IBFJ, 18 route du Panorama, 92265 Fontenay-aux-Roses, Frankreich, (4) Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (5) Institut Pasteur, Unité de Virologie Structurale, Paris, Frankreich, (6) Division of Microbiology and Immunology, Yerkes National Primate Research Center, Emory University, Atlanta, USA, (7) Bioinformatics and Biostatistics Hub, Department of Computational Biology, Institut Pasteur, Paris, Frankreich, (8) Biomics Platform, Center for Technological Resources and Research (C2RT), Institut Pasteur, Paris, Frankreich, (9) Institut Pasteur, Epidemiology of Emerging Diseases Unit, Paris, Frankreich, (10) Deutsches Primatenzentrum - Leibniz Institut für Primatenforschung, Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (11) Medizinische Klinik und Poliklinik I, Universitätsklinikum Bonn, Bonn; Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Bonn, (12) Center for Virology and Vaccine Research, Beth Israel Deaconess Medical Center, Harvard Medical School, Boston, USA, (13) Department of Pathology and Laboratory Medicine, Emory University School of Medicine, Atlanta, USA

Zeitschrift: Nature Communications 2021; 12(1): 1282

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5546

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde unter der Nummer AZ 55.2-1-54-2531-167-10 genehmigt. Es werden 33 Merinoschafe im Alter von 6 bis 7 Jahren eingesetzt. Zuvor werden die Tiere geröntgt, um eine Gelenkentzündung auszuschließen.

Die Schafe werden in Narkose versetzt, indem ihnen Beruhigungs- und Narkosemittel in eine Vene gespritzt werden, dann werden sie intubiert, d.h., ein Schlauch wird zur künstlichen Beatmung in die Luftröhre geschoben. Zusätzlich wird ein Schlauch in den Magen gelegt. Die Schafe werden in Rückenlage auf den Operationstisch gelegt. Ein Knie der Tiere wird aufgeschnitten und die Kniescheibe zur Seite geschoben. Dann werden zwei Löcher mit je 6 mm Durchmesser in den Knorpel des Knie-nahen Endes des Oberschenkelknochens gestanzt.

Die Löcher im Knorpel werden dann unterschiedlich behandelt: Entweder sie werden gar nicht behandelt, oder es werden 3 Löcher von 2 oder 4 mm Tiefe in den freiliegenden Knochen gebrochen oder 3 bzw. 6 Löcher von 4 mm Tiefe in den Knochen gebohrt. Nach dem Eingriff und an den folgenden 3 Tagen wird den Schafen ein Schmerzmittel gespritzt.

Die Tiere werden ein Jahr nach dem Eingriff erneut in Narkose versetzt. Dann werden die Bereiche mit den Löchern und dem neugebildeten Knorpel herausgeschnitten. Im Anschluss werden die Schafe durch Spritzen eines Tötungsmittels getötet.

Bereich: Knochenchirurgie, Chirurgie, Regenerationsforschung

Originaltitel: Biomechanical properties of repair cartilage tissue are superior following microdrilling compared to microfracturing in critical size cartilage defects

Autoren: Florian Pohlig (1)*, Michael Wittek (2), Anne von Thaden (3), Ulrich Lenze (1), Claudio Glowalla (1,2), Philipp Minzlaff (4), Rainer Burgkart (1), Peter Michael Prodinger (4)

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Orthopädie, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München (TUM), Ismaninger Straße 22, 81675 München, (2) BG Unfallklinik Murnau, Murnau am Staffelsee, (3) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen, München, (4) Krankenhaus Agatharied, Abteilung Unfallchirurgie und Orthopädie, Hausham

Zeitschrift: In Vivo 2023; 37(2): 565-573

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5545

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen genehmigt und zwischen Februar 1992 und Mai 1993 durchgeführt. Es werden 6 erwachsene Schleiereulen eingesetzt, die mit der Hand aufgezogen wurden. Die Tiere werden als G, H, I, J, K und L bezeichnet.

Der Versuchsaufbau besteht aus einer rotierenden Trommel von 36 cm Höhe, auf deren Innenfläche ein Streifenmuster oder ein Muster aus Quadraten abgebildet ist. Die Trommel wird mit unterschiedlichen Geschwindigkeiten sowohl mit dem Uhrzeigersinn als auch gegen den Uhrzeigersinn gedreht. In der Mitte der Trommel wird die Eule auf einer Sitzstange positioniert, ihre Beine werden mit einem Lederriemen an der Stange befestigt. Während sich die Trommel bewegt, wird die Eule von oben mit einer Kamera gefilmt, um festzuhalten, wie sie dem sich bewegenden Muster durch Drehung des Kopfes folgt. Dafür wird den Tieren eine Pappe oder ein Papier mit Positionsmarkierungen auf dem Kopf befestigt. Eine Versuchssession dauert bis zu einer Stunde.

Bei einem Teil der Versuche wird ein Auge der Tiere abgedeckt. Dabei wird die Augenabdeckung an einem am Schädel der Eulen befestigten Haltegriff befestigt. Der Haltegriff stammt aus vorausgegangenen Versuchen, bei denen den Tieren unter Narkose die Kopfhaut aufgeschnitten wurde und der Haltegriff mit Zahnzement am Schädel festgeklebt wurde.

Das weitere Schicksal der Eulen wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Veröffentlichung der Arbeiten wurde durch das Projekt DEAL unterstützt.

Bereich: Sehforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Optocollic responses in adult barn owls (Tyto furcata)

Autoren: Hermann Wagner (1,2)*, Ina Pappe (1,3), Hans Ortwin Nalbach (1)

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Biologische Kybernetik, Max Planck Ring 11, 72076 Tübingen, (2) Institut für Biologie II, RWTH Aachen University, Aachen, (3) Universitätsklinik für Anästhesiologie, Tübingen

Zeitschrift: Journal of Comparative Physiology A 2022; 208: 239-251

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5544

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine Behörde des Landes Thüringen unter der Nummer 02-054/14 genehmigt. Die Wachteln werden am Institut für Zoologie und Evolutionsforschung der Friedrich-Schiller-Universität Jena gehalten, wo die Versuche auch stattfinden.

Die Tiere müssen einen 3 Meter langen Gang durchqueren. Der Boden ist so beschichtet, dass sie nicht ausrutschen. Der Boden ist entweder eben oder weist in der Mitte der Strecke eine Stufe auf, die nach oben oder unten gerichtet und 1 cm, 2,5 cm oder 5 cm hoch ist. Die Bewegung der Tiere wird mit zwei Hochgeschwindigkeitskameras gefilmt und zusätzlich mit Hilfe zweier Röntgen-Quellen von der Seite und von unten erfasst, so dass bewegte Röntgenbilder der Bewegungsabläufe aufgenommen werden. Die erhaltenen Filme werden mit Computern ausgewertet und zur Entwicklung eines Modells für das Laufverhalten von Wachteln genutzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die National Science Foundation (USA) gefördert.

Bereich: Tierphysiologie

Originaltitel: Limb, joint and pelvic kinematic control in the quail coping with steps upwards and downwards

Autoren: Emanuel Andrada (1)*, Oliver Mothes (2), Heiko Stark (1), Matthew C. Tresch (3), Joachim Denzler (2), Martin S. Fischer (1), Reinhard Blickhan (4)

Institute: (1) Institut für Zoologie und Evolutionsforschung, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Erbertstraße 1, 07743 Jena, (2) Computer Vision Group, Lehrstuhl für Digitale Bildverarbeitung, Fakultät für Mathematik und Informatik, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena, (3) Department of Physiology, Northwestern University, Chicago, USA, (4) Bewegungswissenschaft, Institut für Sportwissenschaft, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena

Zeitschrift: Scientific Reports 2022; 12: 15901

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5543

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. und zwischen Mai 1992 und Juni 1993 durchgeführt. Es werden sechs Schleiereulen eingesetzt, die als F, G, H, I, J und K bezeichnet werden. Die Eulenküken werden noch bevor sie die Augen öffnen, dies geschieht ungefähr an Tag 10 bis 12 nach dem Schlüpfen, oder kurz nach dem Öffnen der Augen aus dem Nest entnommen und per Hand aufgezogen, damit sie zahm werden.

Die Tests werden an 9 bis 65 Tage alten Eulen durchgeführt. Sehr junge Küken sind bei den Versuchen kaum in der Lage ihren Kopf zu halten (bis Tag 13) und werden in flache Schalen gesetzt. Wenn die Tiere älter und agiler werden, werden sie in Bechergläser gesetzt, damit sie an Ort und Stelle bleiben. Die Eulen werden dann in Schalen oder Bechergläsern in eine 46 cm hohe Trommel gesetzt, deren Innenwände mit einem Muster aus Quadraten oder einem Streifenmuster versehen ist.

Die Trommel wird mit verschiedenen Geschwindigkeiten und sowohl im als auch gegen den Uhrzeigersinn gedreht. Die Kopfdrehungen der Vögel, mit denen sie dem Muster zu folgen versuchen, werden mit einer Kamera von oben gefilmt. Dazu wird den Tieren ein Pappstreifen mit zwei Punkten auf den Kopf geklebt; die Punkte dienen dazu die Richtung, in die die Eule schaut, zu ermitteln. Eine Versuchssession dauert typischerweise eine Stunde.

In einem Teil der Versuche werden die Eulen ebenfalls in die sich drehende Trommel gesetzt, dabei wird jedoch eines ihrer Augen abgedeckt. Dazu wird bei jüngeren Küken eines der Augen mit schwarzem Klebeband abgeklebt. Ältere Tiere (ab einem Alter von 50 Tagen) werden in Narkose gelegt, ihre Kopfhaut wird aufgeschnitten und an ihrem Schädel wird mit Zahnzement ein Haltegriff befestigt. An diesem Haltegriff wird dann die Augenabdeckung befestigt. Das weitere Schicksal der Eulen wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Sehforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Development of the horizontal optocollic reflex in juvenile barn owls (Tyto furcata pratincola)

Autoren: Hermann Wagner (1,3)*, Ina Pappe (2,3), Sandra Brill (1), Hans Ortwin Nalbach (3)

Institute: (1) Institut für Biologie II, RWTH Aachen University, Aachen, (2) Universitätsklinik für Anästhesiologie, Tübingen, (3) Max-Planck-Institut für Biologische Kybernetik, Max Planck Ring 11, 72076 Tübingen

Zeitschrift: Journal of Comparative Physiology A 2022; 208: 479-492

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5542

Versuchsbeschreibung: Ein Teil der Versuche findet in Berlin statt und wird durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) Berlin unter der Nummer StN006/19 genehmigt. Weitere Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen durchgeführt und auch durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer #84-02.04.2016.A109 genehmigt.

In Berlin werden 30 Hennen der Rasse Weiße Leghorn im Alter von 20 Wochen nach einer Eingewöhnungsphase von 3 Wochen in zwei Gruppen eingeteilt. Die erste Gruppe erhält über 28 Tage ein mit bestimmten Schadstoffen, sogenannten polychlorierten Biphenylen (PCBs), kontaminiertes Futter. Von PCBs ist bekannt, dass sie unter anderem die Leber, die Schilddrüse und Nervenzellen schädigen. Das kontaminierte Futter stammt aus einem Kontaminationsfall in Deutschland aus dem Jahr 2018, bei dem Futter durch abgeplatzte Farbe kontaminiert wurde, was zu einer Überschreitung der Höchstgrenze der entsprechenden PCBs in Eiern und Hühnerfleisch führte. Im Anschluss erhalten die Tiere für 100 Tage nicht kontaminiertes Futter. Die zweite Gruppe erhält das kontaminierte Futter für 63 Tage und im Anschluss 100 Tage das nicht kontaminierte Futter. Zu verschiedenen Zeitpunkten werden die Eier der Hühner eingesammelt und analysiert. Es wird beobachtet, dass die Tiere, die für 68 Tage das kontaminierte Futter zu sich nehmen mussten, weniger Nahrung aufnehmen und weniger Eier legen.

In weiteren Versuchen desLANUV werden 72 Hennen der Tetra-Rasse in drei Gruppen aufgeteilt. Vor dem Versuch werden jeweils drei Hühner je Gruppe durch Injektion eines Betäubungsmittels getötet und ihre Brustmuskulatur wird für Untersuchungen herausgeschnitten. Die restlichen Tiere werden gruppenweise für bis zu 168 Tage in Gehegen gehalten. Der Boden der Gehege enthält unterschiedliche Mengen PCBs und stammt aus stadtnahen Gebieten für die bekannt ist, dass sie mit PCBs und anderen Schadstoffen belastet sind. Zu verschiedenen Zeitpunkten werden die Eier der Hühner analysiert. Die verbliebenden Hühner werden an Tag 42, 84 oder 168 getötet und ihre Brustmuskeln werden analysiert.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesinstitut für Risikobewertung und das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen gefördert.

Bereich: Tierernährung, Tierhaltung

Originaltitel: Transfer of non-dioxin-like polychlorinated biphenyls (ndl-PCBs) from feed and soil into hen eggs

Autoren: B. Ohlhoff (1), D. Savvateeva (1), J. Leisner (2), F. Hartmann (2), K.-H. Südekum (3), T. Bernsmann (4), M. Spolders (1), A. Jahnke (1), A. Lüth (1), I. Röhe (1), J. Numata (1), R. Pieper (1)*

Institute: (1) Abteilung Sicherheit in der Nahrungskette, Bundesinstitut für Risikobewertung, Max-Dohrn-Straße 8-10, 10589 Berlin, (2) Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen, Recklinghausen, (3) Institut für Tierwissenschaften, Universität Bonn, Bonn, (4) Chemisches und Veterinäruntersuchungsamt Münsterland-Emscher-Lippe, Münster

Zeitschrift: Journal of Agricultural and Food Chemistry 2022; 70(29): 8955-8962

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5541

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer AZ ROB-55.2-2532.Vet_02-21-100 im Februar 2022 genehmigt. Die Pferde stammen aus dem Haupt- und Landgestüt Schwaiganger in Ohlstadt und werden im Lehrbetrieb eingesetzt.

Die Tiere werden in verschiedene Gruppen eingeteilt. 16 Pferde werden für den eigentlichen Versuch eingesetzt, weitere 10 Pferde werden in die Kontrollgruppe eingeteilt und die restlichen Pferde werden für die Bestimmung von Referenzwerten verwendet.

Die Tiere der Versuchsgruppe werden an vier unterschiedlichen Tagen für jeweils 20 Minuten unter verschiedenen Bedingungen geritten, die bei den Tieren unterschiedlich starken Stress verursachen sollen. Vor den einzelnen Versuchen wird den Pferden zweimal Blut aus der Halsschlagader abgenommen, einmal noch im Stall, und einmal unmittelbar vor dem Ritt. Im niedrigsten Stresslevel werden die Pferde mit lockerem Nasenband geritten. Stresslevel 2 wird durch Reiten mit fest angezogenem Nasenband, welches die Öffnung des Mundes verhindert, erreicht. In Level 3 werden die Pferde mit lockerem Nasenband geritten, zusätzlich wird ihnen ein Endoskop, das ist ein Schlauch, in ein Nasenloch eingeführt. Das Einführen eines Endoskops soll bei den Pferden bewusst Stress erzeugen. Der höchste Stresslevel von 4 wird durch Reiten mit fest gezogenem Nasenband und gleichzeitig in ein Nasenloch eingeschobenes Endoskop erzielt. Während der Versuche werden die Pferde gefilmt und ihre Körpersprache und ihr Gesichtsausdruck wird nach einem Punkteschema bewertet, welches Ausdruck über Schmerzen und Stress der Tiere geben soll. Es können 0 bis 24 Punkte vergeben werden, wobei 8 Punkte beispielsweise bei Schmerzen im Bewegungsapparat erreicht werden. In den Versuchen erzielen die Pferde bis zu 10 Punkte. Im Anschluss an jeden einzelnen Ritt wird der Reiter nach der Leistung, der Reitbarkeit und der Bereitwilligkeit der Pferde befragt. Direkt nach jedem Ritt wird erneut Blut abgenommen und die Pferde werden wieder in den Stall gebracht. Bei den Tieren der Kontrollgruppe wird ebenfalls dreimal Blut abgenommen, allerdings werden sie nicht geritten. Zusätzlich wird weiteren Pferden einmalig Blut abgenommen, um Vergleichswerte zu erhalten.

Die Arbeiten erhielten keine Förderung.

Bereich: Tierhaltung, Tierschutz

Originaltitel: Evaluation of substance P as a new stress parameter in horses in a stress model involving four different stress levels

Autoren: Dominik Scholler (1), Yury Zablotski (2), Anna May (1)*

Institute: (1) Klinik für Pferde, Ludwig-Maximilians-Universität München, Sonnenstr. 14, 85764 Oberschleißheim, (2) Zentrum für Klinische Tiermedizin, Klinik für Wiederkäuer mit Ambulanz und Bestandsbetreuung, Ludwig-Maximilians-Universität München, Oberschleißheim

Zeitschrift: Animals 2023; 13: 1142

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5540

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde in Gießen, vermutlich das Regierungspräsidium Grießen, unter der Nummer GI 18/9 NR.36/2015 genehmigt.

Jeweils 11 Nymphensittiche werden als erwachsene Tiere im Alter von ein bis fünf Jahren oder als Küken (ein bis sechs Tage nach dem Schlüpfen) mit einem Virus infiziert. Das dafür verwendete Virusisolat wurde aus dem Gehirn eines Aras gewonnen, der an der durch das Virus verursachten Erkrankung, die Drüsenmagendilatation genannt wird, gestorben ist. Die Viren werden den Sittichen in etwas Flüssigkeit in eine Vene gespritzt.

Der Verlauf der Infektion wird über einen Zeitraum von insgesamt 233 Tagen beobachtet. In dieser Zeit werden die Tiere regelmäßig beobachtet und gewogen und es werden Abstriche aus Kropf und Kloake sowie Blutproben genommen. Im Beobachtungszeitraum entwickeln die meisten der Tiere klinische Symptome wie Abgeschlagenheit, Durchfall, neurologische Symptome, Gewichtsverlust, vermehrte Harnausscheidung und vermehrte Flüssigkeitsaufnahme.

Drei der Tiere sterben. Drei Sittiche werden aufgrund ihrer Symptome oder wegen starkem Gewichtsverlust getötet. Nach Ende des Beobachtungszeitraums werden die verbleibenden Tiere getötet. Dazu werden sie in Narkose versetzt und ausgeblutet. Proben ihrer Organe werden entnommen und untersucht. Dabei werden Veränderungen an Drüsenmagen, Verdauungssystem, Leber, Bauchspeicheldrüse, Nieren, Nebennieren, Milz, Herz, Geschlechtsorganen, Muskeln und Haut sowie Nerven- und Gehirnentzündungen gefunden. Die Mehrzahl der Tiere hat Veränderungen der Augen wie Bindehaut- oder Regenbogenhautentzündungen.

Die Arbeiten wurden durch ein Stipendium der Justus-Liebig-Universität unterstützt.

Bereich: Tiermedizin, Tierseuchenforschung, Veterinärpathologie

Originaltitel: Tissue distribution of parrot bornavirus 4 (PaBV-4) in experimentally infected young and adult cockatiels (Nymphicus hollandicus)

Autoren: Jana Petzold (1)*, Anna Maria Gartner (2), Sara Malberg (1), Jessica Bianca Link (2), Bianca Bücking (2), Michael Lierz (2), Christiane Herden (1)

Institute: (1) Institut für Veterinär-Pathologie, Justus-Liebig-Universität Gießen, Frankfurter Str. 96, 35392 Gießen, (2) Klinik für Vögel, Reptilien, Amphibien und Fische, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen

Zeitschrift: Viruses 2022; 14: 2181

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5539

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.14-42502-04-15/1813 genehmigt. Weibliche Puten der Rasse B.U.T. 6, die auf ein hohes Gewicht und eine schnelle Gewichtszunahme gezüchtet wurde, werden im Alter von einem Tag aus der Putenzuchten Kartzfehn (Bösel) und Heidemark (Ahlhorn) gekauft. Die Versuche finden an der Tierärztlichen Hochschule Hannover statt.

Die Tiere werden mit einem Band am Flügel individuell markiert und in verschiedene Gruppen eingeteilt. Sie werden in Gruppen von 22 Tieren in Ställen einer Größe von 5,4 m2 gehalten. Bei einem Teil der Puten enthält der Stall eine Konstruktion, die aus drei unterschiedlich hohen Plattformen besteht, die die Puten zum Sitzen oder Stehen nutzen können. Diese Konstruktion wird als "Putenbaum” bezeichnet und soll den Tieren als Abwechslung dienen. Die anderen Puten haben kein solches Konstrukt in ihren Ställen.

Die Puten werden für 88 Tage in den Ställen gehalten. Die Tiere werden innerhalb von 53 Tagen dreimal gegen ein Virus geimpft; dazu wird ihnen der Impfstoff oral verabreicht. Zu verschiedenen Zeitpunkten wird den Puten insgesamt viermal Blut aus einer Vene eines Flügels abgenommen. Über Video werden die Ställe überwacht und das Verhalten der Tiere wird beobachtet. Dabei wird insbesondere bewertet, wie die Tiere die Plattformen nutzen, wie sie sich verhalten und wie oft sie sich ihren Artgenossen gegenüber, zum Beispiel durch Hacken mit dem Schnabel, aggressiv zeigen.

Als weiterer Beleg für die Aggressivität der Puten untereinander wird mehrfach das Federkleid der Tiere bewertet und die Haut auf Verletzungen untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die Tiere, die keinen "Putenbaum" in ihrem Stall haben, mehr Verletzungen aufweisen.

Ein Tier stirbt am 7. Tag und es wird eine Infektion festgestellt, daraufhin werden die verbleibenden Tiere 5 Tage lang mit Antibiotika behandelt. Ein weiteres Tier stirbt an Verletzungen, die ihm von anderen Tieren beigebracht wurden. Ein anderes Tier wird getötet, weil sein Kropf verstopft ist, eine weitere Pute bricht sich einen Flügel und wird ebenfalls getötet. Die verbleibenden Tiere werden am Ende des Versuchs mit einem Elektroschock betäubt und ausgeblutet.

Die Arbeiten wurden durch den Verein "Freunde und Förderer der Tierärztlichen Hochschule Hannover” gefördert. Die Publikation wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover unterstützt.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierhaltung, Tierschutz

Originaltitel: Influence of environmental enrichment on circulating white blood cell counts and behavior of female turkeys

Autoren: Rebecca Lindenwald (1), Hans-Joachim Schuberth (2), Birgit Spindler (3), Silke Rautenschlein (1)*

Institute: (1) Klinik für Geflügel, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 17, Gebäude 217, 30559 Hannover, (2) Institut für Immunologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (3) Institut für Tierhygiene, Tierschutz und Nutztierethologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover

Zeitschrift: Poultry Science 2021; 100: 101360

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5538

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) unter der Nummer AZ 81-02.04.2019.A372 genehmigt. Es werden Hennen von 19 verschiedenen Rassen eingesetzt. Ein Teil der Hühner wird von Züchtern in Deutschland und den Niederlanden gekauft, andere Tiere wurden am Versuchsstandort gezüchtet. Die Versuche werden am "Poultry Research Centre, Rhein-Kreis-Neuss" durchgeführt, vermutlich handelt es sich dabei um den Wissenschaftlichen Geflügelhof des Bruno-Dürigen-Instituts in Rommerskirchen–Sinsteden, welcher mit der Universität Bonn Kooperationen unterhält. Die Hühner werden in Gruppen in Ställen von 6 qm Größe mit Zugang zu einem Außengehege gehalten und alle 3 Monate geimpft. Die Tiere werden mindestens jede zweite Woche eingefangen und ihr Gesundheitszustand wird überprüft. Im Falle einer unheilbaren Krankheit wird ein Tierarzt hinzugezogen.

Zum Versuchszeitpunkt sind die Hühner zwischen 21 Wochen und 6 Jahren alt. Für die eigentlichen Versuche werden die Hühner eingefangen und in Boxen zum Versuchsort transportiert. Vor dem Versuch verbringen die Tiere bis zu einer Stunde in diesen Boxen. Dann werden die Tiere einzeln in eine 180 x 180 cm große und von 72 cm hohen Wänden umgrenzten "Arena" getragen, über der eine Kamera hängt und ihr Verhalten filmt. In der Arena werden die Hennen auf den Rücken gelegt und durch den Experimentator für 15 Sekunden in dieser Position festgehalten. Dann lässt der Experimentator die Henne los und verlässt die Arena. Nun wird beobachtet, wie lange das Huhn braucht, bevor es den Kopf hebt, anfängt die Beine zu bewegen und sich in eine aufrechte Position zu bringen. Es wird dann angenommen, dass Hühner, die lange auf dem Rücken liegen bleiben, ängstlicher sind als Tiere, die sich schnell aufrichten.

Wenn das Tier in weniger als 10 Sekunden auf die Füße kommt, gilt der Versuch als misslungen und wird bis zu zweimal wiederholt, d.h. das Huhn wird wieder auf den Rücken gedreht. Wenn eine Henne sich erfolgreich innerhalb von 10 Minuten aufgerichtet hat, wird sie aus der Arena getragen und gewogen. Wenn das Tier auch nach 10 Minuten noch auf dem Rücken liegt, wird der Versuch abgebrochen und das Tier vom Experimentator auf die Füße gestellt. Ein Teil der Tiere liegt nach 10 Minuten noch immer auf dem Rücken und hat noch nicht einmal den Kopf bewegt. Der Versuch wird mehrfach durchgeführt, so dass die einzelnen Tiere ihn bis 38-mal an 13 Tagen durchlaufen.

Nach Abschluss der Versuche verbleibt ein Teil der Tiere am Versuchsstandort und wird zur Zucht eingesetzt. Andere Tiere werden an private Züchter abgegeben.

Die Arbeiten erhielten keine finanzielle Förderung, die Publikation der Ergebnisse wurde durch die Universität Bonn unterstützt.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierzucht, Angstverhaltensforschung, Tierschutz

Originaltitel: Differences among domestic chicken breeds in tonic immobility responses as a measure of fearfulness

Autoren: Inga Tiemann (1)*, Senta Becker (1), Jocelyn Fournier (2), Daalkhaijav Damiran (2), Wolfgang Büscher (1), Sonja Hillemacher (1)

Institute: (1) Institut für Landtechnik, Universität Bonn, Nußallee 5, 53115 Bonn, (2) Department of Animal & Poultry Science, University of Saskatchewan, Saskatoon, Kanada

Zeitschrift: PeerJ 2023; 11: e14703

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5537

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB-55-2-2532-Vet_02-18-154 genehmigt. Befruchtete Hühnereier werden von der Professur für Biotechnologie der Reproduktion der Technischen Universität München zur Verfügung gestellt. Die Eier werden in einem Inkubator ausgebrütet und die Küken am Lehrstuhl für Zoologie der Technischen Universität München in Gruppen in Käfigen großgezogen.

Im Alter zwischen 58 und 114 Tagen werden 28 Hühner durch Spritzen eines Narkosemittels in den Brustmuskel narkotisiert. Der Kopf der Tiere wird in einen stereotaktischen Rahmen eingespannt. Die Kopfhaut der Tiere wird betäubt, dann werden die Federn der Kopfhaut mit einer Pinzette gezogen. Die Kopfhaut wird längst aufgeschnitten und der Schädel geöffnet. Die Hirnhaut wird aufgeschnitten und so das Gehirn freigelegt. Am Schädel wird eine Haltestange aus Aluminium mit Zahnzement festgeklebt. Dann wird eine Elektrode in das Gehirn gestochen, die zuvor mit einem Farbstoff beschichtet wurde, damit man den Einstichkanal nach den Versuchen im Gehirngewebe erkennen kann. Die Messungen der Nervenaktivität im Gehirn der Hühner werden in einer schalldichten Kammer durchgeführt. Die Hühner werden über die am Schädel befestigte Aluminiumstange fixiert. Ihnen werden über Kopfhörer ein- oder beidseitig unterschiedliche Geräusche und Töne von 10 – 90 dB vorgespielt. 90 dB entspricht in etwa der Lautstärke eines Türenknallens. Währenddessen werden die Elektroden in das Gehirn geschoben und die Aktivität der Nervenzellen gemessen. Die Elektrode wird aus dem Gehirn gezogen und dann an andere Position erneut in das Gehirn gestochen.

Am Ende der Versuche werden die Hühner durch Spritzen eines Medikaments in die Lunge getötet und mit einer Geflügelschere geköpft. Das Gehirn wird aus dem Schädel genommen und in Scheiben geschnitten untersucht, um festzustellen wo die Elektroden im Gehirn positioniert waren.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Hirnforschung, Hörforschung

Originaltitel: Two types of auditory spatial receptive fields in different parts of the chicken’s midbrain

Autoren: Gianmarco Maldarelli, Uwe Firzlaff, Lutz Kettler, Janie M. Ondracek, Harald Luksch

Institute: Lehrstuhl für Zoologie, School of Life Sciences, Technische Universität München, Liesel-Beckmann-Straße 4, 85354 Freising-Weihenstephan

Zeitschrift: The Journal of Neuroscience 2022; 42(23): 4669-4680

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5536

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Baden-Württemberg und das Kantonale Veterinäramt Zürich genehmigt.

Krallenfröschen (weiblichen und männlichen) wird innerhalb von 3 Tagen zweimal ein menschliches Schwangerschaftshormon gespritzt, woraufhin die weiblichen Tiere Eier legen, die durch die männlichen Tiere befruchtet werden. Die daraus entstehenden Embryonen werden für die Versuche verwendet. Ein Teil der Embryonen wird im 4-Zellstadium genetisch manipuliert, indem ihnen verschiedene Substanzen injiziert werden. Die Embryonen werden später in eine konservierende Lösung gegeben und untersucht.

Weitere Krallenfrosch-Embryonen werden durch künstliche Befruchtung gewonnen. Vermutlich wird ihren Müttern ebenfalls das menschliche Schwangerschaftshormon gespritzt, wie das Sperma ihrer Väter gewonnen wird, wird nicht beschrieben. Meist wird es aus den Tieren herausgedrückt. Die Gelschicht des Laichs wird bei einem Teil der Embryonen entfernt und es werden in 4-Zellstadium Substanzen in die Zellen des Embryos gespritzt. Andere Embryonen, die mittels künstlicher Befruchtung erzeugt wurden, werden erst nach ihrer Entwicklung zur Kaulquappe verwendet. Die Tiere werden in eine konservierend wirkende Lösung gegeben und untersucht.

Zusätzlich zu den Versuchen mit Frosch-Embryonen und Kaulquappen werden Mäuse eingesetzt. Die Mäuse werden in Narkose versetzt und ihnen wird eine konservierende Lösung in das Herz gepumpt, woran die Mäuse versterben. Dann werden die Nieren der Tiere aus ihren Körpern geschnitten. Außerdem werden Versuche mit Zellen durchgeführt, die aus den Gliedmaßen von Mäuse-Embryonen gewonnen werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Europäische Union, den Schweizerischen Nationalfonds (SNF), die Charité-Universitätsmedizin Berlin und das Berlin Institute of Health (BIH) gefördert.

Bereich: Mutationsforschung, Nierenforschung, Entwicklungsbiologie

Originaltitel: HNF1B alters an evolutionarily conserved nephrogenic program of target genes

Autoren: Kelli Grand (1), Martine Stoltz (2), Ludovica Rizzo (1), Ruth Röck (1), Michael M. Kaminski (3,4,5), Gabriela Salinas (5), Maike Getwan (1), Thomas Naert (1), Roman Pichler (2), Soeren S. Lienkamp (1,2)*

Institute: (1) Anatomisches Institut, Universität Zürich, Winterthurerstrasse 190, 8057 Zürich, Schweiz, (2) Universitätsklinikum Freiburg, Medizinische Fakultät, Universität Freiburg, Hugstetter Straße 55, 79106 Freiburg, (3) Berliner Institut für Medizinische Systembiologie, Max Delbrück Center, Berlin, (4) Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Nephrologie und Internistische Intensivmedizin, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (5) Berlin Institute of Health, Berlin, (6) Transcriptome and Genome Analysis Laboratory, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen

Zeitschrift: Journal of the American Society of Nephrology 2023; 34(3): 412-432

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5535

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Land Mecklenburg-Vorpommern genehmigt. Fruchtfledermäuse zweier Arten werden von verschiedenen europäischen Zoos zur Verfügung gestellt. Bevor sie zum Friedrich-Loeffler-Institut transportiert werden, werden Abstriche von den Tieren genommen und auf Viren untersucht. Nach der Ankunft am Friedrich-Loeffler-Institut werden mehrfach Abstriche aus dem Mund der Tiere genommen und Stuhl- und Urinproben gesammelt. Zusätzlich werden sogenannte "Wächter-Mäuse" eingesetzt. Die Mäuse werden für mindestens 2 Wochen in engem Kontakt mit den Fledermäusen gehalten. Dann werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet und ihre Gewebe auf Krankheitserreger untersucht.

Den Fledermäusen wird ein Mikrochip, der eine individuelle Identifizierung erlaubt, zwischen die Schulterblätter implantiert. Zum Auslesen der Mikrochips müssen die Tiere eingefangen werden. Die Fledermäuse werden in Gruppen von bis zu 20 Tieren in Volieren mit 22 m2 Grundfläche am Friedrich-Loeffler-Institut gehalten und gezüchtet. Die Tiere werden regelmäßig per Hand gefangen und untersucht.

Einem Teil der Tiere werden Temperatursensoren implantiert, entweder unter die Haut zwischen den Schulterblättern oder in die Bauchhöhle. Dazu werden die Tiere narkotisiert. Die Messung der Temperatur erfolgt für 57 Tage. Ein Teil der Fledermäuse wird für die Temperaturmessung aus der Voliere entnommen und in Käfige gesetzt. Nach einer "Eingewöhnungsphase" von einer Woche wird für bis zu 12 Tage die Körpertemperatur beobachtet.

Alle 60 Fledermäuse werden gefangen und narkotisiert. Es werden Blutproben aus einer Vene eines Flügels entnommen.

Die Arbeiten wurden aus Mitteln des Friedrich-Loeffler-Instituts unterstützt.

Bereich: Veterinärphysiologie, Versuchstierkunde

Originaltitel: Baseline of physiological body temperature and hematological parameters in captive Rousettus aegyptiacus and Eidolon helvum fruit bats

Autoren: Melanie Rissmann (1,2), Virginia Friedrichs (3), Nils Kley (1), Martin Straube (4), Balal Sadeghi (1), Anne Balkema-Buschmann (1)*

Institute: (1) Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger (INNT), Friedrich-Loeffler-Institut, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, (2) Department of Viroscience, Erasmus MC, Rotterdam, Niederlande, (3) Institut für Immunologie (IfI), Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald-Insel Riems, (4) Landratsamt Ortenaukreis, Amt für Veterinärwesen und Lebensmittelüberwachung, Offenburg

Zeitschrift: Frontiers in Physiology 2022; 13: 910157

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5534

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer AZ 55.2-1-54-2532-10-11 genehmigt. Die weiblichen Gerbils werden als 8727, 8728, 8729, 8730, 10525, 10526, und 10570 bezeichnet und stammen aus institutseigener Zucht. Damit die Tiere bei den Versuchen mitmachen, werden sie hungrig gehalten, indem sie so wenig Futter erhalten, dass ihr Gewicht um 5 – 15% unter dem Gewicht liegt, welches sie bei frei verfügbarem Futter hätten.

Das Training der Gerbils beginnt im Alter von mindestens 4 Monaten. Zunächst werden die Gerbils an den Versuchsaufbau gewöhnt. Dabei wir ihnen ein Geschirr umgelegt und sie werden oberhalb einer Kugel so an dem Geschirr aufgehängt, dass ihre Füße die Kugel berühren. Das Geschirr verhindert, dass die Tiere sich drehen können. Sie sollen dann auf der Kugel "laufen", wodurch die Kugel anfängt sich zu drehen. Um die Tiere herum befindet sich eine Projektionsfläche, auf die ein virtueller Gang projiziert wird, dessen Wände schwarz und weiß gestreift sind. Ein Computer misst die Drehung der Kugel und berechnet daraus den Weg, den die Gerbils auf einer ebenen Fläche gehen würden und stellt daraus eine virtuelle Realität her, in der es so wirkt, als würde das Tier durch den virtuellen Gang laufen. Macht das Tier alles richtig erhält es automatisch etwas Futter. Dieser "Trainingslauf" wird 5- bis 10-mal durchgeführt.

Die nächste Trainingsphase dauert etwa 6 Wochen und beinhaltet 30 Trainingseinheiten. Die Tiere sollen nun lernen, eine vorgegebene Zeit abzuschätzen und zu reproduzieren. Dazu werden die Tiere wieder in einem Geschirr über der Kugel aufgehängt. Sie sehen zunächst für eine bestimmte Dauer eine schwarze Fläche. Dann erscheint der virtuelle Korridor. Die Gerbils sollen nun wieder anfangen zu laufen, und zwar für so lange, wie sie zunächst die schwarze Fläche gesehen haben. Dann sollen sie stehen bleiben. Machen sie alles richtig, erscheint eine grüne Fläche und die Tiere erhalten etwas Futter zur "Belohnung". Danach startet der Versuch erneut, indem wieder eine schwarze Fläche gezeigt wird. Wenn die Tiere zu früh losgehen, also noch während die schwarze Fläche gezeigt wird, wird die Kugel blockiert. Wenn ein Gerbil zu früh oder zu spät stehen bleibt, wird eine weiße Fläche gezeigt und das Tier erhält kein Futter. Eines der Tiere kann sich nicht an den Versuchsaufbau gewöhnen, die eigentlichen Versuche werden dann nur mit 7 Gerbils durchgeführt.

In einem Teil der Versuche wird die Geschwindigkeit des virtuellen Korridors verändert, d.h. das virtuell gezeigte "Vorankommen" des Tieres in dem schwarz-weiß gestreiften Korridor gibt nicht die auf der Kugel gelaufene Strecke wieder. So soll verhindert werden, dass die Tiere versuchen, die Zeit anhand der gelaufenen Strecke abzuschätzen. Das weitere Schicksal der Gerbils wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Hirnforschung, Versuchstierkunde

Originaltitel: A virtual reality time reproduction task for rodents

Autoren: Josphine Henke (1,2), Virginia L. Flanagin (2,3), Kay Thurley (1,2)*

Institute: (1) Fakultät für Biologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Großhaderner Str. 2, 82152 Planegg-Martinsried, (2) Bernstein Zentrum München, LMU-Biozentrum, Fakultät für Biologie, Planegg-Martinsried, (3) Deutsches Schwindel- und Gleichgewichtszentrum (DSGZ), Ludwig-Maximilians-Universität München, München

Zeitschrift: Frontiers in Behavioral Neuroscience 2022; 16: 957804

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5533

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer #FU1126 genehmigt. Die Fledermäuse der Art Brillenplattnase (Carollia perspicillata) stammen aus der Zucht des Instituts für Zellbiologie & Neurowissenschaft der Goethe-Universität in Frankfurt.

Die Tiere werden in Narkose versetzt. Die Kopfhaut der Fledermäuse wird aufgeschnitten und der Schädelknochen mit einem Schnitt durch die Muskeln freigelegt. Ein Metallstab wird mit Zahnzement auf den Schädel geklebt.

Zwei Tage später wird der Schädel der Tiere unter erneuter Narkose mit einem Skalpell geöffnet. Elektroden werden in das Gehirn der Tiere gestochen. Die Fledermäuse werden mit Hilfe des am Schädel befestigten Metallstabs und in einer speziellen Halterung fixiert. Den Tieren werden mit einem Lautsprecher, der sich 15 cm von ihrem rechten Ohr befindet, verschiedene Geräusche vorgespielt, entweder Rufe von Fledermäusen, künstliche Töne oder künstlich hergestellte Mischungen aus Lautäußerungen und Tönen. Ein Teil der Versuche findet mit narkotisierten Fledermäusen statt. In anderen Versuchen sind die Tiere wach, während sie sich fixiert in einer schalldichten Box befinden, ihnen Geräusche vorgespielt werden und über in ihr Gehirn gesteckte Elektroden die Aktivität ihrer Gehirnzellen vermessen werden. Dazu wird den Fledermäusen eine Kanüle unter die Haut im Nacken gestochen. Zunächst werden die Messungen am wachen Tier durchgeführt, über die Kanüle wird Narkosemittel gespritzt und dann wird die Messung am narkotisierten Tier wiederholt. Jede Versuchseinheit dauert bis zu 4 Stunden, die Gesamtversuchsdauer beträgt bis zu 14 Tage. Zwischen den einzelnen Versuchseinheiten dürfen sich die Fledermäuse für mindestens einen Tag "erholen".

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Versuchstierkunde, Hörforschung

Originaltitel: A neuron model with unbalanced synaptic weights explains the asymmetric effects of anaesthesia on the auditory cortex

Autoren: Luciana López-Jury (1)*, Francisco García-Rosales (1,2), Eugenia González-Palomares (1), Johannes Wetekam (1), Michael Pasek (3), Julio C. Hechavarria (1)*

Institute: (1) Institut für Zellbiologie & Neurowissenschaft, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Max-von-Laue-Str. 13, 60439 Frankfurt am Main, (2) Ernst Strüngmann Institute (ESI) for Neuroscience in Cooperation with Max Planck Society, Frankfurt am Main, (3) Institut für Theoretische Physik, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt am Main

Zeitschrift: PLoS Biology 2023; 21(2): e3002013

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5532

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Unterfranken in Würzburg unter der Nummer 54.2.2-2532-2-540 genehmigt. Die 10 - 12 Wochen alten Gerbils stammen aus der Versuchstierzucht Janvier (Saint Berthevin, Frankreich) und werden unter künstlichen Lichtbedingungen (Licht an zwischen 6 und 18 Uhr) gehalten.

Die Tiere werden in einer dunklen schallgeschützten Kammer in eine enge Röhre gesteckt, die auf einer Sensorplattform steht, davor stehen zwei Lautsprecher. Nach 15-minütiger Eingewöhnungszeit werden den Tieren über die Lautsprecher Geräusche einer Lautstärke von 60 Dezibel vorgespielt. Die Geräusche werden von kurzen Pausen und von einem lauteren Geräusch von 105 Dezibel unterbrochen, das entspricht in etwa der Lautstärke einer Kreissäge. Der Versuch dauert etwa 45 Minuten. Beobachtet wird die Reaktion der Gerbils auf die Geräusche. Im Anschluss werden die Tiere in Narkose versetzt. Ihnen werden drei Elektroden unter die Haut gestochen, eine über dem Ohr, eine auf dem Kopf und eine an der Schwanzwurzel. Über einen Lautsprecher, der sich 3 cm von ihrem Ohr entfernt befindet, werden ihnen verschiedene Töne in unterschiedlichen Laustärken bis zu 90 dB (vergleichbar mit Türknallen) vorgespielt.

Ein bis zwei Tage nach diesen Messungen werden die Tiere zu verschiedenen Zeitpunkten am Tag oder in der Nacht erneut in Narkose versetzt. Über einen 10 cm entfernten Lautsprecher wird ihnen 75 Minuten lang ein Ton in der Lautstärke von 115 Dezibel, das entspricht in etwa der Lautstärke eines Rockkonzerts, vorgespielt. Dadurch wird das Gehör der Tiere geschädigt und zumindest bei einem Teil der Tiere ein Tinnitus hervorgerufen. Die Messung des Gehörs in der engen Röhre und unter Narkose über Elektroden unter der Haut wird 7 Tage nach der Schädigung des Gehörs wiederholt. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben.

Bereich: Hörforschung

Originaltitel: Circadian sensitivity of noise trauma-induced hearing loss and tinnitus in Mongolian gerbils

Autoren: Jannik Grimm, Holger Schulze, Konstantin Tziridis*

Institute: Experimentelle HNO-Heilkunde, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Waldstraße 1, 91054 Erlangen

Zeitschrift: Frontiers in Neurosciences 2022; 16: 830703

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5531

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB-55.2–2532.Vet_03-17–24 genehmigt. Die Krallenfrösche stammen aus der Zucht des Biozentrums der Ludwig-Maximilians-Universität München in Martinsried.

In verschiedenen Entwicklungsstadien werden die Kaulquappen in Narkose versetzt. Dazu werden sie in eine eiskalte Flüssigkeit gegeben, die eine Chemikalie enthält. Unter einem Mikroskop werden die betäubten Tiere dann geköpft. Der Unterkiefer der Tiere wird entfernt und der Kopf wird mit Nadeln auf einer Oberfläche fixiert. Dann wird die Haut am Kopf und der Schädel geöffnet. Ein Adergeflecht des Gehirns wird entfernt und das Vorderhirn wird abgetrennt. Die Augen werden intakt gelassen und bleiben über den Sehnerv weiter mit dem Gehirn verbunden. Die nun als "semi-intakte Präparationen" bezeichneten Köpfe werden für 3 Stunden in eine Salzlösung gegeben und sollen sich so "erholen".

Bei einem Teil der "Präparationen" wird ein Schnitt in einem bestimmten Bereich des Gehirns gesetzt, um die Verbindung zwischen der Großhirnrinde und Bereichen des Hirnstamms zu durchtrennen. Im Anschluss an den Eingriff dürfen sich die "Präparationen" für 30 Minuten bei Dunkelheit "erholen".

Die Köpfe werden dann auf einer Oberfläche fixiert. Um sie herum befindet sich eine kreisförmige Projektionsfläche. Auf diese Fläche werden schwarze und weiße vertikale Streifen projiziert, die sich abwechselnd nach links und rechts bewegen. Als Reaktion darauf bewegen sich die Augen der Kaulquappenköpfe und verfolgen das Muster. Die Bewegung der Augen wird mit einer Kamera aufgenommen und ausgewertet.

Die Köpfe, bei denen der Schnitt im Gehirn gesetzt wurde, werden mit Nadeln auf einer Oberfläche fixiert und mit einer Nadel wird ein Farbstoffkristall in einem bestimmten Bereich des Gehirns eingebracht. Danach werden die Köpfe in eine frische und sauerstoffreiche Lösung gesetzt und 24 Stunden später mit einer konservierenden Lösung behandelt und dann mikroskopisch untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie, Neurologie, Sehforschung

Originaltitel: Homeostatic plasticity of eye movement performance in Xenopus tadpoles following prolonged visual image motion stimulation

Autoren: Michael Forsthofer (1,2), Hans Straka (1)*

Institute: (1) Fakultät für Biologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Großhaderner Str. 2, 82152 Planegg-Martinsried, (2) Graduiertenschule für Systemische Neurowissenschaften, Ludwig-Maximilians-Universität München, Planegg-Martinsried

Zeitschrift: Journal of Neurology 2023; 270: 57-70

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5530

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LaGeSo) Berlin unter der Nummer G0196/17 genehmigt. Ein Teil der Versuche wird in Pretoria (Südafrika) durchgeführt und dort unter der Nummer ECO73-17 genehmigt.

In den Versuchen werden 166 Nacktmulle aus 7 Kolonien (6 davon am Max-Delbrück-Centrum in Berlin, eine an der University Pretoria in Südafrika) eingesetzt. Die Tiere sind Nachfahren von wildgefangenen Nacktmullen aus Kenia. Die Tiere, die in der Natur in großen unterirdischen Bauten leben, welche sie in die Erde graben, werden in miteinander verbundenen Plastikkammern gehalten.

In einem Versuchsteil werden 9 Nacktmulle aus zwei verschiedenen Kolonien einzeln in eine Versuchsapparatur gesetzt. Diese besteht aus drei Kammern, die mit Röhren miteinander verbunden sind. Die beiden äußeren Kammern sind jeweils mit einem Mikrofon und einem Lautsprecher ausgestattet. Die Tiere werden in die mittlere Kammer gesetzt. Dann wird ihnen über einen der Lautsprecher ein Tschirpen - das ist eine zwitschernde Lautäußerung die Nacktmulle von sich geben, um einander zu begrüßen - vorgespielt. Dabei handelt es sich entweder um eine Tonaufnahme aus ihrer eigenen oder einer fremden Kolonie oder um ein künstlich generiertes Geräusch. Es wird dann beobachtet, ob sich die Tiere in die Kammer begeben, aus der das Geräusch kommt. Jedes der Geräusche wird den Tieren mindestens 36-mal vorgespielt und die Lautäußerungen, mit denen die Nacktmulle auf die Geräusche reagieren, werden aufgenommen. In einem anderen Versuch wird ebenso verfahren, aber nun wird den Tieren gleichzeitig das Tschirpen aus der Heimatkolonie und der fremden Kolonie vorgespielt.

In einer der Kolonien stirbt die Königin aufgrund von Komplikationen in der Schwangerschaft. Ihre Nachfolgerin wird ca. einen Monat nachdem sie ihre ersten Jungen zur Welt gebracht hat von mehreren männlichen Tieren angegriffen und aufgrund ihrer schweren Verletzungen getötet. Auch in einer weiteren Kolonie wird die Königin angegriffen und von Mitgliedern ihrer Kolonie getötet. Die Lautäußerungen der Tiere der Kolonien, in denen nun ein neues Tier zur Königin wird, werden aufgenommen und analysiert.

In einem weiteren Versuch werden zwei verwaiste Jungtiere, die von der Königin stammen, die aufgrund ihrer Verletzungen getötet wurde, und Jo und Da genannt werden, aus ihrer Heimatkolonie entnommen. Die Tiere werden mit warmem Wasser gewaschen, die Zehen ihrer Vorderfüße werden auf nichtgenannte Weise markiert und die Welpen werden in zwei unterschiedliche fremde Kolonien gesetzt. Zuvor werden sie mit aus der fremden Kolonie stammenden Exkrementen eingerieben. Jo und Da werden beobachtet und ihre Lautäußerungen werden aufgenommen und analysiert. Im Alter von ungefähr 6 Monaten wird ihnen ein Mikrotransponder implantiert. Ebenso wird ein weiterer Welpe, der Mi genannt wird, und im Alter von einer Woche von seiner Kolonie verstoßen wurde, in eine neue Kolonie gesetzt. Auch Mi und zwei in seiner neuen Kolonie geborenen Welpen Ob und Ny werden beobachtet. Im Alter von 6 Monaten wird die Reaktion der Tiere auf die "Dialekte" verschiedener Kolonien getestet.

Um die Stellung der Tiere innerhalb der Hierarchie zu ermitteln, werden jeweils zwei Tiere in eine Versuchsapparatur gesetzt, die aus zwei Plastikkammern besteht, die mit einer Röhre verbunden sind. Es wird beobachtet, welches Tier beim gleichzeitigen Durchqueren der Röhre über das andere hinweg steigt, dieses wird dann als in der Hierarchie höherstehend bezeichnet. Dieser Test wird über mehrere Monate hindurch mit unterschiedlichen Tieren durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch den Europäischen Forschungsrat (ERC) und den South African Research Chair for Mammalian Behavioral Research gefördert. Zusätzlich werden von O. Daumke (vermutlich vom Max Delbrück Center) Mittel zur Bezahlung von Gehältern zur Verfügung gestellt.

Bereich: Verhaltensforschung

Originaltitel: Cultural transmission of vocal dialect in the naked mole-rat

Autoren: Alison J. Barker (1)*, Grigorii Veviurko (1), Nigel C. Bennett (2), Daniel W. Hart (2), Lina Mograby (1), Gary R. Lewin (1)*

Institute: (1) Neurowissenschaften, Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin (MDC), Robert-Rössle-Straße 10, 13125 Berlin, (2) Mammal Research Institute, Department of Zoology and Entomology, University of Pretoria, Pretoria, Südafrika

Zeitschrift: Science 2021; 371: 503-507

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5529

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) unter der Nummer AZ 81-02.04.2020.A432 genehmigt. Die 8 Buntbarsche stammen von einem kommerziellen Händler (Merz, Deutschland), 6 der Tiere wurden im Vorfeld bereits in anderen Experimenten verwendet. Die 8 Stachelrochen stammen aus dem Frankfurter Zoo. Die Versuche finden an 6 Tagen in der Woche am Morgen und am Nachmittag statt. Außerhalb der Versuche erhalten die Fische kein Futter. Futter erhalten sie lediglich als "Belohnung" bei den Versuchen; die Buntbarsche erhalten Pelletfutter, die Stachelrochen Regenwürmer, Krabben oder Muscheln.

Die Buntbarsche werden einzeln in 54-Liter-Becken gehalten. Die Becken bestehen aus verschiedenen Bereichen, ein Bereich hat Sand als Bodenbelag, eine Pflanze und ein Tongefäß als Versteckmöglichkeit. Davon durch eine weißliche Wand abgegrenzt befindet sich der Versuchsbereich, welcher seinerseits durch eine Plexiglasplatte in zwei Abteile unterteilt ist. Die Fische können durch eine Öffnung von einem Bereich zum anderen schwimmen. Die Stachelrochen leben gemeinsam in einem 1300–Liter-Aquarium, das ähnlich wie bei den Buntbarschen in verschiedene Bereiche unterteilt ist.

Die Fische werden für die Experimente trainiert. Dafür wird den Tieren zunächst auf der weißlichen Wand ein Bild gezeigt, welches eine bestimmte Anzahl geometrischer Symbole zeigt, welche entweder gelb oder blau sind.

Dann werden in den beiden Abteilungen des experimentellen Bereichs zwei unterschiedliche Bilder gezeigt, die ebenfalls aus gelben oder blauen Symbolen bestehen, eines mehr oder eines weniger als bei dem zuerst gezeigten Bild. Sind die Symbole blau, müssen sich die Fische für das Bild mit einem Symbol mehr als dem zuerst gezeigten Bild entscheiden (Addition) und sich in das Abteil des Versuchsraum begeben, in dem das entsprechende Bild gezeigt wird. Sind die Symbole gelb, müssen sich die Fische für das Bild entscheiden, welches ein Symbol weniger enthält als das ursprünglich gezeigte Bild (Subtraktion).

Für jede korrekt innerhalb eines bestimmten Zeitraums ausgeführte Aufgabe erhalten die Tiere etwas Futter. Macht der Fisch einen Fehler, erhält er kein Futter. Die Fische werden dann auf nicht genannte Art zurück in den "Wohnbereich" gelotst. Insgesamt müssen die Tiere in einer Versuchseinheit 10 Aufgaben lösen. Entscheiden sie sich 3-mal nicht für eine der Abteilungen, wird die Versuchseinheit abgebrochen und die Fische erhalten kein Futter. Sechs der Buntbarsche und 4 der Stachelrochen beenden das Training erfolgreich, die anderen Fische lernen die Aufgabe nicht.

Später werden den Fischen weitere Aufgaben gestellt, bei denen sich zum Beispiel die Anzahl der Symbole im Vergleich zum ursprünglich gezeigten Bild um ein oder zwei Symbole unterscheidet. Hier müssen sich die Fische dann im Falle von blauen Symbolen für das Bild entscheiden, das ein Symbol mehr enthält als das ursprünglich gezeigte Bild und nicht für das Bild mit dem weiteren zusätzlichen Symbol. So wird überprüft, ob der Fisch auch bei dieser Anzahl von Symbolen in der Lage ist, bei Verwendung von Symbolen der jeweiligen Farbe korrekt zu subtrahieren oder zu addieren. Eine Belohnung erhält er dafür nicht. Das weitere Schicksal der Fische wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Veröffentlichung wurde durch das Projekt DEAL gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Hirnforschung

Originaltitel: Cichlids and stingrays can add and subtract ‘one’ in the number space from one to five

Autoren: Vera Schlüssel*, Nils Kreuter, Ina M. Gosemann, Esther Schmidt

Institute: Institut für Zoologie, Universität Bonn, Meckenheimer Allee 169, Poppelsdorfer Schloss, 53115 Bonn

Zeitschrift: Scientific Reports 2022; 12: 3894

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5528

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales (LaGeSo) Berlin unter der Nummer G0104/19 genehmigt. Die Mäuse, die gentechnisch so verändert sind, dass ihnen bestimmte an Entzündungen beteiligte Botenstoffe fehlen, stammen vom Forschungsinstitut für Experimentelle Medizin der Charité - Universitätsmedizin Berlin.

Nach dem Abstillen werden die Mäuse im Alter von etwa 3 Wochen für 8 Wochen mit einem Antibiotikum behandelt, welches dem sterilisierten Trinkwasser beigemischt wird. Dadurch werden die Bakterien im Darm der Tiere abgetötet. Die Tiere werden unter keimfreien Bedingungen gehalten. Im Anschluss an die Antibiotikabehandlung wird bei einem Teil der Tiere dem Trinkwasser eine Substanz zugesetzt, welche das im Futter enthaltene Eisen bindet und so für die Tiere unverwertbar macht und auch die körpereigenen Eisenspeicher der Mäuse zerstört.

Eine Woche später wird den Mäusen an zwei aufeinanderfolgenden Tagen das Bakterium Campylobacter jejuni, welches beim Menschen für Lebensmittelvergiftungen verantwortlich ist und blutige Durchfälle verursacht, mit einer Schlundsonde verabreicht. Ein Teil der Tiere erhält weiterhin die Eisen-bindende Substanz über das Trinkwasser.

Der Zustand der Mäuse wird täglich nach einem Punkteschema bewertet. Dabei wird kontrolliert, ob die Tiere Blut im Stuhl haben. Hier führt mit bloßem Auge erkennbares Blut zu der höchsten Punktzahl. Auch die Konsistenz des Stuhls wird bewertet, wobei flüssiger Durchfall die höchste Punktzahl erhält. Kontrolliert wird der spontan abgesetzte Kot, es werden aber auch Proben direkt aus dem Darm gewonnen. Außerdem wird das Allgemeinbefinden bewertet, und ein schlechter Zustand des Fells, eine verringerte Aktivität und die Absonderung der Tiere in die Isolation werden als Krankheitszeichen gewertet. Im Verlauf der Infektion erreicht ein Teil der Tiere 11 von 12 möglichen Punkten, was bedeutet, dass sie Blut im Stuhl und Durchfall haben und deutliche Krankheitszeichen zeigen.

Sechs Tage nach der Infektion werden die Mäuse mit Kohlendioxid erstickt. Es wird Blut aus dem Herzen entnommen, Proben vom Darm, der Leber und weiteren Organen werden entnommen und untersucht. Zusätzlich werden weitere Mäuse, die nicht mit dem Bakterium infiziert und nicht behandelt wurden, getötet und ihr Darm wird zum Vergleich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das Bundesministerium für Wirtschaft und Energie gefördert.

Bereich: Infektionsforschung, Entzündungsforschung

Originaltitel: Iron deprivation by oral deferoxamine application alleviates acute campylobacteriosis in a clinical murine Campylobacter jejuni infection model

Autoren: Stefan Bereswill (1), Soraya Mousavi (1), Dennis Weschka (1), Agnes Buczkowski (1,2), Sebastian Schmidt (1,2), Markus M. Heimesaat (1)*

Institute: (1) Gastrointestinale Mikrobiologie, Institut für Mikrobiologie und Infektionsimmunologie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Hindenburgdamm 30, 12203 Berlin, (2) Hofmann & Sommer GmbH und Co. KG, Büro Berlin, Berlin

Zeitschrift: Biomolecules 2023; 13: 71

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5527

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt fu?r Gesundheit und Soziales (LAGeSo) Berlin unter der Nummer A0378/12 genehmigt. Mäuse, deren Immunsystem nicht vollständig ausgebildet ist und sich daher nicht gegen körperfremde Zellen wehren kann, werden von Janvier Labs (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich) gekauft.

Einem Teil der Tiere werden im Alter von 6 bis 8 Wochen menschliche Leukämiezellen zusammen mit einer Substanz, die aus Tumoren von Mäusen gewonnen wird, unter die Haut gespritzt. Dort wächst in der Folge ein Tumor. Eine Woche nach der Injektion der Tumorzellen sind die Tumoren bereits auf 40 – 50 qmm gewachsen und die Tiere werden in Gruppen aufgeteilt. Den Mäusen wird dann einmal wöchentlich über einen Zeitraum von 3 Wochen einer von zwei experimentellen Wirkstoffen, eine Kontrollsubstanz, oder Flüssigkeit ohne Wirkstoff in eine Vene gespritzt. Die Größe des Tumors wird regelmäßig mit einem Messschieber bestimmt. Das Gewicht der Tiere wird zweimal wöchentlich kontrolliert.

Fünf der Tiere denen Flüssigkeit ohne Wirkstoff gespritzt wurde, wird 30 Tage nach der Injektion der Tumorzellen ein experimenteller Wirkstoff oder eine Kontrollsubstanz in eine Vene gespritzt. 24 Stunden später werden sie auf nicht genannte Art getötet; Blut, Tumor und Leber werden untersucht. Die anderen Mäuse denen Leukämiezellen gespritzt wurden, werden 3 Tage später vermutlich ebenfalls getötet.

Weiteren Mäusen werden im Alter von 8 Wochen menschliche Brustkrebszellen in einer Substanz, die aus Tumoren von Mäusen gewonnen wird, unter die Haut gespritzt, wo daraufhin ein Tumor wächst. 35 Tage nach der Injektion werden die Tiere in Gruppen aufgeteilt. Je nach Gruppenzugehörigkeit werden den Mäusen über einen Zeitraum von 7 Wochen wöchentlich experimentelle Wirkstoffe, eine Kontrollsubstanz oder etwas Flüssigkeit in eine Vene gespritzt. Die Größe des Tumors wird regelmäßig bestimmt und die Mäuse werden gewogen. Dabei wird ein Verlust von bis zu 18 % des Körpergewichts festgestellt, welcher als "akzeptabel" bewertet wird. Dieser Versuchsteil wird 102 Tage nach der Injektion der Tumorzellen "terminiert", vermutlich werden die Tiere zu diesem Zeitpunkt getötet.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: A novel NAMPT inhibitor-based antibody-drug conjugate payload class for cancer therapy

Autoren: Niels Böhnke (1)*, Markus Berger (1), Nils Griebenow (2), Antje Rottmann (1), Michael Erkelenz (1), Stefanie Hammer (1), Sandra Berndt (1), Judith Günther (1), Antje M. Wengner (1), Beatrix Stelte-Ludwig (2), Christoph Mahlert (2), Simone Greven (2), Lisa Dietz (2), Hannah Jörißen (2), Naomi Barak (1), Ulf Bömer (1), Roman C. Hillig (1), Uwe Eberspaecher (1), Jörg Weiske (1), Anja Giese (1), Dominik Mumberg (1), Carl Friedrich Nising (1), Hilmar Weinmann (1), Anette Sommer (1)

Institute: (1) Bayer Pharma AG, Müllerstr. 178, 13353 Berlin (2) Bayer Pharma AG, Wuppertal

Zeitschrift: Bioconjugate Chemistry 2022; 33: 1210-1221

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5526

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LaGeSo, Berlin) unter der Nummer G0176/16 genehmigt.

Es werden 16 weibliche 10 bis 12 Wochen alte Mäuse eines Inzuchtstamms verwendet. Neun der Tiere werden jeweils 200 Larven eines Rundwurms oral, vermutlich mit einer Schlundsonde, verabreicht. Bei dem Parasiten handelt es sich um Heligmosomoides polygyrus, welcher ausschließlich Nagetiere befällt. Der Parasit dringt in die Darmschleimhaut des Tieres ein und entwickelt sich dort weiter, bis er als erwachsenes Tier wieder in das Darmlumen zurückwandert.

6, 10 und 14 Tage nach der Infektion wird jeweils ein Teil der Tiere durch Genickbruch getötet. Ein Teil des Dünndarms der Tiere wird herausgeschnitten, geöffnet und mitsamt den enthaltenen Würmern mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

Die Versuche wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Berliner Hochschule für Technik gefördert.

Bereich: Parasitologie, Infektionsforschung, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: NAD(P)H fluorescence lifetime imaging of live intestinal nematodes reveals metabolic crosstalk between parasite and host

Autoren: Wjatscheslaw Liublin (1,2), Sebastian Rausch (3), Ruth Leben (1,2), Randall L. Lindquist (4,5), Alexander Fiedler (1,2), Juliane Liebeskind (5,6), Ingeborg E. Beckers (7), Anja E. Hauser (5,6), Susanne Hartmann (3), Raluca A. Niesner (1,2)*

Institute: (1) Biophysikalische Analytik, Deutsches Rheuma-Forschungszentrum Berlin (DRFZ), ein Institut der Leibniz-Gemeinschaft, Berlin, (2)* Arbeitsgruppe Dynamisches und funktionelles in vivo Imaging, Institut für Veterinär-Physiologie, Freie Universität Berlin, Oertzenweg 19 b, 14163 Berlin, (3) Institut für Immunologie, Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Berlin, (4) Klinik für Nuklearmedizin, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Corporate Member of Freie and Humboldt University, Berlin, (5) Immundynamik, Deutsches Rheuma-Forschungszentrum Berlin (DRFZ), ein Institut der Leibniz-Gemeinschaft, Berlin, (6) Intravitalmikroskopie und Immundynamik, Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Rheumatologie und Klinische Immunologie, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Corporate Member of Freie and Humboldt University, Berlin, (7) Berliner Hochschule für Technik, Berlin

Zeitschrift: Scientific Reports 2022; 12: 7264

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5525

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer AZ-G 20.3434 genehmigt. Die Versuche werden in der Serviceeinheit ´In vivo und in vitro Krankheitsmodelle´ des Sonderforschungsbereichs ´SFB 1002: Modulatorische Einheiten bei Herzinsuffizienz´ an der Universitätsmedizin Göttingen durchgeführt.

Es werden gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Den Tieren wird an drei aufeinander folgenden Tagen ein Wirkstoff (Brustkrebsmedikament Tamoxifen) in die Bauchhöhle gespritzt, durch den die gewünschten Gene aktiviert werden. Bei anderen Mäusen wird eine Verengung der vom Herzen abgehenden Hauptschlagader (Aorta) hervorgerufen. Dazu wird den durchschnittlich 17,5 Monate alten Tiere ein Schmerzmittel unter die Haut gespritzt, und 30 Minuten später werden sie durch Spritzen von verschiedenen Wirkstoffen unter die Haut in Narkose versetzt und ihr Brustkorb wird aufgeschnitten. Ein Faden wird um die vom Herzen abgehende Ader und eine Nadel gelegt und die Ader abgebunden. Dann wird die Nadel entfernt, so dass ein verminderter Blutfluss durch die verengte Stelle möglich ist. Einige Tiere werden ebenso operiert, bei ihnen wird die Ader aber nicht abgebunden. Durch die Operation erhöht sich bei den Mäusen, bei denen die Ader abgebunden wurde, der Blutdruck vor der Verengung. Um dies zu bestätigen werden die Adern der Tiere mit einem bildgebenden Verfahren untersucht, wofür die Tiere vermutlich erneut in Narkose versetzt werden. Tiere bei denen der Blutdruck vor der Verengung nicht ausreichend erhöht ist, werden aus den Versuchen ausgeschlossen, ihr weiteres Schicksal wird nicht erwähnt.

Die Herzen der Mäuse werden zu verschiedenen Zeitpunkten (5 Tage oder 9 Wochen) nach der Operation mit einem weiteren bildgebenden Verfahren (Echokardiograpie) untersucht, wofür die Tiere in Narkose versetzt werden. Durch die Verengung muss das Herz stärker pumpen und es kommt zu einer Verdickung des Herzmuskels und einer Herzschwäche. Alle Mäuse werden zu nicht genannten Zeitpunkten narkotisiert, ihr Brustkorb wird aufgeschnitten und das Herz herausgeschnitten. Das Herz wird mit einer Nährlösung durchspült, auf unterschiedliche Weise zerkleinert und die Herzstücke, Zellen und weitere Bestandteile in zusätzlichen Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK) und die Europäische Union gefördert. Die Publikation der Studie wurde durch die Universität Göttingen unterstützt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Single-cell transcriptomics reveal extracellular vesicles secretion with a cardiomyocyte proteostasis signature during pathological remodeling

Autoren: Eric Schoger (1,2,3), Federico Bleckwedel (1,2), Giulia Germena (2,4), Cheila Rocha (4), Petra Tucholla (1,2), Izzatullo Sobitov (1,2), Wiebke Möbius (5), Maren Sitte (6), Christof Lenz (7,8), Mostafa Samak (2,4), Rabea Hinkel (2,4,9), Zoltán V. Varga (10,11), Zoltán Giricz (10,11), Gabriela Salinas (6), Julia C. Gross (12), Laura C. Zelarayán (1,2,3)*

Institute: (1) Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Universitätsmedizin Göttingen (UMG), Robert-Koch-Straße 40, 37075 Göttingen, (2) Deutsches Zentrum für Herz- und Kreislaufforschung (DZHK), Standort Göttingen, Göttingen, (3) Exzellenzcluster "Multiscale-Bioimaging: Von molekularen Maschinen zu Netzwerken erregbarer Zellen” (MBExC), Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (4) Laboratory Animal Science Unit, Leibnitz-Institut für Primatenforschung, Deutsches Primatenzentrum GmbH, Göttingen, (5) Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Göttingen, (6) Next-Generation Sequencing (NGS)-Serviceeinrichtung, Universitätsmedizin Göttingen (UMG), Göttingen, (7) Institut für Klinische Chemie, Universitätsmedizin Göttingen (UMG), Göttingen, (8) Forschungsgruppe Bioanalytische Massenspektrometrie, Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Göttingen, (9) Institut für Tierhygiene, Tierschutz und Nutztierethologie (ITTN), Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (10) HCEMM-SU Cardiometabolic Immunology Research Group, Department of Pharmacology and Pharmacotherapy, Semmelweis University, Budapest, Ungarn, (11) Pharmahungary Group, Budapest, Ungarn, (12) Health and Medical University, Potsdam

Zeitschrift: Communications Biology 2023; 6: 79

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5524

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer Behörde in Niedersachsen unter der Nummer 33.4-42502-04-13/1266 genehmigt. Die gentechnisch veränderten Mäuse stammen aus der Zucht der Universitätsmedizin Göttingen, sie sind weiblich und 12 Wochen alt.

Die Mäuse werden in Narkose versetzt und die Kopfhaut der Tiere wird eingeschnitten. Der Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Dann werden den Tieren Tumorzellen, die entweder aus menschlichem Brustkrebs oder aus Brustkrebs von Mäusen stammen, etwas Flüssigkeit oder ein aus Bakterien stammender Giftstoff, gelöst in etwas Flüssigkeit, in das Gehirn gespritzt. Bei einigen Tieren werden auch gleichzeitig Tumorzellen und das bakterielle Gift mit Hilfe einer Kanüle in das Gehirn gespritzt. Die Nadel wird aus dem Schädel gezogen, das Loch im Schädel mit Knochenwachs verschlossen und die Kopfhaut wird vernäht.

Ein Teil der Tiere wird 24 Stunden nach der Injektion auf nicht genannte Weise getötet. Die anderen Tiere werden getötet, sobald sie nicht näher benannte neurologische Symptome aufweisen. Das Gehirn der Tiere wird entnommen und in weiteren Untersuchungen eingesetzt. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Intralesional TLR4 agonist treatment strengthens the organ defense against colonizing cancer cells in the brain

Autoren: Raquel Blazquez (1,2), Han-Ning Chuang (2), Britta Wenske (2), Laura Trigueros (1), Darius Wlochowitz (3), Renato Liguori (4,5), Fulvia Ferrazzi (4,5), Tommy Regen (6,7), Martin A. Proescholdt (8), Veit Rohde (9), Markus J. Riemenschneider (10), Christine Stadelmann (6), Annalen Bleckmann (2,11), Tim Beißbarth (3), Denise van Rossum (6,12), Uwe K. Hanisch (6), Tobias Pukrop (1,2,13)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Innere Medizin III, Hämatologie und Internistische Onkologie, Universitätskrankenhaus Regensburg, Franz-Josef-Strauß-Allee 11, 93053 Regensburg, (2) Klinik für Hämatologie und Medizinische Onkologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (3) Institut für medizinische Informatik, Universitätsmedizin Göttingen, Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (4) Pathologisches Institut, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (5) Nephropathologische Abteilung, Pathologisches Institut, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (6) Institut für Neuropathologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (7) Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (8) Klinik und Poliklinik für Neurochirurgie, Universitätskrankenhaus Regensburg, Regensburg, (9) Klinik für Neurochirurgie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (10) Abteilung für Neuropathologie, Universitätskrankenhaus Regensburg, Regensburg, (11) Medizinischen Klinik A ((Hämatologie, Hämostaseologie, Onkologie und Pneumologie), Universitätsklinikum Münster, Münster, (12) Sartorius Canada Inc., Oakville, Kanada, (13) Bereich Personalisierte Tumortherapie, Fraunhofer-Institut für Toxikologie Und Experimentelle Medizin (ITEM), Regensburg

Zeitschrift: Oncogene 2022; 41: 5008-5019

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5523

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe unter den Nummern 35-9185.81/G-177/17 und 35-9185.81/G-274/19 genehmigt.

Ein Teil der Mäuse wird bei der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Genest Saint Isle, Frankreich) gekauft. Gentechnisch veränderte Mäuse werden von anderen Wissenschaftlern (Columbia University, New York, The Weizmann Insitute of Science, Rehovot, Israel, und Universität des Saarlandes, Homburg) zur Verfügung gestellt. Verschiedene Mäuse werden miteinander gekreuzt, um Tiere mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalte.

Einem Teil der Tiere wird im Alter von 5 Wochen Flüssigkeit mit einem Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Diese Injektion erfolgt täglich an 5 aufeinanderfolgenden Tagen. 19 Tage nach der Injektion werden die Tiere einzeln in einen engen Zylinder gesetzt, der auf einem Gitterboden steht. Durch die Gitter hindurch wird eine Kunststofffaser gegen die Fußsohlen der Hinterbeine der Mäuse gedrückt. Es wird beobachtet, ob die Tiere die Pfote daraufhin hochheben oder wegziehen und lecken. Es werden mehrere unterschiedlich steife Fasern verwendet, die unterschiedlich starken Druck auf die Haut der Pfoten ausübt; jede Faser wird 5-mal gegen die Pfote gedrückt. Dann werden die Mäuse in einem Zylinder auf einer 4°C kalten Metallplatte gesetzt, so dass ihre Pfoten die kalte Platte berühren. Es wird dann beobachtet, wie lange es dauert, bis die Tiere die Pfoten heben, schütteln, lecken oder beginnen zu hüpfen, um den Kontakt zu der schmerzhaft kalten Platte zu vermeiden. Der Test wird dreimal wiederholt.

2 Tage später werden die Tiere in zwei Gruppen aufgeteilt. Die Tiere der ersten Gruppe werden in Narkose versetzt und ihre Haut wird am Oberschenkel aufgeschnitten und bestimmte Nerven werden freigeschnitten, abgebunden und durchtrennt. Ein Nerv auf der Hinterseite des Beines, welcher unter anderem für die Empfindungsfähigkeit der Füße zuständig ist, bleibt verschont. Die zweite Gruppe von Mäusen wird ebenso operiert, dabei werden jedoch die Nerven nicht durchtrennt. Es ist bekannt, dass durch das Durchtrennen der Nerven eine Überempfindlichkeit im Bereich der Pfoten entsteht, so dass bereits normale Berührungen Schmerzen auslösen.

Einem Teil der Tiere wird zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Operation der Wirkstoff Formoteral, welcher beim Menschen beispielsweise bei Asthma eingesetzt wird, in etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt. Anderen Tieren wird nur die Flüssigkeit ohne Wirkstoff gespritzt. Eine Stunde nach der Injektion werden die Mäuse erneut den Verhaltenstests unterzogen. Aus dem Verhalten der Tiere werden Rückschlüsse darüber gezogen, wie schmerzhaft die Versuche für die Tiere sind. Bei einem Teil der Tiere werden die Tests 4 Mal innerhalb von 26 Stunden durchgeführt. Die Tiere, bei denen die Nerven durchtrennt wurden, reagiere dabei empfindlicher auf Druck und Kälte.

Eine Gruppe von Mäusen wird 4 oder 32 Tage nach der Operation in einem Konditionierungsversuch eingesetzt. Dazu werden die Mäuse in einen aus mehreren Kammern bestehenden Käfig gesetzt und sie können sich frei in den drei Bereichen bewegen. Am nächsten Tag wird den Tieren eine Kochsalzlösung in die Bauchhöhle gespritzt. 10 Minuten später werden die Tiere in eine Kammer des Käfigs gesetzt, der Zugang zu den anderen Käfigbereichen ist verschlossen. Mindestens 4 Stunden nach der Injektion wird den Tieren ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt, der ihre Schmerzen lindern soll. Dann werden sie in eine andere Kammer des Käfigs gesetzt, wieder ist der Zugang zu den weiteren Käfigbereichen versperrt. Dies wird an drei aufeinander folgenden Tagen wiederholt. Dann werden die Tiere erneut in den Käfig gesetzt und sie haben Zugang zu allen Bereichen. Ihr Bewegungsmuster wird auf Video aufgezeichnet und geprüft, wie lange sie sich in welchen Bereichen aufhalten. Weil sie erwarten, dort Linderung ihrer Schmerzen zu erfahren, halten sich die Tiere bevorzugt in den Bereichen des Käfigs auf, in die sie nach der Injektion des Schmerzmittels gesetzt wurden.

Verschiedene Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten (3, 6 und 21 Tage nach der Operation) in Narkose versetzt und ihr Brustkorb wird aufgeschnitten. Ihnen wird eine Nadel ins Herz gestoßen, durch die eine Flüssigkeit in die Blutbahn gepumpt wird und das Blut der Tiere verdrängt, woran die Mäuse sterben. Die Wirbelsäule wird herausgeschnitten und für weitere Versuche verwendet. Andere Tiere werden im Alter von 5 oder 8 Wochen auf nicht genannte Art getötet und ihr Rückenmark oder bestimmte Nervenzellen für weitere Untersuchungen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Universität Heidelberg und die Chica und Heinz Schaller Stiftung (Heidelberg) gefördert.

Bereich: Schmerzforschung, Neurologie, Pharmakologie

Originaltitel: Activation of β2-adrenergic receptors in microglia alleviates neuropathic hypersensitivity in mice

Autoren: Elisa Damo (1), Amit Agarwal (2,3), Manuela Simonetti (1)*

Institute: (1) Pharmakologisches Institut, Medizinische Fakultät Heidelberg, Universität Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 366, 69120 Heidelberg, (2) Chica and Heinz Schaller Research Group, Institut für Anatomie und Zellbiologie, Universität Heidelberg, Heidelberg, (3) Interdisziplinäres Zentrum für Neurowissenschaften, Universität Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Cells 2023; 12: 284

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5522

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. Verschiedene gentechnisch veränderte Mäuse werden miteinander gekreuzt, um Mäuse mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalten. Bei einem Teil der Mäuse können bestimmte Gene mit dem Brustkrebswirkstoff Tamoxifen gezielt aktiviert werden. Außerdem werden nicht gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Die Tiere werden am Deutschen Krebsforschungszentrum (DKFZ) in Heidelberg gehalten.

Einem Teil der Mäuse wird der Wirkstoff Tamoxifen an 5 aufeinander folgenden Tagen in die Bauchhöhle gespritzt. Andere Tiere erhalten eine einzige Injektion des Wirkstoffs in die Bauchhöhle oder ihnen wird eine ähnliche Substanz mit einer Schlundsonde verabreicht.

Mäuse werden auf nicht genannte Art getötet und es werden Darmstücke herausgeschnitten, aus denen der Darminhalt herausgedrückt wird. Anderen Mäusen wird der Darminhalt der getöteten Mäuse direkt in die Bauchhöhle gespritzt. Dadurch wird eine Infektion verursacht, die Tiere entwickeln Untertemperatur, die Bakterien breiten sich im Blutstrom aus, es kommt zu einer den ganzen Körper betreffenden schweren Entzündung und die Mäuse entwickeln nicht näher beschriebene Symptome. Einem Teil dieser Tiere wird Blut abgenommen, entweder aus der Wange oder aus dem Herz, was vermutlich bei der nicht erwähnten Tötung der Tiere erfolgt.

Eine Gruppe von Mäusen wird zu unterschiedlichen Zeitpunkten nach Herbeiführen der Sepsis auf nicht genannte Art getötet und es werden Zellen aus verschiedenen Knochen, der Wirbelsäule, der Milz und der Bauchhöhle gewonnen und untersucht. Einem Teil der Tiere wird zuvor ein Farbstoff in die Bauchhöhle gespritzt, 2 Stunden später werden sie getötet.

Anderen Mäusen werden Antikörper in die Bauchhöhle gespritzt, die bei einem Teil der Tiere gegen bestimmte Zellen des Immunsystems gerichtet sind. Am Tag nach den Injektionen wird den Tieren Blut abgenommen. Bei einer Gruppe wird festgestellt, dass sie unerwartet auf den Antikörper reagiert. Hier wird festgestellt, dass der verwendete Antikörper mit Endotoxinen, das sind aus Bakterien stammende fieberauslösende Substanzen, verunreinigt ist.

Bei einer weiteren Gruppe von Mäusen wird eine Blutarmut verursacht. Dazu wird ihnen innerhalb von 9 Tagen 4-mal Blut durch Punktion von Blutgefäßen in Bereich des Gesichts und Schädels entnommen. Pro Blutung verlieren die Tiere mindestens 0,3 ml Blut, das sind in etwa 16% ihres Blutes. Nach der Blutung wird den Mäusen Kochsalzlösung unter die Haut gespritzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), den Europäischen Wissenschaftsrat (ERC) und die Helmholtz-Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Sepsisforschung, Entzündungsforschung, Immunologie

Originaltitel: Flt3- and Tie2-Cre tracing identifies regeneration in sepsis from multipotent progenitors but not hematopoietic stem cells

Autoren: Ann-Kathrin Fanti (1,5), Katrin Busch (1,4), Alessandro Greco (2,5), Xi Wang (1,3), Branko Cirovic (1), Fuwei Shang (1,4), Tamar Nizharadze (2,5), Larissa Frank (1,5), Melania Barile (2), Thorsten B. Feyerabend (1), Thomas Höfer (2)*, Hans-Reimer Rodewald (1)*

Institute: (1) Abteilung Zelluläre Immunologie, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Im Neuenheimer Feld 580, 69120 Heidelberg, (2) Abteilung Theoretische Systembiologie, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Im Neuenheimer Feld 580, 69120 Heidelberg, (3) State Key Laboratory of Reproductive Medicine, Nanjing Medical University, Nanjing, China, (4) Universitätsklinikum Heidelberg, Universität Heidelberg, Heidelberg, (5) Fakultät für Biowissenschaften, Universität Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Cell Stem Cell 2023; 30: 207-218

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5521

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium in Karlsruhe unter den Nummern G-287/20 und G-105/16 genehmigt. Die Zucht der gentechnisch veränderten Mäuse wird vom Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer G-193/19 genehmigt. Die Versuche werden am Interdisciplinary Neurobehavioral Core (INBC) der Universität Heidelberg durchgeführt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse, die von der Stanford Universität (USA) stammen, und unveränderte Mäuse, sogenannte Wildtyp-Mäuse, die von der Versuchstierzucht Jackson Laboratories gekauft werden, eingesetzt. Bei einem Teil der Mäuse sind die Folgen der gentechnischen Veränderung so schwerwiegend, dass sie bald nach der Geburt sterben.

Verschiedene Mäuse werden zu verschiedenen Zeitpunkten (am Tag ihrer Geburt, im Alter von 22 Tagen, 4 bis 6 Wochen oder 3 Monaten) getötet und ihr Gehirn wird in Scheiben geschnitten und untersucht oder Nervenzellen werden gewonnen und in Experimenten eingesetzt. Ein Teil dieser Tiere wird durch Enthaupten getötet, andere werden in Narkose versetzt und ihnen wird eine Nadel ins Herz gestoßen, durch die eine Flüssigkeit in ihr Gefäßsystem gepumpt wird, die das Blut der Tiere verdrängt. Dann werden auch diese Tiere geköpft. Bei anderen Tieren wird die Tötungsart nicht genannt.

Schwangeren Mäusen wird 14,5 Tage nach der Empfängnis ein Farbstoff in die Bauchhöhle gespritzt. 20 Stunden später werden die Gehirne der Embryonen "geerntet". Vermutlich werden die Muttertiere dafür getötet. Gehirne anderer Embryonen werden 18 Tage nach der Empfängnis "geerntet".

Ein Teil der Mäuse wird in im Alter von 4 Tagen durch eine Tätowierung an der Pfote gekennzeichnet und in verschiedenen Verhaltenstests eingesetzt. Eine Stunde vor den Versuchen wird den Tieren Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt, die bei einem Teil der Tiere den Wirkstoff Lamotrigin, der üblicherweise zur Behandlung von Epilepsie verwendet wird, enthält. Im Alter von 5 und 8 Tagen werden die Tiere von ihren Müttern getrennt und in einen kleinen leeren Glasbehälter gesetzt. Die Rufe der Tiere werden aufgenommen und analysiert.

Im Alter von 22 Tagen werden die Mäuse in ein sogenanntes erhöhte Plus-Labyrinth gesetzt. Dieses besteht aus zwei sich in 70 cm Höhe kreuzenden Stegen. Von den 4 Armen des Labyrinths besitzen 2 Seitenwände, die anderen nicht. Es wird beobachtet, in welchen Bereichen des Labyrinths die Tiere sich wie lange aufhalten. Daraus wird geschlussfolgert, wie ängstlich die Tiere sind.

Im Alter von 23 Tagen werden die Tiere in eine oben offene Box gesetzt und es wird beobachtet, wo sie sich bevorzugt aufhalten. Tieren, die sich mehr bewegen, wird eine Hyperaktivität unterstellt. Halten sich die Mäuse eher im Randbereich auf, gelten sie als ängstlich.

Im Alter von 23 Tagen werden die Mäuse in einen Glaszylinder gesetzt. Sie werden dann in eine Arena gesetzt und ihre Bewegung wird aufgezeichnet. Die Tiere werden am Schwanz hochgehoben. Schließlich werden die Mäuse in eine transparente Röhre gegeben und die Röhre gedreht und es wird beobachtet, ob sich die Tiere wieder in eine aufrechte Position begeben.

Im Alter von einem Monat werden die Tiere in eine Plexiglasbox gesetzt, die aus drei miteinander durch Öffnungen verbundenen Einheiten besteht. In den äußeren Einheiten befindet sich jeweils ein Drahtzylinder. Eine Maus wird für jeweils 5 Minuten mit einer Geschwister-Maus oder einer fremden Maus im Drahtzylinder konfrontiert. Es wird beobachtet, wie die Tiere auf die ihnen fremden oder bekannten Artgenossen reagieren. Daraus wird gefolgert, ob die Tiere soziale Defizite haben.

Im Alter von 2 Monaten werden die Tiere in eine Box mit Einstreu gesetzt. Dann werden 9 Glasmurmeln auf die Einstreu gelegt und es wird beobachtet, wie viele der Murmeln die Mäuse in 5 Minuten vergraben.

In einem anderen Test werden die Tiere im Alter von 2 Monaten in einem Käfig auf eine Plattform gestellt, welche die Vibrationen, die durch die Tiere verursacht werden, misst. Aus den Vibrationen sollen Rückschlüsse auf das Verhalten der Tiere gezogen werden.

Die Arbeiten wurden durch den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Fritz Thyssen Stiftung, die Hector Stiftung II, die Chica und Heinz Schaller Stiftung (Heidelberg), die Brain & Behavior Research Foundation (USA), den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD), die Agencia Nacional de Investigación y Desarrollo (Chile) und die Helmholtz-Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Autismus-Forschung, Psychiatrie, Mutationsforschung, Neuropharmakologie

Originaltitel: MYT1L haploinsufficiency in human neurons and mice causes autism-associated phenotypes that can be reversed by genetic and pharmacologic intervention

Autoren: Bettina Weigel (1,2,3,4), Jana F. Tegethoff (1,2,3,4), Sarah D. Grieder (1,2,3), Bryce Lim (1,2,3,4), Bhuvaneswari Nagarajan (1,2,3), Yu-Chao Liu (5), Jule Truberg (1,2,3,4), Dimitris Papageorgiou (6,7), Juan M. Adrian-Segarra (1,2,3), Laura K. Schmidt (1,2,3), Janina Kaspar (1,2,3), Eric Poisel (1,2,3), Elisa Heinzelmann (1,2,3), Manu Saraswat (1,2,3,4), Marleen Christ (1,2,3), Christian Arnold (8), Ignacio L. Ibarra (8), Joaquin Campos (9), Jeroen Krijgsveld (6,7), Hannah Monyer (5), Judith B. Zaugg (8), Claudio Acuna (9), Moritz Mall (1,2,3)*

Institute: (1) Nachwuchsgruppe Engineering von Zellidentitäten und Krankheitsmodellen, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ) und DKFZ- Zentrum für Molekulare Biologie Heidelberg (ZMBH) Alliance, Im Neuenheimer Feld 280, 69120 Heidelberg, (2) Hector Institut für Translationale Hirnforschung (HITBR), Heidelberg, (3) Zentralinstitut für Seelische Gesundheit (ZI), Universitätsklinikum Heidelberg, Universität Heidelberg, Heidelberg, (4) Fakultät für Biowissenschaften, Universität Heidelberg, Heidelberg, (5) Kooperationsabteilung Klinische Neurobiologie, Universitätsklinikum Heidelberg und DKFZ, Heidelberg, (6) Abteilung Proteomik von Stammzellen und Krebs, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (7) Universitätsklinikum Heidelberg, Universität Heidelberg, Heidelberg, (8) Europäisches Laboratorium für Molekularbiologie (EMBL), Structural and Computational Biology Unit, Heidelberg, (9) Chica and Heinz Schaller Research Group, Institut für Anatomie und Zellbiologie, Universität Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Molecular Psychiatry 2023; doi.org/10.1038/s41380-023-01959-7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5520

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter den Nummern 33.19-42502-04-18/2987 genehmigt. Es werden 5 Mini-Schweine eingesetzt.

In einer ersten Operation, die Teil einer anderen Studie ist (https://doi.org/10.1371/journal.pone.0217488), wird den Tieren in Narkose ein Großteil der Leber herausgeschnitten. Im Anschluss müssen sie permanent eine Weste tragen, die eingesetzte Venenkatheter und eine Medikamentenpumpe schützen soll, über die die Schweine verschiedene Medikamente verabreicht bekommen. In der Folge dieser Operation wächst die Leber der Tiere in einer veränderten Form wieder nach, die der Leber des Menschen ähnlicher sein soll.

30 bis 34 Tage nach der ersten Operation werden die Schweine erneut in Narkose versetzt, intubiert und künstlich beatmet. Der Bauchraum der Tiere wird mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanztomographie) untersucht. Durch kleine Einschnitte in die Haut wird ein Gerät, das Mikrowellen erzeugt, in die Leber eingesetzt. Durch Mikrowellenbehandlung werden mehrere Bereiche der Leber zerstört, entweder zwei oder drei Bereiche pro Tier. Dann werden die Tiere durch Spritzen des Tötungsmittels T61 noch in Narkose getötet und Proben der Leber werden untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Medizinische Hochschule Hannover (MHH) und den Europäischen Forschungsrat (ERC) gefördert.

Bereich: Chirurgie, Bildgebende Verfahren, Leberforschung, Krebsforschung

Originaltitel: Correction of heat-induced susceptibility changes in respiratory-triggered 2D-PRF-based thermometry for monitoring of magnetic resonance-guided hepatic microwave ablation in a human-like in vivo porcine model

Autoren: Bennet Hensen (1,2)*, Susanne Hellms (1), Christopher Werlein (3), Danny Jonigk (3,4), Phillip Alexander Gronski (1), Inga Bruesch (5), Regina Rumpel (5), Eva-Maria Wittauer (5), Florian W. R. Vondran (6), Dennis L. Parker (7), Frank Wacker (1,2), Marcel Gutberlet (1,2)

Institute: (1) Institut für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg Str. 1, 30625 Hannover, (2) Forschungscampus STIMULATE - Solution Centre for Image Guided Local Therapies, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg, (3) Institut für Pathologie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover, (4) Biomedical Research in End-stage and Obstructive Lung Disease Hannover (BREATH), Deutsches Zentrum für Lungenforschung, Hannover, (5) Institut für Versuchstierkunde und Zentrales Tierlaboratorium, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Straße 1, 30625 Hannover, (6) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover, (7) Utah Center for Advanced Imaging Research, University of Utah, Salt Lake City, USA

Zeitschrift: International Journal of Hyperthermia 2022; 39(1): 1387-1396

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5519

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) in Oldenburg unter den Nummern 33.12-42502-04-15/1896, 33.19-42502-04-15/2017 und 33.19-42502-04-17/2612 sowie vom Regierungspräsidium Freiburg unter der Nummer 35-9185.81/G-14/17 genehmigt.

Es werden verschiedene gentechnisch veränderte Mäusestämme mit einem eingeschränkten Immunsystem eingesetzt, die aus dem Zentralen Tierlaboratorium der Medizinischen Hochschule stammen. Die Versuche werden im Zentralen Tierlaboratorium der Medizinischen Hochschule Hannover und am Universitätsklinikum Freiburg durchgeführt. Von Patienten mit einer Lungenfibrose, Patienten mit einer anderen Lungenerkrankung und gesunden Personen werden Abstriche aus der Lunge genommen. Aus diesen Abstrichen werden spezielle Lungenzellen gewonnen, die zum Teil gentechnisch verändert werden.

Die Mäuse werden in Narkose versetzt, dann wird ihnen die Chemikalie Bleomycin in die Luftröhre geträufelt, von der bekannt ist, dass sie die Lunge der Tiere schädigt. Drei Tage später werden die Mäuse wieder narkotisiert und in Gruppen eingeteilt, denen die zuvor gewonnenen Zellen von Patienten und gesunden Personen oder Lungenkrebszellen in die Luftröhre gespritzt werden.

Ein Teil der Tiere erhält 18 Tage lang täglich einen Wirkstoff in etwas Flüssigkeit über den Rachen verabreicht, weiteren Tieren wird nur Flüssigkeit ohne den Wirkstoff verabreicht. Einem Teil der Tiere, welche gentechnisch veränderte menschliche Lungenzellen erhalten haben, wird dreimal im Abstand von einer Woche eine Substanz unter die Haut gespritzt, welche die gentechnisch veränderten Zellen anfärbt. Dann werden die Tiere narkotisiert und mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

Mäuse, die schwere Symptome entwickeln, werden getötet und ihre Lungen werden herausgeschnitten und untersucht. Nach 21 Tagen werden die noch lebenden Mäuse getötet und ihre Lungen "geerntet". Es werden Veränderungen der Lunge wie eine Fibrose und Zysten gefunden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Fraunhofer-Gesellschaft, das Deutsche Zentrum für Lungenforschung (DZL) BREATH, die Klinische Forschungsgruppe (KFO) 311 (Medizinische Hochschule Hannover), die Firma Astra Zeneca und die National Institutes of Health (NIH, USA) gefördert.

Bereich: Lungenforschung, Pharmakologie

Originaltitel: Airway basal cells show a dedifferentiated KRT17high phenotype and promote fibrosis in idiopathic pulmonary fibrosis

Autoren: Benedikt Jaeger (1,2), Jonas Christian Schupp (2,3,4), Linda Plappert (1,2), Oliver Terwolbeck (1,2), Nataliia Artysh (1,2,4), Gian Kayser (5), Peggy Engelhard (6), Taylor Sterling Adams (3), Robert Zweigerdt (7), Henning Kempf (7), Stefan Lienenklaus (8), Wiebke Garrels (8), Irina Nazarenko (9,10), Danny Jonigk (2,11), Malgorzata Wygrecka (12), Denise Klatt (13), Axel Schambach (13,14), Naftali Kaminski (3), Antje Prasse (1,2,4)*

Institute: (1) Fraunhofer-Institut für Toxikologie und Experimentelle Medizin (ITEM), Nikolai-Fuchs-Straße 1, 30625 Hannover, (2) Deutsches Zentrum für Lungenforschung, BREATH, Hannover, (3) Section of Pulmonary, Critical Care and Sleep Medicine, Yale School of Medicine, New Haven, USA, (4) Klinik für Pneumologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (5) Institut für Klinische Pathologie, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (6) Klinik für Pneumologie, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (7) Leibniz Forschungslaboratorien für Biotechnologie und künstliche Organe (LEBAO), Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (8) Institut für Versuchstierkunde und Zentrales Tierlaboratorium, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Straße 1, 30625 Hannover, (9) Institut für Infektionsprävention und Krankenhaushygiene, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (10) Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung (DKTK), Standort Freiburg und Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (11) Institut für Pathologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (12) Institut für Biochemie, Fachbereich Medizin, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen, (13) Institut für Experimentelle Hämatologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (14) Division of Hematology/Oncology, Boston Children’s Hospital, Harvard Medical School, Boston, USA

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 5637

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5518

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) in Oldenburg unter der Nummer 19/3145 genehmigt. Die männlichen Meerschweinchen (Dunkin-Hartley Stamm) stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Châtillon, Frankreich).

Den Tieren werden oral Beruhigungsmittel verabreicht, vermutlich geschieht dies mit einer Schlundsonde. Dann werden ihnen Narkosemittel in einen Muskel gespritzt. Das Gehör der narkotisierten Tiere wird getestet. Dazu werden ihnen Elektroden auf dem Schädel und hinter dem Ohr sowie im Nacken unter die Haut gestochen. Den Meerschweinchen werden verschiedene Töne vorgespielt und mit den Elektroden wird die Reaktion darauf gemessen. Dann wird die Kopfhaut der Tiere aufgeschnitten und der Schädel freigelegt. Das linke Mittelohr wird freigelegt und zwischen dem Schnitt auf dem Schädel und am Ohr wird ein Schlauch unter der Haut verlegt. Eine Membran, die das Mittelohr vom Innenohr trennt, wird geöffnet und eine Nadel eingeführt. Das Mittelohr wird dann mit Zement verschlossen. Der Schlauch wird auf dem Schädel fixiert. Zwischen den Schulterblättern wird eine Tasche unter die Haut geschnitten, in die eine kleine Pumpe eingesetzt wird. Diese Pumpe pumpt Flüssigkeit durch den Schlauch zur Nadel in der Membran zwischen Mittel- und Innenohr.

Die Tiere werden in zwei Gruppen eingeteilt. Bei einer Gruppe ist die Pumpe mit Flüssigkeit gefüllt, die einen Eiweißstoff enthält, der antioxidativ wirken soll. Bei der zweiten Gruppe enthält die Pumpe nur Flüssigkeit, die langsam in das Ohr befördert wird. Die Wunden werden vernäht. Den Meerschweinchen werden Schmerzmittel und Antibiotika unter die Haut gespritzt.

Sieben Tage später werden die Tiere erneut narkotisiert und das Gehör wird wie bereits beschrieben getestet. Dann werden die Tiere in eine schallisolierte Box gelegt und über zwei Lautsprecher, die direkt vor dem Ohr der Tiere platziert sind, wird ihnen 4 Stunden lang Beethovens 5. Symphonie vorgespielt. Die Aufzeichnung der Symphonie wurde zuvor für das Experiment angepasst und wird den Tieren in einer Lautstärke von bis zu 120 Dezibel vorgespielt, was in etwa der Lautstärke einer Rockband entspricht. 30 Minuten nach diesem Hörtrauma wird wieder das Gehör vermessen.

Einen Tag später werden die Tiere erneut in Narkose versetzt, ihr Gehör wird vermessen und ihr Ohr wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

Sieben Tage nach dem Hörtrauma werden die Tiere ein letztes Mal in Narkose versetzt, ihr Gehör wird getestet und ihr Ohr mit einem bildgebenden Verfahren untersucht und das Mittelohr aufgeschnitten und Flüssigkeit aus dem Innenohr entnommen. Dann wird den Tieren eine Überdosis eines Schlafmittels direkt ins Herz gespritzt, um sie zu töten. Das Mittelohr wird herausgeschnitten, was von den Autoren als "geerntet" bezeichnet wird, und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hörforschung

Originaltitel: Prevention of noise-induced hearing loss in vivo: Continuous application of insulin-like growth factor 1 and its effect on inner ear synapses, auditory function and perilymph proteins

Autoren: Kathrin Malfeld (1,2), Nina Armbrecht (1), Andreas Pich (3), Holger A. Volk (2), Thomas Lenarz (1,4), Verena Scheper (1,4)*

Institute: (1) Klinik für Hals-Nasen-Ohrenheilkunde, Medizinische Hochschule Hannover, Stadtfelddamm 35, 30625 Hannover, (2) Klinik für Kleintiere, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (3) Core Facility Proteomics, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (4) Exzellenzcluster "Hearing4all”, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2023; 24: 291

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5517

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern genehmigt. Zwölf zwei bis fünf Tage alte Ferkel werden zur Gewinnung von Bauchspeicheldrüsen-Zellen eingesetzt. Vermutlich werden die Tiere dafür getötet.

Mäuse mit defektem Immunsystem werden bei der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory gekauft. Den Mäusen wird die Chemikalie Streptozotocin in die Bauchhöhle gespritzt. Dadurch sterben die insulinproduzierenden Zellen der Bauchspeicheldrüse ab, und die Mäuse leiden unter einem erhöhten Blutzucker. Nur Mäuse, die einen Blutzuckerspiegel über 350 mg/dl aufweisen, werden für die weiteren Versuche eingesetzt. Wie das für die Bestimmung benötigte Blut gewonnen wird, wird nicht beschrieben.

Die Tiere werden in verschiedene Gruppen aufgeteilt, denen verschiedene Mengen unterschiedlich aufbereiteter Zellen aus den Bauchspeicheldrüsen der Ferkel unter die linke Nierenkapsel gespritzt werden. Der Blutzucker der Tiere wird überwacht, wobei ebenfalls die Gewinnungsmethode für das benötigte Blut nicht beschrieben wird. Mäusen, bei denen der Blutzuckerwert auf über 300 mg/dl ansteigt, wird täglich Insulin unter die Haut gespritzt.

Bei einem Teil der Mäuse wird 10 bis 14 Tage nach der Transplantation der Zellen ein sogenannter Glukosetoleranztest durchgeführt. Dazu wird den Mäusen eine Zuckerlösung in die Bauchhöhle gespritzt. Direkt nach dieser Injektion und 10 Minuten später wird den Tieren Blut aus einer Schwanzvene abgenommen und dieses untersucht.

Bei drei Tieren wird die linke Niere zusammen mit den dort eingepflanzten Schweine-Zellen in einer nicht näher beschriebenen Operation entfernt. Im Anschluss wird den Tieren an drei aufeinanderfolgenden Tagen Blut abgenommen und untersucht. Auch bei einem Teil der restlichen Mäuse werden die Nieren mit den Schweinezellen entfernt und untersucht, vermutlich zum Ende des Beobachtungszeitraums von 16 Wochen. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie spätestens nach 16 Wochen getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Kommission und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Diabetes-Forschung, Xenotransplantationsforschung

Originaltitel: Formation of re-aggregated neonatal porcine islet clusters improves in vitro function and transplantation outcome

Autoren: M. Honarpisheh (1), Y. Lei (1), Y. Zhang (1), M. Pehl (1), E. Kemter (2,3), M. Kraetzl (2), A. Lange (2), E. Wolf (2,3), L. Wolf-van Buerck (1), J. Seissler (1)*

Institute: (1) Medizinische Klinik und Poliklinik IV, Diabetes Zentrum - Campus Innenstadt, Klinikum der Ludwig-Maximilians-Universität München, Ziemssenstraße 5, 80336 München, (2) Lehrstuhl für Molekulare Tierzucht und Biotechnologie, Tierärztliche Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (3) Deutsches Zentrum für Diabetesforschung (DZD), Neuherberg

Zeitschrift: Transplant International 2022; 35: 10697

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5516

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer bayrischen Behörde unter der Nummer 55.2-1-54-2532-5-2016 genehmigt. Weitere Versuche werden in Tschechien durchgeführt und von einer tschechischen Behörde unter der Nummer 246/1992 genehmigt.

Es werden gentechnisch veränderte Mäuse verwendet, denen die genetische Information für die Herstellung eines bestimmten Proteins fehlt, welches bei der Parkinson Erkrankung eine Rolle spielt. Zusätzlich werden sogenannte Wildtyp-Mäuse eingesetzt, die nicht gentechnisch verändert sind. Die Mäuse werden aus den Versuchstierzuchten Jackson Laboratories (USA) und Charles River (Europa) gekauft. Weitere Mäuse werden durch das RIKEN Institut (Japan) zur Verfügung gestellt. Zum Zeitpunkt des Versuchsbeginns sind die Mäuse ein Jahr alt.

Die Tiere werden in verschiedene Gruppen eingeteilt und damit man sie identifizieren kann, wird ihr Schwanz markiert. Üblicherweise erfolgt dies als Tätowierung oder durch Abschneiden der Schwanzspitze. Einem Teil der Tiere (28 Mäusen) wird über einen Zeitraum von 2 oder 4 Monaten die Chemikalie Rotenon in etwas Flüssigkeit an 5 Tagen in der Woche morgens mit einer Schlundsonde verabreicht. Von Rotenon ist bekannt, dass es bei Mäusen zu Störungen der Motorik, also der Fähigkeit zur normalen Bewegung, führt. Weiteren 24 Mäusen wird per Schlundsonde Flüssigkeit ohne den Wirkstoff gegeben.

Einmal im Monat wird die Motorik der Tiere getestet. Dazu werden sie auf eine Stange gesetzt, die sich zunächst mit konstanter Geschwindigkeit dreht. Die Drehung der Stange wird dann über einen Zeitraum von 5 Minuten stufenweise beschleunigt, bis sie sich 40-mal in der Minute um die eigene Achse dreht. Gemessen wird, wann die Tiere sich nicht mehr auf der Stange halten können und herunterfallen.

Nach 2 oder 4 Monaten werden die Mäuse in Narkose versetzt. Ihre Brusthöhle wird aufgeschnitten und eine Nadel in das Herz gestoßen. Der rechte Herzvorhof wird aufgeschnitten. Durch die Nadel wird eine Flüssigkeit in das Blutsystem gepumpt, die das Blut der Tiere verdrängt, welches durch den zerschnittenen Vorhof austritt. In der Folge sterben die Tiere.

Zusätzlich werden mindestens 4 schwangere Mäuse, die unterschiedlich gentechnisch verändert sind, durch Genickbruch getötet. Die Embryonen werden entnommen und aus ihren Gehirnen Nervenzellen gewonnen. Außerdem werden mindestens 6 neugeborene Mäuse auf nicht genannte Art getötet, der Dünndarm der Tiere wird entnommen und daraus bestimmte Nervenzellen isoliert.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Parkinson-Forschung

Originaltitel: Toxicity of extracellular alpha synuclein is independent of intracellular alpha synuclein

Autoren: Yanina Dening (1,2), Theresa Straßl (2), Viktoria Ruf (3,4), Petra Dirscherl (5), Alexandra Chovsepian (1), Alicia Stievenard (6), Amit Khairnar (7,8), Felix Schmidt (3,4), Florian Giesert (5), Jochen Herms (3,4,9), Johannes Levin (2,4,9), Marianne Dieterich (2,4), Peter Falkai (1), Daniela Vogt Weisenhorn (5), Wolfgang Wurst (5,9,10), Armin Giese (3,4), Francisco Pan Montojo (1,2,4)*

Institute: (1) Klinik für Psychiatrie, Ludwig-Maximilians-Universitätsklinikum, Nußbaumstr. 7, 80366 München, (2) Neurologische Klinik und Poliklinik, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (3) Zentrum für Neuropathologie und Prionforschung, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (4) Cluster für Systemneurologie, München, (5) Institut für Entwicklungsgenetik (IDG), Helmholtz Zentrum München, München, (6) University Lille, Inserm, CHU Lille, UMR-S 1172 - JPArc - Centre de Recherche Jean-Pierre AUBERT Neurosciences et Cancer, Lille, Frankreich, (7) Applied Neuroscience Research Group, CEITEC - Central European Institute of Technology, Masaryk University, Brno, Tschechien, (8) National Institute of Pharmaceutical Education and Research (NIPER), Ahmedabad, Indien, (9) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen, München, (10) Technische Universität München-Weihenstephan, Neuherberg/München

Zeitschrift: Scientific Reports 2022; 12: 21951

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5515

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern genehmigt. Die weiblichen Mäuse weisen von Geburt an schwere Einschränkungen des Immunsystems auf und werden im Alter von 6 bis 10 Wochen von der Versuchstierzucht Charles River (Sulzfeld) gekauft. Einem Teil der Tiere werden menschliche Bauchspeicheldrüsenkrebs-Zellen unter die Haut gespritzt, anderen Tieren Zellen eines Weichteilgewebetumors. Nachdem sich aus den injizierten Zellen ein Tumor gebildet hat, werden die Tiere in verschiedene Gruppen eingeteilt. Den Tieren werden verschiedene menschliche Immunzellen injiziert, die zum Teil gentechnisch verändert wurden und der Bekämpfung des Tumors dienen sollen. Die Größe des Tumors wird gemessen und sein Wachstum beobachtet.

Die Tiere werden getötet, wenn der Tumor aufbricht, größer als 1,5 cm wird oder die Tiere mehr als 15% ihres Gewichts verlieren. Tiere die schwach sind, sich wenig bewegen, in verkrümmter Haltung kauern und sich nicht das Fell pflegen, werden unabhängig von der Tumorgröße getötet, weil dies darauf hindeutet, dass ihr Körper sich gegen die injizierten menschlichen Zellen wehrt. Dies trifft auf 8 der eingesetzten Tiere zu. Die Mäuse, die bis zum Ende des Beobachtungszeitraums (je nach Gruppe 54 bis mehr als 140 Tage) noch leben, werden ebenfalls getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, den Europäischen Wissenschaftsrat (ERC), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Bayerische Staatsministerium für Wissenschaft und Kunst, das Bayerisches Staatsministerium für Wirtschaft, Landesentwicklung und Energie, die Deutsche Krebshilfe, die Hector Stiftung, die Else Kröner-Fresenius-Stiftung, die Wilhelm-Sander-Stiftung, die Ernst-Jung-Stiftung, die Fritz-Bender-Stiftung, die Deutsche José-Carreras Leukämie-Stiftung und die Melanoma Research Alliance (USA) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: PD 1 CD28 fusion protein strengthens mesothelin specific TRuC T cells in preclinical solid tumor models

Autoren: Stefanie Lesch (1), Alessia Nottebrock (1), Felicitas Rataj (1), Constanze Heise (1), Stefan Endres (1,2,3), Sebastian Kobold (1,2,3,4)*

Institute: (1) Zentrum für Integrierte Proteinforschung München (CIPS M) und Abteilung Klinische Pharmakologie, Partner des Deutschen Zentrums für Lungenforschung (DZL), Medizinische Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München, Geschwister-Scholl-Platz 1, 80539 München, (2) Deutschen Konsortium für Translationale Krebsforschung, Standort München, München, (3) Einheit für Klinische Pharmakologie (EKLiP), Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, Neuherberg, (4) Abteilung Klinische Pharmakologie, Medizinische Klinik und Poliklinik IV, Klinikum der Universität München, München

Zeitschrift: Cellular Oncology 2022; doi.org/10.1007/s13402-022-00747-9

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5514

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.19-42,502-04-16/2278 genehmigt. Die 6 Affen sind weiblich, zwischen 10 und 22 Jahre alt und leben in zwei Gruppen von 4 bzw. 2 Tieren am Deutschen Primatenzentrum in Göttingen (Abteilung Funktionelle Bildgebung), wo auch die Versuche stattfinden.

Die Versuche finden zumeist morgens vor der Fütterungszeit statt. Die Versuchsapparatur wird für die Zeit der Versuche über eine Klappe am Gehege für die Tiere verfügbar gemacht. Sie besteht aus einem Touchscreen und zwei Lautsprechern, sowie einem Röhrchen, über das den Tieren mit Pumpen beim gewünschten Verhalten automatisch etwas verdünnter Fruchtsaft als "Belohnung" für gewünschtes Verhalten gegeben wird. Zusätzlich sind zwei Kameras integriert, die dazu dienen, die Tiere zu erkennen und automatisch zu identifizieren und ihr Verhalten aufzuzeichnen.

Die Tiere müssen nun Aufgaben auf dem Touchscreen ausführen. Obwohl alle Tiere aus früheren Versuchen bereits an Touchscreens gewöhnt sind, interagieren zwei der Tiere nicht wie gewünscht mit dem Touchscreen und werden daher zeitweise aus ihren Gruppen genommen und individuell trainiert.

Zu Beginn der Versuche wird den Tieren ein weißer Bildschirm gezeigt. Wenn sie ihn berühren, wird ein Foto von ihnen gemacht und sie erhalten etwas verdünnten Fruchtsaft. Dann beginnt eine automatisierte Trainingsphase, die aus insgesamt 49 Stufen besteht, während derer die Aufgaben, die das Tier erfüllen muss, sich allmählich ändern. Zunächst erscheint ein Symbol auf dem Bildschirm, das sie berühren müssen. Später wird den Affen zusätzlich zu dem Symbol auch ein Geräusch vorgespielt, damit die Tiere lernen, das Symbol mit einem bestimmten Geräusch zu verbinden. Es gibt entweder ein Symbol, was sie berühren müssen, wenn sie einen bestimmten Ton hören oder ein Foto von einem Affenbaby, das sie berühren sollen, wenn ihnen die Lautäußerung eines Affenbabys vorgespielt wird. Schließlich werden den Tieren sowohl das Symbol als auch das Foto von dem Affenbaby gezeigt und sie müssen dann bei dem jeweiligen Geräusch auf das richtige Bild tippen. Die gezeigten Symbole und Bilder ändern sich über die Versuchsdauer in ihrer Größe oder bewegen sich auf dem Bildschirm. Wenn die Tiere die Aufgabe richtig erfüllen, erhalten sie etwas Fruchtsaft, wenn sie etwas falsch machen, wird der Bildschirm grau und reagiert für einige Sekunden nicht mehr.

Einer der Affen macht trotz individuellem Training bei den Versuchen nicht mit. Die anderen Tiere durchlaufen 264 bis 4.303 einzelne Versuche, wobei innerhalb einer einzelnen Versuchssession, die zwischen 1, 3 und 7 Stunden lang ist, im Schnitt 32 Einzelversuche gestartet werden.

Die Arbeiten wurden durch den Leibniz-WissenschaftsCampus Primatenkognition gefördert.

Bereich: Neurologie, Hirnforschung

Originaltitel: Group-based, autonomous, individualized training and testing of long-tailed macaques (Macaca fascicularis) in their home enclosure to a visuo-acoustic discrimination task

Autoren: Jorge Cabrera-Moreno (1,2,3,4), Lena Jeanson (1,5), Marcus Jeschke (1,3,4,6)*, Antonino Calapai (1,3,5,6)*

Institute: (1) Forschungsgruppe Kognitives Hören in Primaten (CHiP), Forschungsgruppe Auditorische Neurowissenschaften und Optogenetik, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (2) Göttinger Graduiertenzentrum für Neurowissenschaften, Biophysik und Molekulare Biowissenschaften, Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (3) Forschungsgruppe Auditorische Neurowissenschaften und Optogenetik, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Göttingen, (4) Institut für Auditorische Neurowissenschaften und InnenOhrLabor, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (5) Arbeitsgruppe Kognitive Neurologie, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Göttingen, (6) Leibniz-WissenschaftsCampus Primatenkognition, Göttingen

Zeitschrift: Frontiers in Psychology 2022; 13: 1047242

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5513

Versuchsbeschreibung: Die Axolotl stammen aus der Zucht des Zentrums für Regenerative Therapien in Dresden, wo auch die Versuche durchgeführt werden. Weitere Versuche werden an der Harvard University (USA) durchgeführt. Zum Zeitpunkt der Versuche sind die meisten Axolotl 4-6 cm lang, ein Teil der Tiere ist 14 cm lang. Axolotl sind im Wasser lebende mexikanische Schwanzlurche (Salamander), die im Larvenstadium wachsen und geschlechtsreif werden. Sie haben die Fähigkeit, abgeschnittene Körperteile nachwachsen lassen zu können.

Zusätzlich zu weißen Axolotl werden auch gentechnisch veränderte Tiere eingesetzt. Dafür wird genetische Information, die unter anderem dazu führt, dass die Tiere farbig fluoreszierende Eiweiße herstellen, in Axolotl-Embryonen gespritzt. Die Tiere, die sich aus diesen Embryonen entwickeln, werden mit normalen, weißen Axolotl gekreuzt und die daraus hervorgehenden Tiere dann in den Versuchen eingesetzt. Bei einem Teil der Tiere wird das Skelett eingefärbt. Dafür werden Farbstoffe in das Wasser gegeben, in dem die Tiere leben. Nach 10 Minuten werden die Axolotl in frisches Wasser gesetzt, welches so oft gewechselt wird, bis kein Farbstoff mehr im Wasser ist.

10 Minuten oder einen Tag nach dem Färben werden die Tiere narkotisiert. Dann wird einem Teil der Tiere eine Zehe abgeschnitten, bei anderen Tieren wird ein Vorderbein am Unterschenkel amputiert. Nach den Amputationen dürfen sich die Tiere 10 Minuten unter einem feuchten Tuch, das mit einem Betäubungsmittel getränkt ist "erholen". Dann werden sie wieder ins Wasser gesetzt.

Bei einem Teil der Tiere wird nach der Amputation Haut über den Stumpf gezogen und vernäht. Es ist bekannt, dass diese Behandlung der Wunde beim Axolotl dazu führt, dass sich abgetrennte Gliedmaße nicht regenerieren können. Eine andere Gruppe von Axolotl wird 15 Tage lang jeden dritten Tag in Narkose versetzt, dann wird ihnen ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt, der bei Osteoporose des Menschen eingesetzt wird.

Die Tiere werden narkotisiert und mit einem Mikroskop die Amputationsstelle bzw. das sich neubildende Gewebe untersucht. Die Amputationsstümpfe werden zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Amputation abgeschnitten und untersucht. Bei mehreren Tieren ist es zu verschiedenen Missbildungen gekommen.

Weiteren Tieren wird unter Narkose ein Farbstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Vier Stunden später werden die Tiere getötet, indem eine Überdosis Betäubungsmittel in ihr Wasser gegeben wird und ihr Gewebe wird untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Dresden International Graduate School for Biomedicine and Bioengineering gefördert.

Bereich: Regenerationsforschung, Entwicklungsbiologie

Originaltitel: Osteoclast-mediated resorption primes the skeleton for successful integration during axolotl limb regeneration

Autoren: Camilo Riquelme-Guzmán (1), Stephanie L. Tsai (2,3), Karen Carreon Paz (1), Congtin Nguyen (1), David Oriola (4,5,6,7), Maritta Schuez (1), Jan Brugués (4,5,6,7), Joshua D. Currie (8), Tatiana Sandoval-Guzmán (9,10)*

Institute: (1) Zentrum für Regenerative Therapien (CRTD), Fetscherstr. 105, 01307 Dresden, (2) Department of Stem Cell and Regenerative Biology, Harvard University, Cambridge, USA, (3) Center for Regenerative Medicine, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, Boston, USA, (4) Max-Planck-Institut für molekulare Zellbiologie und Genetik (MPI-CBG), Dresden, (5) Zentrum für Systembiologie Dresden, Dresden, (6) Max-Planck-Institut für Physik komplexer Systeme, Dresden, (7) Cluster of Excellence Physics of Life (PoL), Technische Universität Dresden, Dresden, (8) Department of Biology, Wake Forest University, Winston-Salem, USA, (9) Medizinische Klinik und Poliklinik III, UniversitätsCentrum für Gesundes Altern, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Fetscherstraße 74, 01307 Dresden, (10) Paul Langerhans Institut Dresden des Helmholtz Zentrum München, Medizinische Fakultät Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden

Zeitschrift: eLife 2022; 11: e79966

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5512

Versuchsbeschreibung: Die Versuche an Affen werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.19-42502- 04-16/2278 genehmigt.

Die Affen wurden am Deutsches Primatenzentrum gezüchtet und sind zwischen 7 und 18 Jahre alt. Die Tiere werden in Narkose versetzt und künstlich beatmet. Die Tiere werden auf den Bauch gelegt und ihr Kopf wird in einem Gestell fixiert. Das Gehirn der Tiere wird dann mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Zusätzlich werden auch die Gehirne von drei Menschen mit dem bildgebenden Verfahren untersucht.

Für die Arbeiten wird das Einwerben von Mitteln erwähnt, ein Geldgeber wird jedoch nicht genannt.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Hirnforschung, Neurologie

Originaltitel: Fusion of quantitative susceptibility maps and T1-weighted images improve brain tissue contrast in primates

Autoren: Rakshit Dadarwal (1,2)*, Michael Ortiz-Rios (1,3), Susann Boretius (1,2,3)*

Institute: (1) Abteilung Funktionelle Bildgebung, Deutsches Primatenzentrum – Leibniz-Institut für Primatenforschung, Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (2) Georg-August Universität Göttingen, Göttingen, (3) Leibniz-WissenschaftsCampus Primatenkognition, Göttingen

Zeitschrift: NeuroImage 2022; 264: 119730

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5511

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt. Die Rhesusaffen sind zwischen 10 und 14 Jahren alt und werden als "A", "H" und "I" bezeichnet.

Die Affen werden in Narkose versetzt. An ihrem Schädel wird eine Haltestange befestigt, die in den Versuchen eine Fixierung des Kopfes ermöglicht. Der Schädel wird geöffnet und Elektrodenplatten mit bis zu 64 Elektroden werden in das Gehirn der Tiere implantiert.

Bei den Versuchen sitzen die Affen in einem sogenannten Primatenstuhl in einem abgedunkelten Raum. Vermutlich wird ihr Kopf mit Hilfe der am Schädel befestigten Haltestange so fixiert, dass die Tiere den Kopf nicht von einem vor ihnen stehenden Bildschirm abwenden können. Auf dem Bildschirm ist ein kleiner Punkt zu sehen, auf den die Affen starren müssen. Auf dem Bildschirm werden den Affen Bilder von beispielsweise Tieren, Blumen, Landschaften oder Bäumen. Die Position der Augen wird mit einer Kamera beobachtet und sobald die Tiere nicht mehr auf den Punkt schauen, wird der Versuch abgebrochen und erneut gestartet. Wenn sie das gewünschte Verhalten zeigen, werden die Affen mit etwas verdünntem Fruchtsaft "belohnt". Um die "Motivation" der Tiere zu erhöhen, erhalten die Tiere üblicherweise an den Versuchstagen nicht ausreichend Flüssigkeit, so dass sie bei den Versuchen mitmachen, um etwas Flüssigkeit als "Belohnung" zu erhalten. Die Affen werden im Anschluss vermutlich in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Versuche wurden durch den Europäischen Forschungsrat (ERC), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Human Frontier Science Program (HFSP, Frankreich) und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert. Die Firma Nvidia stellte Grafikprozessoren für die Versuche zur Verfügung.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Sehforschung

Originaltitel: Predictive coding of natural images by V1 firing rates and rhythmic synchronization

Autoren: Cem Uran (1,5)*, Alina Peter (1), Andreea Lazar (1), William Barnes (1,2), Johanna Klon-Lipok (1,2), Katharine A. Shapcott (1,3), Rasmus Roese (1), Pascal Fries (1,4), Wolf Singer (1,2,3), Martin Vinck (1,5)*

Institute: (1) Ernst Strüngmann Institute (ESI) for Neuroscience in Cooperation with Max Planck Society, Deutschordenstraße 46, 60528 Frankfurt am Main, (2) Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Frankfurt, (3) Frankfurt Institute for Advanced Studies, Frankfurt, (4) Donders Institute for Brain, Cognition and Behaviour, Department of Biophysics, Radboud University Nijmegen, Nijmegen, Niederlande, (5) Donders Centre for Neuroscience, Department of Neuroinformatics, Radboud University Nijmegen, Nijmegen, Niederlande

Zeitschrift: Neuron 2022; 110: 1240-1257

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5510

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt. Die zwei männlichen Rhesusaffen werden als "K" und "H” bezeichnet. Um die "Motivation" der Tiere zu erhöhen, erhalten sie an den Versuchstagen üblicherweise nicht ausreichend Flüssigkeit, so dass sie an den Versuchen mitmachen, um etwas Flüssigkeit als "Belohnung" zu erhalten.

Die Tiere werden mittels Inhalationsnarkose narkotisiert. Ihnen werden Mikro-Elektroden-Platten in zwei Bereiche des Gehirns implantiert. Zusätzlich werden eine Messkammer und ein Haltebolzen am Schädel befestigt.

Bei den eigentlichen Versuchen müssen die Tiere auf einen grauen Monitor starren. Üblicherweise müssen die Tiere dabei in einem sogenannten Primatenstuhl sitzen und, um ein Abwenden des Kopfes vom Monitor zu verhindern, wird ihr Kopf über die am Schädel befestigte Haltestange fixiert. Im Zentrum des Monitors erscheint ein Punkt, den die Affen mit ihrem Blick fixieren müssen. Dann erscheint rechts oder links von diesem Punkt ein Kreis, der sich mehr oder weniger stark vom Hintergrund abhebt. Auf diesen müssen die Affen nun schauen, wobei ihre Blickrichtung mit einer Kamera verfolgt wird. Zeigen die Affen das gewünschte Verhalten, erhalten sie etwas Flüssigkeit als "Belohnung".

Dann wird ein bestimmter Teil des Gehirns, welcher an der Aufmerksamkeit beteiligt sein soll, mit Hilfe der implantierten Elektroden stimuliert. Erneut müssen die Tiere den Punkt anstarren und dann den erscheinenden Kreis anblicken. Gemessen wird, wie oft und wie schnell sie den Kreis anschauen und welcher Kontrast zwischen Kreis und Hintergrund ausreicht, damit die Tiere auf ihn blicken. Insgesamt werden 7 Versuchsreihen beim Affen "K" und 6 beim Affen "H" durchgeführt. Das weitere Schicksal der Affen wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), den Europäischen Forschungsrat (ERC) und den Schweizerischen Nationalfonds (SNF) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Sehforschung

Originaltitel: Microstimulation of visual area V4 improves visual stimulus detection

Autoren: Ricardo Kienitz (1,2,3)*, Kleopatra Kouroupaki (2), Michael C. Schmid (2,3,4)*

Institute: (1) Epilepsiezentrum Frankfurt-Main, Zentrum der Neurologie und Neurochirurgie, Goethe-Universität, Frankfurt am Main, (2)* Ernst Strüngmann Institute (ESI) for Neuroscience in Cooperation with Max Planck Society, Deutschordenstr. 46, 60528 Frankfurt, (3) Institute of Neuroscience, Newcastle University, Newcastle upon Tyne, Großbritannien, (4) Departement für Neuro- und Bewegungswissenschaften, Mathematisch-Naturwissenschaftliche und Medizinische Fakultät, Universität Freiburg, Chemin du Musée 5, 1700 Freiburg, Schweiz

Zeitschrift: Cell Reports 2022; 40: 111392

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5509

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter den Nummern 3392 42502-04-13/1100 und 33.19-42502-04-18/2823 genehmigt.

Es werden drei männliche Rhesusaffen in den Versuchen eingesetzt. Die Tiere sind zwischen 10 und 16 Jahren alt und werden als "sun", "igg" und "edg" bezeichnet. Die drei Affen wurden bereits zuvor in Versuchen eingesetzt, wozu ihnen eine Haltestange und eine Messkammer, durch die Elektroden in das Gehirn geschoben werden können, am Schädel befestigt wurden. Dieses "Equipment" wird auch in den vorliegenden Versuchen verwendet, wobei bei dem Affen "igg" im Laufe der Versuche unter Narkose die bestehende Messkammer über der linken Hirnhälfte entfernt wird und ihm stattdessen eine neue Messkammer über der rechten Gehirnhälfte angebracht wird.

Vor den eigentlichen Versuchen werden durch die Messkammern zwischen ein und drei Elektroden an eine bestimmte Position im Gehirn geschoben. Dies erfolgt ohne Narkose, da das Gehirn als schmerzunempfindlich gilt. Nicht im Paper erwähnt, aber es ist aber davon auszugehen, dass durch das Einstechen der Elektroden ins Hirngewebe die Hirnhaut verletzt wird und dort eine schmerzhafte Entzündung verursacht.

Die Tiere werden in sogenannten Primatenstühlen fixiert und ihr Kopf wird mit Hilfe der am Schädel befestigten Haltestange so befestigt, dass der Affe in die gewünschte Richtung schaut und den Kopf nicht bewegen kann. Den Tieren werden dann in einem abgedunkelten Raum Symbole gezeigt, entweder auf einem Bildschirm oder mit Hilfe eines Projektors. Während der Versuche wird die Position der Augen mit einer Kamera beobachtet und so ermittelt, ob die Tiere in die gewünschte Richtung schauen.

Am Beginn eines Versuchs wird den Tieren ein rotes Quadrat gezeigt. Die Tiere müssen dieses Quadrat mit ihrem Blick fixieren und einen Knopf drücken. Dann ändert sich die Helligkeit des roten Quadrats. Innerhalb von 0,6 Sekunden muss der Affe auf diese Veränderung reagieren, in dem er entweder den Knopf loslässt oder erneut drückt, je nachdem, wie es ihm in vorausgegangenen Versuchen beigebracht wurde. Reagiert der Affe richtig und schnell genug, ertönt ein bestimmtes Signal und das Tier erhält etwas Wasser, Tee oder Fruchtsaft. Dies wird als "Belohnung" bezeichnet. In dieser Arbeit nicht erwähnt, aber üblicherweise erhalten die Tiere außerhalb der Versuche nicht ausreichend Flüssigkeit, so dass sie ihren Durst durch die "Belohnungen" stillen müssen. Reagiert das Tier nicht richtig oder zu spät oder wendet den Blick vom roten Quadrat ab, ertönt ein anderer Ton und es gibt keine Flüssigkeit.

Zusätzlich zu dem roten Quadrat werden verschiedene Muster gezeigt: Zufällig angeordnete weiße Punkte, die sich unabhängig voneinander in verschiedene Richtungen bewegen, weiße Punkte, die an verschiedenen Positionen im Blickfeld erscheinen und deren Position und Richtung sich alle 0,1 Sekunden ändert, oder ein wellenförmiges Muster aus sich bewegenden Punkten. Nach Abschluss der Versuche werden sie Tiere in anderen Versuchen eingesetzt. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Sehforschung

Originaltitel: Electrophysiological dataset from macaque visual cortical area MST in response to a novel motion stimulus

Autoren: Benedict Wild (1,2)*, Amr Maamoun (1), Yifan Mayr (1), Ralf Brockhausen (1), Stefan Treue (1,3,4,5)

Institute: (1) Abteilung Kognitive Neurowissenschaften, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (2) Göttinger Graduiertenzentrum für Neurowissenschaften, Biophysik und Molekulare Biowissenschaften, Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (3) Fakultät für Biologie und Psychologie, Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (4) Bernstein Center for Computational Neuroscience, Göttingen, (5) Leibniz-WissenschaftsCampus Primatenkognition, Göttingen

Zeitschrift: Scientific Data 2022; 9: 182

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5508

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Referat Verbraucherschutz, Veterinärangelegenheiten des Landesverwaltungsamts Sachsen-Anhalt in Halle genehmigt.

Es werden insgesamt 8 Javaneraffen eingesetzt, allerdings werden aufgrund technischer Probleme die Daten von 3 Affen nicht verwendet. Die verbleibenden 5 Affen sind zum Zeitpunkt der Versuche zwischen 10 und 18 Jahre alt, drei der Tiere wurden zuvor bereits in invasiven Versuchen eingesetzt, bei denen ihnen Elektroden ins Gehirn eingelassen wurden. Neben den Affen werden auch 8 Menschen im Alter von 25 bis 41 Jahren in den Versuchen eingesetzt.

Die Versuche werden in einem schallisolierten Raum durchgeführt. Die Affen werden in sogenannten Primatenstühlen fixiert, in denen sie sich nicht bewegen können. Um ihre Blickrichtung in Richtung auf einen Monitor zu lenken, werden am Primatenstuhl zusätzliche Plexiglasplatten um den Kopf der Tiere herum angebracht, die ein Wegdrehen des Kopfes verhindern. Die menschlichen Versuchsteilnehmer werden auf einem Bürostuhl mit Armlehnen ebenfalls vor einen Monitor gesetzt.

Auf dem Monitor wird den menschlichen und nichtmenschlichen Primaten ein tonloser Zeichentrickfilm gezeigt. Über zwei neben dem Monitor stehende Lautsprecher wird ein gleichförmiges Geräusch vorgespielt, welches immer wieder von verschiedenen anderen Geräuschen in zufälliger Anordnung unterbrochen wird: Einen Ton anderer Höhe, ein Rauschen, ein Flüstern und den Ruf eines Affen, der in der Affenkolonie des Leibniz-Institut für Neurobiologie Magdeburg aufgenommene wurde. Jedes der Störgeräusche wird 10-mal für eine halbe Sekunde vorgespielt. Während dessen filmt eine Infrarot-Hochgeschwindigkeitskamera die Augen, woraus die Pupillenweite errechnet wird. Insgesamt dauert eine Messung 10 Minuten. Das weitere Schicksal der Affen wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Versuche wurden durch das Center for Behavioral Brain Sciences (Magdeburg), welches durch den European Regional Development Fund und die Leibniz Gemeinschaft finanziert wird, gefördert.

Bereich: Neurologie, Hörforschung

Originaltitel: Comparison of pupil dilation responses to unexpected sounds in monkeys and humans

Autoren: Elena Selezneva (1)*, Michael Brosch (2), Sanchit Rathi (2), T. Vighneshvel (2), Nicole Wetzel (1,3,4)

Institute: (1) Forschungsgruppe Neurokognitive Entwicklung, Leibniz-Institut für Neurobiologie Magdeburg, Brenneckestraße 6, 39118 Magdeburg, (2) Forschungsgruppe Vergleichende Neurowissenschaften, Leibniz-Institut für Neurobiologie Magdeburg, Magdeburg, (3) Center for Behavioral Brain Sciences, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, (4) Fachbereich Angewandte Humanwissenschaften, Hochschule Magdeburg-Stendal, Magdeburg

Zeitschrift: Frontiers in Psychology 2021; 12: 754604

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5507

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) in Oldenburg unter der Nummer 33.19-42502-04-16/2286/LAVES genehmigt. Die weiblichen Ratten des speziell für Labore gezüchteten Wistar-Stamms werden bei Charles River in Sulzfeld gekauft. Zum Zeitpunkt des Versuchsbeginns sind sie 9 Wochen alt.

Ein Teil der Tiere wird mit Kohlendioxid betäubt. Das Gas reizt die Luftwege und kann Schmerzen, Atemnot und Angst auslösen. Gruppen von Ratten wird eine Flüssigkeit in die Luftröhre eingeflößt, welche verschieden geformte aus Kohlenstoff bestehende Nanopartikel in unterschiedlichen Konzentrationen enthält. Einige Tiere erhalten nur die Flüssigkeit ohne Nanopartikel. Die Narkose und das Einflößen der Flüssigkeit wird am nächsten Tag wiederholt. Drei Tage später werden die Tiere getötet. Dafür wird ihnen ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Dann wird ein zum Herzen führendes großes Blutgefäß durchgeschnitten, so dass die Ratten verbluten. Ihre Lungen werden mit einer Flüssigkeit gespült, die dann untersucht wird. Dabei werden bei einem Teil der Tiere Anzeichen einer Entzündung gefunden.

Die anderen Ratten werden in Gruppen aufgeteilt. Die Tiere werden 28 Tage lang für jeweils 6 Stunden am Tag in eine enge Röhre gesteckt. In dieser Röhre können sie sich nicht bewegen und sie ist so konstruiert, dass nur die Nase der Ratten aus der Röhre herausschaut. Über die Nase müssen sie Luft einatmen, die unterschiedliche Mengen verschieden geformter Kohlenstoff-Nanopartikel enthält. Eine Gruppe von Tieren dient als Kontrolle und atmet saubere Luft ein.

Einen Tag nach Ende der Inhalationsversuche wird ein Teil der Ratten getötet. Dazu werden sie wie oben beschrieben betäubt und ausgeblutet. Die Lunge der Tiere wird mit einer Flüssigkeit gespült, die dann untersucht wird; zusätzlich wird auch das Lungengewebe untersucht. Dabei werden bei einem Teil der Tiere Anzeichen für eine Entzündung gefunden. Die verbleibenden Tiere werden 4 Wochen später ebenso getötet und untersucht.

Zusätzlich zu den Versuchen werden auch Versuche mit Zellen durchgeführt. Dazu werden verschiedene Zellen eingesetzt, unter anderem eine sogenannte primäre Zelle, welche aus den Lungen von Ratten stammt. Zur Gewinnung der Zellen werden die Tiere getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Portuguese Fundação para a Ciência e a Tecnologia (Portugal) und die Romanian Executive Unit for the Financing of Higher Education, Research, Development and Innovation (UEFISCDI, Rumänien) gefördert.

Bereich: Nanopartikeltoxikologie, Toxikologie

Originaltitel: PLATOX: Integrated in vitro/in vivo approach for screening of adverse lung effects of graphene-related 2D nanomaterials

Autoren: Otto Creutzenberg (1)*, Helena Oliveira (2), Lucian Farcal (3), Dirk Schaudien (1), Ana Mendes (2), Ana Catarina Menezes (2), Tatjana Tischler (1), Sabina Burla (3,4), Christina Ziemann (1)*

Institute: (1) Fraunhofer-Institut für Toxikologie und Experimentelle Medizin (ITEM), Nikolai–Fuchs-Straße 1, 30625, Hannover, (2) Department of Biology & CESAM, University of Aveiro, Aveiro, Portugal, (3) BIOTOX SRL, Cluj-Napoca, Rumänien, (4) Department of Environmental Research and Innovation, Luxembourg Institute of Science and Technology, Belvaux, Luxemburg

Zeitschrift: Nanomaterials 2022; 12: 1254

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5506

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) Niedersachsen genehmigt. Die Ratten werden im Alter von 8 Wochen bei der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld gekauft. Die Versuche werden am Fraunhofer-Institut für Toxikologie und Experimentelle Medizin (ITEM) in Hannover durchgeführt. Dort werden die Ratten vor dem Versuchsbeginn über 2 bis 3 Wochen an die Versuchsapparatur gewöhnt. Diese besteht aus einer engen Röhre, in der die Tiere sich nicht bewegen können und aus der nur ihre Nase herausschaut.

Die Tiere werden 14 Tage oder 28 Tage lang für jeweils 6 Stunden am Tag in die enge Röhre gesteckt. Über die Nase müssen sie dabei Luft einatmen, die unterschiedliche Mengen eines Kobaltoxids enthält. Eine Gruppe von Tieren dient als Kontrolle und atmet saubere Luft ein.

Der Zustand der Ratten wird täglich kontrolliert und das Gewicht der Tiere zunächst zweimal in der Woche und später wöchentlich bestimmt. Bei einem Teil der Tiere wird am Tag nach dem Ende der Inhalationsversuche Blut aus hinter dem Augapfel liegenden Blutgefäßen entnommen. Dazu werden sie in eine leichte Narkose versetzt. Die Tiere werden mit Kohlendioxid erstickt und ihr Gewebe wird untersucht. Weitere Tiere erhalten am Tag nach dem Ende der Inhalationsstudie eine Überdosis eines Narkosemittels und werden durch Zerschneiden einer großen Vene durch Ausbluten getötet. Ihre Lungen werden mit einer Flüssigkeit gespült, die dann untersucht wird.

Der Rest der Ratten wird 91 Tage nach Ende der Inhalationsversuche ebenso getötet. Die Lunge, Lymphknoten, Luftröhre, der Rachen und die Nasenhöhlen werden untersucht. Es werden Veränderungen der Lungen, der lungennahen Lymphknoten, des Kehlkopfs und der Nasenhöhle gefunden.

Alle Autoren wurden durch das Cobalt Institute (Großbritannien) und das Cobalt REACH Consortium finanziell unterstützt oder sind dort angestellt.

Bereich: Toxikologie, Arbeitsmedizin

Originaltitel: A tiered approach to investigate the inhalation toxicity of cobalt substances. Tier 4: Effects from a 28-day inhalation toxicity study with tricobalt tetraoxide in rats

Autoren: Arne Burzlaff (1), Otto Creutzenberg (2), Dirk Schaudien (2), Vanessa Viegas (3), Ruth Danzeisen (3)*, David Warheit (4)

Institute: (1) EBRC Consulting GmbH, Hannover, (2) Fraunhofer-Institut für Toxikologie und Experimentelle Medizin, (ITEM), Nikolai-Fuchs-Straße 1, 30625, Hannover, (3) Cobalt Institute, 18 Jeffries Passage, Guildford, Großbritannien, (4) Warheit Scientific LLC, Wilmington, USA

Zeitschrift: Regulatory Toxicology and Pharmacology 2022; 130: 105129

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5505

Versuchsbeschreibung: Die Axolotl stammen aus der Zucht des Zentrums für Regenerative Therapien (CRTD) der Technischen Universität Dresden. Axolotl sind im Wasser lebende mexikanische Schwanzlurche (Salamander), die im Larvenstadium wachsen und geschlechtsreif werden. Sie haben die Fähigkeit, abgeschnittene Körperteile nachwachsen lassen zu können. Es werden unter anderem gentechnisch veränderte Tiere eingesetzt, die im Knorpelgewebe fluoreszierende Eiweißstoffe bilden, was für mikroskopische Untersuchungen nützlich ist. Bei mindestens einem Tier wird unter Narkose eine Vorderpfote abgetrennt und mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

Andere Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten ihrer Entwicklung durch Zugabe einer Chemikalie ins Wasser betäubt und auf einer Glasplatte fixiert. Die Entwicklung der Vorderhand wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dann werden die Tiere durch eine Überdosis Narkosemittel getötet.

Axolotl mit bereits vollständig entwickelten Gliedmaßen werden ebenfalls betäubt und auf eine Glasplatte gelegt. Eine Vorderhand wird fixiert und über die Tiere wird ein mit einem Betäubungsmittel getränktes Tuch gelegt. Die Tiere werden mit verschiedenen bildgebenden Verfahren untersucht. Im Anschluss daran wird den Tieren ein Finger der Vorderhand abgeschnitten. Von diesem Eingriff dürfen sie sich für 10 Minuten unter einem feuchten Tuch "erholen". Dann werden sie zurück ins Wasser gesetzt. 15 und 30 Tage nach der Amputation werden die Tiere erneut in Narkose versetzt und mit den bildgebenden Verfahren wird untersucht, wie sich die Vorderhand nachbildet. Am Ende der Versuche werden auch diese Tiere mit einer Überdosis Narkosemittel getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Dresden International Graduate School for Biomedicine and Bioengineering (DIGS-BB) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Regenerationsforschung, Entwicklungsbiologie

Originaltitel: In vivo assessment of mechanical properties during axolotl development and regeneration using confocal Brillouin microscopy

Autoren: Camilo Riquelme-Guzmán (1,3), Timon Beck (2,4), Sandra Edwards-Jorquera (3), Raimund Schlüßler (2), Paul Müller (2,4), Jochen Guck (2,4), Stephanie Möllmert (2,4)*, Tatiana Sandoval-Guzmán (3,5)*

Institute: (1) Zentrum für Regenerative Therapien (CRTD), Center for Molecular and Cellular Bioengineering, Technische Universität Dresden, Dresden, (2) Biotechnologisches Zentrum, Center for Molecular and Cellular Bioengineering, Technische Universität Dresden, Dresden, (3)* Medizinische Klinik und Poliklinik III, UniversitätsCentrum für Gesundes Altern, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus Dresden, Technische Universität Dresden, Fetscherstraße 74, 01307 Dresden, (4) Max-Planck-Institut für die Physik des Lichts und Max-Planck-Zentrum für Physik und Medizin, Staudtstraße 2, 91058 Erlangen, (5) Paul Langerhans Institut Dresden, Helmholtz Zentrum München, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus Dresden, Technische Universität Dresden, Dresden

Zeitschrift: Open Biology 2022; 12: 220078

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5504

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden an der Humboldt-Universität Berlin durchgeführt.

Es werden männliche und weibliche Tiere von zwei verschiedenen Gattungen von Nilhechten eingesetzt, die durch einen Großhändler aus Afrika importiert wurden. Um die Fortpflanzungsfähigkeit der Tiere zu stimulieren, werden die Haltungsbedingungen so angepasst, dass die Regenzeit in ihren heimischen Gewässern nachgeahmt wird, indem der Salzgehalt des Wassers über mehrere Wochen verringert wird.

Die Fische werden durch Zugabe einer Chemikalie in das Wasser narkotisiert. Dann wird ihnen ein Hormon in einen Rückenmuskel gespritzt, um den Eisprung oder die Spermienproduktion zu fördern. 24 Stunden nach der Hormonspritze werden die Fische erneut in Narkose versetzt. Dann werden die Eizellen bzw. Spermien aus den Tieren herausgedrückt. Eizellen und Spermien werden vermischt und die Entwicklung der befruchteten Eizellen wird mit einem Mikroskop verfolgt und fotografiert.

Bei einem Teil der befruchteten Eier stoppt die Entwicklung. Bei anderen werden bereits nach 28 Stunden Missbildungen festgestellt. Später werden weitere Tiere mit unterentwickelten Köpfen, Deformationen und Fehlentwicklungen des Kreislaufsystems beobachtet. Einer der Fische entwickelte zwei Köpfe. Bei bis zu 17 % der Tiere werden während der Embryonalentwicklung Missbildungen festgestellt. Diese Tiere sterben zwischen dem 7. und 10 Tag nach der Befruchtung.

Insgesamt bilden von 188 befruchteten Eiern 13 Embryonen mit Missbildungen aus. Es schlüpfen 173 Tiere, von denen 40 das Jugend- oder Erwachsenenalter erreichen. Auch zu späteren Entwicklungszeitpunkten werden noch Fehlbildungen festgestellt, wie Missbildungen der Wirbelsäule oder des Herz-Kreislaufsystems. Alle fehlgebildeten Fische sterben. Eines der Tiere leidet unter einer Pilzinfektion und stirbt. Weitere Todesfälle werden von den Autoren auf Erkrankungen, Schwierigkeiten beim Fressen oder Verletzungen der Tiere untereinander zurückgeführt.

Fünf der Jungtiere werden einzeln gehalten, um ihre Entwicklung beobachten zu können, der Rest in Gruppen. Die größeren Tiere werden in Plastikboxen gehalten, in denen eine Vorrichtung integriert ist, die es erlaubt, die Fische räumlich so zu begrenzen, dass sie sich nicht bewegen können. In diesen Boxen werden Elektroden vor dem Kopf und am Schwanz der Tiere positioniert, mit denen die elektrischen Entladungen der Fische gemessen werden. Diese Messung erfolgt bei den Larven zweimal im Monat, bei den Jungtieren einmal im Monat und bei den erwachsenen Fischen alle 3 Monate.

14 der Fische, die das Erwachsenenalter erreichten, werden gemeinsam in einem Tank gehalten. Nach Anpassung der Haltungsbedingungen zur Nachahmung der Regenzeit, um die Bildung von Eizellen und Spermien zu fördern, wird bei einigen der weiblichen Tiere eine Schwellung des Bauchraums beobachtet. Da jedoch kein Ablaichen erfolgt, werden die Weibchen über Einleitung einer Chemikalie ins Wasser in Narkose versetzt und die Eier ausgedrückt. Ebenso werden Spermien aus männlichen Tieren gewonnen. Aus dem Vermischen von Eiern und Spermien gehen jedoch keine befruchteten Eizellen hervor.

Die Arbeiten wurden durch die Friedrich-Naumann-Stiftung für die Freiheit gefördert, die Publikation wurde durch das Projekt DEAL finanziert.

Bereich: Tierzucht, Entwicklungsbiologie, Reproduktionsforschung

Originaltitel: Intergenus F1-hybrids of African weakly electric fish (Mormyridae: Gnathonemus petersii ♂ × Campylomormyrus compressirostris ♀) are fertile

Autoren: Yevheniia Korniienko (1), Kingsley C. Nzimora (1), Marianne Vater (3), Ralph Tiedemann (2), Frank Kirschbaum (1)*

Institute: (1) Lebenswissenschaftliche Fakultät, Albrecht Daniel Thaer-Institut für Agrar- und Gartenbauwissenschaften, Biologie und Ökologie der Fische, Humboldt-Universität Berlin, Philippstr. 13, 10115 Berlin, (2) Institut für Biochemie und Biologie, Arbeitsgruppe Evolutionsbiologie / Spezielle Zoologie, Universität Potsdam, Potsdam, (3) Institut für Biochemie und Biologie, Arbeitsgruppe Allgemeine Zoologie, Universität Potsdam, Potsdam

Zeitschrift: Journal of Comparative Physiology A 2022; 208: 355–371

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5503

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Landesdirektion Sachsen unter den Nummern TVV 2015/05, TVV13/2020 und TVV21/2017 genehmigt. Die Mäuse werden an der Einheit Biomedical Services am Max-Planck-Institut für molekulare Zellbiologie und Genetik in Dresden gezüchtet. Die schwangeren Frettchen stammen aus der Versuchstierzucht Marshall BioResources (USA) und werden ebenfalls am Max-Planck-Institut für molekulare Zellbiologie und Genetik gehalten. Zusätzlich werden Versuche mit Zellen aus dem Gehirn menschlicher Embryonen durchgeführt.

Schwangere Mäuse werden 13,5 oder 15,5 Tage nach der Empfängnis in eine Narkosebox gesetzt und durch Einleiten eines gasförmigen Narkosemittels in die Box narkotisiert. Ihnen wird ein Betäubungsmittel unter die Haut gespritzt. Ihre Bauchhöhle wird aufgeschnitten und die Gebärmutter freigelegt. Den Embryonen wird eine Lösung ins Gehirn gespritzt, die einen Farbstoff und ein DNA -Molekül enthält. Das DNA-Molekül enthält entweder die genetische Information zur Produktion eines menschlichen oder eines aus Affen stammenden Proteins oder keine Information. Bei einigen der DNA-Moleküle ist auch die Information zur Produktion eines farbigen Eiweißstoffes enthalten. Damit die DNA in die Zellen der Embryonen eindringt, werden Elektroden an die Köpfe der Embryonen angelegt, durch die Strom fließt, wodurch die Zellen durchlässig werden und DNA eindringen kann.

Im Anschluss wird der Bauch der Muttertiere wieder verschlossen, in den folgenden Tagen wird dem Wasser der Mäuse ein Schmerzmittel zugesetzt. 15,5, 17,5 oder 18,5 Tage nach der Empfängnis werden die schwangeren Tiere durch Genickbruch getötet. Die Embryonen, deren Geburt 1 bis 5 Tage später stattgefunden hätte, werden aus ihren toten Müttern herausgeschnitten und durch Abtrennen des Kopfes getötet. Die Gehirne der Embryonen werden entnommen und untersucht.

Die schwangeren Frettchen werden am 33. Tag nach der Empfängnis in einer Narkosebox narkotisiert und ihnen wird ein Betäubungsmittel, ein Antibiotikum sowie eine Zuckerlösung gespritzt. Die Bauchhöhle der Tiere wird aufgeschnitten und die Gebärmutter freigelegt. Den Embryonen wird eine Lösung injiziert, die einen Farbstoff und ein DNA-Molekül enthält. Es werden Elektroden an die Köpfe der Embryonen angelegt, durch die Stromstöße verabreicht werden. Der Bauchraum der Frettchen wird zugenäht. In den folgenden Tagen erhalten die Tiere Schmerzmittel und Antibiotika. Die Frettchen bringen ihre Jungen zur Welt. Ein Teil der jungen Frettchen wird 2 Tage nach der Geburt mit einer Spritze in die Bauchhöhle in Narkose versetzt und enthauptet. Die anderen Jungtiere werden an ihrem 16. Lebenstag ebenso narkotisiert, dann wird ihnen eine Nadel ins Herz gestoßen, durch die eine konservierende Flüssigkeit ins Herz gepumpt wird, woran die Tiere versterben. Die Gehirne der Jungtiere werden entnommen und untersucht. Ihre Mütter werden kastriert und zur Adoption freigegeben.

Die Arbeiten wurden durch die NOMIS Foundation (Schweiz), die Europäische Union und die Max-Planck-Gesellschaft finanziert.

Bereich: Entwicklungsbiologie, Hirnforschung, Neurologie, Mutationsforschung

Originaltitel: Human TKTL1 implies greater neurogenesis in frontal neocortex of modern humans than Neanderthals

Autoren: Anneline Pinson (1), Lei Xing (1), Takashi Namba (1), Nereo Kalebic (1), Jula Peters (1), Christina Eugster Oegema (1), Sofia Traikov (1), Katrin Reppe (1), Stephan Riesenberg (2), Tomislav Maricic (2), Razvan Derihaci (3), Pauline Wimberger (3), Svante Pääbo (3), Wieland B. Huttner (1)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für molekulare Zellbiologie und Genetik, Pfotenhauerstr. 108, 01307 Dresden, (2) Max-Planck-Institut für evolutionäre Anthropologie, Leipzig, (3) Technische Universität Dresden, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Klinik und Poliklinik für Frauenheilkunde und Geburtshilfe, Dresden

Zeitschrift: Science 2022; 377: 1170

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5502

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit unter der Nummer 33.19-42502-05-17A206 genehmigt. Durchgeführt werden sie am Institut für Parasitologie in Hannover, wo die Tiere auch gehalten werden. Ein Teil der Tiere wurde zuvor bereits in Versuchen eingesetzt, in denen sie mit anderen Parasiten infiziert wurden.

Die Tiere werden paarweise gehalten. Die Katzen werden in Innenhaltung gehalten und ihnen wird Beschäftigungsmaterial wie Spielzeug und Kratzmöglichkeiten zur Verfügung gestellt. Die Hunde haben Zugang zu einem betonierten Außenbereich und erhalten ebenfalls Spielzeug. Acht Katzen im Alter von 4 Monaten bis 12 Jahren werden mit einem Hakenwurm (Ancylostoma tubaeforme) infiziert, indem ihnen Larven des Wurms oral verabreicht werden. Wie dies geschieht, wird nicht beschrieben. Die Hakenwürmer können unter anderem Blutarmut, Durchfall und Entwicklungsverzögerungen verursachen. Konkrete Symptome der in diesem Versuch eingesetzten Katzen werden nicht genannt.

Drei der Katzen aus dem Versuch mit dem Hakenwurm (7 Monate alt) und zwei weitere, 3 Monate alte Katzen werden später mit einem Rundwurm (Toxocara cati) infiziert, indem ihnen Eier des Parasiten oral verabreicht werden. Die Symptome dieser Infektion treten üblicherweise bei Jungtieren auf und umfassen Durchfall, Erbrechen, Wachstumsstörungen und Bauchbeschwerden bis zu einem Darmverschluss. Die Symptome der in dieser Studie eingesetzten Katzen werden nicht genannt.

Sieben Hunden im Alter von 5 Monaten bis 5 Jahren werden Larven eines Hakenwurms (Uncinaria Stenocephala) oral verabreicht. Der Parasit kann vor allem bei Jungtieren zu Durchfällen führen. Ein weiterer Hund wird nicht infiziert, lebt aber mit einem infizierten Hund zusammen.

Von den Katzen und Hunden werden über einen Zeitraum von bis zu 102 Tagen jeden 2. Tag Kotproben gesammelt und analysiert.

Es wird festgestellt, dass auch der Hund, der nicht infiziert wurde, 30 Tage nach Beginn des Versuchs Hakenwurm-Eier ausscheidet. Bei zwei Hunden tritt während der Versuche eine Infektion mit einem anderen Parasiten aus früheren Infektionsversuchen erneut auf, obwohl die Tiere zuvor entwurmt wurden.

Die Veröffentlichung der Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Tierärztliche Hochschule Hannover finanziell unterstützt.

Bereich: Veterinärparasitologie, Tiermedizin, Diagnostik

Originaltitel: Evaluation of a commercial coproantigen immunoassay for the detection of Toxocara cati and Ancylostoma tubaeforme in cats and Uncinaria stenocephala in dogs

Autoren: Daniela Hauck (1), Katharina Raue (1), Katrin Blazejak (1), Rita M. Hanna (2), David A. Elsemore (2), Nikola Pantchev (3), Christina Strube (1)*

Institute: (1) Institut für Parasitologie, Zentrum für Infektionsmedizin, Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 17, 30559 Hannover, (2) IDEXX Laboratories Inc, Westbrook, USA, (3) IDEXX Laboratories, Kornwestheim

Zeitschrift: Parasitology Research 2022: doi.org/10.1007/s00436-022-07715-0

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5501

Versuchsbeschreibung: Die Versuche mit Frettchen und Hamstern werden am Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald, Insel Riems durchgeführt und durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) des Bundeslands Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer LVL MV TSD/7221.3-1-004/21 genehmigt. Die Hamster stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs, die Frettchen wurden am Friedrich-Loeffler-Institut gezüchtet.

Sechs Goldhamster werden mit einer Inhalationsnarkose narkotisiert. Dann wird ihnen Flüssigkeit, die zwei verschiedene SARS-CoV-2 Viren der Alpha- und Delta-Variante enthält, in die Nase geträufelt. Einen Tag später werden 6 weitere Hamster zu den zuvor infizierten Tieren gesetzt. Die durch Einträufeln der Viren in die Nase infizierten Hamster werden 3 Tage später auf nicht genannte Weise getötet und ihre Organe werden untersucht. In den Käfigen werden sie durch 6 neue Hamster ersetzt.

Zusätzlich wird der Versuch auch mit Hamstern durchgeführt, denen die Delta- und Omikron-BA.1 Variante des SARS-CoV-2 Virus in die Nase geträufelt wird. Auch hier werden wie oben beschrieben zu verschiedenen Zeitpunkten neue Hamster in den Käfig gesetzt. Die Ansteckung der Hamster untereinander wird beobachte, indem Proben aus der Nase der Tiere genommen werden. Dazu werden die Tiere narkotisiert, dann wird ihnen Flüssigkeit in die Nase geträufelt, die aus der Nase auslaufende Flüssigkeit wird aufgefangen und analysiert. Dies geschieht täglich für 9 Tage und für weitere 12 Tage an jedem 2. Tag. Dann werden die Tiere getötet und ihr Lungengewebe untersucht. Tiere, die während des Versuchs mehr als 20 % ihres Körpergewichts verlieren, werden bereits zuvor getötet. Dies betrifft 11 Hamster.

12 Frettchen, die jeweils paarweise in Käfigen leben, werden in einem ähnlichen Versuch eingesetzt. Jeweils eines der Frettchen wir aus dem Käfig genommen und es wird unter Narkose eine Mischung aus zwei SARS-CoV-2-Varianten in die Nase geträufelt. 24 Stunden nach der Infektion werden die Frettchen zurück zu den nicht infizierten Tieren in die Käfige gesetzt. Bei allen Frettchen wird in den folgenden 8 Tagen täglich unter Narkose die Nase gespült, danach wird die Prozedur alle 2 Tage vorgenommen. 21 Tage nach der Infektion werden die Tiere getötet.

In einem weiteren Versuch werden 12 Frettchen in miteinander verbundenen Käfigen gehalten. Neun der Tiere werden narkotisiert und ihnen wird entweder die Delta- oder die Omikron Variante von SARS-CoV-2 in etwas Flüssigkeit in die Nase geträufelt. 24 Stunden nach der Infektion werden die Tiere zurück in den Gemeinschaftskäfig gegeben. Allen Tieren wird 8 Tage lang täglich und danach alle 2 Tage unter Narkose die Nase gespült. 6 Tage nach der Infektion werden 6 der Frettchen auf nicht genannte Art getötet und ihre Organe werden untersucht. Den anderen Frettchen wird 14 Tage nach der Infektion Blut abgenommen, dann werden auch sie getötet.

Zusätzlich werden auch Versuche mit Mäusen durchgeführt, die am Institut für Virologie und Immunologie der Universität Bern stattfinden, wo die Mäuse auch „produziert“ werden. Diese Versuche werden vom Kanton Bern genehmigt (Nr. BE43/20). Die Mäuse werden ab sieben Tage vor Versuchsbeginn einzeln in Käfigen gehalten. Die Mäuse sind gentechnisch so verändert, dass sie ein menschliches Protein auf ihren Zellen tragen, so dass der Virus SARS-CoV-2 in der Lage ist, ihre Zellen zu infizieren. Ein Teil der Mäuse wird narkotisiert und ihnen werden entweder Viren der Delta- oder der Omikron-Variante oder eine Mischung beider Varianten in die Nase geträufelt. In einem weiteren Versuch werden die Mäuse zunächst mit einem mRNA-Impfstoff geimpft. 5 Wochen nach der Impfung wird den geimpften Tieren und einer Gruppe von ungeimpften Tieren eine von drei Virus-Varianten in die Nase geträufelt. Alle Mäuse werden täglich gewogen und es werden Abstriche aus dem Rachen genommen. Die Tiere werden 2 oder 6 Tage nach der Infektion getötet und ihre Organe werden untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft (BMEL), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Lungenliga Bern, die Swiss National Science Foundation (SNSF) und die Europäische Kommission gefördert.

Bereich: Corona-Forschung, Virologie, Infektionsforschung

Originaltitel: The spike gene is a major determinant for the SARS-CoV-2 Omicron-BA.1 phenotype

Autoren: G. Tuba Barut (1,2), Nico Joel Halwe (3), Adriano Taddeo (1,2), Jenna N. Kelly (1,2,4,5), Jacob Schön (3), Nadine Ebert (1,2), Lorenz Ulrich (3), Christelle Devisme (1,2), Silvio Steiner (1,2), Bettina Salome Trüeb (1,2), Bernd Hoffmann (3), Inês Berenguer Veiga (1,2), Nathan Georges François Leborgne (1,2), Etori Aguiar Moreira (1, 2), Angele Breithaupt (6), Claudia Wylezich (3), Dirk Höper (3), Kerstin Wernike (3), Aurélie Godel (1,2), Lisa Thomann (1,2), Vera Flück (1,2), Hanspeter Stalder (1,2), Melanie Brügger (1,2), Blandina I. Oliveira Esteves (1,2), Beatrice Zumkehr (1,2), Guillaume Beilleau (1,2,7), Annika Kratzel (1,2), Kimberly Schmied (1,2), Sarah Ochsenbein (1,2), Reto M. Lang (1,2,7), Manon Wider (8), Carlos Machahua (9,10), Patrick Dorn (11,12), Thomas M. Marti (11, 12), Manuela Funke-Chambour (9,10), Andri Rauch (4,13), Marek Widera (14), Sandra Ciesek (14), Ronald Dijkman (4,5,8), Donata Hoffmann (3), Marco P. Alves (1,2,4)*, Charaf Benarafa (1,2,4)*, Martin Beer (3,5)*, Volker Thiel (1,2,4,5)*

Institute: (1) Institut für Virologie und Immunologie, Universität Bern, Bern, Schweiz, (2) Departement für Infektionskrankheiten und Pathobiologie, Vetsuisse-Fakultät, Universität Bern, Länggassstrasse 122, 3012 Bern, Schweiz, (3)* Institut für Virusdiagnostik, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, (4) Multidisciplinary Center for Infectious Diseases, Universität Bern, Bern, Schweiz, (5) European Virus Bioinformatics Center, Jena, (6) Abteilung für experimentelle Tierhaltung und Biosicherheit, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald-Insel Riems, Greifswald, (7) Graduate School for Cellular and Biomedical Sciences, Universität Bern, Bern, Schweiz, (8) Institut für Infektionskrankheiten, Universität Bern, Bern, Schweiz, (9) Universitätsklinik für Pneumologie, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (10) Universitätsklinik für Pneumologie, Department for BioMedical Research, Universität Bern, Bern, Schweiz, (11) Universitätsklinik für Thoraxchirurgie, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (12) Department for BioMedical Research, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (13) Universitätsklinik für Infektiologie, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (14) Institut für Medizinische Virologie, Universitätsklinikum Frankfurt, Goethe-Universität Frankfurt, Frankfurt am Main

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 5929

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5500

Versuchsbeschreibung: Zwei verschiedene Japanwachtel-Zuchtlinien werden über 2 Generationen gekreuzt, woraus 920 Wachteln der sogenannten F2-Generation entstehen, von denen 758 in den vorliegenden Versuchen eingesetzt werden.

Ab einem Alter von 10 Tagen erhalten die Tiere ein Futter aus Mais und Sojabohnen, welches nur wenig Phosphor enthält. Außerdem werden sie einzeln in sogenannten metabolischen Käfigen gehalten, um Futteraufnahme und Exkremente individuell bestimmen zu können. Diese Haltung ist nicht artgerecht für Wachteln, die natürlicherweise in Gruppen leben. Die Menge des aufgenommenen Phosphors wird über die Menge des aufgenommenen Futters bestimmt. Um die Verwertung des Phosphors zu bestimmen, wird der Kot der Tiere gesammelt und analysiert. Die Tiere werden mehrfach gewogen und die Gewichtszunahme ermittelt.

An ihrem 15. Lebenstag werden die Wachteln auf nicht genannte Art getötet. Teile des Dünndarms werden entnommen und die darin enthaltenen Bakterien werden untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tierernährung, Tierzucht, Nutztierwissenschaften

Originaltitel: Composition of the ileum microbiota is a mediator between the host genome and phosphorus utilization and other efficiency traits in Japanese quail (Coturnix japonica)

Autoren: Valentin Haas*, Solveig Vollmar, Siegfried Preuß, Markus Rodehutscord, Amélia Camarinha-Silva, Jörn Bennewitz

Institute: Institut für Nutztierwissenschaften, Universität Hohenheim, Garbenstr. 17, 70599 Stuttgart

Zeitschrift: Genetics Selection Evolution 2022; 54: 20

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5499

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine Behörde des Landes Nordrhein-Westfalen genehmigt. Die erwachsenen Tauben stammen von einem örtlichen Züchter. Sie werden narkotisiert, ihr Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt, die Kopfhaut wird aufgeschnitten und eine Haltestange mit Zahnzement am Schädelknochen befestigt. Außerdem wird aus Kunststoff eine Mulde auf dem Schädel geformt, durch die später Elektroden in das Gehirn der Tiere gestoßen werden können.

Nach der Operation dürfen die Tiere sich für eine Woche erholen, dann beginnt ihr Training. Dazu befinden sie sich in einem dunklen Raum und ihr Kopf wird mit der Haltestange fixiert. 5 cm vor ihren Augen befinden sich kleine Lampen, die so angebracht sind, dass die Tiere jede Lampe nur mit einem Auge sehen können. Damit die Tiere beim Training kooperieren, wird am Nachmittag des Vortages die Wasserschale aus dem Käfig entfernt. So sollen die Tauben durch Durst dazu gebracht werden, für ein wenig Flüssigkeit beim Training das gewünschte Verhalten zu zeigen. Im Anschluss an das Training erhalten die Tauben für einige Stunden Zugang zu Wasser. Nur an Tagen, an denen kein Training stattfindet, dürfen die Tauben ausreichend trinken.

Den Tieren wird beigebracht, vier verschiedene Farben zu unterscheiden. Auf eine bestimmte Farbe (unterschiedlich für jedes Auge und jedes Tier) sollen sie innerhalb von 3 Sekunden mit einer Kieferbewegung reagieren, auf eine andere Farbe sollen sie nicht reagieren. Eine korrekte Reaktion auf die richtige Farbe wird mit ein wenig Flüssigkeit belohnt. Nach dem Zeigen einer falschen Farbe erhalten die Tiere keine Belohnung, egal ob sie wie gewünscht oder unerwünscht reagieren. Unerwünschtes Verhalten führt aber dazu, dass die falsche Farbe länger gezeigt wird und dadurch für längere Zeit keine Belohnung in Form von Wasser in Aussicht steht. In einer Trainingseinheit wird den Tieren jeweils 20 Mal jede der 4 Farben gezeigt.

Sobald die Tiere in 85 % der Tests wie gewünscht reagieren, werden die Tiere erneut operiert. In Narkose wird der Schädel im Bereich der Kunststoffmulde geöffnet (aufgebohrt) und die Elektroden werden im Gehirn positioniert. Nach der Operation dürfen sich die Tiere für eine Woche erholen, dann werden sie erneut wie oben beschrieben trainiert, bevor die eigentlichen Messungen starten. Während der Versuche wird dann über die in das Gehirn gesteckten Elektroden die Aktivität der Nervenzellen in bestimmten Gehirnarealen gemessen.

Nachdem die Versuche abgeschlossen sind, werden die Tauben narkotisiert, dann wird ihnen eine Nadel ins Herz gestoßen, durch die eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt wird, woran die Tiere sterben. Das Gehirn wird entnommen und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG)und die National Natural Science Foundation of China gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Sehforschung

Originaltitel: “Prefrontal” neuronal foundations of visual asymmetries in pigeons

Autoren: Qian Xiao (1,2)*, Onur Güntürkün (1)*

Institute: (1) Abteilung Biopsychologie, Institut für Kognitive Neurowissenschaft, Fakultät für Psychologie, Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44801 Bochum, (2) Laboratory of Interdisciplinary Research, Institute of Biophysics, Chinese Academy of Sciences, Peking, China

Zeitschrift: Frontiers in Physiology 2022; 13: 882597

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5498

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) des Bundeslands Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer 7221.3-1-075/16 genehmigt.

Die 20 Enten werden im Alter von 4 Wochen gekauft. Den Tieren wird auf nicht genannte Weise Blut abgenommen, um zu prüfen, ob sie bereits mit einem von Zecken übertragenen Virus, welcher eine Gehirnentzündung (Enzephalitis) verursacht, Kontakt hatten. Zusätzlich werden die Enten mit einem Antibiotikum gegen Salmonellen behandelt.

Im Alter von 6 Wochen wird 19 Enten ein Virus, der eine Gehirnentzündung verursacht, in Flüssigkeit gelöst unter die Haut der Kniefalte gespritzt. Eine weitere Ente wird nicht infiziert und dient als Kontrolle. In den folgenden 21 Tagen werden die Tiere täglich auf Symptome geprüft, es wird siebenmal Blut abgenommen, an 9 Tagen werden Abstriche aus dem Rachen und der Kloake genommen und die Tiere werden 11 Mal gewogen. 8 Tage nach der Infektion wird eine der Enten auf nicht genannte Art getötet, weil sie unter Gelenkschwellungen und einer Hautentzündung an den Füßen leidet. 21 Tage nach der Infektion werden auch die restlichen Enten auf nicht genannte Art getötet. Es werden Gewebeproben aus dem Gehirn, der Leber, und weiteren Organen entnommen. Bei der Untersuchung des Gehirns wird festgestellt, dass alle infizierten Tiere unter einer Gehirnentzündung leiden. Zusätzlich weisen 7 Tiere eine Entzündung der Blutgefäße auf.

Die Arbeiten wurden durch das Deutsche Zentrum für Infektionsforschung (DZIF) gefördert.

Bereich: Infektionsforschung, Virologie

Originaltitel: Role of ducks in the transmission cycle of tick-borne encephalitis virus?

Autoren: Friederike Michel (1), Ute Ziegler (1), Christine Fast (1), Martin Eiden (1), Christine Klaus (2), Gerhard Dobler (3), Karin Stiasny (4), Martin H. Groschup (1)*

Institute: (1) Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, (2) Institut für bakterielle Infektionen und Zoonosen, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Jena, (3) Teileinheit Virologie & Rickettsiologie, Institut für Mikrobiologie der Bundeswehr, München, (4) Zentrum für Virologie, Medizinische Universität Wien, Österreich

Zeitschrift: Transboundary and Emerging Diseases 2021; 68(2): 499-508

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5497

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) des Bundeslands Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer LALLF 7221.3-1-023/21, mit dem Titel „FLI 08/21: Aviäre Influenza in Oberflächenwasser“ genehmigt.

80 Enten beiderlei Geschlechts werden im Alter von 10 bis 13 Wochen von einem deutschen Zuchtbetrieb gekauft. Die Tiere werden im Friedrich-Loeffler Institut für 2 Wochen in Bodenhaltung in Gruppen von je 40 Tieren gehalten. Es wird von 20 der Enten Blut entnommen. Zwei Wochen nach ihrer Ankunft werden die Tiere in Gruppen von je 4 bis 10 Tieren in kleine Ställe von jeweils ca. 11 m2 Größe aufgeteilt, die in einigen Bereichen mit Gummimatten ausgelegt sind.

Ein Teil Ställe enthält ein Wasserbecken von 80 cm Durchmesser, welches die Tiere zum Schwimmen und Tauchen nutzen. Die anderen Ställe enthalten lediglich Stülptränken mit Trinkwasser. Das Wasser in den Stülptränken wird täglich erneuert, das Wasser in den Becken lediglich alle 4 Tage. Die Tiere, die kein Wasserbecken zur Verfügung haben, machen häufig Ersatzbewegungen, um das Plantschen zu imitieren, welches zu ihrem arttypischen Verhalten gehört.

Die Enten werden mit Vogelgrippeviren infiziert. Es werden zwei verschiedene Vogelgrippeviren verwendet, die aus der Virensammlung des Friedrich-Loeffler Instituts stammen und in befruchteten Hühnereiern vermehrt werden. Die Infektion der Enten erfolgt dabei auf unterschiedliche Weise: Bei einem Teil der Gruppen werden zwei von 10 Enten direkt infiziert, indem ihnen die Viren in den Schnabel, die Nasen und die Augen geträufelt werden. Dann wird verfolgt, wie sich die Infektion von diesen Tieren auf die 8 anderen Enten der Gruppe ausbreitet. Bei anderen Gruppen erfolgt die Infektion, indem Viren dem Wasser zugesetzt oder auf das Gefieder eines der Vögel aufgetragen werden.

Der Zustand der Tiere wird beobachtet. Einige Enten entwickeln innerhalb der 11 bis 14-tägigen Beobachtungsdauer Symptome, die nicht näher erläutert werden. Drei Tiere entwickeln schwere neurologische Symptome wie Orientierungslosigkeit, Schiefhalten des Kopfes, unkontrollierte Bewegungen (Ataxie) und Bewusstseinsstörungen. Eines dieser Tiere stirbt 6 Tage nach der Infektion in der Nacht, die anderen zwei werden am 7. und 10. Tag auf nicht genannte Art getötet. Eine weitere Ente verletzt sich am Bein und wird aus seiner Gruppe entnommen, was mit dem Tier geschieht, wird nicht erwähnt.

Von den Enten werden täglich Abstriche aus dem Mund, der Kloake und vom Gefieder genommen. Zu verschiedenen Zeitpunkten wird den Tieren jeweils eine Flugfeder ausgerupft, insgesamt zwei- oder viermal innerhalb von 13 Tagen. Zusätzlich werden zu Beginn und am Ende der Versuche von jedem Vogel Blutproben entnommen.

Von Enten, die entweder während der Versuche spontan sterben und den Tieren, die aufgrund ihres schlechten Zustands getötet werden, werden Proben aus der Lunge und aus dem Gehirn herausgeschnitten. Die Proben werden auf die Anwesenheit der Viren untersucht. Das weitere Schicksal der überlebenden Tiere wird nicht genannt.

Die Arbeiten wurden durch das Umweltbundesamt gefördert.

Bereich: Vogelgrippe-Forschung, Tierseuchenforschung, Virologie, Nutztierwissenschaften, Tierhaltung

Originaltitel: Exploring surface water as a transmission medium of avian influenza viruses – systematic infection studies in mallards

Autoren: Ann Kathrin Ahrens (1), Hans-Christoph Selinka (2), Thomas C. Mettenleiter (3), Martin Beer (1), Timm C. Harder (1)*

Institute: (1) Institut für Virusdiagnostik, Friedrich-Loeffler-Institut, Südufer 10, 17493 Greifswald - Insel Riems, (2) Fachgebiet II 1.4, Mikrobiologische Risiken, Umweltbundesamt (UBA), Berlin, (3) Friedrich-Loeffler-Institut, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald - Insel Riems

Zeitschrift: Emerging Microbes & Infections 2022; 11(1): 1250-1261

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5496

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken in Würzburg genehmigt. Die Goldfische stammen von Aquarium Glaser GmbH (Rodgau) und sind zum Zeitpunkt der Versuche zwischen 5,65 und 10 cm lang. Vor den Versuchen werden die Tiere für 4 Wochen in einem Glasbecken gehalten, dann wird ihr Gesundheitszustand überprüft und durch Reaktion auf akustische oder visuelle Reize getestet, ob sie sehen und hören können. Ausschließlich gesunde Tiere werden in den folgenden Versuchen eingesetzt, dies sind 98 Fische.

Die Tiere werden in verschiedene Gruppen eingeteilt. In einem Versuchsteil werden Gruppen von Fischen 4 Wochen lang unterschiedlichen Konzentrationen der Weichmacher Bisphenol A (BPA) oder Bisphenol S (BPS), einem Hormon oder einer Kontrollsubstanz ausgesetzt. Dazu werden die Chemikalien in unterschiedlichen Konzentrationen dem Wasser, in dem die Fische leben, zugesetzt. Aus der Gruppe, die dem Hormon ausgesetzt ist, sterben zwei Tiere nach 3 Wochen.

In einem anderen Versuch werden die akuten Wirkungen von BPA und BPS untersucht. Die mit den Wirkstoffen vorbehandelten Goldfische werden in Narkose versetzt. Dazu wird eine Chemikalie in das Wasser gegeben. 15 Minuten später werden die Fische aus dem Wasser genommen. Es wird ihnen auf den Hinterkörper gedrückt, was normalerweise Fluchtversuche auslöst, um zu überprüfen, ob die Narkose wirkt.

Den regungslosen Tieren wird über einen Schlauch Wasser, das Sauerstoff und Narkosemittel enthält, in den Mund gepumpt, welches dann über die Kiemen wieder austritt. Bei den Tieren, bei denen die akute Wirkung von BPA und BPS untersucht wird, werden die Chemikalien dem zur Beatmung verwendeten Wasser zugesetzt.

Der Schädel der Fische wird mit einer Zange geöffnet, das Kleinhirn wird angehoben und die Mauthner Neurone und Teile des Rückenmarks werden freigeschnitten. Bei Mauthner Neuronen handelt es sich um auffällig große Nervenzellen, die bei Fischen vorkommen und bei Reflexen und beim Fluchtverhalten eine Rolle spielen. Es werden Elektroden angebracht, um die Aktivität der Neuronen zu messen. Die Mauthner Neuronen werden stimuliert, was zu Muskelzuckungen führt. Um die Zuckungen zu unterdrücken, wird den Fischen ein Wirkstoff gespritzt, der die Muskeln entspannt.

Dann werden die Mauthner Neuronen mehrfach elektrisch gereizt, und dem Fisch werden Töne vorgespielt oder er wird Lichtsignalen ausgesetzt. Während dessen wird die Aktivität der Mauthner Neuronen gemessen. Die Prozedur dauert zwischen 20 und 90 Minuten.

Nach den Messungen werden die Fische noch in Narkose getötet, indem ihr Gehirn „mechanisch zerstört“ wird. Die Arbeiten werden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Umwelttoxikologie, Toxikologie, Neurologie

Originaltitel: Bisphenols exert detrimental effects on neuronal signaling in mature vertebrate brains

Autoren: Elisabeth Schirmer, Stefan Schuster, Peter Machnik

Institute: Lehrstuhl für Tierphysiologie, Universität Bayreuth, Universitätsstraße 30, 95440 Bayreuth

Zeitschrift: Communications Biology 2021; 4: 465

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5495

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit in Oldenburg genehmigt.

In den Versuchen werden 5 taube Katzen eingesetzt, die höchstwahrscheinlich aus der Zucht der Medizinischen Hochschule Hannover stammen, in der seit mindestens 20 Jahren taube, weiße Katzen für Tierversuche gezüchtet werden. Die Taubheit der Tiere wird im ersten Lebensmonat durch Messung der Aktivität des Gehirns als Reaktion auf Töne überprüft. Dazu werden die Tiere vermutlich in Narkose versetzt, Elektroden unter die Haut geschoben und es werden ihnen Töne vorgespielt, wie die Autoren in einer anderen Publikation berichten. Die Testung auf Taubheit wird außerdem direkt vor den Versuchen erneut durchgeführt. Zusätzlich werden 8 hörende Katzen eingesetzt.

Die Tiere werden in Narkose versetzt. Dann wird ein Luftröhrenschnitt gesetzt und die Katzen werden künstlich beatmet. Der Kopf der Katzen wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Der Schädel wird im Scheitelbereich geöffnet und eine Elektrode wird auf der Gehirnhaut platziert, welche die Aktivität des Gehirns aufnimmt. Eine zweite Elektrode wird im Nackenmuskel eingepflanzt. Den Tieren werden Töne vorgespielt und die Aktivität des Gehirns wird aufgenommen.

Bei einem Teil der hörenden Tiere werden die Haarzellen der Cochlea (Teil des Innenohrs), welche Schall in elektrische Signale umwandeln, durch das Spritzen einer Chemikalie in das Ohr zerstört, so dass die Tiere auf dem betreffenden Ohr taub werden.

Den tauben Katzen (mit angeborener oder künstlich herbeigeführter Taubheit) wird in ein Ohr eine Hörprothese, das sogenannte Cochlea-Implantat, eingesetzt. Ein Teil des Implantats wird dabei unter Narkose durch das Ohr bis in das Innenohr vorgeschoben. Der äußere Teil wird mit zahnmedizinischem Kunststoff am Kopf des Tieres befestigt.

Der Schädel der Tiere wird auf einer Seite oberhalb des für das Hören zuständigen Teils des Gehirns geöffnet und die Hirnhaut wird entfernt. Eine Elektrode wird auf verschiedene Stellen des Gehirns gelegt und die Aktivität der Nervenzellen im Gehirn während einer elektrischen oder akustischen Stimulation des Ohrs der anderen Körperseite gemessen. Dann wird eine Elektrodenkammer auf das Gehirn gelegt, die Elektroden in das Gehirn geschoben und wiederum die Aktivität der Nervenzellen gemessen. Ein Teil der Elektroden wird mit einem Farbstoff versehen, mit dessen Hilfe später die Eindringtiefe in das Gehirn anhand des Einstichkanals nachvollzogen werden kann.

Im Anschluss an die Versuche werden die Katzen in Narkose getötet. Dazu wird ihnen der Brustkorb aufgeschnitten und eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt. Diese verdrängt das Blut und die Tiere sterben. Das Gehirn der Tiere wird entnommen und in feine Scheiben geschnitten untersucht. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die National Science Foundation (USA), das Deutsche Zentrum für Luft- und Raumfahrt (DLR), die MED-El GmbH und den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) gefördert.

Bereich: Hörforschung, Hirnforschung

Originaltitel: Deficient recurrent cortical processing in congenital deafness

Autoren: Prasandhya Astagiri Yusuf (1)*, Aly Lamuri (1), Peter Hubka (2), Jochen Tillein (2,3), Martin Vinck (4,5)*, Andrej Kral (2,6)

Institute: (1) Department of Medical Physics/Medical Technology IMERI, Faculty of Medicine, University of Indonesia, Jakarta, Indonesien, (2) Verbundinstitut für Audio- und Neurotechnologie (VIANNA) und Laboratories of Experimental Otology (LEO), Hals-Nasen-Ohrenklinik, Medizinische Hochschule Hannover, Stadtfelddamm 34, 30625 Hannover, (3) MED-EL GmbH, Starnberg, (4) Ernst Strüngmann Institut for Neuroscience in Cooperation with Max Planck Society, Frankfurt am Main, (5) Donders Centre for Neuroscience, Department of Neuroinformatics, Radboud University Nijmegen, Nijmegen, Niederlande, (6) Department of Biomedical Sciences, School of Medicine and Health Sciences, Macquarie University, Sydney, Australien,

Zeitschrift: Frontiers in Systems Neuroscience 2022; 16: 806142

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5494

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer KY6/12 genehmigt. In den Versuchen werden zwei männliche Rhesusaffen (als „H07“ und „A11“ bezeichnet) eingesetzt, die ca. 12 und 15 Jahre alt sind.

Jedem Tier wird eine Haltestange aus Metall am Schädel befestigt. Um diese Stange anzupassen, werden die Schädel der Tiere zunächst mit einem bildgebenden Verfahren vermessen, wofür die Affen wahrscheinlich narkotisiert werden. Für die Befestigung der Haltestange werden die Tiere in Narkose versetzt und ihr Kopf wird in einem stereotaktischen Rahmen fixiert. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten und es werden Löcher für die Schrauben in den freigelegten Schädel gebohrt. Der Haltegriff wird auf dem Schädel positioniert und mit Schrauben befestigt.

Im Anschluss an diese Operation werden die Tiere an den Versuchsablauf gewöhnt. Dieser besteht darin, dass sie in einem Primatenstuhl sitzen, wobei ihr Kopf mit dem zuvor implantierten Haltebolzen fixiert wird. Über ein spezielles Gerät, ein sogenanntes Stereoskop, werden den Affen Bilder gezeigt, wobei es das Gerät ermöglicht, jedem Auge verschiedene Bilder zu zeigen. Die Affen lernen während des Trainings, ihren Blick auf einen bestimmten Bereich des gezeigten Bildes zu fixieren. Machen sie die vorgegebene Aufgabe wie von den Forschern gewünscht, erhalten sie als „Belohnung“ etwas Flüssigkeit. Damit die Tiere kooperieren, wird ihnen üblicherweise außerhalb der Trainingseinheiten nicht ausreichend Flüssigkeit gegeben.

Nach der Trainingsphase werden die Affen erneut operiert. Unter Narkose wird der Schädel geöffnet und eine 4 x 4 mm große Elektrodenplatte in einen bestimmten Bereich des Gehirns implantiert. In den eigentlichen Versuchen sitzen die Affen in einem Primatenstuhl und werden mit dem am Schädel befestigten Haltegriff fixiert. Über das Stereoskop wird ihnen zunächst ein Punkt gezeigt, auf den sie den Blick fixieren müssen. Dann wird den Tieren ein sich bewegendes Muster aus Streifen gezeigt, dessen Linien sich in eine Richtung aus dem Blickfeld hinausbewegen. Dieses Bild wird nur einem Auge oder beiden Augen gezeigt, wobei das Muster sich in verschiedene Richtungen bewegt. Nach zwei Sekunden wird eine andere Kombination aus Bildern verwendet. Der Versuch wird auch mit Punkten statt Streifen durchgeführt. Während die Affen die beweglichen Muster anschauen, werden die Augenbewegungen aufgezeichnet und über die Elektroden die Aktivität des Gehirns vermessen.

Das weitere Schicksal der Affen wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Tübingen AI Center und den Exzellenzcluster Maschinelles Lernen gefördert.

Bereich: Hirnforschung

Originaltitel: Decoding internally generated transitions of conscious contents in the prefrontal cortex without subjective reports

Autoren: Vishal Kapoor (1,2)*, Abhilash Dwarakanath (1), Shervin Safavi (1,3), Joachim Werner (1), Michel Besserve (1,4), Theofanis I. Panagiotaropoulos (1,5)*, Nikos K. Logothetis (1,2,6)

Institute: (1) Abteilung Physiologie kognitiver Prozesse, Max-Planck-Institut für biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (2) International Center for Primate Brain Research, Center for Excellence in Brain Science and Intelligence Technology (CEBSIT), Institute of Neuroscience (ION), Chinese Academy of Sciences, Schanghai, China, (3) International Max Planck Research School, Tübingen, (4) Abteilung Empirische Inferenz, Max-Planck-Institut für Intelligente Systeme, Tübingen, (5) Cognitive Neuroimaging Unit, CEA, DSV/I2BM, INSERM, Universite Paris-Sud, Universite Paris-Saclay, Neurospin Center, Gif/Yvette, Frankreich, (6) Division of Imaging Science and Biomedical Engineering, University of Manchester, Manchester, Großbritannien

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 1535

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5493

Versuchsbeschreibung: Das Gehirn eines weiblichen Rhesusaffen, welcher zuvor für einen anderen Versuch getötet wurde, wird entnommen, konserviert und mit einem hochauflösenden bildgebenden Verfahren untersucht. Aus den gewonnenen Daten wird ein „Atlas“ des Gehirns des Affen erstellt.

Um die Nützlichkeit des so gewonnenen Atlas zu zeigen, werden Versuche mit drei lebenden Affen durchgeführt. Zwei der Tiere sind männlich, das andere weiblich. Um ihre Köpfe fixieren zu können, werden ihnen in einer Operation Haltestäbe am Schädel festgeschraubt. Ob diese Operation Teil der vorliegenden Studie ist oder der Haltestab aus vorangegangenen Versuchen stammt, wird nicht erwähnt. Die Tiere werden in Narkose versetzt und ihr Kopf mit dem Haltebolzen fixiert. Ihnen wird ein flackerndes Schachbrettmuster auf einem Monitor gezeigt. Gleichzeitig wird die Aktivität in ihrem Gehirn mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Die Messung wird bei jedem Tier zweimal durchgeführt. Die Ergebnisse werden mit dem anhand des Gehirns des toten Tieres erstellten Atlas verglichen.

Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, das National Institute of Mental Health (USA) und das National Institute of Neurological Disorders and Stroke (USA) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neuroanatomie, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: The subcortical atlas of the rhesus macaque (SARM) for neuroimaging

Autoren: Renée Hartig (1,2,3), Daniel Glen (4), Benjamin Jung (5,6), Nikos K. Logothetis (2,7,11), George Paxinos (8), Eduardo A. Garza-Villarreal (9), Adam Messinger (6), Henry C. Evrard (1,2,10,11)*

Institute: (1) Werner Reichardt Centrum für Integrative Neurowissenschaften (CIN), Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (2)* Max-Planck-Institut für biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (3) Abteilung für Psychiatrie und Psychotherapie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Universitätsmedizin Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim, (4) Scientific and Statistical Computing Core, National Institute of Mental Health, Bethesda, USA, (5) Department of Neuroscience, Brown University, Providence, USA, (6) Laboratory of Brain and Cognition, National Institute of Mental Health, Bethesda, USA, (7) University of Manchester, Manchester, Großbritannien, (8) Neuroscience Research Australia and The University of New South Wales, Sydney, Australien, (9) Instituto de Neurobiologia, Universidad Nacional Autónoma de México campus Juriquilla, Queretaro, Mexiko, (10) Nathan S. Kline Institute for Psychiatric Research, Center for Biomedical Imaging and Neuromodulation, Orangeburg, USA, (11) International Center for Primate Brain Research, Songjiang, Schanghai, China

Zeitschrift: NeuroImage 2021; 235: 117996

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5492

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, Referenznr. 84–02.04.2015.A245), dem Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES, Referenznr. 33.19-42502-04-19/3222) und der kantonalen Veterinärbehörde in Bern (Schweiz, Referenznr. 81/18) genehmigt.

In drei Laboren an unterschiedlichen Standorten (Münster, Oldenburg, Bern in der Schweiz) soll der Einfluss der Experimentatoren auf die Ergebnisse untersucht werden. Hierbei wird verglichen, ob ein Versuch unter standardisierten Bedingungen mit nur einem Experimentator sich in der Reproduzierbarkeit (Wiederholbarkeit) der Ergebnisse von einem Versuchsaufbau unterscheidet, der von mehreren Experimentatoren durchgeführt wird. Pro Standort werden jeweils 96 weibliche, sieben Wochen alte (bei Ankunft im Labor) Mäuse zweier Inzuchtstämme (je Stamm 48 Tiere) verwendet. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River. Sie werden getrennt nach Stamm in Zweiergruppen und in allen drei Laboren unter gleichen Laborbedingungen gehalten.

Im standardisierten Design werden pro Stamm 12 Tiere von einem Experimentator getestet, während beim heterogenen Design drei verschiedene Experimentatoren beteiligt sind (pro Experimentator 4 Mäuse pro Stamm). Die Versuche beginnen, wenn die Tiere zehn Wochen alt sind und dauern acht Tage. Es werden vier Tests zur Untersuchung des Angstverhaltens durchgeführt.

Im Elevated Plus Maze-Test wird das Tier auf ein erhöhtes Labyrinth gesetzt, in dem sich geschlossene und offene Bereiche befinden. Mäuse fürchten sich von Natur aus vor offenen Flächen. Ein Tier gilt als umso ängstlicher, je mehr Zeit es in den geschlossenen Bereichen verbringt.

Im Dark Light-Test, wird die Maus für eine Minute in den zunächst verschlossenen dunklen Teil einer Box, die aus einem miteinander verbundenen dunklen und hellen Kompartiment besteht, gesetzt. Dann darf die Maus fünf Minuten lang die Box erkunden und das Verhalten wird beobachtet. Der Aufenthalt im dunklen Bereich gilt wiederum als Zeichen für Angst.

Der Open Field-Test funktioniert nach dem gleichen Prinzip. Hier wird geschaut, inwieweit die Maus sich in den offenen Bereich einer Box traut.

Im Novel Cage-Test wird die Maus für fünf Minuten in einen neuen Käfig gesetzt und es wird beobachtet, wie oft sie sich auf ihre Hinterpfoten aufrichtet und ihre Schnauze in die Luft streckt.

Im Nest-Test geht es darum, das Nestbauverhalten zu beobachten, wenn der Maus das Nestmaterial weggenommen und stattdessen ein Baumwollnest bereitgestellt wird. Die Nestqualität wird vom Experimentator bewertet.

Es werden zudem drei Tage nach Versuchsbeginn Kotproben genommen. Hierfür wird die Maus für drei Stunden in einen anderen Käfig gesetzt.

Über das weitere Schicksal der Tiere ist nichts bekannt. Üblicherweise werden die Tiere nach dem Versuch getötet, um beispielsweise Organe zu untersuchen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Verhaltensforschung

Originaltitel: Do multiple experimenters improve the reproducibility of animal studies?

Autoren: Vanessa Tabea von Kortzfleisch (1,2)*, Oliver Ambrée (3), Natasha A. Karp (4), Neele Meyer (3), Janja Novak (5), Rupert Palme (6), Marianna Rosso (5), Chadi Touma (3), Hanno Würbel (5), Sylvia Kaiser (1,2), Norbert Sachser (1,2), S. Helene Richter (1, 2)

Institute: (1) Institut für Neuro- und Verhaltensbiologie, Abteilung für Verhaltensbiologie, Universität Münster, Badestraße 13, 48149 Münster, (2) Otto Creutzfeldt Zentrum für Kognitive und Verhaltens-Neurowissenschaften, Universität Münster, (3) Abteilung Verhaltensbiologie, Universität Osnabrück, (4) Data Sciences & Quantitative Biology, Discovery Sciences, R&D, AstraZeneca, Cambridge, Großbritannien, (5) Division of Animal Welfare, Universität Bern, Schweiz, (6) Department of Biomedical Sciences, Veterinärmedizinische Universität Wien, Österreich

Zeitschrift: PLoS Biology 2022; 20(5):e3001564

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5491

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Es werden 4 erwachsene Rhesusaffen in den Versuchen eingesetzt. Den Tieren wird eine Haltestange am Schädel befestigt, mit der ihr Kopf fixiert werden kann. Ob diese Stange für die in dieser Studie beschriebenen Versuche implantiert wird oder bereits aus vorausgegangenen Versuchen stammt, wird nicht beschrieben.

Die Affen werden in Narkose versetzt und mit einem Laser wird ein Teil ihrer Netzhaut verbrannt, so dass sich dort eine Narbe bildet. Die Netzhautverletzung wird den Tieren an beiden Augen beigebracht.

Für die Versuche werden die Affen ebenfalls in Narkose versetzt und intubiert. Zusätzlich erhalten sie einen Wirkstoff, der die Bewegung der Augen unterdrückt und ihr Kopf wird mit Hilfe der implantierten Haltestange fixiert. Ihr Augenhintergrund wird fotografiert. Ihnen werden dann verschiedene sich bewegende Muster gezeigt. Gleichzeitig wird ihr Gehirn mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Diese Untersuchung wird mehrfach durchgeführt, erstmals vor der Laserbehandlung, dann am Tage der Laserbehandlung, 14 Tage später und mehrfach in den 5 Monaten danach.

Zwei Affen werden im Anschluss an die Versuche in Narkose mit einem Tötungsmittel getötet. Ihre Augen werden entnommen und die Netzhaut wird untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die lichtempfindlichen Zellen durch die Laserbehandlung zerstört wurden. In derselben Versuchsreihe werden einem der Affen 16 Elektroden in das Gehirn eingeführt, die zugehörigen Versuche werden in einer anderen Publikation beschrieben (Datenbank ID: 3407).

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, das National Institutes of Health (USA), die Europäische Union und den Merit Award (USA) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Sehforschung

Originaltitel: Macaque area V2/V3 reorganization following homonymous retinal lesions

Autoren: Georgios A. Keliris (1,2)*, Yibin Shao (1), Michael C. Schmid (1,3), Mark Augath (1,4), Nikos K. Logothetis (1,5,6), Stelios M. Smirnakis (7)*

Institute: (1) Abteilung für Physiologie kognitiver Prozesse, Max-Planck-Institut für biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (2) Bio-Imaging Lab, Department of Biomedical Sciences, University of Antwerp, Campus Drie Eiken, Universiteitsplein 1, 2610 Wilrijk, Belgien, (3) Schmid Research Group, Medicine Section, University of Fribourg, Freiburg, Schweiz, (4) Institute of Biomedical Engineering, ETH Zurich, Zürich, Schweiz, (5) International Center for Primate Brain Research, Shanghai, China, (6) Division of Imaging Science and Biomedical Engineering, University of Manchester, Manchester, Großbritannien, (7) Department of Neurology, Brigham and Women’s Hospital and Jamaica Plain Veterans Administration Hospital, 60 Fenwood Road, Harvard Medical School, Boston, USA

Zeitschrift: Frontiers in Neuroscience 2022; 16: 757091

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5490

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 81-02.04.2018.A303 genehmigt. Es werden Mäuse eines Inzuchtstamms und gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory und werden miteinander gekreuzt, um Mäuse mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalten.

Zu Beginn der Versuche sind die Mäuse zwischen 8 und 13 Wochen alt. Die Tiere werden für 16 Stunden im Dunkeln gehalten. Dann werden ihnen Tropfen in die Augen gegeben, die ihre Pupillen weiten. Im Anschluss werden die Tiere für eine Stunde einem hellen Licht ausgesetzt, die Lichtstärke ist dabei 15.000 LUX, was in etwa der Intensität der Behandlungsleuchte beim Zahnarzt entspricht. Anderen Tieren wird mit einer medizinischen Lampe für 10 Minuten Licht einer Stärke von 50.000 LUX in die Augen gestrahlt. Unter diesen Bedingungen kommt es zu einer durch das Licht verursachten Entzündung und einem Absterben von lichtempfindlichen Zellen der Netzhaut.

Einem Teil der Tiere wird zusätzlich täglich ein Wirkstoff, anderen Mäusen eine wirkstofffreie Lösung in die Bauchhöhle gespritzt. Die erste Spritze erhalten sie am Tag vor der Lichtexposition.

Jeweils ein Teil der Tiere wird 1 Tag, 3 oder 4 Tage nach der Lichtexposition durch Spritzen von Narkosemitteln in die Bauchhöhle in Narkose versetzt und ihnen werden Tropfen in die Augen gegeben, die die Pupillen weiten. Dann werden die Augen mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei wird festgestellt, dass ein Teil der Tiere unter einer erheblichen Verringerung der Dicke der Netzhaut leidet. Im Anschluss an die Untersuchung werden die Tiere durch Genickbruch getötet. Die Augen werden entnommen, und in feine Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden von der Rühling-Stiftung, der Brunenbusch-Stein Stiftung, Fight for Sight (Großbritannien), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Pro Retina-Stiftung, die Erhard Rüther Stiftung, die Dr. Gaide-Stiftung und die Velux Foundation (Dänemark) unterstützt. Die Veröffentlichung wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Projekt DEAL gefördert.

Bereich: Augenheilkunde, Sehforschung, Neuroimmunologie

Originaltitel: Genetic targeting or pharmacological inhibition of galectin 3 dampens microglia reactivity and delays retinal degeneration

Autoren: Mona Tabel (1), Anne Wolf (1), Manon Szczepan (2), Heping Xu (2), Herbert Jägle (3), Christoph Moehle (4), Mei Chen (2), Thomas Langmann (1,5)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Experimentelle Immunologie des Auges, Zentrum für Augenheilkunde, Uniklinik Köln, Kerpener Straße 62, 50937 Köln, (2) Wellcome Wolfson Institute for Experimental Medicine, School of Medicine, Dentistry and Biomedical Sciences, Queen’s University Belfast, Belfast, Großbritannien, (3) Klinik und Poliklinik für Augenheilkunde, Universitätsklinikum Regensburg, Regensburg, (4) Kompetenzzentrum Fluoreszente Bioanalytik, Universität Regensburg, Regensburg, (5) Zentrum für Molekulare Medizin der Universität zu Köln (CMMC), Universität zu Köln, Köln

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2022; 19: 229

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5489

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter den Nummern G19/21, G11/65, G15/19, und G09/88 sowie G10/100 genehmigt.

Es werden Mäuse eingesetzt, die durch Genmanipulation unter einer schweren Immunschwäche leiden. Den Tieren werden im Alter von 12 Wochen verschiedene Krebszellen unter die Haut am Schulterblatt gespritzt. Einem Teil der Mäuse wird zweimal pro Woche ein Wirkstoff oder eine wirkstofffreie Lösung in die Bauchhöhle gespritzt. Das Wachstum des Tumors wird beobachtet und die Mäuse werden getötet, sobald der Tumor eine Masse von 10% des zu Versuchsbeginn ermittelten Gewichts der Tiere aufweist oder sobald der Tumor aufbricht. Der Tumor und die Lungen werden entnommen. Bei einem Teil der Tiere werden auch der Oberschenkelknochen und das Schienbein entnommen. Die Lungen und das Knochenmark werden auf Metastasen untersucht.

In einem anderen Versuch wird Gruppen von 12 Wochen alten Mäusen entweder dreimal innerhalb eines Tages ein Wirkstoff oder eine wirkstofffreie Lösung in die Bauchhöhle gespritzt. Vier Stunden nach der letzten Injektion werden die Tiere narkotisiert. Dann wird den Tieren das Herz und die Lunge für weitere Untersuchungen herausgeschnitten.

Zusätzlich werden Versuche mit Zellen durchgeführt, die aus den Lungen von 7 bis 10 Tage alten Mäusen gewonnen werden. Wahrscheinlich werden die Tiere zur Gewinnung der Zellen getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Roggenbuck-Stiftung und den Veterans Administration Merit Award (USA) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Tumor cell E-selectin ligands determine partial efficacy of bortezomib on spontaneous lung metastasis formation of solid human tumors in vivo

Autoren: Tobias Lange (1)*, Ursula Valentiner (1), Daniel Wicklein (1), Hanna Maar (1) Vera Labitzky (1), Ann-Kristin Ahlers (1), Sarah Starzonek (1), Sandra Genduso (1), Lisa Staffeldt (1), Carolin Pahlow (1), Anna-Maria Dück (1), Christine Stürken (1), Anke Baranowsky (2), Alexander T. Bauer (3), Etmar Bulk (4), Albrecht Schwab (4), Kristoffer Riecken (5), Christian Börnchen (6), Rainer Kiefmann (6), Valsamma Abraham (7), Horace M. DeLisser (7), Timo Gemoll (8), Jens K. Habermann (8), Andreas Block (9), Klaus Pantel (10), Udo Schumacher (1)

Institute: (1) Institut für Anatomie und Experimentelle Morphologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Martinistraße 52, 20251 Hamburg, (2) Klinik und Poliklinik für Unfallchirurgie und Orthopädie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (3) Klinik für Dermatologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (4) Institut für Physiologie II, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (5) Forschungsabteilung Zell- und Gentherapie, Klinik für Stammzelltransplantation, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (6) Klinik und Poliklinik für Anästhesiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (7) Pulmonary, Allergy and Critical Care Division, Department of Medicine, School of Medicine, University of Pennsylvania, Philadelphia, USA, (8) Sektion für Translationale Chirurgische Onkologie und Biomaterialbanken, Universität zu Lübeck und Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Lübeck, Lübeck, (9) Zentrum für Onkologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (10) Institut für Tumorbiologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg

Zeitschrift: Molecular Therapy 2022; 30(4): 1536-1552

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5488

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Soziales, Familie, Gesundheit und Verbraucherschutz in Hamburg unter der Nummer 122/17 genehmigt. Es werden verschiedene Mäuse, die zum Teil gentechnisch verändert sind, eingesetzt. Die Tiere stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory oder werden von anderen Wissenschaftlern zur Verfügung gestellt und werden in der Tierhaltung des Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf gehalten. Zusätzlich werden verschiedene Mäuse miteinander verpaart, um Mäuse mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalten.

Im Alter von 10-16 Wochen werden einige der Tiere verschiedenen Verhaltenstests unterzogen. Damit diese bei den eigentlich nachtaktiven Tieren zu den regulären Arbeitszeiten durchgeführt werden können, werden die Tiere zuvor über 3 Wochen an einen verschobenen Tag- und Nachtrhythmus gewöhnt. Die Versuche werden dann am Tag und unter schwacher Beleuchtung durchgeführt.

In einem Test wird untersucht, wie die Tiere auf neue Gerüche reagieren. Dafür werden sie in einen Test-Käfig gesetzt. In zwei Öffnungen des Käfigs werden zwei Röhrchen gesteckt, die entweder Vanille- oder Mandelgeruchsproben enthalten oder leer sind. Die Röhrchen werden dann ausgetauscht und es wird per Videoaufzeichnung beobachtet, wie lange die Tiere an den verschiedenen Röhrchen schnüffeln.

In einem anderen Versuch wird ein Filterpapier mit einer Lösung getränkt, die eine Chemikalie enthält. Diese Chemikalie kommt auch im Analsekret von Füchsen vor und löst bei Mäusen eine angeborene Furcht vor dem Raubtier aus. Das Papier wird im Käfig befestigt und eine Maus für 12 Minuten in den Käfig gesetzt. Die Reaktion der Mäuse auf den Geruch wird mit Video aufgezeichnet und es wird gemessen, wie lange die Mäuse bewegungslos vor Angst erstarren.

Im sogenannten Open Field Test werden die Tiere in eine nach oben offene und beleuchtete Box gesetzt und für 15 Minuten beobachtet. Es wird gemessen welche Distanz sie zurücklegen, und ob sie sich eher an den Wänden der Box oder weiter in der Mitte aufhalten. Längeres Verweilen im Randbereich wird dabei als Ängstlichkeit gewertet.

Beim erhöhten Plus-Labyrinth werden die Tiere für 5 Minuten in 75 cm Höhe auf eine Konstruktion gesetzt, die aus zwei sich kreuzenden Stegen besteht. Von den vier Armen des „Labyrinths“ sind zwei offen und zwei haben Seitenwände. Per Videoaufnahme wird festgehalten, wie oft die Tiere auf die Arme mit oder ohne Seitenwände laufen. Auch wird gemessen, wie oft die Mäuse Kot absetzen oder sich putzen. Daraus soll auf die generelle Ängstlichkeit der Tiere geschlossen werden.

Andere Tiere werden in Narkose versetzt. Dann wird ihnen ein Proteinbruchstück zusammen mit dem sogenannten Freund-Adjuvans unter die Haut gespritzt. Dabei handelt es sich um eine Lösung, die Mineralöl und abgetötete Tuberkulosebakterien enthält und zu einer starken lokalen Entzündung führt. Zusätzlich wird ihnen zweimal ein Wirkstoff gespritzt. In der Folge richtet sich das Immunsystem der Tiere gegen ihr eigenes Gehirn und Rückenmark, wodurch sich diese entzünden. Die Tiere werden den Geruchstests mit Vanille- und Mandelduft und dem Fuchs-Geruch unterzogen. Sie werden über einen Zeitraum von 30 Tagen beobachtet und ihre Symptome, die bis zur vollständigen Lähmung der Hinterbeine, bei gleichzeitiger teilweiser Lähmung der Vorderbeine, reichen, werden nach einem Punkteverfahren bewertet. Tiere mit schweren Symptomen werden getötet.

Zur Gewinnung und weiteren Untersuchung des Gehirns werden die Tiere mit einer Spritze in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird ihr Herz freigeschnitten und eine Nadel ins Herz gestoßen. Durch die Nadel wird eine konservierende Flüssigkeit ins Herz gepumpt, woran die Tiere sterben.

Zusätzlich werden Versuche mit Gehirnzellen durchgeführt, welche aus Mäuse-Embryonen gewonnen werden. Es ist davon auszugehen, dass zur Gewinnung dieser Zellen weitere, schwangere Mäuse getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Sinnesphysiologie, Neurobiochemie, Neuropathologie, Neuroimmunologie

Originaltitel: Neuronal adenosine A1 receptor is critical for olfactory function but unable to attenuate olfactory dysfunction in neuroinflammation

Autoren: Charlotte Schubert (1), Kristina Schulz (2), Simone Träger (1), Anna-Lena Plath (3), Asina Omriouate (3), Sina C. Rosenkranz (1), Fabio Morellini (3), Manuel A. Friese (1)*, Daniela Hirnet (2)*

Institute: (1) Institut für Neuroimmunologie und Multiple Sklerose (INIMS), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Falkenried 94, 20251 Hamburg, (2) Abteilung Neurophysiologie, Institut für Zell- und Systembiologie der Tiere, Universität Hamburg, Martin-Luther-King-Platz 3, 20146 Hamburg, (3) Forschungsgruppe Verhaltensbiologie, Zentrum für Molekulare Neurobiologie (ZMNH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg

Zeitschrift: Frontiers in Cellular Neuroscience 2022; 16: 912030

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5487

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde unter der Nummer AZ101/15 genehmigt. Sieben Schweine mit einem Gewicht von 75 bis 85 kg werden am Universitären Herz- und Gefäßzentrum Hamburg operiert. Vorab wird das zu implantierende Gerät, welches die Reparatur der Hauptschlagader erleichtern soll und eigentlich auf den Menschen ausgelegt ist, an den Durchmesser der Hauptschlagader eines 80 kg schweren Schweins angepasst, wozu tote Schweine mit einem bildgebenden Verfahren untersucht werden.

Den Schweinen werden verschiedene Medikamente, darunter Beruhigungs- und Narkosemittel, in einen Muskel gespritzt. Dann werden weitere Narkosemittel in eine Vene gespritzt. Die Tiere werden intubiert und beatmet. Mehrere Sonden und Katheter werden in verschiedene Blutgefäße (die rechte Halsschlagader, die Drosselvene, in eine Oberschenkelarterie und in eine Arterie des Brustkorbs) eingeführt. Zusätzlich wird ein Katheter in die Arterie des linken Herzvorhofs geschoben, durch den später kleine farbmarkierte Partikel injiziert werden.

Die hinter dem Bauchfell liegende Hauptschlagader wird freigeschnitten und mehrere davon abzweigende Gefäße werden abgebunden. Ein die Bauchorgane versorgendes Gefäß wird durchtrennt und mit der Hauptschlagader verbunden. Die Hauptschlagader wird eingeschnitten und das zu implantierende Gerät durch den Einschnitt in die Ader geschoben. Dort entfaltet sich das Gerät, so dass es den Blutfluss durch die Hauptschlagader unterbindet. Nacheinander werden verschiedene Gefäße an dem Gerät festgenäht, so dass das Blut nun durch die Schläuche des Geräts fließt. Das Einsetzen des Geräts dauert 65 bis 83 Minuten. Bei einem Schwein verschiebt sich das eingesetzte Gerät, weil der Operateur von dem empfohlenen Protokoll des Herstellers abweicht. Dieses Tier wird aus dem Versuch ausgeschlossen und vermutlich getötet.

Der Blutfluss wird über einen Zeitraum von 6 Stunden beobachtet und mit einem Bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die Blutversorgung der Nieren beeinträchtigt ist, was die Experimentatoren auf Abweichungen der Gefäßgröße zwischen Schwein und Mensch, für welchen das Gerät entwickelt wurde, zurückführen.

Dann werden die Tiere durch das Spritzen des Tötungsmittels T61 in Narkose getötet. Das implantierte Gerät wird wieder entnommen, ein Teil der Leber, beide Nieren, ein Teil des Darms und das Rückenmark werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Terumo Aortic gefördert, welche aus der Firma, die die Materialien für das hier getestete implantierbare Gerät entwickelt hat, hervorgegangen ist.

Bereich: Herz-Kreislauf Chirurgie, Biomedizinische Technik

Originaltitel: In vivo evaluation of a new hybrid graft using retrograde visceral perfusion for thoracoabdominal aortic repair in an animal model

Autoren: Sabine Wipper (1)*, Harleen K. Sandhu (2), Tilo Kölbel (3), Anthony L. Estrera (2), Constantin Trepte (4), Christoph Behem (4), Charles C. Miller III (2), E. Sebastian Debus (3)

Institute: (1) Universitätsklinik für Gefäßchirurgie, Medizinische Universität Innsbruck, Anischstraße 35, 6020 Innsbruck, Österreich. (2) Department of Cardiothoracic and Vascular Surgery, McGovern Medical School at UTHealth, Houston, USA, (3) Klinik und Poliklinik für Gefäßmedizin, Universitäres Herz- und Gefäßzentrum Hamburg, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinstrasse 52, 20246 Hamburg, (4) Klinik und Poliklinik für Anästhesiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg

Zeitschrift: JTCVS Techniques 2022; 15: 1-8

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5486

Versuchsbeschreibung: Genehmigungsbehörde und –nummer werde nicht genannt. Zwei männlichen Rhesusaffen mit den Bezeichnungen „O“ und „S“ werden unter Narkose in zwei einzelnen Operationen ein Kopfhalter und eine Elektrodenkammer von 14 mm Innendurchmesser über einem Bohrloch im Schädelknochen auf dem Schädel befestigt. Das Loch ist über einem bestimmten Hirnbereich („VIP“) gelegen. Während der Versuche sitzen die Tiere in einem Primatenstuhl in einem dunklen Raum, der Kopf ist an dem Kopfhalter fixiert. Die Augenbewegungen werden mit einem Gerät „Eyelink 1000“ aufgezeichnet.

In einem drei Monate dauernden „Training“ wird den Tieren eine bestimmte Aufgabe antrainiert. Der Affe muss einen roten Punkt inmitten von rund 2000 weißen Punkten auf einem Bildschirm anstarren. Wird der Punkt grün, muss er einen Hebel berühren. Nun fangen die weißen Punkte an, sich zu bewegen – entweder sofort nach Berühren des Hebels oder mit einigen Millisekunden Verzögerung. Gleichzeitig mit der Punktebewegung wird der Kopf des Tieres um 30° geneigt. Der Affe darf den Blick nicht von dem grünen Punkt abwenden. Macht er alles richtig, erhält er einen(!) Tropfen Flüssigkeit. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise bekommen die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten. Eine Recording-Session besteht aus 100-150 Trials.

Während dieser Aufgaben am Bildschirm wird eine einzelne Elektrode durch die Elektrodenkammer in das Hirngewebe eingelassen. Mit einem hydraulischen Antriebsgerät wird die Elektrode in Position gebracht. Bei Affe „O“ werden 89 und bei Affe „S“ 103 verschiedene Neuronen (Nerven) gemessen.

Am Ende der Experimente wird Affe „O“ getötet. Sein Hirn wird in Scheiben geschnitten und untersucht. Affe „S“ wird für weitere Experimente verwendet.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Hessische Ministerium für Wissenschaft und Kunst gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Action-dependent processing of self-motion in parietal cortex of macaque monkeys

Autoren: Jan Churan (1,2)*, Andre Kaminiarz (1,2), Jakob C.B. Schwenk (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Journal of Neurophysiology 2021; 125: 2432-2443

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5485

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Gießen (V54-19c20 15 h 01 MR 13/1, Nr. G 71/2017) genehmigt. Die zwei männlichen Rhesusaffen wiegen 10 und 9,6 kg und werden mit „O“ und „S“ bezeichnet. Den Tieren wird unter Narkose ein „Kopfhaltersystem“ auf zwei „Basisplatten“ auf dem Schädel montiert. Bei Affe „O“ wird außerdem für andere Experimente ein Loch in den Schädelknochen gebohrt und darüber eine Elektrodenkammer mit 21 mm Außendurchmesser befestigt. Beiden Affen wird dazu eine Elektrodenkappe mit 6 Elektroden (Affe „O“) bzw. 15 Elektroden (Affe „S“) auf den Kopf gesetzt. Bei Affe „O“ ist durch die Elektrodenkammer weniger Platz, weswegen seine Kappe nur 6 Elektroden enthält. Die Elektroden der Kappe werden auf der Kopfhaut platziert.

Bei den Versuchen sitzen die Tiere in einem Primatenstuhl vor einem Bildschirm, wobei der Kopf am Kopfhalter fixiert wird. Die Affen werden „trainiert“, mit angeschraubtem Kopf zu sitzen und bestimmte Aufgaben am Bildschirm zu erfüllen. Als „Belohnung“ erhalten sie etwas Flüssigkeit. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise bekommen die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten.

Die Aufgabe besteht darin, einen kleinen roten Punkt in der Mitte des dunklen Bildschirms anzustarren. Die Augenbewegungen werden mit einem „Eyelink 1000“ genannten Gerät verfolgt. Im unteren Drittel des Bildschirms erscheinen 600 kleine weiße Punkte, die sich nach links oder rechts bewegen. Dadurch soll eine Körperbewegung simuliert werden. Der Affe muss weiter den Punkt in der Mitte anstarren. Gleichzeitig wird über die Elektroden auf der Kopfhaut eine EEG aufgezeichnet.

Parallel zu den Tierversuchen finden Versuche mit menschlichen Probanden statt. Ihnen wird eine Kappe mit 64 Elektroden auf den Kopf gesetzt. Die Ruhigstellung des Kopfes wird durch Auflegen des Kinns auf eine Lehne erreicht. Die Aufgabe ist die gleiche wie bei den Affen, nur, dass bei den Menschen noch ablenkende Punkte gezeigt werden. Jeder Proband absolviert 6.400 Trials an insgesamt 4 Tagen. Die Anzahl der Trials bei den Affen wird nicht genannt.

Nach Abschluss der Versuche wird Affe „O“ in weiteren Experimenten verwendet. Das Schicksal von Affe „S“ wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Hessische Ministerium für Wissenschaft und Kunst gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Preattentive processing of visually self-motion in humans and monkeys

Autoren: Constanze Schmitt (1,2)*, Jakob C.B. Schwenk (1,2), Adrian Schütz (1,2), Jan Churan (1,2), André Kaminiarz (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Progress in Neurobiology 2021; 205:102117

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5484

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Gießen (V54-19c2015h01, MR 13/1 Nr. 18/2007) genehmigt. Die zwei männlichen Rhesusaffen wiegen 8,5 und 9,5 kg und werden mit „M“ und „B“ bezeichnet.

Die Tiere werden zunächst „trainiert“, bestimmte Verhaltensweisen am Bildschirm zu zeigen. Für eine „richtige“ Verhaltensweise erhalten die Tiere etwas Flüssigkeit. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise bekommen die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten. Dann wird den Affen unter Narkose ein Haltebolzen auf dem Schädelknochen implantiert. Nach weiterem „Training“ werden die Affen ein zweites Mal operiert. Es wird ein Loch über der Hirnregion V4 in den Schädel gebohrt und darüber eine Elektrodenkammer mit Schrauben befestigt. Die Tiere erhalten Schmerzmittel und Antibiotika.

Die eigentlichen Versuche starten frühestens eine Woche nach dieser zweiten Operation. Dabei wird ein Affe im Primatenstuhl an dem Haltebolzen fixiert, so dass er den Kopf nicht mehr bewegen kann. Auf dem Bildschirm erscheint nacheinander an verschiedenen Stellen ein grüner Kreis, den das Tier mit den Augen anstarren muss. Außerdem muss der Affe einen Hebel betätigen. Verschwindet der Kreis langsam, muss er den Hebel wieder loslassen. Manchmal werden noch 2 weiße senkrechte Linien gezeigt, von denen sich der Affe nicht ablenken lassen darf. Die Augenbewegungen werden mit einem Infrarotgerät verfolgt. Gleichzeitig werden mit einem Antriebsgerät bis zu 16 Elektroden durch die Elektrodenkammer in das Hirngewebe eingelassen. Das weitere Schicksal der Affen wird nicht erwähnt. Es ist anzunehmen, dass sie bei weiteren Versuchen eingesetzt werden.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Perisaccadic encoding of temporal information in macaque area V4

Autoren: Jakob C.B. Schwenk (1,2)*, Steffen Klingenhöfer (1), Björn-Olaf Werner (1), Stefan Dowiasch (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Journal of Neurophysiology 2021; 125: 785-795

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5483

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter den Nummern V54-19 c 20 15 h 01 MR 13/1 Nr. G71/2017 genehmigt.

Zwei männlichen Rhesusaffen mit den Bezeichnungen „O“ und „S“ werden unter Narkose in zwei einzelnen Operationen ein Kopfhalter und eine Elektrodenkammer von 14 mm Innendurchmesser über einem Bohrloch im Schädelknochen auf dem Schädel befestigt. Das Loch ist über einem bestimmten Hirnbereich gelegen. Während der Versuche sitzen die Tiere in einem Primatenstuhl in einem dunklen Raum, der Kopf ist an dem Kopfhalter fixiert. Die Augenbewegungen werden mit einem Video-Tracker aufgezeichnet.

Auf einem Bildschirm vor den Augen der Affen wird ein kleines rotes Quadrat gezeigt, das der Affe anstarren muss. Wenn das Objekt plötzlich an eine andere Position springt, muss der Affe seinen Blick auf die neue Position richten. Es gibt stationärer Quadrate und welche, die sich bewegen. Der Affe muss, sich bewegende Quadrate mit den Augen verfolgen. Macht das Tier alles „richtig“ gibt es etwas Flüssigkeit als „Belohnung“. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise erhalten die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten. Während die Affen die Aufgaben erfüllen, werden mit einem „hydraulischen Mikromanipulator“ Mikroelektroden durch die Elektrodenkammer in das Hirngewebe eingelassen, wo sie Nervenaktivitäten messen.

Am Ende der Experimente wird Affe „O“ getötet. Sein Hirn wird in Scheiben geschnitten und untersucht. Affe „S“ wird für weitere Experimente verwendet. Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Hessische Ministerium für Wissenschaft und Kunst gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Coding of interceptive saccades in parietal cortex of macaque monkeys

Autoren: Jan Churan (1,2)*, Andre Kaminiarz (1,2), Jakob C.B. Schwenk (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Brain Structure and Function 2021; 226: 2707-2723

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5482

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Umwelt- und Verbraucherschutzamt Köln unter der Nummer 576.1.36.6.G13/15 Be und durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) unter den Nummern 84-02.05.40.17.014 und 84-02.04.2015.A034 genehmigt. Die Mäuse stammen aus den Versuchstierzuchten Charles River, Taconic und Jackson Laboratories oder werden vom Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung in Köln zur Verfügung gestellt.

Mäuse werden gentechnisch verändert, so dass ihnen ein Protein fehlt, dass am Aufbau der sogenannten Extrazellulären Matrix, also der Substanz, die sich zwischen den einzelnen Zellen des Körpers befindet, beteiligt ist. Die gentechnisch veränderten Tiere und Tiere ohne die gentechnische Veränderung werden in verschiedenen Versuchen eingesetzt.

Für einen Teil der Tiere wird die Bewegungskoordination untersucht, indem sie für 3 Minuten auf eine rotierende Stange gesetzt werden, deren Drehbewegung sich beschleunigt. Der Versuch wird am Folgetag wiederholt und es wird gemessen, wann die Tiere sich nicht mehr auf der Stange halten können und herunterfallen.

Andere Mäuse werden über einen Zeitraum von 6 Wochen, 2 x täglich an 5 Tagen pro Woche für jeweils 15 Minuten auf ein Laufband gesetzt, welches sich in einer Geschwindigkeit von 8-24 Meter pro Minute bewegt. Die übliche Wander-Geschwindigkeit bei Menschen beträgt etwa 4 km/h, also rund 67 Meter pro Minute. Das ist zwar ca. die dreifache Geschwindigkeit, die die Mäuse im Versuch laufen müssen, allerdings sind Mäuse im Gegensatz zu Menschen nur wenige Zentimeter groß. Bei einem Teil der Tiere ist das Laufband geneigt, so dass sie bergab laufen. Tieren, die auf dem Laufband „trainiert“ wurden und „untrainierten“ Mäusen, die zum Teil gentechnisch verändert wurden, wird rote und blaue Farbe auf die Vorder- und Hinterpfoten aufgetragen. Dann müssen sie über ein Stück Papier laufen. Die entstehenden Pfoten-Abdrücke werden analysiert.

In einem anderen Versuch werden die Mäuse an ihrer Schwanzwurzel aufgehängt und ihr Verhalten wird aufgenommen. Es wird beobachtet, ob sie die Gliedmaßen abspreizen oder aneinanderklammern. Der Versuch wird 10 Mal wiederholt.

Bei einem Teil der Tiere wird die Dicke der Haut bestimmt. Dazu wird Mäusen verschiedenen Alters (am Tag der Geburt und im Alter von 4 Wochen und einem Jahr) Haut vom Rücken herausgeschnitten. Vermutlich werden die Tiere zuvor getötet. Von weiteren Mäusen werden im Alter von einem Jahr die Achillessehnen herausgeschnitten und untersucht.

Andere Tiere werden narkotisiert und rasiert (vermutlich auf dem Rücken), dann werden zwei Stücke Haut mit einem Durchmesser von jeweils 6 mm herausgestanzt. 4 Tage später wird die Wunde mit der umgebenden Haut herausgeschnitten. Vermutlich werden die Mäuse dafür oder im Anschluss getötet.

Andere, weibliche Mäuse werden im Alter von 8 bis 14 Wochen mit männlichen Tieren zusammengebracht, damit sie sich paaren. Der Erfolg der Paarung wird mit einer vaginalen Untersuchung festgestellt. Am nächsten Tag werden die schwangeren Tiere durch Genickbruch getötet, und die Gebärmutter wird herausgeschnitten. Die Embryonen werden durch Spülen der Eileiter mit einer Flüssigkeit gewonnen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Gentechnik

Originaltitel: Hemicentin 1 is an essential extracellular matrix component of the dermal–epidermal and myotendinous junctions

Autoren: Daniela Welcker (1), Cornelia Stein (1), Natalia Martins Feitosa (1), Joy Armistead (1,2), Jin Li Zhang (1), Steffen Lütke (3,4), Andre Kleinridders (5), Jens C. Brüning (5,6), Sabine A. Eming (1,2,6,7), Gerhard Sengle (2,3,4,8), Anja Niehoff (8,9), Wilhelm Bloch (10), Matthias Hammerschmidt (1,2,6)*

Institute: (1) Institut für Zoologie, Abteilung für Entwicklungsbiologie, Universität zu Köln, Zülpicher Straße 47b, 50674 Köln, (2) Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Köln, (3) Zentrum für Biochemie, Universität zu Köln, Köln, (4) Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Universität zu Köln, Köln, (5) Abteilung Neuronal Control of Metabolism, Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung, Köln, (6) Exzellenzcluster Cellular Stress Responses in Aging Associated Diseases (CECAD), Universität zu Köln, Köln, (7) Klinik und Poliklinik für Dermatologie und Venerologie, Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Universität zu Köln, Köln, (8) Cologne Center for Musculoskeletal Biomechanics (CCMB), Universität zu Köln, Köln, (9) Institut für Biomechanik und Orthopädie, Deutsche Sporthochschule Köln, Köln, (10) Institut für Kreislaufforschung und Sportmedizin, Deutsche Sporthochschule Köln, Köln

Zeitschrift: Scientific Reports 2021; 11: 17926

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5481

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter den Nummern 2018A320, 2012A424, 2011-025 und 50.15.015 und das Regierungspräsidium Gießen und Darmstadt unter den Nummern B2/318 und B2/311 genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse und solche, die gentechnisch nicht verändert wurden, eingesetzt. Weibliche Mäuse werden ab ihrem 21. Lebenstag entweder mit Standardfutter oder mit einem Futter, das zu viel Fett enthält und so zu Übergewicht führt, ernährt.

Die weiblichen Tiere aus den Fütterungsversuchen werden mit männlichen Tieren zusammengebracht, damit sie sich paaren. Der Erfolg der Paarung wird am nächsten Morgen durch eine vaginale Untersuchung festgestellt. Die Fütterung der schwangeren Tiere erfolgt weiterhin wie zuvor, entweder mit dem Standardfutter oder der fettreichen Futtermischung. Nach der Geburt der Jungtiere wird die Größe des Wurfs auf 6 Jungtiere pro Wurf vereinheitlicht. Wie dies geschieht, wird nicht erwähnt, vermutlich werden die überzähligen neugeborenen Mäuse getötet.

Von den Jungtieren wird eine Gewebeprobe vom Schwanz genommen, dafür wird vermutlich die Schwanzspitze abgeschnitten und damit die genetischen Eigenschaften der Tiere bestimmt. Die Jungtiere bleiben für 21 Tage bei ihren Müttern. Im Anschluss daran werden die männlichen Jungtiere mit einer Standardfuttermischung ernährt, bis sie 70 Tage alt sind. Das Schicksal der weiblichen Jungtiere wird nicht erwähnt.

Zusätzlich werden auch weitere gentechnisch veränderte Tiere eingesetzt, die zum Teil aus der Versuchstierzucht Jackson Laboratory (Bar Harbor, USA) oder vom Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung in Köln stammen. Die Mäuse werden miteinander verpaart. Von den Jungtieren wird eine Gewebeprobe vom Schwanz genommen, vermutlich wird dazu die Schwanzspitze abgeschnitten. Jungtiere, die über die gewünschten genetischen Eigenschaften verfügen, werden im Alter von 10 bis 12 Wochen eingesetzt.

Einem Teil der Mäuse wird an ihrem 50. Lebenstag ein Wirkstoff in eine Schwanzvene gespritzt. Anderen Tieren wird eine Flüssigkeit ohne Wirkstoff gespritzt. 20 Tage später wird die Lungenfunktion der Mäuse getestet. Dafür werden die Mäuse mit einer Spritze in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird ein Luftröhrenschnitt durchgeführt und ein Schlauch in die Luftröhre eingeführt und befestigt, zusätzlich wird eine Sonde in die Speiseröhre geschoben. Den Tieren werden verschiedene Konzentrationen eines Wirkstoffs verabreicht, der die Luftwege verengt. Im Anschluss an die Messungen der Lungenfunktion werden die Lungen herausgeschnitten, was zum Tod der Tiere führt.

Bei anderen Tieren wird die Herzfunktion gemessen. Dafür werden sie in einen speziellen Behälter gesetzt, in den ein gasförmiges Betäubungsmittel eingeleitet wird. Die Tiere werden in Rückenlage fixiert, die Brust der Tiere wird enthaart, und das Herz mittels Ultraschalls untersucht. Weitere Tiere werden ebenfalls mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Die Tiere werden intubiert, beatmet und in Rückenlage fixiert. Ein Katheter wird über eine Vene des Halses eingeführt und bis in die rechte Herzkammer geschoben. Danach wird ein anderer Katheter durch die Halsschlagader in die Hauptschlagader und die linke Herzkammer geschoben, um dort den Blutdruck zu messen. Bei einem Teil der weiblichen Mäuse und ihrem Nachwuchs wird vor der Paarung, am 21. sowie 70. Tag nach der Geburt ein Glukose-Toleranz-Test durchgeführt. Dafür müssen die Tiere 12 Stunden fasten und sie bekommen eine Zuckerlösung in die Bauchhöhle gespritzt. Zu verschiedenen Zeitpunkten (vor Injektion der Zuckerlösung, sowie nach 15, 30, 60 und 120 Minuten) wird den Tieren Blut aus der Schwanzvene entnommen und der Blutzuckerspiegel bestimmt.

Am Ende der Versuche werden die Mäuse durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert. Den Tieren wird eine Kanüle in das Herz gestoßen, durch die das Blut der Tiere herausfließt, woran sie sterben. Die Lungen und die Luftröhre werden herausgeschnitten und das Herz, die Nieren, das weiße Fettgewebe und die Leber werden entnommen.

Zusätzlich werden Versuche mit Zellen verschiedener Mäuse durchgeführt, für deren Gewinnung vermutlich weitere Tiere getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Marga und Walter Boll-Stiftung, die Stiftung Oskar-Helene-Heim, das Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC, Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln), das Programm Köln Fortune (Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln), das Graduiertenprogramm „Pharmakologie und Therapieforschung“ (Köln), die British Heart Foundation (Großbritannien) und The Academy of Medical Sciences (Großbritannien) gefördert.

Bereich: Übergewichtsforschung, Entwicklungsbiologie, Lungenforschung, Bluthochdruckforschung

Originaltitel: Maternal and perinatal obesity induce bronchial obstruction and pulmonary hypertension via IL-6-FoxO1-axis in later life

Autoren: Jaco Selle (1), Katharina Dinger (1,2), Vanessa Jentgen (1), Daniela Zanetti (3,4), Johannes Will (1), Theodoros Georgomanolis (5), Christina Vohlen (1,6,7), Rebecca Wilke (1), Baktybek Kojonazarov (7), Oleksiy Klymenko (7), Jasmine Mohr (1), Silke v. Koningsbruggen-Rietschel (8), Christopher J. Rhodes (9), Anna Ulrich (9), Dharmesh Hirani (1,2,7), Tim Nestler (10), Margarete Odenthal (2,10), Esther Mahabir (11), Sreenath Nayakanti (12), Swati Dabral (12), Thomas Wunderlich (2,13,14), James Priest (3), Werner Seeger (7,12,15), Jörg Dötsch (6), Soni S. Pullamsetti (7,12,15), Miguel A. Alejandre Alcazar (1,2,7,14,15)*

Institute: (1) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Experimentelle Pneumologie - Translationale Experimentelle Pädiatrie, Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Kerpener Straße 62, 50937 Köln, (2) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Köln, (3) Division of Cardiovascular Medicine, Department of Medicine, Stanford University School of Medicine, Stanford, USA, (4) Stanford Cardiovascular Institute, Stanford University, Stanford, USA, (5) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Cologne Center for Genomics (CCG), Universität zu Köln, Köln, (6) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Universität zu Köln, Köln, (7) Institute for Lung Health (ILH), University of Giessen and Marburg Lung Centre (UGMLC), Partner des Deutschen Zentrum für Lungenforschung (DZL), Gießen, (8) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Klinische Pneumologie und Allergologie, Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Universität zu Köln, Köln, (9) National Heart and Lung Institute, Hammersmith Campus, Imperial College London, London, Großbritannien, (10) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Institut für Pathologie, Universität zu Köln, Köln, (11) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Arbeitsgruppe Comparative Medicine, Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Köln, (12) Entwicklung und Umbau der Lunge (Abt. IV), Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Partner des Deutschen Zentrum für Lungenforschung (DZL), Bad Nauheim, (13) Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung, Köln, (14) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Cologne Excellence Cluster for Stress Responses in Ageing-Associated Diseases (CECAD), Universität zu Köln, Köln, (15) Medizinische Klinik II, Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Cardio-Pulmonary Institute (CPI), Justus-Liebig-Universität, Gießen

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 4352

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5480

Versuchsbeschreibung: Für die Versuche werden 7 Tage alte Mäuse eingesetzt. Die Elterntiere stammen aus der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld.

Gruppen von Mäusen werden drei verschiedene Wirkstoffe, entweder einzeln oder als Mischung aus zwei Wirkstoffen in die Bauchhöhle gespritzt. Von einem der Wirkstoffe ist bekannt, dass er das sich entwickelnde Gehirn der Jungtiere schädigt. Eine Gruppe der Tiere dient als Kontrolle, diesen Tieren wird eine wirkstofffreie Lösung gespritzt. Acht Stunden nach der Injektion werden die Tiere narkotisiert, ihnen wird der Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel ins Herz gestoßen. Durch die Nadel wird eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt, die das Blut verdrängt, so dass die Tiere sterben. Das Gehirn der Mäuse wird herausgeschnitten und in dünne Scheiben zerteilt feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Ingeborg Ständer-Stiftung, die Europäische Union, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und den Schweizerischen Nationalfonds (SNF) gefördert.

Bereich: Neuropharmakologie, Psychopharmakologie, Toxikologie, Neuropathologie

Originaltitel: Rapastinel alleviates the neurotoxic effect induced by NMDA receptor blockade in the early postnatal mouse brain

Autoren: Andrei Nicolae Vasilescu (1), Anne Mallien (1), Natascha Pfeiffer (1), Undine E. Lang (2), Peter Gass (1), Dragos Inta (1,2)*

Institute: (1) AG Psychiatrische Tiermodelle, Abteilung für Psychiatrie und Psychotherapie, Medizinische Fakultät Mannheim, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, J 5, 68159 Mannheim, (2) Universitäre Psychiatrische Kliniken Basel (UPK), Universität Basel, Basel, Schweiz

Zeitschrift: European Archives of Psychiatry and Clinical Neuroscience 2021; 271: 1587-1591

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5479

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer 35-9185-81-G-143-19 genehmigt. Es werden männliche gentechnisch veränderte Ratten und nicht gentechnisch veränderte Ratten eingesetzt. Die Ratten stammen aus der Zucht der Radboud University (Nijmegen, Niederlande). Die Tiere werden im Alter von 3 bis 4 Wochen zum Zentralinstitut für Seelische Gesundheit (Mannheim) transportiert. Im Alter von 11 Wochen werden die Ratten an zwei aufeinander folgenden Tagen Verhaltenstests unterzogen. Im sogenannten Open-Field-Test werden die Ratten einzeln auf eine beleuchtete, unbekannte Fläche der Maße 50 x 50 cm gesetzt. Dort werden für 30 Minuten ihre Bewegungen aufgezeichnet. Es wird beobachtet, wie oft sie sich an den Rändern der Fläche oder in ihrem Zentrum aufhalten. Dabei wird beobachtet, dass sich die gentechnisch veränderten Ratten mehr bewegen, was als Hyperaktivität interpretiert wird. Außerdem verbringen diese Tiere mehr Zeit am Rand der Fläche und laufen im Kreis.

Im sogenannten Präpulsinhibitions-Test werden die Ratten einzeln in eine Versuchskammer gesetzt und ihnen wird ein Rauschen vorgespielt. Die Lautstärke wird kurz auf 115 Dezibel erhöht, was der Lautstärke einer Rockband entspricht. Vor dem Erhöhen auf 115 Dezibel werden den Ratten verschieden laute Töne von 72 – 84 Dezibel vorgespielt. Gemessen wird, wie stark die Tiere erschrecken. Der Test wird 10 Mal durchgeführt.

Sieben Tage nach den Verhaltenstests werden die Ratten mit verschiedenen bildgebenden Verfahren untersucht, wofür sie in Narkose versetzt werden. Dabei wird beobachtet, dass bei den gentechnisch veränderten Tieren verschiedene Areale des Gehirns kleiner oder größer sind als bei den gentechnisch nicht veränderten Tieren. Am Ende der Versuche werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Europäische Union, die Hector Stiftung II, die Klaus Tschira Stiftung, die Firma Lundbeck A/S (Kopenhagen, Dänemark), den Schweizer Wissenschaftspreis Prix Roger de Spoelberch und das Land Baden-Württemberg gefördert.

Bereich: Psychiatrie, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Dopamine transporter silencing in the rat: systems-level alterations in striato-cerebellar and prefrontal-midbrain circuits

Autoren: Jonathan R. Reinwald (1,2,3)*, Natalia Gass (1), Anne S. Mallien (2,4), Alexander Sartorius (1,2), Robert Becker (1,5), Markus Sack (1), Claudia Falfan-Melgoza (1), Christian Clemm von Hohenberg (1), Damiana Leo (6), Natascha Pfeiffer (4), Anthonieke Middelman (7), Andreas Meyer-Lindenberg (2), Judith R. Homberg (7), Wolfgang Weber-Fahr (1), Peter Gass (2,4)

Institute: (1) Arbeitsgruppe Translationales Imaging, Abteilung Neuroimaging, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, J 5, 68159 Mannheim, (2) Abteilung für Psychiatrie und Psychotherapie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (3) AG Systemische Neurowissenschaften und Psychische Gesundheit, Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (4) AG Psychiatrische Tiermodelle, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (5) Zentrum für Innovative Psychiatrie- und Psychotherapieforschung, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (6) Department of Neurosciences, University of Mons, Mons, Belgien, (7) Centre for Neuroscience, Department of Cognitive Neuroscience, Donders Institute for Brain, Cognition, and Behaviour, Radboud University Nijmegen Medical Centre, Nijmegen, Niederlande

Zeitschrift: Molecular Psychiatry 2022; 27: 2329-2339

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5478

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde unter den Nummern G-40/19 und G-73/18 genehmigt. Es werden Mäuse, welche ein menschliches Gen tragen, und deren Geschwister ohne dieses Gen, eingesetzt. Mäuse mit dem menschlichen Gen entwickeln spontan Hautkrebs und Metastasen in den Lymphknoten und Lungen sowie in der Leber, dem Gehirn und Knochenmark. Zur Verfügung gestellt werden die Tiere von Dr. I Nakashima (Chubu University, Aichi, Japan). Die Tiere werden in der Universitätsmedizin Mannheim gehalten und sind zum Zeitpunkt der Versuche 6 bis 12 Wochen alt. Sobald erste Zeichen für die Bildung von Hautkrebs bei den Tieren beobachtet werden, werden die Mäuse in zwei Gruppen eingeteilt.

Den Mäusen der einen Gruppe wird über einen Zeitraum von 4 Wochen zweimal wöchentlich ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Den Tieren der anderen Gruppe wird eine Flüssigkeit ohne den Wirkstoff gespritzt. Über einen Zeitraum von 100 Tagen werden die Mäuse beobachtet. Drei Wochen nach Beginn der Wirkstoffgabe wird ein Teil der Tiere auf nicht genannte Weise getötet. Der Tumor wird herausgeschnitten und untersucht. Sobald die verbleibenden Tiere bestimmte Kriterien erfüllen, welche nicht beschrieben werden, werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet. Alle Mäuse bis auf eine sterben innerhalb des Beobachtungszeitraums. Dann wird vermutlich auch die letzte Maus getötet. Zusätzlich werden Versuche mit Mäuse-Zellen durchgeführt, für deren Gewinnung vermutlich weitere Tiere getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), und den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: STAT3 inhibitor Napabucasin abrogates MDSC immunosuppressive capacity and prolongs survival of melanoma-bearing mice

Autoren: Rebekka Bitsch (1,2,3), Annina Kurzay (1,2,3), Feyza Özbay Kurt (1,2,3,4), Carolina De La Torre (5), Samantha Lasser (1,2,3,4), Alisa Lepper (1,2,3), Alina Siebenmorgen (1,2,3), Verena Müller (1), Peter Altevogt (1,2,3), Jochen Utikal (1,3), Viktor Umansky (1,2,3)*

Institute: (1) Hautkrebszentrum, Klinik für Dermatologie, Venerologie und Allergologie, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Universitätsmedizin Mannheim, Theodor-Kutzer-Ufer 1-3, 68135 Mannheim, (2) Mannheim Institute for Innate Immunoscience (MI3), Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (3) DKFZ-Hector Krebsinstitut, Universitätsmedizin Mannheim, Mannheim, (4) Fakultät für Biowissenschaften, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Heidelberg, (5) NGS Core Facility, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Journal for ImmunoTherapy of Cancer 2022; 10: e004384

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5477

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt, und Verbraucherschutz (LANUV, Nordrhein-Westfalen) unter der Nummer 84-02.04.2017.A172 genehmigt. Die Mäuse stammen aus der Zucht der Zentralen Einrichtung für Tierforschung der Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf, wo die Versuche auch stattfinden. Es werden ausschließlich männliche Mäuse eingesetzt, die zum Zeitpunkt der Versuche 12 Wochen alt sind.

Die Tiere werden in drei Gruppen eingeteilt. Die Tiere zweier Gruppen werden mit einer Spritze in die Bauchhöhle in Narkose versetzt, intubiert und beatmet. Bei den Tieren der ersten Gruppe (33 Tiere) wird die rechte Halsschlagader freigeschnitten. Ein feiner Draht wird in die Ader eingeführt und bis hinter die Herzklappe geschoben. Dort wird der Draht gedreht, wodurch das Gewebe verletzt wird. Diese Verletzung heilt später unter Bildung von Verdickungen so ab, dass eine Verengung der Aortenklappe (Stenose) hervorgerufen wird, welche den Blutfluss behindert. Nach Setzen der Verletzung wird die Halsschlagader und die darüberliegende Haut vernäht. Bei der zweiten Gruppe (27 Tiere) wird ebenfalls ein Draht eingeführt, der aber nicht bis hinter die Aortenklappe geschoben wird, sondern noch vor der Klappe gedreht wird. Die Tiere der dritten Gruppe (9 Tiere) werden nicht operiert. Den operierten Mäusen wird 3 Tage lang alle 6 bis 8 Stunden Schmerzmittel unter die Haut gespritzt. Bei zwei Mäusen schließen die Herzklappen nach der Operation nicht mehr genügend (Klappeninsuffizienz), sie werden aus der Studie ausgeschlossen. Ihr weiteres Schicksal wird nicht beschrieben.

4 Wochen nach der Operation werden die Tiere erneut narkotisiert und mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Die Untersuchung dauert ca. 45 Minuten. Ein Teil der Tiere wird mit einem anderen bildgebenden Verfahren untersucht, für das sie ebenfalls narkotisiert werden und ihnen zusätzlich ein Kontrastmittel in die Bauchhöhle gespritzt wird. Bei anderen Mäusen wird ein Herzultraschall durchgeführt. Auch dafür werden die Mäuse narkotisiert.

Nach Durchführung der bildgebenden Verfahren werden die Tiere getötet. Dazu werden die Mäuse noch in Narkose ausgeblutet, indem eine Kanüle ins Herz gestochen wird. Das Herz wird herausgeschnitten und tiefgefroren oder an eine Apparatur angeschlossen, in der es für weitere Untersuchungen mit einer Nährlösung durchspült und am Leben und Schlagen gehalten wird.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Forschungskommission der Medizinischen Fakultät der Heinrich-Heine-Universität gefördert.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Multiparametric MRI identifies subtle adaptations for demarcation of disease transition in murine aortic valve stenosis

Autoren: Christine Quast (1), Frank Kober (2), Katrin Becker (1), Elric Zweck (1), Jasmina Hoffe (1), Christoph Jacoby (1), Vera Flocke (3), Isabella Gyamfi Poku (1), Fabian Keyser (1), Kerstin Piayda (1), Ralf Erkens (1), Sven Niepmann (4), Matti Adam (5), Stephan Baldus (5), Sebastian Zimmer (4), Georg Nickenig (4), Maria Grandoch (6), Florian Bönner (1), Malte Kelm (1,7), Ulrich Flögel (1,3,7)*

Institute: (1) Cardiovascular Research Laboratory, Klinik für Kardiologie, Pneumologie und Angiologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Düsseldorf, (2) Aix Marseille Université, Centre national de la recherche scientifique (CNRS), Center for Magnetic Resonance in Biology and Medicine (CRMBM), Marseille, Frankreich, (3)* Experimental Cardiovascular Imaging, Institut für Molekulare Kardiologie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Universitätsstraße 1, 40225 Düsseldorf, (4) Herzzentrum Bonn, Medizinische Klinik und Poliklinik II – Innere Medizin, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (5) Klinik für Kardiologie, Uniklinik Köln, Köln, (6) Institut für Pharmakologie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (7) CARID, Cardiovascular Research Institute Düsseldorf, Düsseldorf

Zeitschrift: Basic Research in Cardiology 2022; 117: 29

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5476

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) unter der Nummer 50.05-230-7/06 genehmigt. Es werden 4 Foxhounds beiderlei Geschlechts eingesetzt, zum Zeitpunkt der ersten Operation sind die Hunde 12 Monate alt und wiegen 32 kg.

Die Hunde werden in Narkose versetzt und beatmet. Auf beiden Seiten des Unterkiefers werden alle Backenzähne gezogen, also 8 Zähne bei jedem Hund. Seitlich im Bereich der gezogenen Zähne wird das Zahnfleisch aufgeschnitten und auf jeder Seite des Unterkiefers 4 Löcher der Maße 15 x 10 x 3 mm in den Unterkiefer gefräst. Im Anschluss werden die Wunden vernäht.

3 Monate später werden die Tiere erneut narkotisiert und beatmet. Das Zahnfleisch wird aufgeschnitten und der Unterkiefer freigelegt. Die zuvor eingebrachten Löcher werden mit einer Fräse geglättet und mit einem Bohrer werden neue Löcher in die Defekte gebohrt. Danach werden verschiedene Knochenstücke, die entweder vom Menschen oder vom Rind stammen und zuvor konserviert wurden, in die Löcher gesetzt und mit je einer Schraube befestigt. Jeder Hund erhält dabei beide Sorten Knochenstücke. Ein Teil der Knochenstücke wird mit einer Membran beschichtet, die aus dem Herzbeutel von Rindern gewonnen wurde. Anschließend wird die Wunde vernäht. In der Folge gehen 4 der eingesetzten 32 Knochenstücke aufgrund von Infektionen verloren, ein weiteres Knochenstück geht aufgrund mechanischer Instabilität verloren. Es wird nicht erwähnt, wie viele Hunde davon betroffen sind.

6 Monate später werden die Hunde mit einem Tötungsmittel getötet. Die Unterkieferknochen werden herausgeschnitten und untersucht. Dabei wird kaum neu gebildeter Knochen gefunden.

Bereich: Kieferchirurgie, Wiederherstellungschirurgie, Biomaterial-Forschung

Originaltitel: The use of solvent-preserved human and bovine cancellous bone blocks for lateral defect augmentation - an experimental controlled study in vivo

Autoren: Lara Schorn (1)*, Tim Fienitz (2), Kathrin Berndsen (3), Norbert R. Kübler (1), Henrik Holtmann (4), Daniel Rothamel (1,2)

Institute: (1) Klinik für Mund-, Kiefer- und Plastische Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf, (2) Poliklinik für Zahnärztliche Chirurgie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Düsseldorf, (3) Klinik für Mund-, Kiefer- und Plastische Gesichtschirurgie, Uniklinik Köln, Köln, (4) Klinik für Mund-Kiefer-Gesichtschirurgie, Evangelisches Krankenhaus Bethesda, Mönchengladbach

Zeitschrift: Head & Face Medicine 2021; 17: 21

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5475

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 18/2020 genehmigt, die Genehmigung erfolgt vermutlich durch das Landesamt für Verbraucherschutz, Saarbrücken. Es werden 10 Kaninchen der Rasse Weiße Neuseeländer eingesetzt.

Die rechte Halsschlagader der Tiere wird unter Narkose freigeschnitten und ihnen wird ein blutverdünnendes Medikament gespritzt. Das Blutgefäß wird auf 1 bis 2 mm aufgeschnitten und durch das Loch ein feiner Schlauch in die Ader geschoben. Durch diesen Schlauch wird ein Kontrastmittel gegeben und ein Ballon in das Gefäß eingeführt und aufgepumpt, so dass die Ader verschlossen wird. Es wird ein aus Schweinen gewonnenes Enzym in das verschlossene Blutgefäß gespritzt und 20 Minuten gewartet. Im Anschluss wird der Ballon geleert und aus der Ader gezogen. Das Gefäß wird abgebunden und die Haut vernäht. Durch die Einwirkung des Enzyms erweitert sich der Stumpf der Ader sackartig und bildet so ein Aneurysma.

Nach mindestens 3 Wochen werden die Tiere erneut in Narkose versetzt und erhalten während des Eingriffes blutverdünnende Mittel. Durch einen Einschnitt im Oberschenkel wird eine Arterie freigelegt, in die ein feiner Schlauch geschoben wird. Über diesen Schlauch wird ein Katheter bis zu der Ader mit dem Aneurysma vorgeschoben und dieses mittels eines bildgebenden Verfahrens untersucht. Danach wird erneut ein Katheter in das Aneurysma geschoben und dieses mit einem Ballon verschlossen. Dann wird eine Flüssigkeit in das Aneurysma gespritzt, welche dieses ausfüllt und sich dort verfestigt. Der Ballon wird entfernt, erneut ein Katheter zu dem nun gefüllten Aneurysma geführt und die Ader mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Nach Entfernung der Katheter wird das Oberschenkelgefäß und die darüberliegende Haut vernäht. Zwei der Tiere sterben an der Folge dieses Eingriffs.

4 Wochen später werden die verbleibenden Kaninchen erneut in Narkose versetzt, eine Oberschenkelarterie wird freigelegt, durch die ein Katheter bis zum Aneurysma geschoben wird. Der Verschluss des Aneurysmas wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dann werden die Tiere mit einer Überdosis eines Narkosemittels getötet. Das Aneurysma und umgebendes Gewebe werden herausgeschnitten und untersucht.

Bereich: Gefäßforschung, Herz-Kreislauf-Chirurgie

Originaltitel: Treatment of experimental aneurysms with a GPX embolic agent prototype: preliminary angiographic and histological results

Autoren: Frederik Fries (1), Toshiki Tomori (1), Walter J Schulz-Schaeffer (2), Joshua Jones (3), Umut Yilmaz (1), Michael Kettner (1), Andreas Simgen (1), Wolfgang Reith (1), Ruben Mühl-Benninghaus (1)*

Institute: (1) Klinik für Diagnostische und Interventionelle Neuroradiologie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät der Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße, Gebäude 90, 66421 Homburg/Saar, (2) Institut für Neuropathologie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät der Universität des Saarlandes, Homburg/Saar, (3) Engineering and Development, FLUIDX Medical Technology, Salt Lake City, USA

Zeitschrift: Journal of NeuroInterventional Surgery 2022; 14: 286-290

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5474

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Verbraucherschutz, Saarbrücken, unter der Nummer 10/2019 genehmigt. Es werden Mäuse eingesetzt, die gentechnisch so verändert wurden, dass ihre Zellen mit einem grün fluoreszierenden Eiweißstoff markiert sind. Diese Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory (Bar Harbor, USA). Von diesen Mäusen wird Fettgewebe gewonnen, und zwar vom Nebenhoden und Unterhautfettgewebe. Die genaue Prozedur wird nicht beschrieben, vermutlich werden die Tiere zuvor getötet.

Aus dem Fettgewebe werden nach zwei unterschiedlichen Protokollen kleine Bruchstücke von Blutgefäßen gewonnen, die genauer charakterisiert werden. Ein Teil dieser Blutgefäß-Fragmente wird auf ein poröses Trägermaterial aufgetragen.

Eine weitere Gruppe von Mäusen stammt aus der Zucht des Instituts für Klinisch-Experimentelle Chirurgie (Homburg/Saar). Diese Tiere werden mit einer Injektion in die Bauchhöhle in Narkose versetzt. Dann wird an ihnen eine sogenannte Rückenhautkammer befestigt. Diese besteht aus zwei Metallrahmen. Die Rückenhaut der Mäuse wird gespannt und von beiden Seiten zwischen den fest verschraubten Metallrahmen geklemmt. Die Rahmen ergeben ein Beobachtungsfenster, in dem durch die extrem gespannte Haut die Blutgefäße der Tiere beobachtet werden können. 2 Tage nach diesem Eingriff werden die Mäuse erneut narkotisiert und innerhalb des Beobachtungsfensters wird auch aus der verbleibenden Haut ein Stück herausgestanzt, so dass in der Haut ein Loch von 4 mm Durchmesser entsteht. In dieses Loch wird das Trägermaterial gesetzt, auf dem zuvor die Blutgefäß-Fragmente ausgesät wurden. Die Rückenhautkammer wird mit einem dünnen Glas verschlossen und die eingesetzten Blutgefäßfragmente unter dem Mikroskop untersucht. Am 3., 6., 10. und 14. Tag nach diesem Eingriff werden die Tiere erneut in Narkose versetzt und der behandelte Rückenhautteil mikroskopisch betrachtet. Dann wird den Tieren ein Farbstoff in die hinter dem Augapfel liegenden Venen gespritzt und es erfolgt eine weitere Untersuchung mit einem speziellen Mikroskop.

Am 14. Tag nach dem Stanzen des Loches in ihrer Haut werden die Mäuse durch Genickbruch getötet. Die innerhalb der Rückenhautkammer befindliche Haut wird herausgeschnitten und in weiteren Untersuchungen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tissue Engineering, Biomaterialforschung,

Originaltitel: Vascularization of microvascular fragment isolates from visceral and subcutaneous adipose tissue of mice

Autoren: Thomas Später (1), Julia E. Marschall (1), Lea K. Brücker (1), Ruth M. Nickels (1), Wolfgang Metzger (2), Michael D. Menger (1), Matthias W. Laschke (1)*

Institute: (1) Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät der Universität des Saarlandes, Geb. 65/66, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar, (2) Klinik für Unfall-, Hand- und Wiederherstellungschirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät der Universität des Saarlandes, Homburg/Saar

Zeitschrift: Tissue Engineering and Regenerative Medicine 2022; 19(1): 161-175

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5473

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Stelle im Saarland genehmigt. Vermutlich handelt es sich um das Landesamt für Soziales, Gesundheit und Verbraucherschutz Saarland. Die männlichen Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld) und sind zu Beginn der Versuche 8 Wochen alt. Die Tiere werden in zwei Gruppen aufgeteilt, eine der Gruppen wird einer Ganzkörperbestrahlung unterzogen.

Die Tiere werden dafür an 5 aufeinanderfolgenden Tagen in einen Plexiglaszylinder gesteckt, der in einem Bestrahlungsgerät platziert wird. Dort werden sie einer Strahlendosis von 2 Gray pro Tag unterzogen. 2 Gray entspricht in etwa der Strahlendosis, die Patienten mit einer Krebserkrankung bei einer einzelnen Bestrahlung erhalten. Bei menschlichen Patienten führt dies zu Nebenwirkungen wie Übelkeit und Erbrechen, Schmerzen sowie einem Mangel an roten und weißen Blutzellen; über Nebenwirkungen bei den Mäusen wird in der vorliegenden Veröffentlichung nichts berichtet.

Nach 3 Tagen, einer Woche und 3 Wochen wird je einem Teil der Tiere beider Gruppen ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Dann wird Haut vom Rücken der Mäuse herausgeschnitten und untersucht. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie getötet. Zusätzlich zu den Versuchen an Mäusen werden Versuche mit menschlicher Vorhaut durchgeführt, welche ebenfalls bestrahlt wird.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Krebshilfe und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) unterstützt.

Bereich: Radiologie, Strahlenmedizin

Originaltitel: Cultured human foreskin as a model system for evaluating ionizing radiation-induced skin injury

Autoren: Yanick Hippchen (1), Gargi Tewary (1), Daniela Jung (1), Zoé Schmal (1), Stephan Meessen (2), Jan Palm (1), Claudia E. Rübe (1)*

Institute: (1) Klinik für Strahlentherapie und Radioonkologie, Universitätsklinikum des Saarlandes, Kirrberger Straße, Gebäude 6.5, 66421 Homburg/Saar, (2) Klinik für Urologie, Klinikum Saarbrücken, Saarbrücken

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2022; 23: 9830

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5472

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Soziales, Gesundheit und Verbraucherschutz Saarland unter der Nummer 17/2011 genehmigt. Die weiblichen Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld und sind zu Beginn der Versuche 6 Wochen alt. Die Mäuse werden in zwei Gruppen eingeteilt. Die Tiere der einen Gruppe erhalten 6-9 Monate lang ein Standardfutter, die Tiere der zweiten Gruppe erhalten ein Futter, das zu wenig Vitamin D enthält. Die Tiere werden auf nicht genannte Weise getötet und ihre Gehirne für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Universität des Saarlandes gefördert.

Bereich: Ernährungswissenschaft, Neurobiochemie

Originaltitel: Impact of vitamin D3 deficiency on phosphatidylcholine-/ethanolamine, plasmalogen-, lyso-phosphatidylcholine-/ethanolamine, carnitine- and triacyl glyceride-homeostasis in neuroblastoma cells and murine brain

Autoren: Anna Andrea Lauer (1), Lea Victoria Griebsch (1), Sabrina Melanie Pilz (1), Daniel Janitschke (1), Elena Leoni Theiss (1), Jörg Reichrath (2), Christian Herr (3), Christoph Beisswenger (3), Robert Bals (3), Teresa Giovanna Valencak (4,5), Dorothea Portius (6), Heike Sabine Grimm (1), Tobias Hartmann (7), Marcus Otto Walter Grimm (1,7,8)*

Institute: (1) Experimentelle Neurologie, Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße 1, 66421 Homburg/Saar, (2) Klinik für Dermatologie, Universitätsklinikum des Saarlandes, Homburg/Saar, (3) Klinik für Innere Medizin V - Pneumologie, Allergologie, Beatmungs- und Umweltmedizin, Universitätsklinikum des Saarlandes, Homburg/Saar, (4) Fachbereich Biowissenschaften, Paris Lodron Universität Salzburg, Salzburg, Österreich, (5) College of Animal Sciences, Zijingang Campus, Zhejiang University, Hangzhou, China, (6) Ernährungstherapie und Ernährungsberatung, Campus Gera, SRH Hochschule für Gesundheit, Gera, (7) Deutsches Institut für Demenzprävention, Universität des Saarlandes, Homburg/Saar, (8) Ernährungstherapie und Ernährungsberatung, Campus Rheinland, SRH Hochschule für Gesundheit, Leverkusen

Zeitschrift: Biomolecules 2021; 11: 1699

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5471

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen genehmigt. Es werden verschiedene gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt, die von anderen Arbeitsgruppen der Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf zur Verfügung gestellt werden oder aus der Tierversuchszucht Jackson Laboratory stammen. Zusätzlich werden die verschiedenen Mäuse miteinander gekreuzt, um Tiere mit der gewünschten genetischen Veränderung zu erhalten.

Für die Versuche werden ausschließlich männliche Mäuse eingesetzt, die 2 bis 6 Monate alt sind. Den Tieren wird an 5 aufeinanderfolgenden Tagen ein Wirkstoff gespritzt, der je nach gentechnischer Veränderung der Tiere dafür sorgt, dass bestimmte Gene an- oder ausgeschaltet werden. 21 Tage später wird ein Teil der Tiere narkotisiert und durch Ausbluten getötet. Blut und Organe der Tiere werden in weiteren Untersuchungen eingesetzt. Andere Tiere werden durch Injektion eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird das Herz herausgeschnitten (wodurch die Mäuse sterben) und außerhalb des Körpers mit einer Nährlösung durchspült und untersucht.

Bei einer Gruppe der Tiere wird ein Herzinfarkt simuliert. Dazu wird den Mäusen ein Wirkstoff verabreicht, 30 Minuten später werden die Mäuse in Narkose versetzt, intubiert und beatmet. Das Herz der Tiere wird mittels Ultraschalls untersucht. Anschließend wird der Brustkorb geöffnet und eine der Arterien des Herzens für 45 Minuten abgebunden. Dann wird der Blutfluss durch die Arterie wieder zugelassen. Die Tiere erhalten im Anschluss alle 8 Stunden Medikamente, die ihnen unter die Haut gespritzt werden. Nach 24 Stunden werden die Tiere erneut in Narkose versetzt, ihr Herz wird mittels Ultraschalls untersucht, der Brustkorb aufgeschnitten, das Herz entnommen, eingefroren und in Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Forschungskommission der Medizinischen Fakultät der Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf gefördert.

Bereich: Herz-Kreislaufforschung, Molekularbiologie

Originaltitel: Red blood cell eNOS is cardioprotective in acute myocardial infarction

Autoren: Miriam M. Cortese-Krott (1,3,4)*, Tatsiana Suvorava (1,3), Francesca Leo (1), Sophia K. Heuser (1), Anthea LoBue (1), Junjie Li (1), Stefanie Becher (3), Rebekka Schneckmann (2), Tanu Srivrastava (2), Ralf Erkens (3), Georg Wolff (3), Joachim P. Schmitt (2), Maria Grandoch (2), Jon O. Lundberg (4), John Pernow (5), Brant E. Isakson (6), Eddie Weitzberg (4), Malte Kelm (3,7)

Institute: (1) Myocardial Infarction Research Laboratory, Klinik für Kardiologie, Pneumologie und Angiologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf, Universitätsstraße 1, 40225 Düsseldorf, (2) Institut für Pharmakologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (3) Cardiovascular Research Laboratory, Klinik für Kardiologie, Pneumologie und Angiologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (4) Department of Physiology and Pharmacology, Karolinska Institute, Stockholm, Schweden, (5) Department of Cardiology, Karolinska Institute, Stockholm, Schweden, (6) Robert M. Berne Cardiovascular Research Center, Department of Molecular Physiology and Biophysics, University of Virginia School of Medicine, Charlottesville, USA, (7) CARID, Cardiovascular Research Institute Düsseldorf, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf

Zeitschrift: Redox Biology 2022; 54: 102370

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5470

Versuchsbeschreibung: Genehmigt wird die Studie vom Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer AZ:35-9185.81/G-227/20. Die männlichen, 72 Tage alten Ratten stammen aus der eigenen Zucht des Zentralinstituts für Seelische Gesundheit der Medizinischen Fakultät Mannheim.

Zunächst wird zur Simulierung einer Alkoholabhängigkeit den Tieren 10 Wochen lang Wasser, sowie Alkohol (Ethanol) in 3 verschiedenen Konzentrationen (5 %, 10 % und 20 %) angeboten. In den anschließenden 14 Tage können die Tiere nur Wasser trinken, gefolgt von einer weiteren Phase mit Alkohol. Insgesamt durchlaufen die Tiere 7 Phasen mit angebotenem Alkohol in verschiedenen Konzentrationen (außer der ersten „Einführung“ jeweils etwa 4 Wochen dauernd), unterbrochen von je ca. 7-14 Tagen ohne Alkohol. Dadurch werden die Ratten alkoholabhängig gemacht.

Während der 6. „Alkoholphase“ wird einigen der Ratten verschiedene Konzentrationen von Chinin beigefügt. Dies ist ein Bitterstoff, von dem aus früheren Versuchen bekannt ist, dass Versuchstiere dadurch weniger Alkohol zu sich nehmen. Auch während der 7. Phase bekommen einige Tiere während der ersten 3 Tage Chinin in den Alkohol gemischt.

Während der gesamten Experimente wird das Trinkverhalten und die Bewegung der Tiere mittels verschiedener Sensoren dokumentiert. Was mit den Tieren im Anschluss an die Versuche geschieht, wird nicht erwähnt. Vermutlich werden sie getötet.

Die Studie wurde finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und dem Bundesministerium für Bildung und Forschung.

Bereich: Alkoholforschung

Originaltitel: Alcohol solution strength preference predicts compulsive-like drinking behavior in rats

Autoren: Jerome C. Foo (1), Marcus W. Meinhardt (2,3), Ivan Skorodumov (2), Rainer Spanagel (2)*

Institute: (1) Genetische Epidemiologie in der Psychiatrie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, J5, 68159 Mannheim, (2)* Institut für Psychopharmakologie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, J5, 68159 Mannheim, (3) Molekulares Neuroimaging, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Alcoholism Clinical & Experimental Research 2022; 46: 1710-1719

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5469

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Regierungspräsidium Karlsruhe (Nr. G142-19). In der Studie werden 6 Wochen alte männliche Ratten verwendet, die aufgrund einer Genmutation zu Fettleibigkeit neigen, sowie gesunde Tiere als Kontrolle. Herkunft der Ratten sind die Charles River Laboratories (Châtillon, Frankreich). Die sozialen Tiere werden zu zweit gehalten und zunächst 6 Wochen lang mit einer fettreichen Nahrung gefüttert, um einen Diabetes vom Typ 2 auszulösen. Regelmäßig wird das Gewicht kontrolliert und 1 x pro Woche auf nicht genannte Weise Blut zur Bestimmung des Blutzuckerspiegels genommen. Für die eigentlichen Versuche werden nur Tiere verwendet, die einen bestimmten Level erreicht haben, so dass sie als „an Diabetes erkrankt“ gelten.

Im Alter von 12 Wochen wird den Ratten unter Narkose mit einer Biopsie Stanze hinter den Schulterblättern im Rückenbereich zwei 8 mm große Hautstücke entfernt. Die Ratten werden in 3 Gruppen eingeteilt. Die Wunden werden je nach Gruppe entweder unbehandelt gelassen, mit Gewebekleber oder mit Gewebekleber, der mit menschlichen Stammzellen vermischt wurde, versehen. Anschließend werden die Wunden mit einem Verband abgedeckt, der jeden zweiten Tag gewechselt wird. Bei einigen Tieren wird dabei zum Teil erneut Gewebekleber plus Stammzellen auf die Wunde aufgebracht. Für 4 Tage nach der Operation bekommen die Ratten Schmerzmittel unter die Haut gespritzt. An verschiedenen Tagen, spätestens jedoch 14 Tage nach der Operation, werden die Tiere in Narkose gelegt und durch Spritzen von Narkosemittel direkt ins Herz getötet. Der Bereich der Wunden und verschiedene Organe werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Finanziell unterstützt wurde die Studie vom DRK-Blutspendedienst Baden-Württemberg – Hessen und der Deutschen Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Diabetesforschung, Wundheilung

Originaltitel: Pooled human bone marrow-derived mesenchymal stromal cells with defined trophic factors cargo promote dermal wound healing in diabetic rats by improved vascularization and dynamic recruitment of M2-like macrophages

Autoren: Hélène Willer (1,2), Gabriele Spohn (3), Kimberly Morgenroth (3), Corinna Thielemann (1), Susanne Elvers-Hornung (1), Peter Bugert (1), Bruno Delorme (4), Melanie Giesen (4), Thomas Schmitz-Rixen (5), Erhard Seifried (3), Christiane Pfarrer (2), Richard Schäfer (3,6,7), Karen Bieback (1,8,9)*

Institute: (1) Institut für Transfusionsmedizin und Immunologie, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg, DRK-Blutspendedienst Baden-Württemberg - Hessen gGmbH, Friedrich-Ebert-Str. 107, 68167 Mannheim, (2) Anatomisches Institut, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (3) Institut für Transfusionsmedizin und Immunhämatologie, DRK-Blutspendedienst Baden-Württemberg - Hessen gGmbH, Frankfurt am Main, (4) Macopharma, Mouvaux, Frankreich, (5) Deutsche Gesellschaft für Chirurgie, Berlin, (6) Institut für Transfusionsmedizin und Gentherapie, Universitätsklinikum Freiburg, Universität Freiburg, Freiburg, (7) Centrum für Chronische Immundefizienz (CCI), Universitätsklinikum Freiburg, Universität Freiburg, (8) Mannheim Institute for Innate Immunoscience (MI3), Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim, (9) FlowCore Mannheim, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2022; 19 (13): 976511

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5468

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer 2347-33-2019 genehmigt. Die männlichen Mäuse stammen aus der Zucht des Deutschen Institut für Ernährungsforschung (DIfE) in Potsdam Rehbrücke und sind zum Zeitpunkt des Beginns der Versuche 5 Wochen alt. Es werden zwei verschiedene Stämme verwendet, die beide zu Übergewicht neigen, sich aber in ihrer Neigung Diabetes zu entwickeln unterscheiden. Die Tiere werden 13 Wochen lang mit einer Kohlenhydrat-freien, fettreichen Futtermischung ernährt. Dann werden die Tiere in verschiedene Gruppen eingeteilt. Eine Gruppe erhält zwei Tage lang weiterhin die Kohlenhydrat-freie Nahrung, die andere Gruppe erhält für zwei Tage eine fettreiche Futtermischung mit einem hohen Kohlenhydrat-Anteil von 40%, worauf die Tiere mit einem hohen Blutzucker reagieren. Die Tiere werden auf nicht genannte Art getötet und es werden Proben aus ihrer Bauchspeicheldrüse entnommen und untersucht. Zusätzlich wird mindestens eine weitere Maus, die nicht in die Fütterungsversuche eingeschlossen war, getötet, um Zellen aus ihrer Bauchspeicheldrüse zu gewinnen.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das Land Brandenburg gefördert.

Bereich: Diabetes-Forschung, Ernährungswissenschaften, Genetik

Originaltitel: Heterogeneous development of ?-cell populations in diabetes-resistant and -susceptible mice

Autoren: Pascal Gottmann (1,2), Thilo Speckmann (1,2), Mandy Stadion (1,2), Erika Zuljan (1,2), Heja Aga (1,2), Michael Sterr (2,3,4), Maren Büttner (2,5,6), Patrícia Martínez Santos (1), Markus Jähnert (1,2), Stefan R. Bornstein (7,8), Fabian J. Theis (5,6,9), Heiko Lickert (2,3,4), Annette Schürmann (1,2,10)*

Institute: (1) Abteilung für Experimentelle Diabetologie (DIAB), Deutsches Institut für Ernährungsforschung (DIfE) Potsdam Rehbrücke, Arthur-Scheunert-Allee 114-116, 14558 Nuthetal, (2) Deutsches Zentrum für Diabetesforschung (DZD), Neuherberg, (3) Institut für Diabetes- und Regenerationsforschung (IDR), Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (4) Institut für Stammzellforschung, Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (5) Institut für Computational Biology (ICB), Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (6) Fakultät für Mathematik, Technische Universität München, Garching, (7) Klinik für Innere Medizin III, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus Dresden, Dresden, (8) Department of Diabetes, School of Life Course Science and Medicine, King’s College London, London, Großbritannien, (9) TUM School of Life Sciences Weihenstephan, Technische Universität München, Freising, (10) Institut für Ernährungswissenschaft, Universität Potsdam, Nuthetal

Zeitschrift: Diabetes 2022; 71: 1962-1978

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5467

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Verbraucherschutz, Landwirtschaft und Flurneuordnung, Referat 23, des Landes Brandenburg unter der Nummer 32-44,456+1 genehmigt. Die Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratory in Sulzfeld.

In einem ersten Experiment wird einer Gruppe von Ratten im Alter von 6 Wochen zusätzlich zum Standardfutter über einen Zeitraum von 5 Wochen roher Broccoli gefüttert. Die Ratten, die zu Beginn des Experiments 200 g wiegen, nehmen dabei im Schnitt pro Tag mit 36 g Broccoli eine große Menge des Gemüses auf. Eine weitere Ratte erhält nur Standardfutter ohne Broccoli und dient als Kontrolle. Die Haltung der Ratten erfolgt einzeln, was für die sehr sozialen Tiere nicht artgerecht ist. Die Tiere werden wöchentlich gewogen und es wird bestimmt, wieviel Standardfutter und Broccoli sie zu sich nehmen. Nach 5 Wochen wird den Tieren das Standardfutter entzogen, so dass sie nur noch Broccoli zur Verfügung haben. 24 Stunden später werden die Ratten durch Enthauptung getötet. Blut, verschiedene Gewebe und Abstriche vom Darm werden entnommen und untersucht.

In einem zweiten Experiment werden Ratten im Alter von 8 Wochen in verschiedene Gruppen eingeteilt, die für 5 Wochen entweder nur Standardfutter oder zusätzlich rohen oder gedünsteten Broccoli oder rohen Blumenkohl in beliebiger Menge erhalten. Dabei nehmen die Tiere erhebliche Mengen des Gemüses zu sich (zwischen 39 g und 48 g pro Tag, was nahezu 10 % ihres Körpergewichts ausmacht). Die Tiere werden einzeln gehalten und wöchentlich gewogen. Den Tieren die rohen Broccoli oder Blumenkohl erhalten, wird dann für 24 Stunden ausschließlich das Gemüse als Futter gegeben. Dann werden die Tiere durch Enthaupten getötet und Blut und Gewebeproben entnommen.

Die Arbeiten wurden durch Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das Institut Danone für Ernährung gefördert. Die Publikation wurde durch das Projekt DEAL unterstützt.

Bereich: Ernährungswissenschaft, Toxikologie

Originaltitel: Feeding Brassica vegetables to rats leads to the formation of characteristic DNA adducts (from 1 methoxy 3 indolylmethyl glucosinolate) in many tissues

Autoren: Hansruedi Glatt (1,2)*, Wolfram Engst (1), Simone Florian (1), Monika Schreiner (3), Chimgee Baasanjav Gerber (1)

Institute: (1) Deutsches Institut für Ernährungsforschung (DIfE) Potsdam Rehbrücke, Arthur-Scheunert-Allee 114-116, 14558 Nuthetal, (2) Abteilung Lebensmittelsicherheit, Bundesinstitut für Risikobewertung (BfR), Berlin, (3) Leibniz Institut für Gemüse- und Zierpflanzenbau (IGZ), Großbeeren

Zeitschrift: Archives of Toxicology 2022; 96: 933-944

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5466

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die regionale Regierung von Baden-Württemberg genehmigt. Es werden drei Monate alte männliche Ratten eingesetzt. Die Tiere werden für 5 Minuten in einen 50 cm hohen Zylinder gegeben, der mit 20 cm tiefem Wasser gefüllt ist. Unter diesen Bedingungen können die Tiere den Boden des Zylinders gerade noch mit einer Zehenspitze berühren, aber nicht im Wasser stehen. Zunächst versuchen die Ratten zu entkommen, dann hören die Fluchtversuche auf und die Tiere lassen sich an der Wasseroberfläche treiben. Dieser „Erzwungene Schwimmtest“ (Forced swim test) oder „Verzweiflungstest“ wird standardmäßig in der Depressionsforschung eingesetzt.

Die Ratten werden dann in verschiedene Gruppen eingeteilt. Den Tieren der unterschiedlichen Gruppen wird entweder ein aus Lavendelblüten gewonnenes Präparat in unterschiedlichen Mengen, ein Wirkstoff mit antidepressiver Wirkung, oder ein Placebo verabreicht. Die Substanzen werden an 3 oder 9 aufeinander folgenden Tagen oral verabreicht, üblicherweise erfolgt dies mit einer Schlundsonde. Dann werden die Ratten erneut in den mit Wasser gefüllten Behälter gegeben. Die Zeit, in der sie nicht versuchen zu entkommen, sondern sich an der Wasseroberfläche treiben lassen wird gemessen. Tieren, die weniger Zeit in Fluchtversuche investieren und sich eher treiben lassen, werden depressionsähnliche Symptome unterstellt. Bei Tieren, die das Präparat aus Lavendelblüten erhalten haben, wird dann beispielsweise angenommen, dass die Substanz antidepressiv wirkt, wenn sich im Vergleich zu Tieren der Kontrollgruppe die Zeit, in der sie sich treiben lassen, um 10 Sekunden verringert. Das weitere Schicksal der Ratten ist nicht bekannt.

Zusätzlich werden Versuche an Zellen durchgeführt, die aus den Gehirnen von ein bis zwei Tagen alten Ratten gewonnen werden. Wie die Jungtiere dafür getötet werden, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Fima Dr. Willmar Schwabe gefördert.

Bereich:

Originaltitel: Neurotrophic properties of silexan, an essential oil from the flowers of lavender - preclinical evidence for antidepressant-like properties

Autoren: Kristina Friedland (1), Giacomo Silani (2), Anita Schuwald (2), Carola Stockburger (2), Egon Koch (3), Michael Nöldner (3), Walter E. Müller (2)*

Institute: (1) Pharmakologie und Toxikologie, Institut für Pharmazeutische und Biomedizinische Wissenschaften, Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (2) Pharmakologisches Institut, Biozentrum der Goethe Universität, Max-von-Laue-Straße 9, 60438 Frankfurt am Main, (3) Preclinical Research, Dr. Willmar Schwabe Pharmaceuticals, Karlsruhe

Zeitschrift: Pharmacopsychiatry 2021; 54: 37-46

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5465

Versuchsbeschreibung: Die Fische stammen aus der kommerziellen Fischzucht Les Poissons du Soleil (Frankreich). Die Versuche finden am Alfred-Wegener-Institut in Bremerhaven statt.

Die Fische werden auf 12 Behälter mit Salzwasser aufgeteilt. Drei Wochen später wird der Salzgehalt des Wassers in drei der Behälter langsam verringert, bis in den Behältern nur noch 10, 20 oder 40% des normalen Salzgehalts vorliegen. Unter diesen Bedingungen werden die Tiere für 45 Tage bei 22°C gehalten. Dann wird die Wassertemperatur innerhalb von 3 Tagen schrittweise auf 8°C reduziert. Unter diesen extremen Bedingungen werden die Fische für 20 Tage gehalten, einige Tiere sterben dabei, die genaue Anzahl wird nicht genannt.

Zu verschiedenen Zeitpunkten (1, 10 und 20 Tage nach Erreichen der Wassertemperatur von 8°C) werden Fische aus den Behältern entnommen. Die Fische werden nach Angabe der Autoren „mitfühlend“ (engl. „compassionately“) mit einer Chemikalie getötet. Die Chemikalie wird dazu ins Wasser gegeben, von den Fischen über die Kiemen aufgenommen und unterbindet die Weiterleitung von Signalen der Nervenzellen. Länge und Gewicht der Fische werden gemessen und Blut entnommen. Einige der Tiere werden in Narkose versetzt und ausgeblutet, ihnen werden dann verschiedene Organe entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD), das Alfred-Wegener-Institut, Helmholtz-Zentrum für Polar- und Meeresforschung und das Leibniz-Zentrum für Marine Tropenforschung (ZMT) gefördert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierhaltung, Umweltforschung

Originaltitel: Influence of extreme ambient cold stress on growth, hematological, antioxidants, and immune responses in European seabass, Dicentrarchus labrax acclimatized at different salinities

Autoren: Md Jakiul Islam (1,2,3)*, Matthew James Slater (2), Rajko Thiele (2), Andreas Kunzmann (1)

Institute: (1) Leibniz-Zentrum für Marine Tropenforschung (ZMT), Fahrenheitstr. 6, 28359 Bremen, (2) Alfred-Wegener-Institut, Helmholtz-Zentrum für Polar- und Meeresforschung, Am Handelshafen 12, 27570 Bremerhaven, (3) Fachbereich Biologie/Chemie (FB 02), Universität Bremen, Bremen

Zeitschrift: Ecological Indicators 2021; 122: 107280

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5464

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken (Würzburg) genehmigt. Die Fische werden bei Aquarium Glaser GmbH in Rodgau bezogen.

Es werden jeweils 2 Fische, entweder ein Goldfisch und ein Wels oder zwei Welse, in einen Plexiglaskanal von 12 cm Durchmesser gesetzt. Dabei sind die Fische durch ein Filter voneinander getrennt. Die Elektrischen Welse werden durch Berührung des Schwanzes mit einem Pinsel zu einer der Verteidigung dienenden elektrischen Entladung angeregt. Die Reaktion des anderen Fisches, Goldfisch oder Wels, werden beobachtet und gefilmt. Die Goldfische reagieren mit Muskelkontraktionen des ganzen Körpers. Zusätzlich wird der Effekt von durch Elektroden verursachten künstlichen elektrischen Entladungen überprüft. Die Zuckungen der Fische werden auf Video aufgenommen und analysiert.

In anderen Versuchen werden die Welse durch einen Ton von 190 Dezibel, das ist lauter als ein Silvesterböller der nahe am Ohr explodiert, dazu gebracht, eine elektrische Entladung zu erzeugen. Zusätzlich zum Ton werden die Tiere künstlichen elektrischen Entladungen ausgesetzt.

Schließlich wird auch der Effekt starker elektrischer Entladungen geprüft, indem ein Gerät eingesetzt wird, dass in der Elektrofischerei eingesetzt wird, um Fische zu betäuben und so leichter fangen zu können. Die Fische werden in ein kleines Becken gegeben und sie werden für eine Sekunde einem Elektroschock ausgesetzt. Dann wird die Dauer des Elektroschocks auf 3 bis 4 Sekunden erhöht. Im Gegensatz zum Elektrischen Wels, der sein Schwimmverhalten durch den Elektroschock nicht verändert, hört der Goldfisch sofort auf zu schwimmen, sinkt auf den Boden des Beckens und stoppt die Atmung. Die Zeit, die der Goldfisch benötigt, bevor er wieder zu atmen beginnt, wird gemessen und beträgt durchschnittlich 24 Sekunden. Um diesen Wert zu ermitteln wird der Versuch mindestens sechsmal wiederholt. Die Zuckungen des Goldfischs, der betäubt zu Boden sinkt und dann orientierungslos durch das Becken schwimmt und gegen die Beckenwände stößt, werden auf einem Video festgehalten, das der Veröffentlichung beigefügt ist.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tierphysiologie

Originaltitel: Efficient high-voltage protection in the electric catfish

Autoren: Georg Welzel*, Stefan Schuster*

Institute: Lehrstuhl für Tierphysiologie, Universität Bayreuth, Universitätsstr. 30, 95440 Bayreuth

Zeitschrift: Journal of Experimental Biology 2021; 224: jeb239855

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5463

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde genehmigt. Die Zebrafische werden an der Universität Bayreuth gezüchtet. Die Libellennymphen werden an Wasserbecken auf dem Gelände der Universität gefangen und für einige Tage in mit Wasser gefüllten Plastikboxen gehalten, bevor sie in den Versuchen eingesetzt werden.

Für die Versuche wird bei einem Teil der Zebrafischlarven am 4. oder 5. Tag nach der Befruchtung eines der zwei Mauthner-Neuronen, das sind zwei auffällig große Nervenzellen bei Fischen, oder beide Mauthner-Neuronen zerstört. Dazu werden die Larven mit einer Chemikalie betäubt und in einer gelartigen Substanz fixiert. Unter dem Mikroskop werden mit einem energiereichen Laser die Neuronen abgetötet. Die Larven werden dann aus dem Gel befreit und zurück ins Wasser gesetzt. Um die Zerstörung der Neuronen zu bestätigen, werden die Larven zu verschiedenen Zeitpunkten wieder in dem Gel fixiert und unter dem Mikroskop untersucht. Bei einigen Larven wird ebenso vorgegangen, aber statt der Mauthner-Neurone werden andere Nervenzellen zerstört. Ein Teil der Larven wird auf nicht genannte Art getötet, ihr Gehirn entnommen und untersucht.

In einem Versuch werden Larven in kleinen wassergefüllten Behältern um einen Lautsprecher angeordnet. Über den Lautsprecher werden die Tiere über 2 Stunden hinweg alle 10 Minuten einer Vibration ausgesetzt und ihr Fluchtverhalten mit einer Kamera festgehalten. Im Anschluss daran werden bei einem Teil der Tiere eine oder beide Mauthner-Neurone wie oben beschrieben zerstört. Einem Teil der Tiere wird zusätzlich ein Farbstoff in die Wirbelsäule gespritzt. Am zweiten und dritten Tag nach der Zerstörung der Neuronen wird das durch die Vibration verursachte Fluchtverhalten wieder getestet, insgesamt 60 Mal am Tag. Zwischen den beiden Versuchstagen werden die Tiere wieder in das Gel eingeschlossen und unter dem Mikroskop untersucht.

In einem weiteren Versuch werden Larven, bei denen die Mauthner-Neuronen zerstört wurden und ihre Geschwister mit intakten Neuronen in einen mit Wasser gefüllten Behälter gegeben. In jedem Behälter befindet sich eine hungrige Libellenlarve, zu der jeweils 8 Zebrafischlarven gesetzt werden. Über einen Zeitraum von 7 Stunden wird regelmäßig kontrolliert, wie viele der Larven noch leben und wie viele von der Libellennymphe getötet und gefressen wurden. Die Larven, bei denen beide Neuronen zerstört wurden, werden mit höherer Wahrscheinlichkeit gefangen und getötet, da ihr Fluchtverhalten gestört ist. Die überlebenden Larven werden mit einer Chemikalie betäubt und unter dem Mikroskop untersucht.

Weitere Fische werden im Alter von mindestens 5 Monaten in Versuchen eingesetzt. Bei einem Teil dieser Tiere wurde ebenfalls im Larvenstadium eines der Mauthner-Neuronen zerstört. Das Fluchtverhalten der Tiere wird in untersucht, indem sie in ein kleines Behältnis mit Wasser gegeben werden, unter dem ein Lautsprecher positioniert ist. Durch den Lautsprecher werden Töne erzeugt, die im Wasser gemessen eine Lautstärke von 135 Dezibel erreichen. Beobachtet wird, in welche Richtung die Fische vor dem Lärm zu fliehen versuchen. Bei jedem Fisch wird die Reaktion auf den Ton mindestens 100-mal beobachtet. Im Anschluss werden die Fische mit einer Chemikalie getötet und untersucht.

Das Projekt wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Neurophysiologie, Neurobiologie, Verhaltensforschung, Neurologie

Originaltitel: Removing a single neuron in a vertebrate brain forever abolishes an essential behavior

Autoren: Alexander Hecker, Wolfram Schulze, Jakob Oster, David O. Richter, Stefan Schuster*

Institute: Lehrstuhl für Tierphysiologie, Universität Bayreuth, Universitätsstr. 30, 95440 Bayreuth

Zeitschrift: PNAS 2020; 117(6): 3254-3260

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5462

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer 23 177-07/G 15-8-058 genehmigt.

Die Mäuse werden in Narkose versetzt und es werden Zellen einer Brustkrebszelllinie ungefähr auf Achselhöhe in das Fettgewebe der Gesäugeleiste der Tiere gespritzt. Im Anschluss bildet sich aus den Zellen ein Tumor, dessen Größe alle drei Tage vermessen wird.

Ab dem 5. Tag nach der Injektion der Tumorzellen wird einem Teil der Tiere ein Wirkstoff, der in der Humanmedizin bei verschiedenen Krebserkrankungen eingesetzt wird, unter das Futter gemischt. 14 Tage nach der Injektion der Tumorzellen werden alle Tiere in Narkose versetzt und bei einem Teil der Tiere der Tumor einer bis zu 30-minütigen Bestrahlung unterzogen.

26 Tage nach der Injektion der Tumorzellen werden die Mäuse auf nicht genannte Weise getötet. Die Lungen werden entnommen und untersucht, dabei werden bis zu über 50 Metastasen in der Lunge einer einzelnen Maus gefunden.

Einer anderen Gruppe von Mäusen werden die Tumorzellen in die Flanke gespritzt. Die weitere Behandlung erfolgt in gleicher Weise wie bei den Tieren zuvor, außer dass bei einem Teil der Tiere die Bestrahlungsdosis höher ist.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Weltraumorganisation ESA und die am GSI Hemholtzzentrum für Schwerionenforschung angesiedelte Facility for Antiproton and Ion Research (FAIR) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: A combination of cabozantinib and radiation does not lead to an improved growth control of tumors in a preclinical 4T1 breast cancer model

Autoren: Norman Reppingen (1), Alexander Helm (1), Laura Doleschal (2), Marco Durante (1,3)*, Claudia Fournier (1)

Institute: (1) Abteilung Biophysik, GSI Helmholtzzentrum für Schwerionenforschung, Planckstraße 1, 64291 Darmstadt, (2) Fachbereich Biologie, Technische Universität Darmstadt, Darmstadt, (3) Institut für Physik Kondensierter Materie, Technische Universität Darmstadt, Darmstadt

Zeitschrift: Frontiers in Oncology 2021; 11: 788182

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5461

Versuchsbeschreibung: Die in Deutschland stattfindenden Versuche an Ratten werden von der zuständigen Behörde unter der Nummer 55.2-1-54-2532.2-1-06 genehmigt. Weitere Versuche an Mäusen werden in den USA durchgeführt und dort genehmigt.

Die Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Wilmington, USA); die Versuche an den Ratten werden bei Merck Healthcare KGaA in Grafing durchgeführt. Den Tieren wird der zu testende Wirkstoff als Infusion verabreicht. 24 Stunden später werden die Tiere auf nicht genannte Weise in Narkose versetzt und durch Ausbluten getötet. Das Gehirn der Tiere und ihr Blut werden untersucht.

In weiteren, in den USA stattfindenden Versuchen, werden durch eine externe Firma (Crown Bioscience, Inc., San Diego, USA) sogenannte „Tumormodelle“ bereitgestellt. Dazu werden 6-8 Wochen alten Mäusen mit eingeschränktem Immunsystem Proben von 20 verschiedenen, von menschlichen Patienten stammenden Gehirnmetastasen unter die Haut der rechten Flanke gespritzt. Einige Tage später werden die Tiere an das EMD Serono Research and Development Institute (Billerica, USA) verschickt. Sobald der Tumor eine bestimmte Größe erreicht hat, wird den Tieren der Wirkstoff in Flüssigkeit oder eine wirkstofffreie Lösung gespritzt. Die Größe des Tumors wird regelmäßig gemessen und die Tiere getötet, wenn der Tumor entweder eine bestimmte Größe überschreitet, feuchte Geschwüre bildet oder das Tier mehr als 20% seines Körpergewichts verliert. Die Versuche werden bei der externen Firma Crown Biosciences mit weiteren Tieren und einer höheren Wirkstoffkonzentration wiederholt.

In weiteren Versuchen, die ebenfalls bei der externen amerikanischen Firma stattfinden, werden Teile der Gehirnmetastasen in das Gehirn von Mäusen injiziert. Das Wachstum der Tumore wird mit einem bildgebenden Verfahren kontrolliert und den Tieren wird über einen Zeitraum von 16 oder 28 Tagen entweder eine Lösung des Wirkstoffs oder eine wirkstofffreie Lösung gespritzt. Die Tiere werden mit bildgebenden Verfahren untersucht und zu verschiedenen Zeitpunkten auf nicht genannte Weise getötet.

Die Arbeiten wurden durch Merck Healthcare KGaA, Darmstadt finanziert.

Bereich: Krebsforschung, Pharmakologie

Originaltitel: Brain penetration and efficacy of tepotinib in orthotopic patient-derived xenograft models of MET-driven non-small cell lung cancer brain metastases

Autoren: Manja Friese-Hamim (1), Anderson Clark (2), Dominique Perrin (3), Lindsey Crowley (2), Christof Reusch (1), Olga Bogatyrova (1), Hong Zhang (2), Timothy Crandall (2), Jing Lin (2), Jianguo Ma (2), David Bachner (2), Jürgen Schmidt (1), Martin Schaefer (1), Christopher Stroh (1)*

Institute: (1) Translational Innovation Platform, Oncology & Immuno-Oncology, Merck Healthcare KGaA, Frankfurter Str. 250, F128/103, 64293 Darmstadt, (2) Translational Innovation Platform, Oncology & Immuno-Oncology, EMD Serono Research & Development Institute, Inc., Billerica, MA, USA, (3) Discovery & Development Technologies, Merck Healthcare KGaA, Darmstadt

Zeitschrift: Lung Cancer 2022; 163: 77-86

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5460

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.19-42502-04-15/1988 genehmigt. Es werden 4 Hühnerrassen eingesetzt, die Tiere stammen zum Teil aus der Zucht des Instituts für Nutztiergenetik des Friedrich-Loeffler-Instituts und zum Teil von der Firma Lohmann Breeders GmbH (Cuxhaven) und haben eine durchschnittliche „Legeleistung“ von 200 bis 320 Eiern pro Jahr.

Nach dem Schlüpfen der Tiere wird das Geschlecht bestimmt, wozu auf die Kloake der Küken gedrückt wird, bis die Geschlechtsorgane hervortreten. In die Versuche werden nur weibliche Tiere aufgenommen, was mit den männlichen Küken geschieht, wird nicht erwähnt.

Die Tiere werden für 15 Wochen in Gruppen großgezogen. Dann werden die Tiere in Gruppen aufgeteilt. Ein Teil der Tiere wird einzeln in Käfigen mit einer Größe von 0,24 m2, das entspricht einer Fläche von weniger als 4 DIN-A4-Blättern, gehalten. Da Hühner soziale Tiere sind, ist die Einzelhaltung nicht artgerecht und muss von den Experimentatoren begründet werden. In einer anderen Veröffentlichung geben die Autoren dazu an, dass die Einzelhaltung der Hühner erforderlich ist, damit sicher bekannt ist, welches Huhn ein Ei gelegt hat und welches nicht.

Andere Hühner werden in Gruppen von 24 Tieren in Ställen mit einer Fläche von 4 oder 8 m2 gehalten. Das entspricht einer Fläche von ca. 0,17 und 0,33 m2 pro Tier.

Die Tiere werden regelmäßig gewogen und der Zustand des Brustbeinkamms, eines Auswuchses des Brustbeins von Vögeln, welcher Ansatzpunkt für die Brustmuskulatur ist, wird geprüft. Dazu werden die Tiere kopfüber an ihren Beinen gehalten und der Brustbeinknochen mit 2 Fingern abgetastet.

Nach 70 Wochen werden die Hennen mit Kohlendioxid erstickt. Die Brustbeinknochen werden mit dem umgebenden Muskelgewebe herausgeschnitten und weiter untersucht. Abhängig von Rasse und Haltungsform werden bei 14 % bis 97 % der Hühner Deformationen des Brustbeinkamms festgestellt und ca. 39 % der Tiere weisen mindestens eine Fraktur des Brustbeinkamms auf.

Die Arbeiten wurden vom Friedrich-Loeffler Institut finanziert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierhaltung, Veterinärpathologie

Originaltitel: Keel bone damage in laying hens - its relation to bone mineral density, body growth rate and laying performance

Autoren: Christin Habig (1)*, Martina Henning (1), Ulrich Baulain (1), Simon Jansen (1), Armin Manfred Scholz (2), Steffen Weigend (1)

Institute: (1) Institut für Nutztiergenetik (ING), Friedrich-Loeffler-Institut, Höltystrasse 10, Mariensee, 31535 Neustadt am Rübenberge, (2) Lehr- und Versuchsgut Oberschleißheim, Tierärztliche Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München, Oberschleißheim

Zeitschrift: Animals 2021; 11: 1546

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5459

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.9-42502-04-17/2541 genehmigt. Grundlage aller durchgeführten Versuche ist die Nutzung der als “Genschere” bekannt gewordenen Methode CISPR-Cas, welche es ermöglicht, die DNA (das ist das Erbgut von Zellen) gezielt zu verändern. Dabei werden in diesen Versuchen bestimmte Bereiche im geschlechtsbestimmenden Bereich des Y-Chromosoms männlicher Schweine gentechnisch verändert.

Aus einem Schlachthaus werden Eierstöcke von Schweinen bezogen, aus denen Eizellen isoliert werden. Diese Eizellen werden im Reagenzglas mit dem Sperma eines Ebers befruchtet. In die befruchteten Eizellen werden 20 Stunden später molekulare Werkzeuge injiziert, die die DNA gezielt verändern. Fünf Tage später werden die Embryonen (insgesamt 63) in Säue verpflanzt, die vermutlich zuvor einer Hormonbehandlung unterzogen wurden.

In einem anderen Versuch werden kultivierte Bindegewebezellen männlicher Schweine mit den molekularen Werkzeugen behandelt. Die Zellkerne dieser Zellen werden in entkernte Eizellen eingebracht. Daraus entstehen Embryonen, von denen insgesamt 166 in 2 Säue eingepflanzt werden. Die Säue werden zuvor hormonell behandelt. Ihr Eisprung wird durch 12-tägige Gabe eines Hormons synchronisiert, dann wird ihnen ein Hormon, das aus dem Blut trächtiger Pferde gewonnen wird, und ein menschliches Schwangerschaftshormon gespritzt. Im Rahmen dieser ersten zwei Versuche werden insgesamt 3 Ferkel mit männlichem genetischen Hintergrund und männlichen Geschlechtsorganen geboren.

In einem weiteren Versuch werden andere molekulare Werkzeuge in künstlich befruchtete Eizellen injiziert. Jeweils 31 oder 32 Embryonen werden in drei Säue eingepflanzt, die zuvor wie oben beschrieben, einer Hormonbehandlung unterzogen werden. Zwei der Säue werden schwanger und gebären 12 Ferkel, die alle weibliche Geschlechtsorgane aufweisen. Den Ferkeln werden auf nicht genannte Art Zellproben aus den Ohren entnommen, mit denen das genetische Geschlecht der Tiere bestimmt wird. Von diesen Ferkeln sind drei genetisch männlich, weisen jedoch weibliche Geschlechtsorgane auf. Von einem dieser Tiere werden auf nicht beschriebene Art Klone hergestellt; vermutlich werden dazu Zellkerne des Tieres in entkernte Eizellen injiziert und dann Säuen eingepflanzt, die daraufhin sieben Ferkel zur Welt bringen, die genetisch männlich sind, aber weibliche Geschlechtsorgane aufweisen.

Die Geschlechtsorgane der Tiere werden mit denen von gentechnisch nicht veränderten Tieren, die ebenfalls mittels künstlicher Befruchtung gezeugt wurden, verglichen. Dazu werden die Tiere im Alter von 2 Monaten auf nicht genannte Art getötet und Gebärmutter, Eierstöcke und Eileiter herausgeschnitten und untersucht. Bei anderen der genetisch männlichen Tiere mit weiblichen Geschlechtsorganen, welche in ihrem Wachstum im Vergleich zu ihren genetisch weiblichen Geschwistern zurückbleiben, wird beobachtet, dass sie nicht brünstig werden. Sie werden mehrfach erfolglos einer Hormonbehandlung mit dem aus Blut schwangerer Pferde gewonnenen Hormon und einem menschlichen Sexualhormon unterzogen, um den Eisprung auszulösen.

Die Arbeiten wurden durch Mittel des Friedrich-Loeffler Instituts finanziert, die durch das Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft (BMEL) bereitgestellt werden. Einer der Autoren wird durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Gentechnik, Reproduktionsforschung

Originaltitel: Knockout of the HMG domain of the porcine SRY gene causes sex reversal in gene-edited pigs

Autoren: Stefanie Kurtz (1), Andrea Lucas-Hahn (1), Brigitte Schlegelberger (2), Gudrun Göhring (2), Heiner Niemann (3), Thomas C. Mettenleiter (4), Björn Petersen (1)*

Institute: (1) Institut für Nutztiergenetik (ING), Friedrich-Loeffler-Institut, Höltystrasse 10, Mariensee, 31535 Neustadt am Rübenberge, (2) Institut für Humangenetik, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (3) Klinik für Gastroenterologie, Hepatologie und Endokrinologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover (4) Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald, Insel Riems

Zeitschrift: PNAS 2021; 118(2): e2008743118

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5458

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES, Oldenburg) unter der Nummer 3314-42502-04-10/0121 genehmigt. Die in den Versuchen eingesetzten Singvögel (24 Rotkehlchen und 2 Mönchsgrasmücken) werden in der Umgebung der Universität Oldenburg mit Netzen gefangen. Der Zebrafink und die Tauben sind in Gefangenschaft aufgewachsen und die Hühner werden an der Universität Oldenburg aus Eiern aufgezogen, die von der Firma VALO Biomedia (Osterholz-Scharmbeck) bezogen werden.

Ein Teil der Tiere wird für 30 Minuten oder zwei Stunden dunkel gehalten, einige Tiere werden in einem Käfig nach draußen gebracht und dort für 30 Minuten dem Sonnenlicht ausgesetzt, die anderen Vögel verbleiben unter der normalen Beleuchtung im Labor. Die Tiere werden zu verschiedenen Tageszeiten getötet. Dazu werden sie entweder auf nicht genannte Weise in Narkose versetzt, bevor ihnen eine konservierende Flüssigkeit ins Herz gepumpt wird oder die Tiere werden enthauptet. Die Tauben werden durch Injektion einer Überdosis eines Narkosemittels getötet. Die Augen der Vögel werden entnommen, zerteilt und feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Volkswagenstiftung, das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft und Kultur (MWK), die Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Defense Advanced Research Projects Agency (DARPA, USA) und das Air Force Office of Scientific Research (USA) gefördert.

Bereich: Sinnesphysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Cryptochrome 1a localisation in light- and dark-adapted retinae of several migratory and non-migratory bird species: no signs of light-dependent activation

Autoren: Petra Bolte (1)*, Angelika Einwich (1), Pranav K. Seth (1), Raisa Chetverikova (1), Dominik Heyers (1,2), Irina Wojahn (1), Ulrike Janssen-Bienhold (2,3), Regina Feederle (4), Peter Hore (5), Karin Dedek (1,2), Henrik Mouritsen (1,2)

Institute: (1) Institut für Biologie und Umweltwissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Carl-von-Ossietzky-Straße 9-11, 26129 Oldenburg, (2) Forschungszentrum Neurosensorik, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Oldenburg, (3) Department für Neurowissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Oldenburg, (4) Institut für Diabetes und Adipositas, Monoclonal Antibody Core Facility, Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, Neuherberg, (5) Department of Chemistry, University of Oxford, Oxford, Großbritannien

Zeitschrift: Ethology Ecology & Evolution 2021; 33(3): 248-272

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5457

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit unter der Nummer 33.19-542502-04-12/0995 genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse und deren gesunde Geschwister eingesetzt, die an der Universität Oldenburg gezüchtet wurden.

Am 4. und 5. Tag nach der Geburt wird den Tieren ein Toxin (Gift) in die Bauchhöhle gespritzt, welches bei einem Teil der Tiere aufgrund ihrer genetischen Veränderungen dazu führt, dass bestimmte Zellen in der Netzhaut ihrer Augen absterben. Die Tiere werden entweder im Alter von 8 oder 10 Tagen durch Abschneiden des Kopfes getötet oder im Alter von 15, 21 sowie 56 Tagen mit Kohlendioxid betäubt und dann durch Genickbruch getötet. Die Augen werden entnommen und die Netzhaut untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Sehforschung, Neurologie, Neurobiologie

Originaltitel: Synaptic remodeling in the cone pathway after early postnatal horizontal cell ablation

Autoren: Lena Nemitz (1)*, Karin Dedek (2,3), Ulrike Janssen-Bienhold (1,3)

Institute: (1) Neurobiologie des Sehens, Department für Neurowissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Carl-von-Ossietzky-Straße 9-11, 26129 Oldenburg, (2) AG Neurosensorik/Animal Navigation, Institut für Biologie und Umweltwissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Oldenburg, (3) Forschungszentrum Neurosensorik, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Oldenburg

Zeitschrift: Frontiers in Cellular Neuroscience 2021; 16: 657594

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5456

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Gesundheit und Verbraucherschutz Hamburg unter der Nummer N032/2020 genehmigt. Im Alter von 8 bis 10 Wochen werden die Hamster in Narkose versetzt. Einem Teil der Tiere werden Coronaviren in etwas Flüssigkeit in die Nase geträufelt, anderen Hamstern Flüssigkeit ohne Viren. Die Tiere werden täglich kontrolliert. Am dritten Tag nach der Infektion zeigen die Hamster Gewichtsverlust, Fellveränderungen, eine reduzierte Aktivität und eine beschleunigte Atmung.

Die Hälfte der Tiere wird 3 Tage nach der Infektion durch Pentobarbital getötet.

Üblicherweise geschieht dies durch Injektion in die Bauchhöhle. Den Hamstern wird das Gehirn entnommen und die Nase abgeschnitten, welche weiter untersucht werden. Die andere Hälfte der Tiere wird 14 Tage nach der Infektion, wenn die Erkrankung bereits abgeklungen ist, ebenso getötet. Ein Tier stirbt vor diesem Zeitpunkt.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Gesundheit (BMG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft und Kultur (MWK), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Luxembourg National Research Fund gefördert.

Bereich: Corona-Forschung, Virologie, Neuropathologie

Originaltitel: Microgliosis and neuronal proteinopathy in brain persist beyond viral clearance in SARS-CoV-2 hamster model

Autoren: Christopher Käufer (1), Cara S. Schreiber (1, 5), Anna-Sophia Hartke (1,5), Ivo Denden (1), Stephanie Stanelle-Bertram (2), Sebastian Beck (2), Nancy Mounogou Kouassi (2), Georg Beythien (4), Kathrin Becker (4), Tom Schreiner (4), Berfin Schaumburg (2), Andreas Beineke (4,5), Wolfgang Baumgärtner (4,5), Gülsah Gabriel (2,3), Franziska Richter (1,5)*

Institute: (1) Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie, Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 17, Gebäude 218, 30559 Hannover, (2) Leibniz-Institut für Experimentelle Virologie (HPI), Hamburg, (3) Institut für Virologie, Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (4) Institut für Pathologie, Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (5) Zentrum für Systemische Neurowissenschaften, Hannover

Zeitschrift: eBioMedicine 2022; 79: 103999

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5455

Versuchsbeschreibung: Die Schweine der Rasse Deutsche Landrasse wiegen zum Zeitpunkt der Versuche zwischen 25 und 30 kg. 20 Stunden vor dem Beginn der Experimente erhalten die Tiere kein Futter mehr. Die Tiere werden in Narkose versetzt, ihnen wird eine Kanüle in eine Vene des Halses gelegt. Der Bauch wird aufgeschnitten und die Arterie, die die linke Niere mit Blut versorgt, wird für 30 Minuten abgeklemmt, aber die Niere noch im Körper des Tieres gelassen. Dann wird die Niere entnommen und auf unterschiedliche Weise gelagert: 8 Stunden bei normaler Temperatur mit einer Nährlösung durchspült, 6 Stunden bei 4°C und dann für 2 Stunden langsam erwärmt und mit Nährlösung durchspült oder 8 Stunden ohne weitere Behandlung gekühlt.

Den Schweinen wird auch die rechte Niere entnommen und an ihrer Stelle die zuvor entnommene linke Niere eingesetzt. Ein Schlauch wird durch die Bauchdecke in den Harnleiter eingebracht, durch den in der Folge die Urinproduktion gemessen werden kann. Die Schweine erhalten Antibiotika und Schmerzmittel und werden für 7 Tage beobachtet. Dann werden sie erneut in Narkose versetzt und auf nicht genannte Art getötet. Die Niere wird entfernt und untersucht.

Die Arbeiten wurden aus Institutsmitteln finanziert.

Bereich: Transplantationsmedizin, Chirurgie

Originaltitel: Controlled oxygenated rewarming compensates for cold storage-induced dysfunction in kidney grafts

Autoren: Charlotte von Horn (1), Hristo Zlatev (1,2), Moritz Kaths (2), Andreas Paul (2), Thomas Minor (1)*

Institute: (1) Abteilung für Chirurgische Forschung, Universitätsklinikum Essen, Hufelandstr. 55, 45147 Essen, (2) Klinik für Allgemeinchirurgie, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Essen, Essen

Zeitschrift: Transplantation 2022; 106(5): 973-978

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5454

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierungen von Oberpfalz und Unterfranken genehmigt. Die erwachsenen weiblichen Ratten stammen zum Teil aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld), andere Tiere werden an der Universität Regensburg gezüchtet.

Die Tiere werden in zwei Gruppen eingeteilt, eine Gruppe dient als experimentelle Gruppe, die andere wird als „Eindringling“ genutzt, indem sie in die Käfige der Tiere der experimentellen Gruppe gesetzt werden, um deren Reaktion zu beobachten.

Die Tiere der experimentellen Gruppe werden entweder für 8 Tage allein in einem Käfig oder in Gruppen von 3 bis 5 Tieren pro Käfig gehalten. 4 Stunden vor dem folgenden Test werden auch die Ratten aus der Gruppenhaltung in einen Einzelkäfig umgesetzt. An drei aufeinanderfolgenden Tagen innerhalb der 8–Tage-Gruppen- oder Einzelhaltung wird dabei jeder Ratte ein fremdes Weibchen aus der „Eindringling“-Gruppe in den Käfig gesetzt. Das Verhalten der Ratten wird beobachtet und per Video aufgenommen und das Ausmaß der gezeigten Aggressivität gegenüber dem Eindringling nach einem Punkteschema bewertet. Direkt nach diesen Tests werden bei den Tieren der experimentellen Gruppe vaginale Abstriche genommen, um den Hormonstatus zu bestimmen. Das Zusammensetzen der Tiere dient dazu, ihre Aggressivität zu trainieren.

Jeweils am 9. Tag Gruppen- oder Einzelhaltung wird jede Ratte erneut mit einer „Eindringlingsratte“ konfrontiert. Direkt im Anschluss wird ein Teil der Ratten durch transkardiale Perfusion getötet. Dazu werden sie mit einem Betäubungsmittel und Kohlendioxid narkotisiert. Ihnen wird der Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel ins Herz gestoßen, durch die eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt wird. Die Flüssigkeit verdrängt das Blut, wodurch die Tiere sterben. Das Gehirn der Tiere wird entnommen und untersucht. Ein anderer Teil an Ratten bekommt nach der Konfrontation ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Die Tiere werden geköpft und ihr Gehirn untersucht.

Eine Gruppe von Ratten wird vor den Verhaltenstests einer Operation unterzogen. Dafür werden die Tiere durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle in Narkose versetzt. Der Kopf der Tiere wird in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen fixiert. Es werden zwei Kanülen in den Schädel der Ratten gestoßen. Die Kanülen werden mit 2 Schrauben und Zahnzement am Schädelknochen befestigt. 5 Tage nach dem Eingriff erfolgt 4 Tage lang die bereits erwähnte Konfrontation mit einem fremden Weibchen. 10 – 5 Minuten vor der letzten Zusammenführung mit dem „Eindringling“ bekommen sie verschiedene Wirkstoffe durch die im Schädel befestigten Kanülen ins Gehirn gespritzt. Im Anschluss werden die Tiere durch transkardiale Perfusion getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Verhaltensforschung, Neuroendokrinologie

Originaltitel: Synthetic oxytocin and vasopressin act within the central amygdala to exacerbate aggression in female Wistar rats

Autoren: Vinícius E. de M. Oliveira (1,2), Trynke R. de Jong (2,3), Inga D. Neumann (2)*

Institute: (1) Laboratory of Neuroendocrinology, GIGA-Neurosciences, University of Liege, Liege, Belgien, (2) Lehrstuhl für Neurobiologie und Tierphysiologie, Fakultät für Biologie und Vorklinische Medizin, Universität Regensburg, Universitätsstr. 31, 93053 Regensburg, (3) Medische Biobank Noord-Nederland B.V., Groningen, Niederlande

Zeitschrift: Frontiers in Neuroscience 2022; 16: 906617

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5453

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Bayern unter den Nummern 54-2532-1-16/14, 55.2 DMS-2532-2-422 und RUF 55.2.2-2532.2-803 genehmigt. Es werden Mäuse mit eingeschränktem Immunsystem verwendet, die aus der Versuchstierzucht Jackson Laboratories stammen und an der Universität Regensburg gehalten und gezüchtet werden.

Neugeborene Mäuse werden innerhalb der ersten 48 Stunden nach der Geburt einer Bestrahlung unterzogen, wodurch die Zellen, die sich zu Immunzellen entwickelt hätten, abgetötet werden. Drei Stunden nach der Bestrahlung werden den Mäusen Stammzellen, die aus dem Blut von menschlichen Nabelschnüren gewonnen wurden, in die Leber gespritzt. Acht bis neun Wochen nach dem Spritzen der menschlichen Stammzellen wird den Tieren Blut aus einer Beinvene entnommen, um zu überprüfen, ob sich aus den injizierten Zellen menschliche Immunzellen entwickelt haben.

Anschließend wird den Tieren ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Ihnen werden kleine, 2 x 2 mm große Stücken von menschlichen Brustkrebstumoren in das Fettgewebe nahe der Leiste gespritzt. Zu nicht genannten Zeitpunkten nach der Transplantation des menschlichen Tumorgewebes werden die Tiere auf nicht genannte Art getötet, ihre Milz wird entnommen und für weitere Untersuchungen verwendet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Krebshilfe und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Immunologie

Originaltitel: Advanced immune cell profiling by multiparameter flow cytometry in humanized patient-derived tumor mice

Autoren: Christina Bruss (1), Kerstin Kellner (1), Olaf Ortmann (1), Stephan Seitz (1), Gero Brockhoff (1), James A. Hutchinson (2), Anja Kathrin Wege (1)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Frauenheilkunde und Geburtshilfe, Fakultät für Medizin, Universität Regensburg, Caritas-Krankenhaus St. Josef, Landshuter Straße 65, 93059 Regensburg, (2) Klinik und Poliklinik für Chirurgie, Universitätsklinikum Regensburg, Regensburg

Zeitschrift: Cancers 2022; 14: 2214

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5452

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde unter der Nummer 24/2014 genehmigt. Es werden 28 Mäuse im Alter von 12 bis 16 Wochen eingesetzt.

Den Mäusen wird ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt und die Haut am rechten Hinterbein neben der Kniescheibe aufgeschnitten. Die Tiere werden in zwei Gruppen eingeteilt. Bei der ersten Gruppe wird eine im Oberschenkel verlaufende Arterie abgebunden, wodurch eine Unterversorgung des Gewebes mit Sauerstoff entsteht. Die Kniescheibe wird zur Seite geschoben, mit einem Bohrer wird ein Loch in den Oberschenkelknochen gebohrt. Auch nahe dem Hüftgelenk wird mit einer Nadel ein Loch in den Oberschenkel gebohrt. Durch die Nadel wird ein Wolframdraht in den Oberschenkelknochen eingeführt. Der Oberschenkel wird mit Hilfe eines speziellen Geräts, welches in verschiedene Richtungen Druck auf den Knochen ausübt, gebrochen. Entlang des Wolframdrahts wird eine Schraube in den Oberschenkelknochen geschraubt. Diese Schraube heißt „MouseScrew“ und wurde sehr wahrscheinlich extra für die „Versorgung“ künstlich hervorgerufener Frakturen bei Mäusen entwickelt. Die Kniescheibe wird in die ursprüngliche Position gebracht und die Wunden vernäht, dann wird das Bein geröntgt. Die Tiere der zweiten Gruppe durchlaufen dieselbe Operation ohne das Abbinden der Arterie.

Ein Teil der Tiere wird nach zwei Wochen erneut in Narkose versetzt. Der rechte Oberschenkel wird geröntgt und die Mäuse auf nicht genannte Art getötet. Beide Oberschenkelknochen werden herausgeschnitten und untersucht. Die anderen Tiere durchlaufen dieselbe Prozedur, allerdings drei Wochen später.

Bereich: Traumatologie, Chirurgie, Knochenchirurgie, Wiederherstellungschirurgie, Unfallmedizin, Implantatologie

Originaltitel: Development of an ischemic fracture healing model in mice

Autoren: Maximilian M. Menger (1,2)*, Janine Stutz (1,3), Sabrina Ehnert (2,4), Andreas K. Nussler (2,4), Mika F. Rollmann (2), Steven C. Herath (2), Benedikt J. Braun (2), Tim Pohlemann (3), Michael D. Menger (1), Tina Histing (2)

Institute: (1) Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät des Saarlandes, Universität des Saarlandes, Geb. 65 und 66, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar, (2) Klinik für Unfall- und Wiederherstellungschirurgie, Eberhard Karls Universität Tübingen, BG Unfallklinik Tübingen, Tübingen, (3) Klinik für Unfall-, Hand- und Wiederherstellungschirurgie, Universität des Saarlandes, Homburg/Saar, (4) Klinik für Unfall- und Wiederherstellungschirurgie, BG Unfallklinik Tübingen, Siegfried Weller Institut für Unfallmedizinische Forschung, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: Acta Orthopaedica 2022; 93: 466-471

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5451

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesverwaltungsamt Halle, Sachsen-Anhalt genehmigt. Die weiblichen 8 bis14 Wochen alten Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Janvier (Cedex, Frankreich).

6 bis 12 Monate vor den eigentlichen Versuchen werden weiblichen Mäusen Zysten des Parasiten Toxoplasma gondii, welcher der Erreger der Toxoplasmose ist, in die Bauchhöhle gespritzt. Von dort aus vermehrt sich der Parasit und breitet sich im Körper aus. Die Mäuse werden auf nicht genannte Art getötet, ihr Gehirn wird entnommen und aus dem Gehirn werden Toxoplasma gondii Zysten für die weiteren Versuche gewonnen.

Einem Teil der Mäuse werden zwei dieser Zysten in die Bauchhöhle gespritzt. Anderen Mäusen werden Tachyzoiten, das ist eine bewegliche Form des Parasiten die sich rasch vermehrt, in die Bauchhöhle gespritzt.

Zu verschiedenen Zeitpunkten innerhalb von 23 Tagen nach der Infektion werden die Tiere mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Die Haut am Hinterkopf wird aufgeschnitten, ebenso wie darunter liegende Muskeln und Gewebe. Dann wird eine feine Glasröhre durch den Schädelknochen in eine mit Hirnwasser gefüllte Kammer gestoßen, um Hirnwasser zu entnehmen. Schließlich wird der Brustraum der Tiere aufgeschnitten und das Herz freigelegt. Eine Nadel wird in das Herz gestoßen und Flüssigkeit durch die Nadel in den Blutkreislauf gepumpt, welche das Blut der Tiere ersetzt. Dabei sterben die Tiere. Ihr Gehirn, ihre Milz und ihr Rückenmark werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) und die Medizinische Fakultät der Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg gefördert.

Bereich: Parasitologie, Infektionsforschung

Originaltitel: Immune response and pathogen invasion at the choroid plexus in the onset of cerebral toxoplasmosis

Autoren: Caio Andreeta Figueiredo (1), Johannes Steffen (1), Lorena Morton (1), Sushmitha Arumugam (1), Oliver Liesenfeld (2), Mária A Deli (3), Andrea Kröger (4), Thomas Schüler (5), Ildiko Rita Dunay (1,6)*

Institute: (1) Institut für Inflammation und Neurodegeneration, Medizinische Fakultät, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Leipziger Straße 44, 39120 Magdeburg, (2) Institut für Mikrobiologie und Infektionsimmunologie, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (3) Institute of Biophysics, Biological Research Centre, Szeged, Ungarn, (4) Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene, Medizinische Fakultät, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg, (5) Institut für Molekulare und Klinische Immunologie, Medizinische Fakultät, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg, (6) Center for Behavioral Brain Sciences (CBBS), Magdeburg

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2022; 19: 17

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5450

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt, denen das Protein p53 fehlt. Dieses Protein ist an der Reparatur von Schäden im Erbgut beteiligt und die Mäuse, denen es fehlt, entwickeln daher im Alter von 3 bis 6 Monaten Tumore. Die Tiere stammen aus der Versuchstierzucht Jackson Laboratory. Weitere gentechnisch veränderte Mäuse werden von anderen Wissenschaftlern zur Verfügung gestellt. Die Mäuse werden miteinander gekreuzt, um die gewünschte Kombination gentechnischer Veränderungen zu erhalten. Zusätzlich werden nicht gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Zucht und Haltung der Mäuse erfolgen an der Fakultät für Biowissenschaften der Friedrich-Schiller-Universität Jena.

Im Alter von 8 bis 12 Wochen wird den Mäusen ein Hühner-Eiweiß in die Bauchhöhle gespritzt, damit die Tiere Antikörper gegen dieses Eiweiß entwickeln. Zu verschiedenen Zeitpunkten (zwischen 7 und 28 Tage) danach werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet. Es werden Lymphknoten und Milz sowie Blut entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Deutsche Krebshilfe, und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Immunologie

Originaltitel: Context-dependent regulation of immunoglobulin mutagenesis by p53

Autoren: Katrin Böttcher (1), Kerstin Braunschmidt (1,2), Gianna Hirth (1), Karsten Schärich (1), Tilman E. Klassert (3), Magdalena Stock (3), Janine Sorgatz (1), Sabine Fischer-Burkart (2), Steffen Ullrich (1), Samantha Frankenberger (2), Daniel Kritsch (1,4), Christian Kosan (4), Ralf Küppers (5), Lothar J. Strobl (6), Hortense Slevogt (3), Ursula Zimber-Strobl (6), Berit Jungnickel (1,2)*

Institute: (1) Arbeitsgruppe Zellbiologie, Institut für Biochemie und Biophysik, Fakultät für Biowissenschaften, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Hans-Knöll-Straße 2, 07745 Jena, (2) Institut für Klinische Molekularbiologie, Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, München, (3) Host Septomics, Zentrum für Innovationskompetenz (ZIK) Septomics, Universitätsklinikum Jena, Jena, (4) Institut für Biochemie und Biophysik, Fakultät für Biowissenschaften, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena, (5) Institut für Zellbiologie (Tumorforschung),Universitätsmedizin Essen, Essen, (6) Abteilung Genvektoren, Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, München

Zeitschrift: Molecular Immunology 2021, 138: 128-136

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5449

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz (Bad Langensalza) unter den Nummern 02–041/14, 02–079/14, 02–028/15 und 02-031/15 genehmigt. Gentechnisch veränderte Mäuse werden von Dr. Rikard Holmdahl vom Karolinska Institut (Stockholm, Schweden) zur Verfügung gestellt. Weitere Mäuse, die so verändert sind, dass sie schneller altern, stammen vom Fritz-Lipmann-Institut (Jena). Die beiden gentechnisch veränderten Mauslinien werden miteinander gekreuzt. Zusätzlich werden Mäuse eines Inzuchtstamms, der besonders anfällig für rheumatoide Arthritis ist, von der Versuchstierzucht Janvier Labs (Frankreich) bezogen. Die Zucht und Haltung der Tiere erfolgt am Universitätsklinikum Jena.

Bei den Mäusen wird im Alter von durchschnittlich 13 oder 93 Wochen eine Gelenkentzündung hervorgerufen, indem ein menschliches Eiweiß, vermischt mit einem Mineralöl (Freunds Adjuvans) unter bzw. in die Haut gespritzt wird. Dadurch wird eine Reaktion des Immunsystems gegen körpereigenes Gewebe ausgelöst, d.h. die Abwehrzellen wenden sich gegen das Gewebe des eigenen Körpers und zerstören es. In den folgenden 9 Tagen entwickeln alle Mäuse Arthritis, ungefähr 30 % der Tiere in stark ausgeprägter Form. Die Symptome der Mäuse bestehen in geschwollenen Gelenken mit Flüssigkeitsansammlungen im Gewebe und Rötungen und werden dreimal wöchentlich beurteilt.

Die Mäuse werden innerhalb von 8 Wochen nach Auslösen der Arthritis zu unterschiedlichen Zeitpunkten und auf nicht genannte Weise getötet und ihre Beine werden abgetrennt. Die Pfoten werden zur Gewinnung von Zellen verwendet, die Milz und Lymphknoten werden entnommen und die Bauchhöhle wird ausgespült, um daraus Zellen zu gewinnen.

Die Arbeiten wurden durch das Interdisziplinäre Zentrum für klinische Forschung (Jena) und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Rheumaforschung, Entzündungsforschung, Immunologie, Altersforschung

Originaltitel: Incidence and severity of G6PI-induced arthritis are not increased in genetically distinct mouse strains upon aging

Autoren: Nico Andreas (1)*, Sylvia Müller (1), Nicole Templin (1), Paul M. Jordan (2), Harald Schuhwerk (1), Michael Müller (1), Jana Gerstmeier (2), Laura Miek (2), Saskia Andreas (2), Oliver Werz (2), Thomas Kamradt (1)*

Institute: (1) Institut für Immunologie, Universitätsklinikum Jena, Leutragraben 3, 07743 Jena, (2) Abteilung für Pharmazeutische/Medizinische Chemie, Institut für Pharmazie, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena

Zeitschrift: Arthritis Research & Therapy 2021; 23: 222

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5448

Versuchsbeschreibung: Die männlichen Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs. Die Ratten werden mit einem gasförmigen Narkosemittel betäubt. Der Hals wird geschoren und desinfiziert und die Haut des Halses wird aufgeschnitten, so dass die rechte Halsschlagader freigelegt wird. Die Ader wird durchtrennt und dann wieder zusammengefügt. Die Tiere werden dabei in drei Gruppen eingeteilt. Bei der ersten Gruppe der Ratten werden die Gefäßenden miteinander vernäht. Bei der zweiten Gruppe wird durch einen Einschnitt in der Ader ein Katheter in die zu verschließende Gefäßregion eingeführt. Dann werden die Gefäßenden mit einem speziellen Klebstoff zusammengeklebt und der Katheter wird wieder entfernt. Bei der dritten Gruppe wird ein sogenannter Stent, eine schlauchförmige Gerüststruktur, die das Gefäß von innen stabilisieren soll, in den zu verschließenden Gefäßbereich geschoben und die Gefäßenden mit dem zu testenden Klebstoff aneinandergefügt. Zum Schluss wird die Haut wieder vernäht. Die Operationen erfolgen unter einem Mikroskop. Den Tieren werden im Anschluss täglich Medikamente gegen die Bildung von Blutgerinnseln oral verabreicht, vermutlich über eine Schlundsonde. Während und nach der Operation bekommen die Tiere Schmerzmittel unter die Haut gespritzt.

10 und 28 Tage nach der Operation werden die Tiere mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dazu werden die Tiere durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle in Narkose versetzt, dann wird ihnen eine Farbstofflösung in eine Schwanzvene gespritzt. Nach der zweiten Untersuchung an Tag 28 wird bei den Tieren, die noch immer narkotisiert sind, die Halsschlagader wieder freigeschnitten. Die Ader und das umliegende Gewebe werden untersucht. Anschließend werden die Gefäße herausgeschnitten, wodurch die Tiere verbluten.

Die Arbeiten wurden durch die Medizinische Fakultät des Universitätsklinikum RWTH Aachen gefördert.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Mikrochirurgie, Gefäßforschung

Originaltitel: Biodegradation and immunological parameters of polyurethane-based tissue adhesive in arterial microvascular anastomoses - a long-term in vivo study

Autoren: Ali Modabber (1)*, Philipp Winnand (1), Evgeny Goloborodko (1), Stephan Christian Möhlhenrich (1,2), Kristian Kniha (1), René Tolba (3), Stefan Jockenhoevel (4), Benita Hermanns-Sachweh (5), Frank Hölzle (1), Marius Heitzer (1)

Institute: (1) Klinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Aachen, Pauwelsstraße 30, 52074, Aachen, (2) Abteilung für Kieferorthopädie, Department für Zahn-, Mund und Kieferheilkunde, Universität Witten/Herdecke, Witten, (3) Institut für Versuchstierkunde, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum RWTH Aachen, Pauwelsstraße 30, 52074 Aachen, (4) Abteilung Biohybride & Medizinische Textilien (BioTex), Institut für Angewandte Medizintechnik (AME), Helmholtz-Institut für Biomedizinische Technik, RWTH Aachen Universität, Aachen, (5) Campus Melaten, Implantatpathologie, Zentrum für Bio-Medizintechnik (ZBMT), Aachen

Zeitschrift: Macromolecular Bioscience 2022; 22(4): e2100451

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5447

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen in Recklinghausen unter der Nummer 84-02.04.2012-A017 genehmigt. Die männlichen Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Genest Saint Isle, Frankreich). Die Hälfte der Ratten wird als Organspender eingesetzt, die anderen 68 Tiere als Organempfänger.

Während der Operationen erhalten die Ratten eine Inhalationsnarkose und Schmerzmittel unter die Haut gespritzt, weitere Injektionen erfolgen in die Penisvene. Die Spenderratten werden in Narkose versetzt und ihr Bauch wird aufgeschnitten. Die Leber wird freigeschnitten und verschiedene Venen werden durchtrennt. Dann wird das Zwerchfell aufgeschnitten und auf nicht genannte Weise ein Herzstillstand verursacht. Die Leber wird für 45 Minuten in dem toten Tier belassen, dann herausgenommen und für 18 Stunden gekühlt gelagert. Dabei wird ein Teil der Lebern zusätzlich mit gasförmigem Sauerstoff durchströmt und/oder mit einem Enzym behandelt, welches Blutgerinnsel auflöst. Einige Lebern erhalten keine weitere Behandlung.

Die Empfängerratten werden ebenfalls in Narkose versetzt und ihr Bauch wird aufgeschnitten. Die Lebern der Tiere werden herausgeschnitten und die Spenderlebern eingesetzt. Im Anschluss an die Operation sterben 8 Ratten innerhalb von einer Woche oder werden aufgrund ihres schlechten Gesundheitszustandes getötet.

Die Empfängerratten werden zu verschiedenen Zeitpunkten (3 Stunden, 24 Stunden, 7 Tage) nach der Transplantation getötet. Dazu erhalten sie eine Überdosis eines Narkosemittels, werden aufgeschnitten, ihre Leber wird entnommen und die Tiere werden ausgeblutet.

Die Arbeiten wurden durch die Fakultät für Medizin der RWTH Aachen gefördert.

Bereich: Transplantationsmedizin, Leberforschung, Gastroenterologie

Originaltitel: The benefits of fibrinolysis combined with venous systemic oxygen persufflation (VSOP) in a rat model of donation after circulatory death and orthotopic liver transplantation

Autoren: Nadja Kröger (1,2), Zoltan Czigany (1,3,4), Jipin Jiang (1), Mamdouh Afify (1,5), Pascal Paschenda (1), Kazuyuki Nagai (1), Shintaro Yagi (1), René H. Tolba (1)*

Institute: (1) Institut für Versuchstierkunde, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum RWTH Aachen, Pauwelsstraße 30, 52074 Aachen, (2) Plastische, Rekonstruktive und Ästhetische Chirurgie, Medizinische Fakultät, Universität zu Köln, Köln, (3) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum RWTH Aachen, Aachen, (4) Chirurgische Klinik, Campus Charité Mitte/Campus Virchow-Klinikum, Charité-Universitätsmedizin, Berlin, (5) Department of Pathology, Faculty of Veterinary Medicine, Cairo University, Gizeh, Ägypten

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2022; 23(9): 5272

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5446

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierungspräsidien Karlsruhe und Darmstadt genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Die Mäuse werden mit nicht veränderten, sogenannten Wildtyp-Mäusen gekreuzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River stammen. Zum Zeitpunkt der Versuche sind die Tiere 8 bis 12 Wochen alt.

In einer Studie werden Mäuse, die gentechnisch so verändert wurden, dass sie zu Arteriosklerose neigen, für 14 Wochen mit einem Futter mit erhöhtem Fettgehalt ernährt. Die Tiere werden mit Kohlendioxid erstickt, ihr Brustkorb wird aufgeschnitten und die Hauptschlagader für weitere Untersuchungen entnommen.

Anderen Mäusen wird an 5 aufeinander folgenden Tagen der Wirkstoff Tamoxifen in die Bauchhöhle gespritzt, der bestimmte Gene ausschaltet. Drei Tage später wird ihnen ein Vektor in die Schwanzvene injiziert, mit dem bestimmte Gene eingeschleust werden. Eine Woche später wird ihnen ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Der Hals der Tiere wird rasiert und aufgeschnitten. Die linke innere und äußere Halsschlagader werden freigelegt und mit einem Seidenfaden umschlungen, der nicht ganz zugezogen wird. Die Wunde wird vernäht und die Tiere werden für 2 Wochen mit einem fettreichen Futter ernährt. Dann werden die Tiere auf nicht genannte Art getötet, vermutlich werden auch sie mit Kohlendioxid erstickt. Dann wird ihre Halsschlagadern „geerntet“, also herausgeschnitten.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), die Japan Society For The Promotion Of Science (JSPS, Japan), und das National Institute for Diabetes and Digestive and Kidney Diseases (NIDDK, USA) gefördert.

Bereich: Arterioskleroseforschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Disturbed flow-induced Gs-mediated signaling protects against endothelial inflammation and atherosclerosis

Autoren: Akiko Nakayama (1)* Julián Albarrán-Juárez (1), Guozheng Liang (1), Kenneth Anthony Roquid (1), András Iring (1), Sarah Tonack (1), Min Chen (2), Oliver J. Müller (3), Lee S. Weinstein (2), Stefan Offermanns (1,4,5)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Abteilung Pharmakologie, Ludwigstrasse 43, 61231 Bad Nauheim, (2) Metabolic Diseases Branch, National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases, National Institutes of Health (NIH), Bethesda, USA, (3) Klinik für Innere Medizin III, Christian-Albrechts-Universität zu Kiel, Kiel, und Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Hamburg/Kiel/Lübeck, (4) Zentrum für Molekulare Medizin, Fachbereich Medizin, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt, (5) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Rhein Main

Zeitschrift: JCI Insight 2020; 5(23): e140485

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5445

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden am Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung in Bad Nauheim durchgeführt, wo die Mäuse und Ratten auch gehalten werden.

Neugeborenen Mäusen wird an 4 aufeinanderfolgenden Tagen eine Protein-Lösung oder eine proteinfreie Lösung gespritzt, vermutlich in die Bauchhöhle. Am dritten Tag wird ihnen zusätzlich eine Substanz gespritzt, welche sich teilende Zellen markiert. Am 5. Lebenstag werden die Nager auf nicht genannte Weise getötet, ihre Herzen entnommen, aus den Herzen Zellen isoliert und weiter untersucht.

Zusätzlich werden Rattenembryonen und 3 Tage alte Ratten auf nicht genannte Art getötet, ihre Herzen entnommen und Zellen des Herzens isoliert.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, ein Croucher Fellowship for Postdoctoral Research (China) und die Leducq Foundation (Frankreich) gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung, Entwicklungsbiologie

Originaltitel: Modulation of mammalian cardiomyocyte cytokinesis by the extracellular matrix

Autoren: Chi-Chung Wu (1,2)*, Sylvia Jeratsch (2,3), Johannes Graumann (2,3), Didier Y.R. Stainier (1,2)*

Institute: (1) Abteilung Genetik der Entwicklung, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Ludwigstrasse 43, 61231 Bad Nauheim, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Rhein Main, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (3) Biomolekulare Massenspektrometrie, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim

Zeitschrift: Circulation Research 2020;127: 896-907

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5444

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Freiburg genehmigt. Es werden Mäuse mit verschiedenen gentechnischen Veränderungen und gentechnisch nicht veränderte, sogenannte „Wildtyp“-Mäuse, verwendet. Die Wildtyp-Mäuse stammen aus der Zucht der Universität Konstanz. Verschiedene gentechnisch veränderte Mäuse werden von anderen Wissenschaftlern zur Verfügung gestellt und miteinander gekreuzt. Zum Zeitpunkt der Versuche sind die Mäuse zwischen 7 und 14 Wochen alt es werden verschiedene Versuche durchgeführt.

In einem Versuch wird Mäusen eine entzündungsauslösende Substanz in die Bauchhöhle gespritzt. 6 Stunden später werden sie auf nicht genannte Weise getötet. Aus ihren Organen werden verschiedene Zellen gewonnen und in weiteren Versuchen eingesetzt.

Anderen Tieren wird das Rückenfell geschoren. Die Rückenhaut und die Ohren der Mäuse werden über 5 Tage täglich mit dem Wirkstoff Tamoxifen behandelt (Tamoxifen schaltet bei den gentechnisch veränderten Tieren gezielt bestimmte Gene aus). Einem Teil der Tiere wird danach ein Fluoreszenzfarbstoff gemeinsam mit einem Allergen auf die Rückenhaut aufgetragen. 24 Stunden später werden sie auf nicht genannte Weise getötet und Proben ihrer Haut und Lymphknoten werden entnommen.

Andere Tiere werden nach der Tamoxifen-Behandlung ebenso mit einem Fluoreszenzfarbstoff und einem Allergen auf der Rückenhaut behandelt. Nach 5 Tagen wird die Dicke der Ohren bestimmt. Dann wird erneut der Fluoreszenzfarbstoff auf die Ohren der Tiere aufgetragen, im Anschluss werden die Tiere getötet. Die Dicke der Ohren wird erneut bestimmt, um das Ausmaß der Hautschwellung zu beurteilen. Weiteren Tieren wird nach der Tamoxifen-Behandlung für 5 Tage eine Substanz auf den Rücken und die Ohren aufgetragen, die eine Entzündung der Haut verursacht. Die Dicke der Haut wird an den Ohren und am Rücken gemessen. Auf die so geschädigte Haut wird dann ein Allergen aufgetragen. Die Dicke der Haut wird gemessen und der Verlauf der Entzündung mit Fotos dokumentiert.

Bei einer Gruppe von unbehandelten oder unterschiedlich behandelten Mäusen wird untersucht, wie häufig sie sich kratzen. Dabei werden bis zu 30 „Kratzepisoden“ innerhalb von 15 Minuten beobachtet. Bei anderen Tieren wird nach der Tamoxifen-Behandlung ein Schuppenflechten-ähnlicher Zustand herbeigeführt, indem ihnen 8 Tage lang täglich eine mit einer Chemikalie versetzte Creme auf die Haut von Rücken und Ohren aufgetragen wird. Die Dicke der Haut am Rücken wird täglich gemessen und die Haut wird täglich fotografiert. Anhand der Bilder wird die Rötung und Schädigung der Haut beurteilt und nach einem Punkteschema bewertet.

Obwohl es nicht bei jeder aufgeführten Gruppe erwähnt wird, ist davon auszugehen, dass alle Nager nach den Versuchen getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Entzündungsforschung, Dermatologie

Originaltitel: Keratinocytes control skin immune homeostasis through de novo-synthesized glucocorticoids

Autoren: Truong San Phan (1), Leonhard Schink (1), Jasmin Mann (1), Verena M. Merk (1), Pascale Zwicky (2), Sarah Mundt (2), Dagmar Simon (3), Dagmar Kulms (4), Susanne Abraham (4), Daniel F. Legler (5,6), Mario Noti (7), Thomas Brunner (1)*

Institute: (1) Biochemische Pharmakologie, Fachbereich Biologie, Universität Konstanz, Universitätsstraße 10, 78464 Konstanz, (2) Institut für Experimentelle Immunologie, Universität Zürich, Zürich, Schweiz, (3) Universitätsklinik für Dermatologie, Inselspital Universitätsspital, Bern, Schweiz, (4) Arbeitsgruppe für Experimentelle Dermatologie, Klinik und Poliklinik für Dermatologie, Technische Universität Dresden, Dresden, (5) Biotechnologie Institut Thurgau (BITg) an der Universität Konstanz, Kreuzlingen, Schweiz, (6) Theodor Kocher Institut, Universität Bern, Bern, Schweiz, (7) Institut für Pathologie, Universität Bern, Bern, Schweiz

Zeitschrift: Science Advances 2021; 7: eabe0337

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5443

Versuchsbeschreibung: Es werden gentechnisch veränderte und nicht veränderte Mäuse im Alter von 10 bis 12 Wochen eingesetzt. Die Mäuse stammen aus der Zucht der Universität Konstanz, wo auch die Versuche stattfinden.

Einem Teil der Mäuse wird eine Substanzmischung in die Bauchhöhle gespritzt, die zu einer akuten Leberentzündung führt. Einer Gruppe der Tiere wird eine Stunde vorher ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt, anderen Tieren eine wirkstofffreie Lösung. 6 Stunden später werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet.

Weitere Mäuse werden ohne vorherige Behandlung auf nicht genannte Art getötet. Es werden Proben aus der Leber sowie Oberschenkel- und Schienbeinknochen entnommen und an den daraus gewonnenen Zellen weitere Versuche durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Ministerium für Wissenschaft, Forschung und Kunst Baden-Württemberg und das Zukunftskolleg der Universität Konstanz gefördert.

Bereich: Entzündungsforschung

Originaltitel: Pharmacological LRH-1/Nr5a2 inhibition limits proinflammatory cytokine production in macrophages and associated experimental hepatitis

Autoren: Juliane Schwaderer (1), Truong San Phan (1), Astrid Glöckner (1), Johannes Delp (2,3), Marcel Leist (2), Thomas Brunner (1), M. Eugenia Delgado (1)*

Institute: (1) Biochemische Pharmakologie, Fachbereich Biologie, Universität Konstanz, Universitätsstraße 10, 78464 Konstanz, (2) In Vitro Toxikologie und Biomedizin, Fachbereich Biologie, Universität Konstanz, Konstanz, (3) Kooperatives Promotionskolleg InViTe, Universität Konstanz, Konstanz

Zeitschrift: Cell Death and Disease 2020; 11: 154

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5442

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter den Nummern 55.2-1-54-2532-214-2013 und 55.2-1-54-2532-217-2014 genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte und nicht veränderte Mäuse eingesetzt. Die gentechnischen Veränderungen führen bei einem Teil der Mäuse zu einer fehlerhaften Funktion der Mitochondrien (Kraftwerke der Zellen).

Eine andere gentechnische Veränderung schaltet ein Protein (den Tumor-Nekrosefaktor, TNF) aus, was dazu führt, dass die im Darm vorkommenden Mikroorganismen eine Entzündung der Darmschleimhaut verursachen.

Die Mäuse werden über mehrere Generationen unter spezifisch pathogen-freien Bedingungen gehalten, d.h. unter sehr sterilen Bedingungen. Ein Teil der Tiere erhält im Alter von 6 Wochen für 4 Wochen eine spezielle Futtermischung. Dann wird ihnen für 7 Tage ein Futter gegeben, das mit einer Substanz angereichert ist, die bei den gentechnisch veränderten Tieren zu einer Darmentzündung führt. Das Körpergewicht, der Allgemeinzustand, das Verhalten und Darm-Symptome wie Durchfall werden beobachtet. Die Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten mit Kohlendioxid erstickt und ihr Darm wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Helmsley Charitable Trust (USA) gefördert.

Bereich: Gastroenterologie, Entzündungsforschung

Originaltitel: Mitochondrial impairment drives intestinal stem cell transition into dysfunctional paneth cells predicting Crohn’s disease recurrence

Autoren: Sevana Khaloian (1), Eva Rath (1), Nassim Hammoudi (2), Elisabeth Gleisinger (1), Andreas Blutke (3), Pieter Giesbertz (4), Emanuel Berger (1), Amira Metwaly (1), Nadine Waldschmitt (1), Matthieu Allez (2), Dirk Haller (1,5)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Ernährung und Immunologie, Technische Universität München (TUM), Gregor-Mendel-Str. 2, 85354 Freising-Weihenstephan, (2) Department of Gastroenterology, Hôpital Saint-Louis, Université de Paris 1, Paris, Frankreich, (3) Abteilung Analytische Pathologie, Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (4) Lehrstuhl für Ernährungsphysiologie, Technische Universität München, Freising-Weihenstephan, (5) ZIEL Institute for Food & Health, Technische Universität München, München

Zeitschrift: Gut 2020; 69: 1939-1951

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5441

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB-55.2–2532.Vet_02-16-159 genehmigt. Die Versuche werden am Kleintierforschungszentrum Weihenstephan (Freising) der Technischen Universität München durchgeführt. Es werden gentechnisch veränderte und nicht veränderte Mäuse in verschiedenen Versuchen eingesetzt. Ein Teil der Mäuse wird jeweils einzeln für 4 Stunden in einen sogenannten metabolischen Käfig (3 Liter Volumen) gesetzt, der auf 30°C erwärmt ist. Sauerstoffverbrauch und Kohlendioxidproduktion werden gemessen. Dann werden die Mäuse kurz aus dem Käfig genommen und die Temperatur wird auf 26°C verringert. Den Mäusen wird eine Substanz unter die Haut gespritzt, die den Stoffwechsel stimuliert und sie werden für 60 bis 70 Minuten wieder zurück in den metabolischen Käfig gesetzt. Während der Versuchsdauer steht den Tieren weder Wasser noch Nahrung zur Verfügung. Eine Woche später werden die Mäuse erneut in den metabolischen Käfig gesperrt. Im Käfig wird nun stufenweise die Temperatur von 30°C in 5 Grad-Schritten auf 0°C abgesenkt. Jede Temperatur wird für 45 bis 90 Minuten gehalten, bevor die Temperatur abgesenkt wird. Die gesamte Prozedur dauert bis zu 8 Stunden, in denen die Tiere weder Wasser noch Nahrung erhalten. Wenn der Sauerstoffverbrauch einer Maus sich als Reaktion auf die Kälte deutlich verringert, wird sie sofort aus dem metabolischen Käfig „gerettet“. Direkt im Anschluss an den Versuch werden die Tiere getötet.

Ein weiterer Teil der Tiere wird in zwei Gruppen aufgeteilt. Eine Gruppe erhält für 8 Wochen eine normale Futtermischung, die andere Gruppe erhält ein Futter mit erhöhtem Fettgehalt. Das Körpergewicht wird wöchentlich kontrolliert. Zu Beginn des Fütterungsversuchs und dann alle 2 Wochen wird die Menge des Körperfetts der Tiere mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanzspektroskopie) beurteilt. Der Versuch wird bei 23°C und 30°C durchgeführt. Im Anschluss an die Fütterungsversuche wird den Mäusen eine Substanz in die Bauchhöhle gespritzt, dann werden sie mit einem bildgebenden Verfahren untersucht und im Anschluss getötet. Ihr Fettgewebe wird herausgeschnitten und weiter untersucht.

Einer weiteren Gruppe von Mäusen wird ab einem Alter von 12 Wochen das Futter mit erhöhtem Fettgehalt gegeben. Nach 8 Wochen wird ihnen an 5 aufeinanderfolgenden Tagen ein Wirkstoff oder eine wirkstofffreie Kochsalzlösung in die Bauchhöhle gespritzt. Vermutlich werden auch diese Tiere im Anschluss getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Else Kröner Fresenius Stiftung und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Ernährungswissenschaft, Übergewichtsforschung

Originaltitel: Uncoupling protein-1 expression does not protect mice from diet-induced obesity

Autoren: Hui Wang (1,2), Monja Willershäuser (1,2), Yongguo Li (1,2), Tobias Fromme (1,2), Katharina Schnabl (1,2), Andrea Bast-Habersbrunner (1,2), Samira Ramisch (1,2), Sabine Mocek (1,2), Martin Klingenspor (1,2)*

Institute: (1) Else Kröner Fresenius Zentrum (EKFZ) für Ernährungsmedizin, Technische Universität München, Freising, (2) Lehrstuhl für Molekulare Ernährungsmedizin, Technische Universität München, Gregor Mendel Str. 2, 85354 Freising-Weihenstephan

Zeitschrift: American Journal of Physiology - Endocrinology and Metabolism 2021; 320(2): E333–E345

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5440

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde in Baden-Württemberg unter der Nummer CU-01/16 genehmigt und im NTP-Register unter der Nummer 33978-3-1 registriert.

Männliche Ferkel (Deutsche Landrasse) und gentechnisch veränderte Ferkel werden 4 oder 5 Tage nach ihrer Geburt getötet. Die Deutsche Landrasse-Ferkel werden dafür mit einem Bolzenschuss betäubt und dann durch Aufschneiden der Halsschlagader ausgeblutet. Die gentechnisch veränderten Ferkel, deren Herstellung durch den Staat Bayern unter der Nummer ROB-55.2-2532. Vet_02-17-136 genehmigt wurde, werden in Narkose versetzt und dann ausgeblutet. Stücke aus den Muskeln des Rückens oder des Oberschenkels der Tiere werden entnommen. Aus diesen Muskelstücken werden Zellen isoliert und kultiviert.

Aus einem örtlichen Schlachthof werden Harnröhren weiblicher Schweine bezogen. Die Harnröhren werden aufgeschnitten, dann werden die Muskelzellen der Ferkel in das Gewebe der Harnröhre injiziert. Dazu werden zwei verschiedene Verfahren verwendet: entweder die Muskelzellen werden mit einer Spritze in das Gewebe der Harnröhre injiziert oder mit einem Wasserstrahl in das Gewebe geschossen.

Im Anschluss an die Versuche mit Harnröhren geschlachteter Schweine wird das Verfahren zur Injektion von Muskelzellen mit dem Wasserstrahl an 24 lebenden weiblichen Schweinen getestet. Die Tiere werden narkotisiert und ihre Harnröhre und Blase werden endoskopisch untersucht. Dann wird ein Sensor in die Harnröhre geschoben, der feststellt, wo der Schließmuskel der Harnblase sitzt. An dieser Position werden mit dem Wasserstrahlverfahren Farbstoff-markierte Muskelzellen injiziert. Dabei wird zunächst ein hoher Wasserdruck verwendet, der das Gewebe auflockern soll. Dann werden die Zellen mit geringerem Wasserdruck auf das Gewebe geschossen. Bei 8 der 24 Tieren kommt es durch die Wasserstrahlinjektion zu einer Blutung, bei einem Tier wird die Harnröhre durchstoßen. Nach dem Eingriff werden die Tiere entweder direkt oder nach 2 oder 7 Tagen getötet. Dazu werden sie in Narkose versetzt und mit dem Tötungsmittel T61 getötet. Die Harnröhre und Blase werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Zukunftsfonds des Bundesministeriums der Finanzen gefördert.

Bereich: Biomedizinische Technik, Urologie, Regenerationsforschung

Originaltitel: Replacing needle injection by a novel waterjet technology grants improved muscle cell delivery in target tissues

Autoren: Ruizhi Geng (1), Jasmin Knoll (1), Niklas Harland (2), Bastian Amend (2), Markus D. Enderle (3), Walter Linzenbold (3), Tanja Abruzzese (1), Claudia Kalbe (4), Elisabeth Kemter (5,6), Eckhard Wolf (5,6), Martin Schenk (7), Arnulf Stenzl (2), Wilhelm K. Aicher (1)*

Institute: (1) Klinik für Urologie, Universitätsklinikum Tübingen, Waldhörnlestraße 22, 72072 Tübingen, (2) Klinik für Urologie, Universitätsklinikum Tübingen, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (3) Erbe Elektromedizin GmbH, Tübingen, (4) Institut für Muskelbiologie und Wachstum, Forschungsinstitut für Nutztierbiologie, Dummerstorf, (5) Lehrstuhl für Molekulare Tierzucht und Biotechnologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Oberschleißheim, (6) Center for Innovative Medical Models, Ludwig-Maximilians-Universität München, Oberschleißheim, (7) Universitätsklinik für Allgemeine, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Tübingen, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: Cell Transplantation 2022; 31: 1-17

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5439

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer HT3/16 genehmigt. Die Mäuse werden im Alter von 6 Wochen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratory (Sulzfeld) bezogen und an der Universität Tübingen gehalten.

Im Alter von 7 Wochen werden den Mäusen menschliche Melanomzellen, das sind Zellen des Schwarzen Hautkrebs, unter die Haut der rechten Flanke gespritzt. Dadurch entwickeln sie Tumore. Die Tiere werden in vier Gruppen aufgeteilt. Einer der Gruppen wird 5 Mal wöchentlich ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Eine andere Gruppe bekommt täglich Ascorbat, das ist eine Form des Vitamin C, in die Bauchhöhle gespritzt. Der dritten Gruppe wird eine Mischung von Wirkstoff und Ascorbat in die Bauchhöhle gespritzt. Die vierte Gruppe erhält eine Injektion von Kochsalzlösung ohne Wirkstoff und Ascorbat in die Bauchhöhle. Die Tiere erhalten über die Versuchsdauer bis zu 20 Spritzen in die Bauchhöhle. Die Mäuse werden jeden zweiten Tag gewogen und die Größe der Tumore wird täglich gemessen. Schließlich werden die Mäuse mit Kohlendioxid erstickt und verschiedene Gewebe bzw. die vorhandenen Tumore für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Pascoe pharmazeutische Präparate GmbH und die Else-Übelmesser Stiftung unterstützt.

Bereich: Krebsforschung, Dermatologie

Originaltitel: Therapeutic efficacy of pharmacological ascorbate on Braf inhibitor resistant melanoma cells in vitro and in vivo

Autoren: Heike Niessner (1,2,3)*, Markus Burkard (1), Christian Leischner (1), Olga Renner (1), Sarah Plöger (2), Francisco Meraz-Torres (2), Matti Böcker (2), Constanze Hirn (2), Ulrich M. Lauer (4), Sascha Venturelli (1,5), Christian Busch (6), Tobias Sinnberg (2,3,7)*

Institute: (1) Fachgebiet für Biochemie der Ernährung, Institut für Ernährungswissenschaften, Universität Hohenheim, Stuttgart, (2)* Universitäts-Hautklinik, Sektion für Dermatologische Onkologie, Universitätsklinikum Tübingen, Liebermeisterstr. 25, 72076 Tübingen, (3) Exzellenzcluster iFIT (Image Guided and Functionally Instructed Tumor Therapies), Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (4) Medizinische Klinik Innere Medizin VIII, Universitätsklinikum Tübingen, Tübingen, (5) Abteilung für Vegetative und Klinische Physiologie, Physiologisches Institut Tübingen, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (6) Dermatologie zum Delfin, Winterthur, Schweiz, (7) Klinik für Dermatologie, Venerologie und Allergologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Berlin

Zeitschrift: Cells 2022; 11: 1229

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5438

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer 35-9185.81/G-184/16 genehmigt. Die 30 weiblichen Hausschweine sind ca. 3 Monate alt und wiegen ca. 30 kg.

Die Schweine werden narkotisiert, ihnen wird der Bauchraum aufgeschnitten und ein Teil der Bauchspeicheldrüse entfernt. Die Schnittstelle der Bauchspeicheldrüse wird vernäht, dann wird bei einer Gruppe Schweine ein Testgel und bei einer anderen Gruppe eine Kochsalzlösung auf den Stumpf aufgebracht. Das Testgel soll dabei anzeigen, ob der Stumpf der Bauchspeicheldrüse ausreichend vernäht worden ist, indem es sich verfärbt, sobald Bauchspeicheldrüsenflüssigkeit austritt. Hier wird nur die Verfärbung des Materials beobachtet, wenn tatsächlich Flüssigkeit aus der Bauchspeicheldrüse austritt, werden diese Leckagen nicht chirurgisch versorgt. Im Anschluss wird das zu testende Material mit Mulltüchern und durch Spülen mit Kochsalzlösung entfernt. Um besser überprüfen zu können, ob das zu testende Material einen toxischen Effekt hat, wird die Spülflüssigkeit in der Bauchhöhle belassen. Es wird ein Schlauch in die Bauchhöhle der Tiere gelegt, durch den später Proben der Wundflüssigkeit entnommen werden können. Der Schnitt im Bauch der Schweine wird wieder zugenäht.

In den folgenden 7 Tagen werden Proben von der Flüssigkeit genommen, die durch den Schlauch austritt. Vier Tiere werden 2 Tage nach der Operation getötet und untersucht. Eines der Tiere hört am vierten Tag nach der Operation auf, Nahrung zu sich zu nehmen und wird darauf hin erneut operiert. Bei dem Tier werden Verwachsungen und eine Aufblähung des Dünndarms festgestellt, es wird getötet. Sieben Tage nach der ersten Operation wird auch der Bauchraum der verbliebenen Tiere erneut aufgeschnitten. Bei den meisten Tieren werden dabei Verwachsungen, Abszesse oder Flüssigkeitsansammlungen gefunden. Im Anschluss an die Versuche werden alle Tiere in Narkose durch Spritzen von Kaliumchlorid getötet.

Zusätzlich wird Bauchspeicheldrüsengewebe von 6 weiteren Schweinen eingesetzt, die in einem Chirurgiekurs „verwendet“ wurden.

Die Arbeiten wurden durch die Heidelberger Stiftung Chirurgie und das Medtech 4 Health Programm der Schwedischen Regierungsagentur für Innovation Vinnova (Stockholm, Schweden) gefördert.

Bereich: Chirurgie, Wundheilung, Gastroenterologie, Biomaterialforschung

Originaltitel: SmartPAN: In vitro and in vivo proof-of-safety assessments for an intra-operative predictive indicator of postoperative pancreatic fistula

Autoren: Thomas M. Pausch (1)*, Marc Bartel (2), Jiaqu Cui (1), Ophelia Aubert (1), Clara Mitzscherling (1), Xinchun Liu (1), Bodil Gesslein (3), Peter Schuisky (3), Felix K. F. Kommoss (4), Thomas Bruckner (2), Mohammad Golriz (1), Arianeb Mehrabi (1), Thilo Hackert (1)*

Institute: (1) Klinik für Allgemein-, Viszeral-, und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 420, 69120 Heidelberg, (2) Institut für Rechtsmedizin und Verkehrsmedizin, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (3) Magle Chemoswed, Malmö, Schweden, (4) Pathologisches Institut, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Basic & Clinical Pharmacology & Toxicology 2022; 130: 542–552

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5437

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz (LAVES) unter der Nummer 33.9-42502-04-14/1463 genehmigt. Die Mäuse stammen aus dem Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften in Göttingen.

Die Tiere werden in zwei verschiedenen Käfigtypen gehalten. Die Käfige der ersten Gruppe sind 58 x 40 x 32 cm groß und enthalten zwei Stockwerke. Im unteren Stockwerk befindet sich ein kleiner Bereich mit Futter und ein größerer Bereich mit Wasser, drei Laufrädern, Material zum Nestbau und einem Haus. Die beiden Bereiche sind mit einer Tür verbunden, die sich nur in Richtung des Wasserbereichs öffnen lässt. Das obere Stockwerk besteht aus einem Labyrinth. Um vom Wasser zum Futter zu gelangen, müssen die Mäuse über eine Leiter in das obere Stockwerk steigen und das Labyrinth durchqueren, um dann durch eine Röhre zu dem Bereich mit Futter zu gelangen. Das Labyrinth wird dreimal in der Woche durch ein anderes Labyrinth ersetzt.

Die Mäuse der zweiten Gruppe leben in Standardkäfigen der Maße 36,5 x 20,7 x 14 cm, die aus nur einem Stockwerk bestehen und ausschließlich Material zum Nestbau enthalten.

Im Alter von über 12 Wochen wird den Tieren ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Der Kopf wird in einem stereotaktischen Rahmen fixiert. Die Kopfhaut wird auf einer Länge von 0,5 cm aufgeschnitten und ein Loch in den Schädel gebohrt, durch das Viren in das Gehirn gespritzt werden. Anschließend wird die Haut wieder zugenäht.

Drei bis 6 Wochen nach der Virusinjektion werden die Mäuse erneut in Narkose versetzt. Der Kopf der Tiere wird in einen stereotaktischen Rahmen gespannt. Die Kopfhaut wird entfernt und ein Halter wird auf den Schädel der Tiere geklebt. Es wird ein kreisförmiges, 2-3 mm großes Loch in den Schädel gefräst und der Knochen entfernt. Die Hirnhaut wird entfernt und ein dünner Schlauch eingeführt, durch den Flüssigkeit aus dem Gehirn abfließen kann. Die Öffnung im Schädel wird mit einer Glasplatte verschlossen, die auf den Schädelknochen geklebt wird. Anschließend werden die Mäuse mit dem Halter auf einer kippbaren Platte fixiert und mit einem hochauflösenden Mikroskop wird durch das Glasfenster im Schädel ihr lebendes Gehirn untersucht. Diese Untersuchung dauert 2,5 Stunden.

Vermutlich werden die Tiere im Anschluss getötet, in einer anderen Publikation erwähnen die Autoren aber, dass es möglich sei, das Gehirn der Tiere über einen Zeitraum von Tagen oder sogar Monaten durch das in ihren Schädeln eingebrachte „Fenster“ zu beobachten.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Niedersächsische Vorab (VolkswagenStiftung und Niedersächsisches Ministerium für Wissenschaft und Kultur) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Environmental enrichment enhances patterning and remodeling of synaptic nanoarchitecture as revealed by STED nanoscopy

Autoren: Waja Wegner (1,2), Heinz Steffens (1,2), Carola Gregor (3,4,5), Fred Wolf (5,6,7), Katrin I. Willig (1,2,5)*

Institute: (1) Optical Nanoscopy in Neuroscience, Mikroskopie im Nanometerbereich und Molekularphysiologie des Gehirns (CNMPB), Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (2)* Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Hermann-Rein-Str. 3, 37075 Göttingen, (3) Abteilung NanoBiophotonik, Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Göttingen, (4) Abteilung Optische Nanoskopie, Institut für Nanophotonik Göttingen, Göttingen, (5) Exzellenzcluster „Multiscale Bioimaging: von molekularen Maschinen zu Netzwerken erregbarer Zellen“ (MBExC), Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (6) Max-Planck-Institut für Dynamik und Selbstorganisation, Göttingen, (7) Göttingen Campus Institut für Dynamik biologischer Netzwerke (CIDBN), Göttingen

Zeitschrift: eLife 2022; 11: e73603

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5436

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 16/2073 genehmigt. Es werden Kreuzungen von unterschiedlich gentechnisch veränderten Tieren sowie nicht gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Die gentechnischen Veränderungen führen zu einer Anreicherung des Proteins ?-Synuclein in Nervenzellen und die betroffenen Tiere gelten als sogenannte „Modelle“ zur Untersuchung neurodegenerativer Erkrankungen wie Morbus Parkinson.

Die Auswirkungen der gentechnischen Veränderungen werden für einen Teil der Tiere in sechs verschiedenen Verhaltenstests beobachtet: (1) In einem der Tests wird überprüft, ob die Tiere in der Lage sind, ein Nest zu bauen. Dazu wird ihnen ein Papiertuch in den Käfig gelegt und 24 Stunden später überprüft, ob die Tiere das Tuch zum Nestbau verwendet haben und wie gut das Nest gebaut wurde. (2) In einem weiteren Versuch wird die Bewegung der Mäuse beobachtet, um auf ihre Koordination und Bewegungsaktivität zurückzuschließen. (3) Die Mäuse werden für 5 Minuten in ein Feld gesetzt, in dem sich zwei identische weiße Plastikboxen befinden, dies wird zwei Tage lang wiederholt. Dann wird eine der Plastikboxen durch einen Stein ersetzt. Es wird beobachtet, wie oft sich die Mäuse dem Stein oder der Plastikbox nähern, um daraus Rückschlüsse auf ihr Gedächtnis zu ziehen. (4) Die Tiere werden auf ein sogenanntes „erhöhtes Plus Labyrinth“ gesetzt, welches aus zwei sich kreuzenden Stegen besteht, die die 4 Arme des Labyrinths bilden. Zwei der Arme haben keine und zwei haben Seitenwände. Es wird gemessen, wie lange sich die Tiere in den offenen oder geschützten Armen des Labyrinths aufhalten. Daraus sollen Rückschlüsse auf die Ängstlichkeit der Tiere gezogen werden. (5) In einem weiteren Test werden die Tiere für 3 Minuten in eine neue Umgebung gesetzt. Dann wird ihnen für 30 Sekunden ein hoher Ton vorgespielt und für 2 Sekunden über die Füße ein Stromschlag zugefügt. Am nächsten Tag werden die Tiere erneut in dieselbe Umgebung gesetzt, in der sie zuvor den Stromschlag erhalten haben. Ebenso werden die Tiere in eine neue/andere Umgebung gesetzt und ihnen der Ton vorgespielt, der den Stromschlag begleitet hat. Am Verhalten der Tiere soll abgelesen werden, ob sie die Umgebung oder den Ton mit dem Stromstoß in Verbindung bringen und ängstlich reagieren. (6) Die Mäuse werden auf eine Stange gesetzt, die sich mit steigender Geschwindigkeit dreht. Es wird gemessen, wie lange sich die Tiere halten können, bevor sie herunterfallen.

Die Tiere mit den gentechnischen Veränderungen schneiden bei einem Teil der Tests wesentlich schlechter ab, insbesondere sind die Bewegungsaktivität, das assoziative Lernen sowie die Fähigkeit zum Nestbau beeinträchtigt und die Tiere reagieren ängstlicher.

Für einen Teil der Tiere wird die Lebensdauer untersucht, indem gewartet wird, bis sie sterben. Bedingt durch die genetischen Veränderungen ist ihre Lebenserwartung verkürzt.

Andere Tiere werden mit Kohlendioxid betäubt, dann werden sie getötet, indem ihr Kopf fixiert wird und am Schwanz gezogen wird, wodurch das Rückenmark im Bereich der Halswirbelsäule reißt. Das Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Gesundheit, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Alzheimer’s Drug Discovery Foundation (USA), das U.S. Department of Agriculture, Agricultural Research Service (USA), das Instituto Carlos III (Spanien) und das Spanische Gesundheitsministerium gefördert.

Bereich: Parkinson-Forschung, Neurologie, Neuropathologie

Originaltitel: Cellular prion protein mediates ?-synuclein uptake, localization, and toxicity in vitro and in vivo

Autoren: Tobias Thom (1), Matthias Schmitz (1)*, Anna-Lisa Fischer (1), Angela Correia (1), Susana Correia (1), Franc Llorens (1,2,3), Anna-Villar Pique (1,2,3), Wiebke Möbius (4), Renato Domingues (5), Saima Zafar (1,6), Erik Stoops (7), Christopher J. Silva (8), Andre Fischer (9,10,11), Tiago F. Outeiro (5,12,13), Inga Zerr (1)

Institute: (1) Klinik für Neurologie, Universitätsmedizin Göttingen und Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Georg-August Universität Göttingen, Robert-Koch-Str. 40, 37075 Göttingen, (2) Network Center for Biomedical Research of Neurodegenerative Diseases (CIBERNED), Institute Carlos III, Madrid, Spanien, (3) Bellvitge Biomedical Research Institute, L’Hospitalet de Llobregat, Barcelona, Spanien, (4) Abteilung Neurogenetik, Max-Planck-Institut für Experimentelle Medizin, Göttingen, (5) Abteilung für Experimentelle Neurodegeneration, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (6) Biomedical Engineering and Sciences Department, School of Mechanical and Manufacturing Engineering, National University of Sciences and Technology, Islamabad, Pakistan, (7) ADx NeuroSciences, Gent, Belgien, (8) Produce Safety & Microbiology Research Unit, Western Regional Research Center, United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Albany, USA, (9) Forschungsgruppe Epigenetik und Systemmedizin bei Neurodegenerativen Erkrankungen, Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Göttingen, (10) Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (11) Exzellenzcluster Multiscale Bioimaging (MBExC), Georg-August Universität Göttingen, Göttingen, (12) Max-Planck-Institut für Experimentelle Medizin, Göttingen, (13) Translational and Clinical Research Institute, Faculty of Medical Sciences, Newcastle University, Newcastle Upon Tyne, Großbritannien

Zeitschrift: Movement Disorders 2021; 37(1): 39-51

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5435