Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit unter der Nummer 33.19-42502-05-17A206 genehmigt. Durchgeführt werden sie am Institut für Parasitologie in Hannover, wo die Tiere auch gehalten werden. Ein Teil der Tiere wurde zuvor bereits in Versuchen eingesetzt, in denen sie mit anderen Parasiten infiziert wurden.

Die Tiere werden paarweise gehalten. Die Katzen werden in Innenhaltung gehalten und ihnen wird Beschäftigungsmaterial wie Spielzeug und Kratzmöglichkeiten zur Verfügung gestellt. Die Hunde haben Zugang zu einem betonierten Außenbereich und erhalten ebenfalls Spielzeug. Acht Katzen im Alter von 4 Monaten bis 12 Jahren werden mit einem Hakenwurm (Ancylostoma tubaeforme) infiziert, indem ihnen Larven des Wurms oral verabreicht werden. Wie dies geschieht, wird nicht beschrieben. Die Hakenwürmer können unter anderem Blutarmut, Durchfall und Entwicklungsverzögerungen verursachen. Konkrete Symptome der in diesem Versuch eingesetzten Katzen werden nicht genannt.

Drei der Katzen aus dem Versuch mit dem Hakenwurm (7 Monate alt) und zwei weitere, 3 Monate alte Katzen werden später mit einem Rundwurm (Toxocara cati) infiziert, indem ihnen Eier des Parasiten oral verabreicht werden. Die Symptome dieser Infektion treten üblicherweise bei Jungtieren auf und umfassen Durchfall, Erbrechen, Wachstumsstörungen und Bauchbeschwerden bis zu einem Darmverschluss. Die Symptome der in dieser Studie eingesetzten Katzen werden nicht genannt.

Sieben Hunden im Alter von 5 Monaten bis 5 Jahren werden Larven eines Hakenwurms (Uncinaria Stenocephala) oral verabreicht. Der Parasit kann vor allem bei Jungtieren zu Durchfällen führen. Ein weiterer Hund wird nicht infiziert, lebt aber mit einem infizierten Hund zusammen.

Von den Katzen und Hunden werden über einen Zeitraum von bis zu 102 Tagen jeden 2. Tag Kotproben gesammelt und analysiert.

Es wird festgestellt, dass auch der Hund, der nicht infiziert wurde, 30 Tage nach Beginn des Versuchs Hakenwurm-Eier ausscheidet. Bei zwei Hunden tritt während der Versuche eine Infektion mit einem anderen Parasiten aus früheren Infektionsversuchen erneut auf, obwohl die Tiere zuvor entwurmt wurden.

Die Veröffentlichung der Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Tierärztliche Hochschule Hannover finanziell unterstützt.

Bereich: Veterinärparasitologie, Tiermedizin, Diagnostik

Originaltitel: Evaluation of a commercial coproantigen immunoassay for the detection of Toxocara cati and Ancylostoma tubaeforme in cats and Uncinaria stenocephala in dogs

Autoren: Daniela Hauck (1), Katharina Raue (1), Katrin Blazejak (1), Rita M. Hanna (2), David A. Elsemore (2), Nikola Pantchev (3), Christina Strube (1)*

Institute: (1) Institut für Parasitologie, Zentrum für Infektionsmedizin, Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 17, 30559 Hannover, (2) IDEXX Laboratories Inc, Westbrook, USA, (3) IDEXX Laboratories, Kornwestheim

Zeitschrift: Parasitology Research 2022: doi.org/10.1007/s00436-022-07715-0

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5501

Versuchsbeschreibung: Die Versuche mit Frettchen und Hamstern werden am Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald, Insel Riems durchgeführt und durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) des Bundeslands Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer LVL MV TSD/7221.3-1-004/21 genehmigt. Die Hamster stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs, die Frettchen wurden am Friedrich-Loeffler-Institut gezüchtet.

Sechs Goldhamster werden mit einer Inhalationsnarkose narkotisiert. Dann wird ihnen Flüssigkeit, die zwei verschiedene SARS-CoV-2 Viren der Alpha- und Delta-Variante enthält, in die Nase geträufelt. Einen Tag später werden 6 weitere Hamster zu den zuvor infizierten Tieren gesetzt. Die durch Einträufeln der Viren in die Nase infizierten Hamster werden 3 Tage später auf nicht genannte Weise getötet und ihre Organe werden untersucht. In den Käfigen werden sie durch 6 neue Hamster ersetzt.

Zusätzlich wird der Versuch auch mit Hamstern durchgeführt, denen die Delta- und Omikron-BA.1 Variante des SARS-CoV-2 Virus in die Nase geträufelt wird. Auch hier werden wie oben beschrieben zu verschiedenen Zeitpunkten neue Hamster in den Käfig gesetzt. Die Ansteckung der Hamster untereinander wird beobachte, indem Proben aus der Nase der Tiere genommen werden. Dazu werden die Tiere narkotisiert, dann wird ihnen Flüssigkeit in die Nase geträufelt, die aus der Nase auslaufende Flüssigkeit wird aufgefangen und analysiert. Dies geschieht täglich für 9 Tage und für weitere 12 Tage an jedem 2. Tag. Dann werden die Tiere getötet und ihr Lungengewebe untersucht. Tiere, die während des Versuchs mehr als 20 % ihres Körpergewichts verlieren, werden bereits zuvor getötet. Dies betrifft 11 Hamster.

12 Frettchen, die jeweils paarweise in Käfigen leben, werden in einem ähnlichen Versuch eingesetzt. Jeweils eines der Frettchen wir aus dem Käfig genommen und es wird unter Narkose eine Mischung aus zwei SARS-CoV-2-Varianten in die Nase geträufelt. 24 Stunden nach der Infektion werden die Frettchen zurück zu den nicht infizierten Tieren in die Käfige gesetzt. Bei allen Frettchen wird in den folgenden 8 Tagen täglich unter Narkose die Nase gespült, danach wird die Prozedur alle 2 Tage vorgenommen. 21 Tage nach der Infektion werden die Tiere getötet.

In einem weiteren Versuch werden 12 Frettchen in miteinander verbundenen Käfigen gehalten. Neun der Tiere werden narkotisiert und ihnen wird entweder die Delta- oder die Omikron Variante von SARS-CoV-2 in etwas Flüssigkeit in die Nase geträufelt. 24 Stunden nach der Infektion werden die Tiere zurück in den Gemeinschaftskäfig gegeben. Allen Tieren wird 8 Tage lang täglich und danach alle 2 Tage unter Narkose die Nase gespült. 6 Tage nach der Infektion werden 6 der Frettchen auf nicht genannte Art getötet und ihre Organe werden untersucht. Den anderen Frettchen wird 14 Tage nach der Infektion Blut abgenommen, dann werden auch sie getötet.

Zusätzlich werden auch Versuche mit Mäusen durchgeführt, die am Institut für Virologie und Immunologie der Universität Bern stattfinden, wo die Mäuse auch „produziert“ werden. Diese Versuche werden vom Kanton Bern genehmigt (Nr. BE43/20). Die Mäuse werden ab sieben Tage vor Versuchsbeginn einzeln in Käfigen gehalten. Die Mäuse sind gentechnisch so verändert, dass sie ein menschliches Protein auf ihren Zellen tragen, so dass der Virus SARS-CoV-2 in der Lage ist, ihre Zellen zu infizieren. Ein Teil der Mäuse wird narkotisiert und ihnen werden entweder Viren der Delta- oder der Omikron-Variante oder eine Mischung beider Varianten in die Nase geträufelt. In einem weiteren Versuch werden die Mäuse zunächst mit einem mRNA-Impfstoff geimpft. 5 Wochen nach der Impfung wird den geimpften Tieren und einer Gruppe von ungeimpften Tieren eine von drei Virus-Varianten in die Nase geträufelt. Alle Mäuse werden täglich gewogen und es werden Abstriche aus dem Rachen genommen. Die Tiere werden 2 oder 6 Tage nach der Infektion getötet und ihre Organe werden untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft (BMEL), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Lungenliga Bern, die Swiss National Science Foundation (SNSF) und die Europäische Kommission gefördert.

Bereich: Corona-Forschung, Virologie, Infektionsforschung

Originaltitel: The spike gene is a major determinant for the SARS-CoV-2 Omicron-BA.1 phenotype

Autoren: G. Tuba Barut (1,2), Nico Joel Halwe (3), Adriano Taddeo (1,2), Jenna N. Kelly (1,2,4,5), Jacob Schön (3), Nadine Ebert (1,2), Lorenz Ulrich (3), Christelle Devisme (1,2), Silvio Steiner (1,2), Bettina Salome Trüeb (1,2), Bernd Hoffmann (3), Inês Berenguer Veiga (1,2), Nathan Georges François Leborgne (1,2), Etori Aguiar Moreira (1, 2), Angele Breithaupt (6), Claudia Wylezich (3), Dirk Höper (3), Kerstin Wernike (3), Aurélie Godel (1,2), Lisa Thomann (1,2), Vera Flück (1,2), Hanspeter Stalder (1,2), Melanie Brügger (1,2), Blandina I. Oliveira Esteves (1,2), Beatrice Zumkehr (1,2), Guillaume Beilleau (1,2,7), Annika Kratzel (1,2), Kimberly Schmied (1,2), Sarah Ochsenbein (1,2), Reto M. Lang (1,2,7), Manon Wider (8), Carlos Machahua (9,10), Patrick Dorn (11,12), Thomas M. Marti (11, 12), Manuela Funke-Chambour (9,10), Andri Rauch (4,13), Marek Widera (14), Sandra Ciesek (14), Ronald Dijkman (4,5,8), Donata Hoffmann (3), Marco P. Alves (1,2,4)*, Charaf Benarafa (1,2,4)*, Martin Beer (3,5)*, Volker Thiel (1,2,4,5)*

Institute: (1) Institut für Virologie und Immunologie, Universität Bern, Bern, Schweiz, (2) Departement für Infektionskrankheiten und Pathobiologie, Vetsuisse-Fakultät, Universität Bern, Länggassstrasse 122, 3012 Bern, Schweiz, (3)* Institut für Virusdiagnostik, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, (4) Multidisciplinary Center for Infectious Diseases, Universität Bern, Bern, Schweiz, (5) European Virus Bioinformatics Center, Jena, (6) Abteilung für experimentelle Tierhaltung und Biosicherheit, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald-Insel Riems, Greifswald, (7) Graduate School for Cellular and Biomedical Sciences, Universität Bern, Bern, Schweiz, (8) Institut für Infektionskrankheiten, Universität Bern, Bern, Schweiz, (9) Universitätsklinik für Pneumologie, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (10) Universitätsklinik für Pneumologie, Department for BioMedical Research, Universität Bern, Bern, Schweiz, (11) Universitätsklinik für Thoraxchirurgie, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (12) Department for BioMedical Research, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (13) Universitätsklinik für Infektiologie, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (14) Institut für Medizinische Virologie, Universitätsklinikum Frankfurt, Goethe-Universität Frankfurt, Frankfurt am Main

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 5929

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5500

Versuchsbeschreibung: Zwei verschiedene Japanwachtel-Zuchtlinien werden über 2 Generationen gekreuzt, woraus 920 Wachteln der sogenannten F2-Generation entstehen, von denen 758 in den vorliegenden Versuchen eingesetzt werden.

Ab einem Alter von 10 Tagen erhalten die Tiere ein Futter aus Mais und Sojabohnen, welches nur wenig Phosphor enthält. Außerdem werden sie einzeln in sogenannten metabolischen Käfigen gehalten, um Futteraufnahme und Exkremente individuell bestimmen zu können. Diese Haltung ist nicht artgerecht für Wachteln, die natürlicherweise in Gruppen leben. Die Menge des aufgenommenen Phosphors wird über die Menge des aufgenommenen Futters bestimmt. Um die Verwertung des Phosphors zu bestimmen, wird der Kot der Tiere gesammelt und analysiert. Die Tiere werden mehrfach gewogen und die Gewichtszunahme ermittelt.

An ihrem 15. Lebenstag werden die Wachteln auf nicht genannte Art getötet. Teile des Dünndarms werden entnommen und die darin enthaltenen Bakterien werden untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tierernährung, Tierzucht, Nutztierwissenschaften

Originaltitel: Composition of the ileum microbiota is a mediator between the host genome and phosphorus utilization and other efficiency traits in Japanese quail (Coturnix japonica)

Autoren: Valentin Haas*, Solveig Vollmar, Siegfried Preuß, Markus Rodehutscord, Amélia Camarinha-Silva, Jörn Bennewitz

Institute: Institut für Nutztierwissenschaften, Universität Hohenheim, Garbenstr. 17, 70599 Stuttgart

Zeitschrift: Genetics Selection Evolution 2022; 54: 20

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5499

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine Behörde des Landes Nordrhein-Westfalen genehmigt. Die erwachsenen Tauben stammen von einem örtlichen Züchter. Sie werden narkotisiert, ihr Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt, die Kopfhaut wird aufgeschnitten und eine Haltestange mit Zahnzement am Schädelknochen befestigt. Außerdem wird aus Kunststoff eine Mulde auf dem Schädel geformt, durch die später Elektroden in das Gehirn der Tiere gestoßen werden können.

Nach der Operation dürfen die Tiere sich für eine Woche erholen, dann beginnt ihr Training. Dazu befinden sie sich in einem dunklen Raum und ihr Kopf wird mit der Haltestange fixiert. 5 cm vor ihren Augen befinden sich kleine Lampen, die so angebracht sind, dass die Tiere jede Lampe nur mit einem Auge sehen können. Damit die Tiere beim Training kooperieren, wird am Nachmittag des Vortages die Wasserschale aus dem Käfig entfernt. So sollen die Tauben durch Durst dazu gebracht werden, für ein wenig Flüssigkeit beim Training das gewünschte Verhalten zu zeigen. Im Anschluss an das Training erhalten die Tauben für einige Stunden Zugang zu Wasser. Nur an Tagen, an denen kein Training stattfindet, dürfen die Tauben ausreichend trinken.

Den Tieren wird beigebracht, vier verschiedene Farben zu unterscheiden. Auf eine bestimmte Farbe (unterschiedlich für jedes Auge und jedes Tier) sollen sie innerhalb von 3 Sekunden mit einer Kieferbewegung reagieren, auf eine andere Farbe sollen sie nicht reagieren. Eine korrekte Reaktion auf die richtige Farbe wird mit ein wenig Flüssigkeit belohnt. Nach dem Zeigen einer falschen Farbe erhalten die Tiere keine Belohnung, egal ob sie wie gewünscht oder unerwünscht reagieren. Unerwünschtes Verhalten führt aber dazu, dass die falsche Farbe länger gezeigt wird und dadurch für längere Zeit keine Belohnung in Form von Wasser in Aussicht steht. In einer Trainingseinheit wird den Tieren jeweils 20 Mal jede der 4 Farben gezeigt.

Sobald die Tiere in 85 % der Tests wie gewünscht reagieren, werden die Tiere erneut operiert. In Narkose wird der Schädel im Bereich der Kunststoffmulde geöffnet (aufgebohrt) und die Elektroden werden im Gehirn positioniert. Nach der Operation dürfen sich die Tiere für eine Woche erholen, dann werden sie erneut wie oben beschrieben trainiert, bevor die eigentlichen Messungen starten. Während der Versuche wird dann über die in das Gehirn gesteckten Elektroden die Aktivität der Nervenzellen in bestimmten Gehirnarealen gemessen.

Nachdem die Versuche abgeschlossen sind, werden die Tauben narkotisiert, dann wird ihnen eine Nadel ins Herz gestoßen, durch die eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt wird, woran die Tiere sterben. Das Gehirn wird entnommen und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG)und die National Natural Science Foundation of China gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Sehforschung

Originaltitel: “Prefrontal” neuronal foundations of visual asymmetries in pigeons

Autoren: Qian Xiao (1,2)*, Onur Güntürkün (1)*

Institute: (1) Abteilung Biopsychologie, Institut für Kognitive Neurowissenschaft, Fakultät für Psychologie, Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44801 Bochum, (2) Laboratory of Interdisciplinary Research, Institute of Biophysics, Chinese Academy of Sciences, Peking, China

Zeitschrift: Frontiers in Physiology 2022; 13: 882597

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5498

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) des Bundeslands Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer 7221.3-1-075/16 genehmigt.

Die 20 Enten werden im Alter von 4 Wochen gekauft. Den Tieren wird auf nicht genannte Weise Blut abgenommen, um zu prüfen, ob sie bereits mit einem von Zecken übertragenen Virus, welcher eine Gehirnentzündung (Enzephalitis) verursacht, Kontakt hatten. Zusätzlich werden die Enten mit einem Antibiotikum gegen Salmonellen behandelt.

Im Alter von 6 Wochen wird 19 Enten ein Virus, der eine Gehirnentzündung verursacht, in Flüssigkeit gelöst unter die Haut der Kniefalte gespritzt. Eine weitere Ente wird nicht infiziert und dient als Kontrolle. In den folgenden 21 Tagen werden die Tiere täglich auf Symptome geprüft, es wird siebenmal Blut abgenommen, an 9 Tagen werden Abstriche aus dem Rachen und der Kloake genommen und die Tiere werden 11 Mal gewogen. 8 Tage nach der Infektion wird eine der Enten auf nicht genannte Art getötet, weil sie unter Gelenkschwellungen und einer Hautentzündung an den Füßen leidet. 21 Tage nach der Infektion werden auch die restlichen Enten auf nicht genannte Art getötet. Es werden Gewebeproben aus dem Gehirn, der Leber, und weiteren Organen entnommen. Bei der Untersuchung des Gehirns wird festgestellt, dass alle infizierten Tiere unter einer Gehirnentzündung leiden. Zusätzlich weisen 7 Tiere eine Entzündung der Blutgefäße auf.

Die Arbeiten wurden durch das Deutsche Zentrum für Infektionsforschung (DZIF) gefördert.

Bereich: Infektionsforschung, Virologie

Originaltitel: Role of ducks in the transmission cycle of tick-borne encephalitis virus?

Autoren: Friederike Michel (1), Ute Ziegler (1), Christine Fast (1), Martin Eiden (1), Christine Klaus (2), Gerhard Dobler (3), Karin Stiasny (4), Martin H. Groschup (1)*

Institute: (1) Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, (2) Institut für bakterielle Infektionen und Zoonosen, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Jena, (3) Teileinheit Virologie & Rickettsiologie, Institut für Mikrobiologie der Bundeswehr, München, (4) Zentrum für Virologie, Medizinische Universität Wien, Österreich

Zeitschrift: Transboundary and Emerging Diseases 2021; 68(2): 499-508

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5497

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) des Bundeslands Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer LALLF 7221.3-1-023/21, mit dem Titel „FLI 08/21: Aviäre Influenza in Oberflächenwasser“ genehmigt.

80 Enten beiderlei Geschlechts werden im Alter von 10 bis 13 Wochen von einem deutschen Zuchtbetrieb gekauft. Die Tiere werden im Friedrich-Loeffler Institut für 2 Wochen in Bodenhaltung in Gruppen von je 40 Tieren gehalten. Es wird von 20 der Enten Blut entnommen. Zwei Wochen nach ihrer Ankunft werden die Tiere in Gruppen von je 4 bis 10 Tieren in kleine Ställe von jeweils ca. 11 m2 Größe aufgeteilt, die in einigen Bereichen mit Gummimatten ausgelegt sind.

Ein Teil Ställe enthält ein Wasserbecken von 80 cm Durchmesser, welches die Tiere zum Schwimmen und Tauchen nutzen. Die anderen Ställe enthalten lediglich Stülptränken mit Trinkwasser. Das Wasser in den Stülptränken wird täglich erneuert, das Wasser in den Becken lediglich alle 4 Tage. Die Tiere, die kein Wasserbecken zur Verfügung haben, machen häufig Ersatzbewegungen, um das Plantschen zu imitieren, welches zu ihrem arttypischen Verhalten gehört.

Die Enten werden mit Vogelgrippeviren infiziert. Es werden zwei verschiedene Vogelgrippeviren verwendet, die aus der Virensammlung des Friedrich-Loeffler Instituts stammen und in befruchteten Hühnereiern vermehrt werden. Die Infektion der Enten erfolgt dabei auf unterschiedliche Weise: Bei einem Teil der Gruppen werden zwei von 10 Enten direkt infiziert, indem ihnen die Viren in den Schnabel, die Nasen und die Augen geträufelt werden. Dann wird verfolgt, wie sich die Infektion von diesen Tieren auf die 8 anderen Enten der Gruppe ausbreitet. Bei anderen Gruppen erfolgt die Infektion, indem Viren dem Wasser zugesetzt oder auf das Gefieder eines der Vögel aufgetragen werden.

Der Zustand der Tiere wird beobachtet. Einige Enten entwickeln innerhalb der 11 bis 14-tägigen Beobachtungsdauer Symptome, die nicht näher erläutert werden. Drei Tiere entwickeln schwere neurologische Symptome wie Orientierungslosigkeit, Schiefhalten des Kopfes, unkontrollierte Bewegungen (Ataxie) und Bewusstseinsstörungen. Eines dieser Tiere stirbt 6 Tage nach der Infektion in der Nacht, die anderen zwei werden am 7. und 10. Tag auf nicht genannte Art getötet. Eine weitere Ente verletzt sich am Bein und wird aus seiner Gruppe entnommen, was mit dem Tier geschieht, wird nicht erwähnt.

Von den Enten werden täglich Abstriche aus dem Mund, der Kloake und vom Gefieder genommen. Zu verschiedenen Zeitpunkten wird den Tieren jeweils eine Flugfeder ausgerupft, insgesamt zwei- oder viermal innerhalb von 13 Tagen. Zusätzlich werden zu Beginn und am Ende der Versuche von jedem Vogel Blutproben entnommen.

Von Enten, die entweder während der Versuche spontan sterben und den Tieren, die aufgrund ihres schlechten Zustands getötet werden, werden Proben aus der Lunge und aus dem Gehirn herausgeschnitten. Die Proben werden auf die Anwesenheit der Viren untersucht. Das weitere Schicksal der überlebenden Tiere wird nicht genannt.

Die Arbeiten wurden durch das Umweltbundesamt gefördert.

Bereich: Vogelgrippe-Forschung, Tierseuchenforschung, Virologie, Nutztierwissenschaften, Tierhaltung

Originaltitel: Exploring surface water as a transmission medium of avian influenza viruses – systematic infection studies in mallards

Autoren: Ann Kathrin Ahrens (1), Hans-Christoph Selinka (2), Thomas C. Mettenleiter (3), Martin Beer (1), Timm C. Harder (1)*

Institute: (1) Institut für Virusdiagnostik, Friedrich-Loeffler-Institut, Südufer 10, 17493 Greifswald - Insel Riems, (2) Fachgebiet II 1.4, Mikrobiologische Risiken, Umweltbundesamt (UBA), Berlin, (3) Friedrich-Loeffler-Institut, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald - Insel Riems

Zeitschrift: Emerging Microbes & Infections 2022; 11(1): 1250-1261

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5496

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken in Würzburg genehmigt. Die Goldfische stammen von Aquarium Glaser GmbH (Rodgau) und sind zum Zeitpunkt der Versuche zwischen 5,65 und 10 cm lang. Vor den Versuchen werden die Tiere für 4 Wochen in einem Glasbecken gehalten, dann wird ihr Gesundheitszustand überprüft und durch Reaktion auf akustische oder visuelle Reize getestet, ob sie sehen und hören können. Ausschließlich gesunde Tiere werden in den folgenden Versuchen eingesetzt, dies sind 98 Fische.

Die Tiere werden in verschiedene Gruppen eingeteilt. In einem Versuchsteil werden Gruppen von Fischen 4 Wochen lang unterschiedlichen Konzentrationen der Weichmacher Bisphenol A (BPA) oder Bisphenol S (BPS), einem Hormon oder einer Kontrollsubstanz ausgesetzt. Dazu werden die Chemikalien in unterschiedlichen Konzentrationen dem Wasser, in dem die Fische leben, zugesetzt. Aus der Gruppe, die dem Hormon ausgesetzt ist, sterben zwei Tiere nach 3 Wochen.

In einem anderen Versuch werden die akuten Wirkungen von BPA und BPS untersucht. Die mit den Wirkstoffen vorbehandelten Goldfische werden in Narkose versetzt. Dazu wird eine Chemikalie in das Wasser gegeben. 15 Minuten später werden die Fische aus dem Wasser genommen. Es wird ihnen auf den Hinterkörper gedrückt, was normalerweise Fluchtversuche auslöst, um zu überprüfen, ob die Narkose wirkt.

Den regungslosen Tieren wird über einen Schlauch Wasser, das Sauerstoff und Narkosemittel enthält, in den Mund gepumpt, welches dann über die Kiemen wieder austritt. Bei den Tieren, bei denen die akute Wirkung von BPA und BPS untersucht wird, werden die Chemikalien dem zur Beatmung verwendeten Wasser zugesetzt.

Der Schädel der Fische wird mit einer Zange geöffnet, das Kleinhirn wird angehoben und die Mauthner Neurone und Teile des Rückenmarks werden freigeschnitten. Bei Mauthner Neuronen handelt es sich um auffällig große Nervenzellen, die bei Fischen vorkommen und bei Reflexen und beim Fluchtverhalten eine Rolle spielen. Es werden Elektroden angebracht, um die Aktivität der Neuronen zu messen. Die Mauthner Neuronen werden stimuliert, was zu Muskelzuckungen führt. Um die Zuckungen zu unterdrücken, wird den Fischen ein Wirkstoff gespritzt, der die Muskeln entspannt.

Dann werden die Mauthner Neuronen mehrfach elektrisch gereizt, und dem Fisch werden Töne vorgespielt oder er wird Lichtsignalen ausgesetzt. Während dessen wird die Aktivität der Mauthner Neuronen gemessen. Die Prozedur dauert zwischen 20 und 90 Minuten.

Nach den Messungen werden die Fische noch in Narkose getötet, indem ihr Gehirn „mechanisch zerstört“ wird. Die Arbeiten werden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Umwelttoxikologie, Toxikologie, Neurologie

Originaltitel: Bisphenols exert detrimental effects on neuronal signaling in mature vertebrate brains

Autoren: Elisabeth Schirmer, Stefan Schuster, Peter Machnik

Institute: Lehrstuhl für Tierphysiologie, Universität Bayreuth, Universitätsstraße 30, 95440 Bayreuth

Zeitschrift: Communications Biology 2021; 4: 465

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5495

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit in Oldenburg genehmigt.

In den Versuchen werden 5 taube Katzen eingesetzt, die höchstwahrscheinlich aus der Zucht der Medizinischen Hochschule Hannover stammen, in der seit mindestens 20 Jahren taube, weiße Katzen für Tierversuche gezüchtet werden. Die Taubheit der Tiere wird im ersten Lebensmonat durch Messung der Aktivität des Gehirns als Reaktion auf Töne überprüft. Dazu werden die Tiere vermutlich in Narkose versetzt, Elektroden unter die Haut geschoben und es werden ihnen Töne vorgespielt, wie die Autoren in einer anderen Publikation berichten. Die Testung auf Taubheit wird außerdem direkt vor den Versuchen erneut durchgeführt. Zusätzlich werden 8 hörende Katzen eingesetzt.

Die Tiere werden in Narkose versetzt. Dann wird ein Luftröhrenschnitt gesetzt und die Katzen werden künstlich beatmet. Der Kopf der Katzen wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Der Schädel wird im Scheitelbereich geöffnet und eine Elektrode wird auf der Gehirnhaut platziert, welche die Aktivität des Gehirns aufnimmt. Eine zweite Elektrode wird im Nackenmuskel eingepflanzt. Den Tieren werden Töne vorgespielt und die Aktivität des Gehirns wird aufgenommen.

Bei einem Teil der hörenden Tiere werden die Haarzellen der Cochlea (Teil des Innenohrs), welche Schall in elektrische Signale umwandeln, durch das Spritzen einer Chemikalie in das Ohr zerstört, so dass die Tiere auf dem betreffenden Ohr taub werden.

Den tauben Katzen (mit angeborener oder künstlich herbeigeführter Taubheit) wird in ein Ohr eine Hörprothese, das sogenannte Cochlea-Implantat, eingesetzt. Ein Teil des Implantats wird dabei unter Narkose durch das Ohr bis in das Innenohr vorgeschoben. Der äußere Teil wird mit zahnmedizinischem Kunststoff am Kopf des Tieres befestigt.

Der Schädel der Tiere wird auf einer Seite oberhalb des für das Hören zuständigen Teils des Gehirns geöffnet und die Hirnhaut wird entfernt. Eine Elektrode wird auf verschiedene Stellen des Gehirns gelegt und die Aktivität der Nervenzellen im Gehirn während einer elektrischen oder akustischen Stimulation des Ohrs der anderen Körperseite gemessen. Dann wird eine Elektrodenkammer auf das Gehirn gelegt, die Elektroden in das Gehirn geschoben und wiederum die Aktivität der Nervenzellen gemessen. Ein Teil der Elektroden wird mit einem Farbstoff versehen, mit dessen Hilfe später die Eindringtiefe in das Gehirn anhand des Einstichkanals nachvollzogen werden kann.

Im Anschluss an die Versuche werden die Katzen in Narkose getötet. Dazu wird ihnen der Brustkorb aufgeschnitten und eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt. Diese verdrängt das Blut und die Tiere sterben. Das Gehirn der Tiere wird entnommen und in feine Scheiben geschnitten untersucht. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die National Science Foundation (USA), das Deutsche Zentrum für Luft- und Raumfahrt (DLR), die MED-El GmbH und den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) gefördert.

Bereich: Hörforschung, Hirnforschung

Originaltitel: Deficient recurrent cortical processing in congenital deafness

Autoren: Prasandhya Astagiri Yusuf (1)*, Aly Lamuri (1), Peter Hubka (2), Jochen Tillein (2,3), Martin Vinck (4,5)*, Andrej Kral (2,6)

Institute: (1) Department of Medical Physics/Medical Technology IMERI, Faculty of Medicine, University of Indonesia, Jakarta, Indonesien, (2) Verbundinstitut für Audio- und Neurotechnologie (VIANNA) und Laboratories of Experimental Otology (LEO), Hals-Nasen-Ohrenklinik, Medizinische Hochschule Hannover, Stadtfelddamm 34, 30625 Hannover, (3) MED-EL GmbH, Starnberg, (4) Ernst Strüngmann Institut for Neuroscience in Cooperation with Max Planck Society, Frankfurt am Main, (5) Donders Centre for Neuroscience, Department of Neuroinformatics, Radboud University Nijmegen, Nijmegen, Niederlande, (6) Department of Biomedical Sciences, School of Medicine and Health Sciences, Macquarie University, Sydney, Australien,

Zeitschrift: Frontiers in Systems Neuroscience 2022; 16: 806142

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5494

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer KY6/12 genehmigt. In den Versuchen werden zwei männliche Rhesusaffen (als „H07“ und „A11“ bezeichnet) eingesetzt, die ca. 12 und 15 Jahre alt sind.

Jedem Tier wird eine Haltestange aus Metall am Schädel befestigt. Um diese Stange anzupassen, werden die Schädel der Tiere zunächst mit einem bildgebenden Verfahren vermessen, wofür die Affen wahrscheinlich narkotisiert werden. Für die Befestigung der Haltestange werden die Tiere in Narkose versetzt und ihr Kopf wird in einem stereotaktischen Rahmen fixiert. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten und es werden Löcher für die Schrauben in den freigelegten Schädel gebohrt. Der Haltegriff wird auf dem Schädel positioniert und mit Schrauben befestigt.

Im Anschluss an diese Operation werden die Tiere an den Versuchsablauf gewöhnt. Dieser besteht darin, dass sie in einem Primatenstuhl sitzen, wobei ihr Kopf mit dem zuvor implantierten Haltebolzen fixiert wird. Über ein spezielles Gerät, ein sogenanntes Stereoskop, werden den Affen Bilder gezeigt, wobei es das Gerät ermöglicht, jedem Auge verschiedene Bilder zu zeigen. Die Affen lernen während des Trainings, ihren Blick auf einen bestimmten Bereich des gezeigten Bildes zu fixieren. Machen sie die vorgegebene Aufgabe wie von den Forschern gewünscht, erhalten sie als „Belohnung“ etwas Flüssigkeit. Damit die Tiere kooperieren, wird ihnen üblicherweise außerhalb der Trainingseinheiten nicht ausreichend Flüssigkeit gegeben.

Nach der Trainingsphase werden die Affen erneut operiert. Unter Narkose wird der Schädel geöffnet und eine 4 x 4 mm große Elektrodenplatte in einen bestimmten Bereich des Gehirns implantiert. In den eigentlichen Versuchen sitzen die Affen in einem Primatenstuhl und werden mit dem am Schädel befestigten Haltegriff fixiert. Über das Stereoskop wird ihnen zunächst ein Punkt gezeigt, auf den sie den Blick fixieren müssen. Dann wird den Tieren ein sich bewegendes Muster aus Streifen gezeigt, dessen Linien sich in eine Richtung aus dem Blickfeld hinausbewegen. Dieses Bild wird nur einem Auge oder beiden Augen gezeigt, wobei das Muster sich in verschiedene Richtungen bewegt. Nach zwei Sekunden wird eine andere Kombination aus Bildern verwendet. Der Versuch wird auch mit Punkten statt Streifen durchgeführt. Während die Affen die beweglichen Muster anschauen, werden die Augenbewegungen aufgezeichnet und über die Elektroden die Aktivität des Gehirns vermessen.

Das weitere Schicksal der Affen wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Tübingen AI Center und den Exzellenzcluster Maschinelles Lernen gefördert.

Bereich: Hirnforschung

Originaltitel: Decoding internally generated transitions of conscious contents in the prefrontal cortex without subjective reports

Autoren: Vishal Kapoor (1,2)*, Abhilash Dwarakanath (1), Shervin Safavi (1,3), Joachim Werner (1), Michel Besserve (1,4), Theofanis I. Panagiotaropoulos (1,5)*, Nikos K. Logothetis (1,2,6)

Institute: (1) Abteilung Physiologie kognitiver Prozesse, Max-Planck-Institut für biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (2) International Center for Primate Brain Research, Center for Excellence in Brain Science and Intelligence Technology (CEBSIT), Institute of Neuroscience (ION), Chinese Academy of Sciences, Schanghai, China, (3) International Max Planck Research School, Tübingen, (4) Abteilung Empirische Inferenz, Max-Planck-Institut für Intelligente Systeme, Tübingen, (5) Cognitive Neuroimaging Unit, CEA, DSV/I2BM, INSERM, Universite Paris-Sud, Universite Paris-Saclay, Neurospin Center, Gif/Yvette, Frankreich, (6) Division of Imaging Science and Biomedical Engineering, University of Manchester, Manchester, Großbritannien

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 1535

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5493

Versuchsbeschreibung: Das Gehirn eines weiblichen Rhesusaffen, welcher zuvor für einen anderen Versuch getötet wurde, wird entnommen, konserviert und mit einem hochauflösenden bildgebenden Verfahren untersucht. Aus den gewonnenen Daten wird ein „Atlas“ des Gehirns des Affen erstellt.

Um die Nützlichkeit des so gewonnenen Atlas zu zeigen, werden Versuche mit drei lebenden Affen durchgeführt. Zwei der Tiere sind männlich, das andere weiblich. Um ihre Köpfe fixieren zu können, werden ihnen in einer Operation Haltestäbe am Schädel festgeschraubt. Ob diese Operation Teil der vorliegenden Studie ist oder der Haltestab aus vorangegangenen Versuchen stammt, wird nicht erwähnt. Die Tiere werden in Narkose versetzt und ihr Kopf mit dem Haltebolzen fixiert. Ihnen wird ein flackerndes Schachbrettmuster auf einem Monitor gezeigt. Gleichzeitig wird die Aktivität in ihrem Gehirn mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Die Messung wird bei jedem Tier zweimal durchgeführt. Die Ergebnisse werden mit dem anhand des Gehirns des toten Tieres erstellten Atlas verglichen.

Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, das National Institute of Mental Health (USA) und das National Institute of Neurological Disorders and Stroke (USA) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neuroanatomie, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: The subcortical atlas of the rhesus macaque (SARM) for neuroimaging

Autoren: Renée Hartig (1,2,3), Daniel Glen (4), Benjamin Jung (5,6), Nikos K. Logothetis (2,7,11), George Paxinos (8), Eduardo A. Garza-Villarreal (9), Adam Messinger (6), Henry C. Evrard (1,2,10,11)*

Institute: (1) Werner Reichardt Centrum für Integrative Neurowissenschaften (CIN), Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (2)* Max-Planck-Institut für biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (3) Abteilung für Psychiatrie und Psychotherapie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Universitätsmedizin Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim, (4) Scientific and Statistical Computing Core, National Institute of Mental Health, Bethesda, USA, (5) Department of Neuroscience, Brown University, Providence, USA, (6) Laboratory of Brain and Cognition, National Institute of Mental Health, Bethesda, USA, (7) University of Manchester, Manchester, Großbritannien, (8) Neuroscience Research Australia and The University of New South Wales, Sydney, Australien, (9) Instituto de Neurobiologia, Universidad Nacional Autónoma de México campus Juriquilla, Queretaro, Mexiko, (10) Nathan S. Kline Institute for Psychiatric Research, Center for Biomedical Imaging and Neuromodulation, Orangeburg, USA, (11) International Center for Primate Brain Research, Songjiang, Schanghai, China

Zeitschrift: NeuroImage 2021; 235: 117996

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5492

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, Referenznr. 84–02.04.2015.A245), dem Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES, Referenznr. 33.19-42502-04-19/3222) und der kantonalen Veterinärbehörde in Bern (Schweiz, Referenznr. 81/18) genehmigt.

In drei Laboren an unterschiedlichen Standorten (Münster, Oldenburg, Bern in der Schweiz) soll der Einfluss der Experimentatoren auf die Ergebnisse untersucht werden. Hierbei wird verglichen, ob ein Versuch unter standardisierten Bedingungen mit nur einem Experimentator sich in der Reproduzierbarkeit (Wiederholbarkeit) der Ergebnisse von einem Versuchsaufbau unterscheidet, der von mehreren Experimentatoren durchgeführt wird. Pro Standort werden jeweils 96 weibliche, sieben Wochen alte (bei Ankunft im Labor) Mäuse zweier Inzuchtstämme (je Stamm 48 Tiere) verwendet. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River. Sie werden getrennt nach Stamm in Zweiergruppen und in allen drei Laboren unter gleichen Laborbedingungen gehalten.

Im standardisierten Design werden pro Stamm 12 Tiere von einem Experimentator getestet, während beim heterogenen Design drei verschiedene Experimentatoren beteiligt sind (pro Experimentator 4 Mäuse pro Stamm). Die Versuche beginnen, wenn die Tiere zehn Wochen alt sind und dauern acht Tage. Es werden vier Tests zur Untersuchung des Angstverhaltens durchgeführt.

Im Elevated Plus Maze-Test wird das Tier auf ein erhöhtes Labyrinth gesetzt, in dem sich geschlossene und offene Bereiche befinden. Mäuse fürchten sich von Natur aus vor offenen Flächen. Ein Tier gilt als umso ängstlicher, je mehr Zeit es in den geschlossenen Bereichen verbringt.

Im Dark Light-Test, wird die Maus für eine Minute in den zunächst verschlossenen dunklen Teil einer Box, die aus einem miteinander verbundenen dunklen und hellen Kompartiment besteht, gesetzt. Dann darf die Maus fünf Minuten lang die Box erkunden und das Verhalten wird beobachtet. Der Aufenthalt im dunklen Bereich gilt wiederum als Zeichen für Angst.

Der Open Field-Test funktioniert nach dem gleichen Prinzip. Hier wird geschaut, inwieweit die Maus sich in den offenen Bereich einer Box traut.

Im Novel Cage-Test wird die Maus für fünf Minuten in einen neuen Käfig gesetzt und es wird beobachtet, wie oft sie sich auf ihre Hinterpfoten aufrichtet und ihre Schnauze in die Luft streckt.

Im Nest-Test geht es darum, das Nestbauverhalten zu beobachten, wenn der Maus das Nestmaterial weggenommen und stattdessen ein Baumwollnest bereitgestellt wird. Die Nestqualität wird vom Experimentator bewertet.

Es werden zudem drei Tage nach Versuchsbeginn Kotproben genommen. Hierfür wird die Maus für drei Stunden in einen anderen Käfig gesetzt.

Über das weitere Schicksal der Tiere ist nichts bekannt. Üblicherweise werden die Tiere nach dem Versuch getötet, um beispielsweise Organe zu untersuchen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Verhaltensforschung

Originaltitel: Do multiple experimenters improve the reproducibility of animal studies?

Autoren: Vanessa Tabea von Kortzfleisch (1,2)*, Oliver Ambrée (3), Natasha A. Karp (4), Neele Meyer (3), Janja Novak (5), Rupert Palme (6), Marianna Rosso (5), Chadi Touma (3), Hanno Würbel (5), Sylvia Kaiser (1,2), Norbert Sachser (1,2), S. Helene Richter (1, 2)

Institute: (1) Institut für Neuro- und Verhaltensbiologie, Abteilung für Verhaltensbiologie, Universität Münster, Badestraße 13, 48149 Münster, (2) Otto Creutzfeldt Zentrum für Kognitive und Verhaltens-Neurowissenschaften, Universität Münster, (3) Abteilung Verhaltensbiologie, Universität Osnabrück, (4) Data Sciences & Quantitative Biology, Discovery Sciences, R&D, AstraZeneca, Cambridge, Großbritannien, (5) Division of Animal Welfare, Universität Bern, Schweiz, (6) Department of Biomedical Sciences, Veterinärmedizinische Universität Wien, Österreich

Zeitschrift: PLoS Biology 2022; 20(5):e3001564

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5491

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Es werden 4 erwachsene Rhesusaffen in den Versuchen eingesetzt. Den Tieren wird eine Haltestange am Schädel befestigt, mit der ihr Kopf fixiert werden kann. Ob diese Stange für die in dieser Studie beschriebenen Versuche implantiert wird oder bereits aus vorausgegangenen Versuchen stammt, wird nicht beschrieben.

Die Affen werden in Narkose versetzt und mit einem Laser wird ein Teil ihrer Netzhaut verbrannt, so dass sich dort eine Narbe bildet. Die Netzhautverletzung wird den Tieren an beiden Augen beigebracht.

Für die Versuche werden die Affen ebenfalls in Narkose versetzt und intubiert. Zusätzlich erhalten sie einen Wirkstoff, der die Bewegung der Augen unterdrückt und ihr Kopf wird mit Hilfe der implantierten Haltestange fixiert. Ihr Augenhintergrund wird fotografiert. Ihnen werden dann verschiedene sich bewegende Muster gezeigt. Gleichzeitig wird ihr Gehirn mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Diese Untersuchung wird mehrfach durchgeführt, erstmals vor der Laserbehandlung, dann am Tage der Laserbehandlung, 14 Tage später und mehrfach in den 5 Monaten danach.

Zwei Affen werden im Anschluss an die Versuche in Narkose mit einem Tötungsmittel getötet. Ihre Augen werden entnommen und die Netzhaut wird untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die lichtempfindlichen Zellen durch die Laserbehandlung zerstört wurden. In derselben Versuchsreihe werden einem der Affen 16 Elektroden in das Gehirn eingeführt, die zugehörigen Versuche werden in einer anderen Publikation beschrieben (Datenbank ID: 3407).

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, das National Institutes of Health (USA), die Europäische Union und den Merit Award (USA) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Sehforschung

Originaltitel: Macaque area V2/V3 reorganization following homonymous retinal lesions

Autoren: Georgios A. Keliris (1,2)*, Yibin Shao (1), Michael C. Schmid (1,3), Mark Augath (1,4), Nikos K. Logothetis (1,5,6), Stelios M. Smirnakis (7)*

Institute: (1) Abteilung für Physiologie kognitiver Prozesse, Max-Planck-Institut für biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (2) Bio-Imaging Lab, Department of Biomedical Sciences, University of Antwerp, Campus Drie Eiken, Universiteitsplein 1, 2610 Wilrijk, Belgien, (3) Schmid Research Group, Medicine Section, University of Fribourg, Freiburg, Schweiz, (4) Institute of Biomedical Engineering, ETH Zurich, Zürich, Schweiz, (5) International Center for Primate Brain Research, Shanghai, China, (6) Division of Imaging Science and Biomedical Engineering, University of Manchester, Manchester, Großbritannien, (7) Department of Neurology, Brigham and Women’s Hospital and Jamaica Plain Veterans Administration Hospital, 60 Fenwood Road, Harvard Medical School, Boston, USA

Zeitschrift: Frontiers in Neuroscience 2022; 16: 757091

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5490

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 81-02.04.2018.A303 genehmigt. Es werden Mäuse eines Inzuchtstamms und gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory und werden miteinander gekreuzt, um Mäuse mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalten.

Zu Beginn der Versuche sind die Mäuse zwischen 8 und 13 Wochen alt. Die Tiere werden für 16 Stunden im Dunkeln gehalten. Dann werden ihnen Tropfen in die Augen gegeben, die ihre Pupillen weiten. Im Anschluss werden die Tiere für eine Stunde einem hellen Licht ausgesetzt, die Lichtstärke ist dabei 15.000 LUX, was in etwa der Intensität der Behandlungsleuchte beim Zahnarzt entspricht. Anderen Tieren wird mit einer medizinischen Lampe für 10 Minuten Licht einer Stärke von 50.000 LUX in die Augen gestrahlt. Unter diesen Bedingungen kommt es zu einer durch das Licht verursachten Entzündung und einem Absterben von lichtempfindlichen Zellen der Netzhaut.

Einem Teil der Tiere wird zusätzlich täglich ein Wirkstoff, anderen Mäusen eine wirkstofffreie Lösung in die Bauchhöhle gespritzt. Die erste Spritze erhalten sie am Tag vor der Lichtexposition.

Jeweils ein Teil der Tiere wird 1 Tag, 3 oder 4 Tage nach der Lichtexposition durch Spritzen von Narkosemitteln in die Bauchhöhle in Narkose versetzt und ihnen werden Tropfen in die Augen gegeben, die die Pupillen weiten. Dann werden die Augen mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei wird festgestellt, dass ein Teil der Tiere unter einer erheblichen Verringerung der Dicke der Netzhaut leidet. Im Anschluss an die Untersuchung werden die Tiere durch Genickbruch getötet. Die Augen werden entnommen, und in feine Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden von der Rühling-Stiftung, der Brunenbusch-Stein Stiftung, Fight for Sight (Großbritannien), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Pro Retina-Stiftung, die Erhard Rüther Stiftung, die Dr. Gaide-Stiftung und die Velux Foundation (Dänemark) unterstützt. Die Veröffentlichung wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Projekt DEAL gefördert.

Bereich: Augenheilkunde, Sehforschung, Neuroimmunologie

Originaltitel: Genetic targeting or pharmacological inhibition of galectin 3 dampens microglia reactivity and delays retinal degeneration

Autoren: Mona Tabel (1), Anne Wolf (1), Manon Szczepan (2), Heping Xu (2), Herbert Jägle (3), Christoph Moehle (4), Mei Chen (2), Thomas Langmann (1,5)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Experimentelle Immunologie des Auges, Zentrum für Augenheilkunde, Uniklinik Köln, Kerpener Straße 62, 50937 Köln, (2) Wellcome Wolfson Institute for Experimental Medicine, School of Medicine, Dentistry and Biomedical Sciences, Queen’s University Belfast, Belfast, Großbritannien, (3) Klinik und Poliklinik für Augenheilkunde, Universitätsklinikum Regensburg, Regensburg, (4) Kompetenzzentrum Fluoreszente Bioanalytik, Universität Regensburg, Regensburg, (5) Zentrum für Molekulare Medizin der Universität zu Köln (CMMC), Universität zu Köln, Köln

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2022; 19: 229

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5489

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter den Nummern G19/21, G11/65, G15/19, und G09/88 sowie G10/100 genehmigt.

Es werden Mäuse eingesetzt, die durch Genmanipulation unter einer schweren Immunschwäche leiden. Den Tieren werden im Alter von 12 Wochen verschiedene Krebszellen unter die Haut am Schulterblatt gespritzt. Einem Teil der Mäuse wird zweimal pro Woche ein Wirkstoff oder eine wirkstofffreie Lösung in die Bauchhöhle gespritzt. Das Wachstum des Tumors wird beobachtet und die Mäuse werden getötet, sobald der Tumor eine Masse von 10% des zu Versuchsbeginn ermittelten Gewichts der Tiere aufweist oder sobald der Tumor aufbricht. Der Tumor und die Lungen werden entnommen. Bei einem Teil der Tiere werden auch der Oberschenkelknochen und das Schienbein entnommen. Die Lungen und das Knochenmark werden auf Metastasen untersucht.

In einem anderen Versuch wird Gruppen von 12 Wochen alten Mäusen entweder dreimal innerhalb eines Tages ein Wirkstoff oder eine wirkstofffreie Lösung in die Bauchhöhle gespritzt. Vier Stunden nach der letzten Injektion werden die Tiere narkotisiert. Dann wird den Tieren das Herz und die Lunge für weitere Untersuchungen herausgeschnitten.

Zusätzlich werden Versuche mit Zellen durchgeführt, die aus den Lungen von 7 bis 10 Tage alten Mäusen gewonnen werden. Wahrscheinlich werden die Tiere zur Gewinnung der Zellen getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Roggenbuck-Stiftung und den Veterans Administration Merit Award (USA) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Tumor cell E-selectin ligands determine partial efficacy of bortezomib on spontaneous lung metastasis formation of solid human tumors in vivo

Autoren: Tobias Lange (1)*, Ursula Valentiner (1), Daniel Wicklein (1), Hanna Maar (1) Vera Labitzky (1), Ann-Kristin Ahlers (1), Sarah Starzonek (1), Sandra Genduso (1), Lisa Staffeldt (1), Carolin Pahlow (1), Anna-Maria Dück (1), Christine Stürken (1), Anke Baranowsky (2), Alexander T. Bauer (3), Etmar Bulk (4), Albrecht Schwab (4), Kristoffer Riecken (5), Christian Börnchen (6), Rainer Kiefmann (6), Valsamma Abraham (7), Horace M. DeLisser (7), Timo Gemoll (8), Jens K. Habermann (8), Andreas Block (9), Klaus Pantel (10), Udo Schumacher (1)

Institute: (1) Institut für Anatomie und Experimentelle Morphologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Martinistraße 52, 20251 Hamburg, (2) Klinik und Poliklinik für Unfallchirurgie und Orthopädie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (3) Klinik für Dermatologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (4) Institut für Physiologie II, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (5) Forschungsabteilung Zell- und Gentherapie, Klinik für Stammzelltransplantation, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (6) Klinik und Poliklinik für Anästhesiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (7) Pulmonary, Allergy and Critical Care Division, Department of Medicine, School of Medicine, University of Pennsylvania, Philadelphia, USA, (8) Sektion für Translationale Chirurgische Onkologie und Biomaterialbanken, Universität zu Lübeck und Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Lübeck, Lübeck, (9) Zentrum für Onkologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (10) Institut für Tumorbiologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg

Zeitschrift: Molecular Therapy 2022; 30(4): 1536-1552

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5488

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Soziales, Familie, Gesundheit und Verbraucherschutz in Hamburg unter der Nummer 122/17 genehmigt. Es werden verschiedene Mäuse, die zum Teil gentechnisch verändert sind, eingesetzt. Die Tiere stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory oder werden von anderen Wissenschaftlern zur Verfügung gestellt und werden in der Tierhaltung des Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf gehalten. Zusätzlich werden verschiedene Mäuse miteinander verpaart, um Mäuse mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalten.

Im Alter von 10-16 Wochen werden einige der Tiere verschiedenen Verhaltenstests unterzogen. Damit diese bei den eigentlich nachtaktiven Tieren zu den regulären Arbeitszeiten durchgeführt werden können, werden die Tiere zuvor über 3 Wochen an einen verschobenen Tag- und Nachtrhythmus gewöhnt. Die Versuche werden dann am Tag und unter schwacher Beleuchtung durchgeführt.

In einem Test wird untersucht, wie die Tiere auf neue Gerüche reagieren. Dafür werden sie in einen Test-Käfig gesetzt. In zwei Öffnungen des Käfigs werden zwei Röhrchen gesteckt, die entweder Vanille- oder Mandelgeruchsproben enthalten oder leer sind. Die Röhrchen werden dann ausgetauscht und es wird per Videoaufzeichnung beobachtet, wie lange die Tiere an den verschiedenen Röhrchen schnüffeln.

In einem anderen Versuch wird ein Filterpapier mit einer Lösung getränkt, die eine Chemikalie enthält. Diese Chemikalie kommt auch im Analsekret von Füchsen vor und löst bei Mäusen eine angeborene Furcht vor dem Raubtier aus. Das Papier wird im Käfig befestigt und eine Maus für 12 Minuten in den Käfig gesetzt. Die Reaktion der Mäuse auf den Geruch wird mit Video aufgezeichnet und es wird gemessen, wie lange die Mäuse bewegungslos vor Angst erstarren.

Im sogenannten Open Field Test werden die Tiere in eine nach oben offene und beleuchtete Box gesetzt und für 15 Minuten beobachtet. Es wird gemessen welche Distanz sie zurücklegen, und ob sie sich eher an den Wänden der Box oder weiter in der Mitte aufhalten. Längeres Verweilen im Randbereich wird dabei als Ängstlichkeit gewertet.

Beim erhöhten Plus-Labyrinth werden die Tiere für 5 Minuten in 75 cm Höhe auf eine Konstruktion gesetzt, die aus zwei sich kreuzenden Stegen besteht. Von den vier Armen des „Labyrinths“ sind zwei offen und zwei haben Seitenwände. Per Videoaufnahme wird festgehalten, wie oft die Tiere auf die Arme mit oder ohne Seitenwände laufen. Auch wird gemessen, wie oft die Mäuse Kot absetzen oder sich putzen. Daraus soll auf die generelle Ängstlichkeit der Tiere geschlossen werden.

Andere Tiere werden in Narkose versetzt. Dann wird ihnen ein Proteinbruchstück zusammen mit dem sogenannten Freund-Adjuvans unter die Haut gespritzt. Dabei handelt es sich um eine Lösung, die Mineralöl und abgetötete Tuberkulosebakterien enthält und zu einer starken lokalen Entzündung führt. Zusätzlich wird ihnen zweimal ein Wirkstoff gespritzt. In der Folge richtet sich das Immunsystem der Tiere gegen ihr eigenes Gehirn und Rückenmark, wodurch sich diese entzünden. Die Tiere werden den Geruchstests mit Vanille- und Mandelduft und dem Fuchs-Geruch unterzogen. Sie werden über einen Zeitraum von 30 Tagen beobachtet und ihre Symptome, die bis zur vollständigen Lähmung der Hinterbeine, bei gleichzeitiger teilweiser Lähmung der Vorderbeine, reichen, werden nach einem Punkteverfahren bewertet. Tiere mit schweren Symptomen werden getötet.

Zur Gewinnung und weiteren Untersuchung des Gehirns werden die Tiere mit einer Spritze in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird ihr Herz freigeschnitten und eine Nadel ins Herz gestoßen. Durch die Nadel wird eine konservierende Flüssigkeit ins Herz gepumpt, woran die Tiere sterben.

Zusätzlich werden Versuche mit Gehirnzellen durchgeführt, welche aus Mäuse-Embryonen gewonnen werden. Es ist davon auszugehen, dass zur Gewinnung dieser Zellen weitere, schwangere Mäuse getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Sinnesphysiologie, Neurobiochemie, Neuropathologie, Neuroimmunologie

Originaltitel: Neuronal adenosine A1 receptor is critical for olfactory function but unable to attenuate olfactory dysfunction in neuroinflammation

Autoren: Charlotte Schubert (1), Kristina Schulz (2), Simone Träger (1), Anna-Lena Plath (3), Asina Omriouate (3), Sina C. Rosenkranz (1), Fabio Morellini (3), Manuel A. Friese (1)*, Daniela Hirnet (2)*

Institute: (1) Institut für Neuroimmunologie und Multiple Sklerose (INIMS), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Falkenried 94, 20251 Hamburg, (2) Abteilung Neurophysiologie, Institut für Zell- und Systembiologie der Tiere, Universität Hamburg, Martin-Luther-King-Platz 3, 20146 Hamburg, (3) Forschungsgruppe Verhaltensbiologie, Zentrum für Molekulare Neurobiologie (ZMNH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg

Zeitschrift: Frontiers in Cellular Neuroscience 2022; 16: 912030

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5487

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde unter der Nummer AZ101/15 genehmigt. Sieben Schweine mit einem Gewicht von 75 bis 85 kg werden am Universitären Herz- und Gefäßzentrum Hamburg operiert. Vorab wird das zu implantierende Gerät, welches die Reparatur der Hauptschlagader erleichtern soll und eigentlich auf den Menschen ausgelegt ist, an den Durchmesser der Hauptschlagader eines 80 kg schweren Schweins angepasst, wozu tote Schweine mit einem bildgebenden Verfahren untersucht werden.

Den Schweinen werden verschiedene Medikamente, darunter Beruhigungs- und Narkosemittel, in einen Muskel gespritzt. Dann werden weitere Narkosemittel in eine Vene gespritzt. Die Tiere werden intubiert und beatmet. Mehrere Sonden und Katheter werden in verschiedene Blutgefäße (die rechte Halsschlagader, die Drosselvene, in eine Oberschenkelarterie und in eine Arterie des Brustkorbs) eingeführt. Zusätzlich wird ein Katheter in die Arterie des linken Herzvorhofs geschoben, durch den später kleine farbmarkierte Partikel injiziert werden.

Die hinter dem Bauchfell liegende Hauptschlagader wird freigeschnitten und mehrere davon abzweigende Gefäße werden abgebunden. Ein die Bauchorgane versorgendes Gefäß wird durchtrennt und mit der Hauptschlagader verbunden. Die Hauptschlagader wird eingeschnitten und das zu implantierende Gerät durch den Einschnitt in die Ader geschoben. Dort entfaltet sich das Gerät, so dass es den Blutfluss durch die Hauptschlagader unterbindet. Nacheinander werden verschiedene Gefäße an dem Gerät festgenäht, so dass das Blut nun durch die Schläuche des Geräts fließt. Das Einsetzen des Geräts dauert 65 bis 83 Minuten. Bei einem Schwein verschiebt sich das eingesetzte Gerät, weil der Operateur von dem empfohlenen Protokoll des Herstellers abweicht. Dieses Tier wird aus dem Versuch ausgeschlossen und vermutlich getötet.

Der Blutfluss wird über einen Zeitraum von 6 Stunden beobachtet und mit einem Bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die Blutversorgung der Nieren beeinträchtigt ist, was die Experimentatoren auf Abweichungen der Gefäßgröße zwischen Schwein und Mensch, für welchen das Gerät entwickelt wurde, zurückführen.

Dann werden die Tiere durch das Spritzen des Tötungsmittels T61 in Narkose getötet. Das implantierte Gerät wird wieder entnommen, ein Teil der Leber, beide Nieren, ein Teil des Darms und das Rückenmark werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Terumo Aortic gefördert, welche aus der Firma, die die Materialien für das hier getestete implantierbare Gerät entwickelt hat, hervorgegangen ist.

Bereich: Herz-Kreislauf Chirurgie, Biomedizinische Technik

Originaltitel: In vivo evaluation of a new hybrid graft using retrograde visceral perfusion for thoracoabdominal aortic repair in an animal model

Autoren: Sabine Wipper (1)*, Harleen K. Sandhu (2), Tilo Kölbel (3), Anthony L. Estrera (2), Constantin Trepte (4), Christoph Behem (4), Charles C. Miller III (2), E. Sebastian Debus (3)

Institute: (1) Universitätsklinik für Gefäßchirurgie, Medizinische Universität Innsbruck, Anischstraße 35, 6020 Innsbruck, Österreich. (2) Department of Cardiothoracic and Vascular Surgery, McGovern Medical School at UTHealth, Houston, USA, (3) Klinik und Poliklinik für Gefäßmedizin, Universitäres Herz- und Gefäßzentrum Hamburg, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinstrasse 52, 20246 Hamburg, (4) Klinik und Poliklinik für Anästhesiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg

Zeitschrift: JTCVS Techniques 2022; 15: 1-8

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5486

Versuchsbeschreibung: Genehmigungsbehörde und –nummer werde nicht genannt. Zwei männlichen Rhesusaffen mit den Bezeichnungen „O“ und „S“ werden unter Narkose in zwei einzelnen Operationen ein Kopfhalter und eine Elektrodenkammer von 14 mm Innendurchmesser über einem Bohrloch im Schädelknochen auf dem Schädel befestigt. Das Loch ist über einem bestimmten Hirnbereich („VIP“) gelegen. Während der Versuche sitzen die Tiere in einem Primatenstuhl in einem dunklen Raum, der Kopf ist an dem Kopfhalter fixiert. Die Augenbewegungen werden mit einem Gerät „Eyelink 1000“ aufgezeichnet.

In einem drei Monate dauernden „Training“ wird den Tieren eine bestimmte Aufgabe antrainiert. Der Affe muss einen roten Punkt inmitten von rund 2000 weißen Punkten auf einem Bildschirm anstarren. Wird der Punkt grün, muss er einen Hebel berühren. Nun fangen die weißen Punkte an, sich zu bewegen – entweder sofort nach Berühren des Hebels oder mit einigen Millisekunden Verzögerung. Gleichzeitig mit der Punktebewegung wird der Kopf des Tieres um 30° geneigt. Der Affe darf den Blick nicht von dem grünen Punkt abwenden. Macht er alles richtig, erhält er einen(!) Tropfen Flüssigkeit. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise bekommen die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten. Eine Recording-Session besteht aus 100-150 Trials.

Während dieser Aufgaben am Bildschirm wird eine einzelne Elektrode durch die Elektrodenkammer in das Hirngewebe eingelassen. Mit einem hydraulischen Antriebsgerät wird die Elektrode in Position gebracht. Bei Affe „O“ werden 89 und bei Affe „S“ 103 verschiedene Neuronen (Nerven) gemessen.

Am Ende der Experimente wird Affe „O“ getötet. Sein Hirn wird in Scheiben geschnitten und untersucht. Affe „S“ wird für weitere Experimente verwendet.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Hessische Ministerium für Wissenschaft und Kunst gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Action-dependent processing of self-motion in parietal cortex of macaque monkeys

Autoren: Jan Churan (1,2)*, Andre Kaminiarz (1,2), Jakob C.B. Schwenk (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Journal of Neurophysiology 2021; 125: 2432-2443

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5485

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Gießen (V54-19c20 15 h 01 MR 13/1, Nr. G 71/2017) genehmigt. Die zwei männlichen Rhesusaffen wiegen 10 und 9,6 kg und werden mit „O“ und „S“ bezeichnet. Den Tieren wird unter Narkose ein „Kopfhaltersystem“ auf zwei „Basisplatten“ auf dem Schädel montiert. Bei Affe „O“ wird außerdem für andere Experimente ein Loch in den Schädelknochen gebohrt und darüber eine Elektrodenkammer mit 21 mm Außendurchmesser befestigt. Beiden Affen wird dazu eine Elektrodenkappe mit 6 Elektroden (Affe „O“) bzw. 15 Elektroden (Affe „S“) auf den Kopf gesetzt. Bei Affe „O“ ist durch die Elektrodenkammer weniger Platz, weswegen seine Kappe nur 6 Elektroden enthält. Die Elektroden der Kappe werden auf der Kopfhaut platziert.

Bei den Versuchen sitzen die Tiere in einem Primatenstuhl vor einem Bildschirm, wobei der Kopf am Kopfhalter fixiert wird. Die Affen werden „trainiert“, mit angeschraubtem Kopf zu sitzen und bestimmte Aufgaben am Bildschirm zu erfüllen. Als „Belohnung“ erhalten sie etwas Flüssigkeit. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise bekommen die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten.

Die Aufgabe besteht darin, einen kleinen roten Punkt in der Mitte des dunklen Bildschirms anzustarren. Die Augenbewegungen werden mit einem „Eyelink 1000“ genannten Gerät verfolgt. Im unteren Drittel des Bildschirms erscheinen 600 kleine weiße Punkte, die sich nach links oder rechts bewegen. Dadurch soll eine Körperbewegung simuliert werden. Der Affe muss weiter den Punkt in der Mitte anstarren. Gleichzeitig wird über die Elektroden auf der Kopfhaut eine EEG aufgezeichnet.

Parallel zu den Tierversuchen finden Versuche mit menschlichen Probanden statt. Ihnen wird eine Kappe mit 64 Elektroden auf den Kopf gesetzt. Die Ruhigstellung des Kopfes wird durch Auflegen des Kinns auf eine Lehne erreicht. Die Aufgabe ist die gleiche wie bei den Affen, nur, dass bei den Menschen noch ablenkende Punkte gezeigt werden. Jeder Proband absolviert 6.400 Trials an insgesamt 4 Tagen. Die Anzahl der Trials bei den Affen wird nicht genannt.

Nach Abschluss der Versuche wird Affe „O“ in weiteren Experimenten verwendet. Das Schicksal von Affe „S“ wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Hessische Ministerium für Wissenschaft und Kunst gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Preattentive processing of visually self-motion in humans and monkeys

Autoren: Constanze Schmitt (1,2)*, Jakob C.B. Schwenk (1,2), Adrian Schütz (1,2), Jan Churan (1,2), André Kaminiarz (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Progress in Neurobiology 2021; 205:102117

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5484

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Gießen (V54-19c2015h01, MR 13/1 Nr. 18/2007) genehmigt. Die zwei männlichen Rhesusaffen wiegen 8,5 und 9,5 kg und werden mit „M“ und „B“ bezeichnet.

Die Tiere werden zunächst „trainiert“, bestimmte Verhaltensweisen am Bildschirm zu zeigen. Für eine „richtige“ Verhaltensweise erhalten die Tiere etwas Flüssigkeit. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise bekommen die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten. Dann wird den Affen unter Narkose ein Haltebolzen auf dem Schädelknochen implantiert. Nach weiterem „Training“ werden die Affen ein zweites Mal operiert. Es wird ein Loch über der Hirnregion V4 in den Schädel gebohrt und darüber eine Elektrodenkammer mit Schrauben befestigt. Die Tiere erhalten Schmerzmittel und Antibiotika.

Die eigentlichen Versuche starten frühestens eine Woche nach dieser zweiten Operation. Dabei wird ein Affe im Primatenstuhl an dem Haltebolzen fixiert, so dass er den Kopf nicht mehr bewegen kann. Auf dem Bildschirm erscheint nacheinander an verschiedenen Stellen ein grüner Kreis, den das Tier mit den Augen anstarren muss. Außerdem muss der Affe einen Hebel betätigen. Verschwindet der Kreis langsam, muss er den Hebel wieder loslassen. Manchmal werden noch 2 weiße senkrechte Linien gezeigt, von denen sich der Affe nicht ablenken lassen darf. Die Augenbewegungen werden mit einem Infrarotgerät verfolgt. Gleichzeitig werden mit einem Antriebsgerät bis zu 16 Elektroden durch die Elektrodenkammer in das Hirngewebe eingelassen. Das weitere Schicksal der Affen wird nicht erwähnt. Es ist anzunehmen, dass sie bei weiteren Versuchen eingesetzt werden.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Perisaccadic encoding of temporal information in macaque area V4

Autoren: Jakob C.B. Schwenk (1,2)*, Steffen Klingenhöfer (1), Björn-Olaf Werner (1), Stefan Dowiasch (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Journal of Neurophysiology 2021; 125: 785-795

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5483

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter den Nummern V54-19 c 20 15 h 01 MR 13/1 Nr. G71/2017 genehmigt.

Zwei männlichen Rhesusaffen mit den Bezeichnungen „O“ und „S“ werden unter Narkose in zwei einzelnen Operationen ein Kopfhalter und eine Elektrodenkammer von 14 mm Innendurchmesser über einem Bohrloch im Schädelknochen auf dem Schädel befestigt. Das Loch ist über einem bestimmten Hirnbereich gelegen. Während der Versuche sitzen die Tiere in einem Primatenstuhl in einem dunklen Raum, der Kopf ist an dem Kopfhalter fixiert. Die Augenbewegungen werden mit einem Video-Tracker aufgezeichnet.

Auf einem Bildschirm vor den Augen der Affen wird ein kleines rotes Quadrat gezeigt, das der Affe anstarren muss. Wenn das Objekt plötzlich an eine andere Position springt, muss der Affe seinen Blick auf die neue Position richten. Es gibt stationärer Quadrate und welche, die sich bewegen. Der Affe muss, sich bewegende Quadrate mit den Augen verfolgen. Macht das Tier alles „richtig“ gibt es etwas Flüssigkeit als „Belohnung“. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise erhalten die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten. Während die Affen die Aufgaben erfüllen, werden mit einem „hydraulischen Mikromanipulator“ Mikroelektroden durch die Elektrodenkammer in das Hirngewebe eingelassen, wo sie Nervenaktivitäten messen.

Am Ende der Experimente wird Affe „O“ getötet. Sein Hirn wird in Scheiben geschnitten und untersucht. Affe „S“ wird für weitere Experimente verwendet. Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Hessische Ministerium für Wissenschaft und Kunst gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Coding of interceptive saccades in parietal cortex of macaque monkeys

Autoren: Jan Churan (1,2)*, Andre Kaminiarz (1,2), Jakob C.B. Schwenk (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Brain Structure and Function 2021; 226: 2707-2723

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5482

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Umwelt- und Verbraucherschutzamt Köln unter der Nummer 576.1.36.6.G13/15 Be und durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) unter den Nummern 84-02.05.40.17.014 und 84-02.04.2015.A034 genehmigt. Die Mäuse stammen aus den Versuchstierzuchten Charles River, Taconic und Jackson Laboratories oder werden vom Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung in Köln zur Verfügung gestellt.

Mäuse werden gentechnisch verändert, so dass ihnen ein Protein fehlt, dass am Aufbau der sogenannten Extrazellulären Matrix, also der Substanz, die sich zwischen den einzelnen Zellen des Körpers befindet, beteiligt ist. Die gentechnisch veränderten Tiere und Tiere ohne die gentechnische Veränderung werden in verschiedenen Versuchen eingesetzt.

Für einen Teil der Tiere wird die Bewegungskoordination untersucht, indem sie für 3 Minuten auf eine rotierende Stange gesetzt werden, deren Drehbewegung sich beschleunigt. Der Versuch wird am Folgetag wiederholt und es wird gemessen, wann die Tiere sich nicht mehr auf der Stange halten können und herunterfallen.

Andere Mäuse werden über einen Zeitraum von 6 Wochen, 2 x täglich an 5 Tagen pro Woche für jeweils 15 Minuten auf ein Laufband gesetzt, welches sich in einer Geschwindigkeit von 8-24 Meter pro Minute bewegt. Die übliche Wander-Geschwindigkeit bei Menschen beträgt etwa 4 km/h, also rund 67 Meter pro Minute. Das ist zwar ca. die dreifache Geschwindigkeit, die die Mäuse im Versuch laufen müssen, allerdings sind Mäuse im Gegensatz zu Menschen nur wenige Zentimeter groß. Bei einem Teil der Tiere ist das Laufband geneigt, so dass sie bergab laufen. Tieren, die auf dem Laufband „trainiert“ wurden und „untrainierten“ Mäusen, die zum Teil gentechnisch verändert wurden, wird rote und blaue Farbe auf die Vorder- und Hinterpfoten aufgetragen. Dann müssen sie über ein Stück Papier laufen. Die entstehenden Pfoten-Abdrücke werden analysiert.

In einem anderen Versuch werden die Mäuse an ihrer Schwanzwurzel aufgehängt und ihr Verhalten wird aufgenommen. Es wird beobachtet, ob sie die Gliedmaßen abspreizen oder aneinanderklammern. Der Versuch wird 10 Mal wiederholt.

Bei einem Teil der Tiere wird die Dicke der Haut bestimmt. Dazu wird Mäusen verschiedenen Alters (am Tag der Geburt und im Alter von 4 Wochen und einem Jahr) Haut vom Rücken herausgeschnitten. Vermutlich werden die Tiere zuvor getötet. Von weiteren Mäusen werden im Alter von einem Jahr die Achillessehnen herausgeschnitten und untersucht.

Andere Tiere werden narkotisiert und rasiert (vermutlich auf dem Rücken), dann werden zwei Stücke Haut mit einem Durchmesser von jeweils 6 mm herausgestanzt. 4 Tage später wird die Wunde mit der umgebenden Haut herausgeschnitten. Vermutlich werden die Mäuse dafür oder im Anschluss getötet.

Andere, weibliche Mäuse werden im Alter von 8 bis 14 Wochen mit männlichen Tieren zusammengebracht, damit sie sich paaren. Der Erfolg der Paarung wird mit einer vaginalen Untersuchung festgestellt. Am nächsten Tag werden die schwangeren Tiere durch Genickbruch getötet, und die Gebärmutter wird herausgeschnitten. Die Embryonen werden durch Spülen der Eileiter mit einer Flüssigkeit gewonnen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Gentechnik

Originaltitel: Hemicentin 1 is an essential extracellular matrix component of the dermal–epidermal and myotendinous junctions

Autoren: Daniela Welcker (1), Cornelia Stein (1), Natalia Martins Feitosa (1), Joy Armistead (1,2), Jin Li Zhang (1), Steffen Lütke (3,4), Andre Kleinridders (5), Jens C. Brüning (5,6), Sabine A. Eming (1,2,6,7), Gerhard Sengle (2,3,4,8), Anja Niehoff (8,9), Wilhelm Bloch (10), Matthias Hammerschmidt (1,2,6)*

Institute: (1) Institut für Zoologie, Abteilung für Entwicklungsbiologie, Universität zu Köln, Zülpicher Straße 47b, 50674 Köln, (2) Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Köln, (3) Zentrum für Biochemie, Universität zu Köln, Köln, (4) Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Universität zu Köln, Köln, (5) Abteilung Neuronal Control of Metabolism, Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung, Köln, (6) Exzellenzcluster Cellular Stress Responses in Aging Associated Diseases (CECAD), Universität zu Köln, Köln, (7) Klinik und Poliklinik für Dermatologie und Venerologie, Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Universität zu Köln, Köln, (8) Cologne Center for Musculoskeletal Biomechanics (CCMB), Universität zu Köln, Köln, (9) Institut für Biomechanik und Orthopädie, Deutsche Sporthochschule Köln, Köln, (10) Institut für Kreislaufforschung und Sportmedizin, Deutsche Sporthochschule Köln, Köln

Zeitschrift: Scientific Reports 2021; 11: 17926

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5481

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter den Nummern 2018A320, 2012A424, 2011-025 und 50.15.015 und das Regierungspräsidium Gießen und Darmstadt unter den Nummern B2/318 und B2/311 genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse und solche, die gentechnisch nicht verändert wurden, eingesetzt. Weibliche Mäuse werden ab ihrem 21. Lebenstag entweder mit Standardfutter oder mit einem Futter, das zu viel Fett enthält und so zu Übergewicht führt, ernährt.

Die weiblichen Tiere aus den Fütterungsversuchen werden mit männlichen Tieren zusammengebracht, damit sie sich paaren. Der Erfolg der Paarung wird am nächsten Morgen durch eine vaginale Untersuchung festgestellt. Die Fütterung der schwangeren Tiere erfolgt weiterhin wie zuvor, entweder mit dem Standardfutter oder der fettreichen Futtermischung. Nach der Geburt der Jungtiere wird die Größe des Wurfs auf 6 Jungtiere pro Wurf vereinheitlicht. Wie dies geschieht, wird nicht erwähnt, vermutlich werden die überzähligen neugeborenen Mäuse getötet.

Von den Jungtieren wird eine Gewebeprobe vom Schwanz genommen, dafür wird vermutlich die Schwanzspitze abgeschnitten und damit die genetischen Eigenschaften der Tiere bestimmt. Die Jungtiere bleiben für 21 Tage bei ihren Müttern. Im Anschluss daran werden die männlichen Jungtiere mit einer Standardfuttermischung ernährt, bis sie 70 Tage alt sind. Das Schicksal der weiblichen Jungtiere wird nicht erwähnt.

Zusätzlich werden auch weitere gentechnisch veränderte Tiere eingesetzt, die zum Teil aus der Versuchstierzucht Jackson Laboratory (Bar Harbor, USA) oder vom Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung in Köln stammen. Die Mäuse werden miteinander verpaart. Von den Jungtieren wird eine Gewebeprobe vom Schwanz genommen, vermutlich wird dazu die Schwanzspitze abgeschnitten. Jungtiere, die über die gewünschten genetischen Eigenschaften verfügen, werden im Alter von 10 bis 12 Wochen eingesetzt.

Einem Teil der Mäuse wird an ihrem 50. Lebenstag ein Wirkstoff in eine Schwanzvene gespritzt. Anderen Tieren wird eine Flüssigkeit ohne Wirkstoff gespritzt. 20 Tage später wird die Lungenfunktion der Mäuse getestet. Dafür werden die Mäuse mit einer Spritze in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird ein Luftröhrenschnitt durchgeführt und ein Schlauch in die Luftröhre eingeführt und befestigt, zusätzlich wird eine Sonde in die Speiseröhre geschoben. Den Tieren werden verschiedene Konzentrationen eines Wirkstoffs verabreicht, der die Luftwege verengt. Im Anschluss an die Messungen der Lungenfunktion werden die Lungen herausgeschnitten, was zum Tod der Tiere führt.

Bei anderen Tieren wird die Herzfunktion gemessen. Dafür werden sie in einen speziellen Behälter gesetzt, in den ein gasförmiges Betäubungsmittel eingeleitet wird. Die Tiere werden in Rückenlage fixiert, die Brust der Tiere wird enthaart, und das Herz mittels Ultraschalls untersucht. Weitere Tiere werden ebenfalls mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Die Tiere werden intubiert, beatmet und in Rückenlage fixiert. Ein Katheter wird über eine Vene des Halses eingeführt und bis in die rechte Herzkammer geschoben. Danach wird ein anderer Katheter durch die Halsschlagader in die Hauptschlagader und die linke Herzkammer geschoben, um dort den Blutdruck zu messen. Bei einem Teil der weiblichen Mäuse und ihrem Nachwuchs wird vor der Paarung, am 21. sowie 70. Tag nach der Geburt ein Glukose-Toleranz-Test durchgeführt. Dafür müssen die Tiere 12 Stunden fasten und sie bekommen eine Zuckerlösung in die Bauchhöhle gespritzt. Zu verschiedenen Zeitpunkten (vor Injektion der Zuckerlösung, sowie nach 15, 30, 60 und 120 Minuten) wird den Tieren Blut aus der Schwanzvene entnommen und der Blutzuckerspiegel bestimmt.

Am Ende der Versuche werden die Mäuse durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert. Den Tieren wird eine Kanüle in das Herz gestoßen, durch die das Blut der Tiere herausfließt, woran sie sterben. Die Lungen und die Luftröhre werden herausgeschnitten und das Herz, die Nieren, das weiße Fettgewebe und die Leber werden entnommen.

Zusätzlich werden Versuche mit Zellen verschiedener Mäuse durchgeführt, für deren Gewinnung vermutlich weitere Tiere getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Marga und Walter Boll-Stiftung, die Stiftung Oskar-Helene-Heim, das Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC, Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln), das Programm Köln Fortune (Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln), das Graduiertenprogramm „Pharmakologie und Therapieforschung“ (Köln), die British Heart Foundation (Großbritannien) und The Academy of Medical Sciences (Großbritannien) gefördert.

Bereich: Übergewichtsforschung, Entwicklungsbiologie, Lungenforschung, Bluthochdruckforschung

Originaltitel: Maternal and perinatal obesity induce bronchial obstruction and pulmonary hypertension via IL-6-FoxO1-axis in later life

Autoren: Jaco Selle (1), Katharina Dinger (1,2), Vanessa Jentgen (1), Daniela Zanetti (3,4), Johannes Will (1), Theodoros Georgomanolis (5), Christina Vohlen (1,6,7), Rebecca Wilke (1), Baktybek Kojonazarov (7), Oleksiy Klymenko (7), Jasmine Mohr (1), Silke v. Koningsbruggen-Rietschel (8), Christopher J. Rhodes (9), Anna Ulrich (9), Dharmesh Hirani (1,2,7), Tim Nestler (10), Margarete Odenthal (2,10), Esther Mahabir (11), Sreenath Nayakanti (12), Swati Dabral (12), Thomas Wunderlich (2,13,14), James Priest (3), Werner Seeger (7,12,15), Jörg Dötsch (6), Soni S. Pullamsetti (7,12,15), Miguel A. Alejandre Alcazar (1,2,7,14,15)*

Institute: (1) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Experimentelle Pneumologie - Translationale Experimentelle Pädiatrie, Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Kerpener Straße 62, 50937 Köln, (2) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Köln, (3) Division of Cardiovascular Medicine, Department of Medicine, Stanford University School of Medicine, Stanford, USA, (4) Stanford Cardiovascular Institute, Stanford University, Stanford, USA, (5) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Cologne Center for Genomics (CCG), Universität zu Köln, Köln, (6) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Universität zu Köln, Köln, (7) Institute for Lung Health (ILH), University of Giessen and Marburg Lung Centre (UGMLC), Partner des Deutschen Zentrum für Lungenforschung (DZL), Gießen, (8) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Klinische Pneumologie und Allergologie, Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Universität zu Köln, Köln, (9) National Heart and Lung Institute, Hammersmith Campus, Imperial College London, London, Großbritannien, (10) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Institut für Pathologie, Universität zu Köln, Köln, (11) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Arbeitsgruppe Comparative Medicine, Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Köln, (12) Entwicklung und Umbau der Lunge (Abt. IV), Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Partner des Deutschen Zentrum für Lungenforschung (DZL), Bad Nauheim, (13) Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung, Köln, (14) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Cologne Excellence Cluster for Stress Responses in Ageing-Associated Diseases (CECAD), Universität zu Köln, Köln, (15) Medizinische Klinik II, Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Cardio-Pulmonary Institute (CPI), Justus-Liebig-Universität, Gießen

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 4352

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5480

Versuchsbeschreibung: Für die Versuche werden 7 Tage alte Mäuse eingesetzt. Die Elterntiere stammen aus der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld.

Gruppen von Mäusen werden drei verschiedene Wirkstoffe, entweder einzeln oder als Mischung aus zwei Wirkstoffen in die Bauchhöhle gespritzt. Von einem der Wirkstoffe ist bekannt, dass er das sich entwickelnde Gehirn der Jungtiere schädigt. Eine Gruppe der Tiere dient als Kontrolle, diesen Tieren wird eine wirkstofffreie Lösung gespritzt. Acht Stunden nach der Injektion werden die Tiere narkotisiert, ihnen wird der Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel ins Herz gestoßen. Durch die Nadel wird eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt, die das Blut verdrängt, so dass die Tiere sterben. Das Gehirn der Mäuse wird herausgeschnitten und in dünne Scheiben zerteilt feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Ingeborg Ständer-Stiftung, die Europäische Union, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und den Schweizerischen Nationalfonds (SNF) gefördert.

Bereich: Neuropharmakologie, Psychopharmakologie, Toxikologie, Neuropathologie

Originaltitel: Rapastinel alleviates the neurotoxic effect induced by NMDA receptor blockade in the early postnatal mouse brain

Autoren: Andrei Nicolae Vasilescu (1), Anne Mallien (1), Natascha Pfeiffer (1), Undine E. Lang (2), Peter Gass (1), Dragos Inta (1,2)*

Institute: (1) AG Psychiatrische Tiermodelle, Abteilung für Psychiatrie und Psychotherapie, Medizinische Fakultät Mannheim, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, J 5, 68159 Mannheim, (2) Universitäre Psychiatrische Kliniken Basel (UPK), Universität Basel, Basel, Schweiz

Zeitschrift: European Archives of Psychiatry and Clinical Neuroscience 2021; 271: 1587-1591

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5479

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer 35-9185-81-G-143-19 genehmigt. Es werden männliche gentechnisch veränderte Ratten und nicht gentechnisch veränderte Ratten eingesetzt. Die Ratten stammen aus der Zucht der Radboud University (Nijmegen, Niederlande). Die Tiere werden im Alter von 3 bis 4 Wochen zum Zentralinstitut für Seelische Gesundheit (Mannheim) transportiert. Im Alter von 11 Wochen werden die Ratten an zwei aufeinander folgenden Tagen Verhaltenstests unterzogen. Im sogenannten Open-Field-Test werden die Ratten einzeln auf eine beleuchtete, unbekannte Fläche der Maße 50 x 50 cm gesetzt. Dort werden für 30 Minuten ihre Bewegungen aufgezeichnet. Es wird beobachtet, wie oft sie sich an den Rändern der Fläche oder in ihrem Zentrum aufhalten. Dabei wird beobachtet, dass sich die gentechnisch veränderten Ratten mehr bewegen, was als Hyperaktivität interpretiert wird. Außerdem verbringen diese Tiere mehr Zeit am Rand der Fläche und laufen im Kreis.

Im sogenannten Präpulsinhibitions-Test werden die Ratten einzeln in eine Versuchskammer gesetzt und ihnen wird ein Rauschen vorgespielt. Die Lautstärke wird kurz auf 115 Dezibel erhöht, was der Lautstärke einer Rockband entspricht. Vor dem Erhöhen auf 115 Dezibel werden den Ratten verschieden laute Töne von 72 – 84 Dezibel vorgespielt. Gemessen wird, wie stark die Tiere erschrecken. Der Test wird 10 Mal durchgeführt.

Sieben Tage nach den Verhaltenstests werden die Ratten mit verschiedenen bildgebenden Verfahren untersucht, wofür sie in Narkose versetzt werden. Dabei wird beobachtet, dass bei den gentechnisch veränderten Tieren verschiedene Areale des Gehirns kleiner oder größer sind als bei den gentechnisch nicht veränderten Tieren. Am Ende der Versuche werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Europäische Union, die Hector Stiftung II, die Klaus Tschira Stiftung, die Firma Lundbeck A/S (Kopenhagen, Dänemark), den Schweizer Wissenschaftspreis Prix Roger de Spoelberch und das Land Baden-Württemberg gefördert.

Bereich: Psychiatrie, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Dopamine transporter silencing in the rat: systems-level alterations in striato-cerebellar and prefrontal-midbrain circuits

Autoren: Jonathan R. Reinwald (1,2,3)*, Natalia Gass (1), Anne S. Mallien (2,4), Alexander Sartorius (1,2), Robert Becker (1,5), Markus Sack (1), Claudia Falfan-Melgoza (1), Christian Clemm von Hohenberg (1), Damiana Leo (6), Natascha Pfeiffer (4), Anthonieke Middelman (7), Andreas Meyer-Lindenberg (2), Judith R. Homberg (7), Wolfgang Weber-Fahr (1), Peter Gass (2,4)

Institute: (1) Arbeitsgruppe Translationales Imaging, Abteilung Neuroimaging, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, J 5, 68159 Mannheim, (2) Abteilung für Psychiatrie und Psychotherapie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (3) AG Systemische Neurowissenschaften und Psychische Gesundheit, Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (4) AG Psychiatrische Tiermodelle, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (5) Zentrum für Innovative Psychiatrie- und Psychotherapieforschung, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (6) Department of Neurosciences, University of Mons, Mons, Belgien, (7) Centre for Neuroscience, Department of Cognitive Neuroscience, Donders Institute for Brain, Cognition, and Behaviour, Radboud University Nijmegen Medical Centre, Nijmegen, Niederlande

Zeitschrift: Molecular Psychiatry 2022; 27: 2329-2339

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5478

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde unter den Nummern G-40/19 und G-73/18 genehmigt. Es werden Mäuse, welche ein menschliches Gen tragen, und deren Geschwister ohne dieses Gen, eingesetzt. Mäuse mit dem menschlichen Gen entwickeln spontan Hautkrebs und Metastasen in den Lymphknoten und Lungen sowie in der Leber, dem Gehirn und Knochenmark. Zur Verfügung gestellt werden die Tiere von Dr. I Nakashima (Chubu University, Aichi, Japan). Die Tiere werden in der Universitätsmedizin Mannheim gehalten und sind zum Zeitpunkt der Versuche 6 bis 12 Wochen alt. Sobald erste Zeichen für die Bildung von Hautkrebs bei den Tieren beobachtet werden, werden die Mäuse in zwei Gruppen eingeteilt.

Den Mäusen der einen Gruppe wird über einen Zeitraum von 4 Wochen zweimal wöchentlich ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Den Tieren der anderen Gruppe wird eine Flüssigkeit ohne den Wirkstoff gespritzt. Über einen Zeitraum von 100 Tagen werden die Mäuse beobachtet. Drei Wochen nach Beginn der Wirkstoffgabe wird ein Teil der Tiere auf nicht genannte Weise getötet. Der Tumor wird herausgeschnitten und untersucht. Sobald die verbleibenden Tiere bestimmte Kriterien erfüllen, welche nicht beschrieben werden, werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet. Alle Mäuse bis auf eine sterben innerhalb des Beobachtungszeitraums. Dann wird vermutlich auch die letzte Maus getötet. Zusätzlich werden Versuche mit Mäuse-Zellen durchgeführt, für deren Gewinnung vermutlich weitere Tiere getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), und den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: STAT3 inhibitor Napabucasin abrogates MDSC immunosuppressive capacity and prolongs survival of melanoma-bearing mice

Autoren: Rebekka Bitsch (1,2,3), Annina Kurzay (1,2,3), Feyza Özbay Kurt (1,2,3,4), Carolina De La Torre (5), Samantha Lasser (1,2,3,4), Alisa Lepper (1,2,3), Alina Siebenmorgen (1,2,3), Verena Müller (1), Peter Altevogt (1,2,3), Jochen Utikal (1,3), Viktor Umansky (1,2,3)*

Institute: (1) Hautkrebszentrum, Klinik für Dermatologie, Venerologie und Allergologie, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Universitätsmedizin Mannheim, Theodor-Kutzer-Ufer 1-3, 68135 Mannheim, (2) Mannheim Institute for Innate Immunoscience (MI3), Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (3) DKFZ-Hector Krebsinstitut, Universitätsmedizin Mannheim, Mannheim, (4) Fakultät für Biowissenschaften, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Heidelberg, (5) NGS Core Facility, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Journal for ImmunoTherapy of Cancer 2022; 10: e004384

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5477

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt, und Verbraucherschutz (LANUV, Nordrhein-Westfalen) unter der Nummer 84-02.04.2017.A172 genehmigt. Die Mäuse stammen aus der Zucht der Zentralen Einrichtung für Tierforschung der Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf, wo die Versuche auch stattfinden. Es werden ausschließlich männliche Mäuse eingesetzt, die zum Zeitpunkt der Versuche 12 Wochen alt sind.

Die Tiere werden in drei Gruppen eingeteilt. Die Tiere zweier Gruppen werden mit einer Spritze in die Bauchhöhle in Narkose versetzt, intubiert und beatmet. Bei den Tieren der ersten Gruppe (33 Tiere) wird die rechte Halsschlagader freigeschnitten. Ein feiner Draht wird in die Ader eingeführt und bis hinter die Herzklappe geschoben. Dort wird der Draht gedreht, wodurch das Gewebe verletzt wird. Diese Verletzung heilt später unter Bildung von Verdickungen so ab, dass eine Verengung der Aortenklappe (Stenose) hervorgerufen wird, welche den Blutfluss behindert. Nach Setzen der Verletzung wird die Halsschlagader und die darüberliegende Haut vernäht. Bei der zweiten Gruppe (27 Tiere) wird ebenfalls ein Draht eingeführt, der aber nicht bis hinter die Aortenklappe geschoben wird, sondern noch vor der Klappe gedreht wird. Die Tiere der dritten Gruppe (9 Tiere) werden nicht operiert. Den operierten Mäusen wird 3 Tage lang alle 6 bis 8 Stunden Schmerzmittel unter die Haut gespritzt. Bei zwei Mäusen schließen die Herzklappen nach der Operation nicht mehr genügend (Klappeninsuffizienz), sie werden aus der Studie ausgeschlossen. Ihr weiteres Schicksal wird nicht beschrieben.

4 Wochen nach der Operation werden die Tiere erneut narkotisiert und mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Die Untersuchung dauert ca. 45 Minuten. Ein Teil der Tiere wird mit einem anderen bildgebenden Verfahren untersucht, für das sie ebenfalls narkotisiert werden und ihnen zusätzlich ein Kontrastmittel in die Bauchhöhle gespritzt wird. Bei anderen Mäusen wird ein Herzultraschall durchgeführt. Auch dafür werden die Mäuse narkotisiert.

Nach Durchführung der bildgebenden Verfahren werden die Tiere getötet. Dazu werden die Mäuse noch in Narkose ausgeblutet, indem eine Kanüle ins Herz gestochen wird. Das Herz wird herausgeschnitten und tiefgefroren oder an eine Apparatur angeschlossen, in der es für weitere Untersuchungen mit einer Nährlösung durchspült und am Leben und Schlagen gehalten wird.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Forschungskommission der Medizinischen Fakultät der Heinrich-Heine-Universität gefördert.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Multiparametric MRI identifies subtle adaptations for demarcation of disease transition in murine aortic valve stenosis

Autoren: Christine Quast (1), Frank Kober (2), Katrin Becker (1), Elric Zweck (1), Jasmina Hoffe (1), Christoph Jacoby (1), Vera Flocke (3), Isabella Gyamfi Poku (1), Fabian Keyser (1), Kerstin Piayda (1), Ralf Erkens (1), Sven Niepmann (4), Matti Adam (5), Stephan Baldus (5), Sebastian Zimmer (4), Georg Nickenig (4), Maria Grandoch (6), Florian Bönner (1), Malte Kelm (1,7), Ulrich Flögel (1,3,7)*

Institute: (1) Cardiovascular Research Laboratory, Klinik für Kardiologie, Pneumologie und Angiologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Düsseldorf, (2) Aix Marseille Université, Centre national de la recherche scientifique (CNRS), Center for Magnetic Resonance in Biology and Medicine (CRMBM), Marseille, Frankreich, (3)* Experimental Cardiovascular Imaging, Institut für Molekulare Kardiologie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Universitätsstraße 1, 40225 Düsseldorf, (4) Herzzentrum Bonn, Medizinische Klinik und Poliklinik II – Innere Medizin, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (5) Klinik für Kardiologie, Uniklinik Köln, Köln, (6) Institut für Pharmakologie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (7) CARID, Cardiovascular Research Institute Düsseldorf, Düsseldorf

Zeitschrift: Basic Research in Cardiology 2022; 117: 29

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5476

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) unter der Nummer 50.05-230-7/06 genehmigt. Es werden 4 Foxhounds beiderlei Geschlechts eingesetzt, zum Zeitpunkt der ersten Operation sind die Hunde 12 Monate alt und wiegen 32 kg.

Die Hunde werden in Narkose versetzt und beatmet. Auf beiden Seiten des Unterkiefers werden alle Backenzähne gezogen, also 8 Zähne bei jedem Hund. Seitlich im Bereich der gezogenen Zähne wird das Zahnfleisch aufgeschnitten und auf jeder Seite des Unterkiefers 4 Löcher der Maße 15 x 10 x 3 mm in den Unterkiefer gefräst. Im Anschluss werden die Wunden vernäht.

3 Monate später werden die Tiere erneut narkotisiert und beatmet. Das Zahnfleisch wird aufgeschnitten und der Unterkiefer freigelegt. Die zuvor eingebrachten Löcher werden mit einer Fräse geglättet und mit einem Bohrer werden neue Löcher in die Defekte gebohrt. Danach werden verschiedene Knochenstücke, die entweder vom Menschen oder vom Rind stammen und zuvor konserviert wurden, in die Löcher gesetzt und mit je einer Schraube befestigt. Jeder Hund erhält dabei beide Sorten Knochenstücke. Ein Teil der Knochenstücke wird mit einer Membran beschichtet, die aus dem Herzbeutel von Rindern gewonnen wurde. Anschließend wird die Wunde vernäht. In der Folge gehen 4 der eingesetzten 32 Knochenstücke aufgrund von Infektionen verloren, ein weiteres Knochenstück geht aufgrund mechanischer Instabilität verloren. Es wird nicht erwähnt, wie viele Hunde davon betroffen sind.

6 Monate später werden die Hunde mit einem Tötungsmittel getötet. Die Unterkieferknochen werden herausgeschnitten und untersucht. Dabei wird kaum neu gebildeter Knochen gefunden.

Bereich: Kieferchirurgie, Wiederherstellungschirurgie, Biomaterial-Forschung

Originaltitel: The use of solvent-preserved human and bovine cancellous bone blocks for lateral defect augmentation - an experimental controlled study in vivo

Autoren: Lara Schorn (1)*, Tim Fienitz (2), Kathrin Berndsen (3), Norbert R. Kübler (1), Henrik Holtmann (4), Daniel Rothamel (1,2)

Institute: (1) Klinik für Mund-, Kiefer- und Plastische Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf, (2) Poliklinik für Zahnärztliche Chirurgie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Düsseldorf, (3) Klinik für Mund-, Kiefer- und Plastische Gesichtschirurgie, Uniklinik Köln, Köln, (4) Klinik für Mund-Kiefer-Gesichtschirurgie, Evangelisches Krankenhaus Bethesda, Mönchengladbach

Zeitschrift: Head & Face Medicine 2021; 17: 21

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5475

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 18/2020 genehmigt, die Genehmigung erfolgt vermutlich durch das Landesamt für Verbraucherschutz, Saarbrücken. Es werden 10 Kaninchen der Rasse Weiße Neuseeländer eingesetzt.

Die rechte Halsschlagader der Tiere wird unter Narkose freigeschnitten und ihnen wird ein blutverdünnendes Medikament gespritzt. Das Blutgefäß wird auf 1 bis 2 mm aufgeschnitten und durch das Loch ein feiner Schlauch in die Ader geschoben. Durch diesen Schlauch wird ein Kontrastmittel gegeben und ein Ballon in das Gefäß eingeführt und aufgepumpt, so dass die Ader verschlossen wird. Es wird ein aus Schweinen gewonnenes Enzym in das verschlossene Blutgefäß gespritzt und 20 Minuten gewartet. Im Anschluss wird der Ballon geleert und aus der Ader gezogen. Das Gefäß wird abgebunden und die Haut vernäht. Durch die Einwirkung des Enzyms erweitert sich der Stumpf der Ader sackartig und bildet so ein Aneurysma.

Nach mindestens 3 Wochen werden die Tiere erneut in Narkose versetzt und erhalten während des Eingriffes blutverdünnende Mittel. Durch einen Einschnitt im Oberschenkel wird eine Arterie freigelegt, in die ein feiner Schlauch geschoben wird. Über diesen Schlauch wird ein Katheter bis zu der Ader mit dem Aneurysma vorgeschoben und dieses mittels eines bildgebenden Verfahrens untersucht. Danach wird erneut ein Katheter in das Aneurysma geschoben und dieses mit einem Ballon verschlossen. Dann wird eine Flüssigkeit in das Aneurysma gespritzt, welche dieses ausfüllt und sich dort verfestigt. Der Ballon wird entfernt, erneut ein Katheter zu dem nun gefüllten Aneurysma geführt und die Ader mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Nach Entfernung der Katheter wird das Oberschenkelgefäß und die darüberliegende Haut vernäht. Zwei der Tiere sterben an der Folge dieses Eingriffs.

4 Wochen später werden die verbleibenden Kaninchen erneut in Narkose versetzt, eine Oberschenkelarterie wird freigelegt, durch die ein Katheter bis zum Aneurysma geschoben wird. Der Verschluss des Aneurysmas wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dann werden die Tiere mit einer Überdosis eines Narkosemittels getötet. Das Aneurysma und umgebendes Gewebe werden herausgeschnitten und untersucht.

Bereich: Gefäßforschung, Herz-Kreislauf-Chirurgie

Originaltitel: Treatment of experimental aneurysms with a GPX embolic agent prototype: preliminary angiographic and histological results

Autoren: Frederik Fries (1), Toshiki Tomori (1), Walter J Schulz-Schaeffer (2), Joshua Jones (3), Umut Yilmaz (1), Michael Kettner (1), Andreas Simgen (1), Wolfgang Reith (1), Ruben Mühl-Benninghaus (1)*

Institute: (1) Klinik für Diagnostische und Interventionelle Neuroradiologie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät der Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße, Gebäude 90, 66421 Homburg/Saar, (2) Institut für Neuropathologie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät der Universität des Saarlandes, Homburg/Saar, (3) Engineering and Development, FLUIDX Medical Technology, Salt Lake City, USA

Zeitschrift: Journal of NeuroInterventional Surgery 2022; 14: 286-290

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5474

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Verbraucherschutz, Saarbrücken, unter der Nummer 10/2019 genehmigt. Es werden Mäuse eingesetzt, die gentechnisch so verändert wurden, dass ihre Zellen mit einem grün fluoreszierenden Eiweißstoff markiert sind. Diese Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory (Bar Harbor, USA). Von diesen Mäusen wird Fettgewebe gewonnen, und zwar vom Nebenhoden und Unterhautfettgewebe. Die genaue Prozedur wird nicht beschrieben, vermutlich werden die Tiere zuvor getötet.

Aus dem Fettgewebe werden nach zwei unterschiedlichen Protokollen kleine Bruchstücke von Blutgefäßen gewonnen, die genauer charakterisiert werden. Ein Teil dieser Blutgefäß-Fragmente wird auf ein poröses Trägermaterial aufgetragen.

Eine weitere Gruppe von Mäusen stammt aus der Zucht des Instituts für Klinisch-Experimentelle Chirurgie (Homburg/Saar). Diese Tiere werden mit einer Injektion in die Bauchhöhle in Narkose versetzt. Dann wird an ihnen eine sogenannte Rückenhautkammer befestigt. Diese besteht aus zwei Metallrahmen. Die Rückenhaut der Mäuse wird gespannt und von beiden Seiten zwischen den fest verschraubten Metallrahmen geklemmt. Die Rahmen ergeben ein Beobachtungsfenster, in dem durch die extrem gespannte Haut die Blutgefäße der Tiere beobachtet werden können. 2 Tage nach diesem Eingriff werden die Mäuse erneut narkotisiert und innerhalb des Beobachtungsfensters wird auch aus der verbleibenden Haut ein Stück herausgestanzt, so dass in der Haut ein Loch von 4 mm Durchmesser entsteht. In dieses Loch wird das Trägermaterial gesetzt, auf dem zuvor die Blutgefäß-Fragmente ausgesät wurden. Die Rückenhautkammer wird mit einem dünnen Glas verschlossen und die eingesetzten Blutgefäßfragmente unter dem Mikroskop untersucht. Am 3., 6., 10. und 14. Tag nach diesem Eingriff werden die Tiere erneut in Narkose versetzt und der behandelte Rückenhautteil mikroskopisch betrachtet. Dann wird den Tieren ein Farbstoff in die hinter dem Augapfel liegenden Venen gespritzt und es erfolgt eine weitere Untersuchung mit einem speziellen Mikroskop.

Am 14. Tag nach dem Stanzen des Loches in ihrer Haut werden die Mäuse durch Genickbruch getötet. Die innerhalb der Rückenhautkammer befindliche Haut wird herausgeschnitten und in weiteren Untersuchungen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tissue Engineering, Biomaterialforschung,

Originaltitel: Vascularization of microvascular fragment isolates from visceral and subcutaneous adipose tissue of mice

Autoren: Thomas Später (1), Julia E. Marschall (1), Lea K. Brücker (1), Ruth M. Nickels (1), Wolfgang Metzger (2), Michael D. Menger (1), Matthias W. Laschke (1)*

Institute: (1) Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät der Universität des Saarlandes, Geb. 65/66, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar, (2) Klinik für Unfall-, Hand- und Wiederherstellungschirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät der Universität des Saarlandes, Homburg/Saar

Zeitschrift: Tissue Engineering and Regenerative Medicine 2022; 19(1): 161-175

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5473

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Stelle im Saarland genehmigt. Vermutlich handelt es sich um das Landesamt für Soziales, Gesundheit und Verbraucherschutz Saarland. Die männlichen Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld) und sind zu Beginn der Versuche 8 Wochen alt. Die Tiere werden in zwei Gruppen aufgeteilt, eine der Gruppen wird einer Ganzkörperbestrahlung unterzogen.

Die Tiere werden dafür an 5 aufeinanderfolgenden Tagen in einen Plexiglaszylinder gesteckt, der in einem Bestrahlungsgerät platziert wird. Dort werden sie einer Strahlendosis von 2 Gray pro Tag unterzogen. 2 Gray entspricht in etwa der Strahlendosis, die Patienten mit einer Krebserkrankung bei einer einzelnen Bestrahlung erhalten. Bei menschlichen Patienten führt dies zu Nebenwirkungen wie Übelkeit und Erbrechen, Schmerzen sowie einem Mangel an roten und weißen Blutzellen; über Nebenwirkungen bei den Mäusen wird in der vorliegenden Veröffentlichung nichts berichtet.

Nach 3 Tagen, einer Woche und 3 Wochen wird je einem Teil der Tiere beider Gruppen ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Dann wird Haut vom Rücken der Mäuse herausgeschnitten und untersucht. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie getötet. Zusätzlich zu den Versuchen an Mäusen werden Versuche mit menschlicher Vorhaut durchgeführt, welche ebenfalls bestrahlt wird.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Krebshilfe und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) unterstützt.

Bereich: Radiologie, Strahlenmedizin

Originaltitel: Cultured human foreskin as a model system for evaluating ionizing radiation-induced skin injury

Autoren: Yanick Hippchen (1), Gargi Tewary (1), Daniela Jung (1), Zoé Schmal (1), Stephan Meessen (2), Jan Palm (1), Claudia E. Rübe (1)*

Institute: (1) Klinik für Strahlentherapie und Radioonkologie, Universitätsklinikum des Saarlandes, Kirrberger Straße, Gebäude 6.5, 66421 Homburg/Saar, (2) Klinik für Urologie, Klinikum Saarbrücken, Saarbrücken

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2022; 23: 9830

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5472

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Soziales, Gesundheit und Verbraucherschutz Saarland unter der Nummer 17/2011 genehmigt. Die weiblichen Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld und sind zu Beginn der Versuche 6 Wochen alt. Die Mäuse werden in zwei Gruppen eingeteilt. Die Tiere der einen Gruppe erhalten 6-9 Monate lang ein Standardfutter, die Tiere der zweiten Gruppe erhalten ein Futter, das zu wenig Vitamin D enthält. Die Tiere werden auf nicht genannte Weise getötet und ihre Gehirne für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Universität des Saarlandes gefördert.

Bereich: Ernährungswissenschaft, Neurobiochemie

Originaltitel: Impact of vitamin D3 deficiency on phosphatidylcholine-/ethanolamine, plasmalogen-, lyso-phosphatidylcholine-/ethanolamine, carnitine- and triacyl glyceride-homeostasis in neuroblastoma cells and murine brain

Autoren: Anna Andrea Lauer (1), Lea Victoria Griebsch (1), Sabrina Melanie Pilz (1), Daniel Janitschke (1), Elena Leoni Theiss (1), Jörg Reichrath (2), Christian Herr (3), Christoph Beisswenger (3), Robert Bals (3), Teresa Giovanna Valencak (4,5), Dorothea Portius (6), Heike Sabine Grimm (1), Tobias Hartmann (7), Marcus Otto Walter Grimm (1,7,8)*

Institute: (1) Experimentelle Neurologie, Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße 1, 66421 Homburg/Saar, (2) Klinik für Dermatologie, Universitätsklinikum des Saarlandes, Homburg/Saar, (3) Klinik für Innere Medizin V - Pneumologie, Allergologie, Beatmungs- und Umweltmedizin, Universitätsklinikum des Saarlandes, Homburg/Saar, (4) Fachbereich Biowissenschaften, Paris Lodron Universität Salzburg, Salzburg, Österreich, (5) College of Animal Sciences, Zijingang Campus, Zhejiang University, Hangzhou, China, (6) Ernährungstherapie und Ernährungsberatung, Campus Gera, SRH Hochschule für Gesundheit, Gera, (7) Deutsches Institut für Demenzprävention, Universität des Saarlandes, Homburg/Saar, (8) Ernährungstherapie und Ernährungsberatung, Campus Rheinland, SRH Hochschule für Gesundheit, Leverkusen

Zeitschrift: Biomolecules 2021; 11: 1699

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5471

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen genehmigt. Es werden verschiedene gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt, die von anderen Arbeitsgruppen der Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf zur Verfügung gestellt werden oder aus der Tierversuchszucht Jackson Laboratory stammen. Zusätzlich werden die verschiedenen Mäuse miteinander gekreuzt, um Tiere mit der gewünschten genetischen Veränderung zu erhalten.

Für die Versuche werden ausschließlich männliche Mäuse eingesetzt, die 2 bis 6 Monate alt sind. Den Tieren wird an 5 aufeinanderfolgenden Tagen ein Wirkstoff gespritzt, der je nach gentechnischer Veränderung der Tiere dafür sorgt, dass bestimmte Gene an- oder ausgeschaltet werden. 21 Tage später wird ein Teil der Tiere narkotisiert und durch Ausbluten getötet. Blut und Organe der Tiere werden in weiteren Untersuchungen eingesetzt. Andere Tiere werden durch Injektion eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird das Herz herausgeschnitten (wodurch die Mäuse sterben) und außerhalb des Körpers mit einer Nährlösung durchspült und untersucht.

Bei einer Gruppe der Tiere wird ein Herzinfarkt simuliert. Dazu wird den Mäusen ein Wirkstoff verabreicht, 30 Minuten später werden die Mäuse in Narkose versetzt, intubiert und beatmet. Das Herz der Tiere wird mittels Ultraschalls untersucht. Anschließend wird der Brustkorb geöffnet und eine der Arterien des Herzens für 45 Minuten abgebunden. Dann wird der Blutfluss durch die Arterie wieder zugelassen. Die Tiere erhalten im Anschluss alle 8 Stunden Medikamente, die ihnen unter die Haut gespritzt werden. Nach 24 Stunden werden die Tiere erneut in Narkose versetzt, ihr Herz wird mittels Ultraschalls untersucht, der Brustkorb aufgeschnitten, das Herz entnommen, eingefroren und in Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Forschungskommission der Medizinischen Fakultät der Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf gefördert.

Bereich: Herz-Kreislaufforschung, Molekularbiologie

Originaltitel: Red blood cell eNOS is cardioprotective in acute myocardial infarction

Autoren: Miriam M. Cortese-Krott (1,3,4)*, Tatsiana Suvorava (1,3), Francesca Leo (1), Sophia K. Heuser (1), Anthea LoBue (1), Junjie Li (1), Stefanie Becher (3), Rebekka Schneckmann (2), Tanu Srivrastava (2), Ralf Erkens (3), Georg Wolff (3), Joachim P. Schmitt (2), Maria Grandoch (2), Jon O. Lundberg (4), John Pernow (5), Brant E. Isakson (6), Eddie Weitzberg (4), Malte Kelm (3,7)

Institute: (1) Myocardial Infarction Research Laboratory, Klinik für Kardiologie, Pneumologie und Angiologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf, Universitätsstraße 1, 40225 Düsseldorf, (2) Institut für Pharmakologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (3) Cardiovascular Research Laboratory, Klinik für Kardiologie, Pneumologie und Angiologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (4) Department of Physiology and Pharmacology, Karolinska Institute, Stockholm, Schweden, (5) Department of Cardiology, Karolinska Institute, Stockholm, Schweden, (6) Robert M. Berne Cardiovascular Research Center, Department of Molecular Physiology and Biophysics, University of Virginia School of Medicine, Charlottesville, USA, (7) CARID, Cardiovascular Research Institute Düsseldorf, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf

Zeitschrift: Redox Biology 2022; 54: 102370

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5470

Versuchsbeschreibung: Genehmigt wird die Studie vom Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer AZ:35-9185.81/G-227/20. Die männlichen, 72 Tage alten Ratten stammen aus der eigenen Zucht des Zentralinstituts für Seelische Gesundheit der Medizinischen Fakultät Mannheim.

Zunächst wird zur Simulierung einer Alkoholabhängigkeit den Tieren 10 Wochen lang Wasser, sowie Alkohol (Ethanol) in 3 verschiedenen Konzentrationen (5 %, 10 % und 20 %) angeboten. In den anschließenden 14 Tage können die Tiere nur Wasser trinken, gefolgt von einer weiteren Phase mit Alkohol. Insgesamt durchlaufen die Tiere 7 Phasen mit angebotenem Alkohol in verschiedenen Konzentrationen (außer der ersten „Einführung“ jeweils etwa 4 Wochen dauernd), unterbrochen von je ca. 7-14 Tagen ohne Alkohol. Dadurch werden die Ratten alkoholabhängig gemacht.

Während der 6. „Alkoholphase“ wird einigen der Ratten verschiedene Konzentrationen von Chinin beigefügt. Dies ist ein Bitterstoff, von dem aus früheren Versuchen bekannt ist, dass Versuchstiere dadurch weniger Alkohol zu sich nehmen. Auch während der 7. Phase bekommen einige Tiere während der ersten 3 Tage Chinin in den Alkohol gemischt.

Während der gesamten Experimente wird das Trinkverhalten und die Bewegung der Tiere mittels verschiedener Sensoren dokumentiert. Was mit den Tieren im Anschluss an die Versuche geschieht, wird nicht erwähnt. Vermutlich werden sie getötet.

Die Studie wurde finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und dem Bundesministerium für Bildung und Forschung.

Bereich: Alkoholforschung

Originaltitel: Alcohol solution strength preference predicts compulsive-like drinking behavior in rats

Autoren: Jerome C. Foo (1), Marcus W. Meinhardt (2,3), Ivan Skorodumov (2), Rainer Spanagel (2)*

Institute: (1) Genetische Epidemiologie in der Psychiatrie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, J5, 68159 Mannheim, (2)* Institut für Psychopharmakologie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, J5, 68159 Mannheim, (3) Molekulares Neuroimaging, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Alcoholism Clinical & Experimental Research 2022; 46: 1710-1719

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5469

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Regierungspräsidium Karlsruhe (Nr. G142-19). In der Studie werden 6 Wochen alte männliche Ratten verwendet, die aufgrund einer Genmutation zu Fettleibigkeit neigen, sowie gesunde Tiere als Kontrolle. Herkunft der Ratten sind die Charles River Laboratories (Châtillon, Frankreich). Die sozialen Tiere werden zu zweit gehalten und zunächst 6 Wochen lang mit einer fettreichen Nahrung gefüttert, um einen Diabetes vom Typ 2 auszulösen. Regelmäßig wird das Gewicht kontrolliert und 1 x pro Woche auf nicht genannte Weise Blut zur Bestimmung des Blutzuckerspiegels genommen. Für die eigentlichen Versuche werden nur Tiere verwendet, die einen bestimmten Level erreicht haben, so dass sie als „an Diabetes erkrankt“ gelten.

Im Alter von 12 Wochen wird den Ratten unter Narkose mit einer Biopsie Stanze hinter den Schulterblättern im Rückenbereich zwei 8 mm große Hautstücke entfernt. Die Ratten werden in 3 Gruppen eingeteilt. Die Wunden werden je nach Gruppe entweder unbehandelt gelassen, mit Gewebekleber oder mit Gewebekleber, der mit menschlichen Stammzellen vermischt wurde, versehen. Anschließend werden die Wunden mit einem Verband abgedeckt, der jeden zweiten Tag gewechselt wird. Bei einigen Tieren wird dabei zum Teil erneut Gewebekleber plus Stammzellen auf die Wunde aufgebracht. Für 4 Tage nach der Operation bekommen die Ratten Schmerzmittel unter die Haut gespritzt. An verschiedenen Tagen, spätestens jedoch 14 Tage nach der Operation, werden die Tiere in Narkose gelegt und durch Spritzen von Narkosemittel direkt ins Herz getötet. Der Bereich der Wunden und verschiedene Organe werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Finanziell unterstützt wurde die Studie vom DRK-Blutspendedienst Baden-Württemberg – Hessen und der Deutschen Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Diabetesforschung, Wundheilung

Originaltitel: Pooled human bone marrow-derived mesenchymal stromal cells with defined trophic factors cargo promote dermal wound healing in diabetic rats by improved vascularization and dynamic recruitment of M2-like macrophages

Autoren: Hélène Willer (1,2), Gabriele Spohn (3), Kimberly Morgenroth (3), Corinna Thielemann (1), Susanne Elvers-Hornung (1), Peter Bugert (1), Bruno Delorme (4), Melanie Giesen (4), Thomas Schmitz-Rixen (5), Erhard Seifried (3), Christiane Pfarrer (2), Richard Schäfer (3,6,7), Karen Bieback (1,8,9)*

Institute: (1) Institut für Transfusionsmedizin und Immunologie, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg, DRK-Blutspendedienst Baden-Württemberg - Hessen gGmbH, Friedrich-Ebert-Str. 107, 68167 Mannheim, (2) Anatomisches Institut, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (3) Institut für Transfusionsmedizin und Immunhämatologie, DRK-Blutspendedienst Baden-Württemberg - Hessen gGmbH, Frankfurt am Main, (4) Macopharma, Mouvaux, Frankreich, (5) Deutsche Gesellschaft für Chirurgie, Berlin, (6) Institut für Transfusionsmedizin und Gentherapie, Universitätsklinikum Freiburg, Universität Freiburg, Freiburg, (7) Centrum für Chronische Immundefizienz (CCI), Universitätsklinikum Freiburg, Universität Freiburg, (8) Mannheim Institute for Innate Immunoscience (MI3), Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim, (9) FlowCore Mannheim, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2022; 19 (13): 976511

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5468

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer 2347-33-2019 genehmigt. Die männlichen Mäuse stammen aus der Zucht des Deutschen Institut für Ernährungsforschung (DIfE) in Potsdam Rehbrücke und sind zum Zeitpunkt des Beginns der Versuche 5 Wochen alt. Es werden zwei verschiedene Stämme verwendet, die beide zu Übergewicht neigen, sich aber in ihrer Neigung Diabetes zu entwickeln unterscheiden. Die Tiere werden 13 Wochen lang mit einer Kohlenhydrat-freien, fettreichen Futtermischung ernährt. Dann werden die Tiere in verschiedene Gruppen eingeteilt. Eine Gruppe erhält zwei Tage lang weiterhin die Kohlenhydrat-freie Nahrung, die andere Gruppe erhält für zwei Tage eine fettreiche Futtermischung mit einem hohen Kohlenhydrat-Anteil von 40%, worauf die Tiere mit einem hohen Blutzucker reagieren. Die Tiere werden auf nicht genannte Art getötet und es werden Proben aus ihrer Bauchspeicheldrüse entnommen und untersucht. Zusätzlich wird mindestens eine weitere Maus, die nicht in die Fütterungsversuche eingeschlossen war, getötet, um Zellen aus ihrer Bauchspeicheldrüse zu gewinnen.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das Land Brandenburg gefördert.

Bereich: Diabetes-Forschung, Ernährungswissenschaften, Genetik

Originaltitel: Heterogeneous development of ?-cell populations in diabetes-resistant and -susceptible mice

Autoren: Pascal Gottmann (1,2), Thilo Speckmann (1,2), Mandy Stadion (1,2), Erika Zuljan (1,2), Heja Aga (1,2), Michael Sterr (2,3,4), Maren Büttner (2,5,6), Patrícia Martínez Santos (1), Markus Jähnert (1,2), Stefan R. Bornstein (7,8), Fabian J. Theis (5,6,9), Heiko Lickert (2,3,4), Annette Schürmann (1,2,10)*

Institute: (1) Abteilung für Experimentelle Diabetologie (DIAB), Deutsches Institut für Ernährungsforschung (DIfE) Potsdam Rehbrücke, Arthur-Scheunert-Allee 114-116, 14558 Nuthetal, (2) Deutsches Zentrum für Diabetesforschung (DZD), Neuherberg, (3) Institut für Diabetes- und Regenerationsforschung (IDR), Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (4) Institut für Stammzellforschung, Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (5) Institut für Computational Biology (ICB), Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (6) Fakultät für Mathematik, Technische Universität München, Garching, (7) Klinik für Innere Medizin III, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus Dresden, Dresden, (8) Department of Diabetes, School of Life Course Science and Medicine, King’s College London, London, Großbritannien, (9) TUM School of Life Sciences Weihenstephan, Technische Universität München, Freising, (10) Institut für Ernährungswissenschaft, Universität Potsdam, Nuthetal

Zeitschrift: Diabetes 2022; 71: 1962-1978

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5467

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Verbraucherschutz, Landwirtschaft und Flurneuordnung, Referat 23, des Landes Brandenburg unter der Nummer 32-44,456+1 genehmigt. Die Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratory in Sulzfeld.

In einem ersten Experiment wird einer Gruppe von Ratten im Alter von 6 Wochen zusätzlich zum Standardfutter über einen Zeitraum von 5 Wochen roher Broccoli gefüttert. Die Ratten, die zu Beginn des Experiments 200 g wiegen, nehmen dabei im Schnitt pro Tag mit 36 g Broccoli eine große Menge des Gemüses auf. Eine weitere Ratte erhält nur Standardfutter ohne Broccoli und dient als Kontrolle. Die Haltung der Ratten erfolgt einzeln, was für die sehr sozialen Tiere nicht artgerecht ist. Die Tiere werden wöchentlich gewogen und es wird bestimmt, wieviel Standardfutter und Broccoli sie zu sich nehmen. Nach 5 Wochen wird den Tieren das Standardfutter entzogen, so dass sie nur noch Broccoli zur Verfügung haben. 24 Stunden später werden die Ratten durch Enthauptung getötet. Blut, verschiedene Gewebe und Abstriche vom Darm werden entnommen und untersucht.

In einem zweiten Experiment werden Ratten im Alter von 8 Wochen in verschiedene Gruppen eingeteilt, die für 5 Wochen entweder nur Standardfutter oder zusätzlich rohen oder gedünsteten Broccoli oder rohen Blumenkohl in beliebiger Menge erhalten. Dabei nehmen die Tiere erhebliche Mengen des Gemüses zu sich (zwischen 39 g und 48 g pro Tag, was nahezu 10 % ihres Körpergewichts ausmacht). Die Tiere werden einzeln gehalten und wöchentlich gewogen. Den Tieren die rohen Broccoli oder Blumenkohl erhalten, wird dann für 24 Stunden ausschließlich das Gemüse als Futter gegeben. Dann werden die Tiere durch Enthaupten getötet und Blut und Gewebeproben entnommen.

Die Arbeiten wurden durch Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das Institut Danone für Ernährung gefördert. Die Publikation wurde durch das Projekt DEAL unterstützt.

Bereich: Ernährungswissenschaft, Toxikologie

Originaltitel: Feeding Brassica vegetables to rats leads to the formation of characteristic DNA adducts (from 1 methoxy 3 indolylmethyl glucosinolate) in many tissues

Autoren: Hansruedi Glatt (1,2)*, Wolfram Engst (1), Simone Florian (1), Monika Schreiner (3), Chimgee Baasanjav Gerber (1)

Institute: (1) Deutsches Institut für Ernährungsforschung (DIfE) Potsdam Rehbrücke, Arthur-Scheunert-Allee 114-116, 14558 Nuthetal, (2) Abteilung Lebensmittelsicherheit, Bundesinstitut für Risikobewertung (BfR), Berlin, (3) Leibniz Institut für Gemüse- und Zierpflanzenbau (IGZ), Großbeeren

Zeitschrift: Archives of Toxicology 2022; 96: 933-944

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5466

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die regionale Regierung von Baden-Württemberg genehmigt. Es werden drei Monate alte männliche Ratten eingesetzt. Die Tiere werden für 5 Minuten in einen 50 cm hohen Zylinder gegeben, der mit 20 cm tiefem Wasser gefüllt ist. Unter diesen Bedingungen können die Tiere den Boden des Zylinders gerade noch mit einer Zehenspitze berühren, aber nicht im Wasser stehen. Zunächst versuchen die Ratten zu entkommen, dann hören die Fluchtversuche auf und die Tiere lassen sich an der Wasseroberfläche treiben. Dieser „Erzwungene Schwimmtest“ (Forced swim test) oder „Verzweiflungstest“ wird standardmäßig in der Depressionsforschung eingesetzt.

Die Ratten werden dann in verschiedene Gruppen eingeteilt. Den Tieren der unterschiedlichen Gruppen wird entweder ein aus Lavendelblüten gewonnenes Präparat in unterschiedlichen Mengen, ein Wirkstoff mit antidepressiver Wirkung, oder ein Placebo verabreicht. Die Substanzen werden an 3 oder 9 aufeinander folgenden Tagen oral verabreicht, üblicherweise erfolgt dies mit einer Schlundsonde. Dann werden die Ratten erneut in den mit Wasser gefüllten Behälter gegeben. Die Zeit, in der sie nicht versuchen zu entkommen, sondern sich an der Wasseroberfläche treiben lassen wird gemessen. Tieren, die weniger Zeit in Fluchtversuche investieren und sich eher treiben lassen, werden depressionsähnliche Symptome unterstellt. Bei Tieren, die das Präparat aus Lavendelblüten erhalten haben, wird dann beispielsweise angenommen, dass die Substanz antidepressiv wirkt, wenn sich im Vergleich zu Tieren der Kontrollgruppe die Zeit, in der sie sich treiben lassen, um 10 Sekunden verringert. Das weitere Schicksal der Ratten ist nicht bekannt.

Zusätzlich werden Versuche an Zellen durchgeführt, die aus den Gehirnen von ein bis zwei Tagen alten Ratten gewonnen werden. Wie die Jungtiere dafür getötet werden, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Fima Dr. Willmar Schwabe gefördert.

Bereich:

Originaltitel: Neurotrophic properties of silexan, an essential oil from the flowers of lavender - preclinical evidence for antidepressant-like properties

Autoren: Kristina Friedland (1), Giacomo Silani (2), Anita Schuwald (2), Carola Stockburger (2), Egon Koch (3), Michael Nöldner (3), Walter E. Müller (2)*

Institute: (1) Pharmakologie und Toxikologie, Institut für Pharmazeutische und Biomedizinische Wissenschaften, Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (2) Pharmakologisches Institut, Biozentrum der Goethe Universität, Max-von-Laue-Straße 9, 60438 Frankfurt am Main, (3) Preclinical Research, Dr. Willmar Schwabe Pharmaceuticals, Karlsruhe

Zeitschrift: Pharmacopsychiatry 2021; 54: 37-46

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5465

Versuchsbeschreibung: Die Fische stammen aus der kommerziellen Fischzucht Les Poissons du Soleil (Frankreich). Die Versuche finden am Alfred-Wegener-Institut in Bremerhaven statt.

Die Fische werden auf 12 Behälter mit Salzwasser aufgeteilt. Drei Wochen später wird der Salzgehalt des Wassers in drei der Behälter langsam verringert, bis in den Behältern nur noch 10, 20 oder 40% des normalen Salzgehalts vorliegen. Unter diesen Bedingungen werden die Tiere für 45 Tage bei 22°C gehalten. Dann wird die Wassertemperatur innerhalb von 3 Tagen schrittweise auf 8°C reduziert. Unter diesen extremen Bedingungen werden die Fische für 20 Tage gehalten, einige Tiere sterben dabei, die genaue Anzahl wird nicht genannt.

Zu verschiedenen Zeitpunkten (1, 10 und 20 Tage nach Erreichen der Wassertemperatur von 8°C) werden Fische aus den Behältern entnommen. Die Fische werden nach Angabe der Autoren „mitfühlend“ (engl. „compassionately“) mit einer Chemikalie getötet. Die Chemikalie wird dazu ins Wasser gegeben, von den Fischen über die Kiemen aufgenommen und unterbindet die Weiterleitung von Signalen der Nervenzellen. Länge und Gewicht der Fische werden gemessen und Blut entnommen. Einige der Tiere werden in Narkose versetzt und ausgeblutet, ihnen werden dann verschiedene Organe entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD), das Alfred-Wegener-Institut, Helmholtz-Zentrum für Polar- und Meeresforschung und das Leibniz-Zentrum für Marine Tropenforschung (ZMT) gefördert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierhaltung, Umweltforschung

Originaltitel: Influence of extreme ambient cold stress on growth, hematological, antioxidants, and immune responses in European seabass, Dicentrarchus labrax acclimatized at different salinities

Autoren: Md Jakiul Islam (1,2,3)*, Matthew James Slater (2), Rajko Thiele (2), Andreas Kunzmann (1)

Institute: (1) Leibniz-Zentrum für Marine Tropenforschung (ZMT), Fahrenheitstr. 6, 28359 Bremen, (2) Alfred-Wegener-Institut, Helmholtz-Zentrum für Polar- und Meeresforschung, Am Handelshafen 12, 27570 Bremerhaven, (3) Fachbereich Biologie/Chemie (FB 02), Universität Bremen, Bremen

Zeitschrift: Ecological Indicators 2021; 122: 107280

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5464

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken (Würzburg) genehmigt. Die Fische werden bei Aquarium Glaser GmbH in Rodgau bezogen.

Es werden jeweils 2 Fische, entweder ein Goldfisch und ein Wels oder zwei Welse, in einen Plexiglaskanal von 12 cm Durchmesser gesetzt. Dabei sind die Fische durch ein Filter voneinander getrennt. Die Elektrischen Welse werden durch Berührung des Schwanzes mit einem Pinsel zu einer der Verteidigung dienenden elektrischen Entladung angeregt. Die Reaktion des anderen Fisches, Goldfisch oder Wels, werden beobachtet und gefilmt. Die Goldfische reagieren mit Muskelkontraktionen des ganzen Körpers. Zusätzlich wird der Effekt von durch Elektroden verursachten künstlichen elektrischen Entladungen überprüft. Die Zuckungen der Fische werden auf Video aufgenommen und analysiert.

In anderen Versuchen werden die Welse durch einen Ton von 190 Dezibel, das ist lauter als ein Silvesterböller der nahe am Ohr explodiert, dazu gebracht, eine elektrische Entladung zu erzeugen. Zusätzlich zum Ton werden die Tiere künstlichen elektrischen Entladungen ausgesetzt.

Schließlich wird auch der Effekt starker elektrischer Entladungen geprüft, indem ein Gerät eingesetzt wird, dass in der Elektrofischerei eingesetzt wird, um Fische zu betäuben und so leichter fangen zu können. Die Fische werden in ein kleines Becken gegeben und sie werden für eine Sekunde einem Elektroschock ausgesetzt. Dann wird die Dauer des Elektroschocks auf 3 bis 4 Sekunden erhöht. Im Gegensatz zum Elektrischen Wels, der sein Schwimmverhalten durch den Elektroschock nicht verändert, hört der Goldfisch sofort auf zu schwimmen, sinkt auf den Boden des Beckens und stoppt die Atmung. Die Zeit, die der Goldfisch benötigt, bevor er wieder zu atmen beginnt, wird gemessen und beträgt durchschnittlich 24 Sekunden. Um diesen Wert zu ermitteln wird der Versuch mindestens sechsmal wiederholt. Die Zuckungen des Goldfischs, der betäubt zu Boden sinkt und dann orientierungslos durch das Becken schwimmt und gegen die Beckenwände stößt, werden auf einem Video festgehalten, das der Veröffentlichung beigefügt ist.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tierphysiologie

Originaltitel: Efficient high-voltage protection in the electric catfish

Autoren: Georg Welzel*, Stefan Schuster*

Institute: Lehrstuhl für Tierphysiologie, Universität Bayreuth, Universitätsstr. 30, 95440 Bayreuth

Zeitschrift: Journal of Experimental Biology 2021; 224: jeb239855

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5463

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde genehmigt. Die Zebrafische werden an der Universität Bayreuth gezüchtet. Die Libellennymphen werden an Wasserbecken auf dem Gelände der Universität gefangen und für einige Tage in mit Wasser gefüllten Plastikboxen gehalten, bevor sie in den Versuchen eingesetzt werden.

Für die Versuche wird bei einem Teil der Zebrafischlarven am 4. oder 5. Tag nach der Befruchtung eines der zwei Mauthner-Neuronen, das sind zwei auffällig große Nervenzellen bei Fischen, oder beide Mauthner-Neuronen zerstört. Dazu werden die Larven mit einer Chemikalie betäubt und in einer gelartigen Substanz fixiert. Unter dem Mikroskop werden mit einem energiereichen Laser die Neuronen abgetötet. Die Larven werden dann aus dem Gel befreit und zurück ins Wasser gesetzt. Um die Zerstörung der Neuronen zu bestätigen, werden die Larven zu verschiedenen Zeitpunkten wieder in dem Gel fixiert und unter dem Mikroskop untersucht. Bei einigen Larven wird ebenso vorgegangen, aber statt der Mauthner-Neurone werden andere Nervenzellen zerstört. Ein Teil der Larven wird auf nicht genannte Art getötet, ihr Gehirn entnommen und untersucht.

In einem Versuch werden Larven in kleinen wassergefüllten Behältern um einen Lautsprecher angeordnet. Über den Lautsprecher werden die Tiere über 2 Stunden hinweg alle 10 Minuten einer Vibration ausgesetzt und ihr Fluchtverhalten mit einer Kamera festgehalten. Im Anschluss daran werden bei einem Teil der Tiere eine oder beide Mauthner-Neurone wie oben beschrieben zerstört. Einem Teil der Tiere wird zusätzlich ein Farbstoff in die Wirbelsäule gespritzt. Am zweiten und dritten Tag nach der Zerstörung der Neuronen wird das durch die Vibration verursachte Fluchtverhalten wieder getestet, insgesamt 60 Mal am Tag. Zwischen den beiden Versuchstagen werden die Tiere wieder in das Gel eingeschlossen und unter dem Mikroskop untersucht.

In einem weiteren Versuch werden Larven, bei denen die Mauthner-Neuronen zerstört wurden und ihre Geschwister mit intakten Neuronen in einen mit Wasser gefüllten Behälter gegeben. In jedem Behälter befindet sich eine hungrige Libellenlarve, zu der jeweils 8 Zebrafischlarven gesetzt werden. Über einen Zeitraum von 7 Stunden wird regelmäßig kontrolliert, wie viele der Larven noch leben und wie viele von der Libellennymphe getötet und gefressen wurden. Die Larven, bei denen beide Neuronen zerstört wurden, werden mit höherer Wahrscheinlichkeit gefangen und getötet, da ihr Fluchtverhalten gestört ist. Die überlebenden Larven werden mit einer Chemikalie betäubt und unter dem Mikroskop untersucht.

Weitere Fische werden im Alter von mindestens 5 Monaten in Versuchen eingesetzt. Bei einem Teil dieser Tiere wurde ebenfalls im Larvenstadium eines der Mauthner-Neuronen zerstört. Das Fluchtverhalten der Tiere wird in untersucht, indem sie in ein kleines Behältnis mit Wasser gegeben werden, unter dem ein Lautsprecher positioniert ist. Durch den Lautsprecher werden Töne erzeugt, die im Wasser gemessen eine Lautstärke von 135 Dezibel erreichen. Beobachtet wird, in welche Richtung die Fische vor dem Lärm zu fliehen versuchen. Bei jedem Fisch wird die Reaktion auf den Ton mindestens 100-mal beobachtet. Im Anschluss werden die Fische mit einer Chemikalie getötet und untersucht.

Das Projekt wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Neurophysiologie, Neurobiologie, Verhaltensforschung, Neurologie

Originaltitel: Removing a single neuron in a vertebrate brain forever abolishes an essential behavior

Autoren: Alexander Hecker, Wolfram Schulze, Jakob Oster, David O. Richter, Stefan Schuster*

Institute: Lehrstuhl für Tierphysiologie, Universität Bayreuth, Universitätsstr. 30, 95440 Bayreuth

Zeitschrift: PNAS 2020; 117(6): 3254-3260

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5462

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer 23 177-07/G 15-8-058 genehmigt.

Die Mäuse werden in Narkose versetzt und es werden Zellen einer Brustkrebszelllinie ungefähr auf Achselhöhe in das Fettgewebe der Gesäugeleiste der Tiere gespritzt. Im Anschluss bildet sich aus den Zellen ein Tumor, dessen Größe alle drei Tage vermessen wird.

Ab dem 5. Tag nach der Injektion der Tumorzellen wird einem Teil der Tiere ein Wirkstoff, der in der Humanmedizin bei verschiedenen Krebserkrankungen eingesetzt wird, unter das Futter gemischt. 14 Tage nach der Injektion der Tumorzellen werden alle Tiere in Narkose versetzt und bei einem Teil der Tiere der Tumor einer bis zu 30-minütigen Bestrahlung unterzogen.

26 Tage nach der Injektion der Tumorzellen werden die Mäuse auf nicht genannte Weise getötet. Die Lungen werden entnommen und untersucht, dabei werden bis zu über 50 Metastasen in der Lunge einer einzelnen Maus gefunden.

Einer anderen Gruppe von Mäusen werden die Tumorzellen in die Flanke gespritzt. Die weitere Behandlung erfolgt in gleicher Weise wie bei den Tieren zuvor, außer dass bei einem Teil der Tiere die Bestrahlungsdosis höher ist.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Weltraumorganisation ESA und die am GSI Hemholtzzentrum für Schwerionenforschung angesiedelte Facility for Antiproton and Ion Research (FAIR) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: A combination of cabozantinib and radiation does not lead to an improved growth control of tumors in a preclinical 4T1 breast cancer model

Autoren: Norman Reppingen (1), Alexander Helm (1), Laura Doleschal (2), Marco Durante (1,3)*, Claudia Fournier (1)

Institute: (1) Abteilung Biophysik, GSI Helmholtzzentrum für Schwerionenforschung, Planckstraße 1, 64291 Darmstadt, (2) Fachbereich Biologie, Technische Universität Darmstadt, Darmstadt, (3) Institut für Physik Kondensierter Materie, Technische Universität Darmstadt, Darmstadt

Zeitschrift: Frontiers in Oncology 2021; 11: 788182

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5461

Versuchsbeschreibung: Die in Deutschland stattfindenden Versuche an Ratten werden von der zuständigen Behörde unter der Nummer 55.2-1-54-2532.2-1-06 genehmigt. Weitere Versuche an Mäusen werden in den USA durchgeführt und dort genehmigt.

Die Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Wilmington, USA); die Versuche an den Ratten werden bei Merck Healthcare KGaA in Grafing durchgeführt. Den Tieren wird der zu testende Wirkstoff als Infusion verabreicht. 24 Stunden später werden die Tiere auf nicht genannte Weise in Narkose versetzt und durch Ausbluten getötet. Das Gehirn der Tiere und ihr Blut werden untersucht.

In weiteren, in den USA stattfindenden Versuchen, werden durch eine externe Firma (Crown Bioscience, Inc., San Diego, USA) sogenannte „Tumormodelle“ bereitgestellt. Dazu werden 6-8 Wochen alten Mäusen mit eingeschränktem Immunsystem Proben von 20 verschiedenen, von menschlichen Patienten stammenden Gehirnmetastasen unter die Haut der rechten Flanke gespritzt. Einige Tage später werden die Tiere an das EMD Serono Research and Development Institute (Billerica, USA) verschickt. Sobald der Tumor eine bestimmte Größe erreicht hat, wird den Tieren der Wirkstoff in Flüssigkeit oder eine wirkstofffreie Lösung gespritzt. Die Größe des Tumors wird regelmäßig gemessen und die Tiere getötet, wenn der Tumor entweder eine bestimmte Größe überschreitet, feuchte Geschwüre bildet oder das Tier mehr als 20% seines Körpergewichts verliert. Die Versuche werden bei der externen Firma Crown Biosciences mit weiteren Tieren und einer höheren Wirkstoffkonzentration wiederholt.

In weiteren Versuchen, die ebenfalls bei der externen amerikanischen Firma stattfinden, werden Teile der Gehirnmetastasen in das Gehirn von Mäusen injiziert. Das Wachstum der Tumore wird mit einem bildgebenden Verfahren kontrolliert und den Tieren wird über einen Zeitraum von 16 oder 28 Tagen entweder eine Lösung des Wirkstoffs oder eine wirkstofffreie Lösung gespritzt. Die Tiere werden mit bildgebenden Verfahren untersucht und zu verschiedenen Zeitpunkten auf nicht genannte Weise getötet.

Die Arbeiten wurden durch Merck Healthcare KGaA, Darmstadt finanziert.

Bereich: Krebsforschung, Pharmakologie

Originaltitel: Brain penetration and efficacy of tepotinib in orthotopic patient-derived xenograft models of MET-driven non-small cell lung cancer brain metastases

Autoren: Manja Friese-Hamim (1), Anderson Clark (2), Dominique Perrin (3), Lindsey Crowley (2), Christof Reusch (1), Olga Bogatyrova (1), Hong Zhang (2), Timothy Crandall (2), Jing Lin (2), Jianguo Ma (2), David Bachner (2), Jürgen Schmidt (1), Martin Schaefer (1), Christopher Stroh (1)*

Institute: (1) Translational Innovation Platform, Oncology & Immuno-Oncology, Merck Healthcare KGaA, Frankfurter Str. 250, F128/103, 64293 Darmstadt, (2) Translational Innovation Platform, Oncology & Immuno-Oncology, EMD Serono Research & Development Institute, Inc., Billerica, MA, USA, (3) Discovery & Development Technologies, Merck Healthcare KGaA, Darmstadt

Zeitschrift: Lung Cancer 2022; 163: 77-86

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5460

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.19-42502-04-15/1988 genehmigt. Es werden 4 Hühnerrassen eingesetzt, die Tiere stammen zum Teil aus der Zucht des Instituts für Nutztiergenetik des Friedrich-Loeffler-Instituts und zum Teil von der Firma Lohmann Breeders GmbH (Cuxhaven) und haben eine durchschnittliche „Legeleistung“ von 200 bis 320 Eiern pro Jahr.

Nach dem Schlüpfen der Tiere wird das Geschlecht bestimmt, wozu auf die Kloake der Küken gedrückt wird, bis die Geschlechtsorgane hervortreten. In die Versuche werden nur weibliche Tiere aufgenommen, was mit den männlichen Küken geschieht, wird nicht erwähnt.

Die Tiere werden für 15 Wochen in Gruppen großgezogen. Dann werden die Tiere in Gruppen aufgeteilt. Ein Teil der Tiere wird einzeln in Käfigen mit einer Größe von 0,24 m2, das entspricht einer Fläche von weniger als 4 DIN-A4-Blättern, gehalten. Da Hühner soziale Tiere sind, ist die Einzelhaltung nicht artgerecht und muss von den Experimentatoren begründet werden. In einer anderen Veröffentlichung geben die Autoren dazu an, dass die Einzelhaltung der Hühner erforderlich ist, damit sicher bekannt ist, welches Huhn ein Ei gelegt hat und welches nicht.

Andere Hühner werden in Gruppen von 24 Tieren in Ställen mit einer Fläche von 4 oder 8 m2 gehalten. Das entspricht einer Fläche von ca. 0,17 und 0,33 m2 pro Tier.

Die Tiere werden regelmäßig gewogen und der Zustand des Brustbeinkamms, eines Auswuchses des Brustbeins von Vögeln, welcher Ansatzpunkt für die Brustmuskulatur ist, wird geprüft. Dazu werden die Tiere kopfüber an ihren Beinen gehalten und der Brustbeinknochen mit 2 Fingern abgetastet.

Nach 70 Wochen werden die Hennen mit Kohlendioxid erstickt. Die Brustbeinknochen werden mit dem umgebenden Muskelgewebe herausgeschnitten und weiter untersucht. Abhängig von Rasse und Haltungsform werden bei 14 % bis 97 % der Hühner Deformationen des Brustbeinkamms festgestellt und ca. 39 % der Tiere weisen mindestens eine Fraktur des Brustbeinkamms auf.

Die Arbeiten wurden vom Friedrich-Loeffler Institut finanziert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierhaltung, Veterinärpathologie

Originaltitel: Keel bone damage in laying hens - its relation to bone mineral density, body growth rate and laying performance

Autoren: Christin Habig (1)*, Martina Henning (1), Ulrich Baulain (1), Simon Jansen (1), Armin Manfred Scholz (2), Steffen Weigend (1)

Institute: (1) Institut für Nutztiergenetik (ING), Friedrich-Loeffler-Institut, Höltystrasse 10, Mariensee, 31535 Neustadt am Rübenberge, (2) Lehr- und Versuchsgut Oberschleißheim, Tierärztliche Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München, Oberschleißheim

Zeitschrift: Animals 2021; 11: 1546

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5459

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.9-42502-04-17/2541 genehmigt. Grundlage aller durchgeführten Versuche ist die Nutzung der als “Genschere” bekannt gewordenen Methode CISPR-Cas, welche es ermöglicht, die DNA (das ist das Erbgut von Zellen) gezielt zu verändern. Dabei werden in diesen Versuchen bestimmte Bereiche im geschlechtsbestimmenden Bereich des Y-Chromosoms männlicher Schweine gentechnisch verändert.

Aus einem Schlachthaus werden Eierstöcke von Schweinen bezogen, aus denen Eizellen isoliert werden. Diese Eizellen werden im Reagenzglas mit dem Sperma eines Ebers befruchtet. In die befruchteten Eizellen werden 20 Stunden später molekulare Werkzeuge injiziert, die die DNA gezielt verändern. Fünf Tage später werden die Embryonen (insgesamt 63) in Säue verpflanzt, die vermutlich zuvor einer Hormonbehandlung unterzogen wurden.

In einem anderen Versuch werden kultivierte Bindegewebezellen männlicher Schweine mit den molekularen Werkzeugen behandelt. Die Zellkerne dieser Zellen werden in entkernte Eizellen eingebracht. Daraus entstehen Embryonen, von denen insgesamt 166 in 2 Säue eingepflanzt werden. Die Säue werden zuvor hormonell behandelt. Ihr Eisprung wird durch 12-tägige Gabe eines Hormons synchronisiert, dann wird ihnen ein Hormon, das aus dem Blut trächtiger Pferde gewonnen wird, und ein menschliches Schwangerschaftshormon gespritzt. Im Rahmen dieser ersten zwei Versuche werden insgesamt 3 Ferkel mit männlichem genetischen Hintergrund und männlichen Geschlechtsorganen geboren.

In einem weiteren Versuch werden andere molekulare Werkzeuge in künstlich befruchtete Eizellen injiziert. Jeweils 31 oder 32 Embryonen werden in drei Säue eingepflanzt, die zuvor wie oben beschrieben, einer Hormonbehandlung unterzogen werden. Zwei der Säue werden schwanger und gebären 12 Ferkel, die alle weibliche Geschlechtsorgane aufweisen. Den Ferkeln werden auf nicht genannte Art Zellproben aus den Ohren entnommen, mit denen das genetische Geschlecht der Tiere bestimmt wird. Von diesen Ferkeln sind drei genetisch männlich, weisen jedoch weibliche Geschlechtsorgane auf. Von einem dieser Tiere werden auf nicht beschriebene Art Klone hergestellt; vermutlich werden dazu Zellkerne des Tieres in entkernte Eizellen injiziert und dann Säuen eingepflanzt, die daraufhin sieben Ferkel zur Welt bringen, die genetisch männlich sind, aber weibliche Geschlechtsorgane aufweisen.

Die Geschlechtsorgane der Tiere werden mit denen von gentechnisch nicht veränderten Tieren, die ebenfalls mittels künstlicher Befruchtung gezeugt wurden, verglichen. Dazu werden die Tiere im Alter von 2 Monaten auf nicht genannte Art getötet und Gebärmutter, Eierstöcke und Eileiter herausgeschnitten und untersucht. Bei anderen der genetisch männlichen Tiere mit weiblichen Geschlechtsorganen, welche in ihrem Wachstum im Vergleich zu ihren genetisch weiblichen Geschwistern zurückbleiben, wird beobachtet, dass sie nicht brünstig werden. Sie werden mehrfach erfolglos einer Hormonbehandlung mit dem aus Blut schwangerer Pferde gewonnenen Hormon und einem menschlichen Sexualhormon unterzogen, um den Eisprung auszulösen.

Die Arbeiten wurden durch Mittel des Friedrich-Loeffler Instituts finanziert, die durch das Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft (BMEL) bereitgestellt werden. Einer der Autoren wird durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Gentechnik, Reproduktionsforschung

Originaltitel: Knockout of the HMG domain of the porcine SRY gene causes sex reversal in gene-edited pigs

Autoren: Stefanie Kurtz (1), Andrea Lucas-Hahn (1), Brigitte Schlegelberger (2), Gudrun Göhring (2), Heiner Niemann (3), Thomas C. Mettenleiter (4), Björn Petersen (1)*

Institute: (1) Institut für Nutztiergenetik (ING), Friedrich-Loeffler-Institut, Höltystrasse 10, Mariensee, 31535 Neustadt am Rübenberge, (2) Institut für Humangenetik, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (3) Klinik für Gastroenterologie, Hepatologie und Endokrinologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover (4) Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald, Insel Riems

Zeitschrift: PNAS 2021; 118(2): e2008743118

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5458

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES, Oldenburg) unter der Nummer 3314-42502-04-10/0121 genehmigt. Die in den Versuchen eingesetzten Singvögel (24 Rotkehlchen und 2 Mönchsgrasmücken) werden in der Umgebung der Universität Oldenburg mit Netzen gefangen. Der Zebrafink und die Tauben sind in Gefangenschaft aufgewachsen und die Hühner werden an der Universität Oldenburg aus Eiern aufgezogen, die von der Firma VALO Biomedia (Osterholz-Scharmbeck) bezogen werden.

Ein Teil der Tiere wird für 30 Minuten oder zwei Stunden dunkel gehalten, einige Tiere werden in einem Käfig nach draußen gebracht und dort für 30 Minuten dem Sonnenlicht ausgesetzt, die anderen Vögel verbleiben unter der normalen Beleuchtung im Labor. Die Tiere werden zu verschiedenen Tageszeiten getötet. Dazu werden sie entweder auf nicht genannte Weise in Narkose versetzt, bevor ihnen eine konservierende Flüssigkeit ins Herz gepumpt wird oder die Tiere werden enthauptet. Die Tauben werden durch Injektion einer Überdosis eines Narkosemittels getötet. Die Augen der Vögel werden entnommen, zerteilt und feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Volkswagenstiftung, das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft und Kultur (MWK), die Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Defense Advanced Research Projects Agency (DARPA, USA) und das Air Force Office of Scientific Research (USA) gefördert.

Bereich: Sinnesphysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Cryptochrome 1a localisation in light- and dark-adapted retinae of several migratory and non-migratory bird species: no signs of light-dependent activation

Autoren: Petra Bolte (1)*, Angelika Einwich (1), Pranav K. Seth (1), Raisa Chetverikova (1), Dominik Heyers (1,2), Irina Wojahn (1), Ulrike Janssen-Bienhold (2,3), Regina Feederle (4), Peter Hore (5), Karin Dedek (1,2), Henrik Mouritsen (1,2)

Institute: (1) Institut für Biologie und Umweltwissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Carl-von-Ossietzky-Straße 9-11, 26129 Oldenburg, (2) Forschungszentrum Neurosensorik, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Oldenburg, (3) Department für Neurowissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Oldenburg, (4) Institut für Diabetes und Adipositas, Monoclonal Antibody Core Facility, Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, Neuherberg, (5) Department of Chemistry, University of Oxford, Oxford, Großbritannien

Zeitschrift: Ethology Ecology & Evolution 2021; 33(3): 248-272

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5457

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit unter der Nummer 33.19-542502-04-12/0995 genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse und deren gesunde Geschwister eingesetzt, die an der Universität Oldenburg gezüchtet wurden.

Am 4. und 5. Tag nach der Geburt wird den Tieren ein Toxin (Gift) in die Bauchhöhle gespritzt, welches bei einem Teil der Tiere aufgrund ihrer genetischen Veränderungen dazu führt, dass bestimmte Zellen in der Netzhaut ihrer Augen absterben. Die Tiere werden entweder im Alter von 8 oder 10 Tagen durch Abschneiden des Kopfes getötet oder im Alter von 15, 21 sowie 56 Tagen mit Kohlendioxid betäubt und dann durch Genickbruch getötet. Die Augen werden entnommen und die Netzhaut untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Sehforschung, Neurologie, Neurobiologie

Originaltitel: Synaptic remodeling in the cone pathway after early postnatal horizontal cell ablation

Autoren: Lena Nemitz (1)*, Karin Dedek (2,3), Ulrike Janssen-Bienhold (1,3)

Institute: (1) Neurobiologie des Sehens, Department für Neurowissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Carl-von-Ossietzky-Straße 9-11, 26129 Oldenburg, (2) AG Neurosensorik/Animal Navigation, Institut für Biologie und Umweltwissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Oldenburg, (3) Forschungszentrum Neurosensorik, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Oldenburg

Zeitschrift: Frontiers in Cellular Neuroscience 2021; 16: 657594

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5456

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Gesundheit und Verbraucherschutz Hamburg unter der Nummer N032/2020 genehmigt. Im Alter von 8 bis 10 Wochen werden die Hamster in Narkose versetzt. Einem Teil der Tiere werden Coronaviren in etwas Flüssigkeit in die Nase geträufelt, anderen Hamstern Flüssigkeit ohne Viren. Die Tiere werden täglich kontrolliert. Am dritten Tag nach der Infektion zeigen die Hamster Gewichtsverlust, Fellveränderungen, eine reduzierte Aktivität und eine beschleunigte Atmung.

Die Hälfte der Tiere wird 3 Tage nach der Infektion durch Pentobarbital getötet.

Üblicherweise geschieht dies durch Injektion in die Bauchhöhle. Den Hamstern wird das Gehirn entnommen und die Nase abgeschnitten, welche weiter untersucht werden. Die andere Hälfte der Tiere wird 14 Tage nach der Infektion, wenn die Erkrankung bereits abgeklungen ist, ebenso getötet. Ein Tier stirbt vor diesem Zeitpunkt.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Gesundheit (BMG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft und Kultur (MWK), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Luxembourg National Research Fund gefördert.

Bereich: Corona-Forschung, Virologie, Neuropathologie

Originaltitel: Microgliosis and neuronal proteinopathy in brain persist beyond viral clearance in SARS-CoV-2 hamster model

Autoren: Christopher Käufer (1), Cara S. Schreiber (1, 5), Anna-Sophia Hartke (1,5), Ivo Denden (1), Stephanie Stanelle-Bertram (2), Sebastian Beck (2), Nancy Mounogou Kouassi (2), Georg Beythien (4), Kathrin Becker (4), Tom Schreiner (4), Berfin Schaumburg (2), Andreas Beineke (4,5), Wolfgang Baumgärtner (4,5), Gülsah Gabriel (2,3), Franziska Richter (1,5)*

Institute: (1) Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie, Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 17, Gebäude 218, 30559 Hannover, (2) Leibniz-Institut für Experimentelle Virologie (HPI), Hamburg, (3) Institut für Virologie, Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (4) Institut für Pathologie, Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (5) Zentrum für Systemische Neurowissenschaften, Hannover

Zeitschrift: eBioMedicine 2022; 79: 103999

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5455

Versuchsbeschreibung: Die Schweine der Rasse Deutsche Landrasse wiegen zum Zeitpunkt der Versuche zwischen 25 und 30 kg. 20 Stunden vor dem Beginn der Experimente erhalten die Tiere kein Futter mehr. Die Tiere werden in Narkose versetzt, ihnen wird eine Kanüle in eine Vene des Halses gelegt. Der Bauch wird aufgeschnitten und die Arterie, die die linke Niere mit Blut versorgt, wird für 30 Minuten abgeklemmt, aber die Niere noch im Körper des Tieres gelassen. Dann wird die Niere entnommen und auf unterschiedliche Weise gelagert: 8 Stunden bei normaler Temperatur mit einer Nährlösung durchspült, 6 Stunden bei 4°C und dann für 2 Stunden langsam erwärmt und mit Nährlösung durchspült oder 8 Stunden ohne weitere Behandlung gekühlt.

Den Schweinen wird auch die rechte Niere entnommen und an ihrer Stelle die zuvor entnommene linke Niere eingesetzt. Ein Schlauch wird durch die Bauchdecke in den Harnleiter eingebracht, durch den in der Folge die Urinproduktion gemessen werden kann. Die Schweine erhalten Antibiotika und Schmerzmittel und werden für 7 Tage beobachtet. Dann werden sie erneut in Narkose versetzt und auf nicht genannte Art getötet. Die Niere wird entfernt und untersucht.

Die Arbeiten wurden aus Institutsmitteln finanziert.

Bereich: Transplantationsmedizin, Chirurgie

Originaltitel: Controlled oxygenated rewarming compensates for cold storage-induced dysfunction in kidney grafts

Autoren: Charlotte von Horn (1), Hristo Zlatev (1,2), Moritz Kaths (2), Andreas Paul (2), Thomas Minor (1)*

Institute: (1) Abteilung für Chirurgische Forschung, Universitätsklinikum Essen, Hufelandstr. 55, 45147 Essen, (2) Klinik für Allgemeinchirurgie, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Essen, Essen

Zeitschrift: Transplantation 2022; 106(5): 973-978

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5454

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierungen von Oberpfalz und Unterfranken genehmigt. Die erwachsenen weiblichen Ratten stammen zum Teil aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld), andere Tiere werden an der Universität Regensburg gezüchtet.

Die Tiere werden in zwei Gruppen eingeteilt, eine Gruppe dient als experimentelle Gruppe, die andere wird als „Eindringling“ genutzt, indem sie in die Käfige der Tiere der experimentellen Gruppe gesetzt werden, um deren Reaktion zu beobachten.

Die Tiere der experimentellen Gruppe werden entweder für 8 Tage allein in einem Käfig oder in Gruppen von 3 bis 5 Tieren pro Käfig gehalten. 4 Stunden vor dem folgenden Test werden auch die Ratten aus der Gruppenhaltung in einen Einzelkäfig umgesetzt. An drei aufeinanderfolgenden Tagen innerhalb der 8–Tage-Gruppen- oder Einzelhaltung wird dabei jeder Ratte ein fremdes Weibchen aus der „Eindringling“-Gruppe in den Käfig gesetzt. Das Verhalten der Ratten wird beobachtet und per Video aufgenommen und das Ausmaß der gezeigten Aggressivität gegenüber dem Eindringling nach einem Punkteschema bewertet. Direkt nach diesen Tests werden bei den Tieren der experimentellen Gruppe vaginale Abstriche genommen, um den Hormonstatus zu bestimmen. Das Zusammensetzen der Tiere dient dazu, ihre Aggressivität zu trainieren.

Jeweils am 9. Tag Gruppen- oder Einzelhaltung wird jede Ratte erneut mit einer „Eindringlingsratte“ konfrontiert. Direkt im Anschluss wird ein Teil der Ratten durch transkardiale Perfusion getötet. Dazu werden sie mit einem Betäubungsmittel und Kohlendioxid narkotisiert. Ihnen wird der Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel ins Herz gestoßen, durch die eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt wird. Die Flüssigkeit verdrängt das Blut, wodurch die Tiere sterben. Das Gehirn der Tiere wird entnommen und untersucht. Ein anderer Teil an Ratten bekommt nach der Konfrontation ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Die Tiere werden geköpft und ihr Gehirn untersucht.

Eine Gruppe von Ratten wird vor den Verhaltenstests einer Operation unterzogen. Dafür werden die Tiere durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle in Narkose versetzt. Der Kopf der Tiere wird in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen fixiert. Es werden zwei Kanülen in den Schädel der Ratten gestoßen. Die Kanülen werden mit 2 Schrauben und Zahnzement am Schädelknochen befestigt. 5 Tage nach dem Eingriff erfolgt 4 Tage lang die bereits erwähnte Konfrontation mit einem fremden Weibchen. 10 – 5 Minuten vor der letzten Zusammenführung mit dem „Eindringling“ bekommen sie verschiedene Wirkstoffe durch die im Schädel befestigten Kanülen ins Gehirn gespritzt. Im Anschluss werden die Tiere durch transkardiale Perfusion getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Verhaltensforschung, Neuroendokrinologie

Originaltitel: Synthetic oxytocin and vasopressin act within the central amygdala to exacerbate aggression in female Wistar rats

Autoren: Vinícius E. de M. Oliveira (1,2), Trynke R. de Jong (2,3), Inga D. Neumann (2)*

Institute: (1) Laboratory of Neuroendocrinology, GIGA-Neurosciences, University of Liege, Liege, Belgien, (2) Lehrstuhl für Neurobiologie und Tierphysiologie, Fakultät für Biologie und Vorklinische Medizin, Universität Regensburg, Universitätsstr. 31, 93053 Regensburg, (3) Medische Biobank Noord-Nederland B.V., Groningen, Niederlande

Zeitschrift: Frontiers in Neuroscience 2022; 16: 906617

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5453

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Bayern unter den Nummern 54-2532-1-16/14, 55.2 DMS-2532-2-422 und RUF 55.2.2-2532.2-803 genehmigt. Es werden Mäuse mit eingeschränktem Immunsystem verwendet, die aus der Versuchstierzucht Jackson Laboratories stammen und an der Universität Regensburg gehalten und gezüchtet werden.

Neugeborene Mäuse werden innerhalb der ersten 48 Stunden nach der Geburt einer Bestrahlung unterzogen, wodurch die Zellen, die sich zu Immunzellen entwickelt hätten, abgetötet werden. Drei Stunden nach der Bestrahlung werden den Mäusen Stammzellen, die aus dem Blut von menschlichen Nabelschnüren gewonnen wurden, in die Leber gespritzt. Acht bis neun Wochen nach dem Spritzen der menschlichen Stammzellen wird den Tieren Blut aus einer Beinvene entnommen, um zu überprüfen, ob sich aus den injizierten Zellen menschliche Immunzellen entwickelt haben.

Anschließend wird den Tieren ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Ihnen werden kleine, 2 x 2 mm große Stücken von menschlichen Brustkrebstumoren in das Fettgewebe nahe der Leiste gespritzt. Zu nicht genannten Zeitpunkten nach der Transplantation des menschlichen Tumorgewebes werden die Tiere auf nicht genannte Art getötet, ihre Milz wird entnommen und für weitere Untersuchungen verwendet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Krebshilfe und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Immunologie

Originaltitel: Advanced immune cell profiling by multiparameter flow cytometry in humanized patient-derived tumor mice

Autoren: Christina Bruss (1), Kerstin Kellner (1), Olaf Ortmann (1), Stephan Seitz (1), Gero Brockhoff (1), James A. Hutchinson (2), Anja Kathrin Wege (1)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Frauenheilkunde und Geburtshilfe, Fakultät für Medizin, Universität Regensburg, Caritas-Krankenhaus St. Josef, Landshuter Straße 65, 93059 Regensburg, (2) Klinik und Poliklinik für Chirurgie, Universitätsklinikum Regensburg, Regensburg

Zeitschrift: Cancers 2022; 14: 2214

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5452

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde unter der Nummer 24/2014 genehmigt. Es werden 28 Mäuse im Alter von 12 bis 16 Wochen eingesetzt.

Den Mäusen wird ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt und die Haut am rechten Hinterbein neben der Kniescheibe aufgeschnitten. Die Tiere werden in zwei Gruppen eingeteilt. Bei der ersten Gruppe wird eine im Oberschenkel verlaufende Arterie abgebunden, wodurch eine Unterversorgung des Gewebes mit Sauerstoff entsteht. Die Kniescheibe wird zur Seite geschoben, mit einem Bohrer wird ein Loch in den Oberschenkelknochen gebohrt. Auch nahe dem Hüftgelenk wird mit einer Nadel ein Loch in den Oberschenkel gebohrt. Durch die Nadel wird ein Wolframdraht in den Oberschenkelknochen eingeführt. Der Oberschenkel wird mit Hilfe eines speziellen Geräts, welches in verschiedene Richtungen Druck auf den Knochen ausübt, gebrochen. Entlang des Wolframdrahts wird eine Schraube in den Oberschenkelknochen geschraubt. Diese Schraube heißt „MouseScrew“ und wurde sehr wahrscheinlich extra für die „Versorgung“ künstlich hervorgerufener Frakturen bei Mäusen entwickelt. Die Kniescheibe wird in die ursprüngliche Position gebracht und die Wunden vernäht, dann wird das Bein geröntgt. Die Tiere der zweiten Gruppe durchlaufen dieselbe Operation ohne das Abbinden der Arterie.

Ein Teil der Tiere wird nach zwei Wochen erneut in Narkose versetzt. Der rechte Oberschenkel wird geröntgt und die Mäuse auf nicht genannte Art getötet. Beide Oberschenkelknochen werden herausgeschnitten und untersucht. Die anderen Tiere durchlaufen dieselbe Prozedur, allerdings drei Wochen später.

Bereich: Traumatologie, Chirurgie, Knochenchirurgie, Wiederherstellungschirurgie, Unfallmedizin, Implantatologie

Originaltitel: Development of an ischemic fracture healing model in mice

Autoren: Maximilian M. Menger (1,2)*, Janine Stutz (1,3), Sabrina Ehnert (2,4), Andreas K. Nussler (2,4), Mika F. Rollmann (2), Steven C. Herath (2), Benedikt J. Braun (2), Tim Pohlemann (3), Michael D. Menger (1), Tina Histing (2)

Institute: (1) Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät des Saarlandes, Universität des Saarlandes, Geb. 65 und 66, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar, (2) Klinik für Unfall- und Wiederherstellungschirurgie, Eberhard Karls Universität Tübingen, BG Unfallklinik Tübingen, Tübingen, (3) Klinik für Unfall-, Hand- und Wiederherstellungschirurgie, Universität des Saarlandes, Homburg/Saar, (4) Klinik für Unfall- und Wiederherstellungschirurgie, BG Unfallklinik Tübingen, Siegfried Weller Institut für Unfallmedizinische Forschung, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: Acta Orthopaedica 2022; 93: 466-471

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5451

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesverwaltungsamt Halle, Sachsen-Anhalt genehmigt. Die weiblichen 8 bis14 Wochen alten Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Janvier (Cedex, Frankreich).

6 bis 12 Monate vor den eigentlichen Versuchen werden weiblichen Mäusen Zysten des Parasiten Toxoplasma gondii, welcher der Erreger der Toxoplasmose ist, in die Bauchhöhle gespritzt. Von dort aus vermehrt sich der Parasit und breitet sich im Körper aus. Die Mäuse werden auf nicht genannte Art getötet, ihr Gehirn wird entnommen und aus dem Gehirn werden Toxoplasma gondii Zysten für die weiteren Versuche gewonnen.

Einem Teil der Mäuse werden zwei dieser Zysten in die Bauchhöhle gespritzt. Anderen Mäusen werden Tachyzoiten, das ist eine bewegliche Form des Parasiten die sich rasch vermehrt, in die Bauchhöhle gespritzt.

Zu verschiedenen Zeitpunkten innerhalb von 23 Tagen nach der Infektion werden die Tiere mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Die Haut am Hinterkopf wird aufgeschnitten, ebenso wie darunter liegende Muskeln und Gewebe. Dann wird eine feine Glasröhre durch den Schädelknochen in eine mit Hirnwasser gefüllte Kammer gestoßen, um Hirnwasser zu entnehmen. Schließlich wird der Brustraum der Tiere aufgeschnitten und das Herz freigelegt. Eine Nadel wird in das Herz gestoßen und Flüssigkeit durch die Nadel in den Blutkreislauf gepumpt, welche das Blut der Tiere ersetzt. Dabei sterben die Tiere. Ihr Gehirn, ihre Milz und ihr Rückenmark werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) und die Medizinische Fakultät der Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg gefördert.

Bereich: Parasitologie, Infektionsforschung

Originaltitel: Immune response and pathogen invasion at the choroid plexus in the onset of cerebral toxoplasmosis

Autoren: Caio Andreeta Figueiredo (1), Johannes Steffen (1), Lorena Morton (1), Sushmitha Arumugam (1), Oliver Liesenfeld (2), Mária A Deli (3), Andrea Kröger (4), Thomas Schüler (5), Ildiko Rita Dunay (1,6)*

Institute: (1) Institut für Inflammation und Neurodegeneration, Medizinische Fakultät, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Leipziger Straße 44, 39120 Magdeburg, (2) Institut für Mikrobiologie und Infektionsimmunologie, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (3) Institute of Biophysics, Biological Research Centre, Szeged, Ungarn, (4) Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene, Medizinische Fakultät, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg, (5) Institut für Molekulare und Klinische Immunologie, Medizinische Fakultät, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg, (6) Center for Behavioral Brain Sciences (CBBS), Magdeburg

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2022; 19: 17

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5450

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt, denen das Protein p53 fehlt. Dieses Protein ist an der Reparatur von Schäden im Erbgut beteiligt und die Mäuse, denen es fehlt, entwickeln daher im Alter von 3 bis 6 Monaten Tumore. Die Tiere stammen aus der Versuchstierzucht Jackson Laboratory. Weitere gentechnisch veränderte Mäuse werden von anderen Wissenschaftlern zur Verfügung gestellt. Die Mäuse werden miteinander gekreuzt, um die gewünschte Kombination gentechnischer Veränderungen zu erhalten. Zusätzlich werden nicht gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Zucht und Haltung der Mäuse erfolgen an der Fakultät für Biowissenschaften der Friedrich-Schiller-Universität Jena.

Im Alter von 8 bis 12 Wochen wird den Mäusen ein Hühner-Eiweiß in die Bauchhöhle gespritzt, damit die Tiere Antikörper gegen dieses Eiweiß entwickeln. Zu verschiedenen Zeitpunkten (zwischen 7 und 28 Tage) danach werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet. Es werden Lymphknoten und Milz sowie Blut entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Deutsche Krebshilfe, und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Immunologie

Originaltitel: Context-dependent regulation of immunoglobulin mutagenesis by p53

Autoren: Katrin Böttcher (1), Kerstin Braunschmidt (1,2), Gianna Hirth (1), Karsten Schärich (1), Tilman E. Klassert (3), Magdalena Stock (3), Janine Sorgatz (1), Sabine Fischer-Burkart (2), Steffen Ullrich (1), Samantha Frankenberger (2), Daniel Kritsch (1,4), Christian Kosan (4), Ralf Küppers (5), Lothar J. Strobl (6), Hortense Slevogt (3), Ursula Zimber-Strobl (6), Berit Jungnickel (1,2)*

Institute: (1) Arbeitsgruppe Zellbiologie, Institut für Biochemie und Biophysik, Fakultät für Biowissenschaften, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Hans-Knöll-Straße 2, 07745 Jena, (2) Institut für Klinische Molekularbiologie, Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, München, (3) Host Septomics, Zentrum für Innovationskompetenz (ZIK) Septomics, Universitätsklinikum Jena, Jena, (4) Institut für Biochemie und Biophysik, Fakultät für Biowissenschaften, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena, (5) Institut für Zellbiologie (Tumorforschung),Universitätsmedizin Essen, Essen, (6) Abteilung Genvektoren, Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, München

Zeitschrift: Molecular Immunology 2021, 138: 128-136

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5449

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz (Bad Langensalza) unter den Nummern 02–041/14, 02–079/14, 02–028/15 und 02-031/15 genehmigt. Gentechnisch veränderte Mäuse werden von Dr. Rikard Holmdahl vom Karolinska Institut (Stockholm, Schweden) zur Verfügung gestellt. Weitere Mäuse, die so verändert sind, dass sie schneller altern, stammen vom Fritz-Lipmann-Institut (Jena). Die beiden gentechnisch veränderten Mauslinien werden miteinander gekreuzt. Zusätzlich werden Mäuse eines Inzuchtstamms, der besonders anfällig für rheumatoide Arthritis ist, von der Versuchstierzucht Janvier Labs (Frankreich) bezogen. Die Zucht und Haltung der Tiere erfolgt am Universitätsklinikum Jena.

Bei den Mäusen wird im Alter von durchschnittlich 13 oder 93 Wochen eine Gelenkentzündung hervorgerufen, indem ein menschliches Eiweiß, vermischt mit einem Mineralöl (Freunds Adjuvans) unter bzw. in die Haut gespritzt wird. Dadurch wird eine Reaktion des Immunsystems gegen körpereigenes Gewebe ausgelöst, d.h. die Abwehrzellen wenden sich gegen das Gewebe des eigenen Körpers und zerstören es. In den folgenden 9 Tagen entwickeln alle Mäuse Arthritis, ungefähr 30 % der Tiere in stark ausgeprägter Form. Die Symptome der Mäuse bestehen in geschwollenen Gelenken mit Flüssigkeitsansammlungen im Gewebe und Rötungen und werden dreimal wöchentlich beurteilt.

Die Mäuse werden innerhalb von 8 Wochen nach Auslösen der Arthritis zu unterschiedlichen Zeitpunkten und auf nicht genannte Weise getötet und ihre Beine werden abgetrennt. Die Pfoten werden zur Gewinnung von Zellen verwendet, die Milz und Lymphknoten werden entnommen und die Bauchhöhle wird ausgespült, um daraus Zellen zu gewinnen.

Die Arbeiten wurden durch das Interdisziplinäre Zentrum für klinische Forschung (Jena) und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Rheumaforschung, Entzündungsforschung, Immunologie, Altersforschung

Originaltitel: Incidence and severity of G6PI-induced arthritis are not increased in genetically distinct mouse strains upon aging

Autoren: Nico Andreas (1)*, Sylvia Müller (1), Nicole Templin (1), Paul M. Jordan (2), Harald Schuhwerk (1), Michael Müller (1), Jana Gerstmeier (2), Laura Miek (2), Saskia Andreas (2), Oliver Werz (2), Thomas Kamradt (1)*

Institute: (1) Institut für Immunologie, Universitätsklinikum Jena, Leutragraben 3, 07743 Jena, (2) Abteilung für Pharmazeutische/Medizinische Chemie, Institut für Pharmazie, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena

Zeitschrift: Arthritis Research & Therapy 2021; 23: 222

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5448

Versuchsbeschreibung: Die männlichen Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs. Die Ratten werden mit einem gasförmigen Narkosemittel betäubt. Der Hals wird geschoren und desinfiziert und die Haut des Halses wird aufgeschnitten, so dass die rechte Halsschlagader freigelegt wird. Die Ader wird durchtrennt und dann wieder zusammengefügt. Die Tiere werden dabei in drei Gruppen eingeteilt. Bei der ersten Gruppe der Ratten werden die Gefäßenden miteinander vernäht. Bei der zweiten Gruppe wird durch einen Einschnitt in der Ader ein Katheter in die zu verschließende Gefäßregion eingeführt. Dann werden die Gefäßenden mit einem speziellen Klebstoff zusammengeklebt und der Katheter wird wieder entfernt. Bei der dritten Gruppe wird ein sogenannter Stent, eine schlauchförmige Gerüststruktur, die das Gefäß von innen stabilisieren soll, in den zu verschließenden Gefäßbereich geschoben und die Gefäßenden mit dem zu testenden Klebstoff aneinandergefügt. Zum Schluss wird die Haut wieder vernäht. Die Operationen erfolgen unter einem Mikroskop. Den Tieren werden im Anschluss täglich Medikamente gegen die Bildung von Blutgerinnseln oral verabreicht, vermutlich über eine Schlundsonde. Während und nach der Operation bekommen die Tiere Schmerzmittel unter die Haut gespritzt.

10 und 28 Tage nach der Operation werden die Tiere mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dazu werden die Tiere durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle in Narkose versetzt, dann wird ihnen eine Farbstofflösung in eine Schwanzvene gespritzt. Nach der zweiten Untersuchung an Tag 28 wird bei den Tieren, die noch immer narkotisiert sind, die Halsschlagader wieder freigeschnitten. Die Ader und das umliegende Gewebe werden untersucht. Anschließend werden die Gefäße herausgeschnitten, wodurch die Tiere verbluten.

Die Arbeiten wurden durch die Medizinische Fakultät des Universitätsklinikum RWTH Aachen gefördert.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Mikrochirurgie, Gefäßforschung

Originaltitel: Biodegradation and immunological parameters of polyurethane-based tissue adhesive in arterial microvascular anastomoses - a long-term in vivo study

Autoren: Ali Modabber (1)*, Philipp Winnand (1), Evgeny Goloborodko (1), Stephan Christian Möhlhenrich (1,2), Kristian Kniha (1), René Tolba (3), Stefan Jockenhoevel (4), Benita Hermanns-Sachweh (5), Frank Hölzle (1), Marius Heitzer (1)

Institute: (1) Klinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Aachen, Pauwelsstraße 30, 52074, Aachen, (2) Abteilung für Kieferorthopädie, Department für Zahn-, Mund und Kieferheilkunde, Universität Witten/Herdecke, Witten, (3) Institut für Versuchstierkunde, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum RWTH Aachen, Pauwelsstraße 30, 52074 Aachen, (4) Abteilung Biohybride & Medizinische Textilien (BioTex), Institut für Angewandte Medizintechnik (AME), Helmholtz-Institut für Biomedizinische Technik, RWTH Aachen Universität, Aachen, (5) Campus Melaten, Implantatpathologie, Zentrum für Bio-Medizintechnik (ZBMT), Aachen

Zeitschrift: Macromolecular Bioscience 2022; 22(4): e2100451

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5447

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen in Recklinghausen unter der Nummer 84-02.04.2012-A017 genehmigt. Die männlichen Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Genest Saint Isle, Frankreich). Die Hälfte der Ratten wird als Organspender eingesetzt, die anderen 68 Tiere als Organempfänger.

Während der Operationen erhalten die Ratten eine Inhalationsnarkose und Schmerzmittel unter die Haut gespritzt, weitere Injektionen erfolgen in die Penisvene. Die Spenderratten werden in Narkose versetzt und ihr Bauch wird aufgeschnitten. Die Leber wird freigeschnitten und verschiedene Venen werden durchtrennt. Dann wird das Zwerchfell aufgeschnitten und auf nicht genannte Weise ein Herzstillstand verursacht. Die Leber wird für 45 Minuten in dem toten Tier belassen, dann herausgenommen und für 18 Stunden gekühlt gelagert. Dabei wird ein Teil der Lebern zusätzlich mit gasförmigem Sauerstoff durchströmt und/oder mit einem Enzym behandelt, welches Blutgerinnsel auflöst. Einige Lebern erhalten keine weitere Behandlung.

Die Empfängerratten werden ebenfalls in Narkose versetzt und ihr Bauch wird aufgeschnitten. Die Lebern der Tiere werden herausgeschnitten und die Spenderlebern eingesetzt. Im Anschluss an die Operation sterben 8 Ratten innerhalb von einer Woche oder werden aufgrund ihres schlechten Gesundheitszustandes getötet.

Die Empfängerratten werden zu verschiedenen Zeitpunkten (3 Stunden, 24 Stunden, 7 Tage) nach der Transplantation getötet. Dazu erhalten sie eine Überdosis eines Narkosemittels, werden aufgeschnitten, ihre Leber wird entnommen und die Tiere werden ausgeblutet.

Die Arbeiten wurden durch die Fakultät für Medizin der RWTH Aachen gefördert.

Bereich: Transplantationsmedizin, Leberforschung, Gastroenterologie

Originaltitel: The benefits of fibrinolysis combined with venous systemic oxygen persufflation (VSOP) in a rat model of donation after circulatory death and orthotopic liver transplantation

Autoren: Nadja Kröger (1,2), Zoltan Czigany (1,3,4), Jipin Jiang (1), Mamdouh Afify (1,5), Pascal Paschenda (1), Kazuyuki Nagai (1), Shintaro Yagi (1), René H. Tolba (1)*

Institute: (1) Institut für Versuchstierkunde, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum RWTH Aachen, Pauwelsstraße 30, 52074 Aachen, (2) Plastische, Rekonstruktive und Ästhetische Chirurgie, Medizinische Fakultät, Universität zu Köln, Köln, (3) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum RWTH Aachen, Aachen, (4) Chirurgische Klinik, Campus Charité Mitte/Campus Virchow-Klinikum, Charité-Universitätsmedizin, Berlin, (5) Department of Pathology, Faculty of Veterinary Medicine, Cairo University, Gizeh, Ägypten

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2022; 23(9): 5272

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5446

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierungspräsidien Karlsruhe und Darmstadt genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Die Mäuse werden mit nicht veränderten, sogenannten Wildtyp-Mäusen gekreuzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River stammen. Zum Zeitpunkt der Versuche sind die Tiere 8 bis 12 Wochen alt.

In einer Studie werden Mäuse, die gentechnisch so verändert wurden, dass sie zu Arteriosklerose neigen, für 14 Wochen mit einem Futter mit erhöhtem Fettgehalt ernährt. Die Tiere werden mit Kohlendioxid erstickt, ihr Brustkorb wird aufgeschnitten und die Hauptschlagader für weitere Untersuchungen entnommen.

Anderen Mäusen wird an 5 aufeinander folgenden Tagen der Wirkstoff Tamoxifen in die Bauchhöhle gespritzt, der bestimmte Gene ausschaltet. Drei Tage später wird ihnen ein Vektor in die Schwanzvene injiziert, mit dem bestimmte Gene eingeschleust werden. Eine Woche später wird ihnen ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Der Hals der Tiere wird rasiert und aufgeschnitten. Die linke innere und äußere Halsschlagader werden freigelegt und mit einem Seidenfaden umschlungen, der nicht ganz zugezogen wird. Die Wunde wird vernäht und die Tiere werden für 2 Wochen mit einem fettreichen Futter ernährt. Dann werden die Tiere auf nicht genannte Art getötet, vermutlich werden auch sie mit Kohlendioxid erstickt. Dann wird ihre Halsschlagadern „geerntet“, also herausgeschnitten.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), die Japan Society For The Promotion Of Science (JSPS, Japan), und das National Institute for Diabetes and Digestive and Kidney Diseases (NIDDK, USA) gefördert.

Bereich: Arterioskleroseforschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Disturbed flow-induced Gs-mediated signaling protects against endothelial inflammation and atherosclerosis

Autoren: Akiko Nakayama (1)* Julián Albarrán-Juárez (1), Guozheng Liang (1), Kenneth Anthony Roquid (1), András Iring (1), Sarah Tonack (1), Min Chen (2), Oliver J. Müller (3), Lee S. Weinstein (2), Stefan Offermanns (1,4,5)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Abteilung Pharmakologie, Ludwigstrasse 43, 61231 Bad Nauheim, (2) Metabolic Diseases Branch, National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases, National Institutes of Health (NIH), Bethesda, USA, (3) Klinik für Innere Medizin III, Christian-Albrechts-Universität zu Kiel, Kiel, und Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Hamburg/Kiel/Lübeck, (4) Zentrum für Molekulare Medizin, Fachbereich Medizin, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt, (5) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Rhein Main

Zeitschrift: JCI Insight 2020; 5(23): e140485

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5445

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden am Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung in Bad Nauheim durchgeführt, wo die Mäuse und Ratten auch gehalten werden.

Neugeborenen Mäusen wird an 4 aufeinanderfolgenden Tagen eine Protein-Lösung oder eine proteinfreie Lösung gespritzt, vermutlich in die Bauchhöhle. Am dritten Tag wird ihnen zusätzlich eine Substanz gespritzt, welche sich teilende Zellen markiert. Am 5. Lebenstag werden die Nager auf nicht genannte Weise getötet, ihre Herzen entnommen, aus den Herzen Zellen isoliert und weiter untersucht.

Zusätzlich werden Rattenembryonen und 3 Tage alte Ratten auf nicht genannte Art getötet, ihre Herzen entnommen und Zellen des Herzens isoliert.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, ein Croucher Fellowship for Postdoctoral Research (China) und die Leducq Foundation (Frankreich) gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung, Entwicklungsbiologie

Originaltitel: Modulation of mammalian cardiomyocyte cytokinesis by the extracellular matrix

Autoren: Chi-Chung Wu (1,2)*, Sylvia Jeratsch (2,3), Johannes Graumann (2,3), Didier Y.R. Stainier (1,2)*

Institute: (1) Abteilung Genetik der Entwicklung, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Ludwigstrasse 43, 61231 Bad Nauheim, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Rhein Main, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (3) Biomolekulare Massenspektrometrie, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim

Zeitschrift: Circulation Research 2020;127: 896-907

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5444

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Freiburg genehmigt. Es werden Mäuse mit verschiedenen gentechnischen Veränderungen und gentechnisch nicht veränderte, sogenannte „Wildtyp“-Mäuse, verwendet. Die Wildtyp-Mäuse stammen aus der Zucht der Universität Konstanz. Verschiedene gentechnisch veränderte Mäuse werden von anderen Wissenschaftlern zur Verfügung gestellt und miteinander gekreuzt. Zum Zeitpunkt der Versuche sind die Mäuse zwischen 7 und 14 Wochen alt es werden verschiedene Versuche durchgeführt.

In einem Versuch wird Mäusen eine entzündungsauslösende Substanz in die Bauchhöhle gespritzt. 6 Stunden später werden sie auf nicht genannte Weise getötet. Aus ihren Organen werden verschiedene Zellen gewonnen und in weiteren Versuchen eingesetzt.

Anderen Tieren wird das Rückenfell geschoren. Die Rückenhaut und die Ohren der Mäuse werden über 5 Tage täglich mit dem Wirkstoff Tamoxifen behandelt (Tamoxifen schaltet bei den gentechnisch veränderten Tieren gezielt bestimmte Gene aus). Einem Teil der Tiere wird danach ein Fluoreszenzfarbstoff gemeinsam mit einem Allergen auf die Rückenhaut aufgetragen. 24 Stunden später werden sie auf nicht genannte Weise getötet und Proben ihrer Haut und Lymphknoten werden entnommen.

Andere Tiere werden nach der Tamoxifen-Behandlung ebenso mit einem Fluoreszenzfarbstoff und einem Allergen auf der Rückenhaut behandelt. Nach 5 Tagen wird die Dicke der Ohren bestimmt. Dann wird erneut der Fluoreszenzfarbstoff auf die Ohren der Tiere aufgetragen, im Anschluss werden die Tiere getötet. Die Dicke der Ohren wird erneut bestimmt, um das Ausmaß der Hautschwellung zu beurteilen. Weiteren Tieren wird nach der Tamoxifen-Behandlung für 5 Tage eine Substanz auf den Rücken und die Ohren aufgetragen, die eine Entzündung der Haut verursacht. Die Dicke der Haut wird an den Ohren und am Rücken gemessen. Auf die so geschädigte Haut wird dann ein Allergen aufgetragen. Die Dicke der Haut wird gemessen und der Verlauf der Entzündung mit Fotos dokumentiert.

Bei einer Gruppe von unbehandelten oder unterschiedlich behandelten Mäusen wird untersucht, wie häufig sie sich kratzen. Dabei werden bis zu 30 „Kratzepisoden“ innerhalb von 15 Minuten beobachtet. Bei anderen Tieren wird nach der Tamoxifen-Behandlung ein Schuppenflechten-ähnlicher Zustand herbeigeführt, indem ihnen 8 Tage lang täglich eine mit einer Chemikalie versetzte Creme auf die Haut von Rücken und Ohren aufgetragen wird. Die Dicke der Haut am Rücken wird täglich gemessen und die Haut wird täglich fotografiert. Anhand der Bilder wird die Rötung und Schädigung der Haut beurteilt und nach einem Punkteschema bewertet.

Obwohl es nicht bei jeder aufgeführten Gruppe erwähnt wird, ist davon auszugehen, dass alle Nager nach den Versuchen getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Entzündungsforschung, Dermatologie

Originaltitel: Keratinocytes control skin immune homeostasis through de novo-synthesized glucocorticoids

Autoren: Truong San Phan (1), Leonhard Schink (1), Jasmin Mann (1), Verena M. Merk (1), Pascale Zwicky (2), Sarah Mundt (2), Dagmar Simon (3), Dagmar Kulms (4), Susanne Abraham (4), Daniel F. Legler (5,6), Mario Noti (7), Thomas Brunner (1)*

Institute: (1) Biochemische Pharmakologie, Fachbereich Biologie, Universität Konstanz, Universitätsstraße 10, 78464 Konstanz, (2) Institut für Experimentelle Immunologie, Universität Zürich, Zürich, Schweiz, (3) Universitätsklinik für Dermatologie, Inselspital Universitätsspital, Bern, Schweiz, (4) Arbeitsgruppe für Experimentelle Dermatologie, Klinik und Poliklinik für Dermatologie, Technische Universität Dresden, Dresden, (5) Biotechnologie Institut Thurgau (BITg) an der Universität Konstanz, Kreuzlingen, Schweiz, (6) Theodor Kocher Institut, Universität Bern, Bern, Schweiz, (7) Institut für Pathologie, Universität Bern, Bern, Schweiz

Zeitschrift: Science Advances 2021; 7: eabe0337

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5443

Versuchsbeschreibung: Es werden gentechnisch veränderte und nicht veränderte Mäuse im Alter von 10 bis 12 Wochen eingesetzt. Die Mäuse stammen aus der Zucht der Universität Konstanz, wo auch die Versuche stattfinden.

Einem Teil der Mäuse wird eine Substanzmischung in die Bauchhöhle gespritzt, die zu einer akuten Leberentzündung führt. Einer Gruppe der Tiere wird eine Stunde vorher ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt, anderen Tieren eine wirkstofffreie Lösung. 6 Stunden später werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet.

Weitere Mäuse werden ohne vorherige Behandlung auf nicht genannte Art getötet. Es werden Proben aus der Leber sowie Oberschenkel- und Schienbeinknochen entnommen und an den daraus gewonnenen Zellen weitere Versuche durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Ministerium für Wissenschaft, Forschung und Kunst Baden-Württemberg und das Zukunftskolleg der Universität Konstanz gefördert.

Bereich: Entzündungsforschung

Originaltitel: Pharmacological LRH-1/Nr5a2 inhibition limits proinflammatory cytokine production in macrophages and associated experimental hepatitis

Autoren: Juliane Schwaderer (1), Truong San Phan (1), Astrid Glöckner (1), Johannes Delp (2,3), Marcel Leist (2), Thomas Brunner (1), M. Eugenia Delgado (1)*

Institute: (1) Biochemische Pharmakologie, Fachbereich Biologie, Universität Konstanz, Universitätsstraße 10, 78464 Konstanz, (2) In Vitro Toxikologie und Biomedizin, Fachbereich Biologie, Universität Konstanz, Konstanz, (3) Kooperatives Promotionskolleg InViTe, Universität Konstanz, Konstanz

Zeitschrift: Cell Death and Disease 2020; 11: 154

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5442

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter den Nummern 55.2-1-54-2532-214-2013 und 55.2-1-54-2532-217-2014 genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte und nicht veränderte Mäuse eingesetzt. Die gentechnischen Veränderungen führen bei einem Teil der Mäuse zu einer fehlerhaften Funktion der Mitochondrien (Kraftwerke der Zellen).

Eine andere gentechnische Veränderung schaltet ein Protein (den Tumor-Nekrosefaktor, TNF) aus, was dazu führt, dass die im Darm vorkommenden Mikroorganismen eine Entzündung der Darmschleimhaut verursachen.

Die Mäuse werden über mehrere Generationen unter spezifisch pathogen-freien Bedingungen gehalten, d.h. unter sehr sterilen Bedingungen. Ein Teil der Tiere erhält im Alter von 6 Wochen für 4 Wochen eine spezielle Futtermischung. Dann wird ihnen für 7 Tage ein Futter gegeben, das mit einer Substanz angereichert ist, die bei den gentechnisch veränderten Tieren zu einer Darmentzündung führt. Das Körpergewicht, der Allgemeinzustand, das Verhalten und Darm-Symptome wie Durchfall werden beobachtet. Die Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten mit Kohlendioxid erstickt und ihr Darm wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Helmsley Charitable Trust (USA) gefördert.

Bereich: Gastroenterologie, Entzündungsforschung

Originaltitel: Mitochondrial impairment drives intestinal stem cell transition into dysfunctional paneth cells predicting Crohn’s disease recurrence

Autoren: Sevana Khaloian (1), Eva Rath (1), Nassim Hammoudi (2), Elisabeth Gleisinger (1), Andreas Blutke (3), Pieter Giesbertz (4), Emanuel Berger (1), Amira Metwaly (1), Nadine Waldschmitt (1), Matthieu Allez (2), Dirk Haller (1,5)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Ernährung und Immunologie, Technische Universität München (TUM), Gregor-Mendel-Str. 2, 85354 Freising-Weihenstephan, (2) Department of Gastroenterology, Hôpital Saint-Louis, Université de Paris 1, Paris, Frankreich, (3) Abteilung Analytische Pathologie, Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (4) Lehrstuhl für Ernährungsphysiologie, Technische Universität München, Freising-Weihenstephan, (5) ZIEL Institute for Food & Health, Technische Universität München, München

Zeitschrift: Gut 2020; 69: 1939-1951

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5441

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB-55.2–2532.Vet_02-16-159 genehmigt. Die Versuche werden am Kleintierforschungszentrum Weihenstephan (Freising) der Technischen Universität München durchgeführt. Es werden gentechnisch veränderte und nicht veränderte Mäuse in verschiedenen Versuchen eingesetzt. Ein Teil der Mäuse wird jeweils einzeln für 4 Stunden in einen sogenannten metabolischen Käfig (3 Liter Volumen) gesetzt, der auf 30°C erwärmt ist. Sauerstoffverbrauch und Kohlendioxidproduktion werden gemessen. Dann werden die Mäuse kurz aus dem Käfig genommen und die Temperatur wird auf 26°C verringert. Den Mäusen wird eine Substanz unter die Haut gespritzt, die den Stoffwechsel stimuliert und sie werden für 60 bis 70 Minuten wieder zurück in den metabolischen Käfig gesetzt. Während der Versuchsdauer steht den Tieren weder Wasser noch Nahrung zur Verfügung. Eine Woche später werden die Mäuse erneut in den metabolischen Käfig gesperrt. Im Käfig wird nun stufenweise die Temperatur von 30°C in 5 Grad-Schritten auf 0°C abgesenkt. Jede Temperatur wird für 45 bis 90 Minuten gehalten, bevor die Temperatur abgesenkt wird. Die gesamte Prozedur dauert bis zu 8 Stunden, in denen die Tiere weder Wasser noch Nahrung erhalten. Wenn der Sauerstoffverbrauch einer Maus sich als Reaktion auf die Kälte deutlich verringert, wird sie sofort aus dem metabolischen Käfig „gerettet“. Direkt im Anschluss an den Versuch werden die Tiere getötet.

Ein weiterer Teil der Tiere wird in zwei Gruppen aufgeteilt. Eine Gruppe erhält für 8 Wochen eine normale Futtermischung, die andere Gruppe erhält ein Futter mit erhöhtem Fettgehalt. Das Körpergewicht wird wöchentlich kontrolliert. Zu Beginn des Fütterungsversuchs und dann alle 2 Wochen wird die Menge des Körperfetts der Tiere mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanzspektroskopie) beurteilt. Der Versuch wird bei 23°C und 30°C durchgeführt. Im Anschluss an die Fütterungsversuche wird den Mäusen eine Substanz in die Bauchhöhle gespritzt, dann werden sie mit einem bildgebenden Verfahren untersucht und im Anschluss getötet. Ihr Fettgewebe wird herausgeschnitten und weiter untersucht.

Einer weiteren Gruppe von Mäusen wird ab einem Alter von 12 Wochen das Futter mit erhöhtem Fettgehalt gegeben. Nach 8 Wochen wird ihnen an 5 aufeinanderfolgenden Tagen ein Wirkstoff oder eine wirkstofffreie Kochsalzlösung in die Bauchhöhle gespritzt. Vermutlich werden auch diese Tiere im Anschluss getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Else Kröner Fresenius Stiftung und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Ernährungswissenschaft, Übergewichtsforschung

Originaltitel: Uncoupling protein-1 expression does not protect mice from diet-induced obesity

Autoren: Hui Wang (1,2), Monja Willershäuser (1,2), Yongguo Li (1,2), Tobias Fromme (1,2), Katharina Schnabl (1,2), Andrea Bast-Habersbrunner (1,2), Samira Ramisch (1,2), Sabine Mocek (1,2), Martin Klingenspor (1,2)*

Institute: (1) Else Kröner Fresenius Zentrum (EKFZ) für Ernährungsmedizin, Technische Universität München, Freising, (2) Lehrstuhl für Molekulare Ernährungsmedizin, Technische Universität München, Gregor Mendel Str. 2, 85354 Freising-Weihenstephan

Zeitschrift: American Journal of Physiology - Endocrinology and Metabolism 2021; 320(2): E333–E345

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5440

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde in Baden-Württemberg unter der Nummer CU-01/16 genehmigt und im NTP-Register unter der Nummer 33978-3-1 registriert.

Männliche Ferkel (Deutsche Landrasse) und gentechnisch veränderte Ferkel werden 4 oder 5 Tage nach ihrer Geburt getötet. Die Deutsche Landrasse-Ferkel werden dafür mit einem Bolzenschuss betäubt und dann durch Aufschneiden der Halsschlagader ausgeblutet. Die gentechnisch veränderten Ferkel, deren Herstellung durch den Staat Bayern unter der Nummer ROB-55.2-2532. Vet_02-17-136 genehmigt wurde, werden in Narkose versetzt und dann ausgeblutet. Stücke aus den Muskeln des Rückens oder des Oberschenkels der Tiere werden entnommen. Aus diesen Muskelstücken werden Zellen isoliert und kultiviert.

Aus einem örtlichen Schlachthof werden Harnröhren weiblicher Schweine bezogen. Die Harnröhren werden aufgeschnitten, dann werden die Muskelzellen der Ferkel in das Gewebe der Harnröhre injiziert. Dazu werden zwei verschiedene Verfahren verwendet: entweder die Muskelzellen werden mit einer Spritze in das Gewebe der Harnröhre injiziert oder mit einem Wasserstrahl in das Gewebe geschossen.

Im Anschluss an die Versuche mit Harnröhren geschlachteter Schweine wird das Verfahren zur Injektion von Muskelzellen mit dem Wasserstrahl an 24 lebenden weiblichen Schweinen getestet. Die Tiere werden narkotisiert und ihre Harnröhre und Blase werden endoskopisch untersucht. Dann wird ein Sensor in die Harnröhre geschoben, der feststellt, wo der Schließmuskel der Harnblase sitzt. An dieser Position werden mit dem Wasserstrahlverfahren Farbstoff-markierte Muskelzellen injiziert. Dabei wird zunächst ein hoher Wasserdruck verwendet, der das Gewebe auflockern soll. Dann werden die Zellen mit geringerem Wasserdruck auf das Gewebe geschossen. Bei 8 der 24 Tieren kommt es durch die Wasserstrahlinjektion zu einer Blutung, bei einem Tier wird die Harnröhre durchstoßen. Nach dem Eingriff werden die Tiere entweder direkt oder nach 2 oder 7 Tagen getötet. Dazu werden sie in Narkose versetzt und mit dem Tötungsmittel T61 getötet. Die Harnröhre und Blase werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Zukunftsfonds des Bundesministeriums der Finanzen gefördert.

Bereich: Biomedizinische Technik, Urologie, Regenerationsforschung

Originaltitel: Replacing needle injection by a novel waterjet technology grants improved muscle cell delivery in target tissues

Autoren: Ruizhi Geng (1), Jasmin Knoll (1), Niklas Harland (2), Bastian Amend (2), Markus D. Enderle (3), Walter Linzenbold (3), Tanja Abruzzese (1), Claudia Kalbe (4), Elisabeth Kemter (5,6), Eckhard Wolf (5,6), Martin Schenk (7), Arnulf Stenzl (2), Wilhelm K. Aicher (1)*

Institute: (1) Klinik für Urologie, Universitätsklinikum Tübingen, Waldhörnlestraße 22, 72072 Tübingen, (2) Klinik für Urologie, Universitätsklinikum Tübingen, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (3) Erbe Elektromedizin GmbH, Tübingen, (4) Institut für Muskelbiologie und Wachstum, Forschungsinstitut für Nutztierbiologie, Dummerstorf, (5) Lehrstuhl für Molekulare Tierzucht und Biotechnologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Oberschleißheim, (6) Center for Innovative Medical Models, Ludwig-Maximilians-Universität München, Oberschleißheim, (7) Universitätsklinik für Allgemeine, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Tübingen, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: Cell Transplantation 2022; 31: 1-17

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5439

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer HT3/16 genehmigt. Die Mäuse werden im Alter von 6 Wochen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratory (Sulzfeld) bezogen und an der Universität Tübingen gehalten.

Im Alter von 7 Wochen werden den Mäusen menschliche Melanomzellen, das sind Zellen des Schwarzen Hautkrebs, unter die Haut der rechten Flanke gespritzt. Dadurch entwickeln sie Tumore. Die Tiere werden in vier Gruppen aufgeteilt. Einer der Gruppen wird 5 Mal wöchentlich ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Eine andere Gruppe bekommt täglich Ascorbat, das ist eine Form des Vitamin C, in die Bauchhöhle gespritzt. Der dritten Gruppe wird eine Mischung von Wirkstoff und Ascorbat in die Bauchhöhle gespritzt. Die vierte Gruppe erhält eine Injektion von Kochsalzlösung ohne Wirkstoff und Ascorbat in die Bauchhöhle. Die Tiere erhalten über die Versuchsdauer bis zu 20 Spritzen in die Bauchhöhle. Die Mäuse werden jeden zweiten Tag gewogen und die Größe der Tumore wird täglich gemessen. Schließlich werden die Mäuse mit Kohlendioxid erstickt und verschiedene Gewebe bzw. die vorhandenen Tumore für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Pascoe pharmazeutische Präparate GmbH und die Else-Übelmesser Stiftung unterstützt.

Bereich: Krebsforschung, Dermatologie

Originaltitel: Therapeutic efficacy of pharmacological ascorbate on Braf inhibitor resistant melanoma cells in vitro and in vivo

Autoren: Heike Niessner (1,2,3)*, Markus Burkard (1), Christian Leischner (1), Olga Renner (1), Sarah Plöger (2), Francisco Meraz-Torres (2), Matti Böcker (2), Constanze Hirn (2), Ulrich M. Lauer (4), Sascha Venturelli (1,5), Christian Busch (6), Tobias Sinnberg (2,3,7)*

Institute: (1) Fachgebiet für Biochemie der Ernährung, Institut für Ernährungswissenschaften, Universität Hohenheim, Stuttgart, (2)* Universitäts-Hautklinik, Sektion für Dermatologische Onkologie, Universitätsklinikum Tübingen, Liebermeisterstr. 25, 72076 Tübingen, (3) Exzellenzcluster iFIT (Image Guided and Functionally Instructed Tumor Therapies), Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (4) Medizinische Klinik Innere Medizin VIII, Universitätsklinikum Tübingen, Tübingen, (5) Abteilung für Vegetative und Klinische Physiologie, Physiologisches Institut Tübingen, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (6) Dermatologie zum Delfin, Winterthur, Schweiz, (7) Klinik für Dermatologie, Venerologie und Allergologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Berlin

Zeitschrift: Cells 2022; 11: 1229

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5438

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer 35-9185.81/G-184/16 genehmigt. Die 30 weiblichen Hausschweine sind ca. 3 Monate alt und wiegen ca. 30 kg.

Die Schweine werden narkotisiert, ihnen wird der Bauchraum aufgeschnitten und ein Teil der Bauchspeicheldrüse entfernt. Die Schnittstelle der Bauchspeicheldrüse wird vernäht, dann wird bei einer Gruppe Schweine ein Testgel und bei einer anderen Gruppe eine Kochsalzlösung auf den Stumpf aufgebracht. Das Testgel soll dabei anzeigen, ob der Stumpf der Bauchspeicheldrüse ausreichend vernäht worden ist, indem es sich verfärbt, sobald Bauchspeicheldrüsenflüssigkeit austritt. Hier wird nur die Verfärbung des Materials beobachtet, wenn tatsächlich Flüssigkeit aus der Bauchspeicheldrüse austritt, werden diese Leckagen nicht chirurgisch versorgt. Im Anschluss wird das zu testende Material mit Mulltüchern und durch Spülen mit Kochsalzlösung entfernt. Um besser überprüfen zu können, ob das zu testende Material einen toxischen Effekt hat, wird die Spülflüssigkeit in der Bauchhöhle belassen. Es wird ein Schlauch in die Bauchhöhle der Tiere gelegt, durch den später Proben der Wundflüssigkeit entnommen werden können. Der Schnitt im Bauch der Schweine wird wieder zugenäht.

In den folgenden 7 Tagen werden Proben von der Flüssigkeit genommen, die durch den Schlauch austritt. Vier Tiere werden 2 Tage nach der Operation getötet und untersucht. Eines der Tiere hört am vierten Tag nach der Operation auf, Nahrung zu sich zu nehmen und wird darauf hin erneut operiert. Bei dem Tier werden Verwachsungen und eine Aufblähung des Dünndarms festgestellt, es wird getötet. Sieben Tage nach der ersten Operation wird auch der Bauchraum der verbliebenen Tiere erneut aufgeschnitten. Bei den meisten Tieren werden dabei Verwachsungen, Abszesse oder Flüssigkeitsansammlungen gefunden. Im Anschluss an die Versuche werden alle Tiere in Narkose durch Spritzen von Kaliumchlorid getötet.

Zusätzlich wird Bauchspeicheldrüsengewebe von 6 weiteren Schweinen eingesetzt, die in einem Chirurgiekurs „verwendet“ wurden.

Die Arbeiten wurden durch die Heidelberger Stiftung Chirurgie und das Medtech 4 Health Programm der Schwedischen Regierungsagentur für Innovation Vinnova (Stockholm, Schweden) gefördert.

Bereich: Chirurgie, Wundheilung, Gastroenterologie, Biomaterialforschung

Originaltitel: SmartPAN: In vitro and in vivo proof-of-safety assessments for an intra-operative predictive indicator of postoperative pancreatic fistula

Autoren: Thomas M. Pausch (1)*, Marc Bartel (2), Jiaqu Cui (1), Ophelia Aubert (1), Clara Mitzscherling (1), Xinchun Liu (1), Bodil Gesslein (3), Peter Schuisky (3), Felix K. F. Kommoss (4), Thomas Bruckner (2), Mohammad Golriz (1), Arianeb Mehrabi (1), Thilo Hackert (1)*

Institute: (1) Klinik für Allgemein-, Viszeral-, und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 420, 69120 Heidelberg, (2) Institut für Rechtsmedizin und Verkehrsmedizin, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (3) Magle Chemoswed, Malmö, Schweden, (4) Pathologisches Institut, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Basic & Clinical Pharmacology & Toxicology 2022; 130: 542–552

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5437

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz (LAVES) unter der Nummer 33.9-42502-04-14/1463 genehmigt. Die Mäuse stammen aus dem Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften in Göttingen.

Die Tiere werden in zwei verschiedenen Käfigtypen gehalten. Die Käfige der ersten Gruppe sind 58 x 40 x 32 cm groß und enthalten zwei Stockwerke. Im unteren Stockwerk befindet sich ein kleiner Bereich mit Futter und ein größerer Bereich mit Wasser, drei Laufrädern, Material zum Nestbau und einem Haus. Die beiden Bereiche sind mit einer Tür verbunden, die sich nur in Richtung des Wasserbereichs öffnen lässt. Das obere Stockwerk besteht aus einem Labyrinth. Um vom Wasser zum Futter zu gelangen, müssen die Mäuse über eine Leiter in das obere Stockwerk steigen und das Labyrinth durchqueren, um dann durch eine Röhre zu dem Bereich mit Futter zu gelangen. Das Labyrinth wird dreimal in der Woche durch ein anderes Labyrinth ersetzt.

Die Mäuse der zweiten Gruppe leben in Standardkäfigen der Maße 36,5 x 20,7 x 14 cm, die aus nur einem Stockwerk bestehen und ausschließlich Material zum Nestbau enthalten.

Im Alter von über 12 Wochen wird den Tieren ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Der Kopf wird in einem stereotaktischen Rahmen fixiert. Die Kopfhaut wird auf einer Länge von 0,5 cm aufgeschnitten und ein Loch in den Schädel gebohrt, durch das Viren in das Gehirn gespritzt werden. Anschließend wird die Haut wieder zugenäht.

Drei bis 6 Wochen nach der Virusinjektion werden die Mäuse erneut in Narkose versetzt. Der Kopf der Tiere wird in einen stereotaktischen Rahmen gespannt. Die Kopfhaut wird entfernt und ein Halter wird auf den Schädel der Tiere geklebt. Es wird ein kreisförmiges, 2-3 mm großes Loch in den Schädel gefräst und der Knochen entfernt. Die Hirnhaut wird entfernt und ein dünner Schlauch eingeführt, durch den Flüssigkeit aus dem Gehirn abfließen kann. Die Öffnung im Schädel wird mit einer Glasplatte verschlossen, die auf den Schädelknochen geklebt wird. Anschließend werden die Mäuse mit dem Halter auf einer kippbaren Platte fixiert und mit einem hochauflösenden Mikroskop wird durch das Glasfenster im Schädel ihr lebendes Gehirn untersucht. Diese Untersuchung dauert 2,5 Stunden.

Vermutlich werden die Tiere im Anschluss getötet, in einer anderen Publikation erwähnen die Autoren aber, dass es möglich sei, das Gehirn der Tiere über einen Zeitraum von Tagen oder sogar Monaten durch das in ihren Schädeln eingebrachte „Fenster“ zu beobachten.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Niedersächsische Vorab (VolkswagenStiftung und Niedersächsisches Ministerium für Wissenschaft und Kultur) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Environmental enrichment enhances patterning and remodeling of synaptic nanoarchitecture as revealed by STED nanoscopy

Autoren: Waja Wegner (1,2), Heinz Steffens (1,2), Carola Gregor (3,4,5), Fred Wolf (5,6,7), Katrin I. Willig (1,2,5)*

Institute: (1) Optical Nanoscopy in Neuroscience, Mikroskopie im Nanometerbereich und Molekularphysiologie des Gehirns (CNMPB), Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (2)* Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Hermann-Rein-Str. 3, 37075 Göttingen, (3) Abteilung NanoBiophotonik, Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Göttingen, (4) Abteilung Optische Nanoskopie, Institut für Nanophotonik Göttingen, Göttingen, (5) Exzellenzcluster „Multiscale Bioimaging: von molekularen Maschinen zu Netzwerken erregbarer Zellen“ (MBExC), Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (6) Max-Planck-Institut für Dynamik und Selbstorganisation, Göttingen, (7) Göttingen Campus Institut für Dynamik biologischer Netzwerke (CIDBN), Göttingen

Zeitschrift: eLife 2022; 11: e73603

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5436

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 16/2073 genehmigt. Es werden Kreuzungen von unterschiedlich gentechnisch veränderten Tieren sowie nicht gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Die gentechnischen Veränderungen führen zu einer Anreicherung des Proteins ?-Synuclein in Nervenzellen und die betroffenen Tiere gelten als sogenannte „Modelle“ zur Untersuchung neurodegenerativer Erkrankungen wie Morbus Parkinson.

Die Auswirkungen der gentechnischen Veränderungen werden für einen Teil der Tiere in sechs verschiedenen Verhaltenstests beobachtet: (1) In einem der Tests wird überprüft, ob die Tiere in der Lage sind, ein Nest zu bauen. Dazu wird ihnen ein Papiertuch in den Käfig gelegt und 24 Stunden später überprüft, ob die Tiere das Tuch zum Nestbau verwendet haben und wie gut das Nest gebaut wurde. (2) In einem weiteren Versuch wird die Bewegung der Mäuse beobachtet, um auf ihre Koordination und Bewegungsaktivität zurückzuschließen. (3) Die Mäuse werden für 5 Minuten in ein Feld gesetzt, in dem sich zwei identische weiße Plastikboxen befinden, dies wird zwei Tage lang wiederholt. Dann wird eine der Plastikboxen durch einen Stein ersetzt. Es wird beobachtet, wie oft sich die Mäuse dem Stein oder der Plastikbox nähern, um daraus Rückschlüsse auf ihr Gedächtnis zu ziehen. (4) Die Tiere werden auf ein sogenanntes „erhöhtes Plus Labyrinth“ gesetzt, welches aus zwei sich kreuzenden Stegen besteht, die die 4 Arme des Labyrinths bilden. Zwei der Arme haben keine und zwei haben Seitenwände. Es wird gemessen, wie lange sich die Tiere in den offenen oder geschützten Armen des Labyrinths aufhalten. Daraus sollen Rückschlüsse auf die Ängstlichkeit der Tiere gezogen werden. (5) In einem weiteren Test werden die Tiere für 3 Minuten in eine neue Umgebung gesetzt. Dann wird ihnen für 30 Sekunden ein hoher Ton vorgespielt und für 2 Sekunden über die Füße ein Stromschlag zugefügt. Am nächsten Tag werden die Tiere erneut in dieselbe Umgebung gesetzt, in der sie zuvor den Stromschlag erhalten haben. Ebenso werden die Tiere in eine neue/andere Umgebung gesetzt und ihnen der Ton vorgespielt, der den Stromschlag begleitet hat. Am Verhalten der Tiere soll abgelesen werden, ob sie die Umgebung oder den Ton mit dem Stromstoß in Verbindung bringen und ängstlich reagieren. (6) Die Mäuse werden auf eine Stange gesetzt, die sich mit steigender Geschwindigkeit dreht. Es wird gemessen, wie lange sich die Tiere halten können, bevor sie herunterfallen.

Die Tiere mit den gentechnischen Veränderungen schneiden bei einem Teil der Tests wesentlich schlechter ab, insbesondere sind die Bewegungsaktivität, das assoziative Lernen sowie die Fähigkeit zum Nestbau beeinträchtigt und die Tiere reagieren ängstlicher.

Für einen Teil der Tiere wird die Lebensdauer untersucht, indem gewartet wird, bis sie sterben. Bedingt durch die genetischen Veränderungen ist ihre Lebenserwartung verkürzt.

Andere Tiere werden mit Kohlendioxid betäubt, dann werden sie getötet, indem ihr Kopf fixiert wird und am Schwanz gezogen wird, wodurch das Rückenmark im Bereich der Halswirbelsäule reißt. Das Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Gesundheit, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Alzheimer’s Drug Discovery Foundation (USA), das U.S. Department of Agriculture, Agricultural Research Service (USA), das Instituto Carlos III (Spanien) und das Spanische Gesundheitsministerium gefördert.

Bereich: Parkinson-Forschung, Neurologie, Neuropathologie

Originaltitel: Cellular prion protein mediates ?-synuclein uptake, localization, and toxicity in vitro and in vivo

Autoren: Tobias Thom (1), Matthias Schmitz (1)*, Anna-Lisa Fischer (1), Angela Correia (1), Susana Correia (1), Franc Llorens (1,2,3), Anna-Villar Pique (1,2,3), Wiebke Möbius (4), Renato Domingues (5), Saima Zafar (1,6), Erik Stoops (7), Christopher J. Silva (8), Andre Fischer (9,10,11), Tiago F. Outeiro (5,12,13), Inga Zerr (1)

Institute: (1) Klinik für Neurologie, Universitätsmedizin Göttingen und Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Georg-August Universität Göttingen, Robert-Koch-Str. 40, 37075 Göttingen, (2) Network Center for Biomedical Research of Neurodegenerative Diseases (CIBERNED), Institute Carlos III, Madrid, Spanien, (3) Bellvitge Biomedical Research Institute, L’Hospitalet de Llobregat, Barcelona, Spanien, (4) Abteilung Neurogenetik, Max-Planck-Institut für Experimentelle Medizin, Göttingen, (5) Abteilung für Experimentelle Neurodegeneration, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (6) Biomedical Engineering and Sciences Department, School of Mechanical and Manufacturing Engineering, National University of Sciences and Technology, Islamabad, Pakistan, (7) ADx NeuroSciences, Gent, Belgien, (8) Produce Safety & Microbiology Research Unit, Western Regional Research Center, United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Albany, USA, (9) Forschungsgruppe Epigenetik und Systemmedizin bei Neurodegenerativen Erkrankungen, Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Göttingen, (10) Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (11) Exzellenzcluster Multiscale Bioimaging (MBExC), Georg-August Universität Göttingen, Göttingen, (12) Max-Planck-Institut für Experimentelle Medizin, Göttingen, (13) Translational and Clinical Research Institute, Faculty of Medical Sciences, Newcastle University, Newcastle Upon Tyne, Großbritannien

Zeitschrift: Movement Disorders 2021; 37(1): 39-51

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5435

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde, vermutlich dem Landesamt für Soziales, Gesundheit und Verbraucherschutz Saarland, unter den Nummern 30/2015 und 26/2020 genehmigt. Es werden männliche 8 bis 10 Wochen alte Mäuse eingesetzt, deren Immunsystem nicht richtig funktioniert. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld) und werden am Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie (Homburg/Saar) gehalten.

Die Studie ist in zwei Teile aufgeteilt. Im ersten Teil werden 15 Mäuse durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert, aufgeschnitten und Sphäroide in die Prostata der Tiere injiziert. Sphäroide, das sind kleine Zellklümpchen, welche in diesem Versuch aus Zellen eines menschlichen Prostatakrebses bestehen. Über einen Zeitraum von bis zu 4 Monaten werden die Tiere alle zwei Wochen mit einem bildgebenden Verfahren (Ultraschall oder Computertomographie) untersucht. Zusätzlich wird zu verschiedenen Zeitpunkten Blut abgenommen. Die Blutabnahme erfolgt aus dem Venengeflecht hinter dem Augapfel, wofür üblicherweise eine Glaskapillare unter drehenden Bewegungen in den inneren Augenwinkel geschoben wird, bis Blut in die Kapillare eintritt, was zu Beeinträchtigungen des Sehvermögens der Tiere führen kann. 6, 8 und 10 Wochen nach der Tumor-Injektion wird jeweils ein Teil der Tiere auf nicht genannte Art getötet, ihnen werden Lymphknoten entnommen und auf Metastasen untersucht. Bei einem anderen Teil der Mäuse wird zu den gleichen Zeitpunkten nach dem Einimpfen des Tumors der Prostatatumor entfernt. Dazu werden sie erneut narkotisiert, aufgeschnitten und der Tumor wird herausgeschnitten. Zehn Wochen nach dem Spritzen der Sphäroide ist der Tumor bereits so groß, dass er nicht mehr vollständig entfernt werden kann und 8 Wochen nach dem Spritzen der Sphäroide haben alle Tiere Metastasen in den Lymphknoten.

Die Nager, bei denen der Tumor entfernt wurde, werden weiter mit bildgebenden Verfahren untersucht. Nach der letzten Untersuchung wird den Tieren unter Narkose der Bauch aufgeschnitten und ihre Lymphknoten sowie Blut aus einer in Brust- und Bauchhöhle verlaufenden Vene werden entnommen. Dann werden die Tiere auf nicht genannte Art getötet.

Im zweiten Teil der Studie werden 64 Mäusen wie oben beschrieben ebenfalls Tumorsphäroide in die Prostata injiziert. 5 Tiere überleben diesen Eingriff nicht. Bei einem Teil der überlebenden Tiere wird 8 Wochen später der Primärtumor entfernt, andere Tiere erhalten eine Scheinoperation, bei der lediglich der Bauch der Tiere aufgeschnitten und wieder zugenäht, der Tumor jedoch in der Prostata belassen wird. 30 von 59 Mäusen überleben diese Operation nicht oder sterben kurz darauf an den Folgen des Eingriffs. Die verbleibenden Tiere werden, wie im ersten Versuchsteil beschrieben, alle zwei Wochen mit einem bildgebenden Verfahren untersucht und es wird Blut aus den Gefäßen hinter dem Augapfel entnommen. Die Tiere, die die Scheinoperation erhalten haben, sterben alle innerhalb von 10 Wochen nach der 2. Operation. Von den Mäusen, bei denen der Tumor entfernt wurde, sterben 80 %. Die restlichen Tiere werden getötet.

Die Arbeiten wurden durch die European Association of Urology Research Foundation, gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Andrologie, Chirurgie

Originaltitel: Primary tumor resection decelerates disease progression in an orthotopic mouse model of metastatic prostate cancer

Autoren: Johannes Linxweiler (1)*, Turkan Hajili (1), Philip Zeuschner (1), Michael D. Menger (2), Michael Stöckle (1), Kerstin Junker (1), Matthias Saar (1)

Institute: (1) Klinik für Urologie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät des Saarlandes, Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar, (2) Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät des Saarlandes, Universität des Saarlandes, Geb. 65 und 66, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar

Zeitschrift: Cancers 2022; 14: 737

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5434

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesverwaltungsamt Sachsen-Anhalt unter der Nummer 42502–2-1459 Uni MD genehmigt. Es werden Nacktmäuse mit einem eingeschränkten Immunsystem verwendet, die von der Versuchstierzucht Charles River (Frankreich) bezogen werden.

Einem Teil der Mäuse werden im Alter von 10 Wochen menschliche Meningiom-Zellen, das sind Tumorzellen der Hirnhäute, beidseits unter die Haut der Flanken gespritzt. Ein Teil dieser Mäuse erhält dabei gentechnisch veränderte Tumorzellen, der andere Teil der Mäuse unveränderte Tumorzellen. Das Tumorwachstum wird beobachtet. Die Mäuse werden auf nicht genannte Art getötet, sobald der Tumor eine Größe von 1,5 cm erreicht. Die Tumore und Lungen werden aus den Tieren herausgeschnitten und weiter untersucht. Bei bis zu 40% der Tiere haben sich nach 3 Wochen Lungenmetastasen gebildet.

Andere Mäuse werden im Alter von mindestens 8 Wochen durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle in Narkose versetzt. Der Kopf der Tiere wird in einen stereotaktischen Rahmen eingespannt, die Kopfhaut wird aufgeschnitten und 1 oder 2 Löcher in den Schädel gebohrt. In jedes dieser Löcher werden in 1 oder 7,5 mm Tiefe menschliche Tumorzellen gespritzt, dann wird die Kopfhaut mit einem Gewebekleber verschlossen. Einem Teil der Tiere wird 2 Mal täglich ein zu testender Wirkstoff mit einer Schlundsonde verabreicht, andere Tiere erhalten eine Lösung ohne Wirkstoff oder gar nichts. Die Tiere leben nach dem Injizieren der Tumorzellen noch zwischen 15 und 25 Tage; ob sie dann sterben oder getötet werden, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Wilhelm Sander-Stiftung und die Deutsche Krebshilfe gefördert.

Bereich: Neuropathologie, Krebsforschung

Originaltitel: AKT1E17K-mutated meningioma cell lines respond to treatment with the AKT inhibitor AZD5363

Autoren: Peter John (1), Natalie Waldt (1), Josephine Liebich (1), Christoph Kesseler (1), Stefan Schnabel (2), Frank Angenstein (3), I Erol Sandalcioglu (4), Cordula Scherlach (5), Felix Sahm (6), Elmar Kirches (1), Christian Mawrin (1)*

Institute: (1) Institut für Neuropathologie, Otto-von-Guericke Universität, Leipziger Str. 44, 39120 Magdeburg, (2) Fachbereich Neurochirurgie, Paracelsus-Klinik Zwickau, Zwickau, (3) Forschergruppe Funktionales Neuroimaging, Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Magdeburg, (4) Universitätsklinik für Neurochirurgie, Otto-von-Guericke Universität, Magdeburg, (5) Institut für Neuroradiologie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (6) Abteilung für Neuropathologie, Universitätsklinikum Heidelberg

Zeitschrift: Neuropathology and Applied Neurobiology 2022; 48: e12780

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5433

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe und das Regierungspräsidium Oberbayern genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse verwendet und nicht veränderte Mäuse, die aus der Versuchstierzucht Charles River (Sulzbach) stammen. Die Versuche werden an der Interfakultären Biomedizinischen Forschungseinrichtung (IBF) der Universität Heidelberg sowie am Zentrum für Neuropathologie der Medizinischen Fakultät der Ludwig-Maximilians-Universität München durchgeführt.

Im Alter von 8 bis 12 Wochen werden die Mäuse in Narkose versetzt. Den Tieren wird der Bauch aufgeschnitten und es werden Bauspeicheldrüsenkrebs-Zellen in ihre Bauchspeicheldrüse gespritzt. Die Tumore können über einen Zeitraum von 4 Wochen wachsen. In diesem Zeitraum verstirbt ungefähr die Hälfte der Tiere. Ob sie an den Folgen des Tumors sterben oder zuvor getötet werden, wird nicht erwähnt. Nach 4 Wochen werden die noch lebenden Tiere getötet, indem ihr Kopf fixiert wird und dann ruckartig an ihrem Schwanz gezogen wird, wodurch das Rückenmark im Bereich der Halswirbelsäure reißt. Die Milz und der Tumor werden entnommen und der Bauchraum auf Metastasen geprüft. Bei über einem Drittel der Tiere werden Metastasen gefunden.

In einem zweiten Versuchsteil werden weitere Tiere ebenfalls der Operation mit dem Einimpfen der Tumorzellen unterzogen. Dann werden die Tiere in zwei Gruppen unterteilt, denen zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Injektion der Krebszellen insgesamt 5 Mal einer von zwei verschiedenen Antikörpern in die Bauchhöhle gespritzt wird. Von diesen Mäusen sterben fast alle innerhalb von 80 Tagen. Die überlebenden Mäuse werden im Anschluss, vermutlich ebenso wie im ersten Versuchsteil beschrieben, getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Deutsche Krebshilfe, die medizinische Fakultät der Universität Heidelberg und das Deutsche Konsortium für Translationale Krebsforschung gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Pivotal antitumor role of the immune checkpoint molecule B7-H1 in pancreatic cancer

Autoren: Alexandr V. Bazhin (1), Katharina von Ahn (1), Jasmin Fritz (1), Henriette Bunge (1), Caroline Maier (1), Orkhan Isayev (2), Florian Neff (3), Jens T. Siveke (3,4), Svetlana Karakhanova (1)*

Institute: (1) Klinik für Allgemein-, Viszeral-, und Transplantationschirurgie, Universität Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 420, 69120 Heidelberg, (2) Department of Cytology, Embryology, and Histology, Azerbaijan Medical University, Baku, Aserbaidschan, (3) Division of Solid Tumor Translational Oncology, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ) und Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung, Standort Universitätsmedizin Essen, Heidelberg, (4) Brückeninstitut für Experimentelle Tumortherapie (BIT), Westdeutsches Tumorzentrum Essen, Universitätsmedizin Essen, Universität Duisburg-Essen, Essen

Zeitschrift: OncoImmunology 2022; 11(1): e2043037

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5432

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Ansbach, Mittelfranken, unter der Nummer 621-2532.31-5/00 genehmigt. Die Schweine nicht genannter Herkunft sind weiblich und ausgewachsen. Als Rasse wird „Hausschwein“ angegeben. Unter Narkose wird bei den Tieren ein Schnitt über dem Schädeldach gemacht und die Haut zur Seite geklappt. In den Schädel werden je Tier 10 Löcher von 1 cm Durchmesser und 1 cm Tiefe gebohrt. Jeweils 3 Löcher werden mit 3 unterschiedlichen Materialien gefüllt: A) körpereigenes Knochenmaterial, B) kommerziell erhältliches Knochenmaterial vom Menschen und C) kommerziell erhältliches Knochenmaterial vom Rind. Das jeweils 10. Loch wird frei gelassen. Knochenhaut und Kopfhaut werden vernäht. Das körpereigene Knochenmaterial stammt aus den Bohrlöchern des jeweiligen Tieres und wird mit einer Knochenmühle zerkleinert. Nach 1, 8 und 12 Wochen werden jeweils 3 Schweine getötet, indem unter Betäubung Pentobarbital in eine Ohrvene injiziert wird. Die Gruppe von 3 Schweinen, die 12 Wochen überleben soll, wird zuvor noch Farbinjektionen unterzogen. Mit einigen Wochen Abstand wird jeweils ein anderer Farbstoff, der sich im wachsenden Knochen ablagert und so nach Tötung der Tiere sichtbar wird, in einen Muskel gespritzt.

Die Arbeit wurde von der Firma Tutogen Medical unterstützt, der Firma, von der die getesteten Knochenmaterialen stammen.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Kieferorthopädie, Tissue Engineering, Implantologie, Wiederherstellungschirurgie

Originaltitel: Bone regeneration in osseous defects - application of particulated human and bovine materials

Autoren: Christian Tudor (1)*, Safwan Srour (1), Michael Thorwarth (2), Philipp Stockmann (1), Friedrich Wilhelm Neukam (1), Emeka Nkenke (1), Karl Andreas Schlegel (1), Endre Felszeghy (3)

Institute: (1) Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen, Glückstr. 11, 91054 Erlangen, (2) Klinik und Poliklinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Jena, Jena, (3) Department of Forensic Medicine, Semmelweis University Budapest, Budapest, Ungarn

Zeitschrift: Oral Surgery, Oral Medicine, Oral Pathology, Oral Radiology, and Endodontology 2008; 105: 430-436

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5431

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Ansbach, Mittelfranken, unter der Nummer 621.2531.31-14-01 genehmigt. Die Schweine sind weiblich und etwa 18 Monate alt. Die Herkunft der Tiere wird nicht erwähnt. Als Rasse wird „Hausschwein“ angegeben. Unter Narkose wird bei den Tieren ein Schnitt über dem Schädeldach gemacht und die Haut zur Seite geklappt. In den Schädel werden je Tier 9 Löcher von 1 cm Durchmesser und 0,7 cm Tiefe gebohrt. In alle Löcher wird ein Zahnimplantat geschraubt, das nicht über den Knochenrand hinausragt. Die Löcher sind größer als die Implantate, so dass Platz zwischen Implantat und Knochen ist. Diese Zwischenräume werden nun nach einem Zufallsmuster auf 4 unterschiedliche Weise gefüllt: A) Kollagen mit Liposomen-Vektoren (kleine Vesikel), die menschliche genetische Information für ein Knochenprotein enthalten, B) nur Kollagen, C) zerkleinertes Knochenmaterial aus dem eigenen Körper mit den Liposomen-Vektoren und D) nur eigenes Knochenmaterial. Das körpereigene Knochenmaterial stammt aus den Bohrlöchern des jeweiligen Tieres und wird mit einer Knochenmühle zerkleinert. Das Kollagen stammt vom Rind. 7 und 28 Tage nach der Operation werden jeweils einige Schweine durch Injektion von Pentobarbital in die Ohrvene getötet. Der Schädelknochen wird untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und den Verband der Deutschen Dental-Industrie e.V. unterstützt.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Gentherapie, Tissue Engineering, Implantologie

Originaltitel: Bone regeneration after topical BMP-2-gene delivery in circumferential peri-implantat bone defects

Autoren: Rainer Lutz (1)*, Jung Park (1), Endre Felszeghy (2), Jörg Wiltfang (3), Emeke Nkenke (1), Karl Andreas Schlegel (1)

Institute: (1) Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen, Glückstr. 11, 91054 Erlangen, (2) Department of Forensic Medicine, Semmelweis University Budapest, Budapest, Ungarn, (3) Klinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Kiel

Zeitschrift: Clinical Oral Implants Research 2008; 19: 590-599

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5430

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Ansbach, Mittelfranken, unter der Nummer 54-2531.31-28/05 genehmigt. Die Schweine sind weiblich, etwa 18 Monate alt und 110 kg schwer. Die Herkunft der Tiere wird nicht erwähnt. Als Rasse wird „Hausschwein“ angegeben. Zunächst wird unter Narkose am Unterschenkel die Haut aufgeschnitten und etwas Fettgewebe sowie Knochenhaut vom Schienbein entnommen. Mit einer Nadel wird in das Knochenmark des Scheinbeins gestochen, um 10 Milliliter Knochenmark zu gewinnen. Die Schweine erhalten Schmerzmittel für 3 Tage. Die Gewebeproben werden aufbereitet und in kleine Gerüste aus Kollagen vom Rind gefüllt.

Nach mindestens 4 Wochen erfolgt die zweite Operation. Es wird ein langer Schnitt über dem Schädeldach der Tiere gemacht und die Haut zur Seite geklappt. In den Schädel werden jeweils 8 Löcher von 1 cm Durchmesser und 1 cm Tiefe gebohrt. Die Löcher sind mindestens 1 cm voneinander entfernt. Die 8 Löcher werden mit den unterschiedlich gefüllten Kollagengerüsten gefüllt: 2 mit Fettgewebezellen, 2 mit Knochenhautzellen, 2 mit Knochenmarkzellen und 2 nur mit Kollagen. Die Haut über dem Schädeldach wird vernäht. Nach 7, 14, 30, 60 und 90 Tagen werden jeweils einige Schweine durch Injektion von Pentobarbital in eine Ohrvene getötet. Die Schädelknochen werden untersucht.

Die Arbeit wurde durch die ELAN-Fonds der Universität Erlangen-Nürnberg unterstützt.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Wiederherstellungschirurgie, Tissue Engineering, Kieferorthopädie, Implantologie

Originaltitel: Guided bone regeneration in pig calvarial bone defects using autologous mesenchymal stem/progenitor cells – A comparison of different tissue sources

Autoren: Philipp Stockmann (1), Jung Park (2)*, Cornelius von Wilmowsky (1), Emeka Nkenke (1), Endre Felszeghy (3), Jan-Friedrich Dehner (4), Christian Schmitt (1), Christian Tudor (1), Karl Andreas Schlegel (1)

Institute: (1) Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen, Glückstr. 11, 91054 Erlangen, (2), Kinderklinik, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (3) Department of Oral Forensic Medicine, Semmelweis University Budapest, Budapest, Ungarn, (4) Klinik für Mund-, Kiefer-, Plastische Chirurgie, Universitätsklinikum der Goethe-Universität Frankfurt, Frankfurt/M.

Zeitschrift: Journal of Cranio-Maxillo-Facial Surgery 2012; 49: 310-320

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5429

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer 521-2521.31-13/96 genehmigt. Die Ratten der Zuchtlinie Wistar stammen von der Firma Charles River Deutschland. Bei 60 Ratten wird zunächst auf der rechten Halsseite ein 5x5 cm großes Gewebestück bestrahlt. 30 Tiere erhalten eine Strahlendosis von 30 Gy und 30 Ratten 50 Gy. Die Bestrahlung erfolgt über einen Zeitraum von 14 Tagen alle 3-5 Tage für 1,5–2 Minuten.

Vier Wochen später werden alle Tiere, auch die 42 nicht-bestrahlten, unter Narkose einer Operation unterzogen. Auf der Innenseite des rechten Oberschenkelmuskels wird ein 2,5x2,5 cm großes Stück Gewebe mit Haut, Muskeln und Blutgefäßen herausgeschnitten. Die Wunde wird zugenäht. An der bestrahlten Stelle des Halses wird ein 3x3 cm großes Haut-Muskel-Stück herausgeschnitten und das Transplantat vom Bein eingesetzt. Blutgefäße, Muskeln und Haut werden jeweils miteinander vernäht. Bei den nicht bestrahlten Tieren wird an der rechten Halsseite auf gleiche Weise verfahren. In den folgenden 1 bis 7 Tagen wird das Anwachsen des Transplantats beobachtet. Bei 13 Tieren geht das Transplantat nicht an, darunter bei 8 aus der am stärksten bestrahlten Gruppe. Das weitere Schicksal der Ratten wird nicht beschrieben, wahrscheinlich werden sie getötet.

Die Arbeit wurde unterstützt vom Elan-Programm und von der Medizinischen Fakultät der Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg.

Bereich: Transplantationsmedizin, Wiederherstellungschirurgie

Originaltitel: Experimental model for transplantation of a modified free myocutaneous gracilis flap to an irradiated neck region in rats

Autoren: Stefan Schultze-Mosgau (1)*, Ludwig Keilholz (2), Franz Rödel (2), Dirk Labahn (3), Friedrich Wilhelm Neukam (1)

Institute: (1) Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen, Glückstr. 11, 91054 Erlangen, (2) Strahlenklinik, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (3) Institut für Tierschutz, Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen

Zeitschrift: International Journal of Oral & Maxillofacial Surgery 2001; 30: 63-69

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5428

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Franken unter der Nummer 54-2531.31-25/07 genehmigt. Herkunft, Alter und Größe der Schweine werden nicht genannt. Als Rasse wird „Hausschwein“ angegeben. Bei allen 8 Tieren wird unter Vollnarkose ein 5 cm langer Schnitt in die Schleimhaut am Unterkiefer gemacht und ein 3 x 2,5 cm großes Stück Knochen wird aus dem Unterkiefer herausgeschnitten. Das Knochenstück wird autoklaviert, d.h. durch Hitze keimfrei gemacht. Bei vier Schweinen wird es dann an die gleiche Stelle im Knochen wieder eingesetzt und mit einer Knochenplatte aus Metall und Schrauben fixiert. Bei 4 Schweinen wird das Knochenstück vor dem Einsetzen mit Knochenmarkzellen bestückt, die einige Zeit vor der Operation von dem jeweiligen Schwein aus dem Schienbeinentnommen wurden. Die Entnahme erfolgt mit einer speziellen Nadel, die durch Haut und Knochen gestochen wird, um etwas Knochenmark abzusaugen.

120 Tage nach der Operation werden die Schweine betäubt und durch Injektion von Pentobarbital in eine Vene getötet. Die Unterkieferknochen werden untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Implantologie, Wiederherstellungschirurgie, Kieferorthopädie, Tissue Engineering

Originaltitel: Reconstruction of a mandibular defect with autogenous, autoclaved bone grafts and tissue engineering: An in vivo pilot study

Autoren: Cornelius von Wilmowsky (1)*, Sophie Schwarz (1), Josef Matthias Kerl (2), Safwan Srour (1) Michael Lell (3), Endre Felszeghy (4), Karl Andreas Schlegel (1)

Institute: (1) Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen, Glückstr. 11, 91054 Erlangen, (2), Institut für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinikum Frankfurt, Frankfurt/M., (3) Radiologisches Institut, Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (4) Department of Oral Forensic Medicine, Semmelweis University Budapest, Budapest, Ungarn

Zeitschrift: Journal of Biomedical Materials Research Part A 2010; 93(4): 1510-1518

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5427

Versuchsbeschreibung: Es wird nicht erwähnt, wo die Versuche genehmigt werden. Es werden Zebrafische beider Geschlechter verwendet, die mit gentechnischen Methoden so verändert wurden, dass bei ihnen durch Behandlung mit dem Antibiotikum Metronidazol die Zellen der Herzklappen zerstört werden. Um das zu erreichen, werden die Fische einzeln in einem Behälter gehalten, in den das Antibiotikum gelöst ist. Das Medikament wird nach 6 Stunden durch mehrmaligen Wasserwechsel entfernt. Die Fische werden zu einem nicht beschriebenen Zeitpunkt narkotisiert und auf ihrem Rücken gelagert in ein Bett aus Knetmasse gelegt. Es werden Ultraschalluntersuchungen gemacht und die Tiere werden danach wieder in ein Becken zur Erholung gebracht. Die Tiere werden auf unbeschriebene Weise getötet und ihnen werden für weitere Analysen die Herzen entnommen. Teilweise wird den Tieren 3 Stunden vor ihrem Tod in die Bauchhöhle eine Lösung gespritzt. Einer anderen Gruppe von Fischen wird 24 Stunden vor und einmalig 1-2 Tage nach der Behandlung mit Metronidazol ein Wirkstoff ins Wasser gegeben. Wiederum andere Tiere bekommen an drei aufeinanderfolgenden Tagen vor der Metronidazolbehandlung einen Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt.

Zusätzlich finden weitere Versuche statt, bei dem Nierenmark von Fischen in zuvor bestrahlte andere Fische transplantiert wird. Für diese Röntgenbestrahlung, die 1 x täglich an den zwei Tagen vor der Transplantation stattfindet, werden die Fische einzeln in Petrischalen gelegt. 10 ml einer Lösung, die das Nierenmark anderer Fische enthält, wird dann den bestrahlten Tieren in die Bauchhöhle gespritzt. Einen Monat nach der Transplantation werden die Fische auch der Behandlung mit dem Antibiotikum unterzogen, anschließend getötet und ihre Herzen werden untersucht.

Außerdem werden Hitzeschockbehandlungen mit einigen Tieren durchgeführt, wobei die Tiere 30 Minuten in ein 33°C warmes Wasser kommen.

Die Studie wurde durch die Max-Plack-Gesellschaft und die Leducq-Stiftung unterstützt.

Bereich: Regenerationsforschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: TGF-beta signaling promotes tissue formation during cardiac valve regeneration in adult zebrafish

Autoren: Anabela Bensimon-Brito (1), Srinath Ramkumar (1), Giulia L. M. Boezio (1,10), Stefan Günther (2), Carsten Künne (3), Christian S. M. Helker (1), Héctor Sánchez-Iranzo (4), Dijana Iloska (5), Janett Piesker (6), Soni Pullamsetti (5), Nadia Mercader (7,8), Dimitris Beis (9), Didier Y. R. Stainier (1)*

Institute: (1) Abteilung Genetik der Entwicklung, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Ludwigstr. 43, 61231 Bad Nauheim, (2) Bioinformatics and Deep Sequencing Platform, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (3) Bioinformatics Core Unit, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (4) Zellbiologie und Biophysik, EMBL Heidelberg, Heidelberg, (5) Abteilung Entwicklung und Umbau der Lunge, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (6) Wissenschaftliche Servicegruppe Mikroskopie Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (7) Institut für Anatomie, Universität Bern, Bern, Schweiz, (8) Centro Nacional de Investigaciones Cardiovasculares, CNIC, Madrid, Spanien, (9) Developmental Biology, Biomedical Research Foundation of the Academy of Athens, Athen, Griechenland

Zeitschrift: Developmental Cell 2020; 52(1): 9-20.e7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5426

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden vom Ministerium für Energiewende, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung des Landes Schleswig-Holstein unter der Nummer 26-3/18 genehmigt. Die Versuche finden an 10-16 Wochen alten Mäusen statt, die im Forschungszentrum Borstel gezüchtet wurden. Die Tiere erhalten unter die Haut einen Impfstoff gegen Tuberkulose gespritzt (BCG-Impfung). Diesen Tieren, sowie auch ungeimpften Tieren wird in eine Vene ein Erreger gespitzt, der bei Nagetieren Malaria auslöst (Plasmodium berghei). Die Infektion wird mittels einer Untersuchung aus dem Blut vom Schwanz der Mäuse bestätigt. Vom 6. bis 12. Tag nach der Infektion wird das Verhalten der Tiere beobachtet. Bei vielen Tieren wird das Gehirn von dem Erreger befallen (zerebrale Malaria). Falls sie Symptome einer schweren neurologischen Erkrankung aufweisen, werden sie getötet. Einige Tiere bekommen an Tag 8 nach der Infektion einen Farbstoff in eine Vene gespritzt, um die Funktionsfähigkeit der Blut-Hirn-Schranke sichtbar zu machen. Eine Stunde später werden sie durch Spritzen einer Salzlösung ins Herz getötet und ihre Gehirne zur weiteren Untersuchung entnommen. Alle weiteren Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten der Infektion ebenfalls getötet, ihnen wird Blut abgenommen und das Gehirn und die Milz herausgenommen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Parasitologie, Infektionsforschung, Neurologie

Originaltitel: BCG provides short-term protection from experimental cerebral malaria in mice

Autoren: Julia Witschkowski (1), Jochen Behrends (2), Roland Frank (3), Lars Eggers (1), Linda von Borstel (1), David Hertz (1), Ann-Kristin Mueller (3,4), Bianca E. Schneider (1)*

Institute: (1) Nachwuchsgruppe Koinfektion, Programmbereich Infektionen, Forschungszentrum Borstel, Leibniz Lungenzentrum, Parkallee 1-40, 23845 Borstel, (2) Zentrale Einheit Fluoreszenz-Zytometrie, Forschungszentrum Borstel, Leibniz Lungenzentrum, Borstel, (3) Zentrum für Infektiologie, Parasitologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (4) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), TTU Malaria, Heidelberg

Zeitschrift: Vaccines 2020; 8(4): 745

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5425

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Ministerium für Energiewende, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung des Landes Schleswig-Holstein genehmigt (Genehmigungsnummer: 113-09/16). Die Mäuse werden von Charles River (Sulzfeld) bezogen und die Versuche finden im Forschungszentrum Borstel statt. Die Tiere werden mit dem Erreger der Erkrankung Tuberkulose infiziert, indem die Tiere 40 Minuten lang einem Aerosol, das die Bakterien enthält, ausgesetzt werden. Ab dem ersten Tag nach der Infektion erhalten die Mäuse täglich ein Medikament (Doramapimod). Andere Tiere erhalten stattdessen ein Kontrollmedikament ohne den Wirkstoff. Zu verschiedenen Zeitpunkten, spätestens jedoch nach 28 Tagen Behandlung werden die Tiere auf nicht beschriebene Weise getötet und die Milz und die Lungen werden ihnen entnommen.

In einem weiteren Versuch erhalten die Mäuse erst 28 Tage nach der Infektion das Medikament, andere Tuberkulosemedikamente (Antibiotika) oder eine Kombination aus Doramapimod und den Antibiotika. Diese Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten, spätestens jedoch nach 56 Tagen Infektion getötet, und auch ihre Lungen und Milzen werden für weitere Untersuchungen aus den Tieren herausgeschnitten.

Die Studie wurde durch die Thematic Translational Unit Tuberculosis (TTU TB), das Deutsche Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), dem Zentrum für Molekulare Medizin Köln und die Innovative Medicines Initiative 2 Joint Undertaking (JU) gefördert.

Bereich: Pharmakologie, Infektionsforschung, Lungenforschung

Originaltitel: Chemical p38 MAP kinase inhibition constrains tissue inflammation and improves antibiotic activity in Mycobacterium tuberculosis-infected mice

Autoren: Christoph Hölscher (1,2)*, Jessica Gräb (3,4,5), Alexandra Hölscher (1,2), Annie Linnea Müller (6,7), Stephan C. Schäfer (6,7), Jan Rybniker (3,4,5)*

Institute: (1) Abteilung für Infektionsimmunologie, Forschungszentrum Borstel, Parkallee 30, 23845 Borstel, (2) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Standort Borstel, Parkallee 1-40, 23845 Borstel, (3) Innere Medizin I, Abteilung für Infektionskrankheiten, Universitätsklinikum Köln, Robert-Koch Straße 21, 50931 Köln, (4) Zentrum für Molekulare Medizin Köln, Universität zu Köln, Robert-Koch Straße 21, 50931 Köln, (5) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Standort Köln, Köln, (6) Institut für Pathologie, Universitätsklinikum Köln, Köln, (7) Institut für Pathologie Im Medizin Campus Bodensee, Friedrichshafen

Zeitschrift: Scientific Reports 2020; 10: 13629

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5424

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird durch die Landesregierung Schleswig-Holstein unter der Nummer V244 – 77012/2016 (105-8/15) genehmigt. Es handelt sich um eine Vorstudie, der weitergehende Studien und Versuche folgen sollen. 3 Wochen alte männliche und weibliche Mäuse werden für 6 Wochen steigenden Dosen von Zigarettenrauch ausgesetzt. Dafür werden sie in einer Ganzkörperkammer gehalten, in die einmal pro Tag für eine Stunde an 5 Tagen in der Woche der Zigarettenrauch eingebracht wird. Wöchentlich werden sie gewogen. Kontrolltiere werden für diesen Zeitraum bei normaler Raumluft gehalten. Anschließend werden die Tiere mit Mäusen gepaart, die keinem Zigarettenrauch ausgesetzt waren. Das Körpergewicht der Nachkommen wird in den ersten 21 Lebenstagen erhoben. Es ist davon auszugehen, dass die väterlichen Tiere nach dem Versuch getötet werden, da in weiteren Versuchen der Schleim in der Lunge, Hoden-, Nebenhoden- und Samenleitergewebe entnommen werden und die Spermien untersucht werden. Die Jungtiere werden vermutlich ebenfalls getötet und ihnen wird für weitere Untersuchungen Lebergewebe entnommen. Die Tötungsweise sowie das Schicksal der weiblichen Tiere werden nicht erwähnt.

Bereich: Tabakforschung, Übergewichtsforschung, Lungenforschung

Originaltitel: Preconceptional smoking alters spermatozoal miRNAs of murine fathers and affects offspring’s body weight

Autoren: Barbara Hammer (1), Latha Kadalayil (2), Eistine Boateng (1), Dominik Buschmann (3), Faisal I. Rezwan (2,4), Martin Wolff (1), Sebastian Reuter (1,5), Sabine Bartel (1,6), Toril Mørkve Knudsen (7,8), Cecilie Svanes (8,9), John W. Holloway (2,10), Susanne Krauss-Etschmann (1,11)*

Institute: (1) Frühkindliche Asthmaprägung, Forschungszentrum Borstel, Leibniz Lungenzentrum, Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Parkallee 1-40, 23845 Borstel, (2) Human Development and Health, Faculty of Medicine, University of Southampton, University Hospital Southampton, Southampton, Großbritannien, (3) Lehrstuhl für Tierphysiologie und Immunologie, TUM School of Life Sciences Weihenstephan, Technische Universität München, Freising, (4) School of Water, Energy and Environment, Cranfield University, Cranfield, Großbritannien, (5) Klinik für Pneumologie, Experimentelle Pneumologie, Universitätsmedizin Essen, Ruhrlandklinik, Essen, (6) University of Groningen, University Medical Center Groningen, Department of Pathology and Medical Biology, GRIAC Research Institute, Groningen, Niederlande, (7) Department of Clinical Science, University of Bergen, Bergen, Norwegen, (8) Department of Occupational Medicine, Haukeland University Hospital, Bergen, Norwegen, (9) Centre for International Health, Department of Global Public Health and Primary Care, University of Bergen, Bergen, Norwegen, (10) NIHR Southampton Biomedical Research Centre, University Hospital Southampton, Southampton, Großbritannien, (11) Institut für Experimentelle Medizin, Christian-Albrechts-Universität zu Kiel, Christian-Albrechts-Platz 4, 24118 Kiel

Zeitschrift: International Journal of Obesity 2021; 45(7): 1623–1627

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5423

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) Berlin unter den Nummern T0018/17, T0046/20, T0063/20 und T-CH0019/20 sowie der Nummer G0133/18 genehmigt. Es werden Mäuse verschiedener Entwicklungsstadien vom 12 Tage alten Embryo bis zum erwachsenen Tier und erwachsene Ratten in verschiedenen Versuchen eingesetzt. Gruppen von erwachsene 10 bis 12 Wochen alte Mäuse werden für 8 Stunden entweder einem normalen Sauerstoffgehalt von 21 % oder einem reduzierten Sauerstoffgehalt von 8 % in der Atemluft ausgesetzt. Dadurch leiden die Tiere unter einem extremen Sauerstoffmangel und Atemnot. Ebenso werden Gruppen von Ratten für 6 Stunden einem normalen oder einem reduzierten Sauerstoffgehalt von 8 % ausgesetzt. Die Tiere werden im Anschluss auf nicht genannte Art getötet, ihre Lungen entnommen und untersucht.

In einem weiteren Versuch wird erwachsenen Mäusen ein Wirkstoff in Nussnougatcreme oder aber Nussnougatcreme ohne den Wirkstoff gegeben. Nach 8 Stunden werden die Mäuse auf nichtgenannte Art getötet und ihr Lungengewebe untersucht.

Junge Mäuse verschiedenen Alters (vom Tag der Geburt bis 30 Tage nach der Geburt) werden mit einer Injektion in die Bauchhöhle in Narkose versetzt. Dann wird ihr Brustkorb aufgeschnitten, ihr Herz freigelegt und eine Nadel in das Herz gestoßen, durch die eine Flüssigkeit in das schlagende Herz gepumpt wird. Die Tiere sterben während des Eingriffs und ihre Lungen werden entnommen und untersucht. Weitere Tiere verschiedenen Alters - von neugeboren bis zu erwachsenen Tieren - werden auf nicht genannte Art getötet, ihre Lunge wird entnommen und in kleine Stücke geschnitten, die anschließend in Zellkulturmedium kultiviert und untersucht werden. Ebenso werden Mäuseembryonen verwendet. Wie diese gewonnen werden und was mit den Muttertieren geschieht, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Förderverein für frühgeborene Kinder an der Charité e. V. unterstützt.

Bereich: Lungenforschung, Neugeborenenkunde

Originaltitel: Adaptation of the oxygen sensing system during lung development

Autoren: Karin M. Kirschner (1), Simon Kelterborn (1), Herrmann Stehr (2), Johanna L. T. Penzlin (2), Charlotte L. J. Jacobi (2), Stefanie Endesfelder (2), Miriam Sieg (3), Jochen Kruppa (4), Christof Dame (2), Lina K. Sciesielski (2)*

Institute: (1)* Institut für Translationale Physiologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Gliedkörperschaft der Freien Universität Berlin und der Humboldt-Universität zu Berlin, Virchowweg 6, 10117 Berlin, (2) Klinik für Neonatologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Gliedkörperschaft der Freien Universität Berlin und der Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (3) Institut für Biometrie und Klinische Epidemiologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Gliedkörperschaft der Freien Universität Berlin und der Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (4) Institut für Medizinische Informatik, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Gliedkörperschaft der Freien Universität Berlin und der Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin

Zeitschrift: Oxidative Medicine and Cellular Longevity 2022; 9714669

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5422

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) Berlin unter der Nummer G106/19 genehmigt. Die männlichen und weiblichen Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Janvier (Le Genest Saint Isle, Frankreich) und gehören einer Inzuchtlinie an, von der bekannt ist, dass sie besonders anfällig für eine geschlechtsabhängige experimentelle autoimmune Enzephalomyelitis sind. Dabei handelt es sich um eine künstlich herbeigeführte entzündliche Erkrankung des zentralen Nervensystems, die als „Modell“ in der Multiplen Sklerose Forschung eingesetzt wird. Im Alter von 10 bis 15 Wochen werden die Mäuse in zwei Gruppen eingeteilt. Um bei den Mäusen die experimentelle autoimmune Enzephalomyelitis auszulösen, wird ihnen der Eiweißbaustein in einer Wasser-in-Öl Emulsion, die zusätzlich abgetötete Krankheitserreger enthält, gespritzt. Zusätzlich wird ihnen zweimal ein Bakteriengift in die Bauchhöhle gespritzt.

Die Entwicklung der Symptome der experimentellen autoimmunen Enzephalomyelitis wird beobachtet. Sie reicht von einer Lähmung des Schwanzes über eine Lähmung der Hinterbeine bis zu einer Lähmung der Vorderbeine, bevor die Tiere schließlich im Sterben liegen. Mäuse, die eine Querschnittslähmung zeigen oder deren Vorderbeine gelähmt sind, werden auf nicht genannte Weise getötet; dies betrifft in diesem Versuch drei Tiere. Der Höhepunkt der Erkrankung ist nach 10 bis 12 Tagen erreicht. Zu diesem Zeitpunkt werden erkrankte sowie die gesunden Mäuse in einen speziellen Halter gegeben und durch ein gasförmiges Narkosemittel betäubt. Der Kopf der Tiere wird in Vibration versetzt und mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Im Anschluss an die Untersuchung werden die Mäuse mit einer Überdosis Narkosemittel getötet und das Blut in ihrem Körper durch eine konservierende Lösung ersetzt. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Hertie-Stiftung gefördert.

Bereich: Multiple-Sklerose-Forschung, Entzündungsforschung

Originaltitel: Sexual dimorphism in extracellular matrix composition and viscoelasticity of the healthy and inflamed mouse brain

Autoren: Clara Sophie Batzdorf (1), Anna Sophie Morr (2), Gergely Bertalan (2), Ingolf Sack (2), Rafaela Vieira Silva (1,3), Carmen Infante-Duarte (1)*

Institute: (1) Experimental and Clinical Research Center, Max-Delbrück-Centrum für molekulare Medizin und Charité-Universitätsmedizin Berlin, Gliedkörperschaft der Freien Universität Berlin und der Humboldt-Universität zu Berlin, Lindenberger Weg 80, 13125 Berlin, (2) Klinik für Radiologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Gliedkörperschaft der Freien Universität Berlin und der Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (3) Einstein Center for Neurosciences Berlin, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Gliedkörperschaft der Freien Universität Berlin und der Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin

Zeitschrift: Biology 2022; 11(2): 230

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5421

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 15/1755 genehmigt. Die Spinnen werden für die Gewinnung der Spinnenseide auf nicht näher beschriebene Weise fixiert und die Spinnenseide wird mit einer speziellen Maschine gewonnen. Je Spinne werden 4,5 Meter Seide gewonnen. Die Spinnenseide wird sterilisiert und dann in Blutgefäße gezogen, von denen die Zellen entfernt wurden, bis der Durchmesser der Gefäße zu 1/3 mit der Seide gefüllt ist. Die Blutgefäße stammen von Schafen, die in einem anderen Versuch eingesetzt wurden. Den weiblichen Schafen wird Blut abgenommen. und ein Katheter in eine Vene des Halses geschoben. Unter Vollnarkose bekommen die Tiere eine Lumbalanästhesie, das heißt ihnen wird ein Betäubungsmittel in die Wirbelsäule gespritzt. Der Schienbeinnerv der Schafe wird freigeschnitten und so durchtrennt, dass eine Lücke von 6 cm Länge entsteht. In diese Lücke wird nun entweder ein mit Spinnenseide gefülltes Blutgefäß genäht oder der entnommene Schienbeinnerv wird verkehrt herum wieder in die Lücke eingesetzt. Nach der Operation wird den Tieren für 3 Tage ein Schmerzmittel und für 5 Tage ein Antibiotikum verabreicht, dann wird der Venenkatheter entfernt. Als Folge der Nervenverletzung leiden die Tiere unter einer Lähmung des Hinterbeins. Die Empfindungsfähigkeit des Hinterbeins und die Fähigkeit, ihn beim Laufen einzusetzen wird wöchentlich kontrolliert.

Die Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten (zwischen 20 Tagen und 6 Monaten) nach der Zufügung der Nervenschädigung in Narkose versetzt. Dazu wird ihnen wiederum ein Katheter in eine Vene des Halses geschoben. Die Funktion des Schienbeinnerven wird mit Hilfe von Elektroden sowohl für das geschädigte Bein als auch für das gesunde Bein untersucht. Im Anschluss an die Messungen werden die Tiere mit Pentobarbital getötet. Die Schienbeinnerven werden herausgeschnitten und feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die VolkswagenStiftung gefördert.

Bereich: Neurologie, Biomaterial-Forschung, Mikrochirurgie, Wiederherstellungschirurgie

Originaltitel: Spider silk nerve graft promotes axonal regeneration on long distance nerve defect in a sheep model

Autoren: Tim Kornfeld (1,2), Jasmin Nessler (3), Carina Helmer (4), Regina Hannemann (4), Karl-Heinz Waldmann (4), Claas-Tido Peck (1), P. Hoffmann (5), Gudrun Brandes (5), Peter Maria Vogt (1), Christine Radtke (1,2)*

Institute: (1) Klinik für Plastische, Ästhetische, Hand- und Wiederherstellungschirurgie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) Universitätsklinik für Plastische Rekonstruktive und Ästhetische Chirurgie, Medizinische Universität Wien, Wien, Österreich, (3) Klinik für Kleintiere, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (4) Klinik für kleine Klauentiere und forensische Medizin und Ambulatorische Klinik, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (5) Institut für Neuroanatomie und Zellbiologie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover

Zeitschrift: Biomaterials 2021; 271: 120692

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5420

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.12-42502-04-17/2580 genehmigt. Die Versuche werden am Institut für Versuchstierkunde und Zentrales Tierlaboratorium der Medizinischen Hochschule Hannover durchgeführt, wo auch die Zucht der Mäuse stattfindet. Die weiblichen 8 bis 12 Wochen alten Tiere werden in unterschiedliche Gruppen eingeteilt und in Narkose versetzt. Ihre Haut wird an drei Stellen aufgeschnitten (zwei Schnitte auf einer Körperseite, ein Schnitt auf der anderen Seite); jeder Schnitt ist 1 cm lang. Ausgehend von den Einschnitten werden Gewebetaschen ausgeformt. Bei einem Teil der Tiere werden in diese Taschen Titanzylinder von 7 mm Länge und 3,3 mm Durchmesser gelegt, bei den anderen Tieren bleiben die Gewebetaschen leer. Die Einschnitte werden vernäht und 30 Minuten später wird eine Flüssigkeit in die Gewebetasche gespritzt. Diese Flüssigkeit enthält bei einem Teil der Mäuse eines von vier verschiedenen Bakterien, die im Mund von Menschen vorkommen und dort eine Parodontitis hervorrufen können. Bei anderen Tieren wird eine Kombination von zwei Bakterien, oder eine Flüssigkeit ohne Bakterien gespritzt. Drei Wochen nach dem Einsetzen der Titanzylinder werden die Mäuse mit einer Überdosis eines Narkosemittels getötet und Blut aus ihrem Herzen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch den Forschungsverbund BIOFABRICATION for NIFE gefördert, der durch das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft und Kultur und die VolkswagenStiftung unterstützt wird. Weitere Förderungen erfolgten durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Medizinische Hochschule Hannover (MHH) und die Alexander von Humboldt-Stiftung.

Bereich: Implantologie, Infektionsforschung, Entzündungsforschung

Originaltitel: Bacterial-specific induction of inflammatory cytokines significantly decreases upon dual species infections of implant materials with periodontal pathogens in a mouse model

Autoren: Muhammad Imran Rahim (1)*, Andreas Winkel (1), Alexandra Ingendoh-Tsakmakidis (1), Stefan Lienenklaus (2), Christine S. Falk (3), Michael Eisenburger (1), Meike Stiesch (1)

Institute: (1) Niedersächsisches Zentrum für Biomedizintechnik, Implantatforschung und Entwicklung (NIFE), Klinik für Zahnärztliche Prothetik und Biomedizinische Werkstoffkunde, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2)* Institut für Versuchstierkunde, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover, (3) Institut für Transplantationsimmunologie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover

Zeitschrift: Biomedicines 2022; 10: 286

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5419

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Gießen unter der Nummer A 27/2012 genehmigt. Die Tiere werden an der Klinik für Geburtshilfe, Gynäkologie und Andrologie der Groß- und Kleintiere mit Tierärztlicher Ambulanz der Justus-Liebig-Universität Gießen gehalten.

Die unter einem Jahr alten Ziegenböcke werden an eine speziell für Schafe und Ziegen entwickelte künstliche Vagina gewöhnt. Dabei handelt es sich um ein eine mit warmem Wasser auf 41°C erwärmte Röhre mit einem innenliegenden Plastikschlauch. Zwei weibliche Alpenziegen werden verwendet, um die Böcke sexuell zu stimulieren, bevor ihnen die künstliche Vagina angeboten wird. Von jedem Bock wird mehrfach Sperma gewonnen, wobei zwischen den einzelnen Gewinnungen mindestens 5 Tage liegen. Das Sperma wird im Anschluss unterschiedlich gelagert und seine Qualität wird untersucht.

Nach den Versuchen bleiben die Ziegen im Bestand der Klinik und werden vermutlich in weiteren Versuchen eingesetzt.

Bereich: Tierzucht, Reproduktionsforschung, Nutztierwissenschaften

Originaltitel: Effect of temperature and time after collection on buck sperm quality

Autoren: Kirsten Hahn (1)*, Klaus Failing (2), Axel Wehrend (3)

Institute: (1) Klinik für Pferde, Ludwig-Maximilians-Universität München, Veterinärstraße 13, 80539 München, (2) Arbeitsgruppe Biomathematik und Datenverarbeitung, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen, (3) Klinik für Geburtshilfe, Gynäkologie und Andrologie der Groß- und Kleintiere mit Tierärztlicher Ambulanz, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen

Zeitschrift: BMC Veterinary Research 2019; 15: 355

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5418

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen in Recklinghausen unter der Nummer 84-02.04.2013-A127 genehmigt. Die Tierhaltung und Zucht wird vom Gesundheits-, Veterinär- und Lebensmittelüberwachungsamt Bielefeld genehmigt. Die Wachteln stammen aus dem Institut National de la Recherche Agronomique (INRA) (Nouzilly, Frankreich).

Im Alter von 29 Tagen werden die Tiere in Gruppen eingeteilt. Eine Gruppe wird in Zweiergruppen bestehend aus einem Männchen und einem Weibchen gehalten, die anderen Tiere werden in Vierergruppen bestehend aus drei Weibchen und einem Männchen gehalten. Die Zweiergruppen haben einen Käfig der Maße 75 x 80 x 40 cm und die Gruppen einen Käfig von 150 x 80 x 40 cm. Einige der Paare und Gruppen müssen getrennt werden, weil es in den Käfigen zu Aggressionen kommt.

Von den Wachteln gelegte Eier werden aus den Käfigen genommen und in einem Inkubator ausgebrütet. Nach der Entnahme der Eier werden die Wachteln gefangen und ihnen wird Blut aus einer Flügelvene abgenommen. Anschließend werden die Wachteln für 10 Minuten in einen Beutel gesteckt, um sie zu stressen, dann wird erneut Blut abgenommen, um die Stresshormone zu bestimmen. Ca. eine Woche später wird erneut Blut aus einer Flügelvene entnommen. Dann wird ein Hormon in einen Brustmuskel der Tiere gespritzt. 30 Minuten später wird erneut Blut abgenommen.

Aus den Eiern schlüpfen 132 Küken einzeln in kleinen Behältern von 5,5 x 5,5 x 5 cm Größe. Drei der Küken weisen Geburtsdefekte auf und werden vermutlich getötet. Die Küken werden gewogen und ihnen wird Blut aus der Halsschlagader entnommen. Die Küken werden in Gruppen von 5 oder 6 Tieren in Käfigen von 75 x 80 x 40 cm gehalten. 19 Küken sterben innerhalb von 23 Tagen. Die Küken werden mehrfach gewogen und es werden mehrere nicht näher beschriebene Verhaltenstests durchgeführt. Ungefähr drei Wochen nach dem Schlüpfen wird den Jungtieren Blut aus einer Flügelvene entnommen. Dann wird ihnen ein Hormon in den Brustmuskel gespritzt. 10 Minuten nach der Injektion wird erneut Blut angenommen. Das weitere Schicksal der Tiere ist nicht bekannt.

Die Arbeiten wurden durch die VolkswagenStiftung gefördert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierzucht

Originaltitel: No evidence for sex-specific effects of the maternal social environment on offspring development in Japanese quail (Coturnix japonica)

Autoren: Esther M.A. Langen (1,2)*, Nikolaus von Engelhardt (1), Vivian C. Goerlich-Jansson (1,2)

Institute: (1) Arbeitsgruppe Verhaltensforschung, Fakultät für Biologie, Universität Bielefeld, Morgenbreede 45, 33615 Bielefeld, (2) Department of Animals in Science and Society, Utrecht University, Utrecht, Niederlande

Zeitschrift: General and Comparative Endocrinology 2018; 263: 12-20

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5417

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen in Recklinghausen unter der Nummer 84-02.04.2013-A127 genehmigt. Die Tierhaltung und Zucht wird vom Gesundheits-, Veterinär- und Lebensmittelüberwachungsamt Bielefeld genehmigt. Die Wachteln stammen aus dem Institut National de la Recherche Agronomique (INRA) (Nouzilly, Frankreich).

Die weiblichen Wachteln der ersten Generation werden ab einem Alter von 29 Tagen unter zwei verschiedenen Bedingungen gehalten: Entweder gemeinsam mit einem Männchen in einer Zweiergruppe oder gemeinsam mit zwei weiteren Weibchen und einem Männchen in Vierergruppen. Vergesellschaftet werden dabei Wachteln, die sich vorher nicht kennen. Die Wachteln legen Eier, aus denen 53 weibliche und 15 männliche Wachteln schlüpfen. Die weiblichen Tiere dieser zweiten Generation werden ab dem 24. Lebenstag wiederum in Gruppen aufgeteilt, die in verschiedenen Gruppengrößen gehalten werden: in Zweiergruppen mit einem weiteren, bisher unbekannten weiblichen Tier oder in Vierergruppen mit drei weiteren, bisher unbekannten weiblichen Tieren. Da es unter diesen Bedingungen zu Aggressionen kommt, muss ein Teil der Tiere durch zusätzliche Gitter in den Käfigen voneinander getrennt werden. Eines der Tiere wird von seinen Artgenossen so schwer verletzt, dass es auf nicht genannte Art getötet wird. Die 15 männlichen Tiere werden einzeln gehalten und nur für die Paarung zweimal in der Woche für jeweils 20 Minuten zu den weiblichen Tieren gesetzt. Die aus den Paarungen hervorgehenden Eier werden aus den Käfigen entnommen und in einem Inkubator ausgebrütet. Die Wachteln der dritten Generation schlüpfen in kleinen Behältnissen von 5,5 x 5,5 x 5 cm Größe. Die Küken werden gewogen und ihnen wird Blut aus der Halsschlagader entnommen.

Bei den Tieren der zweiten Generation wird nach der Eiablage Blut abgenommen, um es auf Stresshormone zu untersuchen. Dazu werden die Tiere gefangen und Blut aus einer Vene des Flügels entnommen. Anschließend werden die Wachteln für 10 Minuten in einen Baumwollsack gesteckt, um die Tiere zu stressen. Dann wird erneut Blut abgenommen.

In einem weiteren Versuch werden die Tiere wiederum eingefangen und ihnen wird Blut aus einer Vene im Flügel abgenommen, um es auf Sexualhormone zu untersuchen. Dann wird ihnen ein Hormon in einen Brustmuskel gespritzt und sie werden zurück in ihren Käfig gesetzt. 30 Minuten nach der Hormoninjektion werden die Tiere erneut gefangen und ihnen wird wieder Blut abgenommen. Das weitere Schicksal der Tiere ist nicht bekannt.

Die Arbeiten wurden durch die VolkswagenStiftung gefördert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierzucht

Originaltitel: Effects of the maternal and current social environment on female body mass and reproductive traits in Japanese quail (Coturnix japonica)

Autoren: Esther M. A. Langen (1,2)*, Vivian C. Goerlich-Jansson (1,2), Nikolaus von Engelhardt (1)

Institute: (1) Arbeitsgruppe Verhaltensforschung, Fakultät für Biologie, Universität Bielefeld, Morgenbreede 45, 33615 Bielefeld, (2) Department of Animals in Science and Society, Utrecht University, Utrecht, Niederlande

Zeitschrift: Journal of Experimental Biology 2019; 222: jeb187005

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5416

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch den Tierschutzbeauftragten der Tierärztlichen Hochschule Hannover genehmigt. Die männlichen Ziegen werden im Alter von 8 Wochen in 4 Gruppen eingeteilt. Eine Gruppe erhält eine Standardfuttermischung mit normalem Protein- und Calciumgehalt, zwei weitere Gruppen erhalten Futter mit reduziertem Protein- oder Calciumgehalt und die letzte Gruppe erhält Futter mit reduziertem Calcium- und Proteingehalt. Diese Fütterung wird für 6 bis 8 Wochen beibehalten, dabei werden die Tiere wöchentlich gewogen. Dann werden die Tiere getötet. Dazu werden sie mit einem Bolzenschussgerät betäubt und anschließend ausgeblutet. Die Nebenschilddrüsen werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tierernährung, Nutztierwissenschaften

Originaltitel: Dietary protein and calcium modulate parathyroid vitamin D receptor expression in young ruminants

Autoren: Mirja R. Wilkens, Nadine Schnepel, Alexandra S. Muscher-Banse*

Institute: Institut für Physiologie und Zellbiologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Bischofsholer Damm 15, 30173 Hannover

Zeitschrift: The Journal of Steroid Biochemistry and Molecular Biology 2020; 196: 105503

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5414

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden nach dem deutschen Tierschutzgesetz genehmigt, Details werden nicht genannt. Es werden Wachteln aus einem Kreuzungsversuch verwendet, der am Institut National de la Recherche Agronomique (INRA) (Nouzilly, Frankreich) durchgeführt wurde. Offensichtlich finden die Versuche aber in Stuttgart statt. Wachteln werden hier als „Modell“ für andere Geflügelarten eingesetzt, weil sie kleiner sind und weniger Platz benötigen und schneller wachsen.

An den ersten 5 Tagen nach dem Schlüpfen erhalten die Wachteln Standardfutter. Ab dem 6. Tag erhalten sie eine phosphorarme Futtermischung die im Wesentlichen aus Mais, Maisstärke und Sojamehl besteht. An ihrem 7. Lebenstag werden die Tiere einzeln in spezielle Käfige gesperrt. Dort wird nach einer zweitägigen Eingewöhnungsphase ihre Futteraufnahme überwacht und ihre Ausscheidungen werden für Untersuchungen gesammelt. An ihrem 10. und 15. Lebenstag werden die Tiere gewogen. Am 15. Tag werden die Tiere getötet. Das rechte Schienbein wird entnommen und der rechte Fuß der Tiere wird abgetrennt. Schienbein und Fuß werden getrocknet und verbrannt, um die Asche zu untersuchen.

Bereich: Tierernährung, Nutztierwissenschaften

Originaltitel: Genetic parameters for bone ash and phosphorus utilization in an F2 cross of Japanese quail

Autoren: Susanne Künzel, Jörn Bennewitz, Markus Rodehutscord*

Institute: Institut für Nutztierwissenschaften, Universität Hohenheim, Emil-Wolff-Str. 8, 70599 Stuttgart

Zeitschrift: Poultry Science 2019; 98(10): 4369-4372

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5413

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Land Nordrhein-Westphalen genehmigt. Bei den Tauben handelt es sich um Brieftauben, die von lokalen Züchtern erworben werden. Die Tauben werden einzeln in Gitterkäfigen gehalten. An Tagen, an denen die Versuche stattfinden, erhalten die Tauben ausschließlich während der Versuche Nahrung als Belohnung. Sie sollen durch Hunger dazu gebracht werden, bei den Versuchen zu kooperieren; das Gewicht der Tiere wird deshalb um 10 bis 20 % unter dem Gewicht gehalten, welches sie bei frei verfügbarer Nahrung hätten.

Die Versuche werden in einer kleinen Kammer (33 x 34 x 34 cm) durchgeführt. Damit die Tiere nicht von äußeren Reizen abgelenkt werden, wird ihnen ein konstantes Rauschen in einer Lautstärke von 60 Dezibel, das entspricht in etwa normalem Straßenverkehr, vorgespielt. In der Kammer gibt es 3 verschieden farbig beleuchtete Knöpfe, einen Futterautomaten und einen Bildschirm, auf dem den Tauben verschiedene Symbole gezeigt werden.

Die Tauben werden zunächst trainiert. Dabei werden den Tieren zwei verschiedene Muster auf dem Bildschirm gezeigt. Jedem der Muster ist einer der Knöpfe zugeordnet. Picken die Tauben innerhalb einer kurzen Zeitspanne nach Erscheinen des Symbols auf den richtigen Knopf, ertönt ein Geräusch und sie erhalten etwas Futter als Belohnung.

Dann wird den Tauben ein Narkosemittel gespritzt. Die Kopffedern werden abgeschnitten und der Kopf der Tauben wird in einen stereotaktischen Rahmen eingespannt. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten. Es wird ein Loch in den Schädel gebohrt, durch das Elektroden in das Gehirn der Tiere gestoßen werden. Die Elektroden werden mit Zahnzement und Schrauben am Schädel fixiert. Am Vorderkopf wird ein weiteres Loch in den Schädel gebohrt, durch das ein Draht in den Schädel eingeführt wird. Im Anschluss an die Operation erhalten die Tauben Schmerzmittel und dürfen sich für 10 Tage „erholen“.

Danach beginnen die eigentlichen Experimente, bei denen den Tauben vier verschiedene Muster gezeigt werden, die beiden Muster aus der Trainingsphase und zwei neue Muster. Für die beiden neuen Muster müssen die Tauben nun herausfinden, auf welchen Knopf sie picken müssen, damit sie etwas Futter erhalten. Das Drücken des richtigen Knopfs muss innerhalb von 2 Sekunden erfolgen. Wenn die Tiere den falschen Knopf drücken werden sie bestraft, indem in der Kammer das Licht ausgeht.

Nachdem die Tauben diesen Versuchsablauf beherrschen, werden die Versuchsbedingungen auf unterschiedliche Weise geändert. Zum Beispiel erfolgt auf eines der Muster nach dem Picken auf den korrekten Knopf keine Belohnung mehr, damit die Tiere das zuvor als Reaktion auf dieses Muster erlernte Verhalten wieder verlernen. Auch die Tonsignale, die in Folge eines korrekten oder falschen Versuchs abgespielt werden, werden variiert. Während der Versuche wird über die Elektroden die Aktivität der Gehirnzellen gemessen. Das weitere Schicksal der Tauben wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Verhaltungsforschung, Neurologie

Originaltitel: Trial-by-trial dynamics of reward prediction error-associated signals during extinction learning and renewal

Autoren: Julian Packheiser (1), José R. Donoso (2), Sen Cheng (2), Onur Güntürkün (1), Roland Pusch (1)*

Institute: (1) Abteilung für Biopsychologie, Fakultät für Psychologie, Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44780 Bochum, (2) Institut für Neuroinformatik, Ruhr-Universität Bochum, Bochum

Zeitschrift: Progress in Neurobiology 2021; 197: 101901

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5412

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Gießen genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse und nicht-veränderte Mäuse verwendet, die aus der Versuchstierzucht Jackson Laboratory (Bar Harbor, USA) stammen. Die gentechnisch manipulierten Mäuse sind dabei anfälliger für chronische Veränderungen der Lunge. Einem Teil der Tiere wird im Alter von 13 Wochen entweder Bleomycin oder eine Kochsalzlösung in die Luftröhre gegeben. Bei Bleomycin handelt es sich um ein Krebsmedikament von dem bekannt ist, dass es die Lungen schädigt und eine Lungenfibrose verursacht. Die Tiere werden 7 oder 14 Tage nach dieser Behandlung getötet. Im Alter von 13 und 42 Wochen werden auch die anderen Mäuse durch Injektion einer Überdosis eines Narkosemittels getötet. Bei den älteren gentechnisch veränderten Tieren werden Veränderungen der Lunge festgestellt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Lungenforschung

Originaltitel: Susceptibility of microtubule-associated protein 1 light chain 3b (MAP1LC3B/ LC3B) knockout mice to lung injury and fibrosis

Autoren: Vidya Sagar Kesireddy (1,4), Shashi Chillappagari (2), Saket Ahuja (1,4), Lars Knudsen (5,6,7), Ingrid Henneke (2,4), Johannes Graumann (8,9), Silke Meiners (10), Matthias Ochs (5,6,7,11), Clemens Ruppert (1,4), Martina Korfei (1,4), Werner Seeger (1,4,3), Poornima Mahavadi (1,4)*

Institute: (1) Innere Medizin, Justus-Liebig-Universität Gießen, Universities of Giessen and Marburg Lung Center (UGMLC), Seltersberg, Gaffkystr. 11, 35392 Gießen, (2) Biochemisches Institut, Fachbereich Medizin, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen, (3) Cardio-Pulmonary Institute (CPI), Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen, (4) Universities of Giessen and Marburg Lung Center (UGMLC), Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Gießen, (5) Institut für Funktionelle und Angewandte Anatomie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover, (6) Biomedical Research in Endstage and Obstructive Lung Disease Hannover (BREATH), Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Hannover, (7) Exzellenzcluster: Von Regenerativer Biologie zu Rekonstruktiver Therapie (REBIRTH), Hannover, (8) Biomolekulare Massenspektrometrie, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (9) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Rhein-Main, Frankfurt, (10) Comprehensive Pneumology Center (CPC), Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Klinikum der Universität München, Ludwig-Maximilians-Universität München und Helmholtz Zentrum München, München, (11) Institut für Funktionelle Anatomie, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Berlin

Zeitschrift: The FASEB Journal 2019; 33(11): 12392–12408

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5411

Versuchsbeschreibung: Das Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz in Koblenz genehmigt die Studie unter der Nummer G15-1–077. Es werden männliche Hausschweine unbekannter Herkunft mit einem Gewicht von 26 – 33 kg verwendet. Alle Tiere werden in Narkose gelegt und in ihre Blutgefäße werden verschiedene Katheter eingebracht. Sie werden in 4 Gruppen zu je 8 Tieren eingeteilt: Bei Gruppe 1, 2 und 3 wird eine Lungenverletzung hervorgerufen, Gruppe 4 dient als Kontrolle. Die Tiere der Gruppe 2 erhalten einen halben Tag zuvor, sowie direkt nach der Lungenschädigung ein bestimmtes Medikament (Rosuvastatin) und die Tiere der Gruppe 3 erhalten das Medikament nur nach der Lungenverletzung. Die Schädigung wird hervorgerufen, indem ihnen Ölsäure in die Blutgefäße injiziert wird, die zur Lunge führen. Eine Verschlechterung der gemessenen Überwachungsmessgrößen bestätigt die Organschädigung und es werden Blutproben abgenommen. Die Ratten werden anschließend nach einem Standardprotokoll behandelt, welches an die Behandlung von Menschen mit Lungenschädigung angelehnt ist. Dabei werden sie weiterhin beatmet und erhalten gegebenenfalls kreislaufstabilisierende Medikamente. 6, 12 und 18 Stunden nach der Lungenverletzung wird den Tieren erneut Blut abgenommen. Nach der letzten Blutabnahme werden die Tiere durch eine Überdosis an Narkosemittel (Propofol) und Kalium getötet und ihre Gehirne und Lungen werden zur weiteren Untersuchung entnommen.

Bereich: Anästhesiologie, Intensivmedizin

Originaltitel: Influence of rosuvastatin treatment on cerebral inflammation and nitro-oxidative stress in experimental lung injury in pigs

Autoren: Jens Kamuf (1)*, Andreas Garcia Bardon (1), Alexander Ziebart (1), Robert Rümmler (1), Johannes Schwab (1), Mobin Dib (2), Andreas Daiber (2), Serge C. Thal (1), Erik K. Hartmann (1)

Institute: (1) Klinik für Anästhesiologie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstraße 1, 55131 Mainz, (2) Zentrum für Kardiologie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz

Zeitschrift: BMC Anesthesiology 2021; 21: 224

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5410

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz unter der Nummer 14-1-085 genehmigt. Es werden weibliche Ratten (Zuchtlinie Sprague-Dawley) mit einem Gewicht von 250-300g verwendet, die aus dem Translational Animal Research Center (TARC) der Universitätsmedizin Mainz stammen. Die Tiere werden durch Spritzen eines Mittels in die Bauchhöhle in Narkose gelegt und erhalten ein Mittel zur Betäubung auf die Augen aufgetragen. Der Hälfte von ihnen wird mit einer Nadel eine Substanz, die Schwefelwasserstoff freisetzt, direkt in das linke Auge gespritzt und die anderen 6 Tiere bekommen stattdessen auf gleiche Weise eine Kochsalzlösung. Anschließend wird bei allen Tieren in die Vorderkammer des linken Auges eine Nadel eingeführt und Kochsalzlösung eingebracht, sodass der Augeninnendruck 60 Minuten lang stark erhöht wird. Dadurch werden Teile des Auges zu wenig durchblutet und es kommt zu einer Schädigung der Netzhaut. Nach dem Eingriff werden die Ratten noch 24 Stunden am Leben gehalten und beobachtet, bis sie mit Kohlenstoffdioxid erstickt werden. Nach ihrem Tod werden ihnen die Augen entnommen und untersucht, wobei die unbehandelten Augen als Kontrolle dienen.

Die Studie wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Augenheilkunde

Originaltitel: Proteomics Reveals the Potential Protective Mechanism of Hydrogen Sulfide on Retinal Ganglion Cells in an Ischemia/Reperfusion Injury Animal Model

Autoren: Hanhan Liu (1), Natarajan Perumal (1), Caroline Manicam (1), Karl Mercieca (2), Verena Prokosch (3)*

Institute: (1) AG Experimentelle und Translationale Ophthalmologie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (2) Royal Eye Hospital, School of Medicine, University of Manchester, Manchester, Vereinigtes Königreich, (3) Augenklinik und Poliklinik, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstraße 1, 55131 Mainz

Zeitschrift: Pharmaceuticals 2020; 13(9): 213

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5409

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz in Koblenz unter den Nummern G15-1-051 und G18-1-080 genehmigt. Es werden männliche genetisch veränderte Mäuse benutzt, denen ein bestimmtes Protein fehlt, sowie deren Wurfgeschwister, die das Protein besitzen. Die Tiere stammen vom Jackson Laboratory (USA) und sind zwischen 10 und 12 Wochen alt. Über eine Pumpe, die unter die Haut operiert wird, erhalten die Mäuse für entweder 7 oder 28 Tage kontinuierlich ein Hormon (Angiotensin II) verabreicht, das zu einer Erhöhung des Blutdrucks führt. Sechs Tage nach der Implantation der Pumpe wird bei den Tieren über eine Schwanzmanschette der Blutdruck gemessen, bzw. wöchentlich bei den Tieren, die 28 Tage lang den Wirkstoff erhalten.

Die Mäuse werden in Narkose gelegt und auf einer speziellen Halterung fixiert, mit der die Körpertemperatur im Normbereich gehalten wird. Über Schnitte am Hals werden die rechte und linke Halsschlagader freigelegt. Über einen Katheter, der den Tieren in die Halsvene gelegt wird, erhalten sie einen Farbstoff gespritzt, der zirkulierende weiße Blutzellen anfärbt. Mit einem Mikroskop und einer speziellen Kamera werden Messungen der Blutzellen an den Halsschlagadern der lebenden Tiere vorgenommen.

In einem weiteren Versuch werden Mäuse bestrahlt und bekommen ein Antibiotikum. Sie erhalten eine Knochenmarkspende von anderen Tieren und 8 Wochen später das Hormon Angiotensin II. Alle Tiere, die nicht bereits frühzeitig durch innere Blutungen sterben, werden auf nicht genannte Art getötet und ihre Hauptschlagader wird herausgenommen und untersucht.

Die Studie wurde durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung und die Boehringer Ingelheim Stiftung gefördert.

Bereich: Innere Medizin, Gefäßforschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Angiotensin II Infusion Leads to Aortic Dissection in LRP8 Deficient Mice

Autoren: Jeremy Lagrange (1,2), Stefanie Finger (1), Sabine Kossmann (1,3,4), Venkata Garlapati (1), Wolfram Ruf (1,5,6), Philip Wenzel (1,3,5)*

Institute: (1) Centrum für Thrombose und Hämostase, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstraße 1, 55131 Mainz, (2) INSERM U1116, DCAC (Acute and Chronic Cardiovascular Deficiency), Université de Lorraine, Nancy, Frankreich, (3) Zentrum für Kardiologie – Kardiologie I, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (4) The Heart Research Institute, Newtown, Australien, (5) DZHK (Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung), Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (6) Department of Immunology and Microbial Science, Scripps Research, La Jolla, USA

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2020; 21(14): 4916

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5408

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz unter der Nummer G16-1-042 genehmigt. Es werden männliche Hausschweine (Deutsche Landrasse) im Alter von 12 – 16 Wochen und mit einem Gewicht von 30 - 35kg verwendet, die aus einem lokalen Betrieb erworben wurden. Die Tiere werden in Narkose gelegt und ihnen werden mehrere Katheter in Venen und Arterien geschoben. Nach einer halben Stunde werden verschiedene Herz-Kreislauf-Werte gemessen. Anschließend wird bei den Tieren ein Kammerflimmern über einen speziellen Katheter ausgelöst und die künstliche Beatmung wird ausgesetzt. Dieser Zustand wird für 4 Minuten belassen, danach werden die Tiere zufällig in zwei Gruppen aufgeteilt und davon abhängig verschieden beatmet. Die 8 Tiere der Gruppe 1 erhalten die „Standard-Beatmung“ und die 8 Tiere der Gruppe 2 erhalten eine sogenannte „Bi-Level“-Beatmung. Die Hausschweine werden maschinell reanimiert und nach 5 Minuten werden Blutproben entnommen. Die Reanimation wird fortgesetzt, wobei nun auch Defibrillation und Medikamente eingesetzt werden. Falls die Tiere nach der vierten Defibrillation nicht wieder eine normale Herzaktivität zeigen, werden sie durch hohe Medikamenten-Dosen (Propofol und Kaliumchlorid) getötet. Die verbleibenden 9 Schweine werden noch weitere 6 Stunden normal weiterbeamet und überwacht und anschließend ebenfalls auf diese Art getötet. Ihnen werden zur weiteren Untersuchung die Lungen, sowie Gehirngewebe entnommen.

Bereich: Anästhesiologie, Intensivmedizin

Originaltitel: Bi-Level ventilation decreases pulmonary shunt and modulates neuroinflammation in a cardiopulmonary resuscitation model

Autoren: Robert Rümmler*, Alexander Ziebart, Frances Kuropka, Bastian Duenges, Jens Kamuf, Andreas Garcia-Bardon, Erik K. Hartmann

Institute: Klinik für Anästhesiologie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstraße 1, 55131 Mainz

Zeitschrift: PeerJ 2020; 8: e9072

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5407

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Ministerium für Energie, Landwirtschaft, Umwelt und ländliche Räume unter den Nummern 27–2/13 und 35–3/10 genehmigt. Vier verschiedene Mäusestämme werden miteinander gekreuzt, wobei drei der Mäusestämme anfällig für verschiedene Autoimmunerkrankungen sind. So entwickelt einer der Mäusestämme eine der Lupus-bedingten Nierenentzündung ähnliche Erkrankung, ein anderer dient als sogenanntes „Modell“ für Lupus Erythematodes und andere Autoimmunerkrankungen und der dritte Stamm ist anfällig für Arthritis und Nierenerkrankungen. Die vier Stämme werden über 20 Generationen mit mindestens 50 Paaren pro Generation miteinander gekreuzt. Aus dieser Kreuzung gehen Mäuse hervor, die eine genetische Veranlagung für Autoimmunerkrankungen haben. Die Tiere werden an der Universität Lübeck unter spezifisch pathogenfreien Bedingungen gehalten.

Die Tiere werden im Alter von 3 bis 4 Wochen in drei Gruppen eingeteilt. Eine Gruppe erhält eine Standardfuttermischung zur freien Verfügung. Die zweite Gruppe erhält kalorienreduzierte Nahrung, die aus derselben Standardfuttermischung besteht, allerdings erhalten diese Tiere nur 60 % der Menge des Futters, das Tiere des gleichen Alters und Geschlechts aus der ersten Gruppe zu sich nehmen. Die dritte Gruppe erhält cholesterol-, fett- und zuckerreiche Futter, das die westlichen Ernährungsgewohnheiten imitieren soll. Im Alter von 2 und 4 Monaten wird den Tieren Blut aus einer Vene im Gesicht abgenommen. Die Tiere werden bis zum Alter von 6 Monaten wie beschrieben ernährt. Zu diesem Zeitpunkt sind noch 1154 Mäuse am Leben, wie viele Tiere in der Zwischenzeit verstorben sind oder wegen ihres schlechten Gesundheitszustandes getötet werden mussten, wird nicht erwähnt. Der Gesundheitszustand der Tiere wird bewertet und es wird festgestellt, dass 653 der Tiere unter einer Fettleber leiden. 435 der Tiere haben erhöhte Entzündungswerte und fast alle haben Antikörper entwickelt, die auf Autoimmunkrankheiten hindeuten. Im Alter von 6 Monaten werden die Tiere mit 100 % Kohlendioxid erstickt.

Zum Vergleich wird ein weiterer Versuch durchgeführt, bei dem Mäuse eines der ursprünglich für die Kreuzung verwendeten Stämme eingesetzt werden. Es handelt sich um den Stamm, der als sogenanntes „Modell“ für eine Lupus-bedingte Nierenentzündung dient. Die Mäuse stammen ursprünglich aus der Versuchstierzucht Jackson Laboratories und werden an der Universität Lübeck gezüchtet. 55 Mäuse dieses Stamms werden ebenfalls in 3 Gruppen eingeteilt und wie oben beschrieben mit verschiedenen Futtermitteln und -mengen gefüttert. Ihnen wird einmal im Monat Blut aus einer Gesichtsvene entnommen. Je nach Futter, mit dem sie ernährt werden, entwickeln bis zu 41 % der Tiere eine Lupus-bedingte Nierenentzündung, die auch zu Abmagerung führt. Tiere die mehr als 25 % ihres Körpergewichts verlieren, werden auf nicht genannte Art getötet, vermutlich werden auch sie mit Kohlendioxid erstickt. Wie viele Tiere dies betrifft, wird nicht erwähnt. Im Alter von 6 Monaten werden auch die überlebenden Tiere getötet und es werden Blutproben sowie Gewebeproben aus verschiedenen Organen genommen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Ernährungswissenschaft, Immunologie

Originaltitel: Gene-diet interactions associated with complex trait variation in an advanced intercross outbred mouse line

Autoren: Artem Vorobyev (1,2), Yask Gupta (1), Tanya Sezin (2), Hiroshi Koga (1), Yannic C. Bartsch (3), Meriem Belheouane (4,5), Sven Künzel (4), Christian Sina (6), Paul Schilf (1), Heiko Körber-Ahrens (1), Foteini Beltsiou (1), Anna Lara Ernst (1), Stanislav Khil’chenko (1), Hassanin Al-Aasam (1), Rudolf A. Manz (7), Sandra Diehl (8), Moritz Steinhaus (3), Joanna Jascholt (1), Phillip Kouki (1), Wolf-Henning Boehncke (9), Tanya N. Mayadas (10), Detlef Zillikens (2), Christian D. Sadik (2), Hiroshi Nishi (10), Marc Ehlers (3), Steffen Möller (11), Katja Bieber (1), John F. Baines (4,5), Saleh M. Ibrahim (1), Ralf J. Ludwig (1)*

Institute: (1) Lübecker Institut für Experimentelle Dermatologie und Center for Research on Inflammation of the Skin, Universität Lübeck, Ratzeburger Allee 160, 23562 Lübeck, (2) Klinik für Dermatologie und Center for Research on Inflammation of the Skin, Universität Lübeck, Lübeck, (3) Arbeitsgruppe für Immunologie und Glykoanalytik, Institut für Ernährungsmedizin, Universität Lübeck und Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Lübeck, (4) Max-Planck-Institut für Evolutionsbiologie, Plön, (5) Institut für Experimentelle Medizin, Universität Kiel, Kiel, (6) Arbeitsgruppe für Molekulare Gastroenterologie, Institut für Ernährungsmedizin, Universität Lübeck, Lübeck, (7) Institut für Systemische Entzündungsforschung, Universität Lübeck, Lübeck, (8) Klinik für Dermatologie, Venerologie und Allergologie, Universitätsklinikum Frankfurt, Goethe Universität Frankfurt am Main, Frankfurt, (9) Divison of Dermatology and Venereology, Geneva University Hospitals, and Department of Pathology and Immunology, University of Geneva, Genf, Schweiz, (10) Center for Excellence in Vascular Biology, Department of Pathology, Brigham and Women’s Hospital and Harvard Medical School, Boston, USA, (11) Institut für Biostatistik und Informatik in Medizin und Alternsforschung, Universität Rostock, Rostock

Zeitschrift: Nature Communications 2019; 10: 4097

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5406

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Landesdirektion Sachsen unter den Nummern TVV 2/2015 and TVV 21/2017 genehmigt. Die schwangeren Frettchen stammen aus den Versuchstierzuchten Marshall BioResources (USA) und Euroferret (Dänemark). Die Tiere werden in der Abteilung für Biomedizinische Dienste des Max-Planck-Instituts für molekulare Zellbiologie und Genetik in Dresden gehalten.

Am 33 Tag der Schwangerschaft werden die Frettchen in eine Narkosebox gesetzt, in die ein gasförmiges Narkosemittel eingeleitet wird. Über eine Maske wird die Narkose weiter aufrechterhalten. Die Tiere werden am Bauch rasiert, sterilisiert und der Bauch wird aufgeschnitten. Die Gebärmutter wird aus der Bauchhöhle vorgelagert und die Position der Embryonen durch Durchleuchten der Gebärmutter ermittelt. Den Embryonen werden verschiedene DNA-Moleküle und ein Farbstoff in das Gehirn gespritzt. Dann werden pinzettenförmige Elektroden an den Embryo befestigt, über die mehrfach ein elektrisches Feld angelegt wird. Dies dient dazu, dass die Zellmembranen des Embryos durchlässig werden und die eingespritzte DNA in die Zellen des Gehirns gelangt. Anschließend wird die Gebärmutter wieder in die Bauchhöhle gelegt und der Bauch des Frettchens zugenäht. Im Anschluss erhalten die Tiere über drei Tage Schmerzmittel und Antibiotika.

Zu verschiedenen Zeitpunkten (am 37. oder 40. Tag der Schwangerschaft) werden zwei Frettchen wiederum in Narkose versetzt und die Gebärmutter freigelegt. Die Embryonen werden per Kaiserschnitt aus der Gebärmutter geholt. Anschließend wird den Frettchen die Gebärmutter chirurgisch entfernt. Die anderen Frettchen bringen ihre Welpen zur Welt und ihre Gebärmutter wird danach entfernt. Die Welpen werden entweder am Tag der Geburt, 10 Tage oder 16 Tage nach der Geburt getötet. Einem Teil der Welpen wird zuvor noch eine Substanz in die Bauchhöhle gespritzt, die DNA anfärbt. Zur Tötung wird den Welpen ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Dann wird ihr Brustkorb aufgeschnitten, das Herz freigelegt und eine konservierende Lösung in ihr Herz gepumpt. Dabei sterben die Tiere. Die Gehirne der Welpen werden entnommen und untersucht. Die erwachsenen Frettchen werden zur Adoption freigegeben.

Die Arbeiten wurden durch die European Molecular Biology Organization (EMBO), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das European Research Council (ERC), die Max-Planck-Gesellschaft, die Christiane Nüsslein-Volhard-Stiftung und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Entwicklungsbiologie

Originaltitel: Human-specific ARHGAP11B induces hallmarks of neocortical expansion in developing ferret neocortex

Autoren: Nereo Kalebic, Carlotta Gilardi, Mareike Albert, Takashi Namba, Katherine R Long, Milos Kostic, Barbara Langen, Wieland B Huttner*

Institute: Max-Planck-Institut für molekulare Zellbiologie und Genetik, Pfotenhauerstr. 108, 01307 Dresden

Zeitschrift: eLife 2018; 7: e41241

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5405

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Umweltschutz, Naturschutz und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen in Recklinghausen genehmigt. Es werden männliche und weibliche Mäuse eines Inzuchtstamms und gentechnisch veränderte Mäuse verwendet, welche einen roten Fluoreszenzfarbstoff bilden können. Die Mäuse stammen von der Versuchstierzucht Jackson Laboratory.

Die Mäuse werden in Narkose versetzt und ihr Kopf in einen stereotaktischen Rahmen gespannt. Die Kopfhaut der Tiere wird aufgeschnitten und der Schädel geöffnet. Zwei verschiedene Viren werden in verschiedene Bereiche des Gehirns gespritzt. Die Kopfhaut wird wieder zugenäht und die Tiere in ihre Käfige gesetzt. Einem Teil der Tiere wird eine Woche vor diesem Eingriff bereits ein Helfervirus gespritzt, welches die anschließende Infektion „verbessern“ soll. Eine Woche bis acht Monate nach dem Spritzen des Virus werden die Mäuse in Narkose versetzt, ihr Brustkorb aufgeschnitten, das Herz freigelegt und die Tiere werden dann durch Einleiten einer konservierenden Flüssigkeit in ihr Herz getötet. Die Gehirne werden entnommen und in feine Scheiben geschnitten feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie

Originaltitel: A new projection from the deep cerebellar nuclei to the hippocampus via the ventrolateral and laterodorsal thalamus in mice

Autoren: Pauline Bohne (1), Martin K. Schwarz (2), Stefan Herlitze (1), Melanie D. Mark (1

Institute: (1) Lehrstuhl für Allgemeine Zoologie und Neurobiologie, Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44801 Bochum, (2) Institut für Experimentelle Epileptologie und Kognitionswissenschaften, Universitätsklinikum Bonn, Bonn

Zeitschrift: Frontiers in Neural Circuits 2019; 13: 51

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5404

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse, deren Erbgut Bruchstücke menschlicher DNA tragen, sowie deren gesunde Geschwister verwendet. Den männlichen Mäusen wird im Alter von 8 Wochen an 5 aufeinander folgenden Tagen eine Substanz gespritzt, die dazu führt, dass sie ein menschliches Protein produzieren.

Im Alter von 12 Wochen wird ein Herzinfarkt nachgeahmt, indem eine Herzarterie dauerhaft abgebunden wird. Dazu werden die Tiere in Narkose versetzt und es wird ihnen ein Einschnitt am Hals zugefügt. Durch den Einschnitt wird die Luftröhre freigelegt, sie wird aufgeschnitten und ein Schlauch eingeführt, durch den das Tier künstlich beatmet wird. Der Brustkorb wird auf der linken Seite aufgeschnitten, das Herz freigelegt und eine Arterie des linken Herzens wird mit einem Faden abgebunden. Während der Operation werden den Tieren zusätzlich kleine Pumpen unter die Haut implantiert, über die den Mäusen nach der Operation verschiedene Testsubstanzen gegeben werden. Ein Teil der Tiere erhält keine Testsubstanz, sondern eine wirkstofffreie Lösung über die Pumpe verabreicht. Der „Herzinfarkt“ wird nach der Operation mit einer Ultraschalluntersuchung bestätigt. Die Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten auf nicht genannte Weise getötet und ihnen werden die Herzen, Lebern, Oberschenkelknochen und Schienbeine für weitere Untersuchungen entnommen. Die letzten Mäuse werden 28 Tage nach Erzeugung des „Herzinfarktes“ getötet.

Die Veröffentlichung wird durch das Projekt DEAL gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Post-myocardial infarction heart failure dysregulates the bone vascular niche

Autoren: Jedrzej Hoffmann (1,2,3), Guillermo Luxán (2,3,4), Wesley Tyler Abplanalp (2,3,4), Simone-Franziska Glaser (2,3,4), Tina Rasper (4), Ariane Fischer (4), Marion Muhly-Reinholz (4), Michael Potente (5,6,7), Birgit Assmus (1,2), David John (2,3,4), Andreas Michael Zeiher (1,2,3), Stefanie Dimmeler (2,3,4)*

Institute: (1) Medizinischen Klinik III (Kardiologie und Angiologie), Zentrum der Inneren Medizin, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Frankfurt, (3) Cardiopulmonary Institute (CPI), Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt, (4)* Institut für Kardiovaskuläre Regeneration, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Theodor-Stern-Kai 7, 60590 Frankfurt, (5) Forschungsgruppe Angiogenese und Metabolismus, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (6) Berlin Institute of Health at Charité (BIH) - Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (7) Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin, Berlin

Zeitschrift: Nature Communications 2021; 12: 3964

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5403

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer LALLF MV/TSD/7221.3-2-009/19 genehmigt und am Friedrich-Loeffler-Institut durchgeführt. Es werden verschiedene Virusvarianten aus Vogelgrippeausbrüchen in Belgien und Deutschland verwendet. Die Viren werden in befruchteten Hühnereiern vermehrt. Sie werden aus der den Embryo umgebenden Flüssigkeit gewonnen; die Embryonen selbst werden getötet und untersucht, um festzustellen, in welchen Geweben sich der Virus vermehrt.

Für die Infektionsversuche werden Hühner der Rasse Leghorn verwendet, die von der VALO BioMedia GmbH, Osterholz-Scharmbeck, bezogen werden. In einem ersten Versuchsteil werden jeweils 10 Hühner mit einem von zwei verschiedenen Vogelgrippeviren infiziert; dazu wird ihnen das jeweilige Virus in eine Vene gespritzt. Den Tieren werden in den folgenden Tagen mehrfach Abstriche aus dem Mund und der Kloake genommen. Ihr Gesundheitszustand wird über einen Zeitraum von 10 Tagen beobachtet und in Kategorien von „gesund“ über „krank“ und „schwerkrank“ bis zu „tot“ eingeteilt. Je Gruppe zeigt ein Tier ernste neurologische Symptome und wird daraufhin auf nicht genannte Art getötet. Den anderen Tieren wird 21 Tage nach der Infektion Blut abgenommen, ihr weiteres Schicksal wird nicht erwähnt. Es ist aber davon auszugehen, dass sie getötet werden.

In einem zweiten Versuchsteil werden jeweils 10 Eintagsküken Viren zweier unterschiedlicher Vogelgrippestämme direkt ins Gehirn gespritzt. Dazu wird eine Spritze durch den noch weichen Schädelknochen gestoßen und die Viren direkt ins Vorderhirn gespritzt. Eine Betäubung wird nicht erwähnt. Wiederum werden die Tiere beobachtet und ihr Gesundheitszustand von „gesund“ bis „tot“ bewertet. 2-3 Tage nach der Injektion werden alle Tiere einer der beiden Gruppen tot aufgefunden. Aus der anderen Gruppe versterben 2 Tiere, 5 zeigen Krankheitsanzeichen. 8 Tage nach der Infektion werden die überlebenden Küken auf nicht genannte Weise getötet.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft (BMEL) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Vogelgrippe-Forschung, Virologie, Tierseuchenforschung

Originaltitel: Neuraminidase-associated plasminogen recruitment enables systemic spread of natural avian influenza viruses H3N1

Autoren: Jacob Schön (1), Angele Breithaupt (2), Dirk Höper (1), Jacqueline King (1), Anne Pohlmann (1), Rokshana Parvin (3), Klaus-Peter Behr (4), Bernd-Andreas Schwarz (5), Martin Beer (1), Jürgen Stech (6), Timm Harder (1), Christian Grund (1)*

Institute: (1) Institut für Virusdiagnostik, Friedrich-Loeffler-Institut, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, (2) Abteilung für experimentelle Tierhaltung und Biosicherheit, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald-Insel Riems, (3) Department of Pathology, Bangladesh Agricultural University, Mymensingh, Bangladesch, (4) AniCon Labor GmbH, Höltinghausen, (5) Vaxxinova Diagnostics GmbH, Leipzig, (6) Institut für molekulare Virologie und Zellbiologie, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald-Insel Riems

Zeitschrift: PLoS Pathogens 2021; 17(4): e1009490

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5402

Versuchsbeschreibung: Die männlichen Ratten (Wistar Ratten) werden in Narkose versetzt. Dazu werden ihnen Narkosemittel in die Bauchhöhle und in einen Muskel gespritzt. Ihnen wird ein Katheter in eine Vene des Halses geschoben, durch den während der Operation weiter Medikamente gegeben werden.

Auf der Bauchseite der Tiere wird ein aus Haut und Fettgewebe bestehender Gewebelappen (sogenannter Flap) freigeschnitten, der 6 x 10 cm groß ist und somit die gesamte Bauchseite der Ratten darstellt. Dazu wird das gesamte Gewebe vom Körper getrennt, so dass der Gewebelappen nur noch über einen dünnen Stiel in der Leistenregion, der eine Vene und eine Arterie enthält, mit dem Körper verbunden ist. Der Flap wird vom Körper abgezogen und neben dem Tier auf den Operationstisch gelegt. Die Ratten werden in 8 Gruppen aufgeteilt und erhalten, je nach Gruppe, verschiedene Enzyme, das sind Eiweißstoffe, die im Körper bestimmte Reaktionen beschleunigen, oder die Aminosäure Arginin oder Kombinationen aus Arginin und den Enzymen gespritzt. Eine Gruppe bekommt weder Arginin noch ein Enzym, sondern eine Kochsalzlösung und dient der Kontrolle. 30 Minuten später werden die Vene und Arterie des Gewebelappenstiels mit einer Klammer abgeklemmt, so dass der Blutfluss im Flap für 3 Stunden unterbrochen ist. Danach wird der Gewebelappen wieder in seiner ursprünglichen Lage auf dem Tier festgenäht, wobei zwischen dem Wundbett und dem Flap eine Silikonfolie gelegt wird, die das Einsprießen neuer Blutgefäße in den Lappen verhindern soll. Im Anschluss an die Operation erhalten die Tiere Antibiotika. 5 Tage nach der Operation wird die Vitalität des Gewebelappens beurteilt. Dazu wird den Ratten ein Farbstoff gespritzt, der geschädigtes Gewebe anfärbt. Es wird ermittelt, wieviel Prozent des Lappengewebes noch lebt und wieviel irreversibel geschädigt oder abgestorben ist. Bei den Tieren waren bis zu 90 % des Gewebes irreversibel geschädigt. Vermutlich werden die Tiere im Anschluss getötet, wie sie getötet werden und ob zuvor noch weitere Versuche durchgeführt werden, wird nicht erwähnt.

Bereich: Wiederherstellungschirurgie, Chirurgie

Originaltitel: Pharmaceutical preconditioning with nitric oxide synthase and L-arginine in ischemic tissues

Autoren: Emre Gazyakan (1), Christoph Hirche (1), Matthias A Reichenberger (2), Günter Germann (2), Holger Engel (1)*

Institute: (1) Klinik für Hand-, Plastische und Rekonstruktive Chirurgie, BG-Unfallklinik, Universität Heidelberg, Ludwig-Guttmann-Straße 13, 67071 Ludwigshafen, (2) ETHIANUM Klinik für Plastische Chirurgie, Rekonstruktion, Ästhetik und Präventive Medizin, Heidelberg

Zeitschrift: Annals of Plastic Surgery 2020; 84(6): 705-710

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5401

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde in Nordrhein-Westfalen unter der Nummer TVA 84-02.04.2014-A451 genehmigt. Die weiblichen Albino-Ratten der Lewis Inzuchtlinie stammen aus der Versuchstierzucht Charles River (Sulzfeld).

Die Tiere werden in Narkose versetzt. Ihnen wird eine Eiweißsubstanz in einer Wasser-in-Öl Emulsion, die abgetötete Tuberkelosebakterien enthält, an der Schwanzwurzel unter die Haut gespritzt. Das in der Lösung enthaltende Eiweiß löst eine Reaktion des Immunsystems gegen die eigenen Nervenzellen des Tieres aus. Die anderen Komponenten der Lösung verstärken die Immunantwort. Die Tiere werden täglich gewogen und auf Symptome einer Nervenentzündung untersucht. Diese reichen von Bewegungsstörungen bis zu Lähmungen. Ein Teil der Tiere erhält zusätzlich Dimethylfumarat, einen Wirkstoff, der zur Behandlung der Multiplen Sklerose beim Menschen eingesetzt wird, in etwas Leitungswasser verdünnt zweimal am Tag per Schlundsonde in den Magen verabreicht. Ein anderer Teil der Tiere erhält zweimal täglich Flüssigkeit ohne den Wirkstoff per Schlundsonde. Die Tiere werden durch transkardiale Perfusion getötet; dabei werden die Tiere üblicherweise in Narkose versetzt und ihnen wird eine Nadel in das Herz gestoßen, durch die ein Konservierungsmittel in den Blutkreislauf gepumpt wird. Zusätzlich wird ein Herzvorhof zerschnitten, so dass das Blut der Tiere austritt. Der Darm wird entnommen und untersucht.

In einem weiteren Versuch werden bestimmte Zellen aus dem Darm, der mit dem Wirkstoff oder mit wirkstofffreier Flüssigkeit behandelten Ratten isoliert. Diese Zellen werden Ratten gespritzt, die 7 Tage zuvor mit der Wasser-in-Öl Suspension mit abgetöteten Tuberkelosebakterien und dem Eiweiß immunisiert wurden. Der Verlauf der Nervenentzündung wird für die Tiere beobachtet und mit einem Punkteverfahren bewertet. Am Tag vor der Immunisierung und 18 Tage danach wird die Nervenleitfähigkeit der Tiere bestimmt. Dafür wird den Tieren ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Nadelförmige Elektroden werden in die Ischiaskerbe an der Hüfte oder die Kniekehle gestochen sowie unter die Haut des Fußrückens. Die mit den Zellen behandelten Ratten werden 26 Tage nach der Infektion getötet, ihr Ischiasnerv wird herausgeschnitten und untersucht.

Teile der Arbeiten wurden durch die Firma Biogen GmbH (München) gefördert.

Bereich: Neuroimmunologie, Immunologie

Originaltitel: Induction of regulatory properties in the intestinal immune system by dimethyl fumarate in Lewis rat experimental autoimmune neuritis

Autoren: Kalliopi Pitarokoili*, Hussein Bachir, Melissa Sgodzai, Thomas Grüter, Steffen Haupeltshofer, Alexander Duscha, Xiomara Pedreiturria, Jeremias Motte, Ralf Gold

Institute: Klinik für Neurologie, St. Josef-Hospital, Universitätsklinikum der Ruhr-Universität Bochum, Bochum

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2019; 10: 2132

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5400

Versuchsbeschreibung: Die Pferde sind Teil einer anderen, nicht näher beschriebenen Studie, welche vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.9-42502-02-08/1622 genehmigt wird. Die Pferde, 9 Warmblüter und eine Standardrasse, sind zwischen 4 und 20 Jahre alt. Nur Pferde, die in den letzten vier Monaten nicht unter Lahmheit litten, werden in die Versuche aufgenommen. Die Tiere werden in Narkose versetzt und seitlich liegend positioniert. Die Vorderfüße der Pferde werden mittels eines bildgebenden Verfahrens (Magnetresonanztomographie, MRT) untersucht. Je Fuß dauert dies ca. 30 Minuten. Die Pferde werden aufgrund der anderen, nicht näher beschriebenen Studie auf nicht genannte Art getötet (laut Autor werden die Tiere „human zerstört“). Ob dies direkt im Anschluss an die MRT Untersuchung oder zu einem späteren Zeitpunkt geschieht, wird nicht erwähnt. Die Vorderfüße der Pferde werden abgetrennt und in feine Scheiben geschnitten untersucht.

Bereich: Bildgebende Verfahren

Originaltitel: High-field (3 Tesla) MRI of the navicular apparatus of sound horses shows good agreement to histopathology

Autoren: Lena K Kottmeier (1), Frauke Seehusen (2), Martin Helweg (1), Karl Rohn (3), Peter Stadler (1), Maren Hellige (1)*

Institute: (1) Klinik für Pferde, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover (TiHo), Bünteweg 9, 30559 Hannover, (2) Institut für Pathologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover (TiHo), Hannover, (3) Institut für Biometrie, Epidemiologie und Informationsverarbeitung, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover (TiHo), Hannover

Zeitschrift: Veterinary Radiology & Ultrasound 2019; 1-10

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5399

Versuchsbeschreibung: Das Fangen von Wildmäusen (Gelbhalsmaus Apodemus flavicollis) und Wühlmäusen (Erdmaus Microtus agrestis, Feldmaus Microtus arvalis und Rötelmaus Myodes glareolus) wird durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer 7221.3-030/09 und das Thüringer Landesamt für Lebensmittelsicherheit und Verbraucherschutz unter der Nummer 22-2684-04-15-107/09 genehmigt. Die Infektionsversuche werden durch die Regierung von Unterfranken unter der Nummer 55.2 2532-2-188 genehmigt. Es werden weibliche Mäuse der Inzuchtlinie BALB/c verwendet, die ein eingeschränktes Immunsystem aufweisen und aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Saint-Berthevin, Frankreich) stammen. Für die Infektionsversuche werden 5 verschiedene Bakterienstämme verwendet, drei der Stämme werden aus Wild- und Wühlmäusen isoliert, die mit Schlagfallen gefangen oder tot in Lebendfallen gefunden wurden. Ein weiterer Bakterienstamm wird aus Labormäusen isoliert und zusätzlich wird ein vom Menschen isolierter Stamm verwendet.

Die Mäuse werden in unterschiedliche Gruppen eingeteilt. Unter Narkose wird den Mäusen Flüssigkeit, die die unterschiedlichen Bakterienstämme in verschiedenen Mengen enthält, entweder in die Schwanzvene gespritzt oder in die Nase geträufelt.

Nach der Infektion werden die Mäuse beobachtet und ihr Gesundheitszustand nach einem Punkteschema bewertet. Dabei werden zum Beispiel das Gewicht, die Atmung und das Bewegungsverhalten bewertet. Ab einer Punktsumme von 20 werden die Tiere als „sterbend“ bewertet und auf nicht genannte Art getötet. Ein aus Wühlmäusen stammendes Bakterium verursacht einen besonders schweren Verlauf. Hier sterben je nach Infektionsweg innerhalb von 38 oder 42 Stunden alle Tiere der betreffenden Gruppen bzw. werden getötet. Ein Teil der Tiere erhält dabei eine höhere Bewertung als 20 Punkte, was bedeutet, dass der zuvor definierte „humane Endpunkt“, an dem die Tiere aufgrund der Schwere der Symptome getötet werden sollen, verpasst wurde. Die überlebenden Tiere werden getötet, ihre Lungen und Nieren werden entnommen, zerkleinert und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und den Europäischen Sozialfonds (ESF) gefördert.

Bereich: Infektionsforschung, Mikrobiologie

Originaltitel: Bringing together what belongs together: optimizing murine infection models by using mouse-adapted Staphylococcus aureus strains

Autoren: Patricia Trübe (1), Tobias Hertlein (2), Daniel M. Mrochen (1), Daniel Schulz (1), Ilka Jorde (1), Bettina Krause (1), Julia Zeun (1), Stefan Fischer (3), Silver A. Wolf (4), Birgit Walther (5), Torsten Semmler (4), Barbara M. Bröker (1), Rainer G. Ulrich (3), Knut Ohlsen (2), Silva Holtfreter (1)*

Institute: (1) Abteilung Immunologie, Universitätsmedizin Greifswald, Ferdinand-Sauerbruch-Straße DZ 7, 17489 Greifswald, (2) Institut für Molekulare Infektionsbiologie, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Würzburg, (3) Institut für Neue und Neuartige Tierseuchenerreger, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald-Insel Riems, (4) Nachwuchsgruppe Mikrobielle Genomik, Robert Koch Institut, Berlin, (5) Spezielle Licht- und Elektronenmikroskopie, Zentrum für Biologische Gefahren & Spezielle Pathogene, Robert Koch Institut, Berlin

Zeitschrift: International Journal of Medical Microbiology 2019; 309: 26–38

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5398

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde unter der Nummer 33.14-42502-04-095/09 genehmigt. Die weiblichen Rhesusaffen stammen vom Deutschen Primatenzentrum und sind zwischen 19 und 23 Jahre alt. Während der Versuche werden die Tiere einzeln in Käfigen gehalten; ihr Kontakt mit Artgenossen ist darauf beschränkt, dass sie einander sehen, hören und riechen können. Die Affen werden mit einem Kuhpocken-ähnlichen Virus infiziert, dazu werden sie in Narkose versetzt. Zwei Tiere bekommen die Viren mit Flüssigkeit in eine Beinvene gespritzt. Den anderen vier Affen wird das Virus mit Flüssigkeit in die Nasenlöcher gegeben. Die Tiere, denen das Virus gespritzt wurde, entwickeln innerhalb von 7 bis 10 Tagen Krankheitssymptome. Sie leiden unter Ausschlag im Gesicht, den Oberarmen und Unterschenkeln, Hautveränderungen im Gesicht, am Körper und den Beinen. Es bilden sich Knötchen und Blasen. Nach 10 bis 12 Tagen haben sich die Pusteln über den gesamten Körper verbreitet und beginnen einzusinken. Zusätzlich entstehen Hautveränderungen am Mund und den Genitalien sowie den Händen und Füßen. 21 Tage nach der Infektion weist eines der Tiere 50 Hautwunden von bis zu 3 cm Durchmesser auf, in denen das Gewebe abstirbt. Als Folge einer Sekundärinfektion einer der Pockenwunden leidet das Tier unter einer schweren eitrigen Entzündung des rechten Beins. Dieses Tier wird daraufhin getötet. Das andere Tier, dem das Virus gespritzt wurde, hat nach 21 Tagen 140 Hautwunden von bis zu 1 cm Durchmesser, die Krusten bilden und im Anschluss abheilen. Von den Tieren, die über die Nase infiziert wurden, entwickelte eines Ausschlag im Rachen und eine Hautveränderung am Auge. Allen Tieren wird zweimal wöchentlich Blut abgenommen. Die verbleibenden 5 Tiere werden 10 Wochen nach der Infektion getötet.

Bereich: Infektionsforschung, Virologie

Originaltitel: Limited susceptibility of rhesus macaques to a cowpox virus isolated from a lethal outbreak among New World monkeys

Autoren: Kerstin Mätz-Rensing (1)*, Constanze Yue (2), Jeanette Klenner (2), Heinz Ellerbrok (2), Christiane Stahl-Hennig (1)

Institute: (1) Deutsches Primatenzentrum GmbH, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (2) Robert Koch Institut, Zentrum für Biologische Sicherheit (ZBS1), Berlin

Zeitschrift: Primate Biology 2017; 4: 163-171

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5397

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer 55.2-1-54-2532-217-2015 genehmigt. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld. Es handelt sich um Nacktmäuse mit einem eingeschränkten Immunsystem, da ihnen zuchtbedingt bestimmte Immunzellen fehlen. Im Alter von 6 Wochen werden die Mäuse narkotisiert und ihr Bauch wird in einer Länge von 1 bis 1,5 cm aufgeschnitten. Milz und Bauchspeicheldrüse werden aus der Bauchhöhle vorgelagert und menschliche Bachspeicheldrüsenkrebszellen in die Bauchspeicheldrüse gespritzt. Die Organe werden zurück in die Bauchhöhle gelegt und das Bauchfell und die Haut vernäht. Nach 6 bis 10 Wochen werden die Mäuse in Narkose versetzt und mit bildgebenden Verfahren untersucht. Ein Teil der Mäuse wird mittels Magnetresonanztomographie und der andere Teil der Mäuse mittels Computertomographie untersucht, dafür wird ihnen zuvor ein Kontrastmittel in den Schwanz gespritzt. Bei den Untersuchungen werden Tumore von bis zu ca. 1 cm Durchmesser gefunden. Ob die Mäuse direkt im Anschluss getötet werden oder noch in weiteren Versuchen eingesetzt werden, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Kommission für Klinische Forschung der medizinischen Fakultät der Technischen Universität München und die Europäische Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Radiologie, Krebsforschung

Originaltitel: MRI-based high-precision irradiation in an orthotopic pancreatic tumor mouse model

Autoren: S. Dobiasch (1,2,4), S. Kampfer (1,3), D. Habermehl (1,2), M. N. Duma (1), K. Felix (5), A. Strauss (6), D. Schilling (1,2), J. J. Wilkens (1,3), S. E. Combs (1,2,4)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik fu?r RadioOnkologie und Strahlentherapie, Klinikum rechts der Isar der Technische Universität München (TUM), Ismaninger Straße 22, 81675 München, (2) Institut für innovative Strahlentherapie (iRT), Department of Radiation Sciences (DRS), Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (3) Fakultät für Physik, Technische Universität München (TUM), München, (4) Standort München, Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung (DKTK), München, (5) Allgemein- Viszeral- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (6) Abteilung Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Strahlentherapie und Onkologie 2018; 194: 944–952

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5396

Versuchsbeschreibung: Die Haltung und Zucht der Zebrafinken wird vom Gesundheits-, Veterinär- und Lebensmittelüberwachungsamt der Stadt Bielefeld unter der Nummer 530.421630-1, 18.4.2002 genehmigt. Die Experimente werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) unter der Nummer 84 02.05.40.17.009 genehmigt. Die Versuche werden in der Arbeitsgruppe Verhaltensforschung an der Universität Bielefeld durchgeführt.

Für die Dauer der Versuche werden brütende Zebrafinkenpaare, die von einer eigenen Zucht der Universität Bielefeld stammen, in Käfigen (80 x 30 x 40 cm) gehalten. Wenn die Jungvögel ungefähr 10 Tage alt sind, werden sie aus dem Nest entnommen und für eine halbe Stunde in dunkle Nylonsocken gesteckt. Je Nest werden dafür jeweils ein oder zwei Küken entnommen und einzeln oder paarweise in die Socken gesteckt. Im Anschluss werden die Küken zurück in ihr Nest gegeben und die Socken als Geruchsträger verwendet. Das zu testende Elterntier, also der Vater oder die Mutter, wird aus dem Käfig genommen und in einen anderen Käfig gesetzt. Um Ablenkungen zu vermeiden, werden Partner und Jungtiere aus dem Raum entfernt. Am Kopf des Tieres wird ein Stück einer reflektierenden Folie angebracht, welches die Verfolgung der Kopfbewegungen des Tieres mit einer Kamera erleichtert. In den Testkäfig wird dann über einen Ventilator der Geruch der Socken in den Käfig eingeleitet, in denen die eigenen Jungen steckten oder Socken, die den Geruch fremder Jungvögel tragen. Über eine Videokamera wird das Verhalten der Tiere gefilmt. Gezählt wird, wie oft der Zebrafink seinen Kopf zur Seite dreht. Der Test wird mit dem Partnertier wiederholt. Am Ende des Versuchs werden die Zebrafinkenpaare und ihr Nachwuchs in den „Laborbestand“ zurückgegeben, also vermutlich in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die VolkswagenStiftung gefördert. Die Publikation wurde durch das Projekt DEAL unterstützt.

Bereich: Verhaltensforschung

Originaltitel: Nestling odour modulates behavioural response in male, but not in female zebra finches

Autoren: Sarah Golüke (1), Hans Joachim Bischof (2), Barbara A. Caspers (1)*

Institute: (1) Verhaltensökologie, Fakultät für Biologie, Universität Bielefeld, Konsequenz 45, 33615 Bielefeld, (2) Arbeitsgruppe Verhaltensforschung, Fakultät für Biologie, Universität Bielefeld, Bielefeld

Zeitschrift: Scientific Reports 2021; 11: 712

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5395

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen genehmigt. Für die Versuche werden mit gentechnischen Methoden Mäuse gezüchtet, die ein bestimmtes Protein (Cortactin) nicht besitzen. Alle Versuche finden zusätzlich auch an Kontrolltieren statt, die das Protein regulär bilden können. Im Alter von 8 bis 11 Wochen erhalten die Tiere eine Mischung aus Tuberkulosebakterien und einem Mineralöl (Freund’s Adjuvans) unter die Haut injiziert. Dadurch wird eine Autoimmunreaktion (Fehlsteuerung des Immunsystems gegen den eigenen Körper) ausgelöst. Zusätzlich erhalten sie 2 x im Abstand von zwei Tagen ein Gift in die Bauchhöhle, das dafür sorgt, dass die Blut-Hirn-Schranke durchlässig für die Immunzellen wird. Die Krankheit, die bei den Mäusen dadurch entsteht, wird experimentelle autoimmune Enzephalomyelitis genannt und ist durch eine Zerstörung von Nervenzellen gekennzeichnet. Die Tiere werden 30 Tage lang beobachtet und bekommen anhand ihrer klinischen Symptome Punkte für einen Score vergeben. Dabei wird z.B. 1 Punkt vergeben, wenn der Schwanz schlaff ist, und 2 Punkte, wenn die Hinterbeine geschwächt sind und das Tier noch „watschelnd“ laufen kann. Wenn die Tiere sich gar nicht mehr bewegen können, was einer Punktzahl von 4 entspricht, werden sie auf nicht genannte Art getötet. Je nach Versuch werden alle Tiere am Ende der Beobachtungszeit, auf dem Höhepunkt der Krankheit oder nach einer bestimmten Anzahl an Tagen nach dem Auslösen der Krankheit getötet und Blut, Lymphknoten, die Milz, das Gehirn und das Rückenmark werden ihnen für verschiedene Untersuchungen entnommen.

Die Studie wurde durch die Max-Plack-Gesellschaft und die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Multiple-Sklerose-Forschung, Neurologie

Originaltitel: Actin-Binding Protein Cortactin Promotes Pathogenesis of Experimental Autoimmune Encephalomyelitis by Supporting Leukocyte Infiltration into the Central Nervous System

Autoren: Maryna Samus (1), Yu-Tung Li (1), Lydia Sorokin (2,3), Klemens Rottner (4,5), Dietmar Vestweber (1,3)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für molekulare Biomedizin, Röntgenstr. 20, 48149 Münster, (2) Institut für Physiologische Chemie und Pathobiochemie, Münster, (3) Cells in Motion Interfaculty Centre (CiM), Medizinische Fakultät, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Waldeyerstr. 15, 48149 Münster; (4) Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (5) Technische Universität Braunschweig, Braunschweig

Zeitschrift: The Journal of Neuroscience 2020; 40(7): 1389-1404

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5394

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird von der Bezirksregierung Münster unter der Nummer 84-02.04.2011.A132 genehmigt und wird an weiblichen erwachsenen Ratten mit einem Gewicht von 108-250g durchgeführt. Die Tiere werden mit einer Spritze in die Bauchhöhle in Narkose gelegt und erhalten eine Operation am linken Auge. Dabei wird bei 13 Ratten die Bindehaut an einer bestimmten Stelle aufgeschnitten und jeweils drei Venen im Auge mit Hitze verödet, sodass danach weniger als die Hälfte des Blutstromes hindurchkommt. Das führt bei den Tieren dazu, dass das Kammerwasser, was sich im Auge befindet, nicht richtig abfließen kann und der Druck im Inneren des Auges ansteigt. Bei einer Kontrollgruppe von 13 weiteren Ratten werden die Venen im Auge nicht behandelt. Zusätzlichen 5 Tieren wird am Rande der Regenbogenhaut (Iris) das Auge aufgeschnitten und ein Teil der Iris entfernt, wodurch künstlich der Druck im Auge gesenkt wird. Sowohl direkt vor als auch nach der Operation wird bei allen Tieren mit einem Messgerät der Augeninnendruck gemessen, wobei sie ein Betäubungsmittel ins Auge erhalten. Diese Messung wird acht Wochen lang nach dem Eingriff wöchentlich durchgeführt.

Nach der Operation werden die Ratten regelmäßig acht Wochen lang untersucht. Anschließend werden die Tiere getötet, indem sie mit reinem CO2 ausgesetzt werden. Für weitere Untersuchungen werden ihnen die Augen entnommen. Zusätzliche Tiere werden darüber hinaus im Alter von 5 bis 8 Tagen getötet, um ihr Gehirn für Versuche zu entnehmen.

Die Studie wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Augenheilkunde

Originaltitel: Elevated intraocular pressure induces neuron-specific ?-III-tubulin expression in non-neuronal vascular cells

Autoren: Verena Prokosch (1,2)*, Kathrin Brockhaus (1), Fabian Anders (2), Hanhan Liu (2), Karl Mercieca (3), Adrian Gericke (2), Harut Melkonyan (1), Solon Thanos (1)

Institute: (1) Institut für Experimentelle Ophthalmologie und DFG-Exzellenzzentrum, Cells in Motion Interfaculty Centre (CIM), Medizinische Fakultät, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Domagkstraße 15, 48149 Münster, (2) Universitäts-Augenklinik Mainz, Johannes Gutenberg-Universität Mainz, 55131 Mainz, (3) Manchester Royal Eye Hospital, Manchester, Großbritannien

Zeitschrift: Acta Ophthalmologica 2020; 98: e617-e630

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5393

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird von der örtlichen Behörde zugelassen und wird bei Labcorp Early Development Services GmbH (früher Covance Laboratories GmbH) in Münster an fünf- bis sechsjährigen Javaneraffen mit einem Gewicht von 2,8 – 4,9 kg durchgeführt. Die Affen stammen aus einer Zuchtkolonie in Vietnam und werden mit Männchen gepaart. Durch Ultraschall und eine Blutuntersuchung wird die Schwangerschaft bestätigt

. Jeweils 14 schwangere Tiere erhalten über den Zeitraum der Schwangerschaft ab dem 20. Trächtigkeitstag nach dem Zufallsprinzip in eine Vene entweder kein Medikament (Kontrollgruppe), das Medikament Ofatumumab hochdosiert (Hochdosis-Gruppe) oder niedrigdosiert (Niedrigdosis-Gruppe). Die Affen bekommen zu verschiedenen Zeitpunkten während der Schwangerschaft vor und nach der Gabe des Medikamentes Blut abgenommen. Ebenfalls wird ihnen und ihren Babys nach der Geburt zu verschiedenen Zeitpunkten Blut abgenommen. Außerdem werden die Babys mehrfach ausführlich klinisch v.a. auf Missbildungen und neurologische Probleme untersucht, gemessen, geröntgt und ihre Knochendichte wird ermittelt. Zusätzlich erhalten die Babys zweimalig eine Impfung mit einem Stoff, durch den eine starke Immunreaktion bei den Tieren hervorgerufen wird. Ein Muttertier der Hochdosis-Gruppe erkrankt an einer Nierenerkrankung, die möglicherweise auf das Medikament zurückzuführen ist, und wird daraufhin getötet und drei Babys der Hochdosis-Gruppe sterben aufgrund von Infektionen, die eventuell aufkamen, da das Immunsystem der Tiere durch das Medikament geschwächt wurde.

Die Affen werden bis zum 180. Tag nach der Geburt, bzw. nach Beginn der Stillzeit untersucht. Die Tiere, die das Medikament erhalten haben, werden anschließend durch die hochdosierte Gabe von Pentobarbital-Natrium (ein Schlafmittel) in eine Vene getötet und ihre Körper werden untersucht. Ebenso wird mit ihren Säuglingen verfahren. Im Falle eines Aborts, einer Totgeburt, oder bei Tod des Säuglings wird das Muttertier mit anderen Tieren in einem Käfig gehalten und dann am gleichen Tag wie das letzte Mutter-Baby-Paar in dem Käfig getötet. Da sich bei Verlust eines Babys die Rangordnung der Tiere ändern kann und so Konflikte entstehen, werden in diesen Fällen die Kontrolltiere entfernt oder, wenn es sich um Tiere der Medikamentengruppen handelt, die Tiere vorzeitig getötet und seziert.

Die Studie wurde durch Novartis gefördert.

Bereich: Toxikologie, Pharmakologie, Neuropharmakologie, Multiple-Sklerose-Forschung

Originaltitel: Effect of ofatumumab on pregnancy, parturition, and lactation in cynomolgus monkeys

Autoren: Muriel Bellot (1)*, C. Marc Luetjens (2), Morten Bagger (1), Courtney Horvath (1), Esther Sutter (1), Anthony DeLise (3), Dominique Brees (1), Jose M. Carballido (1), Ratnakar Pingili (4), Krishnan Ramanathan (4), Bernd C. Kieseier (4,5), Kerstin Hellwig (6)

Institute: (1) Novartis Institutes for BioMedical Research, Forum 1, Novartis Campus, 4056 Basel, Schweiz, (2) Labcorp Early Development Services GmbH, Münster, (3) Novartis Pharmaceuticals Corporation, East Hanover, New Jersey, USA, (4) Novartis Pharma AG, Basel, Schweiz, (5) Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (6) Fachbereich Neurologie, St. Josef-Hospital Bochum, Ruhr-Universität-Bochum, Bochum

Zeitschrift: Reproductive Toxicology 2022; 108: 28-34

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5392

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen genehmigt. Es werden für die Versuche Mäuse im Alter von 8 bis 12 Wochen verwendet, die gesund oder so gentechnisch verändert sind, dass man verschiedene Blutzellen durch die Gabe von Diphtherietoxin (ein Giftstoff eines Bakteriums) stark vermindern kann. Die Tiere werden in Narkose gelegt und erhalten in die Luftröhre ein Bakterium (Klebsiella pneumoniae), das bei allen Tieren eine Lungenentzündung auslöst. Mit diesen Mäusen und gesunden Kontrolltieren werden verschiedene Experimente durchgeführt. Zum Beispiel erhalten sie Stoffe gespritzt, die verschiedene Blutbestandteile, wie Blutplättchen und Immunzellen anfärben, um diese nach dem Tod der Tiere zu untersuchen. Einige Mäuse erhalten spezifische Antikörper in eine Vene gespritzt, die z.B. Immunzellen oder Blutplättchen der Tiere vermindern. Bei manchen Tieren wird die Dehnbarkeit der Lunge gemessen, indem nach einem Schnitt am Hals ein Beatmungstubus in die Luftröhre der Tiere eingebracht wird und die Tiere künstlich beatmet werden. Es werden außerdem gesunde Mäuse verwendet, um Blutproben von ihnen zu gewinnen, die dann in einem weiteren Experiment an andere Tiere übertragen werden.

Bei einem der Versuche erhalten die Tiere einen Antikörper kurz vor ihrer Tötung gespritzt, der bestimmte Immunzellen markiert. Diesen Tieren wird der Brustkorb aufgeschnitten, die große Hohlvene wird geöffnet und vor der Lungenentnahme wird in das Herz Kochsalzlösung gegeben. Alle Mäuse werden je nach Experiment nach bestimmten Zeitpunkten nach der Infektion (zwischen wenigen Stunden und zwei Wochen) getötet und ihre Lungen und die darin enthaltenen Blutzellen, sowie auch weitere Zellen (z.B. aus Milz, Knochenmark, Blut) werden untersucht.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und von der Deutsch-Israelischen Stiftung für Wissenschaftliche Forschung und Entwicklung gefördert.

Bereich: Lungenforschung, Infektionsforschung, Immunologie, Innere Medizin

Originaltitel: Platelets orchestrate the resolution of pulmonary inflammation in mice by T reg cell repositioning and macrophage education

Autoren: Jan Rossaint (1), Katharina Thomas (1), Sina Mersmann (1), Jennifer Skupski (1), Andreas Margraf (1), Tobias Tekath (2), Charlotte C. Jouvene (3), Jesmond Dalli (3), Andres Hidalgo (4), Sven G. Meuth (5), Oliver Soehnlein (6,7,8), Alexander Zarbock (1)*

Institute: (1) Klinik für Anästhesiologie, operative Intensivmedizin und Schmerztherapie, Universitätsklinikum Münster, Albert-Schweitzer-Campus 1, Gebäude A1, 48149 Münster, (2) Institut für Medizinische Informatik, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (3) William Harvey Research Institute, Barts and The London School of Medicine and Dentistry, Queen Mary University of London, London, Vereinigtes Königreich, (4) Area of Cell and Developmental Biology, Fundación Centro Nacional de Investigaciones Cardiovasculares Carlos III, Madrid, Spanien, (5) Klinik für Neurologie mit Institut für Translationale Neurologie, Universitätsklinikum Münster, Münster, (6) Institut für Experimentelle Pathologie, Zentrum für Molekularbiologie der Entzündung, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (7) Department of Physiology and Pharmacology, Karolinska Institutet, Stockholm, Schweden, (8) Institut für Prophylaxe und Epidemiologie der Kreislaufkrankheiten, Ludwig-Maximilians-Universität München, München

Zeitschrift: Journal of Experimental Medicine 2021; 218(7): e20201353

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5391

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Senator für Gesundheit, Freie Hansestadt Bremen, unter dem Aktenzeichen 522-27-11/02-00 genehmigt. Die beiden männlichen Affen sind 6 und 8 Jahre alt und werden beide gemeinsam mit jeweils einem anderen männlichen Affen in Zweiergruppen gehalten. Beide Tiere sind bereits mit den Abläufen und Prozeduren im Labor vertraut, vermutlich aus Versuchen, an denen sie bereits teilnehmen mussten. Die Affen werden unter Narkose operiert und über einem 2 cm großen Bohrloch im Schädel wird eine Messkammer am Kopf mit Knochen- und Zahnzement fixiert. Durch sie können Elektroden bis in einen bestimmten Bereich des Gehirns gestochen werden. Außerdem wird ein Bolzen, mit dem die Affen im sogenannten Primatenstuhl fixiert werden können, ebenfalls am Schädel befestigt. Nach der Operation erhalten die Tiere Schmerzmittel.

Über einige Wochen werden sie für die Aufgaben des Versuchs trainiert. Dabei erhalten sie Wasser und Fruchtsaft als „Belohnung“, wenn sie das gewünschte Verhalten zeigen. Damit die Tiere kooperieren, wird ihnen üblicherweise außerhalb des Labors an den Trainings- und Versuchstagen keine Flüssigkeit zur Verfügung gestellt. Bei den eigentlichen Versuchen wird vor den im Primatenstuhl am Kopf festgeschraubten Affen ein Bildschirm positioniert. Auf dem Bildschirm erscheint ein Punkt. Auf diesen Punkt müssen die Affen starren und einen Hebel drücken und gedrückt halten. Auf dem Bildschirm erscheint dann ein Wellenmuster, welches sich mit einer konstanten Geschwindigkeit bewegt. In einem Teil der Versuche wird die Bewegung des Wellenmusters beschleunigt oder verlangsamt. Die Affen müssen dann innerhalb eines kurzen Zeitfensters von weniger als einer Sekunde den Hebel loslassen. Wenn sie dies tun, erhalten sie einige Tropfen Wasser oder verdünnten Fruchtsaft als „Belohnung“. Wenn sie ihre Augen bewegen und nicht mehr auf den gewünschten Punkt auf dem Bildschirm starren oder den Hebel zu früh oder zu spät loslassen, erhalten sie keine Flüssigkeit. Während die Affen die Aufgabe erfüllen, werden mit Hilfe von in das Hirngewebe eingelassenen Elektroden die Aktivitäten in ihrem Gehirn vermessen und aufgezeichnet.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie

Originaltitel: Dynamic divisive normalization circuits explain and predict change detection in monkey area MT

Autoren: Udo A. Ernst (1)*, Xiao Chen (1), Lisa Bohnenkamp (1), Fingal Orlando Galashan (2), Detlef Wegener (2)

Institute: (1) Computational Neurophysics Lab, Institut für Theoretische Physik, Universität Bremen, Hochschulring 18, 28359 Bremen, (2) Institut für Hirnforschung, Universität Bremen, Bremen

Zeitschrift: PLoS Computational Biology 2021; 17(11): e1009595

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5390

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Senator für Gesundheit, Bremen, genehmigt. Zwei männlichen Rhesusaffen werden unter Narkose Kopfhalter am Schädel angebracht, die die Fixierung der Tiere im sogenannten Primatenstuhl ermöglichen. Zusätzlich wird den Affen über einem 2,5 cm großen Bohrloch eine Box auf dem Kopf fixiert. Sie dient als Messkammer, durch die Mess- bzw. Signalelektroden in bestimmte Bereiche des Gehirns gebohrt werden.

In den eigentlichen Versuchen müssen die Tiere eine Aufgabe erfüllen, die hohe Aufmerksamkeit erfordert. Dazu werden sie über den Bolzen mit ihrem Kopf im sogenannten Primatenstuhl fixiert und müssen auf einen bestimmten Punkt auf einem Bildschirm starren und einen Hebel drücken. Auf dem Bildschirm tauchen verschiedene komplexe Umrisse auf, die unterschiedliche Farbe haben und sich an verschiedenen Positionen auf dem Bildschirm befinden. Die Form der Umrisse verändert sich kontinuierlich und nimmt schließlich wieder die ursprüngliche Form an. Innerhalb eines sehr kurzen Zeitfensters von unter einer Sekunde müssen die Affen den Hebel loslassen, sobald die Ursprungsform erreicht ist. Wenn sie dies tun, erhalten sie eine kleine Menge verdünnten Fruchtsafts als „Belohnung“. Während des gesamten Versuchs wird die Position der Augen aufgezeichnet und darauf geachtet, dass die Affen genau auf den gewünschten Punkt auf dem Bildschirm starren. Wenn die Affen den Blick von diesem Punkt abwenden oder den Hebel zu früh oder zu spät loslassen, erhalten sie keine Flüssigkeit. Damit die Tiere bei diesen Versuchen kooperieren wird ihnen üblicherweise außerhalb des Labors an den Trainings-Versuchstagen keine Flüssigkeit zur Verfügung gestellt. Um ihren Durst zu stillen, müssen sie daher das gewünschte Verhalten zeigen, um an die lebensnotwendige Flüssigkeit zu kommen. Während die Affen die Aufgaben erfüllen, werden mithilfe der implantierten Signalelektrode die Gehirnnerven elektrisch stimuliert und mittels der Messelektroden Signale im Gehirn aufgezeichnet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie

Originaltitel: A novel approach for removing micro-stimulation artifacts and reconstruction of broad-band neuronal signals

Autoren: Eric Drebitz*, Lukas-Paul Rausch, Andreas K. Kreiter

Institute: Institut für Hirnforschung, Zentrum für Kognitionsforschung, Biologischer Garten, Hochschulring 16A, 28235 Bremen

Zeitschrift: Journal of Neuroscience Methods 2020; 332: 108549

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5389

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch den Senator für Wissenschaft, Gesundheit und Verbraucherschutz der Stadt Bremen genehmigt. Mäuse, die gentechnisch so verändert wurden, dass ihnen bestimmte Proteine fehlen, und ihre gesunden Geschwister werden von Alexandra C. Newton (University of California, San Diego, USA) und Gil Leibowitz (Hadassah-Hebrew University Medical Center, Jerusalem, Israel) zur Verfügung gestellt. Weitere Mäuse, die zuchtbedingt eine Genmutation tragen, die zu Übergewicht und schwerem Diabetes führt, werden von Jackson Laboratory (USA) bezogen. Im Alter von 8 bis 10 Wochen wird einem Teil der Tiere an 5 aufeinanderfolgenden Tagen eine Chemikalie (Streptozocin) gespritzt, welche die insulinproduzierenden ?-Zellen der Bauchspeicheldrüse zerstört und dadurch einen Diabetes-ähnlichen Zustand hervorruft. Ein Teil der Tiere erhält eine normale Futtermischung, andere Tiere erhalten 17 Wochen lang ein Futter mit hohem Fett- und Zuckergehalt. Um zu testen, wie die Tiere auf Zucker oder Insulin reagieren, müssen sie zunächst 12 bzw. 4 Stunden fasten, bevor ihnen Lösungen von Glukose oder Insulin in die Bauchhöhle gespritzt werden. Zum Zeitpunkt der bzw. im Anschluss an die Injektion wird mehrfach der Blutzucker gemessen; dafür wird den Tieren Blut aus einer Schwanzvene entnommen. Zu verschiedenen Zeitpunkten werden die Mäuse getötet und für weitere Untersuchungen ihre Bauchspeicheldrüsen entnommen. Einer anderen Gruppe von Mäusen wird innerhalb von 10 Tagen fünfmal ein sogenanntes Transfektionsreagenz in die Bauchhöhle gespritzt. Dieses Reagenz enthält genetische Information in einer Form, die in die Zelle eindringen kann und dort zur Herstellung von Proteinen (den Proteinen, die den gentechnisch veränderten Mäusen fehlen) führt. 24 Stunden nach der letzten Injektion werden die Tiere auf nicht beschriebene Art getötet und ihre Bauchspeicheldrüsen entnommen, um ihre Zellen weiter zu untersuchen.

Teil dieser Arbeit sind außerdem verschiedene Untersuchungen mit isolierten Bauchspeicheldrüsen von Mäusen. Nicht besonders erwähnt, aber sehr wahrscheinlich, dass dafür zusätzliche Tiere getötet wurden.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) unterstützt.

Bereich: Diabetes-Forschung

Originaltitel: Inhibition of PHLPP1/2 phosphatases rescues pancreatic ?-cells in diabetes

Autoren: Blaz Lupse (1), Karthika Annamalai (1), Hazem Ibrahim (1), Supreet Kaur (1), Shirin Geravandi (1), Bhavishya Sarma (1), Anasua Pal (1), Sushil Awal (1), Arundhati Joshi (1), Sahar Rafizadeh (1), Murali Krishna Madduri (1), Mona Khazaei (1), Huan Liu (1), Ting Yuan (1), Wei He (1), Kanaka Durga Devi Gorrepati (1), Zahra Azizi (1,2), Qi Qi (3), Keqiang Ye (3), Jose Oberholzer (4), Kathrin Mädler (1)*, Amin Ardestani (1,2)*

Institute: (1) Zentrum für Biomolekulare Interaktionen Bremen (CBIB), Universität Bremen, Leobener Straße, 28359 Bremen, (2) Department of Molecular Medicine, School of Advanced Technologies in Medicine, Tehran University of Medical Sciences, Tehran, Iran, (3) Department of Pathology and Laboratory Medicine, Emory University School of Medicine, Atlanta, USA, (4) Charles O. Strickler Transplant Center, University of Virginia Medical Center, Charlottesville, USA

Zeitschrift: Cell Reports 2021; 36: 109490

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5388

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch den Bremer Senat genehmigt. Die Mäuse, bei denen durch gentechnische Manipulation ein Gen zur Herstellung eines bestimmten Proteins deaktiviert wurde, wurden von Wufan Tao (Fudan University, Shanghai, China) zur Verfügung gestellt. Die gentechnisch veränderten Mäuse und ihre Geschwister, die nicht gentechnisch verändert sind, werden ab einem Alter von 8 bis 10 Wochen für 16 Wochen mit Futter ernährt, das einen hohen Gehalt an Fett und Zucker aufweist. Den Tieren wird dann die Substanz Streptozocin, welche die insulinproduzierenden ?-Zellen in der Bauspeicheldrüse zerstört, in die Bauchhöhle gespritzt. In der Folge leiden die Tiere an einem erhöhten Blutzuckerspiegel. Im Anschluss werden die Tiere für weitere 3 Wochen mit dem fett- und zuckerreichen Futter ernährt. 6 bzw. 14 Tage nach der Streptozocin-Injektion wird einigen Mäusen über die Schwanzvene Blut abgenommen, um ihren Blutzuckerspiegel zu messen. Zu verschiedenen Zeitpunkten innerhalb der drei Wochen nach Streptozocin-Injektion müssen die Tiere für 12 Stunden fasten, bevor ihnen eine Zuckerlösung in die Bauchhöhle gespritzt wird. Davor und danach (mehrfach in den folgenden 2 Stunden) wird ihr Blutzucker gemessen. Das dafür notwendigen Blut wird ebenfalls aus der Schwanzvene entnommen. In einem weiteren Test müssen die Mäuse 5 Stunden fasten, bevor ihnen menschliches Insulin gespritzt wird. Der Blutzucker wird auch in diesem Test wie bereits beschrieben gemessen. Drei Wochen nach der Streptozocin-Injektion werden die Tiere getötet und ihre Bauchspeicheldrüse wird für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Veröffentlichung der Arbeiten wurde durch das Projekt DEAL gefördert.

Bereich: Diabetes-Forschung

Originaltitel: MST1 deletion protects ?-cells in a mouse model of diabetes

Autoren: Amin Ardestani (1,2)*, Kathrin Mädler (1)*

Institute: (1) Zentrum für Biomolekulare Interaktionen Bremen (CBIB), Universität Bremen, Leobener Straße, 28359 Bremen, (2) Department of Molecular Medicine, School of Advanced Technologies in Medicine, Tehran University of Medical Sciences, Tehran, Iran

Zeitschrift: Nutrition and Diabetes 2022; 12: 7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5387

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine senatorische Behörde in Bremen genehmigt. Die männlichen Wistar-Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Deutschland (im Paper ist Sulingen angegeben, Charles River hat aber seinen Sitz in Sulzfeld). Die Ratten werden in drei Gruppen eingeteilt. Den Tieren wird ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt und ihr Schädel in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen fixiert. Ihnen wird ein Medikament unter die Haut gespritzt, das die Herz- und Lungenfunktion während des Eingriffs unterstützen soll. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten und es werden auf einer Seite des Schädels drei Löcher in den Knochen gebohrt. Durch die Löcher werden Injektionsnadeln in verschiedene Bereiche des Gehirns gestoßen, durch die anschließend verschiedenen Flüssigkeiten langsam ins Gehirn gepumpt werden: entweder eine Flüssigkeit, die Eisenoxid-Nanopartikel oder ein Eisensalz oder keinen Zusatz enthält. Anschließend werden die Löcher im Schädel mit Knochenwachs, einer Mischung aus Bienenwachs und Vaseline, verschlossen und die Kopfhaut wird vernäht. Die Ratten werden einen Tag, eine Woche oder vier Wochen nach dem Eingriff getötet. Dazu wird ihnen ein Narkosemittel in Überdosierung gespritzt und anschließend eine Substanz, die die Gewebe konservieren soll, in das Herz und durch den Kreislauf gepumpt. Das Gehirn der Ratten wird entnommen und in feine Scheiben geschnitten feingeweblich untersucht.

Die Veröffentlichung der Arbeiten wurde durch das Projekt DEAL gefördert.

Bereich: Nanopartikeltoxikologie, Neuropharmakologie

Originaltitel: Effects of local administration of iron oxide nanoparticles in the prefrontal cortex, striatum, and hippocampus of rats

Autoren: Ellen Irrsack (1)*, Julia Schuller (1), Charlotte Petters (2), Wiebke Willmann (2), Ralf Dringen (2), Michael Koch (1)

Institute: (1) Abteilung Neuropharmakologie, Zentrum für Kognitionsforschung, Universität Bremen, Hochschulring 18, 28359 Bremen, (2) Zentrum für Biomolekulare Interaktionen Bremen und Zentrum für Umweltforschung und nachhaltige Technologien, Universität Bremen, Bremen

Zeitschrift: Neurotoxicity Research 2021; 39: 2056-2071

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5386

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern genehmigt. Die Versuche gliedern sich in zwei Studien. In der 1. Studie erhalten 5 männliche Weiße Neuseeländer Kaninchen eine spezielle Nahrung. Zunächst werden sie 5 Wochen lang mit einer Cholesterol- und fettreichen Futtermischung ernährt, welche die Bildung von Ablagerungen fetthaltiger Substanzen in den Blutgefäßen (Atherosklerose) begünstigt. In der Folge entwickeln sie erhöhte Blutfette. Zwei der Kaninchen sterben unter dieser Ernährung an Leberversagen, welches auf das Cholesterol zurückzuführen ist. Sie werden durch zwei neue Tiere ersetzt, die ebenso gefüttert werden. Im Anschluss werden die Tiere für 13 Wochen cholesterolarm ernährt. Über die gesamte Versuchsdauer werden wiederholt Blutproben entnommen, um den Cholesterolgehalt zu bestimmen. Am 7. Tag nach Beginn der cholestrolreichen Ernährung werden bei jedem Kaninchen unter Narkose in beide Darmbeinarterien, das sind Arterien im Unterkörper, Katheter eingeführt und durch Aufblasen eines integrierten Ballons die Gefäßwände beschädigt. Anschließend werden in beide Arterien kommerziell erhältliche Stents implantiert. Die Stents bestehen aus einem metallischen Gittergerüst, welches sich an die Wände der Arterien anlegt und sind 15 mm lang und haben einen Durchmesser von 3 mm. 8 Wochen nach der Stent-Implantation wird unter Narkose wieder ein Katheter in die Implantationsstellen geschoben.13 Wochen nach der Implantation werden die Arterien von innen mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Auch dafür werden die Tiere in Narkose versetzt und es werden Katheter in ihre Arterien geschoben. Aus dieser letzten Narkose erwachen sie nicht, sondern werden mit einer Überdosis Narkosemittel getötet. Die mit Stents versehenen Blutgefäße werden entnommen und untersucht.

In der 2. Studie werden ebenfalls 5 Kaninchen wie oben beschrieben ernährt. Auch ihnen werden Stents in beide Darmbeinvenen implantiert, dabei werden jedoch spezielle Stents verwendet: Entweder kommerziell erhältliche Stents, die Wirkstoffe freisetzen, oder experimentelle Stents die so beschichtet sind, dass sich Zellen besser auf ihnen ansiedeln können. Die Tiere durchlaufen die gleichen Eingriffe wie die Tiere der 1. Studie. Eine Stunde bevor sie getötet werden wird ihnen ein Farbstoff gespritzt. Nach der Tötung werden die Gefäße mit den Stents entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Zentrum für Integrierte Proteinforschung (CIPSM) gefördert.

Bereich: Arterioskleroseforschung, Herz-Kreislauf-Forschung, Biomaterialforschung

Originaltitel: Assessment of a pro-healing stent in an animal model of early neoatherosclerosis

Autoren: Philipp Nicol (1), Christoph Lutter (7), Anna Bulin (1), Maria Isabel Castellanos (1,3), Tobias Lenz (1), Petra Hoppmann (2), Anna Lena Lahmann (1), Roisin Colleran (1), Kristina Euller (1), Kristin Steigerwald (1), Stefanie Neubauer (4), Florian Rechenmacher (4), Beatrice Stefanie Ludwig (8), Michael Weinmüller (4), Garry Kerch (5), Liang Guo (6), Qi Cheng (6), Eduardo Acampado (6), Tobias Koppara (2), Horst Kessler (4), Michael Joner (1,3)*

Institute: (1) Klinik für Herz- und Kreislauferkrankungen, Deutsches Herzzentrum München, Technische Universität München, Lazarettstraße 36, 80636 München, (2) Klinik und Poliklinik für Innere Medizin I, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, München, (3) Deutsches Zentrum für Herz Kreislauf Forschung e.V. (DZHK), Standort München, Munich Heart Alliance, München, (4) Institute for Advanced Study, Zentrum für Integrierte Proteinforschung, Technische Universität München, München, (5) Riga Technical University, Riga, Lettland, (6) CVPath Institute Inc., Maryland, USA, (7) Orthopädische Klinik und Poliklinik, Universitätsmedizin Rostock, Rostock, (8) Klink für Nuklearmedizin, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, München

Zeitschrift: Scientific Reports 2020; 10: 8227

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5385

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesverwaltungsamt Dessau unter der Nummer 42502-2-812 genehmigt. Die weiblichen, 18-20 Wochen alten Kaninchen werden in Narkose versetzt. Ihnen wird Alloxan in eine Ohrvene gespritzt. Alloxan zerstört die Insulin-produzierenden Zellen der Bauchspeicheldrüse und verursacht so Diabetes. 15 Minuten nach der Injektion werden den Kaninchen 50 ml einer Zuckerlösung unter die Haut gespritzt. Diese soll als Zuckerdepot dienen und eine kritische Unterzuckerung verhindern, die als Nebenwirkung der Alloxan-Injektion auftreten kann. Aus demselben Grund wird dem Trinkwasser der Kaninchen Zucker zugefügt. Die Tiere erhalten ab dem zweiten Tag nach der Alloxan-Behandlung dreimal täglich Insulin. Ihr Blutzucker wird dabei für mindestens 10 Tage so eingestellt, dass er dauerhaft erhöht ist. Die mit Alloxan behandelten Kaninchen und unbehandelte Tiere werden verpaart. 3 Tage vor der Paarung wird den weiblichen Kaninchen ein Schwangerschaftshormon gespritzt, welches aus dem Blut trächtiger Pferde gewonnen wird. Nach der Paarung wird ihnen ein menschliches Schwangerschaftshormon gespritzt. Zu verschiedenen Zeitpunkten (3 bis 8 Tage) nach der Paarung werden die aus der Paarung hervorgegangenen Embryonen gewonnen. Hier nicht beschrieben, aber üblicherweise werden die Kaninchen dafür getötet, um die Eierstöcke und die Gebärmütter zu entnehmen. Die Embryonen, die sich zu diesem Zeitpunkt der Schwangerschaft noch nicht in die Gebärmutter eingenistet haben, werden mit Flüssigkeit aus Eileitern und Gebärmutter gespült und für weitere Untersuchungen in Teile geschnitten.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Diabetes Stiftung (DDS), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Diabetes-Forschung, Reproduktionsmedizin

Originaltitel: Embryonic fatty acid metabolism in diabetic pregnancy: the difference between embryoblasts and trophoblasts

Autoren: Maria Schindler (1)*, Dirk Dannenberger (2), Gerd Nürnberg (2,3), Mareike Pendzialek (1), Katarzyna Grybel (1), Tom Seeling (1), Anne Navarrete Santos (1)

Institute: (1) Institut für Anatomie und Zellbiologie, Medizinische Fakultät der Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, Große Steinstraße 52, 06108 Halle (Saale), (2) AG Lipidmetabolismus und muskuläre Adaptation, Institut für Muskelbiologie und Wachstum, Forschungsinstitut für Nutztierbiologie (FBN), Dummerstorf, (3) Institut für Genetik und Biometrie, Forschungsinstitut für Nutztierbiologie (FBN), Dummerstorf

Zeitschrift: Molecular Human Reproduction 2020; 26(11): 837–849

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5384

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht näher bezeichneten Behörde unter der Nummer 84-02.04.2016.A155 genehmigt. Die 18-20 Wochen alten weiblichen Kaninchen stammen aus der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld. Für die Dauer der Versuche werden die Kaninchen einzeln gehalten, damit sie sich möglichst wenig bewegen. Unter Narkose werden beide Hinterbeine der Kaninchen rasiert und desinfiziert und die Oberschenkelknochen freigelegt. Nahe dem Kniegelenk werden 4,5 mm breite Löcher in den Knochen gebohrt, in welche Implantate gedrückt werden. Jedes Tier erhält zwei Implantate: ein Stahlimplantat in den Knochen des linken Oberschenkels und ein Titanimplantat in den rechten Oberschenkelknochen. Den Tieren wird ein Antibiotikum gespritzt, die Wunden werden vernäht. Über 30 Tage erhalten sie zweimal täglich ein Opioid gegen die Schmerzen. Am zweiten Tag nach der Operation bricht ein Oberschenkel eines der Kaninchen; es wird daraufhin getötet. Die anderen Tiere werden zu drei verschiedenen Zeitpunkten (direkt nach der Implantation sowie 28 und 56 Tage danach) getötet. Dazu wird ihnen unter Narkose ein Einschläferungsmittel direkt ins Herz gespritzt. Die Oberschenkelknochen werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Mercator Research Center Ruhr (Essen) gefördert, die Veröffentlichung wurde durch die Open-Access-Förderung der Universität Duisburg-Essen unterstützt.

Bereich: Knochenchirurgie, Biomaterial-Forschung

Originaltitel: In-vivo comparison of the Ni-free steel X13CrMnMoN18–14-3 and titanium alloy implants in rabbit femora - a promising steel for orthopedic surgery

Autoren: Max Daniel Kauther (1)*, Kai Gödde (1), Manuel Burggraf (1), Gero Hilken (2), Andreas Wissmann (2), Christine Krüger (2) , Sara Lask (1), Ole Jung (3), Bojan Mitevski (4), Alfons Fischer (4), Marcel Dudda (1), Björn Behr (5), Monika Herten (1,6)

Institute: (1) Klinik für Unfall-, Hand- und Wiederherstellungschirurgie, Universitätsklinikum Essen, Hufelandstr. 55, 45147 Essen, (2) Zentrales Tierlaboratorium am Universitätsklinikum Essen, Essen, (3) Klinik und Poliklinik für Dermatologie und Venerologie, Universitätsmedizin Rostock, Rostock, (4) Institut für Werkstofftechnik, Universität Duisburg-Essen, Duisburg, (5) Klinik für Plastische Chirurgie, BG Universitätsklinikum Bergmannsheil Bochum, Ruhr-Universität Bochum, Bochum, (6) Universitätsklinikum Essen, Essen

Zeitschrift: Journal of Biomedical Materials Research – Part B: Applied Biomaterials 2021; 109(6):797-807

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5383

Versuchsbeschreibung: Details zur Genehmigung der Versuche werden nicht genannt. Die weiblichen Neuseeländer-Kaninchen stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Wilmington, USA).

Schweineaugen werden von einem lokalen Schlachthaus bezogen. Die Bindehaut wird innerhalb von 2-3 Stunden nach dem Tod der Schweine gewonnen und die Schweinezellen durch Baden und Waschen mit verschiedenen Lösungen von der Bindehaut entfernt. Auf die nun zellfreie Bindehaut wird ein kleines Stück menschlicher Bindehaut gelegt, damit die menschlichen Bindehautzellen auf der vom Schwein gewonnenen zellfreien Bindehaut wachsen. Den Kaninchen wird täglich ein Wirkstoff, der das Immunsystem unterdrückt, in einen Muskel gespritzt. Drei Tage nach der ersten Spritze werden die Kaninchen in Narkose versetzt. Mit einer Ringsäge wird auf der Bindehaut ihres rechten Auges ein kreisförmiger Defekt von ca. 5 mm Durchmesser hervorgerufen, von dem die Bindehaut abgezogen wird. Auf diese Verletzung wird entweder die mit menschlichen Zellen bewachsene oder die zellfreie Schweinebindehaut aufgelegt und mit 8 Stichen vernäht. An den drei auf die Operation folgenden Tagen wird den Kaninchen ein Schmerzmittel unter die Haut gespritzt. Zusätzlich erhalten sie zweimal täglich Augentropfen, die ein Antibiotikum und einen Entzündungshemmer enthalten. Am 3. Tag nach der Operation werden die Kaninchen in Narkose versetzt und ihre Augen werden mikroskopisch untersucht. Am 10. Tag nach der Operation werden unter erneuter die Augen wieder untersucht und die Kaninchen durch das Spritzen eines Einschläferungsmittels direkt ins Herz getötet. Das Auge der Kaninchen wird gemeinsam mit dem Augenlid herausgeschnitten und genauer untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Ernst und Elfriede Griebel Stiftung und den Verein Rheinisch-Westfälischer Augenärzte e.V. unterstützt.

Bereich: Augenheilkunde, Tissue Engineering, Biomaterial-Forschung

Originaltitel: Decellularized porcine conjunctiva as an alternative substrate for tissue-engineered epithelialized conjunctiva

Autoren: Joana Witt*, Jana Dietrich, Sonja Mertsch, Stefan Schrader, Kristina Spaniol, Gerd Geerling

Institute: Labor für Experimentelle Ophthalmologie, Klinik für Augenheilkunde, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich Heine Universität Düsseldorf, Life Science Center, Merowingerplatz 1A, 40225 Düsseldorf

Zeitschrift: The Ocular Surface 2020; 18: 901–911

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5382

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer 55.2-1-54-2532-181-2015 genehmigt. Die weiblichen Zika-Kaninchen stammen aus einem landwirtschaftlichen Betrieb (Asamhof, Kissing). Den Kaninchen werden sogenannte Scaffolds (Gerüste) bzw. als Kontrolle dienend kommerziell erhältliches Knochenaufbaumaterial in die Oberschenkelknochen eingesetzt. Bei Scaffolds handelt es sich um gerüstartige Strukturen, welche dazu dienen, Gewebedefekte zu füllen. Dazu wird den Kaninchen in Narkose mit einem 4 mm breiten Bohrer ein ca. 6 mm tiefes Loch in den Übergang vom Oberschenkelknochen zum Oberschenkelhals gebohrt. In jedes Loch wird eines der zu testenden Gerüsten bzw. das Knochenaufbaumaterial eingefügt. Jedes Kaninchen erhält an zwei Stellen Gerüste/Knochenaufbaumaterial, vermutlich auf jeder Seite. Die Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten innerhalb von 36 Wochen getötet. Ihre Oberschenkelknochen werden entnommen und das Einwachsen der Gerüste in den Knochen wird untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Biomaterial-Forschung

Originaltitel: Biocompatibility and degradation of the open-pored magnesium scaffolds LAE442 and La2

Autoren: N. Kleer-Reiter (1), S. Julmi (2), F. Feichtner (1), A.-C. Waselau (1), C. Klose (2), P. Wriggers (3), H. J. Maier (2), A. Meyer-Lindenberg (1)*

Institute: (1) Chirurgische und Gynäkologische Kleintierklinik, Ludwig-Maximilians-Universität München, Veterinärstr. 13, 80539 München, (2) Institut für Werkstoffkunde, Leibniz Universität Hannover, Produktionstechnisches Zentrum der Leibniz Universität Hannover (PZH), Garbsen, (3) Institut für Kontinuumsmechanik, Leibniz Universität Hannover, Hannover

Zeitschrift: Biomedical Materials 2021; 16: 035037

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5381

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter den Nummern 55.2-1-54-2531-26-04, 55.2-1-54-2531-9-09 und 55.2-1-54-2532-76-09 genehmigt. Die Kaninchen werden unter spezifisch pathogenfreien Bedingungen gehalten, bei denen das Vorhandensein bestimmter Krankheitserreger durch aufwändige Hygienemaßnahmen ausgeschlossen wird. Einem Teil der weiblichen Kaninchen wird ein aus dem Blut trächtiger Pferde gewonnenes Hormon in einen Muskel gespritzt, zusätzlich wird ihnen nach drei Tagen ein menschliches Schwangerschaftshormon in eine Vene gespritzt. In der Folge reift in ihren Eierstöcken eine große Anzahl an Eizellen heran. Anschließend werden die Kaninchen entweder mit männlichen Tieren gepaart oder es wird eine künstliche Befruchtung durchgeführt. Die Kaninchen werden auf nicht genannte Art getötet und die befruchteten Eizellen durch das Spülen der Eileiter gewonnen. In die Eizellen werden mit einer feinen Pipette Erbgut-Bausteine für die Herstellung menschlicher Antikörper injiziert. Ein weiterer Teil der Kaninchen wird als Leihmutter eingesetzt. Bei ihnen wird der Eisprung durch das Spritzen einer hormonell wirksamen Substanz in einen Muskel ausgelöst. Die Tiere werden in Narkose versetzt und durch einen Schnitt wird ein Laparoskop in die Bauchhöhle geschoben, durch das die zuvor gewonnenen und mit menschlichem Erbgut behandelten Embryonen beidseits in der Nähe der Eileitertrichter positioniert werden. Ausgehend von den Kaninchen, die aus den verpflanzten Embryonen entstehen, werden über mindestens 4 Generationen Tiere gezüchtet, welche Teile des Erbguts zur Herstellung von menschlichen Antikörpern enthalten, kombiniert mit anderen genetischen Variationen, die das Immunsystem betreffen. Drei der transgenen Kaninchen, die Teile menschlicher DNA zur Herstellung von Antikörpern enthalten, und drei Weiße Neuseeländer-Kaninchen erhalten eine bestimmte Menge eines menschlichen Eiweißstoffes in die Haut verabreicht. Während der nächsten 3,5 Monate wird das Eiweiß zusätzlich insgesamt 5-mal abwechselnd in den Muskel oder unter die Haut gespritzt. Innerhalb eines Zeitraums von etwa 4 Monaten wird den Kaninchen viermal eine größere Menge Blut abgenommen, die ungefähr 10 % des gesamten Bluts der Tiere entspricht. Das Blut wird auf die darin enthaltenen Antikörper und Immunzellen untersucht. Was mit den Kaninchen am Ende der Studie passiert, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch das Roche Pharmaceutical Research and Early Development, Large Molecule Research, Roche Innovation Center Munich in Penzberg und ursprünglich durch Therapeutic Human Polyclonals, Inc. finanziert.

Bereich: Immunologie

Originaltitel: Rabbits transgenic for human IgG genes recapitulating rabbit B-cell biology to generate human antibodies of high specificity and affinity

Autoren: Francesca Ros (1), Sonja Offner (1), Stefan Klostermann (2), Irmgard Thorey (1), Helmut Niersbach (3), Sebastian Breuer (1), Grit Zarnt (1), Stefan Lorenz (1), Jürgen Püls (4), Basile Siewe (5), Nicole Schüler (1), Tajana Dragicevic (1), Dominique Ostler (1), Imke Hansen- Wester (6), Valeria Lifke (7), Brigitte Kaluza (1), Klaus Kaluza (1), Wim van Schooten (8), Roland Buelow (8), Alain C Tissot (1)*, Josef Platzer (1)*

Institute: (1) Roche Pharmaceutical Research and Early Development, Large Molecule Research, Roche Innovation Center Munich, Nonnenwald 2, 82377 Penzberg, (2) Roche Pharmaceutical Research and Early Development, Informatics, Roche Innovation Center Munich, Penzberg, (3) Roche Pharmaceutical Research and Early Development, Pharmaceutical Sciences, Roche Innovation Center Munich, Penzberg, (4) TÜV SÜD Product Service GmbH, München, (5) The Jackson Laboratory JMCRS, Sacramento, USA, (6) Supplier Quality Management, Global External Quality Roche Diagnostics GmbH, Penzberg, (7) Personalized Healthcare Solution, Immunoassay Development and System Integration, Roche Diagnostics GmbH, Penzberg, (8) Teneobio, Inc., Newark, USA

Zeitschrift: mAbs 2020; 12(1): e1846900

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5380

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) Oldenburg unter der Nummer 17/2447 und vom Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) Berlin unter der Nummer G0260/19 genehmigt.

Es werden gesunde Wildtyp-Mäuse (nicht genmanipuliert) und verschiedene Stämme von Mäusen verwendet, deren Erbgut gentechnisch so verändert wurde, dass sie Beta-Amyloid Ablagerungen im Gehirn entwickeln. Dies ist ein Symptom, das auch bei Alzheimer-Patienten gefunden wird; das Vorhandensein der Ablagerungen im Gehirn der Mäuse spiegelt jedoch nur einen Aspekt der komplexen und noch nicht vollständig verstandenen Alzheimer Erkrankung beim Menschen wider. Den Wildtyp-Mäusen wird innerhalb von 63 Tagen 5-mal eine definierte Menge eines künstlichen Eiweißmoleküls, welches bestimmte Elemente des Beta-Amyloids enthält, unter die Haut gespritzt. Den gentechnisch veränderten Mäusen wird ebenfalls über einen Zeitraum von 3-6 Monaten mindestens 5-mal das Eiweiß gespritzt. Die Tiere werden durch Spritzen eines Konservierungsmittels direkt ins Herz getötet und Blutproben sowie Hirngewebe für weitere Untersuchungen entnommen.

Anderen gentechnisch veränderten Mäusen wird über 12 Wochen hinweg wöchentlich ein Antikörper in die Bauchhöhle gespritzt, der an bestimmte Bereiche des Beta-Amyloids bindet. Nach der 9. Injektion wird das Erinnerungsvermögen der Mäuse im sogenannten Morris-Wasserlabyrinth getestet. Dabei handelt es sich um ein rundes mit Wasser gefülltes Becken, in dem sich die Tiere schwimmend auf eine kleine Plattform retten müssen. In der Trainingsphase ragt die Plattform aus dem Wasser heraus, später wird der Wasserstand erhöht, so dass die Plattform unter der Wasseroberfläche verborgen bleibt. Geprüft wird dann, wie gut sich die Mäuse an die Position der Plattform erinnern können. Brauchen sie für das Auffinden der Plattform länger als andere Mäuse, gilt dies als schlechtes Gedächtnis. Nach der 10. Spritze werden die Tiere, vermutlich auf bereits erwähnte Weise getötet.

Um den Zuckerstoffwechsel im Gehirn zu untersuchen, muss eine Gruppe von Mäusen über Nacht fasten. Dies ist für Mäuse besonders einschränkend, da sie nachtaktiv sind und deshalb in dieser Zeit natürlicherweise am meisten Futter zu sich nehmen. Der Blutzuckerspiegel wird gemessen und eine Lösung radioaktiv markierten Zuckers wird in eine Schwanzvene gespritzt. Anschließend werden die Mäuse in Narkose versetzt und mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

In einem weiteren Versuch wird Mäusen eine radioaktiv markierte Substanz in die Schwanzvene gespritzt, die an Beta-Amyloide bindet. Auch diese Mäuse werden mit dem bildgebenden Verfahren untersucht. Nicht erwähnt, aber vermutlich werden diese Tiere (sowie die Mäuse, deren Blutzucker gemessen wird) ebenfalls getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgesellschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Alzheimerforschung

Originaltitel: Discovery of a novel pseudo ?-hairpin structure of N-truncated amyloid-? for use as a vaccine against Alzheimer’s disease --

Autoren: Preeti Bakrania (1)*, Gareth Hall (2), Yvonne Bouter (3), Caroline Bouter (4), Nicola Beindorff (5), Richard Cowan (2), Sarah Davies (1), Jemma Price (1), Chido Mpamhanga (1), Elizabeth Love (1), David Matthews (1), Mark D. Carr (2)*, Thomas A. Bayer (3)*

Institute: (1) LifeArc, Centre for Therapeutics Discovery, Open Innovation Campus, Stevenage, SG1 2FX, Großbritannien, (2) Leicester Institute of Structural and Chemical Biology and Department of Molecular and Cell Biology, Henry Wellcome Building, University of Leicester, Leicester, Großbritannien, (3)* Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universitätsmedizin Göttingen (UMG), Georg-August-Universität Göttingen, Von-Siebold-Straße 5, 37075 Göttingen, (4) Klinik für Nuklearmedizin Universitätsmedizin Göttingen (UMG), Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (5) Berlin Experimental Radionuclide Imaging Center (BERIC), Charité-Universitätsmedizin Berlin, Berlin

Zeitschrift: Molecular Psychiatry 2021; doi.10.1038/s41380-021-01385-7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5379

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird von der Regierung von Unterfranken unter der Nummer 55.2–2531.01-81/10 genehmigt. Es werden in der Tieranlage des Zentrums für Experimentelle Molekulare Medizin an der Universität Würzburg Mäuse gezüchtet, die das Protein, das für den Transport von Serotonin (ein Hormon und Botenstoff) in die Zelle zuständig ist, entweder nicht besitzen oder besitzen. 57 Mäuse beider Geschlechter werden in Narkose gelegt und sie werden in einer speziell angefertigten Halterung an Ohren, Kopf und Zähnen in Rückenlage fixiert. Das Befestigen der Tiere wird durchgeführt, da die Narkose für die eigentlichen Versuche stark reduziert wird. Es werden radiologische Aufnahmen mittels funktioneller Magnetresonanztomographie vom Kopf angefertigt, während die Mäuse Rattengeruch ausgesetzt werden, welcher als angstauslösender Reiz für die Tiere dient. Außerdem finden Aufnahmen im Ruhezustand davor und nach der Stimulation mit dem Reiz statt. Mit weiteren 7 Tieren wird dasselbe Experiment gemacht, jedoch erhalten diese einen neutralen Geruch. Nach ca. 2 Stunden werden die Tiere getötet, indem ihnen in Narkose das Genick gebrochen wird. Bei einigen der Tiere wird anschließend das Gehirn zu weiteren Untersuchungszwecken entnommen.

Die Studie wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Psychologie, Psychiatrie, Stressforschung, Hirnforschung

Originaltitel: Serotonin transporter genotype modulates resting state and predator stress-induced amygdala perfusion in mice in a sex-dependent manner

Autoren: Jann F. Kolter (1,2), Markus F. Hildenbrand (3), Sandy Popp (2), Stephan Nauroth (2), Julian Bankmann (1), Lisa Rother (1), Jonas Waider (2), Jürgen Deckert (1), Esther Asan (4), Peter M. Jakob (5), Klaus-Peter Lesch (2), Angelika Schmitt-Böhrer (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Psychiatrie, Psychosomatik und Psychotherapie, Zentrum für Psychische Gesundheit, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Margarete-Höppel-Platz 1, 97080 Würzburg, (2) Lehrstuhl für Molekulare Psychiatrie, Klinik und Poliklinik für Psychiatrie, Psychosomatik und Psychotherapie, Zentrum für Psychische Gesundheit, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Würzburg, (3) Abteilung Magnetresonanz- und Röntgen-Bildgebung, Fraunhofer Entwicklungszentrum Röntgentechnik (EZRT), Würzburg, (4) Institut für Anatomie und Zellbiologie, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Würzburg (5) Experimental Physics 5, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Würzburg

Zeitschrift: PLoS ONE 2021; 16(2): e0247311

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5378

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird von der Regierung von Unterfranken unter der Nummer AZ 55.2–2531.01-65/10 genehmigt. Die 29 Ratten (Zuchtlinie Sprague-Dawley) werden durch eine Spritze in den Bauch in Narkose gelegt, ihnen wird der Kopf in einer speziellen Apparatur fixiert und es wird ihnen durch einen Mittellinienschnitt die Kopfhaut aufgeschnitten. Dann wird den Tieren ein 2 mm großes Loch in den Schädel gebohrt, die Großhirnrinde eingeschnitten und mithilfe eines Mikroskops ein „Tumor-Sphäroid“ 2–3 mm tief ins Gehirn gesetzt. Bei diesen Sphäroiden, die vorab künstlich erzeugt wurden, handelt es sich um einen dreidimensionalen Haufen von Tumorzellen mit einem Durchmesser von 200 bis 300µm. Nach der Operation erhalten 20 der Ratten jeden zweiten Tag eine Injektion mit einem Wirkstoff, der das Immunsystem stimuliert.

Bei 2 Tieren kommt es im Zusammenhang mit der Narkose zu „Komplikationen“, 14 Tiere werden im Laufe der Studie aufgrund schwerer Symptome, die mit dem Tumorwachstum einhergehen, getötet.

Es werden an den Tagen 7, 14, 21, 28, 32 und 42 nach der Operation radiologische Bilder mittels Magnetresonanztomographie (MRT) von den Köpfen der Tiere angefertigt, wofür die Ratten jedes Mal erneut betäubt werden und ihnen ein Kontrastmittel in die Bauchhöhle gespritzt wird. Nach jeder MRT-Untersuchung werden zwei zufällig ausgewählte Tiere auf nicht beschriebene Weise getötet und ihnen werden das Gehirn und die Milz zu weiteren Untersuchungszwecken herausgenommen.

Bereich: Neurochirurgie, Krebsforschung

Originaltitel: Tumor growth under rhGM-CSF application in an orthotopic rodent glioma model

Autoren: Thomas Linsenmann (1)*, Anna Jawork (1), Thomas Westermaier (1), György Homola (2), Camelia Maria Monoranu (3), Giles Hamilton Vince (4), Almuth Friederike Kessler (1), Ralf-Ingo Ernestus (1), Mario Löhr (1)

Institute: (1) Neurochirurgische Klinik und Poliklinik des Universitätsklinikums, Julius-Maximilians-Universität, Josef-Schneider-Straße 11, Haus B1, 97080 Würzburg, (2) Institut für Diagnostische und Interventionelle Neuroradiologie, Julius-Maximilians-Universität, Würzburg, (3) Abteilung für Neuropathologie, Julius-Maximilians-Universität, Würzburg, (4) Neurochirurgische Klinik, Klinikum Aschaffenburg-Alzenau, Aschaffenburg

Zeitschrift: Oncology Letters 2019; 17(6): 4843–4850

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5377

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird unter der Nummer 55.2 - 2531.01 - 40/14 vom Veterinäramt der Bezirksregierung von Unterfranken genehmigt.

Die Versuche finden an gesunden und an transgenen japanischen Reisfischen (Medaka) statt. Bei letztgenannten handelt es sich um Tiere, die genetisch so verändert wurden, dass sie eine Form bösartigen Hautkrebses bereits im Larvenstadium entwickeln, der dann im weiteren Leben der Fische weiter fortschreitet. Je 15 Fische im Alter von 3-5 Wochen mit einer Länge von 8 bis 12 mm werden eine Woche lang dem Krebsmedikament Trametinib oder Cisplatin ausgesetzt. Zusätzlich erhalten 10 Fische als Kontrollgruppe nur das Lösungsmittel ohne Medikament darin und je 10 Tiere werden gar nicht behandelt. Anschließend werden die Tiere auf nicht beschriebene Art getötet und das Erbgut der Tiere wird untersucht.

Die Studie wurde durch die NIH (National Institutes of Health) und das Melanom-Forschungsnetzwerk der Deutschen Krebshilfe e.V. gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Pharmakologie, Dermatologie

Originaltitel: Expression Signatures of Cisplatin- and Trametinib-Treated Early-Stage Medaka Melanomas

Autoren: Barbara Klotz (1), Susanne Kneitz (1), Yuan Lu (2), William Boswell (2), John Postlethwait (3), Wesley Warren (4), Ronald B. Walter (2), Manfred Schartl (1,5,6)*

Institute: (1)* Physiologische Chemie, Biozentrum, Universität Würzburg, Am Hubland, 97074 Würzburg, (2) The Xiphophorus Genetic Stock Center, Department of Chemistry and Biochemistry, Texas State University, San Marcos, USA, (3) Institute of Neuroscience, University of Oregon, Eugene, USA, (4) Genome Sequencing Center, Washington University School of Medicine, St Louis, USA, (5) Lehrstuhl für Entwicklungsbiochemie, Universität Würzburg, Am Hubland, 97074 Würzburg, (6) Hagler Institute for Advanced Study and Department of Biology, Texas A&M University, College Station, USA

Zeitschrift: G3 (Bethesda) 2019; 9(7): 2267–2276

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5376

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Unterfranken unter den Nummern 55.2-2531.01-86-13 und 55.2-2532-2-403 genehmigt. Es werden 8 – 12 Wochen alte Mäuse der Linie BALB/c benutzt, die von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, bezogen wurden.

Die Mäuse werden in drei Gruppen zu je zwei Tieren eingeteilt und bei ihnen wird auf verschiedene Weisen das Immunsystem geschwächt. 2 Mäuse bekommen dazu zweimalig Cortisol, ein Stresshormon, unter die Haut gespritzt (C Gruppe) und bei weiteren 2 Mäusen wird zusätzlich zweimal das Chemotherapie-Medikament Cyclophosphamid in die Bauchhöhle injiziert (CC-Gruppe). Die zwei Mäuse der dritten Gruppe werden einer Bestrahlung ausgesetzt, die zu einer Knochenmarksschädigung führt (Bestrahlungs-Gruppe). Einen Tag nach der letzten Spritze (C-Gruppe und CC-Gruppe) bzw. drei Stunden nach der Bestrahlung der dritten Gruppe, werden die Tiere mit einem Pilz (Aspergillus fumigatus) infiziert, indem ihnen die Sporen in die Nase gesprüht werden. Dadurch entwickeln die Tiere eine Infektion in der Lunge (Aspergillose). Nach 16 Stunden oder nach 3 Tagen werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet und ihnen werden die Lungen zu Untersuchungszwecken entnommen. Dabei wird Lichtscheibenfluoreszenzmikroskopie (LSFM) angewendet, ein Verfahren, bei dem man das Gewebe und das Pilzwachstum in besserer Auflösung betrachten kann. Als Vergleich dienen unbehandelte gesunde Tiere (Kontrollgruppe).

Um zu zeigen, dass die Lichtscheibenmikroskopie zuverlässige Ergebnisse auch bei so wenigen Versuchstieren liefert, wird ein weiteres Experiment mit mindestens 15 Tieren durchgeführt, bei dem auch hier die Tiere auf oben beschriebene Weise immungeschwächt und infiziert werden. Außerdem werden verschiedene weitere Versuche mit gesunden, immungeschwächten oder infizierten Tieren gemacht, z.B. wird die LSFM mit weiteren biologischen Verfahren verglichen.

Die Studie wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Infektionsforschung, Immunologie

Originaltitel: Three-dimensional light sheet fluorescence microscopy of lungs to dissect local host immune-Aspergillus fumigatus interactions

Autoren: Jorge Amich (1,2), Zeinab Mokhtari (1,2), Marlene Strobel (1,2), Elena Vialetto (1), Dalia Sheta (1,2), Yidong Yu (1,2), Julia Hartweg (1,2), Natarajaswamy Kalleda (1,2), Katja J. Jarick (1), Christian Brede (1), Ana-Laura Jordán-Garrote (1), Sina Thusek (1), Katharina Schmiedgen (1), Berkan Arslan (1), Jürgen Pinnecker (3), Christopher R. Thornton (5), Matthias Gunzer (4), Sven Krappmann (6), Hermann Einsele (1), Katrin G. Heinze (3), Andreas Beilhack (1,2)*

Institute: (1) Medizinische Klinik und Poliklinik II und Interdisziplinäres Zentrum für Klinische Forschung (IZKF), Universitätsklinikum Würzburg, Oberdürrbacher Straße 6, Haus A3, 97080 Würzburg, (2) Zentrum für Infektionsforschung, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Haus D15, Josef-Schneider-Straße 2, 97080 Würzburg, (3) Rudolf-Virchow-Zentrum, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Würzburg, (4) Institut für Experimentelle Immunologie und Bildgebung, Universitätsklinikum Essen, Universität Duisburg-Essen, Essen, (5) Biosciences, University of Exeter, Exeter, Vereinigtes Königreich, (6) Mikrobiologisches Institut – Klinische Mikrobiologie, Immunologie und Hygiene, Universitätsklinikum Erlangen und Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen

Zeitschrift: mBio 2020; 11(1): e02752-19

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5375

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden von der Landesdirektion Leipzig unter der Nummer TVV 44/13 genehmigt. Woher die weiblichen Merinoschafe stammen, wird nicht erwähnt. Bei allen 30 Schafen werden je Tier drei Bandscheiben der Lendenwirbelsäule geschädigt. Dazu wird unter Narkose mittel minimalinvasiver Techniken ein Stück des Bandscheibenknorpels herausgeschält. Außerdem wird etwas Fettgewebe aus der Lende entnommen und für die spätere Behandlung aufbewahrt. Nach der Operation bleiben die Tiere die ersten sieben Tage in Boxen, dann werden sie für 5 Wochen auf begrenzten Weidegang umgestellt. Sechs Wochen nach der Bandscheibenschädigung werden bei einer zweiten Operation zwei der geschädigten Bandscheiben durch Injektion eines mit Fettgewebsstammzellen beladenen Hydrogels behandelt. Die Tiere werden dann 10 Tage in begrenztem Umfang auf der Weide gehalten. Danach dürfen die Tiere in einer großen Herde weiden. 12 Monate nach der Implantation werden die Tiere unter Narkose durch Injektion des Tötungsmittels T61 getötet und die geschädigten Bandscheiben werden untersucht.

Die Arbeit wurde finanziert durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung, das DAAD-Praktikantenprogramm, RISE-Programm und das Whitaker Biomedical Engineering Research Fellowship.

Bereich: Knochenchirurgie

Originaltitel: Longterm pre-clinical evaluation of an injectable chitosan nanocellulose hydrogel with encapsulated adipose derived stem cells in an ovine model for IVD regeneration

Autoren: Christine Schmitt (1,2), Florian Radetzki (1,3), Annika Stirnweiss (2), Thomas Mendel (4,5), Christopher Ludtka (6), Andrea Friedmann (7,2), Andre Baerthel (7,8), Walther Brehm (8), Javorina Milosevic (9), Hans Jörg Meisel (9,10), Felix Goehre (7,10,11), Stefan Schwan (6,7)*

Institute: (1) Department für Orthopädie, Unfall- und Wiederherstellungschirurgie (DOUW), Martin Luther Universität, Halle (Saale), Universitätsklinikum Halle, Ernst-Grube-Straße 40, 06120 Halle, (2) Klinik für Orthopädie und Unfallchirurgie, Chirurgische Klinik in Dessau-Roßlau, Dessau-Roßlau, (3) Klinik für Unfall-, Hand- und Wiederherstellungschirurgie am Universitätsklinikum Jena, Jena, (4) Klinik für Plastische und Handchirurgie, BG Klinikum Bergmannstrost Halle gGmbH, Halle, (5) Department of Biomedical Engineering, University of Florida, Gainesville, Florida, USA, (6) Translationszentrum für Regenerative Medizin (TRM) Leipzig, Philipp-Rosenthal-Straße 55, 04103 Leipzig, (7)* Fraunhofer-Institut für Mikrostruktur von Werkstoffen und Systemen IMWS, Walter-Hülse-Straße 1, 06120 Halle (Saale), (8) Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig, Leipzig, (9) SpinPlant GmbH, Halle (Saale), (10) Neurochirurgie, BG Klinikum Bergmannstrost Halle gGmbH, Halle, (11) Faculty of Medicine, University of Helsinki, Helsinki, Finnland

Zeitschrift: Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine 2021; 15(7): 660-673

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5374

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer M11/14 genehmigt. Die Mäuse werden bei der Firma Janvier, St. Berthevin Cedex, Frankreich, gekauft. Ein Teil der Mäuse wird 6 Stunden lang durch Anfassen (Handling) wachgehalten, während ein anderer Teil ungestört bleibt. Unmittelbar nach dem Schlafentzug werden allen Tieren rote Blutkörperchen von Schafen in die Blutbahn injiziert. Dies soll eine „Herausforderung“ für das Immunsystem sein und die Produktion von Antikörpern bewirken. Nach drei oder 10 Tagen werden die Mäuse durch Kohlendioxid erstickt, Blut und Milzen werden untersucht.

Die Studie wird von der Deutschen Forschungsgemeinschaft finanziert.

Bereich: Immunologie, Impfstoffforschung

Originaltitel: Sleep restriction prior to antigen exposure does not alter the T cell receptor repertoire but impairs germinal center formation during a T cell-dependent B cell response in murine spleen

Autoren: Cornelia Tune (1), Julia Hahn (2), Stella E. Autenrieth (2), Martin Meinhardt (1), Rene Pagel (1), Andrea Schampel (1), Lisa-Kristin Schierloh (1), Kathrin Kalies (1), Juergen Westermann (1)*

Institute: (1) Universität zu Lübeck, Institut für Anatomie, Ratzeburger Allee 160, 23562 Lübeck, (2) Medizinischen Fakultät, Eberhard Karls Universität Tübingen, Innere Medizin II - Hämatologie, Onkologie, klinische Immunologie und Rheumatologie, Otfried-Müller-Straße 10, 72076 Tübingen

Zeitschrift: Brain, Behavor, and Immunity - Health 2021; 16: 100312

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5373

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden vom Regierungspräsidium Freiburg unter der Nummer #39-9185.81/G-15/38 genehmigt. Die Herkunft der Schafe wird nicht genannt. Die Tiere werden im „Center for Experimental Models and Transgenic Service“ (CMT, Stefan-Meier-Straße 17, 79104 Freiburg) der Universität Freiburg gehalten. Den Tieren wird unter Narkose im Bereich der Schläfe ein Loch in den Schädel gebohrt. Durch das Loch wird eine bestimmte Hirnschlagader aufgesucht und mit einem Clip zugeklemmt. Der Gewebebereich dahinter wird nun nicht mehr durchblutet, das Tier erleidet einen Schlaganfall. Die Wunde wird vorrübergehend verschlossen. Mittels Computertomographie wird der richtige Sitz der Klemme bestätigt. Drei Stunden später wird die Klemme wieder entfernt, das Blut kann wieder normal ins Gehirn fließen.

20 Minuten vor Entfernen des Clips wird bei 10 Schafen in die rechte Oberschenkelarterie ein 125 cm langer Katheter mit einer Kühlvorrichtung eingeführt und bis zur Halsarterie vorgeschoben. Bei den 10 anderen Schafen wird ein 90 cm langer Katheter ohne Kühlung in die Beinschlagader eingeführt. Es wird die Nasentemperatur gemessen, um zu sehen, ob sie durch die Kühlung abnimmt. Die Katheter werden für 3 Stunden belassen und dann wieder herausgezogen. In den folgenden 30 Tagen werden die Schafe alle paar Tage auf neurologische Schäden untersucht. Am 30. Tag nach der Auslösung des künstlichen Schlaganfalls werden die Schafe in Narkose durch Injektion von Kaliumchlorid in eine Vene getötet.

Die Autoren geben zu, dass die Statistik unzureichend ist, aber der Schlaganfall von Schafen, sei realistischer als der von Nagetieren. Eine Einschränkung sei auch die Anatomie des Schafhirns, das sich vom menschlichen Gehirn in Bezug auf Masse, der Blutversorgung und des umgebenden Gewebes unterscheidet.

Die Arbeit wurde vom Forschungsministerium und der Acandis GmbH finanziert.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Selective intra-carotid blood cooling in acute ischemic stroke: A safety and feasibility study in an ovine stroke model

Autoren: Giorgio F.M. Cattaneo (1), Andrea M. Herrmann (2,3), Sebastian A. Eiden (3), Manuela Wieser (3), Elias Kellner (4), Soroush Doostkam (5), Patrick Süß (5), Selina Kiefer (6), Lisa Fauth (6), Christoph J. Maurer(7), Julia Wolfertz (8), Björn Nitzsche (2), Michael Büchert (8), Tobias Jost (8), Gabriele Ihorst (9), Jörg Haberstroh (10), Christoph Mülling (2), Christoph Strecker (11), Wolf-Dirk Niesen (11), Mukesch J. Shah (12), Horst Urbach (3), Johannes Boltze (13), Stephan Meckel (3,14)*

Institute: (1) Institut für Biomedizinische Technik (BMT), Universität Stuttgart, Seidenstraße 36, 70174 Stuttgart, (2) Veterinärmedizinische Fakultät, Institut für Veterinäranatomie, Histologie und Embryologie, Leipzig, (3) Klinik für Neuroradiologie, Medizinische Fakultät Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Breisacher Straße 64, 79106 Freiburg, (4) Medizin Physik, Klinik für Radiologie, Medizinische Fakultät, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (5) Institut für Neuropathologie, Medizinische Fakultät Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (6) Institut für Klinische Pathologie, Medizinische Fakultät, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (7) Diagnostische und Interventionelle Neuroradiologie, Universitätsklinikum Augsburg, Augsburg, (8) Acandis GmbH, Pforzheim, (9) Zentrum Klinische Studien, Medizinische Fakultät, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (10) Center for Experimental Models and Transgenic Service (CEMT), Medizinische Fakultät, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (11) Klinik für Neurologie und Neurophysiologie, Medizinische Fakultät, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (12) Klinik für Neurochirurgie, Medizinische Fakultät, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (13) School of Live Sciences, University of Warwick, Coventry, Großbritannien, (14)* Zentrales Radiologie Institut, Kepler Universitätsklinikum GmbH, Johannes Kepler Universität Linz, Österreich

Zeitschrift: Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism 2021; 11: 3097-3110

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5372

Versuchsbeschreibung: Die Studien werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) in Düsseldorf genehmigt. Die Beagle-Hunde stammen von der Firma Marshall BioResources, USA.

Bei einer ersten Operation wird der Brustkorb der Tiere aufgeschnitten und es wird ein Telemetriesensor in die Hauptschlagader (Aorta) eingebracht, zwei Kabel des Sensors werden direkt am Herzen angebracht. Der Brustkorb wird verschlossen. Mit dem Sensor können später Blutdruck und andere Blutmesswerte am unbetäubten Hund gemessen werden. Bei einer zweiten Operation wird der Bauch aufgeschnitten und die rechte Niere mit sterilisierter Seide umwickelt. Acht Wochen nach der Nierenumhüllung erfolgt die dritte Operation, bei der die rechte Nierenhauptarterie durch Einsetzen eines Gefäßstopfens verstopft wird. Durch diese Maßnahmen wird ein experimenteller Bluthochdruck erzeugt. Acht Wochen nach der dritten Operation zeigen alle 6 Hunde Bluthochdruck. Zu diesem Zeitpunkt beginnt eine 50 Wochen dauernde Testphase, bei der verschiedene Wirkstoffe und Kombinationen getestet werden. Um die Auswirkungen auf den Blutdruck nach einmal täglicher oraler Verabreichung der Testsubstanz BAY 41-2272, gängigen Blutdrucksenkern oder deren Kombinationen zu bewerten, werden die Hunde beobachtet und untersucht. Was mit den Tieren nach der ein Jahr dauernden Studie passiert, wird nicht erwähnt.

Die Studie wird von der Bayer AG finanziert.

Bereich: Bluthochdruckforschung, Arzneimittelforschung

Originaltitel: sGC stimulation lowers elevated blood pressure in a new canine model of resistant hypertension

Autoren: Julia Vogel (1,2,3), Philip Boehme (2), Susanne Homann (4), Mario Boehm (5), Katharina Andrea Schu?tt (6), Katharina Boden (1,2), Jakob Balitzki (1,7), Jo?rg Hu?ser (1), Wilfried Dinh (1,2,8), Hubert Truebel (1,2), Peter Sandner (1,7), Thomas Mondritzki (1,2)*

Institute: (1)* Bayer AG, Friedrich-Ebert-Straße 217/333, 42117 Wuppertal, (2) Universität Witten/Herdecke, (3) Universität Duisburg-Essen, Essen, (4) Universitätsklinikum der Heinrich-Heine-Universität, Institut für Pharmakologie und Klinische Pharmakologie, Düsseldorf, (5) Justus-Liebig-Universität Gießen, Universities of Giessen and Marburg Lung Center (UGMLC), Gießen, (6) Klinik für Kardiologie, Angiologie und Internistische Intensivmedizin, (Medizinische Klinik I), Uniklinik RWTH Aachen, Aachen, (7) Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (8) Kardiologie, Helios Universitätsklinikum Wuppertal, Wuppertal

Zeitschrift: Hypertension Research 2021; 44: 1568-1577

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5371

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe unter den Nummer 35–9185.81/G-155/17 genehmigt. 30 Ratten werden bei Charles River gekauft. Bei einer ersten Operation wird unter Narkose die Haut am linken Oberschenkelknochen aufgeschnitten und die anhaftenden Muskeln am Knochen entfernt. Der Knochen wird in der Mitte durchgesägt. Die Markhöhle des Oberschenkelknochens wird mit einem Draht ausgehöhlt. Dann wird bei 15 Tieren eine Lösung mit Eiterbakterien (Staphylococcus aureus) in die Markhöhle injiziert. Durch einen Draht in der Markhöhle wird eine „instabile Rotationssituation“ geschaffen und die Wunde wird vernäht. Zwei Ratten sterben während der Operation, zwei weitere Tiere der nicht-infizierten Gruppen bekommen eine Infektion und werden getötet.

5 Wochen nach der ersten Operation werden die Ratten ein zweites Mal an derselben Stelle operiert, der Draht wird entfernt und eine Platte wird mit 6 Schrauben auf die Oberfläche des Oberschenkels geschraubt, um die Enden zusammenzuhalten. Die Tiere bekommen nach den Operationen Schmerzmittel. 8 Wochen nach der zweiten Operation werden alle überlebenden Ratten getötet.

Die Studie wurde von der Deutschen Gesetzlichen Unfallversicherung (DGUV) in Berlin finanziell unterstützt.

Bereich: Knochenchirurgie, Chirurgie

Originaltitel: A new sequential animal model for infection-related non-unions with segmental bone defect

Autoren: Lars Helbig (1), Thorsten Guehring (2), Nadine Titze (3), Dennis Nurjadi (4), Robert Sonntag (5), Jonas Armbruster (3), Britt Wildemann (6,7), Gerhard Schmidmaier (1), Alfred Paul Gruetzner (3), Holger Freischmidt (3)*

Institute: (1) Orthopädische Universitätsklinik, Klinik für Orthopädie und Unfallchirurgie, Zentrum für Orthopädie, Unfallchirurgie und Paraplegiologie, Schlierbacher Landstraße 200a, 69118 Heidelberg, (2) Arcus Sportklinik Pforzheim, Rastatterstr. 17-19, 75179 Pforzheim, (3)* Unfallklinik Ludwigshafen, Klinik für Unfallchirurgie und Orthopädie, Ludwig-Guttmann-Straße 13, 67071 Ludwigshafen, (4) Medizinische Mikrobiologie und Hygiene, Zentrum für Infektiologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (5) Labor für Biomechanik und Implantatforschung, Klinik für Orthopädie und Unfallchirurgie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (6) Klinik für Unfall-, Hand- und Wiederherstellungschirurgie, Universitätsklinikum Jena, Jena, (7) Julius Wolff Institut, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Freie Universität Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin, und Universitätsmedizin, Berlin, (8) Unfallklinik Ludwigshafen, Klinik für Unfallchirurgie und Orthopädie, Ludwigshafen

Zeitschrift: BMC Musculoskeletal Disorders 2020; 21: 329

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5370

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz genehmigt (79/03, 79/11, 105/12, 11/14, ORG491). Die Zucht der Mäuse erfolgt in der Tierhaltungsanlage des Universitätsklinikums Hamburg-Eppendorf. Es werden genetisch veränderte Mäuse erzeugt, die ein bestimmtes Protein (SAPAP4) nicht mehr bilden können. Um zu erfahren, ob die Genveränderung vorliegt, d.h., die Tiere das oben genannte Protein nicht ausbilden können, wird den Tieren eine Gewebeprobe aus dem Schwanz entnommen (üblicherweise wird die Schwanzspitze abgeschnitten). Die in den Versuchen benutzen Mäuse sind Tiere der mindestens elften Generation seit Erzeugung der Mutation. Im Alter von 3 bis 4 Monaten werden einige Mäuse mit einem Narkosegas betäubt, enthauptet und die Gehirne werden für Experimente entnommen.

Jungtiere im Alter von 8 bis 12 Tagen werden narkotisiert und ihnen werden Messelektroden in das Gehirn eingeführt, mit denen für mindestens eine Stunde Hirnaktivitäten gemessen werden. Die Tiere werden danach auf nicht beschriebene Weise getötet und ihr Gehirn wird ebenfalls untersucht.

Des Weiteren finden Verhaltensexperimente mit mindestens 71 erwachsenen Tieren beider Geschlechter statt. Dafür werden beispielsweise Mäuse, nachdem sie eine Zeit lang allein gehalten wurden, zu zweit zusammengesetzt und ihr Verhalten wird analysiert.

In einem weiteren Versuch werden die Mäuse für 15 Minuten in eine Box gebracht und Verhaltensparameter, wie die gelaufene Strecke, die mittlere Mindestabstand zur Wand oder die Selbstpflege werden untersucht. Außerdem werden die Tiere in eine Versuchsapparatur in der Form eines Plus gegeben, bei der zwei Arme von Wänden begrenzt und zwei Arme offen sind. Halten sich die Mäuse eher in den geschlossenen Armen auf, wird das als Angstverhalten interpretiert. In einem anderen Labyrinth in Form eines Ypsilons wird gemessen, wie die Tiere die Umgebung erkunden. Im „Wasser- Labyrinth“ werden die Tiere in ein Wasserbecken mit 145 cm Durchmesser gegeben und müssen schwimmend eine kleine Plattform finden, die unter der Wasseroberfläche versteckt liegt. Zuvor wurde den Tieren dieser Versuch bereits an drei Tagen beigebracht. Die Tiere ohne das Protein schneiden laut der Ergebnisse der Experimente in den Lernversuchen schlechter ab, zeigen beeinträchtigte soziale Interaktionen, mangelnde Aufmerksamkeit, sowie eine verstärkte Bewegungsaktivität, was zusammengenommen als Verhalten gedeutet wird, das dem von Menschen mit einer Autismus-Spektrum-Störung ähnelt.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft, der Werner Otto Stiftung, der Landesforschungsförderung Hamburg, dem Deutschen Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen und dem Deutschen Bundesministerium für Bildung und Forschung gefördert.

Bereich: Psychiatrie, Psychologie, Genetik

Originaltitel: Cognitive impairment and autistic-like behaviour in SAPAP4-deficient mice

Autoren: Claudia Schob (1), Fabio Morellini (2), Ora Ohana (3), Lidia Bakota (4), Mariya V. Hrynchak (4), Roland Brandt (4), Marco D. Brockmann (5), Nicole Cichon (5), Henrike Hartung (5), Ileana L. Hanganu-Opatz (5), Vanessa Kraus (2), Sarah Scharf (2), Irm Herrmans-Borgmeyer (6), Michaela Schweizer (7), Dietmar Kuhl (3), Markus Wöhr (8), Karl J. Vörckel (8), Julia Calzada-Wack (9), Helmut Fuchs (9), Valérie Gailus-Durner (9), Martin Hrab? de Angelis (9,10,11), Craig C. Garner (12), Hans-Jürgen Kreienkamp (1), Stefan Kindler (1)*

Institute: (1) Institut für Humangenetik, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinistr. 52, 20251 Hamburg, (2) Forschungsgruppe Verhaltensbiologie, Zentrum für Molekulare Neurobiologie Hamburg (ZMNH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (3) Institut für Molekulare und Zelluläre Kognition, ZMNH, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (4) Abteilung Neurobiologie, Universität Osnabrück, Osnabrück, (5) Institut für Entwicklungsneurophysiologie, Institut für Neuroanatomie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (6) Transgene Maus Facility, ZMNH, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (7) Morphologie und Elektronenmikroskopie, ZMNH, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (8) Verhaltensneurowissenschaft, Experimentelle und Klinische Biopsychologie, Fachbereich Psychologie, Philipps-Universität Marburg, Marburg, (9) German Mouse Clinic, Institut für Experimentelle Genetik, Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, Neuherberg, (10) Lehrstuhl für Experimentelle Genetik, School of Life Science Weihenstephan, Technische Universität München, Freising, (11) Deutsches Zentrum für Diabetesforschung (DZD), Neuherberg, (12) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), c/o Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin

Zeitschrift: Translational Psychiatry 2019; 9: 7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5369

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Regierungspräsidium Darmstadt unter den Nummern B2/277, B2/1002 und B2/1060 genehmigt. Es werden Mäuse 6 verschiedener genmanipulierter Zuchtlinien vom The Jackson Laboratory (USA) bezogen. Die genveränderten Tiere werden mit Mäusen der Zuchtlinie C57BL/6 gekreuzt. Es wird in einem „Mausmodell“ versucht, eine sogenannte bronchopulmonale Dysplasie nachzuahmen, eine Krankheit, die beim Menschen bei Früh- und Neugeborenen vorkommen kann, wenn diese zum Beispiel zu lange künstlich beatmet werden. Dazu werden die Mäuse gepaart und die neugeborenen Tiere beider Geschlechter erhalten eine einmalige Dosis des Brustkrebsmittels Tamoxifen in die Bauchhöhle injiziert, wodurch bestimmte Gene „angeschaltet“ werden. Die neugeborenen Mäuse werden in zwei Gruppen eingeteilt, wovon die eine Gruppe 14 Tage lang bei einer Umgebung mit zu hoher Sauerstoffkonzentration (85%) gehalten wird, die Kontrolltiere dagegen bei normaler Sauerstoffkonzentration von 21%. Die säugenden Muttertiere werden in 24-Stunden-Intervallen abwechselnd unter diesen beiden Umgebungsbedingungen gehalten. Die Jungtiere werden entweder an Tag 3, 5 oder 14 nach der Geburt durch Injektion des Schlafmittels Pentobarbital in die Bauchhöhle getötet und ihnen werden die Lungen für weitere Untersuchungen entnommen.

Weitere erwachsene weibliche Mäuse werden mittels eines Narkosegases getötet und auch ihnen werden die Lungen zu Untersuchungszwecken herausgeschnitten.

Diese Studie wurde gefördert von der Max-Planck-Gesellschaft, der Rhön Klinikum AG, dem Universitätsklinikum Gießen und Marburg, dem Deutschen Zentrum für Lungenforschung, der Deutschen Forschungsgemeinschaft und durch das LOEWE-Programm der hessischen Landesregierung.

Bereich: Neugeborenenkunde, Lungenforschung

Originaltitel: Targeting miR-34a/ Pdgfra interactions partially corrects alveologenesis in experimental bronchopulmonary dysplasia

Autoren: Jordi Ruiz-Camp (1,2), Jennifer Quantius (2), Ettore Lignelli (1,2), Philipp F. Arndt (2), Francesco Palumbo (1,2), Claudio Nardiello (1,2), David E. Surate Solaligue (1,2), Elpidoforos Sakkas (1,2), Ivana Mizíková (1,2), Jose Alberto Rodríguez-Castillo (1,2), Istvan Vadasz (2), William D. Richardson (3), Katrin Ahlbrecht (1,2), Susanne Herold (2), Werner Seeger (1,2), Rory E. Morty (1,2)*

Institute: (1) Abteilung Entwicklung und Umbau der Lunge, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Mitglied des Deutschen Zentrums für Lungenforschung (DZL), Ludwigstraße 43, 61231 Bad Nauheim, (2) Abteilung für Innere Medizin (Pneumologie), University of Giessen and Marburg Lung Center (UGMLC), Mitglied des Deutschen Zentrums für Lungenforschung (DZL), Klinikstr. 33, 35392 Gießen, (3) Wolfson Institute for Biomedical Research, University College London, London, Großbritannien

Zeitschrift: EMBO Molecular Medicine 2019; 11: e9448

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5368

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Landesratsamt Homburg/Saar unter dem Zeichen K110/180-07 genehmigt. Es werden 6 bis 8 Wochen alte syrische Goldhamster mit einem Körpergewicht von 60 bis 80 Gramm verwendet. Die Hamster werden in Narkose gelegt und ihnen wird auf den Rücken eine Rückenhautkammer implantiert. Dafür wird eine Hautfalte stark gedehnt und zwischen zwei Titanrahmen gespannt. In einem kreisförmigen Bereich von 15 mm Durchmesser wird den Tieren die oberste Hautschicht komplett entfernt und die darunterliegenden Gewebe werden mit einem Deckglas abgedeckt, welches in den Titanrahmen integriert ist. So entsteht ein rundes Fenster, durch das man die darin liegenden Strukturen, wie die Muskulatur und kleine Gefäße im Mikroskop am unbetäubten Tier untersuchen kann. In die Halsvene wird den Tieren außerdem ein Katheter eingebracht, von dem ein Schlauch unter der Haut Richtung Nacken geführt und an dem Titanrahmen befestigt wird. Nach der Operation dürfen sich die Tiere mindestens 72 Stunden „erholen“, bis der Versuch startet.

Die Goldhamster bekommen nun über den Katheter ein Endotoxin (Bakterienbestandteil) in die Vene gespritzt, das zu einer Blutvergiftung führt. Nach drei Stunden erhalten drei Gruppen von Hamstern (je 6-8 Tiere) über eine Stunde lang Hydroxyethylstärke (HES) oder Kochsalzlösung oder nichts (Kontrollgruppe). Bei allen Hamstern wird der Blutkreislauf in den kleinen Blutgefäßen mittels Mikroskopie vor der Gabe des Endotoxins, sowie 0,5, 3, 4, 8 und 24 Stunden danach untersucht. Dafür werden die Hamster in wachem Zustand in Plexiglasröhren fixiert und es wird das runde Fenster der Rückenhautkammer benutzt, um die Mikrogefäße genau anzuschauen.

Zusätzlich erhalten noch 12 weitere Goldhamster das Endotoxin und 3 Stunden später HES, bzw. eine Kochsalzlösung oder keines von beiden (je 4 Tiere). Bei diesen Tieren wird zu Beginn, sowie nach 1, 3, 4, 8 und 24 Stunden die Herzfrequenz und der Blutdruck über einen Katheter gemessen, der ihnen in Narkose in die Halsschlagader eingeführt worden ist.

Am Ende des Beobachtungszeitraumes wird den Tieren unter Narkose der Bauch aufgeschnitten und Blut aus der Hauptschlagader gewonnen. Es wird nicht erwähnt, aber es ist anzunehmen, dass die Tiere dabei getötet werden.

Des Weiteren werden zusätzliche 12 Tiere auf die drei oben beschriebenen Arten behandelt und bereits nach 8 Stunden findet die Blutentnahme statt. Als Kontrollen für die Laborparameter wird außerdem das Blut von 8 gesunden Tieren ohne Behandlung gewonnen und untersucht.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und der Fresenius Kabi Deutschland GmbH gefördert.

Bereich: Sepsisforschung, Gefäßforschung

Originaltitel: Hydroxyethyl starch (130 kD), but not crystalloid volume support, improves microcirculation during normotensive endotoxemia

Autoren: Johannes N. Hoffmann (1)*, Brigitte Vollmar (2), Matthias W. Laschke (2), Dietrich Inthorn (1), Friedrich W. Schildberg (1), Michael D. Menger (2)

Institute: (1) Chirurgische Klinik, Klinikum Großhadern, Ludwig-Maximilians-Universität, Marchioninistr. 15, 81377 München, (2) Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universität des Saarlandes, Homburg

Zeitschrift: Anesthesiology 2002; 97:460-70

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5367

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Regierungspräsidium Gießen genehmigt und die Versuche finden in den Gebäuden des Fachbereichs Biologie der Philipps-Universität Marburg statt. Weiblichen geschlechtsreifen Fröschen wird am Tag vor der Eiablage das Schwangerschaftshormon hCG injiziert, um den Eissprung auszulösen. Nach der Eiablage werden mittels künstlicher Befruchtung Embryonen gewonnen. Im Zwei-Zell-Stadium werden diesen Embryonen mittels sogenannter Mikroinjektion bestimmte Gene eingespritzt. Die nun gentechnisch veränderten Tiere werden im Kaulquappenstadium getötet und untersucht und es zeigen sich abhängig vom injizierten Molekül Schädel- und Gesichtsfehlbildungen, kleinere oder fehlende Augen, sowie eine Verringerung des Knorpelgewebes. In einem weiteren Versuch wird Gewebe der Neuralleiste (eine Gewebestruktur während der Embryonalentwicklung) von gentechnisch veränderten Embryos in andere Embryos transplantiert, bei denen die Zellen der Neuralleiste vorher entfernt wurden. Des Weiteren werden Embryonen auch Zellen der Neuralleiste entfernt, um die Zellen außerhalb des Organismus (in vitro) zu untersuchen. Die Embryos werden durch Einfrieren in flüssigem Stickstoff getötet.

Die Studie wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Entwicklungsbiologie, Molekularbiologie

Originaltitel: The histone methyltransferase KMT2D, mutated in Kabuki syndrome patients, is required for neural crest cell formation and migration

Autoren: Janina Schwenty-Lara (1), Denise Nehl (1), Annette Borchers (1,2)*

Institute: (1) Fachbereich Biologie, Molekulare Embryologie, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Straße 8, 35043 Marburg, (2) DFG Internationales Graduiertenkolleg, Membrane Plasticity in Tissue Development and Remodeling, GRK 2213, Philipps-Universität Marburg, Marburg

Zeitschrift: Human Molecular Genetics 2020; 29(2): 305-319

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5366

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter den Nummern 50.05-230-37/06 und 84-02.04.2015.A387 genehmigt. Die 22 männlichen und 18 weiblichen Ansells Graumulle (Fukomys anselli) stammen aus dem Zuchtbestand des Instituts für Allgemeine Zoologie der Universität Duisburg-Essen und werden als Paare oder Familiengruppen unterschiedlicher Größen gehalten. Ansells Graumulle sind kleine, in Afrika vorkommende Nagetiere. Es finden 2 Versuchsreihen statt. Bei 26 Tieren werden die Augen komplett entfernt. Dafür werden die Tiere in Narkose gelegt und die Augen werden jeweils durch einen einzigen Schnitt mit einer gebogenen kleinen Schere herausgeschnitten. Dabei werden der Sehnerv, sowie vier weitere Nerven, die den Bereich des Auges versorgen, durchtrennt. Die Nagetiere werden zur Genesung in ihre Terrarien zurückgesetzt und die Erholungszeit zwischen der Operation und den Versuchen beträgt mindestens 3 Wochen in der ersten Versuchsreihe und mindestens 18 Monate in der zweiten Versuchsreihe.

Für Nestbau-Versuche werden die Graumulle einzeln oder paarweise in eine kreisförmige lichtabgeschirmte Arena gesetzt und ihnen werden Nistmaterialien gegeben. Etwa eine Stunde lang haben sie Zeit, ein Nest aus Papierschnipseln zu bauen, die in dem Gebiet verteilt sind, wobei die Mitte durch einen Kunststoffzylinder blockiert ist. Wenn anschließend kein Nest zu erkennen ist, wird der Versuch unter anderen magnetischen Bedingungen wiederholt, bis ein Nest zu erkennen ist. In einer ersten Versuchsreihe werden 12 Tiere paarweise in oben beschriebenem Versuchsaufbau in einem Gewächshaus auf dem Campus der Universität Essen getestet, wobei je vier Versuchsdurchläufe vor der Entfernung der Augen und sechs Durchgänge danach erfolgen. In einer zweiten Versuchsreihe wird der gleiche Versuch in einer Holzhütte, die durch ein Aluminiumnetz gegen Hochfrequenzstrahlung abgeschirmt wird, in Essen-Haarzopf an 28 Graumullen einzeln oder paarweise durchgeführt, wobei bei 14 Tieren die Augen entfernt wurden.

Jedes Tier oder Paar wird im umgebenen Magnetfeld und in drei zusätzlichen künstlich erzeugten Magnetfeldern getestet. Es wird geschaut, wo genau im Bezug zum Magnetfeld die Tiere ihr Nest bauen.

Zuvor werden mittels Videoaufzeichnungen in der Länge von mindestens 7 Stunden das Verhalten (z.B. Ruhen, Fressen, Putzen) von 6 Tieren ohne Augen und 8 Kontrolltieren beobachtet, um zu überprüfen, ob sich die Tiere ohne Augen normal verhalten.

Das weitere Schicksal der Tiere nach den Versuchen wird nicht erwähnt.

Die Studie wurde von der Studienstiftung des deutschen Volkes gefördert, sowie teilweise durch die Europäische Union und das Ministerium für Bildung, Jugend und Sport der Tschechischen Republik.

Bereich: Tierphysiologie, Neurobiologie, Verhaltensforschung

Originaltitel: Eyes are essential for magnetoreception in a mammal

Autoren: Kai R. Caspar (1), Katrin Moldenhauer (1), Regina E. Moritz (1,2), Pavel N?mec (3), E. Pascal Malkemper (4), Sabine Begall (1,5)*

Institute: (1) Gruppe Allgemeine Zoologie, Universität Duisburg-Essen, Universitätsstr. 5, 45117 Essen, (2) Fachgebiet Sehen, Sehbeeinträchtigung & Blindheit, Fakultät 13, Technische Universität Dortmund, Dortmund, (3) Department of Zoology, Faculty of Science, Charles University, Prag, Tschechische Republik, (4) Max-Planck- Forschungsgruppe Neurobiologie des Magnetsinns, Forschungszentrum caesar (Center of Advanced European Studies and Research), Bonn, (5) Department of Game Management and Wildlife Biology, Faculty of Forestry and Wood Sciences, Czech University of Life Sciences, Prag , Tschechische Republik

Zeitschrift: Journal of The Royal Society Interface 2020; 17(170): 20200513

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5365

Versuchsbeschreibung: Für die Experimente werden Taufliegen (Drosophila melanogaster) verschiedener Stämme verwendet, die aus Zuchtzentren und Universitäten in Japan, den USA und Großbritannien stammen. Die Fliegen werden in kleinen Plastikgefäßen aufgezogen und untereinander so gekreuzt, dass eine Versuchslinie entsteht, die eine Art von Ablagerungen an bestimmten Stellen im Gehirn entwickelt, die denen beim Menschen mit Alzheimer-Krankheit ähneln. Außerdem werden einige Fliegen genetisch so modifiziert, dass sich beispielsweise unterschiedliche Nervenzellen beeinflussen lassen oder ganz ausgeschaltet werden. So kann bei bestimmten Tieren durch eine höhere Temperatur der Schlaf gefördert werden.

Die Fliegen werden für verschiedene „Gedächtnistests“ bei gedämpftem Rotlicht trainiert, so genannte Konditionierung. Die Tests finden in kompletter Dunkelheit statt. Es werden jeweils Gruppen von 50 bis 100 Fliegen in eine Röhre gegeben und ihnen wird für 60 Sekunden ein erster Geruch präsentiert. Parallel dazu werden Stromstöße über Kupferdrähte in der Röhre abgegeben. Danach wird den Fliegen 60 Sekunden lang ein zweiter Geruch dargeboten. Nach 3 Minuten, 2, 4 oder 6 Stunden wird anschließend die „Gedächtnisleistung“ der Tiere getestet, indem sie in eine zweiarmige Apparatur gegeben werden, in der sich die Fliegen entweder in Richtung des einen oder des anderen Geruchs bewegen können. Entscheiden sich die Fliegen eher für den Geruch, der nicht mit den Stromschlägen kombiniert war, gilt das als gute Gedächtnisleistung. Die Versuche werden mit Tieren verschiedener Altersklassen durchgeführt.

In einem weiteren Versuch werden Gruppen von 50 bis 100 Fliegen zunächst 19-21 Stunden ausgehungert. In einer mit Filterpapier ausgekleideten Röhre bekommen sie 60 Sekunden lang einen Geruch präsentiert. Dann werden sie in ein anderes Röhrchen überführt, in dem das Filterpapier in Zuckerlösung getränkt ist, und bekommen dort einen anderen Geruch präsentiert. Direkt danach, nach 2, 6 oder 24 Stunden wird der oben beschriebene Gedächtnistest durchgeführt.

Einige der Fliegen werden für „Kälteschock-Experimente“ nach der Konditionierung in vorgekühlte Gefäße überführt und diese werden 2 Minuten lang in Eiswasser gegeben. Bis zur „Gedächtnistestung“ nach 2 Stunden werden sie anschließend wieder bei 25°C gehalten.

Zusätzlich finden verschiedene Experimente statt, die die Wahrnehmung der Tiere testen sollen. Dafür werden auch hier mehrere Fliegen in eine zweiarmige Apparatur gebracht, in der sie beispielsweise zwischen Stromstößen und keinen Stromstößen wählen können, oder vorher ausgehungerte Tiere die Wahl haben zwischen einem mit Zuckerlösung und einem mit Wasser getränktem Rohr.

Für die Versuche erhält ein Teil der Fliegen über das Futter Medikamente, beispielsweise ein Schlafmittel (Gaboxadol), oder ein Mittel, das beim Menschen bei Epilepsie eingesetzt wird (Levetiracetam). Es finden außerdem Gewebeuntersuchungen statt. Dafür werden adulte Fliegen auf Eis betäubt und ihnen wird das Gehirn entnommen. Das Schicksal der weiteren Tiere wird nicht erwähnt.

Die Studie wurde durch den Schweizerischen Nationalfonds, die Novartis Stiftung für medizinisch-biologische Forschung und die Stiftung Synapsis gefördert.

Bereich: Alzheimer-Forschung, Neurologie

Originaltitel: Dopamine, sleep, and neuronal excitability modulate amyloid-?–mediated forgetting in Drosophila

Autoren: Jenifer C. Kaldun (1), Shahnaz R. Lone (1,2), Ana M. Humbert Camps (1), Cornelia Fritsch (1), Yves F. Widmer (1), Jens V. Stein (3), Seth M. Tomchik (4), Simon G. Sprecher (1)*

Institute: (1) Department of Biology, University of Fribourg, Ch. Du Musée 10, 1700 Fribourg, Schweiz, (2) Department of Animal Sciences, Central University of Punjab, Bathinda, Indien, (3) Department of Medicine, University of Fribourg, Fribourg, Schweiz, (4) Department of Neuroscience, The Scripps Research Institute, Jupiter, Florida, USA

Zeitschrift: PLOS Biology 2021; 19(10): e3001412

Land: Schweiz

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5364

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales, Berlin, unter der Nummer 0086/20 genehmigt. Die Hamster stammen aus dem deutschen Haustierhandel und werden in Gruppen von 3 bis 6 Tieren gehalten. Die Tiere werden in fünf verschiedene Gruppen unterteilt und jedem Tier wird ein Transponder unter der Haut eingesetzt, der die Identifizierung der Tiere und auch die Messung der Körpertemperatur ermöglicht. Die Hamster erhalten verschiedene experimentelle Corona-Impfstoffe, die ihnen in die Bauchhöhle gespritzt werden. Vier Hamstergruppen erhalten dabei Impfstoffe die das Immunsystem gegen verschiedene Oberflächenstrukturen (unter anderem das Spike-Protein) des SARS-CoV-2 Virus trainieren sollen, eine Gruppe erhält zur Kontrolle eine den Impfstoffen ähnliche Substanz. Die Hamster werden 21 Tage nach der Impfung in Narkose versetzt und ihnen wird eine bestimmte Menge des Virus SARS-CoV-2 in etwas Flüssigkeit in die Nase geträufelt. Die Tiere werden im Anschluss regelmäßig untersucht und ihr Gewicht und ihre Temperatur werden täglich kontrolliert. Dabei wird festgestellt, dass die Tiere, die keinen Impfstoff erhalten haben, innerhalb von 7 Tagen einen Gewichtsverlust von ungefähr 10 % ihres Körpergewichts erleiden. Am 2., 5. und 7. Tag nach der Infektion werden jeweils 3 Hamster aus jeder Gruppe getötet. Dazu werden die Tiere in Narkose versetzt und ausgeblutet. Das Blut wird für weitere Analysen verwendet und es werden Abstriche aus dem Rachen entnommen. Die Lungen werden entnommen und genauer untersucht; dabei werden bei allen Tieren durch Entzündungen verursachte Schäden gefunden.

Zusätzlich zu den Versuchen mit Hamstern werden Mäuse des Inzuchtstamms C57BL/6 verwendet, die aus der Versuchstierzucht Charles River (Sulzfeld) stammen. Sie werden in 5 Gruppen von je 5 Tieren aufgeteilt. Jeder Gruppe Mäuse werden verschiedene experimentelle Impfstoffe in die Bauchhöhle gespritzt. Drei Wochen nach der Impfung werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet. Blut und Milz werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Einsteinstiftung und das Nationale Forschungsnetzwerk der Universitätsmedizin zu Covid-19 (NaFoUniMedCovid19) gefördert.

Bereich: Virologie, Corona-Forschung

Originaltitel: Deciphering the role of humoral and cellular immune responses in different COVID-19 vaccines - a comparison of vaccine candidate genes in Roborovski dwarf hamsters

Autoren: Jakob Trimpert (1), Susanne Herwig (2), Julia Stein (3), Daria Vladimirova (1), Julia M. Adler (1), Azza Abdelgawad (1), Theresa C. Firsching (4), Tizia Thoma (3), Jalid Sehouli (2), Klaus Osterrieder (5), Achim D. Gruber (4), Birgit Sawitzki (3), Leif Erik Sander (6), Günter Cichon (2)*

Institute: (1) Institut für Virologie, Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Berlin, (2) Klinik für Gynäkologie, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Hindenburgdamm 30, 12200 Berlin, (3) Institut für Medizinische Immunologie, Charité Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (4) Institut für Tierpathologie, Freie Universität Berlin, Berlin, (5) Public Health, Jockey Club College of Veterinary Medicine and Life Sciences, City University of Hong Kong, Kowloon, Hong Kong, (6) Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Infektiologie und Pneumologie, Charité Universitätsmedizin Berlin, Berlin

Zeitschrift: Viruses 2021; 13: 2290

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5363

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Bezirksregierung Rheinhessen-Pfalz unter der Nummer 177-07/961-30 genehmigt. Die erwachsenen männlichen Hamster stammen aus der Zucht des Instituts für Anatomie und Zellbiologie der Universität Mainz; der Ursprung der Kolonie ist die Zucht des Instituts für Reproduktionsmedizin der Universität Münster. Die Tiere werden unter einem konstanten Tagesrhythmus bestehend aus 16 Stunden Helligkeit und 8 Stunden Dunkelheit gehalten. Den Hamstern wird ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Anschließend wird ein Nervenknoten im Bereich der Halswirbelsäule freigelegt und ein Farbstoff, welcher Nervenzellen färbt, direkt in den Nervenknoten gespritzt. Nach sieben Tagen werden die Tiere erneut in Narkose versetzt und ihnen wird der Brustkorb aufgeschnitten, so dass das Herz freigelegt wird. Eine Nadel wird in das schlagende Herz gestochen. Durch die Nadel wird zunächst eine Kochsalzlösung und anschließend eine Chemikalie, die die Gewebe des Tieres konservieren soll, in das Herz und den Blutkreislauf gepumpt. Der rechte Herzvorhof wird zerschnitten, damit das Blut austreten und die Flüssigkeiten das gesamte Gefäßsystem durchfließen kann. Während dieses Eingriffs sterben die Tiere. Das Rückenmark der Tiere wird entnommen, zerschnitten und unter dem Mikroskop untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Naturwissenschaftlich-Medizinisches Forschungszentrum in Mainz gefördert.

Bereich: Neuroanatomie, Biorhythmusforschung, Neurologie

Originaltitel: Spinal relay neurons for central control of autonomic pathways in a photoperiodic rodent

Autoren: Stefan Reuss

Institute: Klinik und Poliklinik für Nuklearmedizin, Klinikum der Johannes Gutenberg-Universität, Langenbeckstraße 1, 55101 Mainz

Zeitschrift: Journal of Integrative Neuroscience 2021; 20(3): 561-571

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5362

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer Az: 7221.3-1-053/17 genehmigt. 84 der Hamster stammen aus der Zucht des Instituts für Pharmakologie der Universität Leipzig. Sie leiden an einer Mutation, die neurologisch bedingte Bewegungsstörungen (Dystonie) begünstigt, welche mit dem unwillkürlichen Zusammenziehen von Muskeln einhergehen. Als Kontrollen dienen 43 gesunde gleichaltrige Hamster. Die gesunden Hamster werden von der Versuchstierzucht Janvier Labs bereitgestellt und stammen ursprünglich aus dem Zentralinstitut für Versuchstierzucht in Hannover.

Im Alter von 21 Tagen werden die Hamster auf das Vorhandensein von Bewegungsstörungen untersucht. Dazu werden die Tiere nach einem dreistufigen Protokoll Stress ausgesetzt. Dieses Protokoll besteht vermutlich - wie in vorangegangenen Veröffentlichungen der Autoren beschrieben wird - daraus, dass die Tiere zunächst aus ihrem Käfig genommen und auf eine Waage gesetzt werden, ihnen eine Kochsalzlösung in die Bauchhöhle gespritzt wird und sie schließlich in einen neuen Käfig gesetzt werden. Die Tests werden alle 2 bis 3 Tage wiederholt. Bei den Hamstern mit der Mutation werden dabei schwere Bewegungsstörungen festgestellt. Im Alter von 32 bis 40 Tagen werden die Hamster in Narkose versetzt und der Kopf wird in einem fest verschraubten Rahmen fixiert. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten. Es werden Löcher in den Schädel gebohrt, durch die zwei Elektroden in bestimmte Regionen tief im Gehirn der Tiere gestoßen werden. Die Elektroden werden mit Schrauben im Schädel befestigt. Drei bis fünf Tage nach dem Eingriff werden die Elektroden über Drähte mit einem Stimulator verbunden. Bei der Hälfte der Tiere wird eine Tiefenhirnstimulation durchgeführt, bei der anderen Hälfte der Tiere wird das Gehirn nicht stimuliert. Die Tiefenhirnstimulation wird für 3 Stunden durchgeführt, dabei sind die Hamster wach und können sich frei bewegen. Direkt im Anschluss an die Tiefenhirnstimulation werden die Tiere in Narkose versetzt und enthauptet. Die Elektroden werden aus dem Schädel entnommen, der Schädel aufgesägt und das Gehirn entnommen und in feine Scheiben geschnitten, die anschließend untersucht werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) innerhalb des Sonderforschungsbereichs „Elektrisch Aktive Implantate – ELAINE“ gefördert.

Bereich: Neurologie, Hirnforschung, Parkinson-Forschung

Originaltitel: Mechanisms of pallidal deep brain stimulation: alteration of cortico-striatal synaptic communication in a dystonia animal model

Autoren: Marco Heerdegen (1), Monique Zwar (1), Denise Franz (1), Julia Hörnschemeyer (1), Valentin Neubert (1), Franz Plocksties (2), Christoph Niemann (2), Dirk Timmermann (2), Christian Bahls (3), Ursula van Rienen (3,5), Maria Paap (4), Stefanie Perl (4), Anika Lüttig (4), Angelika Richter (4), Rüdiger Köhling (1,6)*

Institute: (1) Oscar Langendorff Institut für Physiologie, Universitätsmedizin Rostock, Gertrudenstraße 9, 18057 Rostock, (2) Institut für Angewandte Mikroelektronik und Datentechnik, Fakultät für Informatik und Elektrotechnik, Universität Rostock, Rostock, (3) Institut für Allgemeine Elektrotechnik, Fakultät für Informatik und Elektrotechnik, Universität Rostock, Rostock, (4) Institut für Pharmakologie, Pharmazie und Toxikologie, Veterinärmedizinische Fakultät, Universitär Leipzig, (5) Department Life, Light & Matter, Universität Rostock, Rostock, (6) Department Altern des Individuums und der Gesellschaft, Universität Rostock, Rostock

Zeitschrift: Neurobiology of Disease 2021; 154: 105341

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5361

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde in Bremen unter der Nummer 522- 27- 11/02- 00 [114] genehmigt. Die männlichen Hamster stammen aus der Tierhaltung der Jacobs University Bremen und werden in Gruppen von zwei bis drei Brüdern gehalten. Eine Woche vor den Versuchen werden die Tiere voneinander getrennt und einzeln gehalten. Beim Start der Versuche sind die Roborowski-Zwerghamster 8 bis 10 Monate und die Chinesischen Streifenhamster 6 bis 10 Monate alt. Die Tiere werden mit Kohlendioxid narkotisiert. Von Kohlendioxid ist bekannt, dass es zu Atemnot führt und Schmerzen verursachen kann. Unter Narkose wird den Hamstern eine Substanz in die Bauchhöhle gespritzt welche Zellen, die sich gerade teilen, markiert. Jeweils drei der Roborowski-Zwerghamster werden 3 Stunden, 2, 4 und 8 Tage nach dem Spritzen der Substanz getötet. Die Tötung erfolgt mit Kohlendioxid. Jeweils drei der Chinesischen Streifenhamster werden nach 3 Stunden, 4, 8 und 17 Tagen auf die gleiche Weise getötet. Die Hoden, Nebenhoden und weitere Organe werden entnommen, gewogen, zerschnitten und feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Jacobs University unterstützt.

Bereich: Andrologie

Originaltitel: Spermatogenesis in the Roborovski hamster (Phodopus roborovskii) and the Chinese hamster (Cricetulus griseus)

Autoren: Vivian Meyer (1), Melanie Klose (1), Alexander Lerchl (1)*

Institute: (1) Department of Life Sciences and Chemistry, Jacobs University, Campus Ring 6, 28759 Bremen

Zeitschrift: Andrology 2021; 9: 1617-1630

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5360

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Gießen unter der Nummer V54-19 c 20/15 c GI 18/10 Nr. A1/2014 genehmigt. Als Zwischenwirt für den auch den Menschen befallenen Saugwurm Schistosoma mansoni (Pärchenegel) werden Süßwasserschnecken (Biomphalaria glabrata) verwendet. Mit Hilfe der sich in den Schnecken entwickelnden Larven der Würmer werden Goldhamster auf nicht näher beschriebene Weise mit dem Parasiten infiziert. In den Hamstern wachsen die Larven zu erwachsenen Würmern heran, die über 1 cm lang werden, im Gefäßsystem parasitieren, sich von Blutbestandteilen ernähren und sich dort auch paaren. Die Eier der Würmer gelangen zum Teil in die Lebern der Hamster und verbleiben dort. Die Hamster werden am 46. Tag nach der Infektion auf nicht beschriebene Art getötet. Die Lebern der Tiere werden entnommen, in feine Scheiben geschnitten und feingeweblich untersucht. Außerdem werden Eier des Parasiten aus den Lebern isoliert und für weitere Untersuchungen verwendet.

Die Arbeiten wurden durch Gilead Sciences, Inc, die Behring-Röntgen-Stiftung, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Universitätsklinikum Gießen und Marburg (UKGM) gefördert.

Bereich: Parasitologie

Originaltitel: Schistosoma mansoni egg–secreted antigens activate hepatocellular carcinoma–associated transcription factors c-Jun and STAT3 in hamster and human hepatocytes

Autoren: Martin Roderfeld (1), Sevinc Padem (1), Jakob Lichtenberger (1), Thomas Quack (2), Ralf Weiskirchen (3), Thomas Longerich (4), Gabriele Schramm (5), Yuri Churin (1), Karuna Irungbam (1), Annette Tschuschner (1), Anita Windhorst (6), Christoph G. Grevelding (2), Elke Roeb (1)*

Institute: (1) Schwerpunkt Gastroenterologie, Medizinische Klinik und Poliklinik II, Justus-Liebig Universität Gießen, Klinikstraße 33, 35392 Gießen, (2) Institut für Parasitologie, BFS - Biomedizinisches Forschungszentrum Seltersberg, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen, (3) Molekulare Pathobiochemie, experimentelle Gentherapie und klinische Chemie, Uniklinik RWTH Aachen, Aachen, (4) Sektion Translationale Gastrointestinale Pathologie, Pathologisches Institut, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (5) Experimentelle Pneumologie, Programmbereich Asthma und Allergie, Forschungszentrum Borstel, Borstel, (6) Institut für Medizinische Informatik, Justus-Liebig Universität Gießen, Gießen

Zeitschrift: Hepatology 2020; 72 (2): 626-641

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5359

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales Berlin (LaGeSo) unter der Nummer G 0086/20 genehmigt. Die Goldhamster stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Frankreich). Im Alter von 10 bis 12 Wochen wird ein Teil der Tiere (mindestens 24 Tiere) mit dem Coronavirus (SARS-CoV-2) infiziert. Dazu werden die Tiere in Narkose versetzt und ihnen wird eine kleine Menge Flüssigkeit, welche die Viren enthält, in die Nase geträufelt. Eine andere Gruppe von Tieren (mindestens 12 Tiere) wird unter Narkose Flüssigkeit ohne Viren in die Nase geträufelt. Weitere Hamster (mindestens 3) bleiben ohne eine solche Behandlung. Das Gewicht der Tiere wird täglich überprüft. Bei den mit SARS-CoV-2 infizierten Hamstern wird dabei ein Gewichtsverlust beobachtet. Hamster die innerhalb von 48 Stunden mehr als 15 % ihres Gewichts verlieren, werden durch Genickbruch getötet. Dazu werden die Tiere in Narkose versetzt und dann Schädel und Halswirbelsäule gegeneinander verschoben, indem der Kopf fixiert wird und stark am Schwanz der Tiere gezogen wird. Dadurch wird das Rückenmark durchtrennt, oft reißen dabei auch große Blutgefäße. Die anderen Tiere werden zu definierten Zeitpunkten (vor der Infektion, 2, 3, 5 oder 14 Tage nach der Infektion) ebenso getötet. Den Tieren werden die Lungen und Blut für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch das BMBF, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Agence nationale de la recherche (ANR, Frankreich), das Einstein-Zentrum 3R, das Francis Crick Institute und das das Berlin Institute of Health (BIH) gefördert.

Bereich: Virologie, Corona-Forschung, Infektionsforschung

Originaltitel: Temporal omics analysis in Syrian hamsters unravel cellular effector responses to moderate COVID-19

Autoren: Geraldine Nouailles (1,2)*, Emanuel Wyler (3)*, Peter Pennitz (1), Dylan Postmus (2,4), Daria Vladimirova (5), Julia Kazmierski (2,4), Fabian Pott (2,4), Kristina Dietert (6,7), Michael Muelleder (8), Vadim Farztdinov (8), Benedikt Obermayer (9), Sandra-Maria Wienhold (1), Sandro Andreotti (10), Thomas Hoefler (5), Birgit Sawitzki (11), Christian Drosten (4), Leif E. Sander (12), Norbert Suttorp (12), Markus Ralser (13,14), Dieter Beule (9), Achim D. Gruber (6), Christine Goffinet (2,4), Markus Landthaler (3,15), Jakob Trimpert (5)*, Martin Witzenrath (1,12,16)

Institute: (1) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Infektiologie und Pneumologie, Division of Pulmonary Inflammation, Charitéplatz 1/Virchowweg 9, 10117 Berlin, (2) Berlin Institute of Health at Charité-Universitätsmedizin Berlin (BIH), Berlin, (3) Berlin Institute for Medical Systems Biology (BIMSB), Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin in der Helmholtz-Gemeinschaft (MDC), Berlin, (4) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Institut für Virologie, Berlin, (5) Institut für Virologie, Freie Universität Berlin, Berlin, (6) Institut für Tierpathologie, Freie Universität Berlin, Berlin, (7) Tiermedizinisches Zentrum für Resistenzforschung (TZR), Freie Universität Berlin, Berlin, (8) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Core Facility High Throughput Mass Spectrometry, Berlin, (9) Berlin Institute of Health at Charité-Universitätsmedizin Berlin, Core Unit Bioinformatik, Berlin, (10) Bioinformatics Solution Center, Freie Universität Berlin, Berlin, (11) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Institut für Medizinische Immunologie, Berlin, (12) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Infektiologie und Pneumologie, Berlin, (13) The Francis Crick Institute, Molecular Biology of Metabolism Laboratory, London, Großbritannien (14) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Institut für Biochemie, Berlin, (15) Integrative Research Institute (IRI) for the Life Sciences, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (16) Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Berlin

Zeitschrift: Nature Communications 2021; 12: 4869

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5358

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Justiz und Verbraucherschutz der Freien und Hansestadt Hamburg, Abteilung Lebensmittelsicherheit und Veterinärwesen, unter der Nummer N032/2020 genehmigt. Die 8 bis 10 Wochen alten Goldhamster stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich). Die Hamster werden in Gruppen von zwei bis vier Tieren am Heinrich-Pette-Institut, Leibniz-Institut für Experimentelle Virologie, Hamburg, gehalten, wo auch die Versuche durchgeführt werden. Die Tiere werden in zwei Gruppen eingeteilt und in Narkose versetzt. Eine Gruppe erhält eine bestimmte Anzahl von Corona-Viren in etwas Flüssigkeit in die Nase geträufelt, die andere Gruppe erhält Flüssigkeit ohne Viren und dient als Kontrollgruppe. 1, 3, 6 und 14 Tage nach der Infektion werden jeweils 10 Tiere aus beiden Gruppen getötet. Dazu wird ihnen eine Überdosis des Tötungsmittels Pentobarbital in die Bauchhöhle gespritzt und eine Nadel in das Herz gestochen, durch die das Blut der Tiere entnommen wird. Die Lungen der Tiere werden entnommen, in dünne Scheiben geschnitten und feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Gesundheit (BMG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft und Kultur (MWK) und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Virologie, Corona-Forschung, Infektionsforschung

Originaltitel: Vascular inflammation is associated with loss of aquaporin 1 expression on endothelial cells and increased fluid leakage in SARS-CoV-2 infected golden Syrian hamsters

Autoren: Lisa Allnoch (1), Georg Beythien (1), Eva Leitzen (1), Kathrin Becker (1), Franz-Josef Kaup (1), Stephanie Stanelle-Bertram (2), Berfin Schaumburg (2), Nancy Mounogou Kouassi (2), Sebastian Beck (2), Martin Zickler (2), Vanessa Herder (1), Gülsah Gabriel (2,3), Wolfgang Baumgärtner (1)*

Institute: (1) Institut für Pathologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 17, Gebäude 229, 30559 Hannover, (2) Abteilung Virale Zoonosen-One Health, Heinrich-Pette-Institut, Leibniz-Institut für Experimentelle Virologie, Hamburg, (3) Institut für Virologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover

Zeitschrift: Viruses 2021; 13: 639

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5357

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales in Berlin unter der Nummer 0086/20 am 30.4.2020 genehmigt. Die Goldhamster stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Saint-Berthevin, Frankreich). Die Hamster werden im Alter von 6 Wochen in 3 Gruppen eingeteilt. Den Tieren werden unter Betäubung (Sedierung) Transponder eingesetzt, die eine Identifizierung der einzelnen Tiere ermöglichen und zudem die Körpertemperatur messen. Diese Transponder sind 1,4 cm lang, haben einen Durchmesser von 2 mm und werden mit einem Spritzen-ähnlichen Applikator unter der Haut der Tiere platziert. Zwei Tage danach werden 24 der Hamster erneut sediert. 12 der Tiere wird eine definierte Menge von SARS-CoV-2 Viren in einer kleinen Menge Flüssigkeit in die Nase geträufelt. Den anderen 12 Tieren wird nur Flüssigkeit, die keine Viren enthält, in die Nase geträufelt (Kontrollgruppe). Am 2., 3., 5., und 14 Tag nach der Infektion werden jeweils 3 Hamster aus der Gruppe, die die Viren erhalten hat, und 3 Hamster der Kontrollgruppe in Narkose versetzt und durch Ausbluten getötet.

Die verbleibenden 12 Hamster werden im Alter 32 bis 34 Wochen wie die anderen Tiere mit SARS-CoV-2 infiziert und dann ebenso zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Infektion getötet. Alle Tiere erleiden nach der Infektion einen Gewichtsverlust, welcher bei den älteren Hamstern stärker ausfällt als bei den jüngeren Tieren. Zwei der Hamster erreichen das Ende der Versuche nach 14 Tagen nicht und werden bereits vorher getötet, weil sie einen starken Gewichtsverlust von über 10% ihres Körpergewichts innerhalb von 3 Tagen erleiden und deshalb getötet werden. Das Blut der getöteten Tiere wird untersucht. Zusätzlich werden Abstriche aus dem Rachen genommen und die Nase gespült sowie verschiedene Organe, unter anderem die Lunge, entnommen. Die Ergebnisse der altersabhängigen Unterschiede im Verlauf der Infektion spiegeln die bereits beim Menschen beobachteten Unterschiede wider; die dazu bereits veröffentlichten Studien werden von den Autoren zitiert.

Die Arbeiten wurden durch die Freie Universität Berlin und die Berlin University Alliance sowie durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Virologie, Corona-Forschung, Infektionsforschung

Originaltitel: Age-dependent progression of SARS-CoV-2 infection in Syrian hamsters

Autoren: Nikolaus Osterrieder (1), Luca D. Bertzbach (1), Kristina Dietert (2,3), Azza Abdelgawad (1), Daria Vladimirova (1), Dusan Kunec (1), Donata Homann (4), Martin Beer (4), Achim D. Gruber (2), Jakob Trimpert (1)*

Institute: (1) Institut für Virologie, Freie Universität Berlin, Robert-von-Ostertag-Str. 7-13, 14163 Berlin, (2) Institut für Veterinärpathologie, Freie Universität Berlin, Berlin, (3) Tiermedizinisches Zentrum für Resistenzforschung, Freie Universität Berlin, Berlin, (4) Institut für Virusdiagnostik, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald-Insel Riems

Zeitschrift: Viruses 2020; 12: 779

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5356

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) genehmigt. Die Beagle-Hunde stammen von der Zuchtfirma Marshall BioResources, USA.

Bei der ersten Operation wird der Brustkorb auf der linken Seite geöffnet. Ein Telemetriesensor wird in die Brustschlagader und zwei EKG-Elektroden werden direkt am Herzen platziert, um Blutdruck und EKG bei wachen Hunden messen zu können. Der Brustkorb wird wieder zugenäht. Die Tiere bekommen nach den Operationen Schmerzmittel und Antibiotika.

Bei einer zweiten Operation wird der Bauch aufgeschnitten und die linke Niere wird mit Seide umwickelt. Acht Wochen später wird der Bauch erneut aufgeschnitten, um einen rechtsseitigen Nierenarterienverschluss zu verursachen. Dazu wird ein Pfropfen in die rechte Halsarterie eingeführt, der bis in die Nierenarterie gespült wird, wo er das Blutgefäß verstopft. Mittels Kontrastmitteluntersuchung wird kontrolliert, ob der Pfropf an der richtigen Stelle sitzt.

Durch die Manipulationen an den Nieren kommt es bei den Hunden zu Hochblutdruck. Nun werden den Tieren wiederholt verschiedene Arzneimittel oral verabreicht, um die Wirkung des Testwirkstoffs BAY 41-2272 im Vergleich zu gängigen Medikamenten gegen Bluthochdruck oder deren Kombinationen zu bewerten. Dabei werden die Dosierungen der Medikamente mehrfach verändert. Einmal pro Woche werden mit den einoperierten telemetrischen Geräten jeweils 12 Stunden lang Messungen durchgeführt. Die Arzneimitteltestphase dauert 50 Wochen. Was nach dem guten Jahr mit den Tieren passiert, wird nicht erwähnt.

Diese Arbeit wurde von der Bayer AG finanziert.

Bereich: Bluthochdruckforschung

Originaltitel: sGC stimulation lowers elevated blood pressure in a new canine model of resistant hypertension

Autoren: Julia Vogel (1,2,3), Philip Boehme (2), Susanne Homann (4), Mario Boehm (5), Katharina Andrea Schütt (6), Katharina Boden (1, 2), Jakob Balitzki (1, 7), Jörg Hüser (1), Wilfried Dinh (1,2,8), Hubert Truebel (1, 2), Peter Sandner (1, 7), Thomas Mondritzki (1,2)*

Institute: (1) Bayer AG, Friedrich-Ebert-Straße 217/333, 42117 Wuppertal, (2) Universität Witten/Herdecke, Witten, (3) Universität Duisburg-Essen, Essen, (4) Universitätsklinikum der Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Institut für Pharmakologie und Klinische Pharmakologie, Düsseldorf, (5) Universität Gießen und Marburg Lung Center (UGMLC), Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Justus-Liebig-Universität Gießen, (6) Uniklinik RWTH Aachen, Herzinsuffizienz- und VAD-Ambulanz, Aachen, (7) Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (8) Kardiologie, Helios Universitätsklinikum Wuppertal, Wuppertal

Zeitschrift: Hypertension Research 2021. doi: 10.1038/s41440-021-00748-5

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5355

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales in Berlin genehmigt. Es wird eine genmanipulierte (transgene) Mäuselinie mit einer anderen Mäuselinie über 8 Generationen gekreuzt, denen das Gen für ein bestimmtes Enzym fehlt. Anhand von Gewebsproben aus einem Ohr wird festgestellt, ob die gewünschte Genveränderung vorliegt. 23 Tieren mit verschiedenem genetischem Hintergrund wird eine experimentelle TNBS-Kolitis verursacht. TNBS ist eine Sulfonsäure, also eine Schwefelverbindung, mit der man bei den Tieren eine akut-entzündliche Darmentzündung auslösen kann. Nach der TNBS-Eingabe in den Mastdarm werden die Mäuse 60 Sekunden lang in aufrechter Position gehalten, um einen Rückfluss zu vermeiden. Die Mäuse werden 3 Tage danach unter Isofluran-Anästhesie durch zervikale Dislokation (Genickbruch) getötet.

37 Tieren mit verschiedenem genetischem Hintergrund wird eine experimentelle DSS-Kolitis verursacht. DSS ist eine Schwefelverbindung, die 7 Tage lang über das Trinkwasser verabreicht wird. Während der experimentellen akut-entzündlichen Darmerkrankung verlieren die Tiere bis zu 20% ihres Körpergewichtes und haben blutigen Durchfall. Ob Tiere während der Versuche sterben, wird nicht erwähnt. Am 8. Tag werden die Mäuse mit Isofluran anästhesiert und durch zervikale Dislokation (Genickbruch) getötet.

Nicht genmanipulierten Wildtyp-Mäusen wird täglich 4 bzw. 8 Tage lang eine Testsubstanz in die Bauchhöhle injiziert. Während bei ihnen durch Eingabe von TNBS in den Mastdarm bzw. DSS im Trinkwasser eine Darmentzündung ausgelöst wird. Anschließend werden auch diese Mäuse wie oben beschrieben getötet.

Diese Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) unterstützt.

Bereich: Entzündungsforschung

Originaltitel: Omega- 3 fatty acids protect from colitis via an Alox15- derived eicosanoid

Autoren: Nadine Rohwer (1,2,3,4), Cheng-Ying Chiu (3), Dan Huang (3), Christopher Smyl (3), Michael Rothe (5), Katharina M. Rund (6), Nils Helge Schebb (6), Hartmut Kühn (7), Karsten-Henrich Weylandt (1,2,3)*

Institute: (1) Innere Medizin und Gastroenterologie, Gastroenterologie, Onkologie, Endokrinologie RKN, Medizinische Klinik B, Medizinische Hochschule Brandenburg Theodor Fontane, Campus Ruppiner Kliniken, Fehrbelliner Str. 38, 16816 Neuruppin, (2) Fakultät für Gesundheitswissenschaften, Gemeinsame Fakultät der Brandenburgischen Technischen Universität Cottbus-Senftenberg und der Medizinischen Hochschule Brandenburg Theodor Fontane, Universität Potsdam, (3) Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Hepatologie und Gastroenterologie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, (4) Molekulare Toxikologie (MTOX), Deutsches Institut für Ernährungsforschung Potsdam-Rehbrücke, Nuthetal, (5) Lipidomix GmbH, Berlin, (6) Lebensmittelchemie, Bergische Universität Wuppertal, Fakultät für Mathematik und Naturwissenschaften, Wuppertal, (7) Institut für Biochemie - Charité – Universitätsmedizin Berlin

Zeitschrift: FASEB Journal 2021;35(4): e21491

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5354

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) genehmigt. Die Beagle-Hunde stammen von der Zuchtfirma Marshall BioResources, USA.

Die Wirkstoffe Pecavaptan und Tolvaptan werden an Hunden mit experimentellem Herzversagen untersucht. Hierfür wird den Tieren unter Narkose ein Herzschrittmacher in die rechte Herzkammer implantiert. Die Tiere erhalten 14 Tage lang ein Schmerzmittel. Nach der Wundheilung (Tag 14) werden die Schrittmacher aktiviert und die rechte Herzkammer 28 Tage lang kontinuierlich mit 220 Schlägen pro Minute angetrieben. Dieser erhöhte Herzschlag wird für 28 Tage aufrechterhalten. Anschließend werden den Hunden unter erneuter Narkose Katheter in eine Beinarterie, eine Achselvene und die Harnblase gelegt. Sie werden mit den Wirkstoffen Pecavaptan (3 Hunde) oder Tolvaptan (3 Hunde) durch Injektion in eine Vene behandelt und die Wirkung wird mittels EGK und Druckmessungen in der Beinarterie untersucht. Eine zweite Studie wird mit neun Hunden durchgeführt, um die Wirksamkeit im wachen Zustand zu bewerten. Hierfür wird den Tieren unter Narkose der Brustkorb chirurgisch geöffnet. Druckkatheter werden in die Brustschlagader und die linke Herzkammer gelegt, um den Druck zu messen. Darüber hinaus werden Elektroden zur kontinuierlichen EKG-Aufzeichnung am Herzen platziert. Die Kabel führen zu einem elektronischen Gehäuse, das unter dem Muskel an der linken Brustkorbseite platziert wird. Zudem werden Sensoren auf dem Rücken angebracht und es wird ein Blasenkatheter gelegt, um den Urin zu untersuchen. Eine Stunde vor Beginn der Messungen wird den Hunden Pecavaptan oder Tolvaptan oral (über den Mund) verabreicht. Danach erhalten alle Hunde ein Peptidhormon (AVP - Arginin-Vasopressin) in eine Vene gespritzt, um erhöhte AVP-Spiegel bei Patienten mit Herzversagen nachzuahmen. Jeder Hund durchläuft das Experiment dreimal: einmal mit Placebo, einmal mit Tolvaptan und einmal mit Pecavaptan. Das weitere Schicksal der Hunde wird nicht erwähnt.

Die Studie wird von der Bayer AG finanziert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Cardiac output improvement by pecavaptan: a novel dual-acting vasopressin V1a/V2 receptorantagonist in experimental heart failure

Autoren: Thomas Mondritzki (1,2)*, Thuy Anh Mai (2), Julia Vogel (2,3), Elisabeth Pook (1),Pierre Wasnaire (1), Carsten Schmeck (1), Jörg Hüser (1), Wilfried Dinh (1,2,4), Hubert Truebel (1,2), Peter Kolkhof (1)

Institute: (1) Bayer AG, Friedrich-Ebert-Straße 217/333, 42117 Wuppertal, (2) Universität Witten/Herdecke, Witten, (3) Universität Duisburg-Essen, Duisburg, (4) Kardiologie, Helios Universitätsklinikum Wuppertal, Wuppertal

Zeitschrift: European Journal of Heart Failure 2021; 23: 743–750

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5353

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) genehmigt. Die Mäuse werden bei Taconic Bioscience gekauft.

Den Tieren wird unter Narkose die rechte Niere entfernt. Die Operation wird nicht näher beschrieben, aber es ist davon auszugehen, dass der Bauch aufgeschnitten wird, ebenso bei der zweiten Operation eine Woche später. Dabei wird eine Schädigung der verbleibenden Niere eingeleitet. Diese wird unter Verwendung von Gefäßklemmen durchgeführt, um den Blutfluss der Arterie und Vene für 25 oder 30 Minuten zu stoppen. Nach dieser Zeit werden die Klemmen entfernt und die Niere wird wieder durchblutet. Den Tieren wird ein schmerzstillendes Mittel unter die Haut gespritzt.

Gruppen von Mäusen wird ein Testmedikament in jeweils einer von drei verschiedenen Dosierungen oral eingegeben - eine Stunde vor und 6 Stunden nach der Nierenschädigung. Normalerweise erfolgt eine orale Gabe mit einer Sonde direkt in den Magen. 24 Stunden nach der Nierenschädigung werden die Mäuse unter Narkose ausgeblutet und damit getötet.

Weiter werden genmanipulierte Mäuse aus der Tierzuchtanlage der Firma Bayer verwendet, denen ein Gen fehlt. Die Mäuse werden für drei Wochen zweimal täglich mit dem Testmedikament oral behandelt. Einmal wöchentlich müssen die Mäuse für jeweils 6 Stunden in einen metabolischen Käfig, ein kleiner Glaszylinder, in dem die Ausscheidungen der Tiere aufgefangen werden. Schließlich werden auch diese Mäuse unter Narkose getötet, um Blut und Nieren zu entnehmen und zu untersuchen.

Die Studie wurde von der Bayer AG finanziert.

Bereich: Pharmakologie, Arzneimittelforschung

Originaltitel: Pharmacological inhibition of Vanin-1 is not protective in models of acute and chronic kidney disease

Autoren: Kerstin Unterschemmann (1), Alexander Ehrmann (2), Ina Herzig (2), Anna-Lena Andreevski (1), Klemens Lustig (1), Carsten Schmeck (2), Frank Eitner (1), Manuel Grundmann (1)*

Institute: (1) Preclinical Research, Bayer Pharmaceuticals, 42096 Wuppertal, (2) Drug Discovery Sciences, Bayer Pharmaceuticals, Wuppertal

Zeitschrift: American Journal of Physiology - Renal Physiololgy 2021; 320(1): F61-F73

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5352

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) unter dem Aktenzeichen 84–02.05.40.16.035 genehmigt. Fünf weibliche und fünf männliche Wistar-Ratten werden unter Narkose die linke Halsvene und -arterie abgeklemmt. Beide Blutgefäße werden mit einem Skalpell aufgeschnitten und jeweils ein Kabel mit einem Mikrosensor am Ende wird in die Gefäße eingeführt. Danach werden die Gefäße wieder zugenäht, wobei das Kabel nach außen führt. Nach einer Stunde wird ein Test durchgeführt, um die Durchgängigkeit der Vene und der Arterie zu beurteilen. Anscheinend finden alle Untersuchungen an narkotisierten Tieren statt. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt, wobei eine Tötung wahrscheinlich ist.

Bereich: Mikrochirurgie

Originaltitel: Intraluminal monitoring of micro vessels. A surgical feasibility study

Autoren: Leonard Walle (1), Holger Sudhoff (2), Onno Frerichs (1), Ingo Todt (2)*

Institute: (1) Klinik für Plastische, Wiederherstellungs- und Ästhetische Chirurgie - Handchirurgie, Klinikum Bielefeld Mitte, Bielefeld, (2)* Universitätsklinik für Hals-Nasen-Ohrenheilkunde, Kopf- und Halschirurgie, Klinikum Bielefeld Mitte, Teutoburger Straße 50, 33604 Bielefeld

Zeitschrift: Frontiers in Surgery 2021; 8: 681797

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5351

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Land Sachsen genehmigt. Weibliche Ratten und ihr Nachwuchs werden bei einem konstanten Tagesrhythmus von 12 Stunden Helligkeit und 12 Stunden Dunkelheit gehalten. Im Alter von 8 Tagen werden die Jungtiere geköpft. Dazu wird ihr Kopf mit einer scharfen Klinge vom Rumpf abgetrennt, vermutlich geschieht dies ohne Betäubung, um einen Einfluss von Narkosemitteln auf das Gehirn zu vermeiden. Die Gehirne werden aus den Schädeln entnommen und in hauchdünne Scheiben geschnitten. Die Scheiben werden in Kulturmedium für 6 Tage am Leben erhalten und für Versuch eingesetzt. Zusätzlich werden neugeborene Ratten auf nicht näher beschriebene Weise getötet; vermutlich werden sie ebenfalls enthauptet. Das Gehirn der Tiere wird rasch entnommen und bestimmte Areale des Gehirns werden isoliert, um daraus bestimmte Zelltypen zu gewinnen und in Versuchen einzusetzen.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) im Rahmen des Projektes Tierversuchsersatzmethoden und das Lipid Signaling Forschungszentrum Frankfurt (LiFF) gefördert.

Bereich: Neurologie

Originaltitel: ntrinsic up-regulation of 2-AG favors an area specific neuronal survival in different in vitro models of neuronal damage

Autoren: Sonja Kallendrusch (1,2), Constance Hobusch (1), Angela Ehrlich (1), Marcin Nowicki (1), Simone Ziebell (3), Ingo Bechmann (1), Gerd Geisslinger (3), Marco Koch (1), Faramarz Dehghani (1,4)*

Institute: (1) Institut für Anatomie, Universität Leipzig, Liebigstraße 13, 04103 Leipzig, (2) Lipid Signaling Forschungszentrum Frankfurt, Frankfurt, (3) Institut für Pharmakologie, Goethe Universität Frankfurt, Frankfurt, (4) Institut für Anatomie und Zellbiologie, Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, Große Steinstraße 52, 06108 Halle

Zeitschrift: PLoS ONE 2012; 7(12): e51208

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5350

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch nicht näher bezeichnete lokale Behörden genehmigt. Die männlichen Ratten der Zuchtlinie Wistar sind 8 Wochen alt und stammen aus der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld. Die Tiere werden in Vierergruppen für 2 Wochen einem konstanten Tagesrhythmus bestehend aus 12 Stunden Licht und 12 Stunden Dunkelheit ausgesetzt. Anschließend werden sie zu unterschiedlichen Tageszeiten mit Isofluran in Narkose versetzt und enthauptet. Die Zirbeldrüsen der Tiere werden aus dem Gehirn der Tiere herausgeschnitten. Ein Teil der Zirbeldrüsen wird verwendet, um die enthaltenen Endocannabinoide, das sind vom Körper hergestellte Cannabis-ähnliche Substanzen, in Anhängigkeit von der Tageszeit zu untersuchen. Im Ergebnisteil der Veröffentlichung ist von Mäusen statt Ratten die Rede – vermutlich eine Nachlässigkeit der Autoren.

Die Arbeiten wurden durch das vom Land Hessen innerhalb der Landes-Offensive zur Entwicklung wissenschaftlich-ökonomischer Exzellenz (LOEWE) geförderten Lipid Signaling Forschungszentrum Frankfurt (LiFF) unterstützt.

Bereich: Biorhythmusforschung

Originaltitel: Rhythmic control of endocannabinoids in the rat pineal gland

Autoren: Marco Koch (1,2,4)*, Nerea Ferreirós (2,3), Gerd Geisslinger (2,3), Faramarz Dehghani (1,2), Horst-Werner Korf (1,2)

Institute: (1) Dr. Senckenbergische Anatomie, Institut für Anatomie II, Johann Wolfgang Goethe-Universität, Theodor-Stern-Kai 7, 60590 Frankfurt am Main, (2) Lipid Signaling Forschungszentrum Frankfurt (LiFF), Theodor-Stern-Kai 7, 60590 Frankfurt am Main, (3) Pharmazentrum Frankfurt/ Zentrum für Arzneimittelforschung,-entwicklung, und -sicherheit (ZAFES), Institut für klinische Pharmakologie, Johann Wolfgang Goethe-Universität, Frankfurt am Main, (4) neue Anschrift: Institut für Anatomie, Universität Leipzig, Liebigstr. 13, 04103 Leipzig

Zeitschrift: Chronobiology International 2015; 32(6): 869-874

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5349

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGESO) Berlin und das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) in Recklinghausen genehmigt. Es werden männliche, gentechnisch veränderte Mäuse verwendet, denen ein Stück eines Viruserbguts eingesetzt wurde, welches nur bei männlichen Mäusen Lebertumore verursacht. Die Tiere werden in keimfreier Umgebung gehalten. Die Mäuse entwickeln im Alter von 8 Wochen erste Veränderungen des Lebergewebes, mit 12 Wochen Geschwulste in der Leber und mit 16 Wochen Leberkrebs. Als Kontrolle dienen 16 Wochen alte Mäuse. Um den Einfluss von bestimmten Entzündungsprozessen auf den krebsbedingten Gewichtsverlust zu untersuchen, werden zusätzlich Mäuse eingesetzt, die nicht nur unter Leberkrebs leiden, sondern bei denen bestimmte Entzündungsprozesse genetisch ausgeschaltet wurden. Um diese Mäuse zu erhalten, werden die Krebsmäuse mit gentechnisch veränderten Mäusen verpaart, bei denen ein Teil des Erbguts, das an Entzündungen beteiligt ist, gentechnisch stillgelegt wurde. Einmal in der Woche werden die Mäuse gewogen und mittels eines bildgebenden Verfahrens (Magnetresonanztomographie, MRT) untersucht. Vermutlich werden die Mäuse dazu in Narkose versetzt. Dabei wird festgestellt, dass die Größe der Leber mit dem Tumorwachstum zunimmt, während die Masse der Muskeln, des Herzens und des Fettgewebes sich verringert. Über den Verlauf von 18 Wochen vervierfacht sich durch das Tumorwachstum das Gewicht der Leber und sie wird deutlich größer. Bei den Nachkommen aus der Verpaarung der Krebsmäuse und der Mäuse mit dem genetischen Defekt der Entzündungsprozesse wird im Verlauf des Tumorwachstums ebenfalls eine Vergrößerung der Leber festgestellt, der Verlust an Fettgewebe ist sogar noch stärker ausgeprägt als bei den Tieren mit normalen Entzündungsprozessen. Bei einem Teil der Tiere wird im Alter von 8 bis 10 Wochen Knochenmark aus einem Oberschenkelknochen und Schienbein entnommen. Auch dazu werden die Tiere vermutlich in Narkose versetzt. Die Mäuse werden im Alter von 12, 14, 16 oder 18 Wochen auf nicht genannte Weise getötet. Blut, Leber, Fettgewebe, bestimmte Muskeln und das Herz werden entnommen. Zusätzlich wird von einigen Tieren das Gehirn entnommen, in feine Scheiben geschnitten und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Europäischen Forschungsrat (European Research Council, ERC) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Macrophages protect against loss of adipose tissue during cancer cachexia

Autoren: Merve Erdem (1,2), Diana Möckel (3), Sandra Jumpertz (1), Cathleen John (4), Athanassios Fragoulis (1), Ines Rudolph (5), Johanna Wulfmeier (1), Jochen Springer (4), Henrike Horn (6), Marco Koch (6), Georg Lurje (1,7,8), Twan Lammers (3,9,10), Steven Olde Damink (7,8,11), Gregory van der Kroft (1,7,8), Felix Gremse (3), Thorsten Cramer (1,7,8,11,12)*

Institute: (1) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Uniklinik Rheinisch-Westfälische Technische Hochschule (RWTH) Aachen, Pauwelsstraße 30, 52074 Aachen, (2) Berlin School of Integrative Oncology (BSIO), Charité-Universitätsmedizin Berlin, Campus Virchow-Klinikum, Berlin, (3) Institut für experimentelle molekulare Bildgebung, Center for Biohybrid Medical Systems (CBMS), Uniklinik Rheinisch-Westfälische Technische Hochschule (RWTH) Aachen, Aachen, (4) Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Kardiologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Campus Virchow-Klinikum, Berlin, (5) Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Hepatologie und Gastroenterologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Campus Virchow-Klinikum, Berlin, (6) Institut für Anatomie, Universität Leipzig, Leipzig, (7) European Surgery-Center Aachen/Maastricht (ESCAM), Standort Uniklinik RWTH Aachen, Aachen, (8) European Surgery-Center Aachen/Maastricht (ESCAM), Standort Universitätsklinikum Maastricht, Maastricht, Niederlande, (9) Department of Targeted Therapeutics, MIRA Institute for Biomedical Technology and Technical Medicine, University of Twente, Enschede, Niederlande, (10) Department of Pharmaceutics, Utrechts Instituut voor Farmaceutische Wetenschappen, Universiteit Utrecht, Utrecht, Niederlande, (11) Polikliniek Chirurgie, Maastricht University Medical Centre, Maastricht, Niederlande, (12) NUTRIM School of Nutrition and Translational Research in Metabolism, Maastricht University, Maastricht, Niederlande

Zeitschrift: Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle 2019; 10: 1128-1142

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5348

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird unter der Nummer 209.1/211-2531-68/03 von der Regierung von Oberbayern genehmigt. Es werden 5 erwachsene Fledermäuse (Kleine Lanzennasen) aus einer Zuchtkolonie der Fakultät für Biologie der Ludwig-Maximilians-Universität in München verwendet.

Eines der Tiere wird genutzt, um mittels eines Mikro-Computertomographie-Gerätes in Antwerpen radiologische Bilder des Kopfes zu erstellen. Das Tier wird dazu auf nicht beschriebene Art getötet, sein Kopf wird konserviert und anschließend gescannt.

Vier weitere Fledermäuse werden in Narkose gelegt, ihnen wird der Brustkorb chirurgisch geöffnet und in ihr Herz wird zunächst eine Kochsalzlösung und anschließend ein Fixiermittel gegeben. Dieses sorgt dafür, dass das Gehirn-Gewebe, welches den Tieren nach der anschließenden Tötung entnommen wird, für die Erstellung der histologischen Präparate erhalten bleibt. Die Gehirne werden geschnitten, gefärbt und es wird ein Hirnatlas erstellt.

Das Projekt wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft, von der VolkswagenStiftung und von dem Human Frontier Science Program (HFSP) gefördert.

Bereich: Neurobiologie

Originaltitel: Cyto- and myeloarchitectural brain atlas of the pale spear-nosed bat (Phyllostomus discolor) in CT Aided Stereotaxic Coordinates

Autoren: Susanne Radtke-Schuller (1,2)*, Thomas Fenzl (4), Herbert Peremans (5), Gerd Schuller (3), Uwe Firzlaff (1)

Institute: (1) Lehrstuhl für Zoologie, Technische Universität München, Liesel-Beckmann-Str. 4, 85354 Freising Weihenstephan, (2) Department of Psychiatry, University of North Carolina At Chapel Hill, Chapel Hill, NC 27599 USA, (3) Lehrstuhl für Neurobiologie, Fakultät für Biologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Planegg-Martinsried, (4) Klinikum für Anästhesiologie und Intensivmedizin am Klinikum rechts der Isar, TU München, München, (5) Department of Engineering Management, University of Antwerp, Antwerpen, Belgien

Zeitschrift: Brain Structure & Function 2020; 225(8):2509–2520

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5347

Versuchsbeschreibung: Die Experimente werden vom Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer FU1126 genehmigt. Die Versuche finden an 4 erwachsenen Fledermäusen (Brillenblattnasen) statt, die aus einer Zuchtkolonie am Institut für Zellbiologie und Neurowissenschaften in Frankfurt am Main stammen. Die Fledermäuse werden in Narkose gelegt, sie bekommen den Kopf rasiert und ihnen wird mit einem Längsschnitt der Schädel freigelegt; Haut, Muskeln und weitere Gewebe werden entfernt. Den Tieren wird anschließend ein Loch von ca. 2 mm Durchmesser in den knöchernen Schädel mit einem Skalpell geschnitten. Unter einem Mikroskop wird eine Elektrode in den Kopf eingebracht, die auf einem beweglichen Mikroantrieb montiert ist. Dieser 1 cm hohe Mikroantrieb wird den Tieren auf dem Kopf festgeklebt und mit einer Schraube fixiert. Dieses Implantat wird anschließend mit einer angeklebten Kunststoffkappe abgedeckt. Zusätzlich wird ein Metallstab an die Kappe und an den Schädel der Fledermäuse geklebt. Vor einem jeden Aufzeichnungstag erfolgt eine weitere Operation (vermutlich unter Narkose), bei der ein weiteres 2-3 mm großes Loch in den Schädel geschnitten wird, durch das eine Sonde in das Gehirn eingebracht wird. Außerdem wird der Schädel ein drittes Mal eröffnet, um über einen kleinen Schnitt einen Silberdraht für die Messungen einzubringen.

Die Tiere müssen sich mindestens 48 Stunden von der Operation „erholen“, bevor die Messungen starten.

Die Experimente, bei denen die Fledermäuse wach, d.h. unbetäubt sind, laufen über einen Zeitraum von maximal 2 Wochen. Die Fledermäuse werden in einem speziellen Halter in einer akustisch und elektrisch isolierten Kammer platziert. Der Kopf wird an dem auf dem Schädel geklebten Metallstab angeschraubt. 10 cm vor den Tieren wird ein Mikrofon für Lautaufzeichnungen angebracht. Außerdem wird 12 cm vor den Tieren ein Lautsprecher aufgestellt, der Töne unterschiedlicher Frequenzen wiederholt abspielt. Es werden Gehirn-Schwingungen (neuronale Oszillationen) der Tiere aufgezeichnet und untersucht, während die Fledermäuse spontan Rufe aussenden.

Nach Abschluss der Experimente wird den Tieren unter Narkose eine elektrische Verletzung mit Strom zugefügt, um die genaue Stelle der Elektrode zu visualisieren. Die Tiere werden daran anschließend mit einer Injektion des Schlafmittels Pentobarbital in die Bauchhöhle getötet und das Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Hirnforschung, Neurologie

Originaltitel: Neural oscillations in the fronto-striatal network predict vocal output in bats

Autoren: Kristin Weineck (1,2)*, Francisco García-Rosales (1), Julio C. Hechavarría (1)*

Institute: (1) Auditory Computations Lab, Institut für Zellbiologie und Neurowissenschaften, Goethe Universität Frankfurt, Max-von-Laue Str. 13, 60438 Frankfurt am Main, (2) Forschungsgruppe Neural and Environmental Rhythms, Max-Planck-Institut für empirische Ästhetik, Grüneburgweg 14, 60322 Frankfurt am Main

Zeitschrift: PLoS Biology 2020; 18(3):e3000658

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5346

Versuchsbeschreibung: Axolotl sind im Wasser lebende mexikanische Schwanzlurche (Salamander), die im Larvenstadium wachsen und geschlechtsreif werden. Sie sind dafür bekannt, abgeschnittene Körperteile nachwachsen lassen zu können.

Die Axolotl werden in der Axolotlanlage des Zentrums für Regenerative Therapien in Dresden gehalten. Für die Genehmigung der Versuche wird ein Ausschuss in Sachsen genannt. Es werden mehrere verschiedene Versuche mit den Tieren gemacht. Für einige der Versuche werden gentechnisch veränderte Tiere benutzt. Dafür werden auch gentechnische Verfahren eingesetzt und transgene Tiere gezüchtet.

Von insgesamt 220 Axolotl werden die Größe und das Alter erfasst. Für die Versuche werden Tiere von 4 – 20 cm Länge ausgewählt.

Einige erwachsene Tiere (mind. 15) erhalten ein Schilddrüsenhormon in die Bauchhöhle gespritzt. Dies bewirkt, dass sie sich aus dem Larvenstadium in Salamander verwandeln. 35 Tage danach werden die Tiere mit einem Narkosemittel (Benzocain) im Wasser betäubt und ihnen werden die Unterarmknochen entnommen. Nach der Entnahme werden die Axolotl getötet, indem ihnen eine tödliche Dosis des Narkosemittels verabreicht wird.

Nach demselben Verfahren der Gewebeentnahme und Tötung wird auch bei anderen Experimenten dieser Studie mit den Tieren vorgegangen. Die entnommenen Gliedmaßen werden auf verschiedene Weisen untersucht, unter anderem mittels Computertomographie oder unterschiedlicher Färbeverfahren.

Die Studie wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft, dem Stipendienprogramm CONICET und Stipendien der Agencia Nacional de Promoción Científica y Tecnológica (ANPCyT) gefördert und von der Lichtmikroskopie Facility des Zentrums für Regenerative Therapien unterstützt.

Bereich: Zoologie, Entwicklungsbiologie

Originaltitel: Postembryonic development and aging of the appendicular skeleton in Ambystoma mexicanum

Autoren: Camilo Riquelme-Guzmán (1), Maritta Schuez (1), Alexander Böhm (1), Dunja Knapp (1), Sandra Edwards-Jorquera (1), Alberto S. Ceccarelli (2), Osvaldo Chara (2,3,4), Martina Rauner (5,6), Tatiana Sandoval-Guzmán (1,6)*

Institute: (1) Zentrum für Regenerative Therapien, Technische Universität Dresden, Fetscherstr. 105, 01307 Dresden, (2) System Biology Group (SysBio), Institute of Physics of Liquids and Biological Systems (IFLySiB), National Scientific and Technical Research Council (CONICET) and University of La Plata, La Plata, Argentina, (3) Instituto de Tecnología, Universidad Argentina de la Empresa (UADE), Buenos Aires, Argentina, (4) Zentrum für Informationsdienste und Hochleistungsrechnen (ZIH), Technische Universität Dresden, Dresden, (5) Medizinische Klinik III, Universitätsklinikum Dresden, Dresden, (6) UniversitätsCentrum für Gesundes Altern (UCGA), Universitätsklinikum Dresden, Dresden

Zeitschrift: Developmental Dynamics 2021; 1-20

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5345

Versuchsbeschreibung: 26 Axolotl sind zwischen 19 und 58 Tage alt, zwischen 13 und 17 mm lang und stammen aus dem Zentrum für Regenerative Therapien der Technischen Universität Dresden. Die Tiere werden für eine Operation mit einem Narkosemittel (MS-222) im Wasser betäubt. Mittels eines Seziermikroskops und einer kleinen Schere wird den Tieren eine Vorderextremität entfernt. Dabei ist die Amputationsstelle in 20 Fällen die Mitte des Oberarmknochens und in 6 Fällen auf Höhe des Unterarms. Nach der Operation wird abgewartet, bis die Wunden geheilt sind und die Gliedmaßen ausreichend nachgewachsen sind. Dann werden die Axolotl mit MS-222 getötet, es werden Röntgenaufnahmen gemacht und das Gewebe wird in dünne Scheiben geschnitten und histologisch (gewebekundlich) untersucht.

Außerdem werden 29 weitere Axolotl untersucht, die zuvor in der Tieranlage des Museums für Naturkunde in Berlin untergebracht waren und deren Vorderbeine nach Bissen von Artgenossen nachgewachsen sind. Auch diese Tiere werden getötet und untersucht.

Die nachgebildeten Gliedmaßen zeigen vermehrt Fehlbildungen und Anomalien. Die Studie wurde durch das Emmy Noether-Programm der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Entwicklungsbiologie, Zoologie

Originaltitel: A histological study of normal and pathological limb regeneration in the Mexican axolotl Ambystoma mexicanum

Autoren: Vivien Bothe (1), Kristin Mahlow (1), Nadia B. Fröbisch (1,2)*

Institute: (1) Museum für Naturkunde, Leibniz-Institut für Evolutions- und Biodiversitätsforschung, Invalidenstr. 43, 10115 Berlin, (2) Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin

Zeitschrift: Journal of experimental zoology. Part B, Molecular and developmental evolution 2021; 336(2): 116-128

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5344

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Bezirksregierung Detmold unter der Nummer 17.07.2000 und durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen unter der Nummer AK: 84-02.04.2013.A214 genehmigt. Im Alter zwischen 50 und 70 Tagen werden jeweils zwei weibliche Meerschweinchen mit einem Männchen zusammengesetzt, damit sie sich paaren. Im Anschluss daran werden die Weibchen einzeln gehalten. Die Meerschweinchen werden in verschiedene Gruppen eingeteilt. Einem Teil der Tiere, unter denen sich sowohl schwangere als auch nicht-schwangere und stillende Tiere befinden, wird ein aus Schnecken stammender Eiweißstoff (Schlitzschnecken-Hämocyanin) unter die Haut gespritzt. Von diesem Eiweiß ist bekannt, dass es eine starke Immunantwort hervorruft. Der andere Teil der Tiere erhält eine wirkungslose Kochsalzlösung. Die Injektionen erfolgen zweimal im Abstand von einer Woche. Am Tag der ersten Injektion wird erstmals Blut aus einer Ohrvene abgenommen, die Blutabnahme wird dann wöchentlich wiederholt.

In der Folge des Versuchs wird beobachtet, dass die Jungtiere deren Mütter während des Stillens das Schneckeneiweiß erhalten haben, ein verringertes Wachstum aufweisen. In einer weiteren Versuchsreihe werden ältere Meerschweinchen eingesetzt, von denen die meisten bereits zuvor Jungtiere geboren haben. Zur Paarung werden einen Monat lang je 3 weibliche Tiere mit einem männlichen gehalten, die nicht reproduzierenden Weibchen in Vierergruppen. Wiederum werden die Tiere in Gruppen eingeteilt. Sowohl schwangere als auch nicht schwangere Tiere und Tiere am 1. oder 2. Tag nach der Geburt bekommen zweimal im Abstand einer Woche das Schneckeneiweiß gespritzt. Einige Tiere erhalten kein Schneckenprotein. Wiederum wird wöchentlich Blut aus einer Ohrvene entnommen. Die Blutproben werden auf Antikörpern gegen das Schneckeneiweiß und weitere Messwerte des Immunsystems untersucht. Nach den Versuchen werden die Tiere für den späteren Einsatz in weiteren Versuchen vorgesehen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Leibniz-Institut für Zoo- und Wildtierforschung gefördert.

Bereich: Immunologie

Originaltitel: Reproduction affects immune defenses in the guinea pig even under ad libitum food

Autoren: Fritz Trillmich (1)*, Anja Guenther (1,2), Manuela Jäckel (1), Gábor Á. Czirják (3)

Institute: (1) Arbeitsgruppe Verhaltensforschung, Fakultät für Biologie, Universität Bielefeld, Konsequenz 45, 33615 Bielefeld, (2) Max-Planck-Institut für Evolutionsbiologie, Abteilung für Evolutionsgenetik, Plön, (3) Leibniz-Institut für Zoo- und Wildtierforschung (IZW), Abteilung für Wildtierkrankheiten, Berlin

Zeitschrift: PLoS ONE 2020, 15(3): e0230081

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5343

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Landesdirektion Leipzig unter den Nummern T 50/14, 48/16 und 11/19 genehmigt. Die 18 weiblichen Meerschweinchen stammen aus der Versuchstierzucht Charles River und werden am Medizinisch-Experimentellen Zentrum der medizinischen Fakultät der Universität Leipzig gehalten und verpaart. 19 schwangere Zwergkaninchen stammen aus der Tierarztpraxis Dr. Falko Pötzsch (Eilenburg/Wurzen) und den privaten Zuchten Blankenfelder Zwerge, Nina Pülmer (Blankenfelde-Mahlow) und Christine Sauerland (Leipzig). 18 Meerschweinchen werden in verschiedene Gruppen eingeteilt und zwischen dem 15. bis 60. Tag der Schwangerschaft durch eine Injektion von Pentobarbital in die Bauchhöhle getötet. Die Zwergkaninchen werden ebenfalls in verschiedene Gruppen eingeteilt. Ein Teil der Tiere wird zwischen dem 15. und 30. Tag der Schwangerschaft durch eine Injektion in die Bauchhöhle getötet, wobei die Tiere, die am 30. Tag der Schwangerschaft getötet wurden, unmittelbar vor der Geburt standen. Acht der Kaninchen erleben die Geburt ihrer Jungen. Die Jungtiere (mindestens 12) werden zwischen dem 5. und 30. Tag nach der Geburt ebenfalls durch eine Injektion in die Bauchhöhle getötet. Das Schicksal der Muttertiere ist nicht bekannt. Die Gehirne der Embryonen und Jungtiere werden hinsichtlich der Entwicklung des Neocortex, eines Teils der Großhirnrinde, untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert, die Publikation des Artikels wurde durch die Universität Leipzig unterstützt.

Bereich: Entwicklungsbiologie

Originaltitel: Developmental differences in neocortex neurogenesis and maturation between the altricial dwarf rabbit and precocial guinea pig

Autoren: Mirjam Kalusa (1), Maren D. Heinrich (1), Christine Sauerland (1), Markus Morawski (2), Simone A. Fietz (1)*

Institute: (1) Veterinär-Anatomisches Institut, Funktionelle Histologie und Embryologie, Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig, An den Tierkliniken 43, 04103 Leipzig, (2) Paul-Flechsig-Institut für Hirnforschung, Medizinische Fakultät, Universität Leipzig, Leipzig

Zeitschrift: Frontiers in Neuroanatomy 2021; 15: 678385

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5342

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Gesundheit und Verbraucherschutz, Freie und Hansestadt Hamburg unter den Nummern 85/12, 97/14 61/15 und 109/16 und der Regierung von Oberbayern unter der Nummer 02-18-134 genehmigt. Die acht bis neun Wochen alten weiblichen Meerschweinchen stammen aus den Versuchstierzuchten Charles River und Envigo. Es werden mindestens 132 Meerschweinchen verwendet. Die linke Herzkammer der Meerschweinchen wird durch Vereisung beschädigt, was einen Herzinfarkt darstellen soll. Dazu werden die Tiere in Narkose gelegt, der Brustkorb aufgeschnitten und das freigelegte Herz mit einem auf -196°C gekühlten Metallstab berührt, der das Gewebe abtötet. In der folgenden Woche sterben 24 der 132 Meerschweinchen. Sieben Tage nach der Vereisung werden kleine aus menschlichen Zellen gezüchtete Herzgewebestücke auf die entstandene Narbe genäht. Die Meerschweinchen werden in 4 Gruppen eingeteilt. Die Tiere erhalten dabei Gewebestücke, die eine unterschiedliche Anzahl von menschlichen Herzzellen oder keine Herzzellen enthalten. Damit die menschlichen Gewebestücke vom Immunsystem der Meerschweinchen nicht abgestoßen werden, wird das Immunsystem der Tiere mit verschiedenen Medikamenten ab dem 3. Tag vor der Operation für 25 Tage unterdrückt. 33 Meerschweinchen sterben nach dem Einsetzen des menschlichen Herzgewebes. Die verbleibenden 75 Tiere werden mittels Herzultraschall untersucht und auf nicht genannte Art getötet. Die Herzen werden entnommen und feingeweblich untersucht.

Um zu überprüfen, ob sich die Gewebestücke auch in für den Einsatz am Menschen geeigneten Größen herstellen lassen, werden Versuche an Schweinen durchgeführt. Vier gentechnisch veränderte Schweine, die ein Eiweiß bilden, welches Teile der Immunantwort unterdrückt und fünf nicht gentechnisch veränderte Schweine werden in Narkose versetzt. Die linke Seite des Brustkorbs der Schweine wird geöffnet und die menschlichen Herzgewebestücke werden auf das gesunde Herzgewebe der Schweine genäht. Um eine Abstoßung zu vermeiden erhalten die Schweine Medikamente, die das Immunsystem unterdrücken. Ein bis zwei Wochen nach der Operation werden die Schweine erneut in Narkose versetzt und durch Injektion einer gesättigten Kaliumchloridlösung getötet.

Die Arbeiten wurden durch das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), die Werner Otto Stiftung, die Deutsche Gesellschaft für Kardiologie, den Europäischen Forschungsrat (ERC) und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tissue Engineering, Herz-Kreislauf-Chirurgie, Gewebezüchtung

Originaltitel: Human engineered heart tissue patches remuscularize the injured heart in a dose-dependent manner

Autoren: Eva Querdel (1,3), Marina Reinsch (1,3), Liesa Castro (2,3,11), Deniz Köse (1,3), Andrea Bähr (4,6,7), Svenja Reich (1), Birgit Geertz (1), Bärbel Ulmer (1,3), Mirja Schulze (1,3), Marc D. Lemoine (3,8), Tobias Krause (1,3), Marta Lemme (1,3), Jascha Sani (1,3), Aya Shibamiya (1,3), Tim Stüdemann (1,3), Maria Köhne (3,9), Constantin von Bibra (1,3), Nadja Hornaschewitz (4,6), Simon Pecha (2,3), Yusuf Nejahsie (1), Ingra Mannhardt (1,3), Torsten Christ (1,3), Hermann Reichenspurner (2,3), Arne Hansen (1,3), Nikolai Klymiuk (4,6,7), M. Krane (5,10), C. Kupatt (4,6), Thomas Eschenhagen (1,3)*, Florian Weinberger (1,3)*

Institute: (1) Institut für Experimentelle Pharmakologie und Toxikologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Gebäude N30, Martinistraße 52, 20246 Hamburg, (2) Klinik für Herz- und Gefäßchirurgie, Universitäres Herz und Gefäßzentrum, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (3) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Hamburg/Kiel/Lübeck, Potsdamer Str. 58, 10785 Berlin, (4) Medizinischen Klinik und Poliklinik I, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, München, (5) Klinik für Herz- und Gefäßchirurgie, Deutsches Herzzentrum München, Technische Universität München, München, (6) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort München, Munich Heart Alliance, München, (7) Center for Innovative Medical Models, Ludwig-Maximilians-Universität München (LMU), Oberschleißheim, (8) Klinik für Kardiologie, Universitäres Herz und Gefäßzentrum, Hamburg, (9) Klinik für Kinderherzmedizin und Erwachsene mit angeborenen Herzfehlern, Universitäres Herz- und Gefäßzentrum, Hamburg, (10) Institut für translationale Herzchirurgie INSURE INSURE, Klinik für Herz- und Gefäßchirurgie, München, (11) neue Anschrift: Medizinischen Klinik II - Kardiologie, Angiologie und Intensivmedizin, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Lübeck, Lübeck

Zeitschrift: Circulation 2021; 143(20): 1991-2006

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5341

Versuchsbeschreibung: Die Versuche an Meerschweinchen werden von der Landesdirektion Sachsen unter der Nummer TVV 45/17, DD24.1–5131./390/47 genehmigt. Die Infektion von Katzen mit Toxoplasmen zur Gewinnung von Eiern des Parasiten wird durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit unter der Nummer 33.19–42502-05-17A206 genehmigt. Die weiblichen Meerschweinchen des Stamms Dunkin Hartley stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Ecully, Frankreich). Die Tiere werden in Zweiergruppen gehalten. Die Versuche werden am Institut für Parasitologie der Universität Leipzig durchgeführt. Der Zyklus von 30 weiblichen Meerschweinchen wird synchronisiert, indem den Tieren täglich 15 Tage lang ein Hormon oral verabreicht wird. Zwei Tage nach der letzten Hormongabe wird 1 männliches Meerschweinchen für 4 Tage zu 4 weiblichen Tieren gesetzt, damit sich die Meerschweinchen paaren. Die Schwangerschaft wird mit einer Ultraschalluntersuchung bestätigt.

Unmittelbar vor der Infektion wird den Muttertieren Blut aus einer Vene entnommen. Die Tiere werden in 3 Infektionsgruppen mit je 9 Tieren und 1 Kontrollgruppe mit 3 Tieren eingeteilt. Zu verschiedenen Zeitpunkten der Schwangerschaft (Tag 15, 30 und 48) werden die Tiere je nach Gruppe mit einer unterschiedlichen Anzahl von Eiern des Parasiten Toxoplasma gondii infiziert. Die Kontrollgruppe erhält eine wirkungslose Substanz. Die Parasiteneier stammen vom Institut für Parasitologie der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover und werden dort durch Aufreinigung aus dem Kot von Katzen gewonnen. Dazu werden die Katzen zuvor durch Fütterung von Gehirn, Muskeln, Leber und Milz von an Toxoplasmose erkrankten Meerschweinchen mit dem Parasiten infiziert. Die Parasiteneier werden den Meerschweinchen mit etwas Flüssigkeit durch eine Kanüle in den Mund verabreicht. Drei Meerschweinchen sterben daraufhin während der Versuche. Sechs Tiere erleiden eine Fehlgeburt (von insgesamt 12 Föten) und werden daraufhin getötet. Zwei Meerschweinchen werden getötet, weil sich ihr Gesundheitszustand stark verschlechtert, wobei insbesondere starker Gewichtsverlust, schwere neurologische Symptome und erhöhte Schmerzempfindlichkeit, welche die Tiere durch Speicheln, Zähneknirschen, Wimmern oder Bewegungsunlust zeigen, zur Tötung der Tiere führen. Von den 30 Muttertieren gibt es insgesamt 64 Föten. Davon werden 26 lebend geboren. Die restlichen gehen entweder durch Fehlgeburt, Totgeburt, Tod oder Tötung der Mutter oder Auflösen im Mutterleib verloren. 4 der lebend geborenen Tiere weisen nicht näher bezeichnete Fehlbildungen auf.

Unmittelbar nach der Geburt werden auch die verbliebenen Muttertiere und ihre Jungen durch Injektion von Pentobarbital in die Bauchhöhle getötet. Den Tieren wird Blut direkt aus dem Herzen entnommen und es werden Proben aus verschiedenen Organen entnommen. Das Gehirn der Tiere wird entnommen und untersucht.

Die Arbeit wurde vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), der Research Academy Leipzig und der Universität Leipzig unterstützt.

Bereich: Parasitologie

Originaltitel: Establishment and validation of a guinea pig model for human congenital toxoplasmosis

Autoren: Thomas Grochow (1,2), Britta Beck (1,2), Zaida Rentería-Solís (2), Gereon Schares (3), Pavlo Maksimov (3), Christina Strube (4), Johannes Seeger (1), Lisa Raqué (5), Reiner Ulrich (6), Arwid Daugschies (2), Simone A. Fietz (1)*

Institute: (1) Funktionelle Histologie und Embryologie, Veterinär-Anatomisches Institut, Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig, An den Tierkliniken 43, 04103 Leipzig, (2) Institut für Parasitologie, Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig, Leipzig, (3) Nationales Referenzlabor für Toxoplasmose, Institut für Epidemiologie (IfE), Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald Insel Riems, (4) Institut für Parasitologie, Forschungszentrum für Infektionsmedizin, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (5) Tierarztpraxis Raqué, Leipzig, (6) Institut für Veterinär-Pathologie, Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig, Leipzig

Zeitschrift: Parasites & Vectors 2021; 14: 389

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5340

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz unter der Nummer 22-2684-04-04-002/12 genehmigt und wird in der Tieranlage des Friedrich-Loeffler-Instituts in Jena durchgeführt. Es handelt es sich um 47 männliche und 2 weibliche Tiere sowie 3 Zwitter aus einer Milchziegenherde in einem Alter zwischen 8 und 19 Tagen zu Beginn der Studie. Die Ziegen werden mit MAP (Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis), dem Erreger der Paratuberkulose, oder mit MAH (Mycobacterium avium subsp. hominissuis), einem verwandten Bakterium, infiziert. Paratuberkulose ist eine Darminfektionskrankheit, die bei Wiederkäuern vorkommt.

Dazu werden die Ziegen in drei Gruppen eingeteilt: 21 Tiere erhalten MAP, 21 erhalten MAH und 10 Tiere dienen als Kontrolle und erhalten keinen Erreger. Die Bakterien werden den Tieren insgesamt 10-mal im Abstand von 2-4 Tagen über die Nahrung (Milchaustauscher, der mit einer Babyflasche gefüttert wird) zugeführt, wobei sie die erste Bakteriendosis im Alter von 10-12 Tagen erhalten. Die Gruppen werden in getrennten Räumen mit gleichen Haltungs- und Fütterungsbedingungen gehalten. Die Tiere werden täglich klinisch untersucht und in regelmäßigen Abständen werden Blut- und Kotproben genommen.

Im Alter von etwa 12 Wochen werden die männlichen Tiere kastriert. Die mit MAH infizierten Tiere entwickeln zeitweise eine erhöhte Körpertemperatur und eine „leichte Abgeschlagenheit“. Keines der Tiere erhält während der Studie Antibiotika oder entzündungshemmende Medikamente. Etwa 12 Monate nach der letzten Bakteriengabe werden alle Tiere auf nicht beschriebene Weise getötet. Ihre Körper werden seziert und unterschiedliche Organe sowie die Schäden, die durch die Infektion an verschiedenen inneren Organen entstanden sind, werden untersucht.

2 und 4 Jahre vor diesem Versuch wurden zusätzlich verschiedene innere Organe von 30 einjährigen männlichen Ziegen aus derselben Herde hinsichtlich des Vorliegens von MAP untersucht. Die Tiere wurden offensichtlich dafür getötet.

Die Studie war Teil des transnationalen Forschungsprojekts MYCOBACTDIAGNOSIS der europäischen Initiative EMDIA ERA-NET und wurde von dieser gefördert. Sie wurde außerdem gefördert vom Bundesministerium für Bildung und Forschung, vom bTB-Forschungsbudget des britischen Ministeriums für Umwelt, Ernährung und Angelegenheiten des ländlichen Raumes (Defra) und vom EU-Projekt ParaTBTools.

Bereich: Tierseuchenforschung, Tiermedizin, Nutztierwissenschaften

Originaltitel: Interferon-? response of Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis infected goats to recombinant and synthetic mycobacterial antigens

Autoren: Heike Köhler (1)*, Elisabeth Liebler-Tenorio (2), Valerie Hughes (3), Karen Stevenson (3), Douwe Bakker (4), Peter Willemsen (4), Sylvie Bay (5,6), Christelle Ganneau (5,6), Franck Biet (7), H. Martin Vordermeier (8)

Institute: (1) Nationales Referenzlabor für Paratuberkulose, Institut für molekulare Pathogenese, Friedrich-Loeffler-Institut, Naumburger Str. 96 a, 07743 Jena, (2) Institut für molekulare Pathogenese, Friedrich-Loeffler-Institut, Jena, (3) Vaccines and Diagnostics Department, Moredun Research Institute, Penicuik, Vereinigtes Königreich Großbritannien und Nordirland, (4) Department of Infection Biology, Wageningen Bioveterinary Research, Lelystad, Niederlande, (5) Unité de Chimie des Biomolécules, Département de Biologie Structurale et Chimie, Institut Pasteur, Paris, Frankreich, (6) CNRS (Centre national de la recherche scientifique) UMR 3523, Paris, Frankreich, (7) INRAE (Institut national de recherche pour l’agriculture, l’alimentation et l’environnement), Université de Tours, ISP, Nouzilly, Frankreich, (8) Animal and Plant Health Agency, Addlestone, Vereinigtes Königreich Großbritannien und Nordirland

Zeitschrift: Frontiers in Veterinary Science 2021; 8: 645251

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5339

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Regierungspräsidium Gießen unter der Nummer V 54-19c 20 15 H 01 GI 18/14 No. 119/2012 genehmigt. Die Versuche finden an 8 sexuell reifen männlichen Ziegen (Capra aegagrus hircus) in der Klinik für Geburtshilfe, Gynäkologie und Andrologie der Groß- und Kleintiere mit Tierärztlicher Ambulanz in Gießen statt, wo die Tiere auch herstammen. Vor dem Experiment werden die Tiere an eine künstliche Vagina gewöhnt und die sexuelle Reife und die Fruchtbarkeit der Tiere werden durch wiederholte Untersuchungen des Spermas bestätigt. Die Ziegen werden in eine Test- und eine Kontrollgruppe zu je 4 Tieren aufgeteilt. Die Tiere der Testgruppe erhalten 7 Wochen lang jeden Tag das Hormon Altrenogest oral verabreicht und die Tiere in der Kontrollgruppe erhalten stattdessen eine Zuckerlösung. Anschließend werden die Ziegen noch für weitere 7 Wochen beobachtet. Alle 14 Tage, zu insgesamt 7 Zeitpunkten, werden das Gewicht und die Größe der Tiere gemessen, sowie deren Hoden hinsichtlich Größe und Konsistenz untersucht. Die Hoden werden außerdem auch mit Ultraschall untersucht und es erfolgen Blutentnahmen aus einer Halsvene. Zusätzlich wird zu diesen Zeitpunkten das Sperma der Tiere untersucht, welches durch die Anwendung einer künstlichen Vagina gewonnen wird, und die Libido der Ziegen wird durch deren Verhalten während der Gewinnung des Ejakulates mit Hilfe einer Skala bewertet. Nach dem Versuch werden die Tiere kastriert und die Hoden werden untersucht. Was danach mit den Tieren geschieht, wird nicht erwähnt.

Bereich: Tiermedizin, Nutztierwissenschaften, Tierschutz

Originaltitel: Downregulation of testicular function in the goat by altrenogest

Autoren: Lisa Mihsler-Kirsch (1), Henrik Wagner (1), Klaus Failing (2), Axel Wehrend (1)*

Institute: (1) Klinik für Geburtshilfe, Gynäkologie und Andrologie der Groß- und Kleintiere mit Tierärztlicher Ambulanz, Justus-Liebig-Universität Gießen, Frankfurter Straße 106, 35392 Gießen, (2) AG Biomathematik und Datenverarbeitung, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen

Zeitschrift: BMC Veterinary Research 2021; 17: 183

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5338

Versuchsbeschreibung: Der Versuch wird von der Regierung von Oberbayern unter der Referenznummer 211-2531.3-33/96 genehmigt. Die Studie wird an 30 nicht säugenden Kühen (Deutsche Fleckvieh) unbekannten Alters durchgeführt. Die Tiere werden in 6 Gruppen zu je 5 Tieren aufgeteilt. Sie bekommen alle 12 Stunden das Hormon FSH (follikelstimulierendes Hormon) injiziert, wodurch mehr Follikel in den Eierstöcken der Kühe zum Wachstum angeregt werden. Nach der sechsten Dosis wird den Kühen ein weiteres Hormon in den Muskel gespritzt (Cloprostenol) und wiederum 40 Stunden danach erhalten die Tiere das Hormon GnRH (Gonadotropin-Releasing Hormon), wodurch der Eisprung herbeigeführt wird. Den Tieren wird regelmäßig aus einer Halsvene Blut abgenommen, um die Hormonspiegel zu überprüfen. Je nach Gruppe, werden den Tieren direkt vor der GnRH-Gabe, oder 4, 10, 20, 25 oder 60 Stunden danach die Eierstöcke entfernt und die darin enthaltenen Follikel werden untersucht. Was nach der Studie mit den Tieren geschieht, wird nicht erwähnt.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Tiermedizin, Nutztierwissenschaften, Reproduktionsforschung

Originaltitel: Hypoxia-inducible factor-1alpha and nitric oxide synthases in bovine follicles close to ovulation and early luteal angiogenesis

Autoren: Bajram Berisha (1,2)*, Dieter Schams (2), Fred Sinowatz (3), Daniela Rodler (3), Michael W. Pfaffl (2)

Institute: (1) Animal Biotechnology, Faculty of Agriculture and Veterinary, University of Prishtina, Rr. George Bush, Pristina, Kosovo, (2) Lehrstuhl für Tierphysiologie und Immunologie, Technische Universität München, Weihenstephaner Berg 3, 85354 Freising, (3) Tierärztliche Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München

Zeitschrift: Reproduction in Domestic Animals 2020; 55(11): 1573-158

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5337

Versuchsbeschreibung: Die Versuche mit 23 DSS-Ratten werden von einer norwegischen Behörde und die Versuche mit den 28 ZSF1-Ratten werden unter der Nummer TVV 42/2018 von der Landesbehörde Sachsen genehmigt. Es werden keine Informationen über die Genehmigung oder den Versuchsort der Mausversuche angegeben. Es werden 13 männliche Mäuse im Alter von 12 Wochen, 23 weibliche DSS-Ratten im Alter von 7 Wochen und 28 weibliche ZSF-1-Ratten im Alter von 32 Wochen verwendet. Die ZSF-1 Ratten werden von der Versuchstierzucht Charles River (USA) bezogen, die Herkunft der anderen Tiere wird nicht genannt.

In drei Versuchsreihen wird versucht, eine bestimmte Art von Herzversagen im „Tiermodell“ nachzuahmen. Alle Mäuse werden in Narkose gelegt und zwischen zwei Rippen wird der Brustkorb chirurgisch geöffnet. Bei 7 Mäuse wird um die Hauptschlagader (Aorta) ein Faden teilweise zugezogen, so dass das Blutgefäß stark eingeengt wird. Dann wird der Brustkorb zugenäht. In der rechten Flanke der Mäuse wird ein Schnitt gemacht und eine Steroidtablette wird unter die Haut implantiert. Die anderen 6 Mäuse werden genauso operiert, nur, dass die Aorta nicht eingeengt wird, zudem bekommen sie eine Placebo-Tablette. Vier Wochen nach der Operation werden die Mäuse auf nicht genannte Weise getötet und ein Fußmuskel wird für weitere Analysen entnommen.

12 DSS-Ratten bekommen 20 Wochen lang übliches Futter mit wenig Salz (0,3%) und die anderen 11 bekommen Futter mit einem hohen Salzgehalt (8%). Danach werden Ultraschalluntersuchungen des Herzens und invasive Blutparametermessungen durchgeführt. Die Ratten werden auf nicht genannte Weise getötet und ein Fußmuskel wird für weitere Untersuchungen entnommen.

Es werden 14 ZSF-1 Ratten mit normalem Körpergewicht und 14 übergewichtige ZSF-1 Ratten verwendet. Im Alter von 32 Wochen werden Ultraschalluntersuchungen des Herzens und invasive Blutparametermessungen durchgeführt. Danach werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet und ein Fußmuskel wird für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der Leducq Stiftung, der MSD Life Foundation und der Public Interest Incorporated Foundation finanziell unterstützt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Muscular changes in animal models of heart failure with preserved ejection fraction: what comes closest to the patient?

Autoren: Keita Goto (1), Antje Schauer (1), Antje Augstein (1), Mei Methawasin (2), Henk Granzier (2), Martin Halle (3,4), Emeline M. Van Craenenbroeck (5), Natale Rolim (6), Stephan Gielen (7), Burkert Pieske (8), Ephraim B. Winzer (1), Axel Linke (1,9), Volker Adams (1,9)*

Institute: (1) Laboratory for Experimental and Molecular Cardiology, Klinik für Innere Medizin und Kardiologie, TU Dresden, Herzzentrum Universitätsklinik Dresden Fetscherstraße 76, 01307 Dresden, (2) University of Arizona, Tucson, USA, (3) Präventive Sportmedizin und Sportkardiologie, Klinikum rechts der Isar, TU München, München, (4) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort München, München, (5) Antwerp University Hospital, Edegem, Belgien, (6) K.G. Jebsen Center of Exercise in Medicine, Trondheim, Norwegen, (7) Klinik für Kardiologie, Angiologie und Internistische Intensivmedizin, Klinikum Lippe, Detmold, (8) Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Kardiologie, Campus Virchow-Klinikum, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (9) Dresden Cardiovascular Research Institute and Core Laboratories GmbH, Bautzner Straße 122c, 01099 Dresden

Zeitschrift: ESC Heart Failure 2021; 8(1): 139-150

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5336

Versuchsbeschreibung: Bezüglich der Genehmigung wird lediglich angegeben, die Versuche werden gemäß den Regularien des Freistaats Sachen durchgeführt. Es werden mindestens 16 Larven und mindestens 40 adulte Axolotl verwendet. Axolotl (Ambystoma mexicanum) sind mexikanische Salamander, die im Larvenstadium stehen bleiben und geschlechtsreif werden. Die Tiere stammen aus institutseigener Zucht am Zentrum für Regenerative Therapien, TU Dresden. Unter Narkose wird den Larven ein Farbstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Eine Stunde später werden die Tiere durch eine Überdosis eines Betäubungsmittels getötet und ihre ganzen Körper werden für eine dreidimensionale Untersuchungstechnik verwendet. Bei mindestens 40 erwachsenen Axolotl wird ein Farbstoff in eine Vene gespritzt und ein Vorderbein unter Narkose in Höhe des mittleren Oberarms amputiert. Gruppen von Tieren werden zu 7 verschiedenen Zeitpunkten wie oben beschrieben getötet und ihr teilweise regeneriertes Vorderbein wird für die Untersuchungstechnik verwendet.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), dem European Regional Development Fund (EFRE) und Projekt DEAL finanziell unterstützt.

Bereich: Regenerationsforschung, Altersforschung, Versuchstierkunde

Originaltitel: Salamander?Eci: An optical clearing protocol for the three?dimensional exploration of regeneration

Autoren: Cristina S. Adrados (1), Qinghao Yu (1), Lizbeth A.B. Castro (1), Luis A.R. Cabrera (1,2), Maximina H. Yun (1,2,3)*

Institute: (1) CRTD/ Zentrum für Regenerative Therapien TU Dresden, Fetscherstraße 105, 01307 Dresden, (2) Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus Dresden, Fetscherstraße 74, 01307 Dresden, (3) Max-Planck-Institut für molekulare Zellbiologie und Genetik, Pfotenhauerstraße 108, 01307 Dresden

Zeitschrift: Developmental Dynamics 2021; 250: 902–915

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5335

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der lokalen Behörde (Landesdirektion Sachsen) genehmigt. Die Versuche finden am Center für Regenerative Therapien in Dresden statt. Es werden weibliche Mäuse im Alter von ca. 6 Wochen, sowie über ein Jahr alte Mäuse verwendet. Die Tiere werden von der Versuchstierzucht Janvier Labs (Frankreich) bezogen. Zuerst wird eine Pilotstudie mit mindesten 24 Mäusen im Alter von 6 Wochen durchgeführt. Die Mäuse werden in zwei Gruppen eingeteilt. Die erste Gruppe bekommt eine sogenannte Umweltanreicherung, diese Tiere werden in größeren Käfigen (0,74 qm) zu zehnt unterbracht, in denen sich Tunnel und Plastikspielzeug befinden. Das Spielzeug wird einmal pro Woche bis 4 Tage vor Ende der Versuche neu arrangiert. Die Mäuse der zweiten Gruppe (Kontrollgruppe) werden zu fünft in üblichen Käfigen ohne Tunnel und Spielzeug gehalten. Die Tiere leben unter diesen Bedingungen drei Monate. Danach werden die Mäuse unter Narkose mittels einer Injektion ins Herz und Durchströmung mit einer Salzlösung getötet und ihre Gehirne werden für weitere Analysen entnommen. Der gleiche Versuch wird mit 3, 4,5, 7 und 14-Monate alten Mäusen durchgeführt. In einer weiteren Versuchsreihe werden 6,5 Wochen und 14 Monate alte Mäuse verwendet, die unter den zwei verschiedenen Bedingungen 4 Tage oder über ein Jahr lang leben. Am Ende der Versuche werden alle Tiere wie oben beschrieben getötet und ihre Gehirne werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der Technischen Universität Dresden und der Helmholtz Gemeinschaft finanziell unterstützt.

Bereich: Altersforschung, Neurobiologie, Neurologie, Genetik

Originaltitel: Environmental enrichment preserves a young DNA methylation landscape in the aged mouse hippocampus

Autoren: Sara Zocher (1, 2), Rupert W. Overall (1,2), Mathias Lesche (2,3), Andreas Dahl (2,3), Gerd Kempermann (1,2)*

Institute: (1) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Tatzberg 41, 01307 Dresden, (2) Zentrum für Regenerative Therapien Dresden (CRTD), Technische Universität Dresden, Fetscherstr. 105, 01307 Dresden, (3) DRESDEN-concept Genomzentrum, Center for Molecular and Cellular Bioengineering (CMCB), Technische Universität Dresden, Dresden

Zeitschrift: Nature Communications 2021; 12(1): 3892. doi: 10.1038/s41467-021-23993-1

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5334

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 1194 vom Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Es werden mind. 96 männliche Mäuse im Alter von 8-12 Wochen verwendet, zwei Drittel der Tiere sind genetisch modifiziert. Die Herkunft der Mäuse wird nicht genannt. Die Mäuse werden in Narkose gelegt und ihnen wird ein Schmerzmittel gespritzt. Bei der Hälfte der Tiere wird ein multiples Trauma (Polytrauma) erzeugt: eine Kombination aus einer Brustkorbverletzung, einem Schädel-Hirn-Trauma und dem Bruch eines Oberschenkelknochens. Für Details, wie das Polytrauma hervorgerufen wird, wird auf eine ältere Veröffentlichung verwiesen. Dort wird folgendes beschrieben: Für die Brustkorbverletzung wird ein Gerät auf dem Brustkorb platziert, das eine explosionsartige Luftwelle erzeugt, die zur Verletzung und Lungenquetschung führt. Danach wird das Schädel-Hirn-Trauma erzeugt, indem ein 333 g schweres Gewicht, das ca. 10 Mal mehr als die Maus selbst wiegt, aus 2 cm Höhe auf den Schädel fallen gelassen wird. In ähnlicher Weise wird ein 50 g schweres Gewicht auf das rechte Hinterbein aus 120 cm fallen gelassen, um den Oberschenkelknochen zu brechen. Bei allen Tieren wird ein Katheter in die Halsvene gelegt, über den eine Test- oder eine Kontroll-Lösung injiziert wird. Ein weiterer Katheter wird in die Oberschenkelarterie gelegt. Bei den Tieren, die ein Polytrauma erleiden, wird 60 Minuten nach dem letzten Trauma Blut durch diesen Katheter entnommen, bis der Blutdruck ca. 4 Mal niedriger als normal ist. So entstehen ein Blutungsschock und ein Sauerstoffmangel. Die Mäuse werden in diesem Zustand eine Stunde lang gehalten, danach werden sie durch die Zugabe einer Infusionslösung und des eigenen Blutes wiederbelebt. Die Mäuse, die kein Polytrauma und Blutschock erleiden, bekommen trotzdem die zwei Katheter und eine Infusionslösung. Vier Stunden nach dem Polytrauma werden alle Mäuse durch Überdosis des Betäubungsmittels und einen Stich ins Herz getötet. Die Lunge wird für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde vom Ministerium für Wissenschaft, Forschung und Kunst Baden-Württemberg und von der Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziell unterstützt.

Bereich: Traumatologie, Unfallmedizin, Intensivmedizin, Lungenforschung

Originaltitel: Role of the C5a-C5a receptor axis in the inflammatory responses of the lungs after experimental polytrauma and hemorrhagic shock

Autoren: Shinjini Chakraborty (1), Veronika Eva Winkelmann (2), Sonja Braumüller (1), Annette Palmer (1), Anke Schultze (1), Bettina Klohs (1), Anita Ignatius (3), Axel Vater (4), Michael Fauler (2), Manfred Frick (2)*, Markus Huber-Lang (1)*

Institute: (1) Institut für Klinische und Experimentelle Trauma-Immunologie (ITI), Universitätsklinikum Ulm, Helmholtzstraße 8/1, 89081 Ulm, (2) Institut für Allgemeine Physiologie, Universität Ulm, Albert-Einstein-Allee 11, 89081 Ulm, (3) Institut für Unfallchirurgische Forschung und Biomechanik, Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (4) Aptarion Biotech AG, Berlin

Zeitschrift: Scientific Reports 2021; 11: 2158. doi: 10.1038/s41598-020-79607-1

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5333

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 1225 vom Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Es werden genetisch modifizierte Mäuse gezüchtet, die ein verändertes Protein (Glukokortikoidrezeptor) besitzen. Durch Abschneiden der Schwanzspitze wird das Vorhandenseins der GR-Mutation überprüft. Für die eigentlichen Versuche werden männliche Mäuse mit und ohne die Genveränderung verwendet. Wenn die Mäuse 14 Wochen alt sind, wird bei ihnen unter Narkose die Haut am rechten Oberschenkel aufgeschnitten, die Muskeln zur Seite geschoben, um den Oberschenkelknochen durchzusägen. Vier Schrauben werden in den Knochen geschraubt und außerhalb des Beins mit einer Querstange fixiert, um das Bein zu stabilisieren. Anschließend wird bei der Hälfte der Mäuse immer noch in Narkose ein Gerät auf dem Brustkorb platziert, das eine explosionsartige Luftwelle erzeugt, die zur Verletzung und Lungenquetschung führt. Die Tiere bekommen 3 Tage nach den Versuchen ein Schmerzmittel ins Trinkwasser. Eine nicht genannte Anzahl Mäuse stirbt nach der Lungenquetschung oder die Tiere werden vorzeitig getötet, weil der Spalt im Oberschenkelknochen zu groß ist, der Oberschenkelknochen bricht oder Bisswunde an der Haut bemerkt werden. Sechs und 24 Stunden, sowie 10 und 23 Tage nach der Operation werden Gruppen von Mäusen durch Ausblutung unter Narkose getötet. Es werden die Lunge, der Oberschenkelknochen und Blutproben für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziell unterstützt.

Bereich: Traumatologie, Unfallmedizin, Intensivmedizin

Originaltitel: Intact glucocorticoid receptor dimerization is deleterious in trauma-induced impaired fracture healing

Autoren: Yasmine Hachemi (1), Anna E Rapp (2), Sooyeon Lee (1), Ann-Kristin Dorn (1), Benjamin T Krüger (2), Kathrin Kaiser (2), Anita Ignatius (2)*, Jan Tuckermann (1)*

Institute: (1) Institut für Molekulare Endokrinologie der Tiere, Universität Ulm, Helmholtzstr. 8/1, 89081 Ulm, (2) Institut für Unfallchirurgische Forschung und Biomechanik, Zentrum für Traumaforschung Ulm, Universitätsklinikum Ulm, Helmholtzstraße 14, 89081 Ulm

Zeitschrift: Frontiers of Immunology 2021; 11: 628287. doi: 10.3389/fimmu.2020.628287

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5332

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter den Nummern O.103-8 und II.193 genehmigt, die Behörde wird nicht genannt. Es werden 29 schwangere Ratten der Zuchtlinie Sprague-Dawley und 19 schwangere Mäuse verwendet. Die Tiere werden von der Versuchstierzucht Janvier Labs, Le Genest-Saint-Isle, Frankreich, bezogen. Die Mäuse werden in Gruppen von 3-4 Tieren pro Käfig und die Ratten werden einzeln gehalten. Kurz vor der Geburt (19. Tag der Schwangerschaft) werden die schwangere Ratten durch CO2 getötet und geköpft. Die ungeborenen Jungen werden auf nicht genannte Weise getötet und ihre Gehirne werden für weitere Analysen entnommen.

Zu Beginn des letzten Schwangerschaftsdrittels (Schwangerschaftstag 15-16) werden die Mäuse in Narkose gelegt und ein Schmerzmittel wird ihnen unter die Haut gespritzt. Der Bauch wird aufgeschnitten und eine von vier Test-Lösungen wird mittels einer dünnen Glaskapillare ins Gehirn jedes Mausembryos injiziert. Zwei Elektroden werden am Embryo angelegt und fünf kurze Elektroschocks werden erzeugt. Der Bauch des Muttertiers wird zugenäht. Von insgesamt 148 auf diese Weise behandelten Mausembryonen werden 110 lebend geboren und 98 überleben die ersten zwei Wochen nach der Geburt. Am Tag 15 nach der Geburt werden alle Maus-Jungtiere durch CO2 getötet und geköpft und ihre Gehirne werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde vom Land Baden-Württemberg finanziell unterstützt.

Bereich: Neurologie, Neurobiologie, Neuroanatomie, Neurophysiologie, Neurobiochemie

Originaltitel: HspB5/?B-crystallin phosphorylation at S45 and S59 is essential for protection of the dendritic tree of rat hippocampal neurons

Autoren: Britta Bartelt-Kirbach (1), Christoph Wiegreffe (2), Samuel Birk (1), Tina Baur (1), Margarethe Moron (1), Stefan Britsch (2), Nikola Golenhofen (1)*

Institute: (1) Institut für Anatomie und Zellbiologie, Universität Ulm, Albert-Einstein-Allee 11, 89069 Ulm, (2) Institut für Molekulare und Zelluläre Anatomie, Universität Ulm, Ulm

Zeitschrift: Journal of Neurochemistry 2021; 157(6): 2055-2069

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5331

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer V3-2347–35-2011 durch eine nicht genannte Behörde (vermutlich in Brandenburg) genehmigt und in der Feldforschungsstation des Leibniz-Instituts für Zoo- und Wildtierforschung (IZW) in Niederfinow (Choriner Straße 20, 16248 Niederfonow) durchgeführt. Fünf männliche Meerschweinchen werden mit jeweils zwei weiblichen Meerschweinchen verpaart. Im Anschluss werden die männlichen Meerschweinchen für eine Dauer von 62 Tagen auf Wärmeplatten gehalten, was zu einer Erhöhung der normalen Umgebungstemperatur um 10 Grad auf 30°C führt. Nach dieser Zeitspanne werden die Männchen wiederum mit denselben Weibchen verpaart wie zuvor. Die männlichen Nachkommen aus den Verpaarungen vor der Temperaturerhöhung (16 Söhne) und den Verpaarungen nach der Temperaturerhöhung (18 Söhne) werden am 7. Tag nach ihrer Geburt auf nicht beschriebene Weise getötet, um die Lebern und Hoden zu entnehmen und in Hinsicht auf Veränderungen in der Modifikation des Erbguts zu untersuchen. Das Schicksal der Elterntiere und der weiblichen Nachkommen ist nicht bekannt.

Die Arbeiten wurden durch die Leibniz Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Genetik, Umweltforschung

Originaltitel: Tissue?specific epigenetic inheritance after paternal heat exposure in male wild guinea pigs

Autoren: Alexandra Weyrich (1), Selma Yasar (1,2), Dorina Lenz (1), Jörns Fickel (1,2)

Institute: (1) Leibniz-Institut für Zoo- und Wildtierforschung (IZW), Alfred?Kowalke?Str. 17, 10315 Berlin, (2) Institut für Biochemie und Biologie (IBB), Universität Potsdam, Karl?Liebknecht?Str. 24? 25, 14476 Potsdam

Zeitschrift: Mammalian Genome 2020; 31: 157-169

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5330

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Die männlichen etwa 15 Wochen alten Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld). Die Tiere werden in zwei Gruppen aufgeteilt, welche zwei unterschiedliche radioaktiv markierte Substanzen erhalten. Dazu werden die Ratten in Boxen gesetzt, in die das gasförmige Narkosemittel Isofluran eingeleitet wird. Den so in Narkose versetzten Tieren wird ein Schlauch in eine Schwanzvene eingeführt, durch den die radioaktiv markierten Substanzen verabreicht werden. Die narkotisierten Tiere werden in ein bildgebendes Gerät (Positronen-Emissions-Tomographie (PET) und Magnetresonanztomographie (MRI)) gelegt. Während der 80 Minuten langen Untersuchung wird den noch immer narkotisierten Tieren kontinuierlich die jeweilige Testsubstanz über die Schwanzvene verabreicht. Während des Versuchs sterben zwei Ratten, das Schicksal der anderen Tiere ist nicht bekannt.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Werner Siemens-Stiftung und das National Institute of Health (NIH, USA) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Striatal and prefrontal D2R and SERT distributions contrastingly correlate with default-mode connectivity

Autoren: Tudor M. Ionescu (1), Mario Amend (1), Rakibul Hafiz (2), Bharat B. Biswal (2), Andreas Maurer (1), Bernd J. Pichler (1), Hans F. Wehrl (1), Kristina Herfert (1)*

Institute: (1) Werner Siemens Imaging Center, Abteilung für Präklinische Bildgebung und Radiopharmazie, Eberhard Karls Universität Tübingen, Röntgenweg 13 72076 Tübingen, (2) Department of Biomedical Engineering, New Jersey Institute of Technology, University Heights, Newark, USA

Zeitschrift: NeuroImage 2021; 243: 118501

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5329

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer FR/1005 genehmigt und am Institut für Pharmakologie und Klinische Pharmazie der Goethe-Universität Frankfurt durchgeführt. Die 5 Wochen alten männlichen Ratten der Zuchtlinie Wistar stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Geneste St. Isle, Frankreich). Die Ratten werden in 3 Gruppen eingeteilt. Ein Teil der Tiere erhält den Wirkstoff Streptozotocin, von welchem bekannt ist, dass er bei der Injektion in die Blutbahn durch Zerstörung der Insulin-bildenden Zellen in der Bauchspeicheldrüse Diabetes verursacht, hier aber dazu dienen soll, bei Ratten Alzheimer-ähnliche Symptome hervorzurufen. Einer der Gruppen wird zweimal eine hohe Dosis von Streptozoticin gespritzt, die zweite Gruppe erhält einmal eine niedrige Dosis Stretozotocin, die dritte Gruppe dient als Kontrolle und erhält statt dem Wirkstoff eine Kochsalzlösung. Das Spritzen der Substanz erfolgt unter Narkose direkt in mit Hirnwasser gefüllte Hohlräume im Großhirn. Dazu wird üblicherweise die Kopfhaut aufgeschnitten und eine Nadel direkt durch den Schädelknochen gebohrt.

Die Ratten, welche die hohe Dosis erhalten, nehmen daraufhin deutlich langsamer an Gewicht zu als die Ratten der Kontrollgruppe. 20 Tage nach der ersten Injektion werden bei 45 Ratten Mikrodialyseeinheiten in das Gehirn eingesetzt. Dabei handelt es sich um Filtereinheiten, welche für kleine Moleküle aus dem Hirnwasser durchlässig sind, für größere Moleküle und Zellen jedoch nicht. Die Tiere werden in Narkose versetzt und der Schädel wird aufgebohrt, um die Filtereinheiten in bestimmten Bereichen des Gehirns zu positionieren. Zwei Tage nach dem Einsetzen wird damit begonnen, die Filtereinheiten mit künstlichem Hirnwasser zu durchströmen, die Tiere sind dabei bei Bewusstsein. Dabei treten kleinere Moleküle und Stoffwechselprodukte aus dem Gehirn der Ratte in die künstliche Flüssigkeit in der Filtereinheit ein. Teile der Flüssigkeit werden entnommen und untersucht. 18 Ratten werden durch Injektion einer Überdosis eines Narkosemittels in die Bauchhöhle getötet. Das Gehirn der Tiere wird entnommen und in dünne Scheiben geschnitten feingeweblich untersucht. 16 Ratten werden auf nicht näher genannte Art getötet, um das Gehirn zu entnehmen und zu untersuchen. 24 Ratten werden enthauptet. Teile des Gehirns, welche für das Gedächtnis von besonderer Bedeutung sind, werden entnommen und untersucht.

Bereich: Hirnforschung, Alzheimerforschung, Neurobiochemie

Originaltitel: Central cholinergic function and metabolic changes in streptozotocin-induced rat brain injury

Autoren: Tri Yuliani (1,2), Sebastian Lobentanzer (1), Jochen Klein (1)*

Institute: (1) Institut für Pharmakologie und Klinische Pharmazie, Biocenter N260, Goethe-Universität Frankfurt, Max-von-Laue Str. 9, 60438 Frankfurt am Main, (2) Research Center for Chemistry, Indonesian Institute of Sciences (LIPI), Tangerang Selatan, Banten, Indonesien

Zeitschrift: Journal of Neurochemistry 2021; 158: 1307-1319

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5328

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde nach dem deutschen Tierschutzgesetz genehmigt. Die Versuche finden demzufolge vermutlich am einzigen beteiligten Institut mit Sitz in Deutschland statt, dem ITEM in Hannover, eine Einrichtung, die solche Studien als „Service“ anbietet. Die Ratten der Wistar-Zuchtlinie stammen aus der Versuchstierzucht Charles River, Sulzfeld. Die Tiere werden einzeln in Käfigen gehalten und über einen Zeitraum von 4 Wochen an die Versuchsapparatur gewöhnt, die aus einer engen Röhre besteht in welcher sich vorn eine Öffnung befindet, durch die nur die Nase der Tiere herausschaut.

Über Nacht werden männliche und weibliche Tiere zusammengesetzt, damit sie sich paaren. Der Erfolg der Paarung wird durch einen Vaginalabstrich bestätigt. Die Tiere werden über einen Zeitraum von 20 Tagen für 6 Stunden am Tag in der Versuchsapparatur fixiert in der sie über die Nase verschiedene Konzentrationen von Bitumendämpfen einatmen. Die hohen Konzentrationen sind dabei um den Faktor 100 höher als die Konzentrationen, denen ein Arbeiter typischerweise beim Asphaltieren ausgesetzt wird.

Am 21. Tag nach der Paarung werden die Ratten mit Kohlendioxid getötet und ausgeblutet. Von Kohlendioxid ist bekannt, dass es zu Atemnot führt und Schmerzen verursachen kann. Verschiedene Organe werden entnommen, gewogen und untersucht. Bei den Tieren, die mittlere oder hohe Konzentrationen der Dämpfe eingeatmet haben, zeigt sich eine verminderte Gewichtszunahme und zum Teil Veränderungen im Kehlkopf und der Lunge. Die Gebärmütter werden entfernt und die darin enthaltenen Föten, welche in wenigen Tagen geboren worden wären, werden gezählt und untersucht. Insgesamt werden dabei 1130 Föten begutachtet. Bei den Föten deren Mütter höhere Konzentrationen von Bitumendämpfen eingeatmet haben, weisen ein vermindertes Gewicht auf. Bei einem Teil der Föten werden Einblutungen unter der Haut festgestellt, einem Fötus fehlt der Schwanz.

Bereich: Toxikologie, Reproduktionsforschung

Originaltitel: Prenatal developmental toxicity studies on fumes from bitumen in the rat

Autoren: Peter J. Boogaard (1,9)*, Jochen Buschmann (2,3), Rainer Fuhst (3), Katharina Blümlein (3), Katharina Schwarz (3), Dirk Schaudien (3), Wolfgang Koch (3), Christine McAlinden (4), Lize Deferme (5,9), Mathieu Vaissiere (6,8), Hans B. Ketelslegers (7), Anna Steneholm (8,9)

Institute: (1) Shell Health, Shell International Bv, PO Box 162, Den Haag, 2501 AN, Niederlande, (2) General and Reproductive Toxicology Consultancy, Hannover, (3) Fraunhofer-Institut für Toxikologie und Experimentelle Medizin (ITEM), Nikolai-Fuchs-Straße 1, 30625 Hannover, (4) toXcel International, Ledbury, Großbritannien, (5) ExxonMobil Petroleum and Chemical Bv, Machelen, Belgien, (6) Total, 24 Cours Michelet, Puteaux, Frankreich, (7) CONCAWE, Brüssel, Belgien, (8) Nynas AB, Stockholm, Schweden, (9) Toxicology Group in CONCAWE, Brüssel, Belgien

Zeitschrift: Reproductive Toxicology 2021; 99: 15-26

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5327

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.12-42502-04-15/1854 genehmigt. Die weiblichen Ratten der Zuchtlinie Sprague-Dawley stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld). Die Ratten erhalten für mindestens 7 Tage Antibiotika. Anschließend werden die Tiere in Narkose versetzt und das Zahnfleisch wird beidseits vor dem ersten Backenzahn des Oberkiefers aufgeschnitten. Der freigelegte Oberkieferknochen wird angebohrt und ein schraubenförmiges Titanimplantat in den Kiefer geschraubt. Die Implantate werden mit Schleimhaut bedeckt und die Wunden vernäht. Sechs Wochen nach dem Einsetzen der Implantate werden die Tiere erneut in Narkose versetzt und die über dem Implantat gewachsene Schleimhaut wird aufgeschnitten und an dem Implantat werden Kappen festgeschraubt, die das erneute Überwachsen mit Schleimhaut verhindern. Nach zwei Wochen werden die Tiere wieder in Narkose versetzt, die Kappe wird entfernt und durch die endgültige Implantatabdeckung ersetzt. Die Ratten erhalten weiterhin Antibiotika bis 2 Wochen nach Einsetzen der endgültigen Abdeckung, um die bakterielle Flora der Ratten zu unterdrücken und eine Infektion der Implantate zu verhindern. Die Antibiotika-Gabe erfolgt oral – bei Ratten erfolgt dies üblicherweise mit einer Schlundsonde direkt in den Magen. Anschließend werden die Ratten in zwei Gruppen unterteilt. Eine Gruppe erhält über einen Zeitraum von 7 Wochen weiterhin Antibiotika. Die andere Gruppe erhält keine Antibiotika und stattdessen eine Mischung aus verschiedenen Keimen die im menschlichen Mund vorkommen und von denen bekannt ist, dass sie sich an Implantaten anheften können und zur Entstehung von Infektionen beitragen. Die Keime werden für 6 Wochen an 5 Tagen in der Woche mit einer Pipette direkt in den Mund verabreicht, anschließend erhalten die Tiere dieser Gruppe für eine Woche lang weder Keime noch Antibiotika. Drei Tiere sterben während der Versuche, zwei von ihnen durch Komplikationen während der Narkosen, ein Tier wird getötet, weil sich sein Zustand während der Versuche verschlechtert. Ein weiteres Tier verliert während der Versuche beide Implantate und wird daher vermutlich ebenfalls getötet. Die verbleibenden Tiere werden erneut in Narkose versetzt. Die Implantate und das umgebende Gewebe werden von einem Zahnarzt begutachtet, der bei 4 von 6 Ratten, die menschliche Keime erhalten haben, eine Entzündung der Implantationsstelle feststellt. Die Tiere erwachen nicht mehr aus der Narkose, sondern werden mit einer Überdosis Narkosemittel getötet. Die Implantatabdeckungen und die Schrauben mit denen sie befestigt waren werden entfernt und es wird untersucht, welche Keime sich auf ihren Oberflächen angesiedelt haben.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Brasseler GmbH & Co. KG (Lemgo), das Bundesministerium für Bildung und Forschung, das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft und Kultur (MWK) und die Volkswagenstiftung gefördert.

Bereich: Zahnmedizin, Kieferchirurgie, Implantologie

Originaltitel: Evaluation of biofilm colonization on multi?part dental implants in a rat model

Autoren: Eva Blank (1,3)*, Jasmin Grischke (1,3), Andreas Winkel (1,3), Joerg Eberhard (2), Nadine Kommerein (1,3), Katharina Doll (1,3), Ines Yang (1,3), Meike Stiesch (1,3)

Institute: (1) Klinik für Zahnärztliche Prothetik und Biomedizinische Werkstoffkunde, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) The University of Sydney Dental School & The Charles Perkins Centre, Faculty of Medicine and Health, The University of Sydney, Sydney, Australien, (3) Niedersächsisches Zentrum für Biomedizintechnik, Implantatforschung und Entwicklung (NIFE), Stadtfelddamm 34, 30625 Hannover

Zeitschrift: BMC Oral Health 2021; 21:313

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5326

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer Behörde (Pest country government department for food safety and animal health) in Ungarn unter der Nummer 1112/000/2003 genehmigt und finden unter deutscher Federführung an der Semmelweis-Universität Budapest, Ungarn, statt.

Die Schweine sollen sich 2 Wochen eingewöhnen, dann wird die Operation durchgeführt. Dazu wird den Schweinen ein Narkosemittel gespritzt, zusätzlich wird ihnen ein lokales Schmerzmittel in die Stirn injiziert. Stirnhaut und Knochenhaut werden aufgeschnitten und es werden acht Löcher mit 12 mm Durchmesser im Abstand von mindestens 1 cm voneinander in den Schädel gebohrt. Wenn die künstlichen Knochendefekte nicht ganz gleichmäßig gebohrt werden, wird mit einem Meißel nachgearbeitet. In die Knochenlöcher werden 12 mm lange Titanröhrchen geschoben, die innen hohl sind und befüllt werden. Zwei Knochenlöcher werden nicht gefüllt und dienen als Kontrolle, die anderen sechs werden mit einem Knochenersatzmaterial aus Rinderknochen gefüllt. Bei drei der gefüllten Titanröhrchen-Löcher und einer der beiden „leeren“ Kontroll-Löchern wird die Knochenhaut nicht weggeschnitten. Die anderen Löcher werden mit einer Kollagen-Membran (tierischer Ursprung) verschlossen. Die Stirnhaut wird wieder zugenäht. Die Tiere erhalten 3 Tage lang Antibiotika. Nach 4, 8 und 12 Wochen werden jeweils 6 zufällig ausgewählte Schweine mit einer injizierten Substanz, die einen Herzstillstand auslöst, getötet. Für die Untersuchungen wird der Stirnbereich mit den Löchern und den Titanröhrchen aus dem Schädel geschnitten.

Die Experimente wurden von der Geistlich Pharma AG, Wolhusen (Schweiz) gefördert.

Bereich: Kieferorthopädie, Biomaterialforschung

Originaltitel: A new standardized critical size bone defect model in the pig forehead for comparative testing of bone regeneration materials

Autoren: Tobias Moest (1)*, Karl Andreas Schlegel (1), Marco Kesting (1), Matthias Fenner (1), Rainer Lutz (1), Daniele Machado Beck (1), Emeka Nkenke (2), Cornelius von Wilmowsky (1)

Institute: (1) Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen-Nürnberg, Glückstraße 11, 91054 Erlangen, (2) Universitätsklinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Universitätsklinken der MedUni Wien / AKH Wien, Wien, Österreich

Zeitschrift: Clinical Oral Investigations 2020; 24(5):1651-1661

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5325

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung Unterfranken genehmigt. Mäuse werden erworben von Charles River Laboratories (Sulzfeld) und Janvier Deutschland sowie zur Verfügung gestellt von der Dermatologie FAU Erlangen, vom Scripps Research Institute, La Jolla (USA) und vom RIKEN Institute, Tokyo (Japan).

Bei 8 Wochen alten weiblichen Mäusen wird durch die Injektion eines Substanzgemischs bestehend aus einer Mineralöl-Emulsion (Freunds Adjuvans) und abgetöteten Tuberkulosebakterien in die Schwanzvene eine Arthritis verursacht. Nach 21 Tagen wird die Lösung erneut gespritzt. Die Tiere werden auf Pfotenschwellung und Rötung sowie Griffkraft dreimal wöchentlich untersucht. Die Griffkraft wird üblicherweise getestet, in dem die Maus mit den Vorderpfoten an einen Draht gehängt wird und die Zeit gemessen wird, bis sie sich nicht mehr halten kann und herunterfällt.

Eine Art Arthritis wird noch auf zwei anderen Wegen erzeugt, indem eine andere Lösung in die Bauchhöhle gespritzt wird. Die entstehende Pfotenschwellung an Vorder- und Hinterbeinen wird dreimal die Woche kontrolliert.

Andere Mäuse bekommen ein Narkosemittel gespritzt sowie zwei Injektionen in die Schwanzwurzel, zudem zusätzlich das Gift von Keuchhustenbakterien in die Bauchhöhle und zwei Tage später noch einmal dieses Gift. Dadurch wird eine Autoimmunenzephalitis ausgelöst, d.h. eine Gehirnentzündung die durch die körpereigene Immunabwehr verursacht wird. Diese Mäuse werden täglich auf Lähmungserscheinungen untersucht. Leiden sie an vollständiger Lähmung aller vier Extremitäten, werden sie getötet.

Die Mäuse werden mittels bildgebenden Verfahren untersucht, welches Gewebe und Knochen abbildet. Es ist nicht erwähnt, aber i.d.R. werden Tiere für diese Prozedur in Narkose versetzt, damit sie sich nicht bewegen. Die Mäuse werden nach einiger Zeit getötet, da die Pfotenknochen isoliert und für weitere Untersuchungen verwendet werden. Ebenso werden Milz, Lymphknoten und Knochenmark entnommen und es werden Untersuchungen damit gemacht.

Andere gentechnisch veränderte weibliche 8 Wochen alte Mäuse werden entweder mit Zuckerwasser, einer Alkohol-Zucker-Lösung oder einer Acetat-Lösung gefüttert. Alle 3 Tage wird das Fütterungsschema gewechselt. Eine Woche und 3 Wochen nach diesen Fütterungen bekommen die Mäuse eine Lösung gespritzt, die eine Immunsystem-Reaktion hervorrufen soll. Diese Mäuse werden dann mit einem Schnupfenvirus infiziert, indem sie unter Narkose die aktiven Viren durch die Nase verabreicht bekommen. Täglich werden sie auf Gewichtsverlust geprüft.

14 Tage nach der Infektion werden sie getötet und die Lungen ausgespült und diese und die Milz herausgeschnitten.

Weitere gentechnisch veränderte weibliche 8 Wochen alte Mäuse werden entweder mit Zuckerwasser, einer Alkohol-Zucker-Lösung oder einer Acetat-Lösung über 3 Wochen gefüttert. Nach 2 Wochen wird ein Darmdurchlässigkeitstest gemacht, indem den Mäusen 4 Stunden das Futter entzogen wird und sie durch eine Schlundsonde eine Zuckerlösung bekommen. 4 Stunden später wird Blut abgenommen. Eine Woche später werden sie getötet und die Milz entnommen.

Zwei verschiedene Arten von gentechnisch veränderten Mäusen werden immunisiert und nach einer Woche getötet, um die Milz herauszuschneiden und mit den Zellen weitere Untersuchungen zu machen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), dem Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), der Europäischen Union und der Innovative Medicines Initiative (IMI) gefördert.

Bereich: Alkoholforschung, Rheumaforschung

Originaltitel: Ethanol consumption inhibits T FH cell responses and the development of autoimmune arthritis

Autoren: Vugar Azizov (1,2), Katharina Dietel (1,2), Franziska Steffen (1,2), Kerstin Dürholz (1,2), Julia Meidenbauer (1,2), Sébastien Lucas (1,2), Michael Frech (1,2), Yasunori Omata (1,2), Narges Tajik (1,2), Lisa Knipfer (3), Anne Kolenbrander (4), Silvia Seubert (5,6), Dennis Lapuente (7), Maria V. Sokolova (1,2), Jörg Hofmann (8), Matthias Tenbusch (7), Andreas Ramming (1,2), Ulrike Steffen (1,2), Falk Nimmerjahn (9), Ralf Linker (6), Stefan Wirtz (3), Martin Herrmann (1,2), Vladimir Temchura (7), Kerstin Sarter (1,2), Georg Schett (1,2), Mario M. Zaiss (1,2)*

Institute: (1) Medizinische Klinik 3, Rheumatologie und Immunologie, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU) und Universitätsklinikum Erlangen, Ulmenweg 18, 91054 Erlangen, (2) Deutsches Zentrum für Immuntherapie (DZI), Erlangen, (3) Lehrstuhl für Innere Medizin 1, FAU, Erlangen, (4) Molekulare und Medizinische Virologie, Ruhr-University, Bochum, (5) Neurologische Klinik, FAU, Erlangen, (6) Klinik und Poliklinik für Neurologie, Universitätsklinikum Regensburg, Regensburg, (7) Klinische und Molekulare Virologie, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (8) Lehrstuhl für Biochemie, Department Biologie, FAU, Erlangen, (9) Lehrstuhl für Genetik, Department Biologie, FAU, Erlangen

Zeitschrift: Nature Communications 2020; 11:1998

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5324

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Mittelfranken unter der Nummer 54-2532.1-02/13 genehmigt. 10 bis 12 Wochen alte männliche Gerbils stammen von Charles River Laboratories. Zunächst werden die Tiere an die Prozeduren gewöhnt. Es werden Basismessungen durchgeführt, die ca. eine Stunde dauern. Diese beinhalten u.a. einen sog. „Schreckreiz“, einen lauten Ton, der zu einem Zusammenzucken der Tiere führen kann, was als Nachweis für einen vorhandenen Tinnitus gewertet wird.

Weitere Messungen der Tiere werden unter Narkose durchgeführt. Dafür werden drei Silberelektroden hinter einem Ohr, auf den Kopf zwischen den Ohren und in den Schwanz gestochen.

Eine Woche nach den Testungen erhalten die Tiere erneut eine Narkosespritze. 15 Gerbils werden vor einen Lautsprecher gelegt und ein Ohr wird 75 Minuten mit 115 Dezibel (zum Vergleich: eine Kettensäge produziert ungefähr 110 Dezibel) beschallt, was zu einem „milden“ Hörtrauma führt. Das andere Ohr ist mit einem Ohrstöpsel verschlossen, der den Lärm um ca. 20 Dezibel dämpft. Bei 4 Gerbils wird ein Scheintrauma auf gleiche Weise, aber mit 65 Dezibel, erzeugt.

3-5 Tage nach dem Hörtrauma wird der Schreckreiz-Test mit allen Tieren durchgeführt. 13 Tage nach dem Trauma wird ein möglicherweise permanenter Tinnitus bei allen 19 Gerbils mittels Schreckreiz-Test festgestellt. 14 Tage nach dem Trauma werden die Gerbils getötet, die Hörschnecken werden herausgeschnitten und weiter untersucht.

Die Ergebnisse wurden bereits vorher mit ähnlichen Experimenten an Mäusen gewonnen.

Bereich: Hörforschung, Neuropathologie

Originaltitel: Tinnitus development is associated with synaptopathy of inner hair cells in Mongolian gerbils

Autoren: Konstantin Tziridis (1)*, Jan Forster (1), Isabelle Buchheidt-Dörfler (1), Patrick Krauss (1), Achim Schilling (1), Olaf Wendler (2), Elisabeth Sterna (2), Holger Schulze (1)

Institute: (1) Experimentelle HNO-Heilkunde / Neurowissenschaftliches Labor, HNO-Klinik, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), Waldstraße 1, 91054 Erlangen, (2) HNO-Klinik, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), Erlangen

Zeitschrift: European Journal of Neuroscience 2021; 54(3): 4768-4780

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5323

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. Die wenige Wochen alten Schweine werden mit einer Narkosemittel-Mischung in Narkose versetzt, sie werden intubiert und beatmet, Herzrate, Sauerstoffsättigung und Rektaltemperatur werden gemessen.

Im Bereich der Oberschenkel wird ein 6 cm langer Schnitt gemacht und ein bestimmter Nerv freigelegt. Die Signale dieses Nervs werden mit Elektroden aufgezeichnet. Andere Elektroden werden durch die Haut gestochen, um elektrische Signale abzugeben, deren Signale von den anderen Elektroden am Nerv aufgezeichnet werden. Die Haut am Hinterbein wird mechanisch gereizt, indem verschieden dicke Plastikfasern auf die Haut gedrückt werden.

Parallel werden ähnliche Experimente mit freiwilligen Probanden durchgeführt. Man kommt zu dem Ergebnis, dass die Rezeptoren bei Menschen ein anderes Aktivitätsmuster zeigen als bei Schweinen.

Die Experimente wurden von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und dem Interdisziplinären Zentrum für Klinische Forschung (IZKF) der RWTH Aachen gefördert.

Bereich: Schmerzforschung, Neurologie

Originaltitel: Slow depolarizing stimuli differentially activate mechanosensitive and silent C nociceptors in human and pig skin

Autoren: Roman Rukwied (1), Christian Thomas (1), Otilia Obreja (1), Fiona Werland (1), Inge Petter Kleggetveit (3), Ellen Jorum (2), Richard W. Carr (1), Barbara Namer (4, 5), Martin Schmelz (1)*

Institute: (1) Experimentelle Schmerzforschung, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg, Ludolf-Krehl-Straße 13-17, 68167 Mannheim, (2) Department of Neurology, Oslo University Hospital, University of Oslo, Rikshospitalet, Oslo, Norwegen, (3) Section of Clinical Neurophysiology, Department of Neurology, Oslo University Hospital, Oslo, Norwegen, (4) Institut für Physiologie und Pathophysiologie, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (5) Interdisziplinäres Zentrum für Klinische Forschung (IZKF), Medizinische Fakultät, RWTH, Aachen

Zeitschrift: Pain 2020; 161(9): 2119-2128

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5322

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. 3 wenige Tage alten Ferkeln wird ein Narkosemittel gespritzt, dann werden sie mit einer Überdosis Beruhigungsmittel, welches direkt durch die Brustwand in die Herzkammer gespritzt wird, getötet. Die Wirbelsäule wird herausgeschnitten, in Lösung gelegt und die Nervenzellen der Wirbelsäule für weitere Experimente herausgelöst. Mäuse werden mit CO2 bewusstlos gemacht und dann mittels Genickbruch getötet. Die Wirbelsäule wird herausgeschnitten und die Nervenzellen der Wirbelsäule werden herausgelöst.

21 Schweine werden mit einer Narkosemittel-Mischung in Narkose versetzt, sie werden intubiert und beatmet, Herzrate, Sauerstoffsättigung und Rektaltemperatur werden gemessen. Im Bereich der Oberschenkel wird ein 6 cm langer Schnitt gemacht und ein bestimmter Nerv freigelegt. Die Signale dieses Nervs werden mit Elektroden aufgezeichnet, während die Haut am Hinterbein mechanisch (durch Quetschen der Haut und mit unterschiedlich dicken Kunststofffasern) sowie durch Kälte (Eiswürfel verbleibt für 60 Sekunden auf der Haut) gereizt wird. Nadeln werden in die Nähe der Elektroden durch die Haut gestochen, die elektrische Signale abgeben, die von den Elektroden empfangen werden sollen. Dann wird ein verdünntes Nervengift, das sich auf die Signalübertragung von Nervenzellen auswirkt, in diesen Bereich gespritzt und die Messungen werden leicht variiert wiederholt. Was nach den Experimenten mit den Schweinen passiert, ist nicht beschrieben.

Eines der Ergebnisse aus dem In vivo-Versuch wurde bereits 2016 bei einem Schmerzpatienten beschrieben.

Die Experimente wurden von der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Schmerzforschung, Neurologie

Originaltitel: TTX-resistant sodium channels functionally separate silent from polymodal C-nociceptors

Autoren: Robin Jonas (1), Vincenzo Prato (2), Stefan G. Lechner (2), Gerbrand Groen (3), Otilia Obreja (1), Fiona Werland (1), Roman Rukwied (1), Andreas Klusch (1), Marlen Petersen (1), Richard W. Carr (1), Martin Schmelz (1)*

Institute: (1) Experimentelle Schmerzforschung, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg, Ludolf-Krehl-Straße 13-17, 68167 Mannheim, (2) Pharmakologisches Institut, Universität Heidelberg, Heidelberg, (3) Department of Anesthesiology, Groningen University, Groningen, Niederlande

Zeitschrift: Frontiers in Cellular Neuroscience 2020; 14(13)

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5321

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Regierungspräsidium Leipzig (Referenznr. TVV 18/14). Es werden db/db-Mäuse für die Versuche eingesetzt. Diese Mauslinie hat eine spontane genetische Mutation, die dazu führt, dass die Mäuse sehr viel Fett ansetzen und starkes Übergewicht entwickeln. Im Zusammenhang damit haben sie auch diverse Stoffwechselprobleme und Krankheitssymptome. db/db-Mäuse sind ein gängiges „Modell“ für Typ 2-Diabetes und für Fettleibigkeit beim Menschen.

Die Mäuse werden in zwei Gruppen unterteilt. Den Mäusen der einen Gruppe wird täglich über 21 Tage die Substanz COMP-Ang-1 in die Bauchhöhle gespritzt, deren antidiabetischer Effekt untersucht werden soll, die Mäuse der anderen Gruppe erhalten auf dieselbe Weise als Kontrolle eine Kochsalzlösung. 3 Tage nach der letzten Behandlung werden 10 Mäuse die ganze Nacht gefastet (Futterentzug) und danach einem sogenannten euglykämisch-hyperinsulinämischem Clamp unterzogen. Hierbei werden die Tiere zunächst durch eine Spritze in die Bauchhöhle betäubt und ein Venenkatheter wird gelegt, danach erhalten sie eine weitere Spritze mit einem Opiat (Schmerzmittel) in die Bauchhöhle. 3 Tage später wird den Mäusen erneut die ganze Nacht das Futter entzogen und sie erhalten durch den Katheter eine Lösung mit menschlichem Insulin. Anschließend erhalten die Tiere durch den Katheter 40 Minuten lang eine radioaktive Glukoselösung und nach 5, 10, 15, 25, 35, und 45 Minuten wird ihnen Blut abgenommen. Danach werden alle Tiere getötet und Organe entnommen, um weitere Analysen daran vorzunehmen.

Die Arbeiten wurden finanziell von der Deutschen Diabetes-Stiftung unterstützt.

Bereich: Diabetesforschung

Originaltitel: COMP-Ang-1 improves glucose uptake in db/db mice with type 2 diabetes

Autoren: Petra Baum (1), Sabine Paeschke (2), Nora Klöting (3,4), Matthias Blüher (3), Matthias Kern (3), Heike Serke (5), Marcin Nowicki (2), Joanna Kosacka (1,3)*

Institute: (1) Klinik für Neurologie, Universität Leipzig, Leipzig, (2) Institut für Anatomie, Universität Leipzig, Leipzig, (3)* Medizinische Fakultät, Universität Leipzig, Liebigstr. 21, 04103 Leipzig, (4) Helmholtz-Institut für Metabolismus-, Adipositas- und Gefäßforschung, Leipzig, (5) Center of Biomedicine and Medical Technology Mannheim (CBTM), Anatomie und Entwicklungsbiologie, Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Hormone and Metabolic Research 2020; 52(9): 685-688

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5320

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Regierungspräsidium Leipzig (Referenznr. TVV 02/17 für Mäuse und Ratten und TVV 56/15 für Schafe). Die Mäuse und Ratten entstammen der Versuchstierzucht Charles River (Sulzfeld). Die Schafe kommen aus dem Lehr? und Versuchsgut Leipzig der Universität Leipzig. Bei den betäubten Mäusen wird operativ ein Faden durch einen Schnitt in eine Halsarterie eingebracht und bis zu einer Gehirnarterie vorgeschoben, was zu deren Verschluss und somit zum Schlaganfall führt. Der Faden wird in dieser Position belassen und die Wunden am Hals werden zugenäht. Die Tiere werden entweder nach 4, 24 oder 72 Stunden getötet, um weitere Analysen an ihren Gehirnen durchzuführen.

Die Ratten werden ebenfalls betäubt und es wird operativ ein Schlauch durch einen Schnitt in eine Halsarterie in eine Gehirnarterie eingebracht, durch den ein Gerinnsel eingeführt wird, welches das Blutgefäß verstopft und so zum Schlaganfall führt. Nach einer 24-stündigen Beobachtungsperiode werden die Ratten getötet. Das „erfolgreiche“ Erzielen des Schlaganfalls wird bei den Mäusen und Ratten durch die Beobachtung neurologischer Defizite (z.B. im Kreis drehen) nachgewiesen. Die Tötung der Nagetiere erfolgt durch Injektion von Formaldehyd ins Herz, vermutlich unter vorheriger Betäubung.

Die Schafe werden narkotisiert und in einer Gehirnoperation wird das linke Schläfenbein freigelegt und mit einem Bohrer ein Loch hineingebohrt. Die harte Hirnhaut wird eingeschnitten und die mittlere Gehirnschlagader wird durch elektrochirurgische Gerinnung verschlossen, indem eine Klemme auf die Ader gesetzt wird, die mit elektrischem Strom durchflossen wird. Dadurch wird ein Schlaganfall ausgelöst, der durch Magnetresonanztomographie nachgewiesen wird. Die Tiere werden 2 Wochen lang beobachtet und dann auf nicht genannte Weise getötet. Zudem wird in der Studie menschliches Schlaganfallgewebe untersucht und mit den Ergebnissen aus den Tierversuchen verglichen.

Die Arbeiten wurden finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und vom Europäischen Sozialfonds.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Increased immunosignals of collagen IV and fibronectin indicate ischemic consequences for the neurovascular matrix adhesion zone in various animal models and human stroke tissue

Autoren: Dominik Michalski (1)*, Emma Spielvogel (1,2), Joana Puchta (2,3), Willi Reimann (1,2), Henryk Barthel (4), Björn Nitzsche (4,5), Bianca Mages (6), Carsten Jäger (2), Henrik Martens (7), Anja K. E. Horn (8), Stefan Schob (3), Wolfgang Härtig (2)

Institute: (1) Klinik für Neurologie, Universität Leipzig, Liebigstr. 20., 04103 Leipzig, (2) Paul Flechsig Institut für Hirnforschung, Universität Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (3) Institut für Neuroradiologie, Universität Leipzig, Leipzig, (4) Klinik und Poliklinik für Nuklearmedizin, Universität Leipzig, Leipzig, (5) Institut für Anatomie, Histologie und Embryologie, Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig, Leipzig, (6) Institut für Anatomie, Universität Leipzig, Leipzig, (7) Synaptic Systems GmbH, Göttingen, (8) Institut für Anatomie und Zellbiologie I und Deutsches Schwindel- und Gleichgewichtszentrum, Ludwig-Maximilians-Universität, München

Zeitschrift: Frontiers in Physiology 2020; 11:575598

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5319

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Regierungspräsidium Leipzig (Referenznr. TVV38/11). Die Schweine stammen ursprünglich von einer konventionellen Schweinezuchtfarm und wurden am Großtierklinikum der veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig gehalten. Für dieses Paper werden Daten aus einem früheren Experiment ausgewertet.

Unter Narkose werden bei den Tieren operativ Katheter in die Zentralvene, Zentralarterie, Lungenschlagader und Blase implantiert. Während des gesamten Experiments sind die Tiere betäubt und werden künstlich beatmet. Eine standardisierte Brustkorbverletzung wird experimentell hervorgerufen. Hierzu werden die Schweine auf die linke Seite gelegt und durch ein Rohr wird aus 1,80 m Höhe ein 10 kg schweres Gewicht auf die rechte Brustkorbhälfte fallen gelassen. Im Anschluss wird eine Computertomografie durchgeführt und Brustdrainagen eingebracht. Trotzdem kommt es zur dauerhaften Bildung von Pneumothorax, also lebensbedrohlichen Lufteinschlüssen zwischen Rippen- und Lungenfell, wodurch die Lunge stellenweise in sich zusammenfällt. Nach Auslösen des Brustkorbtraumas werden die Schweine in drei Gruppen unterteilt und 24 Stunden lang drei verschiedenen Beatmungs-Strategien unterzogen. Mittels bildgebender Verfahren (Elektrische Impedanz-Tomografie) wird die Lunge vermessen und die Daten anschließend ausgewertet. Nach dem Experiment werden alle Schweine durch eine Spritze getötet.

Bereich: Traumatologie, Lungenforschung

Originaltitel: Detection of posttraumatic pneumothorax using electrical impedance tomography—An observer-blinded study in pigs with blunt chest trauma

Autoren: Felix Girrbach (1,2)*, Tobias Landeck (2), Dominic Schneider (2), Stefan U. Reske (3), Gunther Hempel (1), Sören Hammermüller (1), Udo Gottschaldt (4), Peter Salz (2), Katharina Noreikat (1), Sebastian N. Stehr (1), Hermann Wrigge (5), Andreas W. Reske (1,2,4)

Institute: (1)* Klinik und Poliklinik für Anästhesiologie und Intensivtherapie, Universität Leipzig, Liebigstr. 20, 04103 Leipzig, (2) Innovation Center Computer Assisted Surgery (ICCAS), Universität Leipzig, Leipzig, (3) Heinrich-Braun-Klinikum Zwickau, Abteilung für Radiologie, Zwickau, (4) Heinrich-Braun-Klinikum Zwickau, Abteilung für Anästhesiologie und Intensivtherapie, Zwickau, (5) Klinik für Anästhesiologie, Intensiv- und Notfallmedizin, Schmerztherapie, Klinikum Bergmannstrost Halle, Halle

Zeitschrift: PLoS One 2020; 15(1)

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5318

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter den Nummern G0317/17 und G0276/16 genehmigt. Es werden adipöse ZFS1-Ratten eingesetzt. Dabei handelt es sich um Ratten, die so gezüchtet wurden, dass sie bereits im Alter von 8 Wochen einen erhöhten Blutdruck haben, im weiteren Verlauf an einer Herzschwäche sowie Wasser in der Lunge leiden und bei Übergewicht einen Typ-2-Diabetes entwickeln. Als Kontrolle dienen Wistar-Kyoto-Ratten, für das Labor gezüchtete Farbratten, die ebenso wie die ZFS1-Ratten aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, USA, stammen. Die Tiere erhalten energiereiches Futter. Im Alter von 16 Wochen werden die Ratten in Gruppen aufgeteilt, ein Teil der Tiere erhält mit dem Futter für sechs Wochen die Testsubstanz Sotagliflozin verabreicht, welche bereits zur Therapie von Diabetes beim Menschen zugelassen ist. Anschließend wird das Herz der Tiere mittels Ultraschall unter Narkose untersucht. Unmittelbar danach werden die Tiere auf nicht näher beschriebene Art getötet, um die Herzen zu entnehmen und die Herzzellen näher zu untersuchen.

Die Arbeiten wurden durch die Else-Kröner-Fresenius-Stiftung, das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK) und das Berliner Institut für Gesundheitsforschung (Berlin Institute of Health, BIH) gefördert.

Bereich: Herz-Kreislaufforschung, Bluthochdruckforschung, Innere Medizin

Originaltitel: Dual SGLT?1 and SGLT?2 inhibition improves left atrial dysfunction in HFpEF

Autoren: David Bode (1,2,6), Lukas Semmler (1,2), Paulina Wakula (1,2), Niklas Hegemann (1,2), Uwe Primessnig (1,2,6), Nicola Beindorff (7), David Powell (3), Raphael Dahmen (4), Hartmut Ruetten (4), Christian Oeing (1,2,6), Alessio Alogna (1,2,6), Daniel Messroghli (1,2,5), Burkert M. Pieske (1,2,5), Frank R. Heinzel (1,2), Felix Hohendanner (1,2,6)*

Institute: (1) Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Kardiologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Campus Virchow?Klinikum, Augustenburgerplatz 1, 13353 Berlin, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK),Standort Berlin, Potsdamer Straße 58, 10785 Berlin, (3) Lexicon Pharmaceuticals, Metabolism Research, Houston, USA, (4) Sanofi-Aventis Deutschland GmbH, Research & Development, Frankfurt am Main, (5) Klinik für Innere Medizin-Kardiologie, Deutsches Herzzentrum Berlin, Berlin, (6) Berliner Institut für Gesundheitsforschung (Berlin Institute of Health, BIH), Charité-Universitätsmedizin Berlin, Anna-Louisa-Karsch-Str. 2, 10178 Berlin, (7) Berlin Experimental Radionuclide Imaging Center (BERIC), Charité-Universitätsmedizin Berlin, Berlin

Zeitschrift: Cardiovascular Diabetology 2021; 20: 7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5317

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen und das Landesamt/Veterinärsamt Tübingen, Baden-Württemberg, unter der Nummer SYN_01_14_FXR_ genehmigt. Die Herkunft der Ratten der Zuchtlinie Wistar ist nicht bekannt.

Durch eine spezielle Ernährung, welche einen Mangel an Colin (einem Nährstoff, der insbesondere für die Leber, das Gehirn und die Nieren wichtig ist) und ein Übermaß an Fett enthält, wird bei 6 bis 8 Wochen alten männlichen Ratten eine nicht-alkoholische Fettleberentzündung (NASH) hervorgerufen. Um zusätzlich eine Leberfibrose zu erzeugen, wird den Ratten dreimal in der Woche Natriumnitrit in die Bauchhöhle injiziert. Eine Gruppe von Ratten wird mit Standardfutter gefüttert und dient als Kontrollgruppe. Die an nicht-alkoholischer Fettleberentzündung erkrankten Tiere bleiben im Vergleich zu den nicht erkrankten Tieren in ihrer Gewichtszunahme drastisch zurück. Die erkrankten Tiere erhalten durch Beimengung zum Futter die Testsubstanz Cilofexor, welche sich bereits in der klinischen Studie am Menschen befindet, in unterschiedlichen Mengen und zum Teil in Kombination mit dem Wirkstoff Propanolol, welcher ein Standardwirkstoff zur Behandlung von Pfortaderhochdruck ist. Einige Tiere erhalten keine Testsubstanz und keinen Wirkstoff und dienen als Kontrollgruppe. Sechs Wochen nach Beginn der Gabe der Testsubstanz wird ein Teil der Ratten auf nicht näher beschriebene Art getötet, um ihr Lebergewebe genauer zu untersuchen. Die verbleibenden Tiere werden zehn Wochen nach Beginn der Verabreichung der Testsubstanz in Narkose versetzt, um den Druck in der Pfortader zu messen. Dafür wird ein Katheter durch eine Darmvene bis in die Pfortader geschoben (vermutlich wird dafür die Bauchhöhle geöffnet). Die Tiere werden auf nicht näher beschriebene Art getötet, um ihre Lebern zu entnehmen und genauer zu untersuchen.

Die Arbeiten wurden durch Gilead Sciences und Phenex Pharmaceuticals unterstützt.

Bereich: Innere Medizin, Leberforschung

Originaltitel: The non-steroidal FXR agonist cilofexor improves portal hypertension and reduces hepatic fibrosis in a at NASH model

Autoren: Philipp Schwabl (1,2,3), Eva Hambruch (4), Grant R. Budas (5), Paul Supper (1,2), Michael Burnet (6), John T. Liles (5), Manfred Birkel (4), Ksenia Brusilovskaya (1,2,3), Philipp Königshofer (1,2,3), Markus Peck-Radosavljevic (1,2,7), William J. Watkins (5), Michael Trauner (1), David G. Breckenridge (5), Claus Kremoser (4), Thomas Reiberger (1,2,3,8,9)*

Institute: (1) Klinische Abteilung für Gastroenterologie und Hepatologie, Universitätsklinik für Innere Medizin III, Medizinische Universität Wien, Währinger Gürtel 18-20, 1090 Wien, Österreich, (2) Experimentelles Labor für Fibrose und Portale Hypertension (HEPEX), Medizinische Universität Wien, Währinger Gürtel 18-20, 1090 Wien, Österreich, (3) Christian Doppler Labor für Portale Hypertension und Fibrose bei Lebererkrankungen, Medizinische Universität Wien, Spitalgasse 23, 1090 Wien, Österreich, (4) Phenex Pharmaceuticals AG, Heidelberg, (5) Gilead Sciences Inc., Foster City, USA, (6) Synovo GmbH, Paul-Ehrlich-Str. 15, 72076 Tübingen, (7) Abteilung für Innere Medizin und Gastroenterologie (IMuG), Hepatologie, Endokrinologie, Rheumatologie und Nephrologie mit Zentraler Aufnahme und Erstversorgung (ZAE), Klinikum Klagenfurt am Wörthersee, Klagenfurt, Österreich, (8) Ludwig Boltzmann Institute for Rare and Undiagnosed Diseases (LBI-RUD), Lazarettgasse 14, 1090 Vienna, Österreich, (9) CeMM Forschungszentrum für Molekulare Medizin, Österreichische Akademie der Wissenschaften, Anna Spiegel Forschungsgebäude, Lazarettgasse 14, 1090 Wien, Österreich

Zeitschrift: Biomedicines 2021; 9(1): 60

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5316

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung Unterfranken unter der Nummer 55.2-2532-2-384 genehmigt. Die weiblichen Ratten (Albino-Ratten des Wistar-Stamms) werden an der Universität Regensburg hinsichtlich eines besonders ausgeprägten bzw. geringen ängstlichen Verhaltens gezüchtet. Im Alter von 9 Wochen wird die Ängstlichkeit der Ratten in einem kreuzförmigen Labyrinth getestet. In diesem Labyrinth haben die Tiere die Möglichkeit, sich entweder in offenen oder in durch Seitenwände geschützten Bereichen aufzuhalten. Ein bevorzugter Aufenthalt der Tiere in den geschützten Bereichen wird als ängstliches Verhalten interpretiert. Im Alter von 12 Wochen werden mit einem Teil der Ratten Tests durchgeführt, mit denen das soziale Verhalten untersucht wird. Dabei werden die Ratten in ihnen unbekannter Umgebung mit Käfigen konfrontiert, die eine bekannte Ratte oder eine unbekannte Ratte enthalten oder leer sind. Gemessen wird die Zeit, die die Ratte mit dem Beschnuppern der verschiedenen Käfige verbringt.

Eine Woche später wird untersucht, ob die Ratten Verhaltensweisen zeigen, die auf eine Depression hindeuten. Dazu wird den Tieren für 24 Stunden die Nahrung entzogen. Die Ratten werden anschließend in eine ihnen unbekannte Umgebung gesetzt. In diese Umgebung wird ein Futterpellet gelegt und die Zeit bis die Ratte anfängt zu fressen wird gemessen. Eine lange Zeitspanne bevor die Ratte mit dem Fressen beginnt wird als depressives Verhalten gewertet. Im Alter von etwa 13 Wochen werden die Ratten mit Kohlendioxid in Narkose versetzt. Von der Kohlendioxid-Narkose ist bekannt, dass sie zu Atemnot führen und Schmerzen verursachen kann. Die bewusstlosen Tiere werden enthauptet. Die Gehirne werden entnommen und die Aktivität bestimmter Proteine wird in 12 verschiedenen Gehirnregionen untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU) gefördert.

Bereich: Psychiatrie, Neurologie, Neurobiochemie, Angstverhaltensforschung

Originaltitel: Anxiety and depression are related to higher activity of sphingolipid metabolizing enzymes in the rat brain

Autoren: Iulia Zoicas (1)*, Christiane Mühle (1), Anna K. Schmidtner (2,3), Erich Gulbins (4), Inga D. Neumann (2), Johannes Kornhuber (1)

Institute: (1) Psychiatrische und Psychotherapeutische Klinik, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), Schwabachanlage 6, 91054 Erlangen, (2) Lehrstuhl für Neurobiologie und Tierphysiologie, Universität Regensburg, Regensburg, (3) Edmond and Lily Safra Center for Brain Sciences, Hebrew University of Jerusalem, Jerusalem, Israel, (4) Institut für Molekularbiologie, Universität Duisburg-Essen, Essen

Zeitschrift: Cells 2020; 9: 1239

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5315

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörden in Oldenburg unter der Nummer 14/1396 genehmigt. Die drei Monate alten weiblichen Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Janvier (Saint-Berthevin, Frankreich). Die Tiere werden in verschiedene Gruppen eingeteilt. Bei der Mehrzahl der Tiere werden die Eierstöcke entfernt, ein Teil der Tiere wird nicht operiert. Acht bis neun Wochen nach der Operation werden den kastrierten Tieren über einen Zeitraum von bis zu fünf Wochen die Testsubstanzen Ostarine und Ligandrol in unterschiedlichen Mengen mit dem Futter verabreicht. Von den Testsubstanzen, welche als Alternative zur Hormonersatztherapie dienen sollen, ist bereits bekannt, dass sie die Muskelmasse und Muskelfunktion verbessern. Die Ratten werden wöchentlich gewogen und die aufgenommene Futtermenge wird kontrolliert. 13 Wochen nach der Operation werden die Ratten unter Kohlendioxid-Narkose auf nicht näher beschriebene Weise getötet. Von Kohlendioxid ist bekannt, dass es zu Atemnot führt und Schmerzen verursachen kann. Die Gebärmutter und bestimmte Unterschenkelmuskeln werden entnommen, gewogen, vermessen und genauer charakterisiert.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Frauenheilkunde, Hormonforschung

Originaltitel: Ostarine and ligandrol improve muscle tissue in an ovariectomized rat model

Autoren: Paul Jonathan Roch (1)*, Danny Henkies (1), Jan Christoph Carstens (1), Carsten Krischek (2), Wolfgang Lehmann (1), Marina Komrakova (1), Stephan Sehmisch (1)

Institute: (1) Klinik für Unfallchirurgie, Orthopädie und Plastische Chirurgie, Universitätsmedizin Göttingen, Robert-Koch-Straße 40, 37099 Göttingen, (2) Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover (TiHo), Hannover

Zeitschrift: Frontiers in Endocrinology 2020; 11: 556581

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5314

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesverwaltungsamt Sachsen-Anhalt, Referat 203, Verbraucherschutz, Veterinärangelegenheiten genehmigt. Die 3 bis 6 Monate alten männlichen Gerbils werden in Narkose versetzt. Zur Fixierung des Kopfes werden Abstandsbolzen am Schädel festgeklebt. Der Schädel wird zwischen Auge und Ohr aufgebohrt, dies erfolgt bei 2 Tieren auf einer Seite des Schädels und bei 15 Tieren auf beiden Seiten. Der Kopf der narkotisierten Tiere wird fixiert und durch Einschnitte in der Hirnhaut werden mehrere Elektroden in die Hörrinde geschoben. Eine Nadel wird durch den Stirnknochen bis in die Hirnhaut gestoßen und dient als Referenzelektrode. 20 Minuten nach der Platzierung der Elektroden werden die Tiere verschiedenen Tönen in unterschiedlichen Lautstärken ausgesetzt. Mit den Elektroden wird die Nervenaktivitäten in der Hörrinde vermessen. Um ein Schalltrauma zu erzeugen, wird den Tieren durch einen 20 cm entfernten Lautsprecher für 75 Minuten ein 115 Dezibel lauter Ton (entspricht der Lautstärke einer Rockband) vorgespielt. Dadurch wird die Hörfähigkeit im Bereich des für das Schalltrauma verwendeten Tons beeinträchtigt. Direkt nach dem Schalltrauma wird erneut die Reaktion der Neuronen in der Hörrinde auf verschiedene Töne untersucht. Anschließend werden die in den Schädeln erzeugten Öffnungen mit Antibiotikagel versorgt und mit Zahnzement verschlossen. 4 bis 6 Wochen später werden die Tiere erneut in Narkose versetzt, die Schädel werden erneut geöffnet und die Elektroden wieder eingesetzt und wiederum die Reaktion der Hörrinde auf verschiedene Töne untersucht. Vermutlich werden die Gerbils am Ende des Versuchs noch in Narkose getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Hörforschung, Neurologie

Originaltitel: Acute and long-term circuit-level effects in the auditory cortex after sound trauma

Autoren: Marcus Jeschke (1,2,3,4)*, Max F. K. Happel (1,2,5), Konstantin Tziridis (6), Patrick Krauss (6), Achim Schilling (6), Holger Schulze (6), Frank W. Ohl (1,2,5)*

Institute: (1) Leibniz-Institut für Neurobiologie (LIN), Brenneckestraße 6, 39118 Magdeburg, (2) Institut für Biologie (IBIO), Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Leipziger Straße 44, 39120 Magdeburg, (3) Nachwuchsgruppe Kognitives Hören in Primaten, Forschungsgruppe Auditorische Neurowissenschaften und Optogenetik, Deutsches Primatenzentrum, Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (4) Institut für Auditorische Neurowissenschaften, Universitätsmedizin Göttingen, Robert-Koch-Straße 40, 37075 Göttingen, (5) Center for Behavioral Brain Sciences (CBBS), Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Universitätsplatz 2, 39106 Magdeburg, (6) Experimentelle HNO-Heilkunde, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen

Zeitschrift: Frontiers in Neuroscience 2021; 14: 598406

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5313

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern unter der Nummer TVA 55.2-1-54-2532-224-2013 genehmigt. Die Gerbils stammen aus einer institutseigenen Zucht. Die Gerbils werden in Familienverbänden in Käfigen gehalten. Das jeweils männliche Tier eines Familienverbandes wird eine Woche nach der Geburt der Jungtiere aus den Käfigen entfernt, was mit ihnen geschieht, wird nicht erwähnt. Die Muttertiere und ihre jeweils 4 bis 7 Jungen verbleiben in den Käfigen, in denen keine Rückzugsmöglichkeiten vorhanden sind, um die Beschallung der Tiere nicht zu stören. Ab dem 8. bis 9. Tag nach der Geburt der Jungen wird der Käfig mit insgesamt 24 Lautsprechern von allen Seiten mit einer Lautstärke von 75 Dezibel beschallt, so dass die Tiere einem lauten, kontinuierlichen, aus allen Richtungen kommenden Rauschen ausgesetzt sind. Am 13. Lebenstag wird das erste Jungtier narkotisiert und enthauptet, um sein Gehirn zu entnehmen und in dünne Scheiben geschnitten zu untersuchen. Die weiteren Jungtiere werden nach und nach ebenso getötet; das letzte Jungtier 60 Tage nach seiner Geburt. Das weitere Schicksal der Elterntiere ist nicht bekannt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) unterstützt.

Bereich: Hörforschung, Neurologie

Originaltitel: Activity-dependent calcium signaling in neurons of the medial superior olive during late postnatal development

Autoren: Delwen L. Franzen (1,2), Sarah A. Gleiss (1,2), Christian J. Kellner (2,3), Nikolaos Kladisios (4), Felix Felmy (1,4)*

Institute: (1) Division of Neurobiology, Department Biology II, Ludwig-Maximilians-Universität München, Großhaderner Straße 2, 82152 Planegg-Martinsried, (2) Graduiertenschule für Systemische Neurowissenschaften, Ludwig-Maximilians-Universität München, Planegg-Martinsried, (3) Computational Neuroscience, Department Biology II, Ludwig-Maximilians-Universität München, Planegg-Martinsried, (4) Institut für Zoologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 17, 30559 Hannover

Zeitschrift: The Journal of Neuroscience 2020; 40(8): 1689-1700

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5312

Versuchsbeschreibung: Die Arbeiten werden durch das Regierungspräsidium Unterfranken in Würzburg unter der Nummer 55.2-2532-2-726 genehmigt. Die männlichen Gerbils sind zehn Wochen alt und stammen aus der Versuchstierzucht Janvier (Saint Berthevin Cedex, Frankreich). Die Tiere werden in zwei Gruppen eingeteilt. 19 von ihnen erhalten eine Injektion mit Natriumsalicylat in Kochsalzlösung unter die Haut. Von Natriumsalicylat ist bekannt, dass es in den verwendeten Mengen das Gehör schädigt und einen Tinnitus verursacht. 18 Tiere erhalten eine Injektion mit Kochsalzlösung ohne Salicylat und dienen als Kontrollgruppe. Vor und nach der Injektion wird die Hörfähigkeit der Tiere untersucht. Dazu werden die in Narkose versetzten Gerbils über einen Lautsprecher verschiedenen Tonhöhen in einer Lautstärke von 30 bis 90 Dezibel ausgesetzt. Die Reaktion darauf wird mit Hilfe dreier Elektroden, die unter der Haut der Tiere im Bereich von Ohr, Stirn und Rücken positioniert sind, gemessen. Der Test wird nach 7 Tagen wiederholt.

Zusätzlich zur Hörfähigkeit wird untersucht, ob die Tiere Verhaltensänderungen aufweisen, die auf einen Tinnitus hindeuten. Dazu werden die Tiere in eine Plexiglasröhre von 4,3 cm Durchmesser und 10 Zentimeter Länge gesperrt, in der sich die Tiere etwa 2 cm vor und zurück bewegen können. Die Plexiglasröhre wird 10 cm vor einem Lautsprecher positioniert, über den die Tiere ungefähr 50 Minuten lang einem Geräusch von 60 Dezibel Lautstärke ausgesetzt werden. Das Geräusch wird immer wieder unterbrochen durch kurze Testtöne in einer Lautstärke von 115 Dezibel, was der Lautstärke einer Rockband entspricht. Gemessen wird das Zucken der Tiere als Reaktion auf die Testtöne. Aus dem Verhalten werden Rückschlüsse auf das Vorliegen eines Tinnitus gezogen. Nachdem der Effekt des Salicylats auf das Hörvermögen abgeklungen ist, erfolgt eine erneute Injektion von Salicylat oder Kochsalzlösung. Erneut wird vor und nach der Injektion durch Beschallung der Tiere in der Plexiglasröhre untersucht, ob ein Tinnitus vorliegt. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch den Europäischen Forschungsrat (European Research Council, ERC) gefördert.

Bereich: Hörforschung

Originaltitel: Salicylate-induced changes in hearing thresholds in mongolian gerbils are correlated with tinnitus frequency but not ith tinnitus strength

Autoren: Veralice Lanaia, Konstantin Tziridis, Holger Schulze*

Institute: Experimentelle HNO-Heilkunde, Universitätsklinikum Erlangen, Waldstraße 1, 91054 Erlangen

Zeitschrift: Frontiers in Behavioral Neuroscience 2021; 15: 698516

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5311

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Niedersächsischem Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES, Nr. #33.9-42502-04-15/1988). Die Hühner stammen vom Friedrich-Loeffler-Institut in Celle. Aufzucht und Experimente erfolgen am Institut für Nutztiergenetik in Mariensee. Es werden Hennen aus vier verschiedenen Legehennenlinien (2 Linien der Rasse „Weißes Leghorn“, Rhode Island Red, New Hampshire) verwendet, die sich in Legeleistung (Anzahl der gelegten Eier pro Jahr) und Farbe der Eier unterscheiden. Die Versuche werden mit zwei aufeinanderfolgenden Generationen (369 und 373 Tiere) durchgeführt. Die Haltung erfolgt zu je 24 Tieren entweder in großen Gehegen mit etwa 8 qm (also ca. 3 Hennen pro qm) oder kleinen Abteilen zu 4 qm (also ca. 6 Hennen pro qm). Im Alter von 23 Wochen müssen die Tiere den Rotarod-Test machen. Dafür werden sie auf einen 5 cm dicken Stab gesetzt, der mit zunehmender Geschwindigkeit zu rotieren beginnt. Die jeweilige Zeit bis zum Verlassen der Stange (Herunterfallen oder Herunterspringen/-fliegen) wird gemessen und als Indikator für die motorischen Fähigkeiten der Henne verwendet. Laut Autoren werden Hennen, die vor dem Test einen offensichtlichen Knochenbruch aufwiesen, von der Studie ausgeschlossen. Zwischen der 26.-29.Lebenswoche wird die allgemeine Bewegungsaktivität der Hennen gemessen. Dafür wird jedem Tier ein 3 x 13 x 3 mm großer Transponder an einem Bein befestigt. Über Antennen im Gehege wird die Bewegungsaktivität innerhalb von 3 Wochen registriert.

Im Verlaufe der Studie versterben mehrere Tiere. Die genaue Anzahl sowie der Grund werden nicht genannt. Am Ende der Legeperiode (69. Lebenswoche) werden die noch lebenden Hennen auf nicht beschriebene Weise getötet und die Flügel- sowie Unterschenkelknochen daraufhin untersucht, wie leicht sie brechen.

Finanziell unterstützt wurde die Arbeit von der AdaptHuhn Initiative des Friedrich-Loeffler-Instituts.

Bereich: Tierhaltung, Nutztierwissenschaften

Originaltitel: Chickens in motion: Effects of egg production level and pen size on the motor abilities and bone stability of laying hens (Gallus gallus forma domestica)

Autoren: Anissa Dudde (1,2)*, Steffen Weigend (3), E. Tobias Krause (1), Simon Jansen (3), Christin Habig (3), Lars Schrader (1)

Institute: (1) Institut für Tierschutz und Tierhaltung, Friedrich-Loeffler-Institut, Dörnbergstr. 25/27, 29223 Celle, (2) Verhaltensforschung, Fakultät für Biologie, Universität Bielefeld, Bielefeld, (3) Institut für Nutztiergenetik, Friedrich-Loeffler-Institut, Höltystraße 10, 31535 Neustadt-Mariensee

Zeitschrift: Applied Animal Behaviour Science 2020; 227: 104998

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5310

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Landesamt für Natur- und Verbraucherschutz (LANUV, Nr. 81-02.04.2017.A469). Die Zebrafinken entstammen der eigenen Zucht der Abteilung Verhaltensforschung der Universität Bielefeld. Dort wird ein Teil der Vögel selektiv auf drei Persönlichkeitsmerkmale (Aggressivität, Neugier und Ängstlichkeit) gezüchtet. Für die Studie werden pro Selektionslinie je bis zu 20 Tiere verwendet, die das Merkmal sehr stark, sowie sehr wenig ausgeprägt zeigen. Als Kontrollgruppe dienen 17 Zebrafinken aus dem nicht selektierten Bestand. Außerdem werden noch Daten von 138 nicht selektierten Zebrafinken ausgewertet, die die Verhaltenstests durchlaufen haben.

4 Wochen vor Beginn der Versuche werden die Vögel in den Volieren eingefangen und in gleichgeschlechtliche Gruppen von 2-4 Vögeln in 82x40x30 cm großen Käfigen gehalten. Jeder Vogel muss im Alter von etwa 65 Tagen und erneut im Alter von 100 Tagen drei Verhaltenstests durchlaufen:

1. Aggressivität: Getestet wird in einem 40 x 31 x 21 cm großem Käfig („Testkäfig“), in der sich eine Sitzstange und ein Spiegel befindet. Das Verhalten des Vogels wird 5 Minuten per Video aufgezeichnet. Geachtet wird auf aggressive Interaktionen mit dem Spiegel (Picken, Anfliegen, Anstoßen mit Brust oder Kopf).

2. Neugier/Erkundungstrieb: Zunächst werden die Vögel für 3,5 Stunden ohne Futter und Wasser in einen Vorkäfig gesetzt, um ihre Motivation nach Wasser oder Futter zu suchen „anzuregen“. Danach kommen sie in eine 11 x 17 x 11 cm große Startbox, die mit dem eigentlichen Testkäfig verbunden ist. Die Innenwände des Testkäfigs sind mit einer gemusterten Folie bedeckt, um für die Tiere eine unbekannte Umgebung zu simulieren. Außerdem gibt es 4 Sitzstangen, sowie eine Futter- und Wasserschüssel auf dem Boden. Eine Stunde lang wird aufgezeichnet, ab wann und wie häufig die Vögel bestimmte Positionen aufsuchen. Als Maß für den Erkundungstrieb gilt schnelles und häufiges Aufsuchen verschiedener Bereiche des Käfigs.

3. Angstlosigkeit: Die Tiere werden vom Experimentator auf den Rücken gelegt und für 5 Sekunden in dieser Position fixiert, indem er seine Finger auf die Brust des Vogels drückt. Bleibt der Vogel nicht auf dem Rücken liegen, wird der Vorgang bis zu 10 x wiederholt. Die Dauer des Verharrens in der Rückenlage wird als Maß für die Ängstlichkeit verwendet.

Die Tests werden nach etwa einem Monat wiederholt. Danach kommen die Vögel vorübergehend in eine Außenvoliere, bis sie im Alter von 1,5 – 2,5 Jahren erneut eingefangen und für 4 Wochen in Käfigen gehalten werden. Nach dieser erneuten Eingewöhnungsphase wird bei 128 Tieren in den nächsten Monaten zu unterschiedlichen Zeitpunkten Blut aus der Flügelvene genommen und verschiedene Hormone werden bestimmt. Der genaue Zeitraum, in dem die Blutuntersuchungen erfolgen, wird nicht genannt, mindestens jedoch 5 Monate. Was nach den Versuchen mit den Vögeln geschieht, wird nicht geschrieben.

Bereich: Verhaltensforschung, Hormonforschung

Originaltitel: Zebra finches bi-directionally selected for personality differ in repeatability of corticosterone and testosterone

Autoren: Sabine Kraus (1)*, Oliver Krüger (1), Anja Guenther (1,2)

Institute: (1) Verhaltensforschung, Fakultät für Biologie, Universität Bielefeld, Konsequenz 45, 33615 Bielefeld, (2) Max-Planck-Institut für Evolutionsbiologie, Plön

Zeitschrift: Hormones and Behavior 2020; 122: 104747

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5309

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom LANUV (Landesamt für Natur- und Verbraucherschutz, Nr. 81-02.04.2018.A188) genehmigt. Die männlichen, 8 Wochen alten Ratten (Zuchtlinie Wistar) werden an der Universität Bielefeld gezüchtet. Es erfolgt eine Einteilung in 4 Gruppen mit je 5 Tieren.

Unter Narkose wird bei allen Ratten die Schädelhaut 2 cm aufgeschnitten und mit einem Bohrer zwei 5 mm große Löcher gebohrt, so dass das Gehirn freiliegt. In die Löcher werden je nach Gruppe verschiedene Teststoffe gegeben. Eine Gruppe dient als Kontrolle, die Löcher bleiben unbehandelt. Bei allen Ratten werden die Hautwunden wieder verschlossen. Nach der Operation bekommen die Tiere Schmerzmittel und werden für 3 Tage einzeln gehalten. 30 Tage später werden sie in eine Box gesetzt und durch Einleiten von Kohlendioxid getötet. Der Bereich rund um die Löcher wird für weitere Untersuchungen entfernt.

Bereich: Biomaterialforschung, Knochenchirurgie, Zahnmedizin

Originaltitel: Spongostan leads to increased regeneration of a rat calvarial critical size defect compared to NanoBone and Actifuse

Autoren: Dirk Wähnert (1), Julian Koettnitz (1), Madlen Merten (2), Daniel Kronenberg (3), Richard Stange (3), Johannes F. W. Greiner (4), Christian Kaltschmidt (4), Thomas Vordemvenne (1), Barbara Kaltschmidt (2,4)*

Institute: (1) Evangelisches Klinikum Bethel, Klinik für Unfallchirurgie und Orthopädie, Universitätsklinikum OWL der Universität Bielefeld, Campus Bielefeld-Bethel, Burgsteig 13, 33617 Bielefeld, (2) Arbeitsgruppe Molekulare Neurobiologie, Fakultät für Biologie, Universität Bielefeld, Bielefeld, (3) Abteilung für Regenerative Muskuloskelettale Medizin, Institut für Muskuloskelettale Medizin, Universitätsklinikum Münster, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (4) Arbeitsgruppe Zellbiologie, Fakultät für Biologie, Universität Bielefeld, Bielefeld

Zeitschrift: Materials 2021; 14: 1961

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5308

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Regierungspräsidium Darmstadt (Nr. F123/1016 und F123/1068). Mäuse verschiedener Stämme werden von Charles River Laboratories bezogen. Von einigen der Tiere werden im Alter von 6-8 Wochen bestimmte Immunzellen aus dem Knochenmark des Oberschenkelknochens gewonnen. Nicht erwähnt, aber es ist davon auszugehen, dass die Tiere dafür getötet werden.

Von Mäusen, die aufgrund gentechnischer Veränderungen spontan Brustkrebs und Metastasen in Lunge sowie Lymphknoten entwickeln, werden auf nicht näher beschriebene Weise Krebszellen vom Primärtumor sowie aus den Metastasen der Lymphknoten gewonnen. Was danach mit diesen Tieren geschieht, wird nicht beschrieben.

Die gewonnenen Krebszellen werden 8-12 Wochen alten Mäusen in die linke Herzkammer gespritzt. Dabei erfolgt eine Einteilung in verschiedene Gruppen: Injektion von Primartumorzellen oder Metastasenzellen ohne Behandlung (Kontrollgruppen), Injektion der beiden Krebszellarten mit anschließender Immuntherapie, Krebszellinjektion mit anschließender Bestrahlung oder Injektion in Kombination mit Bestrahlung und Immuntherapie. 5 Wochen nach der Krebsinjektion erfolgt unter Narkose eine wöchentliche Untersuchung auf Metastasen anhand von Magnetresonanzaufnahmen des Kopfes sowie des Bauchraums. Zwei Wochen später wird ein Teil der Tiere 5 x innerhalb einer Woche unter Narkose einer Bestrahlung des Gehirns unterzogen. Einige dieser Tiere bekommen zusätzlich auf nicht näher beschriebene Weise im Abstand von drei Tagen verschiedene Immuntherapien, also Substanzen, die über den Eingriff in das Immunsystem das Tumorwachstum beeinflussen sollen. Ein Teil der Mäuse bekommen bereits eine Woche nach der Krebsinjektion alle 3-7 Tage nur Immuntherapie, keine Bestrahlung. Die Mäuse werden entweder 14 Tage nach Behandlungsbeginn (Kurzzeitversuche) auf nicht näher beschriebene Weise getötet oder sind Teil der Überlebensstudie. Dann werden sie so lange behandelt, bis sie Symptome von Gehirnmetastasen entwickeln oder die Metastasen eine Größe von 100 Quadratmillimeter erreichen. In manchen Versuchsgruppen sind alle Mäuse innerhalb von 50-56 Tagen tot, d.h. sie sterben an dem Tumor oder werden aufgrund der Tumorgröße auf nicht genannte Weise getötet. In einer Behandlungsgruppe überlebt ein Viertel der Mäuse 112 Tage. Für weitere Untersuchungen werden verschiedene Organe entnommen.

Finanziell unterstützt wurde die Arbeit vom Georg-Speyer-Haus, Bundesministerium für Gesundheit, Hessischen Ministerium für Wissenschaft und Kunst, LOEWE-Zentrum Frankfurt Cancer Institute (FCI), Deutsche Krebshilfe, Deutsche Forschungsgemeinschaft, Beug Stiftung für Metastasierungsforschung und der Dr. Bodo Sponholz-Stiftung.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: The immune suppressive microenvironment affects efficacy of radio-immunotherapy in brain metastasis

Autoren: Katja Niesel (1), Michael Schulz (1,2), Julian Anthes (1), Tijna Alekseeva (1), Jadranka Macas (3,4), Anna Salamero-Boix (1,2), Aylin Möckl (1), Timm Oberwahrenbrock (5,6), Marco Lolies (1), Stefan Stein (1), Karl H Plate (3,4,7), Yvonne Reiss (3,4,7), Franz Rödel (4,7,8), Lisa Sevenich (1,4,7)*

Institute: (1) Institut für Tumorbiologie und experimentelle Therapie, Georg-Speyer-Haus, Paul-Ehrlich-Str. 42-44, 60596 Frankfurt am Main, (2) Biowissenschaften, Fachbereich 15, Goethe Universität Frankfurt, Frankfurt am Main, (3) Neurologisches Institut (Edinger Institut), Universitätsklinikum Frankfurt, Goethe Universität Frankfurt, Frankfurt am Main, (4) Frankfurt Cancer Institute (FCI), Goethe Universität Frankfurt, Frankfurt am Main, (5) Fraunhofer-Institut für Translationale Medizin und Pharmakologie (ITMP), Frankfurt am Main, (6) Fraunhofer Cluster of Excellence Immune Mediated Diseases (CIMD), Frankfurt am Main, (7) Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung (DKTK), Standort Frankfurt/Mainz und Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (8) Klinik für Strahlentherapie und Onkologie, Goethe Universität Frankfurt, Frankfurt am Main

Zeitschrift: EMBO Molecular Medicine 2021; 13: e13412

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5307

Versuchsbeschreibung: Die Studie besteht aus drei Teilen, nämlich Versuche an zwei Rhesusaffen, einer unbekannten Anzahl an Mäusen und einem Kapuzineraffen. Nur die Versuche an den zwei Rhesusaffen (weiblich, 17 Jahre und männlich, 11 Jahre) finden in Frankfurt statt und werden vom Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt. Die Tiere stammen vom Deutschen Primatenzentrum, Göttingen, und Aventis Pharma Deutschland GmbH. Unter Narkose wird den Affen ein Bolzen am Kopf angeschraubt, der später zur Fixierung des Kopfes genutzt wird. Über Bohrlöchern im Schädeldach wird eine Box am Kopf fixiert, durch die Elektroden bis zu einer bestimmten Region des Gehirns vorgeschoben werden, mit denen Hirnsignale aufgezeichnet werden können. Im eigentlichen Versuchsaufbau, welcher vorher mit den Tieren trainiert wird, sollen die Tiere mit am Bolzen fixiertem Kopf Aufgaben an einem Monitor erledigen. Sobald dort ein roter Punkt erscheint, dürfen sie ihren Blick nicht abwenden und müssen so lange einen Hebel drücken, bis die Farbe zu grün wechselt. Ein Versuch wird abgebrochen, wenn der Affe vor dem Farbwechsel den Hebel loslässt oder seine Augen außerhalb des Fixationsfensters bewegt. Wird die Aufgabe korrekt ausgeführt, gibt es eine nicht näher beschriebene „Belohnung“. Üblicherweise werden die Affen, damit sie in den Versuchen kooperieren, außerhalb der Tests nur mit wenig Flüssigkeit versorgt. Zur „Belohnung“ gibt es dann die dringend benötigte Flüssigkeit. Im nächsten Schritt werden auf dem Monitor sich bewegende Balken gezeigt, während der Affe weiter auf den Punkt starren muss. Gleichzeitig werden über die in das Hirngewebe einer bestimmten Region eingelassenen Elektroden Hirnströme gemessen. Jeder Affe muss pro 4-stündiger Sitzung 700 – 1500 korrekte Versuche durchführen. Der Verbleib der Affen nach dem Versuch wird nicht beschrieben. Die Versuche mit einem 9 Jahre alten, männlichen Kapuzineraffen finden in Brasilien statt. Der Affe, der von IBAMA in Natal, Brasilien, stammt, wird der gleichen Operation wie die Rhesusaffen unterzogen und muss - bis auf das Drücken eines Hebels - die gleichen Aufgaben erledigen. Sein weiteres Schicksal wird nicht erwähnt.

Zusätzlich erfolgen Versuche mit männlichen und weiblichen, 2-4 Monate alten Mäusen in Oregon, in den USA. Die Tiere stammen vom Jackson Laboratory. Auch hier erfolgt über Elektroden im Gehirn eine Aufzeichnung der Hirnströme an den wachen, nicht betäubten Tieren, während sie am Kopf fixiert sind und auf einem kugelförmigen Laufband laufen müssen. Für nähere Beschreibungen zur Operation und Versuchsaufbau wird auf frühere Studien verwiesen. Eine Information zum Verbleib der Mäuse nach dem Versuch gibt es nicht.

Bereich: Hirnforschung

Originaltitel: A distinct class of bursting neurons with strong gamma synchronization and stimulus selectivity in monkey V1

Autoren: Irene Onorato (1,2), Sergio Neuenschwander (3,5), Jennifer Hoy (7), Bruss Lima (3), Katia-Simone Rocha (5), Ana Clara Broggini (1), Cem Uran (1), Georgios Spyropoulos (1,2), Johanna Klon-Lipok (1,3), Thilo Womelsdorf (6), Pascal Fries (1), Cristopher Niell (7), Wolf Singer (1,3,4), Martin Vinck (1,8)*

Institute: (1) Ernst Strüngmann Institute (ESI) for Neuroscience in Cooperation with Max Planck Society, Deutschordenstr. 46, 60528 Frankfurt, (2) International Max Planck Research School for Neural Circuits, Frankfurt am Main, (3) Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Frankfurt am Main, (4) Frankfurt Institute for Advanced Studies, Frankfurt am Main, (5) Brain Institute, Federal University of Rio Grande do Norte, Natal, Brasilien, (6) Vanderbilt University, Nashville, USA, (7) Institute of Neuroscience and Department of Biology, University of Oregon, Eugene, USA

Zeitschrift: Neuron 2020; 105: 1-18

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5306

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Regierungsbezirk Darmstadt (Nummer: FU_1072,24.08.2015). Verschiedene, teilweise gentechnisch veränderte Mäuselinien von TaconicArtemis GmbH (Köln) und Jackson Laboratory (Bar Harbor, USA) werden über mehrere Generationen miteinander verpaart, so dass ein Teil der weiblichen Nachkommen aufgrund ein bis mehrerer, verschiedener Gendefekte spontan Brustkrebs bekommt. Diese werden für den Versuch ausgewählt. Welche Tiere die gewünschten Gendefekte aufweisen, wird üblicherweise mit einer Blut- oder Gewebeprobe ermittelt. Wie diese gewonnen wird, ist nicht erwähnt.

Ab der 6. Lebenswoche werden die Nager in nicht beschriebenen Abständen auf Größe und Lokalisation von Brusttumoren und Metastasen hin untersucht. Spätestens beim Erreichen einer Tumorgröße von 1,5 cm werden die Tiere unter Narkose getötet und ausgeblutet. Die Tiere werden auf Lymphknotenmetastasen hin untersucht und das Volumen des Tumors wird bestimmt. Überlebende Mäuse werden im Alter von 20 Wochen unter Isofluran-Narkose durch Ausbluten getötet. Einige 20 Wochen alte Tiere werden getötet und auf Lungenmetastasen hin untersucht.

Diese Studie wurde finanziert von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und dem Else Kröner-Fresenius-Graduiertenkolleg.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: The consequences of soluble epoxide hydrolase deletion on tumorigenesis and metastasis in a mouse model of breast cancer

Autoren: Rushendhiran Kesavan (1), Timo Frömel (1), Sven Zukunft (1), Bernhard Brüne (2), Andreas Weigert (2), Ilka Wittig (3,4), Rüdiger Popp (1), Ingrid Fleming (1,4)*

Institute: (1) Institute for Vascular Signalling, Zentrum für Molekulare Medizin, Haus 25B, Theodor-Stern-Kai 7, 60590 Frankfurt am Main, (2) Institut für Biochemie 1, Fachbereich Medizin, Goethe-Universität Frankfurt, Frankfurt am Main, (3) Funktionelle Proteomics, Institut für Kardiovaskuläre Physiologie, Fachbereich Medizin, Goethe-Universität Frankfurt, Frankfurt am Main, (4) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Rhein-Main, 60590 Frankfurt

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2021; 22: 7120

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5305

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 722.3-1.1-002/13 vom Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei, Mecklenburg-Vorpommern genehmigt. Es werden 40 Mäuse verwendet, die Hälfte davon trägt eine genetische Mutation und produziert dadurch ein wichtiges Darm-Protein (NOD2) nicht. Die Mäuse werden ursprünglich von der Versuchstierzucht Jackson Laboratory, USA, bezogen und werden am Rudolf-Zenker-Institut für Experimentelle Chirurgie, Universitätsmedizin Rostock weiter gezüchtet. Zwei Tage vor Beginn der Versuche wird das Futter der Tiere auf flüssige Nahrung umgestellt. Die Tiere werden in Narkose gelegt, intubiert und künstlich beatmet. Der Bauch wird aufgeschnitten. Es werden die letzten ca. 40% (11 cm) vom Dünndarm abgeschnitten und die offenen Enden vom Dünn- und Dickdarm werden zusammengenäht. Ein Schmerzmittel wird unter die Haut gespritzt. Das Gewicht und der gesundheitliche Zustand der Mäuse werden täglich untersucht und Tiere, die in einem sehr schlechten Zustand sind (dauerhafte Verstopfung, massiver Durchfall oder Austrocknung) oder mehr als 30% ihres Körpergewichts verlieren, werden auf nicht genannte Weise getötet. 11 von 40 Mäusen sterben oder sie müssen wegen eines sehr schlechten Gesundheitszustand in den ersten 5 Tagen nach der Operation getötet werden. Fünf Tage nach der ersten OP werden die noch lebenden Mäuse erneut unter Narkose am Bauch operiert und zwei Katheter werden 2 cm entfernt vom Ort der Darmnaht in den Darm eingeführt. Eine Flüssigkeit wird durch den ersten Katheter in den Darm gepumpt, bis die Naht reißt. Die Tiere werden durch Genickbruch getötet und ihr Darm wird für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziell unterstützt.

Bereich: Gastroenterologie, Chirurgie, Genetik

Originaltitel: Ileocolonic healing after extended small bowel resection in mice: NOD2 deficiency impairs anastomotic healing and postoperative outcome

Autoren: Maria Witte (1)*, Johannes Reiner (2), Karen Bannert (2), Robert Jaster (2), Christian Maschmeier (2), Clemens Schafmayer (1), Georg Lamprecht (2), Peggy Berlin (2)

Institute: (1) Abteilung für Allgemein-, Viszeral-, Gefäß- und Transplantationschirurgie, Chirurgische Klinik und Poliklinik, Universitätsmedizin Rostock, Schillingallee 35, 18057 Rostock, (2) Abteilung für Gastroenterologie, Endokrinologie und Stoffwechselkrankheiten, Zentrum für Innere Medizin, Universitätsmedizin Rostock

Zeitschrift: Inflammatory Bowel Diseases 2021; doi: 10.1093/ibd/izab022

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5304

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer M-V7221.3-1-053-15 vom Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) genehmigt. Es werden 61 Schweine (Ferkel) im Alter von 4 Wochen der Rasse Deutsche Landrasse verwendet. Die Herkunft der Tiere wird nicht genannt. Die Tiere werden einzeln gehalten und in 6 Testgruppen á 7-14 Tiere eingeteilt. Über 5 Wochen bekommen die Tiere Futter mit unterschiedlichem Phosphor- und Kalziumgehalt. Wöchentlich werden das Gewicht der Schweine und die aufgenommene Futtermenge bestimmt. Am Tag 63 werden Blutproben aus einer Vene am Halsansatz entnommen. Am Tag 64 werden die Schweine durch Elektrobetäubung betäubt und durch Ausblutung getötet, die Oberschenkelknochen werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde vom Leibniz-WissenschaftsCampus Phosphorforschung Rostock finanziell unterstützt.

Bereich: Tierernährung, Nutztierwissenschaften

Originaltitel: Effects of excessive or restricted phosphorus and calcium intake during early life on markers of bone architecture and composition in pigs

Autoren: Christian Gerlinger (1,2), Michael Oster (2), Henry Reyer (2), Christian Polley (3,4), Brigitte Vollmar (3), Eduard Muráni (2), Klaus Wimmers (2,5), Petra Wolf (1)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Ernährungsphysiologie und Tierernährung, Universität Rostock, Justus-von-Liebig-Weg 8, 18059 Rostock, (2) Leibniz-Institut für Nutztierbiologie (FBN), Dummerstorf, (3) Rudolf-Zenker-Instituts für Experimentelle Chirurgie, Universität Rostock, Rostock, (4) Lehrstuhl für Mikrofluidik, Universität Rostock, Rostock, (5) Agrar- und umweltwissenschaftliche Fakultät, Universität Rostock, Rostock

Zeitschrift: Journal of Animal Physiology and Animal Nutrition 2020; doi: 10.1111/jpn.13286

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5303

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 33.9-42502-04-13/1134, 28.05.2013 vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit genehmigt. Da kein Autor einer Einrichtung in Niedersachsen angehört, ist es unklar, wo die Versuche durchgeführt werden. Es werden 6 männliche Ratten im Alter von 6 Wochen verwendet. Die Tiere werden von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, bezogen. Über 21 Tage bekommen drei Tiere herkömmliches Futter und die andere drei bekommen eine Futtermischung mit einem höheren Gehalt an EPA und DHA Omega-3-Fettsäuren. Nach 21 Tagen werden die Ratten betäubt und mit einem Stich ins Herz getötet, Blutproben werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) und vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) finanziell unterstützt.

Bereich: Ernährungswissenschaft

Originaltitel: Targeting esterified oxylipins by LC–MS - Effect of sample preparation on oxylipin pattern

Autoren: Annika I. Ostermann (1), Elisabeth Koch (1), Katharina M. Rund (1), Laura Kutzner (1), Malwina Mainka (1), Nils Helge Schebb (1)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Lebensmittelchemie, Bergische Universität Wuppertal, Gaußstr. 20, 42119 Wuppertal

Zeitschrift: Prostaglandins & Other Lipid Mediators 2020; 146: 106384

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5302

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer V54 – 19 c 20/15 – FU8/22 vom Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt. Es werden 48 weibliche Mäuse im Alter von 3 Wochen verwendet. Die Mäuse werden von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, bezogen. Über 28 Tage bekommt die Hälfte der Tiere Futter mit einem hohen Gehalt an Omega-6-Fettsäuren und die andere Hälfte bekommt wenig Omega-6-Fettsäuren. Die beiden Gruppen werden in je drei Untergruppen zu 8 Tieren unterteilt: eine bekommt keine Omega-3-Fettsäuren, die zweite und die dritten Untergruppen bekommen zusätzlich die Omega-3-Fettsäuren EPA oder DHA. Nach 28 Tagen werden die Mäuse mittels Genickbruch getötet und geköpft, Blutproben, die Leber und andere Organe werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) finanziell unterstützt.

Bereich: Ernährungswissenschaft

Originaltitel: Effect of dietary EPA and DHA on murine blood and liver fatty acid profile and liver oxylipin pattern depending on high and low dietary n6-PUFA

Autoren: Laura Kutzner (1), Carsten Esselun (2), Nicole Franke (2), Kirsten Schoenfeld (1), Gunter P. Eckert (2), Nils Helge Schebb (1)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Lebensmittelchemie, Bergische Universität Wuppertal, Gaussstr. 20, 42119 Wuppertal, (2) Institut für Ernährungswissenschaft, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen

Zeitschrift: Food & Function 2020; 11: 9177

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5301

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird unter der Nummer TVV 32/15 von der Genehmigungsbehörde in Leipzig genehmigt. Es handelt sich um 10 Shetland-Ponys in einem Alter von durchschnittlich 6 Jahren und um 9 Warmblüter mit einem durchschnittlichen Alter von 10 Jahren. Die Tiere stammen aus dem Institut für Tierernährung, Ernährungsschäden und Diätetik der Universität Leipzig, wo die Studie auch durchgeführt wird.

Vor der Studie werden alle Tiere als nicht übergewichtig und hinsichtlich ihres Stoffwechsels als gesund beschrieben. Sie werden in Einzelboxen gehalten und haben etwa 5 Stunden täglich Zugang zu einem Trockenplatz. Die Tiere werden über 2 Jahre lang mit einem hyperkalorischen Futter gefüttert, d.h., es wird mehr Energie zugeführt als verbraucht wird. Dadurch nehmen die Tiere an Gewicht zu. Am Ende des Versuches haben die Ponys durchschnittlich knapp 30% an Gewicht zugenommen und die Pferde etwa 17%.

Den Ponys und Pferden wird einmal vor dem Beginn des Futterwechsels und dann zu 6 verschiedenen Zeitpunkten während der Periode ihrer Gewichtzunahme Blut aus einer Vene am Hals abgenommen. Es werden unter anderem die Blutkonzentrationen der Vitamine A und E bestimmt. Sie werden wöchentlich gewogen und das Fett an ihrem Nacken und ihr körperlicher Zustand werden ebenfalls wöchentlich bewertet. Im letzten Drittel des Versuches entwickeln ein Pony und ein Pferd die entzündliche Krankheit Hufrehe und sie werden mit Schmerzmedikation behandelt. Was nach der Studie mit den Tieren geschieht, wird nicht erwähnt.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Tierernährung, Tiermedizin, Übergewichtsforschung

Originaltitel: Alterations of serum vitamin E and vitamin A concentrations of ponies and horses during experimentally induced obesity

Autoren: Carola Schedlbauer (1), Dominique Blaue (1), Jens Raila (2), Ingrid Vervuert (1)*

Institute: (1) Institut für Tierernährung, Ernährungsschäden und Diätetik, Universität Leipzig, An den Tierkliniken 9, 04103 Leipzig, (2) Institut für Ernährungswissenschaft, Universität Potsdam, Nuthetal

Zeitschrift: Animal Physiology and Animal Nutrition 2020; 104(5): 1501-1508

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5300

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Genehmigungsbehörde des Landes Niedersachsen unter der Nummer 33.12-42502-04-15/1834 genehmigt. Es werden für die Versuche 13 Warmblüter, ein Traber und ein Quarter Horse verwendet, die im Durchschnitt 6,2 Jahre alt sind. Laut den Autoren sind die meisten der Pferde aufgrund von chronischen orthopädischen Krankheiten für eine Euthanasie vorgesehen, ansonsten sind sie jedoch gesund.

Die Tiere werden in Narkose gelegt und in Rückenlage gebracht. Der Bauch wird mittig aufgeschnitten und ein 20 cm langes Stück Dünndarm entnommen. Anschließend werden mittels eines Bandes die Darmschlingen und das dazugehörige Mesenterium (die Aufhängung des Darmes) abgebunden, sodass der Blutfluss auf 10% des Ausgangswertes reduziert wird. Dieser Zustand wird für 90 Minuten aufrechterhalten und anschließend wird ein weiteres Stück Darm entnommen. Danach wird das Band durchtrennt und für eine halbe Stunde kann wieder Blut in den Darmabschnitt fließen. Auch am Ende dieser Phase des Versuches wird erneut ein Stück Darm zur Untersuchung entnommen.

Die Tiere sind in drei Gruppen zu je 5 Pferden eingeteilt. Bei einer Gruppe wird der Darm auch schon vor der 90-minütigen Minderdurchblutung insgesamt dreimal für 2 Minuten abgebunden und für 2 Minuten wieder durchblutet. Eine andere Gruppe erhält vor der Phase der Minderdurchblutung das Beruhigungsmittel Dexmedetomidin und die dritte Gruppe dient als Kontrolle und bekommt keine zusätzliche Behandlung. Den Tieren wird, während sie noch in Narkose liegen, eine Überdosis des Schlafmittels Pentobarbital gegeben, wodurch sie getötet werden. Die Körper der Pferde werden für den Anatomieunterricht verwendet.

Die Studie wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Tiermedizin

Originaltitel: Ischaemic preconditioning and pharmacological preconditioning with dexmedetomidine in an equine model of small intestinal ischaemia-reperfusion

Autoren: Kathrin S. König (1), Nicole Verhaar (1), Klaus Hopster (1), Christiane Pfarrer (2), Stephan Neudeck (1), Karl Rohn (3), Sabine B. R. Kästner (1,4)*

Institute: (1) Klinik für Pferde, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 9, Gebäude 282, 30559 Hannover, (2) Anatomisches Institut, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (3) Institut für Biometrie, Epidemiologie und Informationsverarbeitung, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (4) Klinik für Kleintiere, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover

Zeitschrift: PLOS ONE 2020; 15(4): e0224720

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5299

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Mittelfranken, Ansbach, unter der Nummer AZ: 54-2532.1-02/13 und 54-2532.1-42/13 genehmigt. Die 12 Wochen alten männlichen Gerbils stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories in Sulzfeld. Die Tiere werden in zwei Gruppen eingeteilt. Gruppe 1 besteht aus 11 Tieren und wird über einen Zeitraum von zwei Wochen einem konstanten Geräusch ausgesetzt, in dem alle Tonhöhen enthalten sind. Gruppe 2 besteht aus 14 Tieren, die über zwei Wochen einem ähnlichen Tonspektrum, dem jedoch bestimmte Tonhöhen fehlen, ausgesetzt werden. Die Lautstärke der Geräusche beträgt 50 Dezibel, was in etwa der Lautstärke einer normalen Unterhaltung entspricht.

Das Gehör der Tiere wird vor und unmittelbar nach der Dauerbeschallung vermessen. Dazu werden die Tiere unter Narkose verschiedenen Tonhöhen in unterschiedlichen Lautstärken von 0 bis 90 Dezibel ausgesetzt. Die Reaktion auf die Töne wird vermessen, indem drei Elektroden unter der Haut im Bereich von Ohr, Stirn und Rücken der Tiere platziert werden. Zusätzlich wird bei 15 der Gerbils vor der Dauerbeschallung, direkt danach, sowie ein und zwei Wochen danach untersucht, ob sie Anzeichen für einen Tinnitus aufweisen. Dazu werden die Tiere in eine enge Plexiglasröhre vor zwei Lautsprechern gesperrt. Die Tiere werden so für bis zu 30 Minuten mit einem Hintergrundgeräusch von 60 Dezibel beschallt, welches durch verschiedene Testgeräusche in einer Lautstärke von 115 Dezibel (entspricht in etwa der Lautstärke einer Rockband) und kurze Pausen in der Beschallung unterbrochen wird. Durch die Messung der Schreckreflexe der Tiere als Reaktion auf die lauten Geräusche werden Rückschlüsse auf das Vorliegen eines Tinnitus gezogen. Bei den Tieren der Gruppe 1 werden bei einem von vier Tieren Anzeichen eines Tinnitus beobachtet, bei Gruppe 2 bei 10 von 11 Tieren. Bei 6 der Tiere besteht der Tinnitus auch noch zwei Wochen nach Ende der Dauerbeschallung. Das weitere Schicksal der Tiere ist nicht bekannt.

Die Autoren weisen darauf hin, dass die in der Publikation vorgestellte Arbeit ähnlich ist wie Ohrstöpsel-Experimente, die bereits an freiwilligen menschlichen Probanden stattgefunden haben. Die Unterschiede in diesen Ergebnissen werden u.a. mit unterschiedlicher neuronaler Verarbeitung bei Menschen und Nagern erklärt. Zudem ist die Plausibilität des zu untersuchenden Prinzips bereits durch Computermodelle gezeigt worden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hörforschung

Originaltitel: Simulated transient hearing loss improves auditory sensitivity

Autoren: Patrick Krauss (1,2,3,4)*, Konstantin Tziridis (1)

Institute: (1) Experimentelle HNO-Heilkunde / Neurowissenschaftliches Labor, Universitätsklinikum Erlangen, Waldstraße 1, 91054 Erlangen, (2) Arbeitsgruppe Kognitive und Theoretische Neurowissenschaft, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (3) Lehrstuhl für Mustererkennung, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (4) Department of Otolaryngology, University Medical Center Groningen, Groningen, Niederlande

Zeitschrift: Scientific Reports 2021; 11: 14791

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5298

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer AZ 84–02.04.2015.A507 genehmigt. Mäuse des Inzuchtstammes BALB/c werden von Janvier (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich) bezogen. Die Gerbils stammen von den Versuchstierzuchten Janvier (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich) und Charles River (Charles River Laboratories, Inc., Wilmington, USA). Die Versuche werden am Institut für Medizinische Mikrobiologie, Immunologie und Parasitologie des Universitätsklinikum Bonn durchgeführt. Die sieben bis acht Wochen alten weiblichen Mäuse und sieben bis zehn Wochen alten weiblichen Gerbils werden durch den Biss von tropischen Ratten-Milben (Ornithonyssus bacoti), welche die Larven des Wurmes Litomosoides sigmodontis enthalten, mit dem Parasiten infiziert. Der Zustand der Tiere wird wöchentlich kontrolliert, dabei wird ein Gewichtsverlust von unter 10 % beobachtet. Ein Teil der Tiere weist Wunden auf, die auf territoriale Kämpfe der in Gruppen in Käfigen gehaltenen Tiere zurückgeführt werden.

Die mit dem Parasiten infizierten Mäuse werden in verschiedene Gruppen unterteilt. Einem Teil der Mäuse wird die Testsubstanz in unterschiedlichen Konzentrationen durch Injektion in die Bauchhöhle verabreicht. Einige Tiere erhalten keine Testsubstanz und dienen als Kontrolle. Die Injektionen in die Bauchhöhle erfolgen täglich für 7, 10 oder 14 Tage. Einem anderen Teil der Mäuse wird die Testsubstanz über einen Zeitraum von 14 Tagen täglich oral (mit einer Schlundsonde) verabreicht. Alle Mäuse werden 35 Tage nach der Infektion mit einer Überdosis des Narkosemittels Isofluran getötet, um die Würmer zu entnehmen, zu zählen und zu charakterisieren.

Die mit dem Parasiten infizierten Gerbils werden 11 Wochen nach der Infektion in verschiedene Gruppen aufgeteilt. Ein Teil der Tiere erhält über einen Zeitraum von 7 bis 14 Tagen verschiedene Konzentrationen der Testsubstanz in die Bauchhöhle injiziert, bei manchen Tieren einmal täglich, bei manchen zweimal täglich. Einige Tiere erhalten zusätzlich einen Wirkstoff, der täglich oral verabreicht wird. Allen Tieren wird ab der 10. Woche nach der Infektion alle 14 Tage Blut aus einer Beinvene entnommen, um die Vermehrung der Würmer über die im Blut enthaltenen Larven des Wurmes zu verfolgen. Die Gerbils werden 16 bis 18 Wochen nach Beginn der Verabreichung der Testsubstanz mit einer Überdosis des Narkosemittels Isofluran getötet. Die Brusthöhle der Tiere wird geöffnet, um die ausgewachsenen Würmer zu entnehmen, zu zählen und zu charakterisieren. Dabei werden bis zu 120 erwachsene Würmer gefunden, die bis zu 6,5 cm lang sein können.

Die Arbeiten wurden durch das Deutsche Zentrum für Infektionsforschung (DZIF) und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Parasitologie, Infektionsforschung

Originaltitel: Corallopyronin A for short-course antiwolbachial, macrofilaricidal treatment of filarial infections

Autoren: Andrea Schiefer (1,2), Marc P. Hübner (1,2), Anna Krome (1,2,3), Christine Lämmer (1), Alexandra Ehrens (1), Tilman Aden (1), Marianne Koschel (1), Helene Neufeld (1), Lillibeth Chaverra-Muñoz (4), Rolf Jansen (4,5), Stefan Kehraus (6), Gabriele M. König (2,6), Domen Pogorevc (7), Rolf Müller (5,7), Marc Stadler (4,5), Stephan Hüttel (4,5), Thomas Hesterkamp (8), Karl Wagner (3), Kenneth Pfarr (1,2)*, Achim Hoerauf (1,2)

Institute: (1) Institut für Medizinische Mikrobiologie, Immunologie und Parasitologie, Universitätsklinikum Bonn, Venusberg - Campus 1, 53127 Bonn, (2) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Standort Bonn - Köln, Bonn, (3) Pharmazeutische Technologie und Biopharmazie, Rheinische Friedrich-Wilhelms-Universität Bonn, Bonn, (4) Arbeitsgruppe Mikrobielle Naturstoffe, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (5) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Standort Hannover – Braunschweig, (6) Institut für Pharmazeutische Biologie, Rheinische Friedrich-Wilhelms-Universität Bonn, Bonn, (7) Arbeitsgruppe Mikrobielle Naturstoffe, Helmholtz-Institut für Pharmazeutische Forschung Saarland, Saarbrücken, (8) Translational Project Management Office (TPMO), Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF),Braunschweig

Zeitschrift: PLOS Neglected Tropical Diseases 2020; 14(12): e0008930

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5297

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Köln unter der Nummer AZ 84–02.04.2015.A507 genehmigt. Die Gerbils stammen aus der Versuchstierzucht Janvier (Saint-Berthevin, Frankreich). Die Versuche werden am Institut für Medizinische Mikrobiologie, Immunologie und Parasitologie des Universitätsklinikum Bonn durchgeführt. Mindestens 76 sechs bis acht Wochen alte weibliche Gerbils werden durch den Biss von tropischen Ratten-Milben (Ornithonyssus bacoti), welche die Larven des Wurmes Litomosoides sigmodontis enthalten, mit dem Parasiten infiziert. Die durch die Milbe übertragenen Larven wandern durch die Lymph- und Blutgefäße der Gerbils in den Brustraum der Tiere. Dort vermehren sich die ausgewachsenen Würmer, die bis zu 6,5 cm lang werden können. 13 oder 16 Wochen nach der Infektion werden die Tiere in verschiedene Gruppen unterteilt, die entweder keine Behandlung erhalten, über 14 Tage alle zwei Tage die Kontrollsubstanz Doxorubicin oder über einen Zeitraum von 4 bis 7 Tagen täglich eine der beiden Testsubstanzen CBR417 oder CBR490 per Schlundsonde verabreicht bekommen. Es werden mehrfach Blutproben aus einer Beinvene entnommen, um die Vermehrung der Parasiten über die im Blut enthaltenen Larven zu beobachten. 18 oder 16 Wochen nach Beginn der Behandlung werden die Gerbils durch eine Überdosis des Narkosemittels Isofluran getötet, die Brusthöhle der Tiere wird geöffnet und die bis zu mehreren Zentimeter langen Würmer entnommen, um sie zu zählen und zu charakterisieren.

Parallel zu den Arbeiten in Köln werden an der University of California (San Francisco, USA) Versuche mit mindestens 29 Gerbils durchgeführt. Die männlichen ungefähr sechs Wochen alten Gerbils stammen von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Wilmington, USA). Die Tiere werden mit dem Wurm Brugia pahangi infiziert, indem ihnen jeweils 200 Larven des Wurmes in die Bauchhöhle injiziert werden. 23 Wochen danach werden die Tiere in Gruppen aufgeteilt, welche über einen Zeitraum von einer Woche mit den Testsubstanzen in verschiedenen Konzentrationen behandelt werden. Sechs Tiere dienen als Kontrollgruppe und erhalten keine Testsubstanz. 17 Wochen nach Beginn der Behandlung werden die Gerbils auf nicht genannte Weise getötet, um die erwachsenen Würmer aus der Bauchhöhle zu entnehmen, zu zählen und zu charakterisieren.

Die Arbeiten wurden durch die Bill & Melinda Gates Foundation sowie der Jürgen Manchot Stiftung gefördert.

Bereich: Parasitologie, Infektionsforschung

Originaltitel: Short-course quinazoline drug treatments are effective in the Litomosoides sigmodontis and Brugia pahangi jird models

Autoren: Marc P. Hübner (1)*, Emma Gunderson (2), Ian Vogel (2), Christina A. Bulman (2), K.C. Lim (2), Marianne Koschel (1), Alexandra Ehrens (1), Stefan J. Frohberger (1), Martina Fendler (1), Nancy Tricoche (3), Denis Voronin (3), Andrew Steven (4), Victor Chi (5), Malina A. Bakowski (5), Ashley K. Woods (5), H. Michael Petrassi (5), Case W. McNamara (5), Brenda Beerntsen (6), Laura Chappell (7), William Sullivan (7), Mark J. Taylor (4), Joseph D. Turner (4), Achim Hoerauf (1), Sara Lustigman (3), Judy A. Sakanari (2)

Institute: (1) Institut für Medizinische Mikrobiologie, Immunologie und Parasitologie, Universitätsklinikum Bonn, Venusberg - Campus 1, 53127 Bonn, (2) Department of Pharmaceutical Chemistry, University of California San Francisco, San Francisco, USA, (3) Laboratory of Molecular Parasitology, Lindsley F. Kimball Research Institute, New York Blood Center, New York, USA, (4) Centre for Drugs and Diagnostics, Department of Tropical Disease Biology, Liverpool School of Tropical Medicine, Liverpool, Großbritannien, (5) Calibr, a Division of The Scripps Research Institute, La Jolla, USA, (6) Veterinary Pathobiology, University of Missouri-Columbia, Columbia, USA, (7) Department of Molecular, Cell and Developmental Biology, University of California, Santa Cruz, USA

Zeitschrift: IJP: Drugs and Drug Resistance 2020; 12: 18–27

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5296

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird unter den Nummern 02-029/14 und 02-135/13 von einer Behörde des Landes Thüringen genehmigt. Es werden Schafe in einem Alter zwischen 2 und 4 Jahren und mit einem durchschnittlichen Gewicht von etwa 65 kg verwendet. Bei 32 Tieren wird unter Narkose ein Schnitt von 3 bis 4 Zentimetern Länge über dem rechten Knie gemacht und es werden mit einer Stanze zwei Löcher im Oberschenkelknochen im Bereich des Kniegelenkes erzeugt. Diese haben einen Durchmesser von 7 Millimetern und eine Tiefe von 10 Millimetern. Bei der Hälfte der Tiere werden diese Defekte mit dem ausgestanzten körpereigenen Knorpel-Knochen-Gewebe wieder aufgefüllt und bei der anderen Hälfte werden sie leer gelassen. Anschließend wird alles wieder zugenäht und die Schafe bekommen für eine Woche einen Verband zur Ruhigstellung. Die Tiere werden nach dem Eingriff hinsichtlich ihrer Beeinträchtigung beim Gehen und Stehen untersucht. 2 Tiere erhalten nach 6 Wochen eine Röntgenuntersuchung. Die Schafe werden nach 6 oder 12 Monaten durch eine Überdosis des Schlafmittels Pentobarbital getötet.

Bei weiteren 4 Schafen werden außerdem Defekte im Kniegelenk erzeugt, um die chirurgische Technik zu üben und um zusätzlich bildgebende Untersuchungen und Gewebeuntersuchungen durchzuführen. Diese Tiere werden nach 6 Wochen auf oben beschriebene Weise getötet.

8 Tiere erhalten außerdem eine sogenannte Scheinoperation, wobei das Prozedere das gleiche ist, bei den Tieren jedoch keine Defekte im Kniegelenk erzeugt werden. Die Studie wurde durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Open-Access-Publikationsfonds der Medizinischen Hochschule Hannover (MHH) gefördert.

Bereich: Knochenchirurgie, Wiederherstellungschirurgie

Originaltitel: Systematic postoperative assessment of a minimally-invasive sheep model for the treatment of osteochondral defects

Autoren: Long Xin (1,2), Joerg Mika (1), Victoria Horbert (1), Sabine Bischoff (3), Harald Schubert (3), Juliane Borowski (1), Stefan Maenz (4), René Huber (5), André Sachse (6), Bernhard Illerhaus (7), Raimund W. Kinne (1)*

Institute: (1) Arbeitsgruppe Experimentelle Rheumatologie, Abteilung für Orthopädie, Universitätsklinikum Jena, Waldkliniken Eisenberg GmbH, Klosterlausnitzer Straße 81, 07607 Eisenberg, (2) Department of Orthopedics, Tongde Hospital of Zhejiang Province, Hangzhou, China, (3) Institut für Versuchstierkunde und Tierschutz, Universitätsklinikum Jena, Jena, (4) Lehrstuhl für Materialwissenschaft, Otto Schott Institut für Materialforschung, Friedrich-Schiller-Universität, Jena, (5) Institut für Klinische Chemie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (6) Abteilung für Orthopädie, Universitätsklinikum Jena, Waldkliniken Eisenberg GmbH, Eisenberg, (7) Bundesanstalt für Materialforschung und -Prüfung (BAM), Berlin

Zeitschrift: Life 2020; 10(12): 332

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5295

Versuchsbeschreibung: Für die Genehmigung der Experimente werden die Landesdirektion Leipzig (Nr. TVV 30/11) und das Bundeslandes Sachsen (Nr. TVV44/13) angegeben. Für die Studie werden weibliche Merinoschafe mit einem Durchschnittsgewicht von 65 kg benutzt, die zum Zeitpunkt der Operation 2 Jahre alt sind. Die Tiere werden in Narkose gelegt. Im Bereich der Lendenwirbelsäule wird durch ein kleines Loch mit Instrumenten (minimal-invasive Chirurgie) ein Teil der Bandscheiben entfernt, um dadurch eine Schädigung der Bandscheibe und damit eine Degeneration, auszulösen. Während der Operation werden den Tieren außerdem Zellen aus dem Unterhautfettgewebe im Bereich des Kreuzbeins sowie Blut entnommen, um Stammzellen zu erhalten.

Nach 6 Wochen werden in einem zweiten Eingriff die nun geschädigten Bandscheiben der Tiere mit einem Ersatzmaterial aus von Rindern stammenden Kollagen (ein Bestandteil des Bindegewebes), das zusätzlich die vom Fettgewebe abgeleiteten Stammzellen enthält, behandelt. Dafür werden die Tiere erneut in Narkose gelegt, es werden Röntgenaufnahmen gemacht und mit einer Punktionsnadel wird das Ersatzmaterial in die Mitte der Bandscheiben eingebracht. Die Tiere werden nach der Operation eine Woche lang in einem Innengehege beobachtet und dürfen danach regelmäßig nach draußen und sich uneingeschränkt bewegen. Je 9 Schafe werden 6 und 12 Monate nach dem zweiten Eingriff auf nicht genannte Weise getötet. Die Lendenwirbelsäule wird entnommen und untersucht.

Die Studie wurde gefördert durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung, das Programm RISE (Research Internships in Science and Engeneering) des DAAD (Deutscher Akademischer Austauschdienst e.V.) und durch das Whitaker Biomedical Engineering Research Fellowship.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Wiederherstellungschirurgie, Regenerationsforschung

Originaltitel: Intervertebral disc regeneration injection of a cell-loaded collagen hydrogel in a sheep model

Autoren: Andrea Friedmann (1), Andre Baertel (2), Christine Schmitt (1,3), Christopher Ludtka (4), Javorina Milosevic (5), Hans-Joerg Meisel (6), Felix Göhre (6,7), Stefan Schwan (1)*

Institute: (1) Geschäftsfeld biologische und makromolekulare Materialien, Fraunhofer-Institut für Mikrostruktur von Werkstoffen und Systemen IMWS, Walter-Hülse-Str. 1, 06120 Halle, (2) Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig, 04103 Leipzig, (3) Department für Orthopädie, Unfall- und Wiederherstellungschirurgie, Martin-Luther-Universität, Halle-Wittenberg, Halle, (4) Department of Biomedical Engineering, University of Florida, Gainesville, USA, (5) SpinPlant GmbH, Halle, (6) Klinik für Neurochirurgie, BG Klinikum Bergmannstrost, Halle, (7) Department of Neurosurgery, University of Helsinki and Helsinki University Hospital, Helsinki, Finnland

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2021; 22(8): 4248

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5294

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 87-51.04.2011A025/01 genehmigt. Es werden genetisch veränderte Mäuse verwendet, denen bestimmte Botenstoffe (Interleukine) zur Regulation des Immunsystems, oder weiße Blutkörperchen die bei der Immunantwort auf eine Parasiteninfektion eine wichtige Rolle spielen (Eosinophile) fehlen. Daneben werden auch Mäuse ohne diese genetische Veränderung verwendet. Ursprünglich stammen die Tiere von Janvier (Le Genest-St.-Isle, Frankreich), Charles River (Erkrath, Deutschland), The Jackson Laboratory (Bar Harbor, USA) und dem Stem Cell & Gene Targeting Laboratory (Canberra, Australien). Die Tiere werden im Haus für Experimentelle Therapie des Universitätsklinikum Bonn gezüchtet. Die Versuche werden am Institut für Medizinische Mikrobiologie, Immunologie und Parasitologie des Universitätsklinikums Bonn durchgeführt.

Die 6 bis 8 Wochen alten Tiere werden durch den Biss von tropischen Ratten-Milben (Ornithonyssus bacoti), welche die Larven des Wurmes Litomosoides sigmodontis enthalten, mit dem Parasiten infiziert. Die durch die Milbe übertragenen Larven wandern durch die Lymph- und Blutgefäße der Mäuse und durch die Lungen in den Brustraum der Tiere. Dort vermehren sich die bis zu 6,5 cm langen erwachsenen Würmer. Ab dem 49. Tag nach der Infektion wird den Mäusen wöchentlich Blut aus der Gesichtsvene entnommen, um die Vermehrung der Würmer anhand der Anzahl der im Blut befindlichen Larven zu verfolgen. Die Tiere werden in 2 Gruppen eingeteilt, in jeder Gruppe befinden sich genetisch veränderte Tiere und genetisch unveränderte „Wildtyp“ Mäuse. Die Tiere der Gruppe 1 werden 71 Tage nach der Infektion durch eine Überdosis des Narkosemittels Isofluran getötet, die Tiere der 2. Gruppe 119 Tage nach der Infektion. Die erwachsenen Würmer werden aus der Brust- und Bauchhöhle der Mäuse entnommen, gezählt und charakterisiert.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Kommission, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Universitätsklinikum Bonn, und die Marie-Sk?odowska-Curie-Maßnahmen der Europäischen Union gefördert.

Einer der Autoren erhielt ein Stipendium der Alexander von Humboldt Stiftung, ein weiterer wurde durch die Jürgen Manchot Stiftung gefördert.

Bereich: Parasitologie, Infektionsforschung, Immunologie

Originaltitel: Susceptibility to L. sigmodontis infection is highest in animals lacking IL-4R/IL-5 compared to single knockouts of IL-4R, IL-5 or eosinophils

Autoren: Stefan J. Frohberger (1), Jesuthas Ajendra (1), Jayagopi Surendar (1), Wiebke Stamminger (1), Alexandra Ehrens (1), Benedikt C. Buerfent (1, 2), Katrin Gentil (1,3), Achim Hoerauf (1,4), Marc P. Hübner (1)*

Institute: (1) Institut für Medizinische Mikrobiologie, Immunologie und Parasitologie, Universitätsklinikum Bonn, Venusberg - Campus 1, 53127 Bonn, (2) Zentrum für Humangenetik, Universitätsklinikum Marburg, Marburg, (3) Institut für Medizinische Mikrobiologie, Justus-Liebig-Universität Giessen, Giessen, (4) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Standort Bonn - Köln, Bonn

Zeitschrift: Parasites & Vectors 2019; 12: 248

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5293

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales Berlin genehmigt. Die 12 Kaninchen der Rasse Weiße Neuseelandkaninchen stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories in Sulzfeld. Im Vorfeld der Versuche werden bei vier weiteren Kaninchen Tumore herangezüchtet. Dazu werden den Tieren Krebszellen in einen Hinterbeinmuskel injiziert. Nachdem sich aus diesen Zellen Tumore gebildet haben, werden die Tiere auf nicht näher beschriebene Weise getötet und die Tumore entnommen. Den 12 in den Versuch eingeschlossenen Kaninchen werden unter Narkose nach Eröffnung der Bauchhöhle Stücke dieser Tumore in den linken Leberlappen eingepflanzt. Nachdem die Tumore auf 1 bis 2 cm Größe herangewachsen sind, wird unter Narkose die Bauchhöhle wieder geöffnet und der Tumor mittels Radiofrequenz Ablation (RFA) zerstört. Dazu wird eine nadelförmige Elektrode in den Tumor eingeführt und ein hochfrequenter elektrischer Strom angelegt, welcher das Tumorgewebe durch Erhitzen abtötet. Im Anschluss an die Radiofrequenz Ablation werden die Tiere in 4 Gruppen unterteilt. Diese Gruppen von je drei Kaninchen werden zu verschiedenen Zeitpunkten (nach einem Tag, nach einer Woche, nach zwei Wochen und nach drei Wochen) zur Testung eines Kontrastmittels für die Magnetresonanztomographie (MRI) eingesetzt. Dazu werden die Tiere zunächst vor und nach Injektion einer Kontrollsubstanz in die Ohrvene mittels MRI in Bauchlage untersucht. Am nächsten Tag erfolgt die Injektion des zu testenden Kontrastmittels in die Ohrvene und die Tiere werden wiederum mittels MRI untersucht. Anschließend werden die Tiere durch Natrium-Pentobarbital getötet, um ihre Lebern zu entnehmen und feingeweblich zu untersuchen.

Diese Arbeit wurde von der Deutsch-Israelischen Stiftung für Wissenschaftliche Forschung und Entwicklung (GIF) und der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) unterstützt.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Krebsforschung

Originaltitel: Elastin-specific MRI of extracellular matrix-remodelling following hepatic radiofrequency-ablation in a VX2 liver tumor model

Autoren: Federico Collettini (1,9), Carolin Reimann (1,2), Julia Brangsch (1,2)*, Julius Chapiro (3), Lynn Jeanette Savic (1,3,9), David C. Onthank (4), Simon P. Robinson (4), Uwe Karst (5), Rebecca Buchholz (5), Sarah Keller (1), Bernd Hamm (1), S. Nahum Goldberg (6), Marcus R. Makowski (1,7,8,10)

Institute: (1) Klinik für Radiologie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Charitéplatz 1, 10117 Berlin, (2) Institut für Tierschutz, Tierverhalten und Versuchstierkunde, Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Königsweg 67, 14163 Berlin, (3) Department of Radiology and Biomedical Imaging, Yale University School of Medicine, New Haven, USA, (4) Lantheus Medical Imaging, North Billerica, USA, (5) Institut für Anorganische und Analytische Chemie, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (6) Department of Radiology, Hadassah Hebrew University Medical Center, Jerusalem, Israel, (7) School of Biomedical Engineering and Imaging Sciences, King’s College London, St Thomas’ Hospital, London, Großbritannien, (8) British Heart Foundation (BHF) Centre of Excellence, King’s College London, London, Großbritannien, (9) Berlin Institute of Health (BIH), Berlin, (10) Institut für diagnostische und interventionelle Radiologie, Technische Universität (TU) München, München

Zeitschrift: Scientific Reports 2021;11(1): 6814

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5292

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Thüringer Landesamt für Lebensmittelsicherheit und Verbraucherschutz unter der Nummer 22-2684-04-WKG-16-002 genehmigt und werden in den Laboren der Zentralen Experimentellen Tierhaltung des Universitätsklinikums Jena durchgeführt. Es handelt sich um weibliche Jungschweine im Alter von rund 12 Wochen und einem Gewicht von etwa 37 kg.

Die Schweine werden narkotisiert und Katheter werden in verschiedene Blutgefäße gelegt. Die Tiere werden in zwei Gruppen aufgeteilt: 5 Tiere in der Kontrollgruppe und 9 Tiere in der Versuchsgruppe. 30 Minuten lang werden zunächst beide Lungenflügel über einen Schlauch (Tubus) in der Luftröhre beatmet, um dann einen Lungenflügel für 15 Minuten nicht zu beatmen und daran anschließend beide Lungenflügel wieder für 20 Minuten zu beatmen. Daraufhin werden die Schweine auf die Seite gelegt und die unten liegende Lunge wird über den Beatmungsschlauch mit Kochsalzlösung gefüllt. Die Tiere werden wieder in Rückenlage gebracht und über den Tubus wird ein Katheter in die Lunge eingeführt, der ein Ausfließen der Flüssigkeit vermeiden soll. Zur Kontrolle der korrekten Lage der Katheter werden neben Ultraschalluntersuchungen auch Röntgenaufnahmen gemacht. Die Tiere werden 3 Stunden lang in diesem Zustand (ein Lungenflügel beatmet, der andere geflutet) belassen. Um danach die Flüssigkeit aus der Lunge zu entfernen, werden die Tiere mit dem Kopf nach unten gelagert, damit die Flüssigkeit passiv hinausfließt, anschließend werden beide Lungen wieder für 30 Minuten beatmet. Die Tiere aus der Kontrollgruppe erhalten ein ähnliches Prozedere, jedoch wird bei ihnen keine Flüssigkeit in die Lunge gefüllt, sodass für 3,5 Stunden beide Lungenflügel beatmet werden.

Ein Schwein stirbt infolge einer schwierigen Intubation an einem plötzlichen Herztod. Am Ende des Experiments werden die Tiere noch in Narkose getötet (vermutlich durch Überdosis des Narkosemittels). Ihnen wird der Brustkorb aufgeschnitten und Herz und Lunge werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Der Versuch wurde finanziell vom SRH Wald-Klinikum Gera unterstützt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Physiologie, Atmungsphysiologie, Lungen-Forschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Effects of one-lung flooding on porcine haemodynamics and gas exchange

Autoren: Thomas Lesser (1)*, Frank Wolfram (1), Conny Braun (2), Reiner Gottschall (3)

Institute: (1) Abteilung für Thorax- und Gefäßchirurgie/Angiologie, SRH Wald-Klinikum Gera, Akademisches Lehrkrankenhaus des Universitätsklinikums Jena, Straße des Friedens 122, 07548 Gera, (2) Zentrale Experimentelle Tierhaltung, Universitätsklinikum Jena, Standort Dornburger Straße 23a, 07743 Jena, (3) Klinik für Anästhesiologie und Intensivmedizin, Universitätsklinikum Jena, Am Klinikum 1, 07747 Jena

Zeitschrift: International Journal of Medical Sciences 2020; 17(18): 3165–3173

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5291

Versuchsbeschreibung: Die 3-Monate alten Schweine werden von einem örtlichen Bauernhof erworben. Die Versuche an ihnen werden am Institut für Chirurgische Forschung der Universität München durchgeführt. Die Versuche an den Mäusen finden in Israel statt.

Bei den Schweinen werden unter Narkose die Halsgefäße aufgeschnitten, um darüber einen kleinen Ballon bis in die Herzkranzarterie vorzuschieben. Dieser wird aufgeblasen und dort für 60 Minuten belassen, sodass der Blutfluss durch das Gefäß in dieser Zeit verhindert ist und die Tiere einen Herzinfarkt erleiden. Direkt anschließend wird ein Teil der Tiere mit einer Lösung, die das Protein Agrin enthält, behandelt, der andere Teil der Tiere, der als Kontrolle dient, erhält Kochsalzlösung. Die Behandlung erfolgt auf drei verschiedene Arten: über eine Arterie, eine Vene oder Injektion direkt in das Infarkt-Gewebe. Einige Tiere bekommen 3 Tage nach dem Eingriff erneut Agrin. Für verschiedene Messungen werden außerdem MRT-Aufnahmen (Magnetresonanztomographie) des Herzens gemacht und ein Mess-Katheter wird in das Herz eingeführt. Nach 3 und nach 25 Tagen werden jeweils einige Tiere für weitere MRT-Untersuchungen erneut in Narkose gelegt. Die Schweine werden nach spätestens 28 Tagen getötet und die Herzen werden entnommen, um sie zu untersuchen. Bei den Mäusen wird unter Narkose ein Herzinfarkt verursacht, indem die Tiere am Brustkorb zwischen den Rippen aufgeschnitten werden und ein Herzgefäß abgebunden wird. Bevor die Mäuse wieder zugenäht werden, wird eine Lösung ins Herz gegeben, die Agrin enthält oder nicht enthält (Kontrollgruppe). Die Tiere werden anschließend nach unterschiedlichen Zeiten getötet und ihre Herzen entnommen.

Die Studie wurde durch die folgenden Institutionen gefördert: Europäischer Forschungsrat, BIRAX (Britain-Israel Research and Academic Exchange), Foundation LeDucq Transatlantic Network of Excellence, Israel Science Foundation, Israel Ministry of Science & Technology, Bundesministerium für Bildung und Forschung (Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung e.V.), Deutsche Forschungsgemeinschaft, Else Kröner-Fresenius-Stiftung.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung, Innere Medizin, Intensivmedizin

Originaltitel: Agrin promotes coordinated therapeutic processes leading to improved cardiac repair in pigs

Autoren: Andrea Baehr (1,2), Kfir Baruch Umansky (3), Elad Bassat (3), Victoria Jurisch (1,2), Katharina Klett (1,2), Tarik Bozoglu (1,2), Nadja Hornaschewitz (1,2), Olga Solyanik (4), David Kain (3), Bartolo Ferraro (5), Renee Cohen-Rabi (3), Markus Krane (6), Clemens Cyran (4), Oliver Soehnlein (2,5), Karl Ludwig Laugwitz (1,2), Rabea Hinkel (1,2,7), Christian Kupatt (1,2)*, Eldad Tzahor (3)*

Institute: (1) Medizinische Klinik & Poliklinik, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, Ismaninger Str. 22, 81675 München, (2) DZHK (Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung e.V.), Partnerstandort Munich Heart Alliance, (3) The Department of Molecular Cell Biology, Weizmann Institute of Science, 234 Herzl Street, Rehovot 7610001 Israel, (4) Klinik und Poliklinik für Radiologie, Klinikum Großhadern, LMU München, (5) Institut für Prophylaxe und Epidemiologie der Kreislaufkrankheiten, LMU München, (6) Klinik für Herz- und Gefäßchirurgie, Deutsches Herzzentrum München, (7) Abteilung Versuchstierkunde, Deutsches Primatenzentrum GmbH, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Göttingen

Zeitschrift: Circulation 2020; 142:868-881

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5290

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 33.19-42502-04-15/2058 vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) genehmigt. Es werden mindestens 234 weibliche Mäuse im Alter von 6 Wochen verwendet. Die Tiere stammen aus institutseigener Zucht des Helmholtz-Zentrums für Infektionsforschung (HZI), Braunschweig. Die Tiere sind genetisch modifiziert und tragen ein menschliches Gen, das für die Funktion bestimmter Immunzellen wichtig ist. Eine Lösung wird in die Nase der Mäuse gesprüht. Bei ca. der Hälfte der Tiere beinhaltet die Lösung Influenza-A-Viren, den anderen Tieren wird eine harmlose Flüssigkeit verabreicht. Am Tag der Infektion sowie 2, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, und 21 Tage danach werden mehrere Mäuse auf nicht genannte Weise getötet und ihre Thymusdrüsen werden für weitere Analysen entnommen.

Diese Arbeit wurde vom Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD), sowie vom Human Frontier Science Programm finanziell unterstützt.

Bereich: Immunologie

Originaltitel: Influenza A virus-induced thymus atrophy differentially affects dynamics of conventional and regulatory T-cell development in mice

Autoren: Yassin Elfaki (1), Philippe A Robert (2), Christoph Binz (3), Christine S. Falk (4), Dunja Bruder (5,6), Immo Prinz (3,7), Stefan Floess (1), Michael Meyer-Hermann (2,7,8), Jochen Huehn (1,7)*

Institute: (1) Experimentelle Immunologie, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Inhoffenstraße 7, 38124 Braunschweig, (2) Braunschweig Integrated Centre of Systems Biology, Braunschweig, (3) Institut für Immunologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (4) Institut für Transplantationsimmunologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (5) Gesundheitscampus Immunologie, Infektiologie und Inflammation (GC-I³), Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg, (6) Immunregulation, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (7) Exzellenzcluster RESIST, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (8) Institut für Biochemie, Biotechnologie und Bioinformatik, Technische Universität Braunschweig, Braunschweig

Zeitschrift: European Journal of Immunology 2021; 51: 1166–1181

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5289

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter den Nummern 33.11.42502-04-105/07 und 33.4-42502-04-13/1281 vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) genehmigt. Es werden mindestens 66 Mäuse im Alter von 5 bis 7 Wochen verwendet. Die Tiere stammen aus institutseigener Zucht des Helmholtz-Zentrums für Infektionsforschung (HZI), Braunschweig. Es werden drei Altersgruppen verwendet: Mäusebabys im Alter von 7-9 Tage, junge Mäuse im Alter von 21-23 Tage und adulte Mäuse, die mindestens 8 Wochen alt sind. Mehrere Testgruppen von je 3-5 Tieren werden verschiedenen Impfschemen ausgesetzt. Bei vier Gruppen von Mäusebabys wird je eine von vier Impf-Lösungen mit unterschiedlichen Test-Adjuvantien in die Nase gesprüht. Adjuvantien sind Hilfsstoffe, die die Immunreaktion verstärken sollen.

14 und 28 Tage später werden eine zweite und eine dritte Impf-Dosis der gleichen Art unter die Haut der Mäuse gespritzt. Bei zwei Gruppen von jungen Mäusen wird eine Impf-Lösung zweimal im Abstand von zwei Wochen unter die Haut gespritzt. Zwei Gruppen von adulten Mäusen bekommen dreimal innerhalb von 4 Wochen eine von zwei Impf-Lösungen unter die Haut gespritzt. Es werden Blutproben zu verschiedenen Zeitpunkten entnommen. Drei weiteren Gruppen von Mäusebabys werden eine von drei Impf-Lösungen gespritzt und 14 Tage später auf nicht genannte Weise getötet, Blut- und Milzproben werden für weiteren Analysen entnommen. Ein Teil der Mäuse wird 2-3 Wochen nach der letzten Impfung auf nicht genannte Weise getötet. Mindestens vier Gruppen von Mäusen werden 2-3 Wochen nach der letzten Impfung in Narkose gelegt und eine Lösung, die den Erreger der Schweinegrippe (H1N1-Virus) enthält, wird in ihre Nase gesprüht. Die Tiere werden mindestens 12-15 Tage nach der Infektion beobachtet, zwei Mäuse sterben innerhalb dieser Zeit und die Mäuse von zwei Gruppen verlieren stark an Gewicht. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt. Alle Versuche werden zweimal durchgeführt.

Diese Arbeit wurde von den EU Programmen UniVax und Horizon 2020, sowie von der Helmholtz Gesellschaft finanziell unterstützt.

Bereich: Impfstoffforschung, Immunologie

Originaltitel: Cyclic di-adenosine monophosphate: a promising adjuvant candidate for the development of neonatal vaccines

Autoren: Darío Lirussi (1)*, Sebastian Felix Weissmann (1), Thomas Ebensen (1)*, Ursula Nitsche-Gloy (2), Heiko B. G. Franz (3), Carlos A. Guzmán (1)

Institute: (1) Vakzinologie und angewandte Mikrobiologie, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Inhoffenstrasse 7, 38124 Braunschweig, (2) Klinik für Frauenheilkunde & Geburtshilfe, Krankenhaus Marienstift gGmbH, Braunschweig, (3) Frauenklinik, Städtisches Klinikum, Braunschweig

Zeitschrift: Pharmaceutics 2021; 13(2): 188. doi: 10.3390/pharmaceutics13020188

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5288

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer 35-9185.81/G-112/13 genehmigt. Die Mäuse sind männliche und weibliche Wurfgeschwister im Alter zwischen 6 und 10 Wochen. Sie werden so miteinander vermehrt, dass Mäuse entstehen, die ein bestimmtes Protein (EphB2) entweder besitzen (Wildtyp) oder nicht besitzen (transgen).

Bei den Tieren wird unter Narkose die linke Halsschlagader aufgeschnitten, ein Faden eingeführt und in die mittlere Hirnarterie geschoben. Der Faden verstopft das feine Blutgefäß und führt zu einer Minderdurchblutung des Gehirns und verursacht somit einen Schlaganfall. Die Tiere erwachen aus der Narkose. Nach 60 Minuten werden sie erneut narkotisiert und der Faden wird wieder herausgezogen. Ein Teil der Mäuse bekommt eine sogenannte Schein-Operation, wobei nach dem gleichen Verfahren vorgegangen wird, jedoch keine Minderdurchblutung erzeugt wird.

Es schließen sich verschiedene Tests an. Vor der Operation und 24 Stunden nach dem Herausziehen des Fadens werden die Mäuse einzeln auf eine rotierende Trommel gesetzt, die mit der Zeit beschleunigt wird und es wird der Zeitpunkt bestimmt, wann die Tiere herunterfallen. Um Magnetresonanz-Aufnahmen (MRI) zu erhalten, werden einige Mäuse unter Narkose in Bauchlage mittels eines Haltebolzens fixiert. Zusätzlich werden die Nervenfunktionen mithilfe eines Punkteschemas von 0-4 bewertet, wobei 0 Punkte bei normaler Bewegung und 4 Punkte bei keiner Bewegung vergeben werden. Darüber hinaus werden neugeborenen Mäusen Gehirnzellen entnommen, um sie zu kultivieren und Experimente damit zu machen.

6, 12, 24, 48 und 72 Stunden nach der Operation werden jeweils einige Mäuse in Narkose gelegt und es wird eine Lösung ins Herz injiziert, bis alles Blut ausgetauscht ist und die Tiere sterben. Das Gehirn wird herausgenommen, um es zu untersuchen. Die Arbeit wurde unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft, German-Israeli Project Cooperation und Olympia-Morata Fellowship.

Bereich: Schlaganfallforschung, Neurobiochemie, Neurologie

Originaltitel: EphB2-dependent signaling promotes neuronal excitotoxicity and inflammation in the acute phase of ischemic stroke

Autoren: Anne-Sophie Ernst (1), Laura-Inés Böhler (1), Anna M. Hagenston (2), Angelika Hoffmann (3), Sabine Heiland (4), Carsten Sticht (5), Martin Bendszus (3), Markus Hecker (1), Hilmar Bading (2), Hugo H. Marti (1), Thomas Korff (1), Reiner Kunze (1)

Institute: (1) Abteilung Herz- und Kreislaufphysiologie, Institut für Physiologie und Pathophysiologie, Universität Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 326, 69120 Heidelberg, (2) Abteilung Neurobiologie, Interdisziplinäres Zentrum für Neurowissenschaften, Universität Heidelberg, Heidelberg, (3) Abteilung für Neuroradiologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (4) Sektion Experimentelle Radiologie, Abteilung für Neuroradiologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (5) Zentrum für Medizinische Forschung, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Acta Neuropathologica Communications 2019; 7: 15

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5287

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden durch die Behörde LANUV NRW in Recklinghausen unter der Nummer 84-02.04.2015.A042 genehmigt. Für die Durchführung der Versuche sind die Autoren der unter (1) genannten Klinik verantwortlich. Die Herkunft der acht für die Studie verwendeten weiblichen Göttinger Minischweine im Alter von 20 bis 28 Monaten wird nicht erwähnt. Unter Narkose wird bei den Tieren ein Loch von 11 mm Durchmesser und 25 mm Tiefe in das Schienbein nahe dem Kniegelenk gebohrt. Der Defekt wird vollständig mit einem Füllmaterial aufgefüllt, welches aus Kalziumphosphatgranulat (einem Knochenersatzmaterial) und Bindegewebsstammzellen, die aus menschlichen fetalen Vorhautzellen hergestellt werden, besteht. Nach 42 Tagen werden die Tiere mittels Injektion von Pentobarbital in eine Vene getötet. Anschließend wird der betroffene Teil des Schienbeins entnommen und untersucht.

In vorhergehenden Studien der Autoren wurden bereits vergleichbare Versuche an 3 Gruppen zu je 8 Minischweinen durchgeführt, in denen andere Füllmaterialien für den Knochendefekt benutzt wurden. Diese dienen in dieser Studie als Vergleichsgruppe. Dazu werden außerdem Vorversuche an 4 Minischweinen beschrieben, bei denen der Knochendefekt nicht aufgefüllt wird und die Tiere aufgrund von Schienbeinbrüchen, die innerhalb von 3 Tagen nach der Operation auftreten, vorzeitig getötet werden. Insgesamt werden also 24 Minischweine aus vorherigen + 8 aus dieser Studie sowie 4 Tiere aus Vorversuchen verwendet.

Bereich: Knochenchirurgie, Unfallmedizin

Originaltitel: Human iPSC-derived iMSCs improve bone regeneration in mini-pigs

Autoren: Pascal Jungbluth (1), Lucas-Sebastian Spitzhorn (2), Jan Grassmann (1), Stephan Tanner (1), David Latz (1), Md Shaifur Rahman (2), Martina Bohndorf (2), Wasco Wruck (2), Martin Sager (3), Vera Grotheer (1), Patric Kröpil (4), Mohssen Hakimi (5), Joachim Windolf (1), Johannes Schneppendahl (1)*, James Adjaye (2)*

Institute: (1) Klinik für Unfall- und Handchirurgie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf, (2) Institut für Stammzellforschung und Regenerative Medizin, Medizinische Fakultät, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf, (3) Tierforschungsinstitut, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (4) Institut für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Medizinische Fakultät, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (5) Vivantes Klinikum Am Urban, Berlin

Zeitschrift: Bone Research 2019; 7: 32

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5286

Versuchsbeschreibung: Die Versuche finden am Institut für Parasitologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover statt. Details zur Genehmigung werden nicht genannt. Die 31 Katzen stammen von einem kommerziellen Züchter und sind 21-29 Wochen alt. Sie werden zu zweit oder zu dritt in mit Beschäftigungsmaterial ausgestatteten Räumen gehalten.

Die Tiere werden in 4 Gruppen eingeteilt. Drei Gruppen erhalten einen Tropfen des bereits zugelassenen Parasitenmittels Bravecto® Plus Spot-on der Firma MSD auf den Rücken getropft. Eine Gruppe Katzen erhält stattdessen ein Placebo aus Kochsalzlösung. An der Universität Teramo, Italien, werden Schnecken mit Larven (L1) des Katzenlungenwurms (Aelurostrongylus abstrusus) infiziert, die von einer natürlich infizierten Katze stammen. In den Schnecken entwickeln sich die Larven zu weiteren Larvenstadien. Zwei Monate nach der Infektion werden die Schnecken zerkleinert, um die Larvenstadien (L3) zu isolieren. Jeder Katze werden nun 300 L3-Larven verabreicht, indem sie mit einer Magensonde direkt in den Magen gegeben werden. Die Katzen werden dafür betäubt. Die Infektion erfolgt in den 3 Gruppen zu unterschiedlichen Zeitpunkten nach der Verabreichung des Parasitenmittels, nämlich 4, 8 und 12 Wochen später. Katzen der Placebo-Gruppe werden ebenfalls zu diesen Zeitpunkten mit den Larven infiziert.

Die Larven wandern durch die Magenwand und die Bauchhöhle zur Lunge, wo sie sich festsetzen und zu erwachsenen Würmern werden. Diese legen Eier, aus den Larven (L1) schlüpfen, die durch die Luftröhre wandern und durch Verschlucken in den Magen-Darmtrakt gelangen, wo sie im Kot landen. Im normalen Zyklus würden die Larven in Schnecken gelangen, wenn diese über den Kot kriechen. Wenn die Schnecke von einem Vogel oder einer Maus gefressen wird und diese von einer Katze, beginnt der Zyklus von Neuem.

Es werden täglich Kotproben auf das Vorhandensein von Wurmlarven untersucht. Zweimal wöchentlich werden die Lungen abgehört. 47-40 Tage nach der Infektion werden alle Katzen durch Injektion von Pentobarbital in eine Vene getötet, ihre Lungen werden herausgeschnitten und untersucht. Die Lungen der Katzen der Placebogruppe weisen schwerwiegende krankhafte Veränderungen auf.

Die Arbeit wurde durch MSD Animal Health finanziert.

Bereich: Veterinärparasitologie, Tiermedizin, Pharmakologie

Originaltitel: Efficacy of Bravecto® Plus spot-on solution for cats (280 mg/ml fluralaner and 14 mg/ml moxidectin) for the prevention of aelurostrongylosis in experimentally infected cats (

Autoren: Katharina Raue (1), Nadja Rohdich (2), Daniela Hauck( 1), Eva Zschiersche (2), Simone Morelli (3), Donato Traversa (3), Angela Di Cesare (3), Rainer K.A. Roepke (2), Christina Strube (1)*

Institute: (1) Institut für Parasitologie, Zentrum für Infektionsmedizin, Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 17, Gebäude 217, 30559 Hannover, (2) MSD Animal Health Innovation GmbH, Schwabenheim, (3) Faculty of Veterinary Medicine, University of Teramo, Teramo, Italien

Zeitschrift: Parasites and Vectors 2021; 14: 110

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5285

Versuchsbeschreibung: Die Rhesusaffen ungenannter Herkunft mit der Bezeichnung „B“ und „F“ werden unter Narkose operiert. Auf dem Schädel wird ein Bolzen implantiert und eine Elektrodenkammer wird über einem Bohrloch im Schädelknochen befestigt. Die Tiere werden „trainiert“, mit an dem Bolzen festgeschraubtem Kopf in einem Primatenstuhl zu sitzen und eine bestimmte Aufgabe zu erfüllen. Diese besteht darin, einen Hebel zu drücken und einen Punkt auf dem Bildschirm anzustarren. An anderer Stelle auf dem Monitor erscheinen zwei Muster, die ihre Form verändern. Sobald das eine Muster die ursprüngliche Form wieder annimmt, muss der Affe den Hebel loslassen. Während der ganzen Zeit darf der Affe die Augen nicht von dem Punkt wegbewegen. Die Augenbewegungen werden mit einem Video-Tracking-System verfolgt. Wendet der Affe den Blick ab, wird der Versuch abgebrochen und beginnt von Neuem. Macht der Affe, was der Forscher von ihm verlangt, erhält er eine „Belohnung“. Details hierzu werden in dieser Arbeit nicht erwähnt. Üblicherweise ist unter „Belohnung“ eine sehr kleine Flüssigkeitsmenge zu verstehen. Damit die Affen mitmachen, werden sie üblicherweise über einen gewissen Zeitraum durstig gehalten. Während der Affe die Aufgaben erledigt, werden 1-3 Mikroelektroden über die Elektrodenkammer in das Hirngewebe eingeführt, wo sie Nervenströme messen. Das weitere Schicksal der Tiere ist nicht beschrieben. Die Arbeit wurde unterstützt durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), Bernstein Group for Computational Neuroscience Bremen, Innovationswettbewerb Medizintechnik, Bernstein Award, Zentrum für Kognitionswissenschaften und Leibnitz Graduate School for Primate Neurobiology.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Visual stimulus content in V4 is conveyed by gamma-rhythmic information packages

Autoren: Dimitriy Lisitsyn (1)*, Iris Grothe (2,3), Andreas K. Kreiter (3), Udo A. Ernst (1)

Institute: (1) Computational Neurophysics Lab, Institut für Theoretische Physik, Universität Bremen, Otto-Hahn-Allee 1, 28359 Bremen, (2) Ernst Strüngmann-Institut (ESI) for Neurowissenschaften in Kooperation mit der Max-Planck-Gesellschaft, Frankfurt, (3) Institut für Hirnforschung, Zentrum für Kognitionswissenschaften, Universität Bremen, Bremen

Zeitschrift: The Journal of Neuroscience 2020; 40(50): 9650-9662

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5284

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Senator für Gesundheit der Stadt Bremen genehmigt. Die 13 bzw. 14 Jahre alten Makaken werden vom Deutschen Primatenzentrum (Göttingen) erworben. Einige Zeit vor den eigentlichen Versuchen werden die Affen einer Operation unterzogen. Unter Narkose wird ein Stück Schädelknochen herausgeschnitten und ein Elektroden-Array (Platte mit mehreren Elektroden) wird auf die harte Hirnhaut aufgebracht, ohne sie zu durchdringen. Ein Kabel führt von den Elektroden durch ein gebohrtes Loch durch die Schädeldecke. Das Schädelknochenstück wird wieder eingesetzt und mit einer Titanplatte, Knochenzement und Knochenschrauben fixiert. Eine aus Acrylzement geformte Kappe wird mit Schrauben auf dem Schädel der Affen verankert. Die Kappe dient als Halter für einen Stecker und einen Kopfhalter. Eine Referenzelektrode wird in nicht näher beschriebener Weise auf dem Schädel aufgebracht, ebenso wie weitere Elektroden, die am vorderen Kopfbereich implantiert werden.

7 bzw. 3 Wochen nach der Operation beginnen die Experimente, die aus 13 und 25 Einzelversuchen bestehen und über einen Zeitraum von 16 bzw. 17 Wochen stattfinden. Vor neuen Experimenten werden die Affen i.d.R. auf die Aufgaben trainiert, was hier aber nicht genauer beschrieben wird.

Die Affen werden für die Experimente in einem sogenannten Primatenstuhl fixiert, in dem ihr Kopf mit Hilfe des Haltebolzens über die gesamte Zeit eines Versuchs bewegungsunfähig gehalten wird. Die Affen müssen auf einen Bildschirm schauen, auf dem verschiedene Objekte und Farben eingeblendet werden, die sich nach einer bestimmten Zeit verändern, plötzlich verschwinden, den Ort wechseln oder auftauchen. Die Veränderungen sollen von den Affen registriert werden, indem sie einen Hebel drücken. Während dieser Aufgaben werden die elektrischen Hirnsignale über die in den Schädel eingelassenen Elektroden gemessen, aufgezeichnet und später ausgewertet.

Erwähnt wird, dass die Affen während der Versuche Wasser oder Fruchtsaft erhalten als „Verstärker“, also zur Motivation, wenn sie innerhalb einer bestimmten Zeitspanne auf Signale reagiert haben. Nicht erwähnt wird, dass die Affen üblicherweise über einen gewissen Zeitraum vor den Experimenten nichts zu trinken erhalten, damit sie einen ausreichend großen Durst empfinden, um die Aufgaben nach Willen der Forscher zu erfüllen und somit Wasser oder Fruchtsaft zu erhalten.

Was danach mit den Affen geschieht, ist nicht beschrieben; i.d.R. verbleiben diese in den Laboren und werden zu späteren Zeitpunkten für weitere Experimente eingesetzt. Die Arbeit würde finanziell gefördert, allerdings werden die Sponsoren nicht namentlich genannt, sondern müssen beim Korrespondenz-Autor erfragt werden.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie

Originaltitel: Monkey V1 epidural field potentials provide detailed information about stimulus location, size, shape, and color

Autoren: Benjamin Fischer & Detlef Wegener*

Institute: Kognitive Neurophysiologie, Institut für Hirnforschung, Zentrum für Kognitionswissenschaften, Hochschulring 16A, 28235 Bremen