Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) Oldenburg unter der Nummer 18/2798 genehmigt. Die weiblichen Mäuse werden von Harlan-Winkelmann (Envigo), Niederlande gekauft. Die Tiere werden zu fünft in Käfigen gehalten und durch Injektion in die Schwanzvene mit Eiterbakterien (Staphylococcus aureus) infiziert, was bei den Tieren zu Abszessbildung in den Nieren führt. Die Mäuse werden täglich auf Gewichtsverlust oder Anzeichen von Schmerzen oder Unwohlsein kontrolliert. Ob, und wenn ja, wie viele der Tiere wie stark Symptome ausbilden, wird nicht erwähnt.

14 Tage nach der Infektion erhält eine Gruppe der infizierten Mäuse durch Hitze abgetötete Staphylococcus aureus Bakterien in die Bauchhöhle injiziert. Eine andere Gruppe bekommt eine wirkungslose Pufferlösung. 37 Tage nach der Infektion werden die Tiere durch Ersticken mit CO2 getötet.

Weitere Mäuse werden andere abgetötete Bakterien (Stephylococcus pyrogenes) in die Bauchhöhle injiziert. 12 Stunden später werden die Tiere durch Ersticken mit CO2 getötet.

Die Bauchhöhle der toten Mäuse wird mit einer Flüssigkeit gespült, um die Zellen in der Spülflüssigkeit zu untersuchen. Außerdem werden die Nieren zerkleinert und auf Vorhandensein von Bakterien untersucht.

Bereich: Infektionsforschung, Immunologie

Originaltitel: In silico predicted therapy against chronic Staphylococcus aureus infection leads to bacterial clearance in vivo

Autoren: Lito A. Papaxenopoulou (1,2) Gang Zhao (1), Sahamoddin Khailaie (1), Konstantinos Katsoulis-Dimitriou (3), Ingo Schmitz (3,4,5), Eva Medina (6), Haralampos Hatzikirou (1,7,8)*, Michael Meyer-Hermann (1,9)

Institute: (1) Abteilung für Systemimmunologie und Integratives Zentrum für Systembiologie, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Inhoffenstraße 7, 38124 Braunschweig, (2) Fakultät für Lebenswissenschaften, Technische Universität Braunschweig, Braunschweig, (3) Institut für Molekulare und Klinische Immunologie, Medizinische Fakultät, Otto-von-Guericke-Universität, Magdeburg, (4) Systemorientierte Immunologie und Entzündungsforschung, Abteilung für Experimentelle Immunologie, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (5) Abteilung für Molekulare Immunologie, ZKF2, Medizinische Fakultät, Ruhr-Universität Bochum, Bochum, (6) Abteilung für Infektionsimmunologie, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (7) Zentrum für Informationsdienste und Hochleistungsrechnen (ZIH), 01062 Dresden, (8) Mathematics Department, Khalifa University, Abu Dhabi, Vereinigte Arabische Emirate, (9) Institut für Biochemie, Biotechnologie und Bioinformatik, Technische Universität Braunschweig, Braunschweig

Zeitschrift: iScience 2022; 25: 105522

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5570

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) Oldenburg unter der Nummer 33.19-42502-04-17/2462 genehmigt. Die Herkunft der Mäuse wird nicht genannt.

Es handelt sich um Mäuse zwei verschiedener Zuchtlinien. New Zealand obese (NZO) Mäuse werden auch bei normaler Fütterung dick und haben einen gestörten Insulinstoffwechsel. Sie werden als „Tiermodell“ in der Übergewichts- und Diabetes-Forschung eingesetzt. NMRI-Mäuse werden zum Vergleich als gesunde Kontrolltiere verwendet.

Im Alter von 7 Wochen werden weibliche Mäuse beider Linien mit Männchen derselben Linie verpaart. Am Tag 14,5 der Schwangerschaft werden die Tiere mit dem Gas Isofluran betäubt und durch Genickbruch getötet. Blut wird durch einen Stich ins Herz entnommen und Zellen aus Leber und Bauchspeicheldrüse gewonnen. Die Zellen werden für verschiedene In-vitro-Experimente verwendet.

Die Studie wurde durch die Deutsche Diabetes-Gesellschaft (DDG), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Technische Universität Braunschweig finanziert.

Bereich: Diabetes-Forschung

Originaltitel: Role of serotonin (5-HT) in GDM prediction considering islet and liver interplay in prediabetic mice during gestation

Autoren: Melissa Asuaje Pfeifer (1), Moritz Liebmann (1), Till Beuerle (2), Katharina Grupe (1), Stephan Scherneck (1)*

Institute: (1) Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Klinische Pharmazie, Technische Universität Braunschweig, Mendelssohnstraße 1, 38106 Braunschweig, (2) Institut für Pharmazeutische Biologie, Technische Universität Braunschweig, Braunschweig

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2022; 23: 6434

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5569

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) Oldenburg unter der Nummer 33.4-42502-04-13/1281 genehmigt und finden am Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung (HZI) Braunschweig statt. Weitere Versuche werden in Ägypten durchgeführt.

Es werden Mäuse dreier genmanipulierter Stämme verwendet. Den Tieren fehlt oder fehlt teilweise ein bestimmtes Gen. Die Tiere stammen ursprünglich von einem einzigen Mäusepaar in Japan ab und wurden an der Universität Luxemburg weitergezüchtet und schließlich an das HZI verbracht, wo sie zu fünft in Käfigen unter keimfreien Bedingungen gehalten werden. Die Mäuse werden durch Injektion in die Bauchhöhle betäubt und es werden ihnen Influenza A-Viren in die Nase gesprüht. 15 Tage lang werden Gewichtsverlust und Sterberate beobachtet. Mäuse, die mehr als 20 % ihres Gewichts verlieren werden durch Ersticken mit CO2 getötet. Je nach Zuchtstamm sterben 25%, 50% oder 80% der Tiere innerhalb von 10-14 Tagen. In einem zweiten Experiment werden jeweils einige Mäuse 8 oder 9 bzw. 14 Tage nach der Infektion getötet. Ihre Lungen werden in dünne Scheiben geschnitten und untersucht.

Bei dem Experiment, das in Ägypten stattfindet, werden Mäuse einer Inzuchtlinie verwendet. Den Tieren werden ebenfalls Influenza-A-Viren in die Nase gesprüht. Zusätzlich erhalten die Tiere täglich 5 Tage lang eine Testsubstanz in die Bauchhöhle injiziert. Am 6 Tag werden die Tiere „geopfert“, d.h. getötet. Die unbehandelten Mäuse sterben zu etwa 50 %, während die mit dem Teststoff behandelten fast alle bis zu ihrem geplanten Tötungstag überleben.

In einem weiteren Versuch werden genmanipulierte oder „normale“ Mäuse auf nicht genannte Weise getötet, um aus ihren Oberschenkelknochen Knochenmarkszellen zu gewinnen.

Die Arbeit wurde unterstützt durch die Helmholtz-Gesellschaft Deutscher Forschungszentren, Bundesministerium für Bildung und Forschung, Deutsche Akademische Austauschdienst (DAAD), Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF) und Alexander-Humboldt-Stiftung.

Bereich: Infektionsforschung, Immunologie, Mikrobiologie

Originaltitel: Itaconate and derivates reduce interferon responses and inflammation in influenza A virus infection

Autoren: Aaqib SohailI (1,2), Azeem A. Iqbal (1,2), Nishika Sahini (1,2), Fangfang Chen (1,2), Mohamed Tantawy (1,2,3,4), Syed F.H. Waqas (1,2), Moritz Winterhoff (1,2), Thomas Ebensen (5), Kristin Schultz (6), Robert Geffers (7), Klaus Schughart (6,8,9), Matthias Preusse (1), Mahmoud Shehata (10,11), Heike Bähre (12), Marina C. Pils (13), Carlos A. Guzman (5), Ahmed Mostafa (10,11), Stephan Pleschka (10,14), Christine Falk (15), Alessandro Michelucci (16,17), Frank Pessler (1,2,18)*

Institute: (1) Biomarker für Infektionskrankheiten, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Inhoffenstr. 7, 38124 Braunschweig, (2) TWINCORE Zentrum für Experimentelle und Klinische Infektionsforschung, Hannover (3) Hormones Department, Medical Research and Clinical Studies Institute, National Research Center, Dokki, Giza, Ägypten, (4) Stem Cells Lab, Center of Excellence for Advanced Sciences, National Research Center, Dokki, Giza, Ägypten, (6) Infektionsgenetik, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (7) Genomanalytik, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (8) Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (9) University of Tennessee Health Science Center, Memphis, TN, USA, (10) Istitut für Medizinische Virologie, Justus-Liebig-Universität, Gießen, (11) Center of Excellence for Influenza Viruses, National Research Center, Dokki, Giza, Ägypten, (12) Research Core Unit Metabolomics, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (13) Mouse Pathology Platform, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (14) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF) Partner-Standort Gießen, Gießen, (15) Institut für Transplantationsimmunologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (16) Neuro-Immunology Group, Department of Cancer Research, Luxembourg Institute of Health (LIH), Luxemburg, (17) Luxembourg Center for Systems Biomedicine, University of Luxembourg, Esch-sur-Alzette, Luxemburg, (18)Zentrum für Individualisierte Infektionsmedizin, Hannover

Zeitschrift: PLoS Pathogens 2022; 18(1): e1010219

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5568

Versuchsbeschreibung: Welche Behörde die Versuche genehmigt hat, wird nicht erwähnt. Es werden Mäuse 5 verschiedener Zuchtlinien verwendet. Die Tiere dreier Zuchtlinien werden unter spezifisch-pathogenfreien (frei von bestimmten Keimen) bzw. in Isolatoren unter keimfreien Bedingungen am Helmholtz-Zentrum (HZI) Braunschweig gezüchtet und gehalten. Die Mäuse einer vierten Zuchtlinie stammen aus der Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg und werden mit oben offenen Käfigen am HZI gehalten, d.h., sie sind den Keimen der Umgebungsluft ausgesetzt. Tiere der fünften Zuchtlinie werden von der Zuchtfirma Janvier Labs, Frankreich, gekauft und unter spezifisch-pathogenfreien Bedingungen an der Uni Magdeburg gehalten. Die Tiere sind zwischen 10 und 46 Wochen alt.

Gruppen von Mäusen verschiedener Zuchtlinien wird LPS in die Nase gesprüht, das sind Bestandteile aus Bakterienwänden, was zu einer Reaktion des Immunsystems führt. Andere Mäuse erhalten einen Immun-Botenstoff in die Nase gesprüht oder eine wirkungslose Flüssigkeit. 1-2 Tage danach werden die Mäuse auf nicht genannte Weise „geopfert“, d.h. getötet, um Lunge, Luftröhre sowie die Spülflüssigkeit aus Lunge und Nase zu untersuchen. Zudem wird Blut aus dem Herzen entnommen.

Anderen Mäusen, denen LPS oder der Immun-Botenstoff in die Nase verabreicht wurde, erhalten 48 Stunden später Bakterien (Erreger der Lungenentzündung) in die Nase gesprüht. 18 Stunden nach der Infektion werden die Tiere getötet, um die Organe wie bei den anderen Mäusen beschrieben, zu entnehmen und zu untersuchen.

Die Arbeit wurde unterstützt durch das Bundesland Sachsen-Anhalt und European Structural and Investment Funds.

Bereich: Immunologie, Infektionsforschung, Mikrobiologie

Originaltitel: Exogeneous and endogeneous triggers differentially stimulate Pigr expression and antibacterial secretory immunity in the murine respiratory tract

Autoren: Alexander Pausder (1,2,3), Jennifer Fricke (4,9), Klaus Schughart (4,5,6), Jens Schreiber (7), Till Strowig (8), Dunja Bruder (1,2), Julia D. Boehme (1,2)*

Institute: (1) Forschungsgruppe Infektionsimmunologie, Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene, Gesundheitscampus Immunologie, Infektiologie und Inflammation, Otto-von-Guericke-Universität, Leipziger Str. 44, 39120 Magdeburg, (2) Forschungsgruppe Immunregulation, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (3) ESF Graduate School ABINEP, Magdeburg, (4) Forschungsgruppe Genetik, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (5) Tiermedizinische Hochschule, Hannover, (6) University of Tennessee Health Science Center, Memphis, TN, USA, (7) Experimentelle Pneumologie, Gesundheitscampus Immunologie, Infektiologie und Inflammation, Otto-von-Guericke-Universität, Magdeburg, (8) Mikrobielle Immunregulation, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (9) Forschungsgruppe Nanoinfektionsbiologie, Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig

Zeitschrift: Lung 2022; 200: 119-128

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5567

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit Oldenburg unter der Nummer 33.19-42502-04-17/2462 genehmigt. Es werden Mäuse der Inzuchtlinie New Zealand obese (NZO) verwendet, die zu Zuckerkrankheit und Fettleibigkeit neigen, und Mäuse der Linie NMRI als normale Kontrolltiere. Die Herkunft der Tiere wird nicht erwähnt.

Im Alter von etwa 7 Wochen werden weibliche NZO- und NMRI-Mäusen jeweils mit einem Männchen zusammengebracht, um sie zu schwängern. Kurz vor der Paarung und an Tag 14,5 der Schwangerschaft werden jeweils Mäuse beider Zuchtlinien getötet, indem sie unter Isofluran-Gasnarkose geköpft werden. Blutproben werden aus der großen Hohlvene oder dem Herzen genommen. Im Blut werden Blutzucker und der Gehalt des weiblichen Hormons Östradiol bestimmt. Weitere Mäuse werden getötet, um aus ihren Bauchspeicheldrüsen die Insulin-bildenden Inselzellen für In-vitro-Experimente herauszulösen. Weitere In-vitro-Versuche werden mit Leberzellen beider Mauslinien gemacht. Dazu wird betäubten Mäusen der Bauch aufgeschnitten, ein Katheter (Plastikschlauch) wird in die Pfortader an der Leber gestochen und fixiert. Mit einer Pumpe wird eine Verdauungsflüssigkeit über den Schlauch in die Leber gepumpt. Die große Hohlvene wird eingeschnitten, damit die eingepumpte Flüssigkeit abfließen kann. Wenn die Leber platzt, wird sie herausgeschnitten und die Leberzellen werden daraus isoliert. Es wird nicht erwähnt, aber die Mäuse sterben dabei.

Die Arbeit wurde unterstützt durch die Deutsche Diabetes Gesellschaft, die Technische Hochschule Braunschweig und die Deutsche Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Diabetes-Forschung

Originaltitel: Estradiol (E2) improves glucose-stimulated insulin secretion and stabilizes GDM progression in a prediabetic mouse model

Autoren: Moritz Liebmann, Melissa Asuaje Pfeifer, Katharina Grupe, Stephan Scherneck*

Institute: Institut für Pharmakologie und Klinische Pharmazie, Technische Universität Braunschweig, Mendelssohnstr. 1, 38106 Braunschweig

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2022; 23: 6693

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5566

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Freiburg unter den Nummern G18/066 und G20/016 genehmigt. Es werden verschiedene Maus-Stämme eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Janvier Labs stammen oder an der Universität Freiburg gezüchtet werden.

Im Alter von 8 bis 12 Wochen werden den Mäusen entweder aus Mäusen stammende Hautkrebszellen oder Darmkrebszellen vermischt mit einer Substanz, die aus in Mäusen gezüchteten Tumoren gewonnen wird, unter die Haut der rechten Flanke gespritzt. Aus den Zellen wachsen Tumore heran.

Einem Teil der Tiere werden 6 oder 10 Tage nach der Injektion der Tumorzellen auch Tumorzellen unter die Haut der linken Flanke gespritzt, so dass ein zweiter Tumor entsteht. Vier bis sechs Tage nach dieser zweiten Injektion werden die Tiere anhand der Größe der Tumore in Gruppen eingeteilt. Die Mäuse werden an zwei aufeinander folgenden Tagen bestrahlt. Dazu werden sie durch Injektion eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert und in eine spezielle Plastikapparatur gelegt, mit der der Tumor in das Bestrahlungsfenster gedrückt wird. Nach den Bestrahlungen wird den Mäusen ein Wirkstoff gespritzt, der dazu führt, dass sie aus der Narkose erwachen. Im Anschluss wird den Mäusen ein Antikörper in die Bauchhöhle gespritzt und ihnen wird drei Tage nach Beginn der Behandlung für 4 oder 5 Tage täglich ein weiterer Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Bei einem Teil der Tiere verschwindet der Tumor während der Behandlung. Diesen Mäusen werden 120 Tage später erneut Tumorzellen injiziert.

Das Tumorwachstum wird mit einem Messschieber vermessen. Der „Endpunkt“ der Versuche ist erreicht, wenn die Tumore bzw. einer der Tumore ein Volumen von 2000 mm3 erreicht hat, das entspricht für einen runden Tumor in etwa einem Durchmesser von 1,6 cm.

Ein Teil der Mäuse wird 8 Tage nach Beginn der Behandlung getötet. Der Tumor wird entnommen und aus dem Blut und dem Tumor der getöteten Mäuse werden bestimmte Zellen gewonnen. Diese Zellen werden weiteren Mäusen, welchen eine Woche zuvor ebenfalls Tumorzellen injiziert wurden und die einen Tag zuvor einer Ganzkörperbestrahlung ausgesetzt wurden, in die Blutbahn gespritzt. Zusätzlich werden den Tieren über einen Zeitraum von 2 Wochen verschiedene Wirkstoffe injiziert.

Einem Teil der Mäuse wird eine Substanz in die Bauchhöhle gespritzt, 12 Stunden später werden die Tiere getötet, der Tumor wird entnommen und daraus einzelne Zellen gewonnen und weiter untersucht.

Am Ende der Versuche werden die verbleibenden Mäuse mit Kohlenstoffdioxid-Gas erstickt und ihnen wird das Genick gebrochen. Je nach Behandlung des Tumors erreicht seine Größe bereits eine Woche nach Beginn der Behandlung die Größe von 2000 mm2, und alle Mäuse dieser Gruppe werden getötet. Andere Tiere leben bis zu vier Monate lang, bevor sie getötet werden. Die Tumore werden aus den Körpern der Mäuse herausgeschnitten und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das China Scholarship Council gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Expansion of circulating stem-like CD8+ T cells by adding CD122-directed IL-2 complexes to radiation and anti-PD1 therapies in mice

Autoren: Kateryna Onyshchenko (1,2,3,4,5), Ren Luo (1,2,4,5,6), Elena Guffart (1,2), Simone Gaedicke (1), Anca-Ligia Grosu (1,4,5), Elke Firat (1), Gabriele Niedermann (1,4,5)*

Institute: (1) Klinik für Strahlenheilkunde, Universitätsklinikum Freiburg, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Robert-Koch-Straße 3, 79106 Freiburg im Breisgau, (2) Fakultät für Biologie, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (3) Laboratory of Biosynthesis of Nucleic Acids, Institute of Molecular Biology and Genetics of NASU, Kiew, Ukraine, (4) Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung (DKTK), Standort Freiburg, Freiburg, (5) Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (6) Division of Thoracic Tumor Multimodality Treatment, Cancer Center, West China Hospital, Sichuan University, Chengdu, China

Zeitschrift: Nature Communications 2023; 14: 2087

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5565

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden in Nordrhein-Westphalen unter der Nummer 84-02.04.2015.A041 genehmigt.

An der Ruhr-Universität Bochum werden zwei gentechnisch veränderte Maus-Stämme miteinander verpaart. Dadurch entstehen Mäuse, die eine Entzündung der Nervenzellen entwickeln, die in Teilaspekten der menschlichen Erkrankung Multiple Sklerose ähnelt und auch Aspekte der sogenannten Neuromyelitis-optica-Spektrum-Erkrankungen aufweisen. Dabei handelt es sich um entzündliche Autoimmunerkrankungen des zentralen Nervensystems, die vor allem den Sehnerv, das Rückenmark oder den Hirnstamm betreffen. Symptome wie Sehstörungen oder Lähmungen treten etwa 4 Wochen nach der Geburt der Tiere auf.

Im Alter von 21 bis 28 Tagen werden Mäuse, die bisher noch keine Symptome zeigen, in zwei Gruppen aufgeteilt. Den Tieren der einen Gruppe wird für 30 Tage täglich die Substanz Glatirameracetat in die Bauchhöhle gespritzt. Bei Glatirameracetat handelt es sich um einen Wirkstoff, der zur Behandlung der Multiplen Sklerose eingesetzt wird. Den Mäusen der zweiten Gruppe wird täglich eine Flüssigkeit ohne Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt.

Die Mäuse werden täglich gewogen und ihr klinischer Zustand wird mit einem Punkte-Schema beurteilt. In diesem Schema entsprechen 0 Punkte keinen Symptomen, 1 Punkt einer verringerten Muskelspannung des Schwanzes, 2 Punkte einer Erschlaffung des Schwanzes, 3 Punkte einer Unfähigkeit, sich aufzurichten, 4 Punkte einem unkoordinierten Gang, 5 Punkte einer milden inkompletten Lähmung der Hintergliedmaße, 6 Punkte einer moderaten teilweisen Lähmung, 7 Punkte einer schweren teilweisen bis vollständigen Lähmung der Hintergliedmaße, 8 Punkte einer unvollständigen Lähmung aller vier Gliedmaße, 9 Punkte im Sterben befindlichen Mäusen und 10 Punkte verstorbenen Tieren.

Je nach Gruppenzugehörigkeit entwickeln 67 bis 95 % der Tiere eine entzündliche Erkrankung des zentralen Nervensystems. Tiere, die bei der täglichen Begutachtung einen Punktewert von 7 erreichen, die also an einer schweren unvollständigen Lähmung der Hintergliedmaße leiden, werden getötet. Dies betrifft 2 Mäuse. Am Ende der 30-tägigen Beobachtungszeit weisen die Tiere je nach Gruppenzugehörigkeit im Schnitt einen Punktewert von 4 bis 6 auf. 11 Mäuse (39 % der Tiere) werden mit einem Punktwert von 10 bewertet, sind also verstorben, ohne dass die Tötung, welche die Mäuse bereits bei einem Wert von 7 Punkten vor weiterem Leid bewahren soll, erfolgt ist.

Am Ende der Beobachtungszeit von 30 Tagen werden die verbleibenden Mäuse getötet und verschiedene Gewebe entnommen. Ein Teil der Mäuse wird vor der Tötung durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle in Narkose versetzt, dann wird der Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel ins Herz der Tiere gestochen, durch die eine Lösung in den Blutkreislauf gepumpt wird, die das Blut der Tiere ersetzt. Dabei sterben die Tiere. Dann wird ihr Rückenmark isoliert und untersucht.

Die Arbeiten werden durch die Firma Teva (Parsippany, USA) gefördert.

Bereich: Neuroimmunologie, Multiple-Sklerose-Forschung, Neuropharmakologie, Entzündungsforschung

Originaltitel: Prophylactic glatiramer acetate treatment positively attenuates spontaneous opticospinal encephalomyelitis

Autoren: Ümmügülsüm Koc, Steffen Haupeltshofer, Katharina Klöster, Seray Demir, Ralf Gold, Simon Faissner*

Institute: Fachbereich Neurologie, St. Josef-Hospital, Klinikum der Ruhr-Universität Bochum, Gudrunstraße 56, 44791 Bochum

Zeitschrift: Cells 2023; 12(4): 542

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5564

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) genehmigt. Es werden 32 schwangere Ratten von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories in Sulzfeld gekauft.

Die Ratten werden einzeln in Plastikboxen gehalten bis sie ihren Nachwuchs zur Welt bringen. Diese Einzelhaltung erfolgt für ungefähr 5 bis 10 Tage und stellt für die sozialen Ratten eine schwere Belastung dar. Das Geschlecht des Nachwuchses, den die Ratten zur Welt bringen, wird am zweiten Tag nach der Geburt bestimmt. Bringt eine Ratte mehr als 10 Welpen zur Welt, werden die „überschüssigen“ Tiere getötet, und zwar nach Möglichkeit so, dass die Welpen, die am Leben bleiben, ein ausgewogenes Verhältnis der Geschlechter aufweisen.

Die Rattenmütter werden in zwei Gruppen aufgeteilt. Bei einer Gruppe wird zwischen dem 2. Und 20. Tag nach der Geburt der Nachwuchs täglich für 4 Stunden aus der Plastikbox genommen und so von der Mutter getrennt. Dies soll bei den Jungtieren Stress auslösen. Bis zu 10 Tage alte Welpen werden in dieser Zeit der Trennung von der Mutter auf Wärmematten gelegt und dort mit einem Plastikgitter auch von ihren Geschwistern ferngehalten. Ältere Jungtiere werden während der Trennung von der Mutter einzeln in Käfigen gehalten. Die Jungtiere der zweiten Gruppe werden nicht von ihren Müttern getrennt. Am 21. Tag nach der Geburt werden die Jungtiere aus ihrem Heimatkäfig entnommen und in gleichgeschlechtlichen Gruppen gehalten.

Für die weiteren Versuche werden 44 der Jungtiere „verwendet“ Das Schicksal ihrer Geschwister und Mütter wird nicht erwähnt. Die 44 Ratten werden entweder am 41.-42. Oder am 61.-62. Tag nach ihrer Geburt in zwei verschiedenen Verhaltenstests untersucht. Zunächst werden die Ratten einzeln für die Dauer von 5 Minuten in ein sogenanntes erhöhtes Plus-Labyrinth gesetzt. Dieses besteht aus zwei sich kreuzenden Stegen in 50 cm Höhe, die die 4 Arme des Labyrinths bilden. Zwei der Arme weisen Seitenwände auf, die anderen beiden nicht. Gemessen wird, wie lange sich die Tiere in den offenen oder geschlossenen Bereichen aufhalten. Ratten, die sich länger in den geschlossenen Bereichen aufhalten, wird Ängstlichkeit unterstellt. Dann werden die Tiere einzeln in Käfige gesetzt und auf die Einstreu des Käfigs werden 20 Murmeln gelegt. Es wird beobachtet, wie viele Murmeln die Ratte in 15 Minuten in der Einstreu vergräbt. Ratten, die viele Murmeln vergraben, wird Ängstlichkeit unterstellt.

Einen Tag nach diesen Tests werden die Ratten durch Spritzen von Narkosemitteln in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird ihr Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel in ihr Herz gestoßen durch die eine konservierende Flüssigkeit in den Blutkreislauf gepumpt wird. Gleichzeitig wird einer der Herzvorhöfe aufgeschnitten, so dass das Blut austreten und durch die konservierende Flüssigkeit ersetzt werden kann. Dabei sterben die Tiere. Ihre Gehirne werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Fördermaßnahme FoRUM der Medizinischen Fakultät der Ruhr-Universität Bochum und das Mercator Research Center Ruhr (MERCUR) gefördert.

Bereich: Angstverhaltensforschung, Stressforschung, Gehirnforschung, Verhaltensforschung

Originaltitel: Maternal separation and its developmental consequences on anxiety and parvalbumin interneurons in the amygdala

Autoren: Mate Abraham (1), Kirsten Schmerder (1), Malin Hedtstück (1), Kimberly Bösing (1), Annakarina Mundorf (1,2), Nadja Freund (1)*

Institute: (1) Abteilung Experimentelle und Molekulare Psychiatrie, Klinik für Psychiatrie, Psychotherapie und Präventivmedizin, LWL-Universitätsklinikum Bochum der Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44780 Bochum, (2) ISM Institute for Systems Medicine und Department Humanmedizin, MSH Medical School Hamburg, Hamburg

Zeitschrift: Journal of Neural Transmission 2023; https://doi.org/10.1007/s00702-023-02657-y

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5563

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken in Würzburg unter der Nummer 55.2DMS-2532-2-221 genehmigt. Es werden männliche Mäuse eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld stammen. Die Versuche werden am Zentrum für Experimentelle Molekulare Medizin (Zinklesweg 10, 97078 Würzburg) durchgeführt.

Die Mäuse durchlaufen zwei Verhaltenstests. Bei einem Test werden sie in einen transparenten Plexiglas-Zylinder von 12 cm Durchmesser und 30 cm Höhe gesetzt, der vor zwei Spiegeln steht und dann für 10 Minuten beobachtet, wie sie den Zylinder mit den Pfoten berühren. In einem anderen Test werden die Mäuse für 5 Minuten auf eine Stange gesetzt, die sich mit zunehmender Geschwindigkeit um ihre Achse dreht; zunächst dreht sich die Stange pro Minute 5-mal um ihre Achse, später 50-mal. Gemessen wird, wie lange die Mäuse sich auf der Stange halten können, bevor sie herunterfallen. An jedem Testtag werden die Mäuse 5-mal auf die rotierende Stange gesetzt.

Im Alter von 11 bis 12 Wochen werden die Tiere narkotisiert und in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt, welcher ihren Kopf fixiert. Dann wird jeweils 43 Mäusen eines von zwei unterschiedlichen Viren in das Gehirn injiziert. Eines der Viren wurde so verändert, dass es die genetische Information zur Herstellung einer Variante des menschlichen Proteins ?-Synuclein in die Zellen der Maus einbaut, so dass die Zellen dieses Protein produzieren. ?-Synuclein ist ein Protein, das im Gehirn von Parkinsonpatienten in Ablagerungen gefunden wird. Das andere Virus enthält keine genetische Information zur Produktion des Proteins und dient der Kontrolle.

Die Tiere werden in Gruppen aufgeteilt. Einem Teil der Mäuse wird jeden zweiten Tag ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt, anderen Mäusen wird etwas Flüssigkeit ohne Wirkstoff gespritzt.

Die Verhaltenstests werden neun Wochen nach der Injektion der Viren wiederholt. Eine Woche später werden die Mäuse narkotisiert, ihnen wird der Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel in das Herz gestoßen, durch die eine Flüssigkeit in ihren Blutkreislauf gepumpt wird. Durch einen Schnitt im Herzen tritt das Blut aus, so dass die Tiere sterben. Das Gehirn der Mäuse wird entnommen, zerschnitten und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (IZKF) der Universität Würzburg, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Deutsche Stiftung Neurologie, den ParkinsonFonds Deutschland, das Land Bayern, die VERUM Foundation und das Pharmaunternehmen Aeterna Zentaris (USA) gefördert.

Bereich: Parkinson-Forschung

Originaltitel: Inflammasome inhibition protects dopaminergic neurons from alpha synuclein pathology in a model of progressive Parkinson’s disease

Autoren: Alexander Grotemeyer (1), Judith F. Fischer (1), James B. Koprich (2,3), Jonathan M. Brotchie (2,3), Robert Blum (1), Jens Volkmann (1), Chi Wang Ip (1)*

Institute: (1) Neurologische Klinik und Poliklinik, Uniklinikum Würzburg, Josef Schneider Straße 11, 97080 Würzburg, (2) Krembil Research Institute, Toronto Western Hospital, University Health Network, Toronto, Kanada, (3) Atuka Inc., Toronto, Kanada

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2023; 20: 79

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5562

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 81-02.04.2018.A010 genehmigt. Es werden 111 weibliche Mäuse im Alter zwischen 8 und 12 Wochen eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzberg) stammen.

Es werden zwei verschiedene Mäuse-Brustkrebs-Zelllinien verwendet, die schnellwachsend und metastasierend sind oder langsam wachsend ohne die Ausbildung von Metastasen. Den Mäusen werden Zellen einer dieser zwei Zelllinien in das Fettgewebe der hinteren linken Brust gespritzt. An der Injektionsstelle wächst daraufhin ein Tumor, dessen Größe täglich mit einem Messschieber bestimmt wird. Die Tiere werden in unterschiedliche Gruppen aufgeteilt.

Einem Teil der Mäuse wird ab dem Tag nach der Zellimplantation täglich ein Wirkstoff in die Schwanzvene gespritzt. Sechs Tage nach der Zellimplantation werden die Tiere narkotisiert und der Tumor wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Danach werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet, der Tumor herausgeschnitten und weiter untersucht.

Anderen Mäusen wird ab dem dritten Tag nach der Zellimplantation täglich ein Wirkstoff per Schlundsonde verabreicht. In der Folge der Behandlung verlieren die Tiere bis zu 5 % ihres Körpergewichts. Einer Gruppe von Tieren wird kein Wirkstoff verabreicht, sie dienen als Kontrolle. Weiteren Mäusen wird ab dem dritten Tag nach der Zellimplantation jeden zweiten Tag eine Mischung von Wirkstoffen in die Bauchhöhle gespritzt. Bei diesen Mäusen wächst der Tumor stärker als ohne die Wirkstoffe und erreicht nach neun Tagen eine Größe von nahezu 250 qmm, das entspricht unter der Annahme eines kugelförmigen Tumors einem Durchmesser von ca. 9 mm. Die Mäuse werden an Tag 6 oder Tag 9 wie oben beschrieben narkotisiert, mit einem bildgebenden Verfahren untersucht und dann getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung Münster und die Medizinische Fakultät der Westfälischen Wilhelms-Universität Münster gefördert.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Krebsforschung

Originaltitel: Vascular response patterns to targeted therapies in murine breast cancer models with divergent degrees of malignancy

Autoren: Emily Hoffmann (1)*, Mirjam Gerwing (1), Tobias Krähling (1), Uwe Hansen (2), Katharina Kronenberg (3), Max Masthoff (1), Christiane Geyer (1), Carsten Höltke (1), Lydia Wachsmuth (1), Regina Schinner (4), Verena Hoerr (1,5), Walter Heindel (1), Uwe Karst (3), Michel Eisenblätter (1,6), Bastian Maus (1), Anne Helfen (1), Cornelius Faber (1), Moritz Wildgruber (1,4)

Institute: (1) Klinik für Radiologie, Universitätsklinikum Münster, Albert-Schweitzer-Campus 1, Gebäude A1, 48149 Münster, (2) Institut für Muskuloskeletale Medizin, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (3) Institut für Anorganische und Analytische Chemie, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (4) Klinik und Poliklinik für Radiologie, LMU Klinikum, Ludwig-Maximilians-Universität (LMU) München, München, (5) Herzzentrum Bonn, Medizinische Klinik und Poliklinik II, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (6) Institut für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinikum OWL, Universität Bielefeld, Bielefeld

Zeitschrift: Breast Cancer Research 2023; 25: 56

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5561

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW, Recklinghausen) unter der Nummer AZ 81-02.04.2020.A428 genehmigt.

Am Tag vor dem eigentlichen Versuch wird der Kot der Schweine gesammelt und über Nacht in einer Zuckerlösung gelagert.

Die Schweine werden narkotisiert, intubiert und künstlich beatmet. Es werden verschiedene Katheter in unterschiedliche Venen der Schweine geschoben, über die der Kreislauf der Tiere überwacht wird. In die Blase wird ein Katheter eingeführt, über den die Urinmenge überwacht wird. Dann wird die Bauchhöhle der Schweine aufgeschnitten und ein Schlauch in den Bauchraum zwischen die Dünndarmschlingen gelegt. Die Bauchhöhle wird zugenäht. Eine Stunde später wird über den zuvor gelegten Schlauch der am Vortag gesammelte Kot in die Bauchhöhle von 10 Tieren gespritzt, je Tier in etwa 90 Gramm. Die anderen 5 Schweine sind die Kontrollgruppe, ihnen wird kein Kot in die Bauchhöhle gespritzt. Die Tiere erhalten Flüssigkeit, Antibiotika und ein Medikament, das den Blutdruck stabilisiert per Infusion verabreicht.

Die Schweine werden überwacht und es wird beobachtet, wann ein septischer Schock eintritt. Dies ist nach ca. 5 Stunden der Fall. Dabei erleiden die Tiere einen Abfall des Blutdrucks, Herz-Kreislauf- und Nieren-Probleme. Den Schweinen werden daraufhin über die Vene diverse Medikamente, die bereits bei der Behandlung von Sepsis-Patienten üblich sind, verabreicht. Acht Stunden nach dem Eintreten des septischen Schocks werden die Schweine noch immer unter Narkose durch Injektion einer Kaliumchlorid-Lösung getötet und Nierengewebe für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Sepsisforschung, Intensivmedizin, Infektionsforschung

Originaltitel: A model of porcine polymicrobial septic shock

Autoren: Finnja Marie Zurek Leffers (1), Florian Lehmann (1), Laura Brabenec (1), Sebastian Kintrup (1), Katharina E. M. Hellenthal (1), Kira Mersjann (1), Felicia Kneifel (2), Michael Hessler (1), Philip Helge Arnemann (1), Tim Gerald Kampmeier (1), Christian Ertmer (1), Patrick Kellner (3), Nana Maria Wagner (1)*

Institute: (1) Klinik für Anästhesiologie, operative Intensivmedizin und Schmerztherapie, Universitätsklinikum Münster, Albert Schweitzer Campus 1, 48149 Münster, (2) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Münster, Münster, (3) Klinik für Anästhesiologie und Intensivmedizin, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Lübeck, Lübeck

Zeitschrift: Intensive Care Medicine Experimental 2023; 11: 31

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5560

Versuchsbeschreibung: Die Versuche mit Mäusen werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales, Berlin unter der Nummer G 0333/18 genehmigt und bei der Experimental Pharmacology & Oncology Berlin-Buch GmbH in Berlin durchgeführt. Die Versuche mit Hühnerembryonen erfordern in Deutschland keine Genehmigung, da die Richtlinie 2010/63/EU zum Schutz der für wissenschaftliche Zwecke verwendeten Tiere nur Embryonen von Säugetieren berücksichtigt.

Befruchtete Hühnereier werden von Valo Biomedia (Osterholz-Scharmbeck, Deutschland) bezogen und bei 37 °C im Inkubator bebrütet. Am 8. Tag des Bebrütens wird eine Öffnung in die Eischale geschnitten. Die so freigelegte Eimembran wird von der darunter befindlichen embryonalen Membran getrennt. Das Loch in der Eischale wird mit Klebeband verschlossen. Am nächsten Tag wird eine von zwei verschiedenen menschlichen Brustkrebszellen auf der Membran des Hühnerembryos ausgesät. Die Eier werden bis Tag 14 weiter bebrütet. In dieser Zeit wird täglich geprüft, ob der Embryo noch lebt. Bis Tag 14 ist ungefähr die Hälfte der Embryonen gestorben. Dann wird der Tumor, der sich auf der Membran gebildet hat, „geerntet“. Die Hühnerembryonen, die in ca. 6 Tagen geschlüpft wären und deutlich als Vogelküken zu erkennen sind, werden durch Enthauptung getötet. Die Leber der Embryonen wird entnommen und untersucht. Dabei werden menschliche Tumorzellen in den Lebern gefunden.

In einer weiteren Versuchsreihe wird jeweils 5 sechs bis acht Wochen alten Nacktmäusen eine der beiden menschlichen Brustkrebszellen unter die Haut gespritzt. Die Tiere werden auf nicht näher beschriebene Art mit einem weiblichen Geschlechtshormon behandelt. Die Größe des Tumors, der sich aus den Krebszellen unter der Haut bildet, wird mit einem Messschieber regelmäßig bestimmt. Innerhalb des Beobachtungszeitraums von 39 Tagen stirbt eine Maus. Dann werden die verbleibenden Tiere narkotisiert und durch Genickbruch getötet. Der Tumor wird entfernt und weiter untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die Tumoren, die sich aus einer der Brustkrebszelllinien entwickelt haben, nicht groß genug geworden sind. Daher wird der Versuch mit dieser Zelllinie mit 5 weiteren Mäusen wiederholt. Diesmal werden die Tiere erst nach 75 Tagen narkotisiert und getötet.

Die Arbeiten wurden durch das das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg) gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Tierschutz

Originaltitel: The chorioallantoic membrane xenograft assay as a reliable model for investigating the biology of breast cancer

Autoren: Raphela A. Ranjan (1,2,3), Julienne K. Muenzner (1,2), Philipp Kunze (1,2), Carol I. Geppert (2,4), Matthias Ruebner (4,5), Hanna Huebner (4,5), Peter A. Fasching (4,5), Matthias W. Beckmann (4,5), Tobias Bäuerle (6), Arndt Hartmann (2,4), Wolfgang Walther (7), Markus Eckstein (2,4), Ramona Erber (2,4)*,Regine Schneider-Stock (1,2,4)*

Institute: (1) Arbeitsgruppe Experimentelle Tumorpathologie, Pathologisches Institut, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Universitätsstraße 22, 91054 Erlangen, (2) Pathologisches Institut, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Krankenhausstraße 8-10, 91054 Erlangen, (3) Klinik und Poliklinik für Innere Medizin II, Klinikum Rechts der Isar, Technische Universität München (TUM), München, (4) Comprehensive Cancer Center Erlangen-EMN (CCC ER-EMN), Erlangen, (5) Frauenklinik, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (6) Preclinical Imaging Platform Erlangen (PIPE), Radiologisches Institut, Uniklinikum Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (7)* Experimental Pharmacology & Oncology Berlin-Buch GmbH, Robert-Rössle-Straße 10 (Haus 82), 13125 Berlin

Zeitschrift: Cancers 2023; 15(6): 1704

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5559

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken genehmigt. Es werden männliche Mäuse im Alter zwischen 8 und 10 Wochen und männliche Ratten im Alter von 8 bis 9 Wochen eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River in Deutschland stammen.

Die Tiere werden in Gruppen von 4 bis 5 Tieren unter künstlichem Licht gehalten (je 12 Stunden Licht an bzw. aus), wobei bei den Mäusen das Licht tagsüber ausgestellt wird und nachts angestellt wird, so dass sich ihr Tag-Nacht Rhythmus so verändert, dass die nachtaktiven Tiere tagsüber, wenn die Versuche durchgeführt werden, aktiv sind. Es werden verschiedene Versuchsreihen durchgeführt.

Versuchsreihe 1: 15 Mäusen wird täglich etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt und sie werden im sogenannten Open-Field-Test für eine Stunde in einen nach oben offenen Kasten der Maße 50 x 50 x 50 cm gesetzt. Dieser der Gewöhnung dienende Test wird innerhalb von 4 Tagen zweimal durchgeführt. Dann wird den Tieren die Testsubstanz APH199 in unterschiedlichen Konzentrationen in etwas Flüssigkeit oder Flüssigkeit ohne die Substanz in die Bauchhöhle gespritzt. Direkt nach der Injektion werden die Tiere wieder in die Box gesetzt. Mit einer Kamera wird beobachtet, wo in der Box sie sich aufhalten. Bleibt ein Tier länger im Randbereich, gilt das als ängstliches Verhalten. Dieser Versuch wird 5-mal durchgeführt, wobei zwischen den einzelnen Versuchen 2 oder 3 Tage liegen.

Versuchsreihe 2: 34 Mäuse werden in 3 Gruppen aufgeteilt. Die Tiere werden in Boxen gesetzt, die drei Bereiche enthalten. Zwei Testbereiche und dazwischen ein schmaler Bereich, der die Testbereiche voneinander trennt. Die Testbereiche sind mit Gummimatten ausgelegt; in einem Bereich ist die Gummimatte glatt, im anderen Bereich ist die Oberfläche strukturiert. In der ersten Phase des Versuchs werden die Tiere an den Versuchsablauf gewöhnt. Ihnen wird dreimal in der Woche eine Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt. Dann werden die Mäuse in den Versuchsaufbau gesetzt und es wird für 20 Minuten beobachtet, wo sie sich bevorzugt aufhalten. In den folgenden Versuchen wird den Tieren die Testsubstanz oder etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt, 20 Minuten später wird entweder Alkohol in etwas Flüssigkeit oder nur Flüssigkeit ohne Alkohol in die Bauchhöhle gespritzt. Die Tiere werden dann für 5 Minuten in einen der Testbereiche gesetzt, entweder den mit der glatten oder der rauen Gummimatte; der Zugang zu den anderen Bereichen ist abgesperrt. Dieser Versuch wird mehrfach durchgeführt, so sollen die Mäuse die Wirkung des Alkohols mit einem der beiden Testbereiche verbinden. Dann wird den Tieren wieder etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt, sie werden für 20 Minuten in den Versuchsaufbau gesetzt und können sich darin frei bewegen. Mit einem Infrarotsensor wird gemessen, wo die Tiere sich aufhalten. Der Versuch wird dreimal wiederholt. Tieren, die sich öfter in dem Testbereich aufhalten, den sie mit der Wirkung von Alkohol verbinden, wird Suchtverhalten unterstellt.

Versuchsreihe 3 wird ähnlich wie Versuchsreihe 2 durchgeführt, es werden 36 Mäuse eingesetzt.

Versuchsreihe 4 besteht aus unterschiedlichen Tests. Es werden 36 Mäuse eingesetzt, die jeden der Tests durchlaufen. Die Mäuse werden wie in Versuchsreihe 1 im Open-Field Test getestet. Im sogenannten Erhöhten Plus-Labyrinth-Test werden die Mäuse auf ein in 50 cm Höhe über dem Boden angebrachtes „Labyrinth“ gesetzt, welches aus zwei sich kreuzenden Stegen besteht, die vier Arme eines Kreuzes bilden. Zwei der Arme verfügen über 15 cm hohe Seitenwände, die anderen Arme haben keine Wände. 20 Minuten bevor die Tiere in die Mitte des Labyrinths gesetzt werden, wird ihnen die Testsubstanz oder etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt. Dann wird für 5 Minuten beobachtet, wie sich die Mäuse im Labyrinth bewegen. Tieren die sich bevorzugt in den mit Wänden versehenen Bereichen aufhalten wird Ängstlichkeit unterstellt.

In einem anderen Test werden die Tiere in eine in zwei Bereiche unterteilte Box gesetzt. Ein Bereich ist hell erleuchtet, der andere dunkel. 20 Minuten nach der Injektion der Testsubstanz oder eines Placebos werden die Mäuse für 5 Minuten in die Box gesetzt und beobachtet, wo sie sich aufhalten. Dadurch soll die Ängstlichkeit der Tiere bestimmt werden.

In einem weiteren Test erhalten die Tiere für 24 Stunden keine Nahrung. Dann werden sie in eine 50 x 50 cm große Box gesetzt, und zwar so, dass sie mit dem Gesicht zur Wand in einer der Ecken des Kastens stehen. Ein Bröckchen Futter wird in der Mitte des Kastens auf den Boden gelegt. Gemessen wird die Zeit, bis sich die Maus dem Futter nähert und isst.

Beim erzwungenen Schwimmtest werden die Mäuse einzeln in einen mit Wasser gefüllten Zylinder gegeben, aus dem sie nicht selbst entkommen können. Der Test wird an zwei aufeinander folgenden Tagen durchgeführt, am ersten Tag für 15 Minuten und am zweiten Tag für 5 Minuten. Gemessen wird, wie lange die Maus schwimmt, bevor sie aufgibt und sich treiben lässt. Mäuse, die früher aufhören zu schwimmen, gelten als depressiv.

In einem weiteren Test werden die Mäuse einzeln in Käfigen gehalten. In den Käfigen befinden sich zwei Wasserflaschen, in einer der Flaschen befindet sich Wasser in der anderen eine Zuckerlösung. Es wird 4 Tage lang beobachtet, wieviel Wasser und Zuckerlösung die Tiere trinken.

Versuchsreihe 5: 48 Ratten werden in verschiedene Gruppen aufgeteilt. Einem Teil der Ratten wird an 6 aufeinander folgenden Tagen die aufputschende Substanz Amphetamin (auch als Droge „Speed“ bekannt) dreimal täglich in steigenden Konzentrationen in die Bauchhöhle gespritzt. Dadurch soll bei den Tieren ein an eine Psychose erinnernder Zustand ausgelöst werden. Anderen Ratten wird eine Flüssigkeit ohne Amphetamin gespritzt. Es werden Verhaltenstests durchgeführt, vor denen einem Teil der Tiere die Testsubstanz in die Bauchhöhle gespritzt wird: Im Open-Field-Test (siehe oben) wird beobachtet, wie sich die Ratten auf der Fläche bewegen. Ein zweiter Versuch verläuft ähnlich, nur werden die Ratten nach 20 Minuten aus dem open Field herausgenommen, ihnen wird Amphetamin in die Bauchhöhle gespritzt und dann werden sie wieder in das Open Field zurückgesetzt, wo 40 Minuten lang beobachtet wird, ob sie durch das Amphetamin ein hyperaktives Verhalten zeigen.

In einem weiteren Test wird den Ratten die Testsubstanz gespritzt. Dann werden sie in enge Käfige gesetzt, in denen sie sich nicht umdrehen können. In speziellen Kammern werden den Tieren unterschiedlich laute Geräusche bis zu einer Lautstärke von bis zu 120 Dezibel, das entspricht in etwa der Lautstärke einer Rockband, vorgespielt. Gemessen wird, wie die Ratte bei dem Geräusch zusammenzuckt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (Erlangen) gefördert.

Bereich: Psychopharmakologie, Pharmakologie

Originaltitel: Behavioural effects of APH199, a selective dopamine D4 receptor agonist, in animal models

Autoren: Daria Chestnykh (1), Fabian Graßl (2), Canice Pfeifer (1), Jonas Dülk (1), Chiara Ebner (1), Mona Walters (1), Stephan von Hörsten (3), Johannes Kornhuber (1), Liubov S. Kalinichenko (1), Markus Heinrich (2), Christian P. Müller (1*,4)

Institute: (1) Psychiatrische und Psychotherapeutische Klinik, Uniklinik Erlangen, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Schwabachanlage 6, 91054 Erlangen, (2) Department Chemie und Pharmazie, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (3) Experimentell-Therapeutische Abteilung, Präklinisches Experimentelles Tierzentrum (PETZ), Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Palmsanlage 5, 91054 Erlangen, (4) Centre for Drug Research, University Sains Malaysia, Penang, Malaysia

Zeitschrift: Psychopharmacology 2023; 240: 1011-1031

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5558

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer #V54-19c 20/15- F126/1005 genehmigt. Die Schildkröten stammen aus der Zucht NASCO Biology (USA) und wiegen zwischen 150 und 400 Gramm.

Ein Teil der Tiere wird narkotisiert und der Kopf der Tiere wird in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen befestigt. Der Schädel der Tiere wird geöffnet und die Hirnhäute werden mit einer Schere geöffnet. Mit einer feinen Glasnadel werden Viren, die das genetische Material zur Herstellung von farbig fluoreszierenden Eiweißmolekülen enthalten, in das Gehirn gespritzt. Auf die Öffnung im Schädel wird ein Glasplättchen gelegt, welches mit Zahnzement am Schädel befestigt wird.

4 Wochen nach dem Eingriff werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Weitere Schildkröten werden in Narkose versetzt, geköpft und ihre Köpfe werden in eine Nährlösung gegeben. Das Gehirn wird entnommen, zerteilt und an den Gehirnstücken werden Messungen zur Aktivität der Gehirnzellen durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Minerva-Stiftung und den Boehringer Ingelheim Fonds gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Reliable sequential activation of neural assemblies by single pyramidal cells in a three-layered cortex

Autoren: Mike Hemberger (1), Mark Shein-Idelson (1,2), Lorenz Pammer (1), Gilles Laurent (1)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Max-von-Laue-Straße 4, 60438 Frankfurt am Main, (2) Department of Neurobiology, George S. Wise Faculty of Life Sciences, Sagol School for Neuroscience, Tel-Aviv University, Tel Aviv, Israel

Zeitschrift: Neuron 2019; 104(2): 353-369

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5557

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer V54- 19c 20/15-F126/1005 genehmigt. Die Bartagamen wiegen zum Zeitpunkt der Versuche 100 bis 400 Gramm und stammen aus der Zucht des Max-Planck-Instituts für Hirnforschung. Die Schildkröten wiegen ebenfalls 200 bis 400 Gramm und stammen aus der Zucht NASCO Biology (USA).

Einem Teil der Bartagamen werden Schmerzmittel und Antibiotika gespritzt. Am nächsten Tag werden die Tiere narkotisiert und intubiert. Dann werden sie in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen fixiert, der eine Bewegung des Kopfes verhindert. Die Kopfhaut wird mit einem Skalpell entfernt. Es wird eine 2 bis 3 mm große Öffnung in den Schädel gebohrt. Die Hirnhäute werden mit Pinzetten entfernt. Eine Elektrodenkammer mit einer unterschiedlichen Anzahl an Elektroden wird über der Öffnung im Schädel befestigt, dann wird der Schädel mit einem UV-härtenden Kleber beschichtet. Am Tag nach der Operation werden die Elektroden langsam in das Gehirn eingelassen. Das Gehirn der Bartagamen wird mit einem Silikongel und Vaseline abgedeckt.

Für die Messungen werden die Tiere abends aus ihrem Heimatterrarium entnommen und in einen speziellen elektromagnetisch abgeschirmten Schlafbereich gesetzt, an den sie bereits vor der Operation gewöhnt wurden. Dort bleiben die Tiere über Nacht und ihre Gehirnaktivität wird während sie schlafen über die im Gehirn steckenden Elektroden vermessen.

Bei einigen Bartagamen wird unter Narkose ein Teil des Bindegewebes über dem Gehirn mit Pinzetten entfernt. Dann wird eine Glasnadel in das Gehirn eingeführt, durch die eine Chemikalie oder etwas Flüssigkeit in das Gehirn gespritzt wird. Die Chemikalie zerstört das Gewebe an der Injektionsstelle. Neben dem geschädigten Gewebe werden zwei Elektroden in das Gehirn eingelassen. Über die Elektroden wird sechs Nächte lang, während die Bartagamen schlafen, die Aktivität der Gehirnzellen vermessen. Nach einer Woche werden die Tiere getötet und ihr Gehirn zerschnitten und untersucht.

Weitere Bartagamen werden narkotisiert und ihnen werden Viren, die das genetische Material zur Herstellung von farbig fluoreszierenden Eiweißmolekülen enthalten, in verschiedene Bereiche des Gehirns gespritzt, wozu der Schädel geöffnet werden muss. Vier bis sechs Wochen später werden die Tiere erneut narkotisiert und enthauptet. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Einige Bartagamen werden narkotisiert und ihnen wird eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt. Dann wird das Gehirn entnommen, in Scheiben geschnitten und untersucht.

Weitere Bartagamen und Schildkröten werden in Narkose versetzt, ihr Kopf wird vom Rumpf abgetrennt und in eine Nährlösung gelegt. Das Gehirn wird zerteilt und an den in Nährlösung liegenden Stücken werden Messungen zur Aktivität der Gehirnzellen durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Japan Society for the Promotion of Science (Japan), die Kanae Foundation (Japan) und die European Molecular Biology Organization (EMBO) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: A claustrum in reptiles and its role in slow-wave sleep

Autoren: Hiroaki Norimoto (1), Lorenz A. Fenk (1), Hsing-Hsi Li (1), Maria Antonietta Tosches (1,2), Tatiana Gallego-Flores (1), David Hain (1,3), Sam Reiter (1,4), Riho Kobayashi (1,5), Angeles Macias (1), Anja Arends (1), Michaela Klinkmann (1), Gilles Laurent (1)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Max-von-Laue-Straße 4, 60438 Frankfurt am Main, (2) Department of Biological Sciences, Columbia University, New York, USA, (3) Department of Life Sciences, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt am Main, (4) Okinawa Institute of Science and Technology Graduate University, Okinawa, Japan, (5) Department of Neuropharmacology, Graduate School of Pharmaceutical Sciences, Nagoya City University, Nagoya, Japan.

Zeitschrift: Nature 2020; 578: 413-418

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5556

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt unter den Nummern V54-19c20/15-F126/1005_1011 und 2006 genehmigt. Die Streifenköpfigen Bartagarmen beiderlei Geschlechts haben ein Gewicht von 150 bis 250 Gramm und werden am Max-Planck-Institut für Hirnforschung gehalten. Bei Bartagamen handelt es sich um Echsen, die in Australien beheimatet sind.

Den Echsen werden Schmerzmittel und Antibiotika gespritzt. Einen Tag später werden die Tiere narkotisiert und intubiert. Der Kopf der Tiere wird in einem sogenannten Stereotaktischen Rahmen fixiert. Auf dem Schädel wird die Haut mit einem Skalpell entfernt. Dann wird ein „Fenster“ in den Schädel geschnitten, durch welches verschiedene Bereiche des Gehirns für die Experimentatoren zugänglich werden. Die Hirnhaut wird dort, wo Elektroden in das Gehirn eingelassen werden sollen, mit Pinzetten und Scheren entfernt. Es wird eine Elektrodenkammer mit einer unterschiedlichen Anzahl an Elektroden über der Öffnung im Schädel befestigt. Das Gehirn der Bartagamen wird mit einem Silikongel und Vaseline bedeckt und der freiliegende Schädel wird mit einem UV-härtenden Kleber abgedeckt.

Am Tag nach der Operation werden die Elektroden langsam in verschiedene Bereiche des Gehirns eingelassen. Dieser Prozess dauert für bestimmte Bereiche im Gehirn 3 Tage, bis die nötige Tiefe im Gehirn erreicht wird. Dabei wird über die Elektroden die Aktivität der Gehirnzellen vermessen, bis das gewünschte und für die Gehirnregion typische Signalmuster erhalten wird.

Für die Messungen werden die Tiere abends aus ihrem Heimatterrarium entnommen und in einen speziellen elektromagnetisch abgeschirmten Schlafbereich gesetzt, an den sie bereits vor der Operation gewöhnt wurden. Dort bleiben die Tiere über Nacht und die Aktivität der Nervenzellen wird während die Tiere schlafen über die im Gehirn steckenden Elektroden vermessen.

Bei einem Teil der Tiere wird die Hirnhaut über einem Bereich des Gehirns, der für das Sehen zuständig ist entfernt. Dann wird eine feine Glaspipette in das Gehirn geschoben durch die eine Chemikalie in das Gehirn gespritzt wird, die das Gewebe schädigt.

Bei anderen Tieren werden Teile der Hirnhaut und -rinde entfernt und die Amygdala, ein Teil des Gehirns, der an der Entstehung emotionaler Reaktionen und der Speicherung von Gedächtnisinhalten beteiligt ist, herausgeschnitten. Über Elektroden wird dann die Aktivität von Gehirnzellen für ein bis sechs Nächte untersucht. Die Tiere werden im Anschluss auf nicht genannte Art getötet, ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Weitere Bartagamen werden narkotisiert und enthauptet. Die Köpfe werden in eine eiskalte Nährlösung gegeben, das Gehirn mit derselben Lösung durchspült und aus dem Schädel genommen und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die European Molecular Biology Organization (EMBO) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Interhemispheric competition during sleep

Autoren: Lorenz A. Fenk (1), Juan Luis Riquelme (1,2), Gilles Laurent (1)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Max-von-Laue-Straße 4, 60438 Frankfurt am Main, (2) TUM School of Life Sciences, Technische Universität München, Freising

Zeitschrift: Nature 2023; 616(7956): 312-318

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5555

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.12-42502-04-13/1209 genehmigt. In den Versuchen werden sechs weibliche Beagle im Alter von sechs bis zehn Jahren eingesetzt, die aus der Tierhaltung des Instituts für Tierernährung der Tierärztliche Hochschule Hannover stammen.

Aus einem niedersächsischen Schlachthof werden Abfälle von Hähnchen bezogen, welche aus den Knochen, Schädeln, Hals, Fett und Teilen von Muskeln bestehen. Die Schlachtabfälle werden in drei verschiedenen Feinheitsgraden gemahlen. Jede der Schlachtabfall-Sorten wird jeweils für 10 Tage an alle Hunde verfüttert. Die Hunde erhalten dazu einmal täglich am Morgen eine abgewogene Menge des Futters. Es wird beobachtet, wie gut die Tiere das Futter annehmen und wie schnell sie es essen, übrig gelassenes Futter wird gewogen.

An den jeweils letzten 5 Tagen der Fütterung der einzelnen Schlachtabfall-Sorten wird der Kot der Hunde gesammelt und untersucht. Während dieser Zeit werden die Hunde einzeln in Zwingern mit Betonfußboden gehalten, damit der Kot den einzelnen Tieren zugeordnet werden kann. Der Kot wird anhand seines Aussehens bewertet und auf seine Bestandteile untersucht.

Das weitere Schicksal der Hunde wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Veröffentlichung der Arbeiten wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tierernährung

Originaltitel: Impact of animal by-products on diet digestibility and fecal quality in beagle dogs

Autoren: Bussarakam Chuppava (1)*, Diana-Christin Siebert (1), Christian Visscher (1), Josef Kamphues (1), Amr Abd El-Wahab (1,2)

Institute: (1) Institut für Tierernährung, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Bischofsholer Damm 15, Geb. 124, 30173 Hannover, (2) Department of Nutrition and Nutritional Deficiency Diseases, Faculty of Veterinary Medicine, Mansoura University, Mansoura, Ägypten

Zeitschrift: Life 2023; 13: 850

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5554

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer AZ 19/3203 genehmigt. Es werden 10 männliche Beagles eingesetzt. Ole, Strolch, Fiete, Spencer, Toni, Murphy und Lui wurde in einer vorausgehenden Studie ein Deslorelin-Implantat am Bauch unter die Haut implantiert. Das stäbchenförmige Implantat gibt den Wirkstoff Deslorelin ab, wodurch die Rüden unfruchtbar werden. Drei weitere Rüden erhielten in derselben Studie statt des Implantats eine Salzlösung injiziert.

In der vorliegenden Studie werden die Hunde 5 Monate nach dem Einsetzen des Implantats in Narkose versetzt, das Implantat und der rechte Hoden der Hunde wird entfernt und der Hoden feingeweblich untersucht. Auch den Hunden ohne Implantat wird unter Narkose der rechte Hoden entfernt. Im Anschluss werden die Hunde über einen Zeitraum von 149 Tagen regelmäßig untersucht und gewogen. Dazu wird den Tieren, zunächst wöchentlich und dann in längeren Abständen, Blut aus einer Vene abgenommen.

Über den gesamten Beobachtungszeitraum werden einmal pro Woche Ultraschalluntersuchungen der Prostata durchgeführt. Die Größe des verbleibenden Hodens wird wöchentlich vermessen. Ab der zweiten Woche wird den Hunden einmal pro Woche Sperma abgenommen. Dazu werden die Rüden durch Anwesenheit einer läufigen Hündin oder durch Anwesenheit einer Hündin und einen Lappen, der mit dem Vaginalsekret einer läufigen Hündin beschmiert ist, sexuell erregt und per Hand für bis zu 10 Minuten stimuliert. Für diese Art der Samengewinnung wurden die Hunde in vorausgegangenen Versuchen trainiert. Die Spermien werden aufgefangen und untersucht. Bei den Untersuchungen wird festgestellt, dass bei Lui zum Zeitpunkt der Implantatentfernung die Wirkung des Implantats bereits nachgelassen hatte. Daher können die mit ihm gewonnenen Daten nicht verwendet werden.

Am sechsten Tag nach der Implantatentfernung wird den Hunden ein Hormon gespritzt, das die Fruchtbarkeit steigern soll. Am Folgetag wird ein menschliches Schwangerschaftshormon gespritzt. Vor und nach den Hormonverabreichungen wird Blut abgenommen und untersucht. Diese Tests werden im Folgenden noch zweimal wiederholt.

Am 149. Tag nach der Entfernung des Implantats werden die Hunde erneut in Narkose versetzt und der linke Hoden wird entfernt und feingeweblich untersucht. Das weitere Schicksal der Hunde wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Virbac in Bad Oldesloe unterstützt. Die Veröffentlichung wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover gefördert.

Bereich: Tiermedizin, Reproduktionsforschung, Andrologie

Originaltitel: What happens in male dogs after treatment with a 4.7 mg deslorelin implant? II. Recovery of testicular function after implant removal

Autoren: Sabrina Stempel (1), Hanna Körber (1), Larena Reifarth (1), Gerhard Schuler (2), Sandra Goericke-Pesch (1)*

Institute: (1) Abteilung Reproduktion, Klinik für Kleintiere, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 9, Gebäude 280, 30559 Hannover, (2) Klinik für Geburtshilfe, Gynäkologie und Andrologie der Groß- und Kleintiere, Klinikum Veterinärmedizin, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen

Zeitschrift: Animals 2022; 12: 2545

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5553

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales in Berlin unter der Nummer G0079/15 genehmigt. Die neun weiblichen Meerschweinchen des Albino-Stamms Dunkin Hartley stammen aus der Versuchstierzucht Envigo in Leicestershire, Großbritannien. Vier der Tiere sind seropositiv für das Meerschweinchen infizierende Cytomegalovirus (CMV), das heißt sie hatten Kontakt mit dem Virus und haben Antikörper dagegen gebildet. Dies wird noch bei Envigo mit einer Blutprobe ermittelt. Wie die Tiere zu der Infektion kamen, wird nicht erwähnt. Die anderen fünf Meerschweinchen weisen keine Antikörper gegen das Virus auf.

Die Tiere werden in Narkose versetzt und ein Hochfrequenzlautsprecher wird 10 cm oberhalb des Kopfes der Meerschweinchen positioniert. Über diesen Lausprecher werden Töne unterschiedlicher Frequenzen in unterschiedlicher Lautstärke abgespielt, während zeitgleich über drei unter die Haut auf dem Scheitel, hinter der Ohrmuschel und an einer Körperseite gestochene Elektroden die Hirnströme gemessen werden.

Am nächsten Tag werden die Tiere erneut in Narkose versetzt. Sie werden in eine schalldichte Kammer gelegt und ein Lautsprecher befindet sich 10 cm oberhalb ihres Kopfes. Ihnen wird für zwei Stunden ein 115 Dezibel lautes Geräusch vorgespielt, das entspricht in etwa der Lautstärke einer Rockband. Die Tiere werden während der Beschallung beobachtet und wenn nötig wird Narkosemittel nachdosiert.

14 Tage nach dem so verursachten Schalltrauma werden die Tiere wieder narkotisiert und ihr geschädigtes Gehör wird wie am Tag vor dem Schalltrauma untersucht. Danach wird der Brustkorb der Meerschweinchen geöffnet und das Herz freigelegt. Durch eine Nadel wird eine konservierende Flüssigkeit in das schlagende Herz des Meerschweinchens gepumpt. Auf diese Weise werden die Tiere getötet, ihre Innenohren werden herausgeschnitten und untersucht.

Bereich: Hörforschung, Virologie

Originaltitel: Cytomegalovirus seropositivity as a potential risk factor for increased noise trauma susceptibility

Autoren: Moritz Groschel*, Stefan Voigt, Susanne Schwitzer, Arne Ernst, Dietmar Basta

Institute: Klinik für Hals-, Nasen- und Ohrenheilkunde, Unfallkrankenhaus Berlin, Warener Str. 7, 12683 Berlin

Zeitschrift: Noise Health 2022; 24(112): 1-6

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5552

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Gesundheit und Verbraucherschutz, Freie und Hansestadt Hamburg unter der Nummer N098/2019 genehmigt. Es werden 35 weibliche Meerschweinchen im Alter von 8 bis 9 Wochen eingesetzt, die aus der Versuchstierzucht Envigo stammen.

Die Meerschweinchen werden in Narkose versetzt. Ihr Herz wird mittels Ultraschall untersucht. In einer nicht näher beschriebenen Operation wird der Brustkorb aufgeschnitten und das Herz freigelegt. Dann wird mit einem auf -196 °C abgekühlten Metallstab von 0,5 cm Durchmesser viermal für jeweils 30 Sekunden die linke Herzkammer der Tiere berührt, wodurch das Gewebe durch Erfrierung abstirbt.

Sieben Tage später werden die Tiere erneut unter Narkose operiert und mit Ultraschall untersucht. Der Brustkorb wird geöffnet und unterschiedliche Herzzellen, die aus menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen gezüchtet und zum Teil gentechnisch so verändert sind, dass sie auf Licht oder eine chemische Substanz reagieren, werden an drei verschiedenen Stellen in das Herzgewebe in und um die Erfrierung herum gespritzt. Ab dem dritten Tag vor dieser zweiten Operation und für 28 Tage nach der Operation erhalten die Tiere Medikamente, die ihr Immunsystem unterdrücken, damit es die transplantierten menschlichen Zellen nicht als fremd erkennt und abstößt.

Die Tiere werden 28 Tage nach der Transplantation der Herzzellen getötet, nachdem ihr Herz erneut mit Ultraschall untersucht wurde. Einem Teil der Meerschweinchen wird dazu ein Medikament gespritzt, das die Bildung von Blutgerinnseln verhindert. Die Tiere werden in Narkose versetzt, ihr Brustkorb wird geöffnet und das Herz wird herausgeschnitten. Das Herz wird dann mit einer Nährlösung durchspült und so am Leben gehalten. Das Herz wird mit verschiedenfarbigem Licht bestrahlt und überprüft, ob dies einen Einfluss auf sein Schlagen hat. Andere Tiere werden auf nicht genannte Art getötet und ihr Herz wird entnommen und in Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung, den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Chirurgie, Transplantationsmedizin

Originaltitel: Contractile force of transplanted cardiomyocytes actively supports heart function after injury

Autoren: Tim Stüdemann (2), Judith Rössinger (1,2), Christoph Manthey (1,2), Birgit Geertz (1), Rajiven Srikantharajah (1,2), Constantin von Bibra (1,2), Aya Shibamiya (1,2), Maria Köhne (1,2,3), Antonius Wiehler (4), J Simon Wiegert (5), Thomas Eschenhagen (1,2), Florian Weinberger (1,2)*

Institute: (1) Institut für Experimentelle Pharmakologie und Toxikologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Martinistraße 52, 20246 Hamburg, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung, Standort Hamburg/Kiel/Lübeck, (3) Surgery for Congenital Heart Disease, Universitäres Herz- und Gefäßzentrum Hamburg, Hamburg, (4) Department of Psychiatry, Service Hospitalo-Universitaire, Groupe Hospitalier Universitaire Paris Psychiatrie & Neurosciences, Universite de Paris, Frankreich. (5) Forschungsgruppe Synaptische Informationsverarbeitung, Zentrum für Molekulare Neurobiologie Hamburg, Hamburg

Zeitschrift: Circulation 2022; 146(15): 1159-1169

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5551

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer 7221.1–1.-053/13 genehmigt. Es werden 12 Rinder der Rasse Holstein eingesetzt, die erstmals ein Kalb bekommen haben.

Die Rinder werden zu drei verschiedenen Zeitpunkten nach dem Kalben in sogenannte Stoffwechselkammern gestellt. In diesen Kammern stehen die Rinder angebunden in metallischen Boxen der Maße 2,5 x 1,5 Meter. Durch ein Plexiglasfenster können sie eine Artgenossin sehen, die in der benachbarten Box in der Stoffwechselkammer steht. Die Kammern sind klimatisiert und hermetisch geschlossen, frische Luft wird über eine Pumpe zugeführt. Die aus der Kammer abgeführte Luft wird analysiert. Vor der Geburt ihrer Kälber wurden die Rinder im Rahmen einer anderen Versuchsreihe bereits daran gewöhnt, in den Boxen zu stehen.

Im eigentlichen Versuch werden die Tiere für 66 Stunden in den Boxen angebunden. Die Tiere werden in der Kammer zweimal täglich gemolken. In den ersten 42 Stunden erhalten sie Futter zur freien Verfügung. Dann wird das Futter aus den Boxen genommen und den Tieren Blut aus einer Vene im Hals abgenommen. Nach einer 24-stündigen Fastenperiode wird erneut Blut abgenommen. Fasten ist für Kühe, deren Magen-Darm-Trakt an häufige Futteraufnahme angepasst ist, sehr schlecht. Denn es kann zu einer lebensgefährlichen Übersäuerung des Pansens kommen.

Außerhalb der Versuche in der Stoffwechselkammer werden die Tiere im Stall des Forschungsinstituts für Nutztierbiologie gehalten.

Das weitere Schicksal der Rinder wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft (BMBL), die Bundesanstalt für Landwirtschaft und Ernährung (BLE) und das Forschungsinstitut für Nutztierbiologie gefördert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierernährung

Originaltitel: Influence of lactation stage on heat production and macronutrient oxidation in dairy cows during a 24-hour fasting period

Autoren: K. M. Kennedy, Björn Kuhla*

Institute: Forschungsinstitut für Nutztierbiologie (FBN), Institut für Ernährungsphysiologie "Oskar Kellner", Wilhelm-Stahl-Allee 2, 18196 Dummerstorf

Zeitschrift: Journal of Dairy Science 2023; 116(4): 2933-2947

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5550

Versuchsbeschreibung: Die am Friedrich-Loeffler Institut stattfindenden Versuche werden durch eine Behörde des Landes Mecklenburg-Vorpommern unter der den Nummern LALLF M-V/TSD/7221.3-1.2-008/07 und LALLF MV/TSD/7221.3-020/06 genehmigt. Weitere Versuche finden in Kanada statt und werden dort genehmigt.

Am Friedrich-Loeffler Institut werden 10 weibliche Rinder der Rasse Holstein-Friesian im Alter von 6 Monaten mit einer von zwei verschiedenen Varianten der Bovinen Spongiformen Enzephalopathie (BSE) infiziert. Bei BSE handelt es sich um eine Erkrankung, bei der sich die Gehirnsubstanz der Rinder zurückbildet, in der Folge entwickeln die Tiere Verhaltensänderungen wie erhöhte Ängstlichkeit, Koordinationsstörungen, bis sie nicht mehr aufstehen können und Sensibilitätsstörungen wie eine Überempfindlichkeit auf Berührungen. Um die Tiere zu infizieren, wird ihnen eine Lösung in das Gehirn gespritzt, die verflüssigtes Hirngewebe von Rindern mit einer bestätigter BSE-Infektion enthält.

Dazu werden die Rinder in Narkose versetzt, die Kopfhaut wird aufgeschnitten und ein 1 mm großes Loch wird in den Schädel gebohrt. Mit einer Spritze mit einer 9 cm langen Nadel wird die infektiöse Flüssigkeit in einen bestimmten Bereich des Gehirns injiziert. Dann wird die Kopfhaut vernäht. Zusätzlich werden drei Rinder oral infiziert, indem ihnen - vermutlich mit einer Schlundsonde - 100 g verflüssigtes Hirngewebe von an BSE erkrankten Rindern verabreicht wird.

Im Anschluss werden alle Tiere engmaschig beobachtet und auf neurologische Symptome von BSE untersucht. Sobald die Tiere bestimmte nicht genauer benannte Kriterien erfüllen, werden sie auf nicht beschriebene Weise getötet. Vermutlich werden die Tiere getötet, sobald sie unter Ataxie, also unkontrollierten Bewegungen der Hinterbeine leiden; so wird es in einer weiteren Publikation der Arbeitsgruppe beschrieben (https://dx.doi.org/10.1080/15287394.2011.529060). Nach der Tötung wird das Gehirn der Tiere entnommen und untersucht.

Neben den Versuchen am Friedrich-Loeffler Institut werden weitere Versuche mit 11 Kälbern im Alter von 2 bis 6 Monaten durch die Canadian Food Inspection Agency durchgeführt. Die Tiere werden narkotisiert, ihre Kopfhaut wir aufgeschnitten, ein 1,6 mm großes Loch wird in den Schädel gebohrt und die infektiöse Flüssigkeit, die eine von drei BSE-Varianten enthält, wird in ihr Gehirn gespritzt; dann wird die Wunde vernäht. Die Tiere werden täglich auf das Auftreten von Symptomen kontrolliert und wenn sie bestimmte nicht beschriebene Kriterien erfüllen, werden sie auf nicht genannte Art getötet, ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Infektion wird für alle Tiere in dieser Studie bestätigt und alle Rinder zeigen nicht näher beschriebene Symptome von BSE.

Die Arbeiten wurden durch das Alberta Prion Research Institute und die Alberta Livestock and Meat Agency sowie die Canadian Food Inspection Agency unterstützt.

Bereich: Tierseuchenforschung

Originaltitel: Discrimination of classical and atypical BSE by a distinct immunohistochemical PrPSc profile

Autoren: Christine Fast (1)*, Catherine Graham (2), Martin Kaatz (3), Kristina Santiago-Mateo (2), Tammy Kaatz (2), Kendra MacPherson (3), Anne Balkema-Buschmann (1), Ute Ziegler (1), Martin H. Groschup (1), Stefanie Czub (2,3)

Institute: (1) Friedrich-Loeffler Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger (INNT), Südufer 10, 17493 Greifswald - Insel Riems, (2) Canadian Food Inspection Agency, Lethbridge, Kanada, (3) Faculty of Veterinary Medicine, University of Calgary, Calgary, Kanada

Zeitschrift: Pathogens 2023; 12: 353

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5549

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Thüringer Landesamt für Lebensmittelsicherheit und Verbraucherschutz am 14. Oktober 2010 unter der Nummer 02-036/10 genehmigt. Die acht weiblichen Schafe stammen von lokalen Züchtern und werden in der Zentralen Experimentellen Tierhaltung des Universitätsklinikum Jena gehalten.

Zwei Wochen nach ihrer Ankunft am Universitätsklinikum Jena werden die Tiere in Narkose versetzt. Die Haut und die Muskeln oberhalb des rechten Knies werden in ca. 10 cm Länge parallel zum Oberschenkelknochen aufgeschnitten. Die Knochenhaut wird aufgeschnitten und in den freigelegten Knochen werden zwei Löcher der Maße 5 x 6 mm gebohrt. Die Löcher werden mit einem von zwei zu testenden gelförmigen Materialien gefüllt. Das Material wird durch Lichtbestrahlung ausgehärtet. Dann wird die Wunde verschlossen und genäht. Im Anschluss wird unterhalb des Knies ein 5 cm langer Schnitt parallel zum Schienbein durchgeführt. Auch hier wird der Knochen freigelegt und ein Loch in den Schienbeinknochen gebohrt, welches mit einem der zu testenden Materialien gefüllt wird, bevor die Wunde vernäht wird. Die so behandelten Knochen werden geröntgt.

12 Monate nach dieser Operation werden die Tiere auf nicht genannte Weise „nach einem Standard-Protokoll“ getötet. Die Knochen, in die die Löcher gebohrt wurden, werden entnommen und untersucht. Dabei werden bei den Löchern, die mit einem der zu testenden Materialien gefüllt wurden, Zeichen einer Entzündung gefunden.

Die Arbeiten erhielten keine Förderung.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Knochenchirurgie, Kieferchirurgie

Originaltitel: Histological and histomorphometric evaluation of implanted photodynamic active biomaterials for periodontal bone regeneration in an animal study

Autoren: Bernd Sigusch (1), Stefan Kranz (1)*, Andreas Clemm von Hohenberg (1), Sabine Wehle (1), André Guellmar (1), Dorika Steen (2), Albrecht Berg (3), Ute Rabe (1), Markus Heyder (1), Markus Reise (1)

Institute: (1) Poliklinik für Konservierende Zahnheilkunde und Parodontologie, Universitätsklinikum Jena, An der alten Post 4, 07743 Jena, (2) Biolitec Research GmbH, Jena, (3) Innovent Technologieentwicklung e.V., Jena

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2023; 24: 6200

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5548

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern genehmigt. Die männlichen Paviane stammen aus dem Deutschen Primatenzentrum in Göttingen. Für die Versuche werden junge Schweine verwendet, in deren Erbgut menschliche Gene eingeschleust wurden sowie ein anderes Gen ausgeschaltet wurde. Das soll dazu führen, dass beim Einpflanzen ihrer Organe in den Menschen keine Abstoßungsreaktionen erfolgen. Die Schweine stammen von Revivicor in Blacksburg, USA, und vom Lehrstuhl für Molekulare Tierzucht und Biotechnologie (Genzentrum der LMU München, München).

Die Schweine werden in Narkose gelegt und mechanisch beatmet. Der Brustkorb wird aufgeschnitten, das Herz entfernt und auf verschiedene Weise behandelt sowie gelagert. Alle Schweine versterben durch diesen Eingriff.

Parallel zur Operation der Schweine werden die Affen in Narkose gelegt. In eine Halsvene und Oberschenkelarterie werden für eine ständige Blutkontrolle Dauerkatheter geschoben. Der Brustkorb wird aufgeschnitten, die großen Gefäße werden vom Herz abgetrennt und mit einer Herz-Lungen-Maschine verbunden. Das Herz eines Schweins wird eingesetzt und die jeweiligen Gefäßenden miteinander verbunden. Der Brustkorb wird geschlossen und die Haut vernäht. Nach der Operation bekommen die Affen verschiedene Medikamente zur Unterdrückung des Immunsystems und zur Stärkung des Herz-Kreislaufsystems. Außerdem werden in regelmäßigen Abständen Herz-Ultraschalluntersuchungen durchgeführt.

Drei Affen werden aufgrund von akuten Herz-Kreislauf-Versagen innerhalb eines Tages auf nicht genannte Weise getötet, ein weiteres Tier nach 3 Tagen aufgrund von Multiorganversagen. Die restlichen Paviane werden zu verschiedenen Zeitpunkten innerhalb von 4 – 195 Tagen auf nicht genannte Weise getötet.

Zum genauen Gesundheitszustand bzw. zu konkreten Symptomen dieser Affen wird in der vorliegenden Studie -bis auf die Überlebenszeit- nichts geschrieben. Nähere Informationen dazu können in einer anderen Publikation (Datenbank-ID 4965; Längin et al. Nature 2018; 564(7736): 430-433) nachgelesen werden. Alle Paviane werden nach ihrem Tod obduziert und es werden feingewebliche Untersuchungen von Herz und Leber vorgenommen. Die Studie wurde finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Xenotransplantationsforschung

Originaltitel: Cold non-ischemic heart preservation with continuous perfusion prevents early graft failure in orthotopic pig-to-baboon xenotransplantation

Autoren: Matthias Längin (1)*, Bruno Reichart (2), Stig Stehen (3), Trygve Sjöberg (3), Audrius Paskevicius (3), Qiuming Liao (3), Guangqi Qin (3), Maren Mokelke (2), Tanja Mayr (1), Julia Radan (2), Lara Issl (2), Ines Buttgereit (2), Jiawei Ying (2), Ann Kathrin Fresch (2), Alessandro Panelli (2), Stefanie Egerer (4), Andrea Bähr (4), Barbara Kessler (4), Anastasia Milusev (5), Riccardo Sfriso (5), Robert Rieben (5), David Ayares (6), Peter J. Murray (7), Reinhard Ellgass (8), Christoph Walz (9), Nikolai Klymiuk (4), Eckhard Wolf (4), Jan-Michael Abicht (1), Paolo Brenner (8)

Institute: (1) Klinik für Anaesthesiologie, Klinikum der Universität München, LMU München, Marchioninistr. 15, 81377 München, (2) Transregional Collaborative Research Center 127, Walter Brendel Zentrum für Experimentelle Medizin, LMU München, Marchioninistr. 27, 81377 München, (3) Department of Cardiothoracic Surgery, Lund University and Skåne University Hospital, Lund, Schweden, (4) Lehrstuhl für Molekulare Tierzucht und Biotechnologie, Genzentrum der LMU München, LMU München, München, (5) Department for BioMedical Research (DBMR), Universität Bern, Bern, Schweiz, (6) Revivicor, Blacksburg, USA, (7) Max-Planck-Institut für Biochemie, Martinsried, (8) Herzchirurgische Klinik und Poliklinik, Klinikum der Universität München, LMU München, München, (9) Pathologische Institut, Medizinische Fakultät, LMU München, München

Zeitschrift: Xenotransplantation 2021; 28: e12636

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5547

Versuchsbeschreibung: Die Versuche finden in Frankreich und Deutschland statt, genehmigt vom französischen Ministerium für Ausbildung und Forschung unter der Nummer 2453-2015102713323361v2 bzw. dem Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Sicherheit (LAVES) unter den Nummern 33.19-42502-04-12/0820 und 33.19-42502-04-17/2500. Gehalten werden die Westlichen Grünmeerkatzen und Langschwanzmakaken am IDMIT Center (Fontenay-aux-Roses, Frankreich), die Rhesusaffen am Deutschen Primatenzentrum in Göttingen. An diesen Orten finden auch jeweils die Versuche statt.

Zu Beginn der Versuche sind die Affen durchschnittlich 3-5 Jahre alt und wiegen zwischen 3 und 6 Kilogramm. Für die gesamte Studie über 250 Tage werden die Tiere in Einzelkäfigen nicht genannter Größe in einem Infektionsschutzbereich der Stufe 3 gehalten. Das stellt für diese sehr sozialen Tiere eine große Belastung dar. Alle Affen - bis auf 5 Rhesusaffen, die als "uninfizierte Kontrolltiere" dienen - werden mit SIV ("Affen-AIDS") infiziert, indem unter Narkose Viren in die Blutbahn gespritzt werden. Verwendet werden verschiedene Virusstämme. Die Langschwanzmakaken bekommen zwei verschiedene Dosen, die anderen Affen nur eine Dosis. Zu verschiedenen Zeitpunkten vor der Infektion bis zu 250 Tagen nach der Infektion wird den Tieren Blut abgenommen und bei einigen Affen auf nicht genannte Weise Gewebeproben von Lymphknoten entnommen. Vermutlich erfolgt dies, indem eine Kanüle in einen Lymphknoten gestochen und Zellmaterial angesaugt wird. Am 9. und 150. Tag nach der Infektion werden bei einigen Tieren ganze Lymphknoten herausgeschnitten und untersucht. Nicht erwähnt, aber vermutlich geschieht dies unter Narkose. Bei allen Langschwanzmakaken sowie 6 der infizieren Rhesusaffen kommt es zur Ausbreitung der Viren im Blut. Wie viele Grünmeerkatzen eine sogenannte Virämie zeigen, wird nicht erwähnt. Auch fehlt die Angabe, welche Symptome die betroffenen Tiere zeigen. Üblicherweise leiden erkrankte Affen unter Appetitlosigkeit, Durchfall, Husten und Atemnot. Am Ende der Studie werden die Affen auf nicht genannte Weise getötet und verschiedene Organe für feingewebliche Untersuchungen entnommen.

Zusätzlich zu den Tierversuchen werden auch Versuche gemacht, bestimmte Blutzellen von gesunden Westlichen Meerkatzen mit dem Virus zu infizieren.

Die Studie wurde finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), dem Deutschen Zentrum für Infektionsforschung (DZIE), der Hector Stiftung, den National Institutes of Health (NIH, USA), der Französischen Regierung durch das ANR (Agence National de la Recherche), dem Französischen Institut für AIDS- und Hepatitisforschung (ANRS), dem Institut Pasteur (Frankreich), der Université Paris Cité, der Fondation Jaquelin Beytout (Schweiz), der Fondation Les Ailes (Frankreich) sowie den Fonds MSDAvenir (Frankreich).

Bereich: AIDS-Forschung

Originaltitel: SIV-induced terminally differentiated adaptive NK cells in lymph nodes associated with enhanced MHC-E restricted activity

Autoren: Nicolas Huot (1), Philippe Rascle (1,2), Caroline Petitdemange (1), Vanessa Contreras (3), Christina M. Stürzel (4), Eduard Baquero (5), Justin L. Harper (6), Caroline Passaes (1), Rachel Legendre (7), Hugo Varet (8), Yoann Madec (9), Ulrike Sauermann (10), Christiane Stahl-Hennig (10), Jacob Nattermann (11), Asier Saez-Cirion (1), Roger Le Grand (3), R. Keith Reeves (12), Mirko Paiardini (6,13), Frank Kirchhoff (4), Beatrice Jacquelin (1), Michaela Müller-Trutwin (1)*

Institute: (1) Institut Pasteur, Unité HIV, Inflammation et Persistance, 25-28 Rue du Dr Roux, 75015 Paris, Frankreich, (2) Université Paris Diderot, Sorbonne Paris Cité, Paris, Frankreich, (3) CEA-Université Paris Sud-Inserm, IDMIT Department, IBFJ, 18 route du Panorama, 92265 Fontenay-aux-Roses, Frankreich, (4) Universitätsklinikum Ulm, Ulm, (5) Institut Pasteur, Unité de Virologie Structurale, Paris, Frankreich, (6) Division of Microbiology and Immunology, Yerkes National Primate Research Center, Emory University, Atlanta, USA, (7) Bioinformatics and Biostatistics Hub, Department of Computational Biology, Institut Pasteur, Paris, Frankreich, (8) Biomics Platform, Center for Technological Resources and Research (C2RT), Institut Pasteur, Paris, Frankreich, (9) Institut Pasteur, Epidemiology of Emerging Diseases Unit, Paris, Frankreich, (10) Deutsches Primatenzentrum - Leibniz Institut für Primatenforschung, Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (11) Medizinische Klinik und Poliklinik I, Universitätsklinikum Bonn, Bonn; Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Bonn, (12) Center for Virology and Vaccine Research, Beth Israel Deaconess Medical Center, Harvard Medical School, Boston, USA, (13) Department of Pathology and Laboratory Medicine, Emory University School of Medicine, Atlanta, USA

Zeitschrift: Nature Communications 2021; 12(1): 1282

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5546

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde unter der Nummer AZ 55.2-1-54-2531-167-10 genehmigt. Es werden 33 Merinoschafe im Alter von 6 bis 7 Jahren eingesetzt. Zuvor werden die Tiere geröntgt, um eine Gelenkentzündung auszuschließen.

Die Schafe werden in Narkose versetzt, indem ihnen Beruhigungs- und Narkosemittel in eine Vene gespritzt werden, dann werden sie intubiert, d.h., ein Schlauch wird zur künstlichen Beatmung in die Luftröhre geschoben. Zusätzlich wird ein Schlauch in den Magen gelegt. Die Schafe werden in Rückenlage auf den Operationstisch gelegt. Ein Knie der Tiere wird aufgeschnitten und die Kniescheibe zur Seite geschoben. Dann werden zwei Löcher mit je 6 mm Durchmesser in den Knorpel des Knie-nahen Endes des Oberschenkelknochens gestanzt.

Die Löcher im Knorpel werden dann unterschiedlich behandelt: Entweder sie werden gar nicht behandelt, oder es werden 3 Löcher von 2 oder 4 mm Tiefe in den freiliegenden Knochen gebrochen oder 3 bzw. 6 Löcher von 4 mm Tiefe in den Knochen gebohrt. Nach dem Eingriff und an den folgenden 3 Tagen wird den Schafen ein Schmerzmittel gespritzt.

Die Tiere werden ein Jahr nach dem Eingriff erneut in Narkose versetzt. Dann werden die Bereiche mit den Löchern und dem neugebildeten Knorpel herausgeschnitten. Im Anschluss werden die Schafe durch Spritzen eines Tötungsmittels getötet.

Bereich: Knochenchirurgie, Chirurgie, Regenerationsforschung

Originaltitel: Biomechanical properties of repair cartilage tissue are superior following microdrilling compared to microfracturing in critical size cartilage defects

Autoren: Florian Pohlig (1)*, Michael Wittek (2), Anne von Thaden (3), Ulrich Lenze (1), Claudio Glowalla (1,2), Philipp Minzlaff (4), Rainer Burgkart (1), Peter Michael Prodinger (4)

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Orthopädie, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München (TUM), Ismaninger Straße 22, 81675 München, (2) BG Unfallklinik Murnau, Murnau am Staffelsee, (3) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen, München, (4) Krankenhaus Agatharied, Abteilung Unfallchirurgie und Orthopädie, Hausham

Zeitschrift: In Vivo 2023; 37(2): 565-573

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5545

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen genehmigt und zwischen Februar 1992 und Mai 1993 durchgeführt. Es werden 6 erwachsene Schleiereulen eingesetzt, die mit der Hand aufgezogen wurden. Die Tiere werden als G, H, I, J, K und L bezeichnet.

Der Versuchsaufbau besteht aus einer rotierenden Trommel von 36 cm Höhe, auf deren Innenfläche ein Streifenmuster oder ein Muster aus Quadraten abgebildet ist. Die Trommel wird mit unterschiedlichen Geschwindigkeiten sowohl mit dem Uhrzeigersinn als auch gegen den Uhrzeigersinn gedreht. In der Mitte der Trommel wird die Eule auf einer Sitzstange positioniert, ihre Beine werden mit einem Lederriemen an der Stange befestigt. Während sich die Trommel bewegt, wird die Eule von oben mit einer Kamera gefilmt, um festzuhalten, wie sie dem sich bewegenden Muster durch Drehung des Kopfes folgt. Dafür wird den Tieren eine Pappe oder ein Papier mit Positionsmarkierungen auf dem Kopf befestigt. Eine Versuchssession dauert bis zu einer Stunde.

Bei einem Teil der Versuche wird ein Auge der Tiere abgedeckt. Dabei wird die Augenabdeckung an einem am Schädel der Eulen befestigten Haltegriff befestigt. Der Haltegriff stammt aus vorausgegangenen Versuchen, bei denen den Tieren unter Narkose die Kopfhaut aufgeschnitten wurde und der Haltegriff mit Zahnzement am Schädel festgeklebt wurde.

Das weitere Schicksal der Eulen wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Veröffentlichung der Arbeiten wurde durch das Projekt DEAL unterstützt.

Bereich: Sehforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Optocollic responses in adult barn owls (Tyto furcata)

Autoren: Hermann Wagner (1,2)*, Ina Pappe (1,3), Hans Ortwin Nalbach (1)

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Biologische Kybernetik, Max Planck Ring 11, 72076 Tübingen, (2) Institut für Biologie II, RWTH Aachen University, Aachen, (3) Universitätsklinik für Anästhesiologie, Tübingen

Zeitschrift: Journal of Comparative Physiology A 2022; 208: 239-251

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5544

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine Behörde des Landes Thüringen unter der Nummer 02-054/14 genehmigt. Die Wachteln werden am Institut für Zoologie und Evolutionsforschung der Friedrich-Schiller-Universität Jena gehalten, wo die Versuche auch stattfinden.

Die Tiere müssen einen 3 Meter langen Gang durchqueren. Der Boden ist so beschichtet, dass sie nicht ausrutschen. Der Boden ist entweder eben oder weist in der Mitte der Strecke eine Stufe auf, die nach oben oder unten gerichtet und 1 cm, 2,5 cm oder 5 cm hoch ist. Die Bewegung der Tiere wird mit zwei Hochgeschwindigkeitskameras gefilmt und zusätzlich mit Hilfe zweier Röntgen-Quellen von der Seite und von unten erfasst, so dass bewegte Röntgenbilder der Bewegungsabläufe aufgenommen werden. Die erhaltenen Filme werden mit Computern ausgewertet und zur Entwicklung eines Modells für das Laufverhalten von Wachteln genutzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die National Science Foundation (USA) gefördert.

Bereich: Tierphysiologie

Originaltitel: Limb, joint and pelvic kinematic control in the quail coping with steps upwards and downwards

Autoren: Emanuel Andrada (1)*, Oliver Mothes (2), Heiko Stark (1), Matthew C. Tresch (3), Joachim Denzler (2), Martin S. Fischer (1), Reinhard Blickhan (4)

Institute: (1) Institut für Zoologie und Evolutionsforschung, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Erbertstraße 1, 07743 Jena, (2) Computer Vision Group, Lehrstuhl für Digitale Bildverarbeitung, Fakultät für Mathematik und Informatik, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena, (3) Department of Physiology, Northwestern University, Chicago, USA, (4) Bewegungswissenschaft, Institut für Sportwissenschaft, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena

Zeitschrift: Scientific Reports 2022; 12: 15901

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5543

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. und zwischen Mai 1992 und Juni 1993 durchgeführt. Es werden sechs Schleiereulen eingesetzt, die als F, G, H, I, J und K bezeichnet werden. Die Eulenküken werden noch bevor sie die Augen öffnen, dies geschieht ungefähr an Tag 10 bis 12 nach dem Schlüpfen, oder kurz nach dem Öffnen der Augen aus dem Nest entnommen und per Hand aufgezogen, damit sie zahm werden.

Die Tests werden an 9 bis 65 Tage alten Eulen durchgeführt. Sehr junge Küken sind bei den Versuchen kaum in der Lage ihren Kopf zu halten (bis Tag 13) und werden in flache Schalen gesetzt. Wenn die Tiere älter und agiler werden, werden sie in Bechergläser gesetzt, damit sie an Ort und Stelle bleiben. Die Eulen werden dann in Schalen oder Bechergläsern in eine 46 cm hohe Trommel gesetzt, deren Innenwände mit einem Muster aus Quadraten oder einem Streifenmuster versehen ist.

Die Trommel wird mit verschiedenen Geschwindigkeiten und sowohl im als auch gegen den Uhrzeigersinn gedreht. Die Kopfdrehungen der Vögel, mit denen sie dem Muster zu folgen versuchen, werden mit einer Kamera von oben gefilmt. Dazu wird den Tieren ein Pappstreifen mit zwei Punkten auf den Kopf geklebt; die Punkte dienen dazu die Richtung, in die die Eule schaut, zu ermitteln. Eine Versuchssession dauert typischerweise eine Stunde.

In einem Teil der Versuche werden die Eulen ebenfalls in die sich drehende Trommel gesetzt, dabei wird jedoch eines ihrer Augen abgedeckt. Dazu wird bei jüngeren Küken eines der Augen mit schwarzem Klebeband abgeklebt. Ältere Tiere (ab einem Alter von 50 Tagen) werden in Narkose gelegt, ihre Kopfhaut wird aufgeschnitten und an ihrem Schädel wird mit Zahnzement ein Haltegriff befestigt. An diesem Haltegriff wird dann die Augenabdeckung befestigt. Das weitere Schicksal der Eulen wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Sehforschung, Neurobiologie

Originaltitel: Development of the horizontal optocollic reflex in juvenile barn owls (Tyto furcata pratincola)

Autoren: Hermann Wagner (1,3)*, Ina Pappe (2,3), Sandra Brill (1), Hans Ortwin Nalbach (3)

Institute: (1) Institut für Biologie II, RWTH Aachen University, Aachen, (2) Universitätsklinik für Anästhesiologie, Tübingen, (3) Max-Planck-Institut für Biologische Kybernetik, Max Planck Ring 11, 72076 Tübingen

Zeitschrift: Journal of Comparative Physiology A 2022; 208: 479-492

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5542

Versuchsbeschreibung: Ein Teil der Versuche findet in Berlin statt und wird durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) Berlin unter der Nummer StN006/19 genehmigt. Weitere Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen durchgeführt und auch durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer #84-02.04.2016.A109 genehmigt.

In Berlin werden 30 Hennen der Rasse Weiße Leghorn im Alter von 20 Wochen nach einer Eingewöhnungsphase von 3 Wochen in zwei Gruppen eingeteilt. Die erste Gruppe erhält über 28 Tage ein mit bestimmten Schadstoffen, sogenannten polychlorierten Biphenylen (PCBs), kontaminiertes Futter. Von PCBs ist bekannt, dass sie unter anderem die Leber, die Schilddrüse und Nervenzellen schädigen. Das kontaminierte Futter stammt aus einem Kontaminationsfall in Deutschland aus dem Jahr 2018, bei dem Futter durch abgeplatzte Farbe kontaminiert wurde, was zu einer Überschreitung der Höchstgrenze der entsprechenden PCBs in Eiern und Hühnerfleisch führte. Im Anschluss erhalten die Tiere für 100 Tage nicht kontaminiertes Futter. Die zweite Gruppe erhält das kontaminierte Futter für 63 Tage und im Anschluss 100 Tage das nicht kontaminierte Futter. Zu verschiedenen Zeitpunkten werden die Eier der Hühner eingesammelt und analysiert. Es wird beobachtet, dass die Tiere, die für 68 Tage das kontaminierte Futter zu sich nehmen mussten, weniger Nahrung aufnehmen und weniger Eier legen.

In weiteren Versuchen desLANUV werden 72 Hennen der Tetra-Rasse in drei Gruppen aufgeteilt. Vor dem Versuch werden jeweils drei Hühner je Gruppe durch Injektion eines Betäubungsmittels getötet und ihre Brustmuskulatur wird für Untersuchungen herausgeschnitten. Die restlichen Tiere werden gruppenweise für bis zu 168 Tage in Gehegen gehalten. Der Boden der Gehege enthält unterschiedliche Mengen PCBs und stammt aus stadtnahen Gebieten für die bekannt ist, dass sie mit PCBs und anderen Schadstoffen belastet sind. Zu verschiedenen Zeitpunkten werden die Eier der Hühner analysiert. Die verbliebenden Hühner werden an Tag 42, 84 oder 168 getötet und ihre Brustmuskeln werden analysiert.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesinstitut für Risikobewertung und das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen gefördert.

Bereich: Tierernährung, Tierhaltung

Originaltitel: Transfer of non-dioxin-like polychlorinated biphenyls (ndl-PCBs) from feed and soil into hen eggs

Autoren: B. Ohlhoff (1), D. Savvateeva (1), J. Leisner (2), F. Hartmann (2), K.-H. Südekum (3), T. Bernsmann (4), M. Spolders (1), A. Jahnke (1), A. Lüth (1), I. Röhe (1), J. Numata (1), R. Pieper (1)*

Institute: (1) Abteilung Sicherheit in der Nahrungskette, Bundesinstitut für Risikobewertung, Max-Dohrn-Straße 8-10, 10589 Berlin, (2) Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen, Recklinghausen, (3) Institut für Tierwissenschaften, Universität Bonn, Bonn, (4) Chemisches und Veterinäruntersuchungsamt Münsterland-Emscher-Lippe, Münster

Zeitschrift: Journal of Agricultural and Food Chemistry 2022; 70(29): 8955-8962

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5541

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer AZ ROB-55.2-2532.Vet_02-21-100 im Februar 2022 genehmigt. Die Pferde stammen aus dem Haupt- und Landgestüt Schwaiganger in Ohlstadt und werden im Lehrbetrieb eingesetzt.

Die Tiere werden in verschiedene Gruppen eingeteilt. 16 Pferde werden für den eigentlichen Versuch eingesetzt, weitere 10 Pferde werden in die Kontrollgruppe eingeteilt und die restlichen Pferde werden für die Bestimmung von Referenzwerten verwendet.

Die Tiere der Versuchsgruppe werden an vier unterschiedlichen Tagen für jeweils 20 Minuten unter verschiedenen Bedingungen geritten, die bei den Tieren unterschiedlich starken Stress verursachen sollen. Vor den einzelnen Versuchen wird den Pferden zweimal Blut aus der Halsschlagader abgenommen, einmal noch im Stall, und einmal unmittelbar vor dem Ritt. Im niedrigsten Stresslevel werden die Pferde mit lockerem Nasenband geritten. Stresslevel 2 wird durch Reiten mit fest angezogenem Nasenband, welches die Öffnung des Mundes verhindert, erreicht. In Level 3 werden die Pferde mit lockerem Nasenband geritten, zusätzlich wird ihnen ein Endoskop, das ist ein Schlauch, in ein Nasenloch eingeführt. Das Einführen eines Endoskops soll bei den Pferden bewusst Stress erzeugen. Der höchste Stresslevel von 4 wird durch Reiten mit fest gezogenem Nasenband und gleichzeitig in ein Nasenloch eingeschobenes Endoskop erzielt. Während der Versuche werden die Pferde gefilmt und ihre Körpersprache und ihr Gesichtsausdruck wird nach einem Punkteschema bewertet, welches Ausdruck über Schmerzen und Stress der Tiere geben soll. Es können 0 bis 24 Punkte vergeben werden, wobei 8 Punkte beispielsweise bei Schmerzen im Bewegungsapparat erreicht werden. In den Versuchen erzielen die Pferde bis zu 10 Punkte. Im Anschluss an jeden einzelnen Ritt wird der Reiter nach der Leistung, der Reitbarkeit und der Bereitwilligkeit der Pferde befragt. Direkt nach jedem Ritt wird erneut Blut abgenommen und die Pferde werden wieder in den Stall gebracht. Bei den Tieren der Kontrollgruppe wird ebenfalls dreimal Blut abgenommen, allerdings werden sie nicht geritten. Zusätzlich wird weiteren Pferden einmalig Blut abgenommen, um Vergleichswerte zu erhalten.

Die Arbeiten erhielten keine Förderung.

Bereich: Tierhaltung, Tierschutz

Originaltitel: Evaluation of substance P as a new stress parameter in horses in a stress model involving four different stress levels

Autoren: Dominik Scholler (1), Yury Zablotski (2), Anna May (1)*

Institute: (1) Klinik für Pferde, Ludwig-Maximilians-Universität München, Sonnenstr. 14, 85764 Oberschleißheim, (2) Zentrum für Klinische Tiermedizin, Klinik für Wiederkäuer mit Ambulanz und Bestandsbetreuung, Ludwig-Maximilians-Universität München, Oberschleißheim

Zeitschrift: Animals 2023; 13: 1142

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5540

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde in Gießen, vermutlich das Regierungspräsidium Grießen, unter der Nummer GI 18/9 NR.36/2015 genehmigt.

Jeweils 11 Nymphensittiche werden als erwachsene Tiere im Alter von ein bis fünf Jahren oder als Küken (ein bis sechs Tage nach dem Schlüpfen) mit einem Virus infiziert. Das dafür verwendete Virusisolat wurde aus dem Gehirn eines Aras gewonnen, der an der durch das Virus verursachten Erkrankung, die Drüsenmagendilatation genannt wird, gestorben ist. Die Viren werden den Sittichen in etwas Flüssigkeit in eine Vene gespritzt.

Der Verlauf der Infektion wird über einen Zeitraum von insgesamt 233 Tagen beobachtet. In dieser Zeit werden die Tiere regelmäßig beobachtet und gewogen und es werden Abstriche aus Kropf und Kloake sowie Blutproben genommen. Im Beobachtungszeitraum entwickeln die meisten der Tiere klinische Symptome wie Abgeschlagenheit, Durchfall, neurologische Symptome, Gewichtsverlust, vermehrte Harnausscheidung und vermehrte Flüssigkeitsaufnahme.

Drei der Tiere sterben. Drei Sittiche werden aufgrund ihrer Symptome oder wegen starkem Gewichtsverlust getötet. Nach Ende des Beobachtungszeitraums werden die verbleibenden Tiere getötet. Dazu werden sie in Narkose versetzt und ausgeblutet. Proben ihrer Organe werden entnommen und untersucht. Dabei werden Veränderungen an Drüsenmagen, Verdauungssystem, Leber, Bauchspeicheldrüse, Nieren, Nebennieren, Milz, Herz, Geschlechtsorganen, Muskeln und Haut sowie Nerven- und Gehirnentzündungen gefunden. Die Mehrzahl der Tiere hat Veränderungen der Augen wie Bindehaut- oder Regenbogenhautentzündungen.

Die Arbeiten wurden durch ein Stipendium der Justus-Liebig-Universität unterstützt.

Bereich: Tiermedizin, Tierseuchenforschung, Veterinärpathologie

Originaltitel: Tissue distribution of parrot bornavirus 4 (PaBV-4) in experimentally infected young and adult cockatiels (Nymphicus hollandicus)

Autoren: Jana Petzold (1)*, Anna Maria Gartner (2), Sara Malberg (1), Jessica Bianca Link (2), Bianca Bücking (2), Michael Lierz (2), Christiane Herden (1)

Institute: (1) Institut für Veterinär-Pathologie, Justus-Liebig-Universität Gießen, Frankfurter Str. 96, 35392 Gießen, (2) Klinik für Vögel, Reptilien, Amphibien und Fische, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen

Zeitschrift: Viruses 2022; 14: 2181

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5539

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.14-42502-04-15/1813 genehmigt. Weibliche Puten der Rasse B.U.T. 6, die auf ein hohes Gewicht und eine schnelle Gewichtszunahme gezüchtet wurde, werden im Alter von einem Tag aus der Putenzuchten Kartzfehn (Bösel) und Heidemark (Ahlhorn) gekauft. Die Versuche finden an der Tierärztlichen Hochschule Hannover statt.

Die Tiere werden mit einem Band am Flügel individuell markiert und in verschiedene Gruppen eingeteilt. Sie werden in Gruppen von 22 Tieren in Ställen einer Größe von 5,4 m2 gehalten. Bei einem Teil der Puten enthält der Stall eine Konstruktion, die aus drei unterschiedlich hohen Plattformen besteht, die die Puten zum Sitzen oder Stehen nutzen können. Diese Konstruktion wird als "Putenbaum” bezeichnet und soll den Tieren als Abwechslung dienen. Die anderen Puten haben kein solches Konstrukt in ihren Ställen.

Die Puten werden für 88 Tage in den Ställen gehalten. Die Tiere werden innerhalb von 53 Tagen dreimal gegen ein Virus geimpft; dazu wird ihnen der Impfstoff oral verabreicht. Zu verschiedenen Zeitpunkten wird den Puten insgesamt viermal Blut aus einer Vene eines Flügels abgenommen. Über Video werden die Ställe überwacht und das Verhalten der Tiere wird beobachtet. Dabei wird insbesondere bewertet, wie die Tiere die Plattformen nutzen, wie sie sich verhalten und wie oft sie sich ihren Artgenossen gegenüber, zum Beispiel durch Hacken mit dem Schnabel, aggressiv zeigen.

Als weiterer Beleg für die Aggressivität der Puten untereinander wird mehrfach das Federkleid der Tiere bewertet und die Haut auf Verletzungen untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die Tiere, die keinen "Putenbaum" in ihrem Stall haben, mehr Verletzungen aufweisen.

Ein Tier stirbt am 7. Tag und es wird eine Infektion festgestellt, daraufhin werden die verbleibenden Tiere 5 Tage lang mit Antibiotika behandelt. Ein weiteres Tier stirbt an Verletzungen, die ihm von anderen Tieren beigebracht wurden. Ein anderes Tier wird getötet, weil sein Kropf verstopft ist, eine weitere Pute bricht sich einen Flügel und wird ebenfalls getötet. Die verbleibenden Tiere werden am Ende des Versuchs mit einem Elektroschock betäubt und ausgeblutet.

Die Arbeiten wurden durch den Verein "Freunde und Förderer der Tierärztlichen Hochschule Hannover” gefördert. Die Publikation wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover unterstützt.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierhaltung, Tierschutz

Originaltitel: Influence of environmental enrichment on circulating white blood cell counts and behavior of female turkeys

Autoren: Rebecca Lindenwald (1), Hans-Joachim Schuberth (2), Birgit Spindler (3), Silke Rautenschlein (1)*

Institute: (1) Klinik für Geflügel, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 17, Gebäude 217, 30559 Hannover, (2) Institut für Immunologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (3) Institut für Tierhygiene, Tierschutz und Nutztierethologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover

Zeitschrift: Poultry Science 2021; 100: 101360

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5538

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) unter der Nummer AZ 81-02.04.2019.A372 genehmigt. Es werden Hennen von 19 verschiedenen Rassen eingesetzt. Ein Teil der Hühner wird von Züchtern in Deutschland und den Niederlanden gekauft, andere Tiere wurden am Versuchsstandort gezüchtet. Die Versuche werden am "Poultry Research Centre, Rhein-Kreis-Neuss" durchgeführt, vermutlich handelt es sich dabei um den Wissenschaftlichen Geflügelhof des Bruno-Dürigen-Instituts in Rommerskirchen–Sinsteden, welcher mit der Universität Bonn Kooperationen unterhält. Die Hühner werden in Gruppen in Ställen von 6 qm Größe mit Zugang zu einem Außengehege gehalten und alle 3 Monate geimpft. Die Tiere werden mindestens jede zweite Woche eingefangen und ihr Gesundheitszustand wird überprüft. Im Falle einer unheilbaren Krankheit wird ein Tierarzt hinzugezogen.

Zum Versuchszeitpunkt sind die Hühner zwischen 21 Wochen und 6 Jahren alt. Für die eigentlichen Versuche werden die Hühner eingefangen und in Boxen zum Versuchsort transportiert. Vor dem Versuch verbringen die Tiere bis zu einer Stunde in diesen Boxen. Dann werden die Tiere einzeln in eine 180 x 180 cm große und von 72 cm hohen Wänden umgrenzten "Arena" getragen, über der eine Kamera hängt und ihr Verhalten filmt. In der Arena werden die Hennen auf den Rücken gelegt und durch den Experimentator für 15 Sekunden in dieser Position festgehalten. Dann lässt der Experimentator die Henne los und verlässt die Arena. Nun wird beobachtet, wie lange das Huhn braucht, bevor es den Kopf hebt, anfängt die Beine zu bewegen und sich in eine aufrechte Position zu bringen. Es wird dann angenommen, dass Hühner, die lange auf dem Rücken liegen bleiben, ängstlicher sind als Tiere, die sich schnell aufrichten.

Wenn das Tier in weniger als 10 Sekunden auf die Füße kommt, gilt der Versuch als misslungen und wird bis zu zweimal wiederholt, d.h. das Huhn wird wieder auf den Rücken gedreht. Wenn eine Henne sich erfolgreich innerhalb von 10 Minuten aufgerichtet hat, wird sie aus der Arena getragen und gewogen. Wenn das Tier auch nach 10 Minuten noch auf dem Rücken liegt, wird der Versuch abgebrochen und das Tier vom Experimentator auf die Füße gestellt. Ein Teil der Tiere liegt nach 10 Minuten noch immer auf dem Rücken und hat noch nicht einmal den Kopf bewegt. Der Versuch wird mehrfach durchgeführt, so dass die einzelnen Tiere ihn bis 38-mal an 13 Tagen durchlaufen.

Nach Abschluss der Versuche verbleibt ein Teil der Tiere am Versuchsstandort und wird zur Zucht eingesetzt. Andere Tiere werden an private Züchter abgegeben.

Die Arbeiten erhielten keine finanzielle Förderung, die Publikation der Ergebnisse wurde durch die Universität Bonn unterstützt.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierzucht, Angstverhaltensforschung, Tierschutz

Originaltitel: Differences among domestic chicken breeds in tonic immobility responses as a measure of fearfulness

Autoren: Inga Tiemann (1)*, Senta Becker (1), Jocelyn Fournier (2), Daalkhaijav Damiran (2), Wolfgang Büscher (1), Sonja Hillemacher (1)

Institute: (1) Institut für Landtechnik, Universität Bonn, Nußallee 5, 53115 Bonn, (2) Department of Animal & Poultry Science, University of Saskatchewan, Saskatoon, Kanada

Zeitschrift: PeerJ 2023; 11: e14703

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5537

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB-55-2-2532-Vet_02-18-154 genehmigt. Befruchtete Hühnereier werden von der Professur für Biotechnologie der Reproduktion der Technischen Universität München zur Verfügung gestellt. Die Eier werden in einem Inkubator ausgebrütet und die Küken am Lehrstuhl für Zoologie der Technischen Universität München in Gruppen in Käfigen großgezogen.

Im Alter zwischen 58 und 114 Tagen werden 28 Hühner durch Spritzen eines Narkosemittels in den Brustmuskel narkotisiert. Der Kopf der Tiere wird in einen stereotaktischen Rahmen eingespannt. Die Kopfhaut der Tiere wird betäubt, dann werden die Federn der Kopfhaut mit einer Pinzette gezogen. Die Kopfhaut wird längst aufgeschnitten und der Schädel geöffnet. Die Hirnhaut wird aufgeschnitten und so das Gehirn freigelegt. Am Schädel wird eine Haltestange aus Aluminium mit Zahnzement festgeklebt. Dann wird eine Elektrode in das Gehirn gestochen, die zuvor mit einem Farbstoff beschichtet wurde, damit man den Einstichkanal nach den Versuchen im Gehirngewebe erkennen kann. Die Messungen der Nervenaktivität im Gehirn der Hühner werden in einer schalldichten Kammer durchgeführt. Die Hühner werden über die am Schädel befestigte Aluminiumstange fixiert. Ihnen werden über Kopfhörer ein- oder beidseitig unterschiedliche Geräusche und Töne von 10 – 90 dB vorgespielt. 90 dB entspricht in etwa der Lautstärke eines Türenknallens. Währenddessen werden die Elektroden in das Gehirn geschoben und die Aktivität der Nervenzellen gemessen. Die Elektrode wird aus dem Gehirn gezogen und dann an andere Position erneut in das Gehirn gestochen.

Am Ende der Versuche werden die Hühner durch Spritzen eines Medikaments in die Lunge getötet und mit einer Geflügelschere geköpft. Das Gehirn wird aus dem Schädel genommen und in Scheiben geschnitten untersucht, um festzustellen wo die Elektroden im Gehirn positioniert waren.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Hirnforschung, Hörforschung

Originaltitel: Two types of auditory spatial receptive fields in different parts of the chicken’s midbrain

Autoren: Gianmarco Maldarelli, Uwe Firzlaff, Lutz Kettler, Janie M. Ondracek, Harald Luksch

Institute: Lehrstuhl für Zoologie, School of Life Sciences, Technische Universität München, Liesel-Beckmann-Straße 4, 85354 Freising-Weihenstephan

Zeitschrift: The Journal of Neuroscience 2022; 42(23): 4669-4680

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5536

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Baden-Württemberg und das Kantonale Veterinäramt Zürich genehmigt.

Krallenfröschen (weiblichen und männlichen) wird innerhalb von 3 Tagen zweimal ein menschliches Schwangerschaftshormon gespritzt, woraufhin die weiblichen Tiere Eier legen, die durch die männlichen Tiere befruchtet werden. Die daraus entstehenden Embryonen werden für die Versuche verwendet. Ein Teil der Embryonen wird im 4-Zellstadium genetisch manipuliert, indem ihnen verschiedene Substanzen injiziert werden. Die Embryonen werden später in eine konservierende Lösung gegeben und untersucht.

Weitere Krallenfrosch-Embryonen werden durch künstliche Befruchtung gewonnen. Vermutlich wird ihren Müttern ebenfalls das menschliche Schwangerschaftshormon gespritzt, wie das Sperma ihrer Väter gewonnen wird, wird nicht beschrieben. Meist wird es aus den Tieren herausgedrückt. Die Gelschicht des Laichs wird bei einem Teil der Embryonen entfernt und es werden in 4-Zellstadium Substanzen in die Zellen des Embryos gespritzt. Andere Embryonen, die mittels künstlicher Befruchtung erzeugt wurden, werden erst nach ihrer Entwicklung zur Kaulquappe verwendet. Die Tiere werden in eine konservierend wirkende Lösung gegeben und untersucht.

Zusätzlich zu den Versuchen mit Frosch-Embryonen und Kaulquappen werden Mäuse eingesetzt. Die Mäuse werden in Narkose versetzt und ihnen wird eine konservierende Lösung in das Herz gepumpt, woran die Mäuse versterben. Dann werden die Nieren der Tiere aus ihren Körpern geschnitten. Außerdem werden Versuche mit Zellen durchgeführt, die aus den Gliedmaßen von Mäuse-Embryonen gewonnen werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Europäische Union, den Schweizerischen Nationalfonds (SNF), die Charité-Universitätsmedizin Berlin und das Berlin Institute of Health (BIH) gefördert.

Bereich: Mutationsforschung, Nierenforschung, Entwicklungsbiologie

Originaltitel: HNF1B alters an evolutionarily conserved nephrogenic program of target genes

Autoren: Kelli Grand (1), Martine Stoltz (2), Ludovica Rizzo (1), Ruth Röck (1), Michael M. Kaminski (3,4,5), Gabriela Salinas (5), Maike Getwan (1), Thomas Naert (1), Roman Pichler (2), Soeren S. Lienkamp (1,2)*

Institute: (1) Anatomisches Institut, Universität Zürich, Winterthurerstrasse 190, 8057 Zürich, Schweiz, (2) Universitätsklinikum Freiburg, Medizinische Fakultät, Universität Freiburg, Hugstetter Straße 55, 79106 Freiburg, (3) Berliner Institut für Medizinische Systembiologie, Max Delbrück Center, Berlin, (4) Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Nephrologie und Internistische Intensivmedizin, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (5) Berlin Institute of Health, Berlin, (6) Transcriptome and Genome Analysis Laboratory, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen

Zeitschrift: Journal of the American Society of Nephrology 2023; 34(3): 412-432

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5535

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Land Mecklenburg-Vorpommern genehmigt. Fruchtfledermäuse zweier Arten werden von verschiedenen europäischen Zoos zur Verfügung gestellt. Bevor sie zum Friedrich-Loeffler-Institut transportiert werden, werden Abstriche von den Tieren genommen und auf Viren untersucht. Nach der Ankunft am Friedrich-Loeffler-Institut werden mehrfach Abstriche aus dem Mund der Tiere genommen und Stuhl- und Urinproben gesammelt. Zusätzlich werden sogenannte "Wächter-Mäuse" eingesetzt. Die Mäuse werden für mindestens 2 Wochen in engem Kontakt mit den Fledermäusen gehalten. Dann werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet und ihre Gewebe auf Krankheitserreger untersucht.

Den Fledermäusen wird ein Mikrochip, der eine individuelle Identifizierung erlaubt, zwischen die Schulterblätter implantiert. Zum Auslesen der Mikrochips müssen die Tiere eingefangen werden. Die Fledermäuse werden in Gruppen von bis zu 20 Tieren in Volieren mit 22 m2 Grundfläche am Friedrich-Loeffler-Institut gehalten und gezüchtet. Die Tiere werden regelmäßig per Hand gefangen und untersucht.

Einem Teil der Tiere werden Temperatursensoren implantiert, entweder unter die Haut zwischen den Schulterblättern oder in die Bauchhöhle. Dazu werden die Tiere narkotisiert. Die Messung der Temperatur erfolgt für 57 Tage. Ein Teil der Fledermäuse wird für die Temperaturmessung aus der Voliere entnommen und in Käfige gesetzt. Nach einer "Eingewöhnungsphase" von einer Woche wird für bis zu 12 Tage die Körpertemperatur beobachtet.

Alle 60 Fledermäuse werden gefangen und narkotisiert. Es werden Blutproben aus einer Vene eines Flügels entnommen.

Die Arbeiten wurden aus Mitteln des Friedrich-Loeffler-Instituts unterstützt.

Bereich: Veterinärphysiologie, Versuchstierkunde

Originaltitel: Baseline of physiological body temperature and hematological parameters in captive Rousettus aegyptiacus and Eidolon helvum fruit bats

Autoren: Melanie Rissmann (1,2), Virginia Friedrichs (3), Nils Kley (1), Martin Straube (4), Balal Sadeghi (1), Anne Balkema-Buschmann (1)*

Institute: (1) Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger (INNT), Friedrich-Loeffler-Institut, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, (2) Department of Viroscience, Erasmus MC, Rotterdam, Niederlande, (3) Institut für Immunologie (IfI), Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald-Insel Riems, (4) Landratsamt Ortenaukreis, Amt für Veterinärwesen und Lebensmittelüberwachung, Offenburg

Zeitschrift: Frontiers in Physiology 2022; 13: 910157

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5534

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer AZ 55.2-1-54-2532-10-11 genehmigt. Die weiblichen Gerbils werden als 8727, 8728, 8729, 8730, 10525, 10526, und 10570 bezeichnet und stammen aus institutseigener Zucht. Damit die Tiere bei den Versuchen mitmachen, werden sie hungrig gehalten, indem sie so wenig Futter erhalten, dass ihr Gewicht um 5 – 15% unter dem Gewicht liegt, welches sie bei frei verfügbarem Futter hätten.

Das Training der Gerbils beginnt im Alter von mindestens 4 Monaten. Zunächst werden die Gerbils an den Versuchsaufbau gewöhnt. Dabei wir ihnen ein Geschirr umgelegt und sie werden oberhalb einer Kugel so an dem Geschirr aufgehängt, dass ihre Füße die Kugel berühren. Das Geschirr verhindert, dass die Tiere sich drehen können. Sie sollen dann auf der Kugel "laufen", wodurch die Kugel anfängt sich zu drehen. Um die Tiere herum befindet sich eine Projektionsfläche, auf die ein virtueller Gang projiziert wird, dessen Wände schwarz und weiß gestreift sind. Ein Computer misst die Drehung der Kugel und berechnet daraus den Weg, den die Gerbils auf einer ebenen Fläche gehen würden und stellt daraus eine virtuelle Realität her, in der es so wirkt, als würde das Tier durch den virtuellen Gang laufen. Macht das Tier alles richtig erhält es automatisch etwas Futter. Dieser "Trainingslauf" wird 5- bis 10-mal durchgeführt.

Die nächste Trainingsphase dauert etwa 6 Wochen und beinhaltet 30 Trainingseinheiten. Die Tiere sollen nun lernen, eine vorgegebene Zeit abzuschätzen und zu reproduzieren. Dazu werden die Tiere wieder in einem Geschirr über der Kugel aufgehängt. Sie sehen zunächst für eine bestimmte Dauer eine schwarze Fläche. Dann erscheint der virtuelle Korridor. Die Gerbils sollen nun wieder anfangen zu laufen, und zwar für so lange, wie sie zunächst die schwarze Fläche gesehen haben. Dann sollen sie stehen bleiben. Machen sie alles richtig, erscheint eine grüne Fläche und die Tiere erhalten etwas Futter zur "Belohnung". Danach startet der Versuch erneut, indem wieder eine schwarze Fläche gezeigt wird. Wenn die Tiere zu früh losgehen, also noch während die schwarze Fläche gezeigt wird, wird die Kugel blockiert. Wenn ein Gerbil zu früh oder zu spät stehen bleibt, wird eine weiße Fläche gezeigt und das Tier erhält kein Futter. Eines der Tiere kann sich nicht an den Versuchsaufbau gewöhnen, die eigentlichen Versuche werden dann nur mit 7 Gerbils durchgeführt.

In einem Teil der Versuche wird die Geschwindigkeit des virtuellen Korridors verändert, d.h. das virtuell gezeigte "Vorankommen" des Tieres in dem schwarz-weiß gestreiften Korridor gibt nicht die auf der Kugel gelaufene Strecke wieder. So soll verhindert werden, dass die Tiere versuchen, die Zeit anhand der gelaufenen Strecke abzuschätzen. Das weitere Schicksal der Gerbils wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Hirnforschung, Versuchstierkunde

Originaltitel: A virtual reality time reproduction task for rodents

Autoren: Josphine Henke (1,2), Virginia L. Flanagin (2,3), Kay Thurley (1,2)*

Institute: (1) Fakultät für Biologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Großhaderner Str. 2, 82152 Planegg-Martinsried, (2) Bernstein Zentrum München, LMU-Biozentrum, Fakultät für Biologie, Planegg-Martinsried, (3) Deutsches Schwindel- und Gleichgewichtszentrum (DSGZ), Ludwig-Maximilians-Universität München, München

Zeitschrift: Frontiers in Behavioral Neuroscience 2022; 16: 957804

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5533

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Darmstadt unter der Nummer #FU1126 genehmigt. Die Fledermäuse stammen aus der Zucht des Instituts für Zellbiologie & Neurowissenschaft der Goethe-Universität in Frankfurt.

Die Tiere werden in Narkose versetzt. Die Kopfhaut der Fledermäuse wird aufgeschnitten und der Schädelknochen mit einem Schnitt durch die Muskeln freigelegt. Ein Metallstab wird mit Zahnzement auf den Schädel geklebt.

Zwei Tage später wird der Schädel der Tiere unter erneuter Narkose mit einem Skalpell geöffnet. Elektroden werden in das Gehirn der Tiere gestochen. Die Fledermäuse werden mit Hilfe des am Schädel befestigten Metallstabs und in einer speziellen Halterung fixiert. Den Tieren werden mit einem Lautsprecher, der sich 15 cm von ihrem rechten Ohr befindet, verschiedene Geräusche vorgespielt, entweder Rufe von Fledermäusen, künstliche Töne oder künstlich hergestellte Mischungen aus Lautäußerungen und Tönen. Ein Teil der Versuche findet mit narkotisierten Fledermäusen statt. In anderen Versuchen sind die Tiere wach, während sie sich fixiert in einer schalldichten Box befinden, ihnen Geräusche vorgespielt werden und über in ihr Gehirn gesteckte Elektroden die Aktivität ihrer Gehirnzellen vermessen werden. Dazu wird den Fledermäusen eine Kanüle unter die Haut im Nacken gestochen. Zunächst werden die Messungen am wachen Tier durchgeführt, über die Kanüle wird Narkosemittel gespritzt und dann wird die Messung am narkotisierten Tier wiederholt. Jede Versuchseinheit dauert bis zu 4 Stunden, die Gesamtversuchsdauer beträgt bis zu 14 Tage. Zwischen den einzelnen Versuchseinheiten dürfen sich die Fledermäuse für mindestens einen Tag "erholen".

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Versuchstierkunde, Hörforschung

Originaltitel: A neuron model with unbalanced synaptic weights explains the asymmetric effects of anaesthesia on the auditory cortex

Autoren: Luciana López-Jury (1)*, Francisco García-Rosales (1,2), Eugenia González-Palomares (1), Johannes Wetekam (1), Michael Pasek (3), Julio C. Hechavarria (1)*

Institute: (1) Institut für Zellbiologie & Neurowissenschaft, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Max-von-Laue-Str. 13, 60439 Frankfurt am Main, (2) Ernst Strüngmann Institute (ESI) for Neuroscience in Cooperation with Max Planck Society, Frankfurt am Main, (3) Institut für Theoretische Physik, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt am Main

Zeitschrift: PLoS Biology 2023; 21(2): e3002013

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5532

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Unterfranken in Würzburg unter der Nummer 54.2.2-2532-2-540 genehmigt. Die 10 - 12 Wochen alten Gerbils stammen aus der Versuchstierzucht Janvier (Saint Berthevin, Frankreich) und werden unter künstlichen Lichtbedingungen (Licht an zwischen 6 und 18 Uhr) gehalten.

Die Tiere werden in einer dunklen schallgeschützten Kammer in eine enge Röhre gesteckt, die auf einer Sensorplattform steht, davor stehen zwei Lautsprecher. Nach 15-minütiger Eingewöhnungszeit werden den Tieren über die Lautsprecher Geräusche einer Lautstärke von 60 Dezibel vorgespielt. Die Geräusche werden von kurzen Pausen und von einem lauteren Geräusch von 105 Dezibel unterbrochen, das entspricht in etwa der Lautstärke einer Kreissäge. Der Versuch dauert etwa 45 Minuten. Beobachtet wird die Reaktion der Gerbils auf die Geräusche. Im Anschluss werden die Tiere in Narkose versetzt. Ihnen werden drei Elektroden unter die Haut gestochen, eine über dem Ohr, eine auf dem Kopf und eine an der Schwanzwurzel. Über einen Lautsprecher, der sich 3 cm von ihrem Ohr entfernt befindet, werden ihnen verschiedene Töne in unterschiedlichen Laustärken bis zu 90 dB (vergleichbar mit Türknallen) vorgespielt.

Ein bis zwei Tage nach diesen Messungen werden die Tiere zu verschiedenen Zeitpunkten am Tag oder in der Nacht erneut in Narkose versetzt. Über einen 10 cm entfernten Lautsprecher wird ihnen 75 Minuten lang ein Ton in der Lautstärke von 115 Dezibel, das entspricht in etwa der Lautstärke eines Rockkonzerts, vorgespielt. Dadurch wird das Gehör der Tiere geschädigt und zumindest bei einem Teil der Tiere ein Tinnitus hervorgerufen. Die Messung des Gehörs in der engen Röhre und unter Narkose über Elektroden unter der Haut wird 7 Tage nach der Schädigung des Gehörs wiederholt. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben.

Bereich: Hörforschung

Originaltitel: Circadian sensitivity of noise trauma-induced hearing loss and tinnitus in Mongolian gerbils

Autoren: Jannik Grimm, Holger Schulze, Konstantin Tziridis*

Institute: Experimentelle HNO-Heilkunde, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Waldstraße 1, 91054 Erlangen

Zeitschrift: Frontiers in Neurosciences 2022; 16: 830703

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5531

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB-55.2–2532.Vet_03-17–24 genehmigt. Die Krallenfrösche stammen aus der Zucht des Biozentrums der Ludwig-Maximilians-Universität München in Martinsried.

In verschiedenen Entwicklungsstadien werden die Kaulquappen in Narkose versetzt. Dazu werden sie in eine eiskalte Flüssigkeit gegeben, die eine Chemikalie enthält. Unter einem Mikroskop werden die betäubten Tiere dann geköpft. Der Unterkiefer der Tiere wird entfernt und der Kopf wird mit Nadeln auf einer Oberfläche fixiert. Dann wird die Haut am Kopf und der Schädel geöffnet. Ein Adergeflecht des Gehirns wird entfernt und das Vorderhirn wird abgetrennt. Die Augen werden intakt gelassen und bleiben über den Sehnerv weiter mit dem Gehirn verbunden. Die nun als "semi-intakte Präparationen" bezeichneten Köpfe werden für 3 Stunden in eine Salzlösung gegeben und sollen sich so "erholen".

Bei einem Teil der "Präparationen" wird ein Schnitt in einem bestimmten Bereich des Gehirns gesetzt, um die Verbindung zwischen der Großhirnrinde und Bereichen des Hirnstamms zu durchtrennen. Im Anschluss an den Eingriff dürfen sich die "Präparationen" für 30 Minuten bei Dunkelheit "erholen".

Die Köpfe werden dann auf einer Oberfläche fixiert. Um sie herum befindet sich eine kreisförmige Projektionsfläche. Auf diese Fläche werden schwarze und weiße vertikale Streifen projiziert, die sich abwechselnd nach links und rechts bewegen. Als Reaktion darauf bewegen sich die Augen der Kaulquappenköpfe und verfolgen das Muster. Die Bewegung der Augen wird mit einer Kamera aufgenommen und ausgewertet.

Die Köpfe, bei denen der Schnitt im Gehirn gesetzt wurde, werden mit Nadeln auf einer Oberfläche fixiert und mit einer Nadel wird ein Farbstoffkristall in einem bestimmten Bereich des Gehirns eingebracht. Danach werden die Köpfe in eine frische und sauerstoffreiche Lösung gesetzt und 24 Stunden später mit einer konservierenden Lösung behandelt und dann mikroskopisch untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurobiologie, Neurologie, Sehforschung

Originaltitel: Homeostatic plasticity of eye movement performance in Xenopus tadpoles following prolonged visual image motion stimulation

Autoren: Michael Forsthofer (1,2), Hans Straka (1)*

Institute: (1) Fakultät für Biologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Großhaderner Str. 2, 82152 Planegg-Martinsried, (2) Graduiertenschule für Systemische Neurowissenschaften, Ludwig-Maximilians-Universität München, Planegg-Martinsried

Zeitschrift: Journal of Neurology 2023; 270: 57-70

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5530

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LaGeSo) Berlin unter der Nummer G0196/17 genehmigt. Ein Teil der Versuche wird in Pretoria (Südafrika) durchgeführt und dort unter der Nummer ECO73-17 genehmigt.

In den Versuchen werden 166 Nacktmulle aus 7 Kolonien (6 davon am Max-Delbrück-Centrum in Berlin, eine an der University Pretoria in Südafrika) eingesetzt. Die Tiere sind Nachfahren von wildgefangenen Nacktmullen aus Kenia. Die Tiere, die in der Natur in großen unterirdischen Bauten leben, welche sie in die Erde graben, werden in miteinander verbundenen Plastikkammern gehalten.

In einem Versuchsteil werden 9 Nacktmulle aus zwei verschiedenen Kolonien einzeln in eine Versuchsapparatur gesetzt. Diese besteht aus drei Kammern, die mit Röhren miteinander verbunden sind. Die beiden äußeren Kammern sind jeweils mit einem Mikrofon und einem Lautsprecher ausgestattet. Die Tiere werden in die mittlere Kammer gesetzt. Dann wird ihnen über einen der Lautsprecher ein Tschirpen - das ist eine zwitschernde Lautäußerung die Nacktmulle von sich geben, um einander zu begrüßen - vorgespielt. Dabei handelt es sich entweder um eine Tonaufnahme aus ihrer eigenen oder einer fremden Kolonie oder um ein künstlich generiertes Geräusch. Es wird dann beobachtet, ob sich die Tiere in die Kammer begeben, aus der das Geräusch kommt. Jedes der Geräusche wird den Tieren mindestens 36-mal vorgespielt und die Lautäußerungen, mit denen die Nacktmulle auf die Geräusche reagieren, werden aufgenommen. In einem anderen Versuch wird ebenso verfahren, aber nun wird den Tieren gleichzeitig das Tschirpen aus der Heimatkolonie und der fremden Kolonie vorgespielt.

In einer der Kolonien stirbt die Königin aufgrund von Komplikationen in der Schwangerschaft. Ihre Nachfolgerin wird ca. einen Monat nachdem sie ihre ersten Jungen zur Welt gebracht hat von mehreren männlichen Tieren angegriffen und aufgrund ihrer schweren Verletzungen getötet. Auch in einer weiteren Kolonie wird die Königin angegriffen und von Mitgliedern ihrer Kolonie getötet. Die Lautäußerungen der Tiere der Kolonien, in denen nun ein neues Tier zur Königin wird, werden aufgenommen und analysiert.

In einem weiteren Versuch werden zwei verwaiste Jungtiere, die von der Königin stammen, die aufgrund ihrer Verletzungen getötet wurde, und Jo und Da genannt werden, aus ihrer Heimatkolonie entnommen. Die Tiere werden mit warmem Wasser gewaschen, die Zehen ihrer Vorderfüße werden auf nichtgenannte Weise markiert und die Welpen werden in zwei unterschiedliche fremde Kolonien gesetzt. Zuvor werden sie mit aus der fremden Kolonie stammenden Exkrementen eingerieben. Jo und Da werden beobachtet und ihre Lautäußerungen werden aufgenommen und analysiert. Im Alter von ungefähr 6 Monaten wird ihnen ein Mikrotransponder implantiert. Ebenso wird ein weiterer Welpe, der Mi genannt wird, und im Alter von einer Woche von seiner Kolonie verstoßen wurde, in eine neue Kolonie gesetzt. Auch Mi und zwei in seiner neuen Kolonie geborenen Welpen Ob und Ny werden beobachtet. Im Alter von 6 Monaten wird die Reaktion der Tiere auf die "Dialekte" verschiedener Kolonien getestet.

Um die Stellung der Tiere innerhalb der Hierarchie zu ermitteln, werden jeweils zwei Tiere in eine Versuchsapparatur gesetzt, die aus zwei Plastikkammern besteht, die mit einer Röhre verbunden sind. Es wird beobachtet, welches Tier beim gleichzeitigen Durchqueren der Röhre über das andere hinweg steigt, dieses wird dann als in der Hierarchie höherstehend bezeichnet. Dieser Test wird über mehrere Monate hindurch mit unterschiedlichen Tieren durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch den Europäischen Forschungsrat (ERC) und den South African Research Chair for Mammalian Behavioral Research gefördert. Zusätzlich werden von O. Daumke (vermutlich vom Max Delbrück Center) Mittel zur Bezahlung von Gehältern zur Verfügung gestellt.

Bereich: Verhaltensforschung

Originaltitel: Cultural transmission of vocal dialect in the naked mole-rat

Autoren: Alison J. Barker (1)*, Grigorii Veviurko (1), Nigel C. Bennett (2), Daniel W. Hart (2), Lina Mograby (1), Gary R. Lewin (1)*

Institute: (1) Neurowissenschaften, Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin (MDC), Robert-Rössle-Straße 10, 13125 Berlin, (2) Mammal Research Institute, Department of Zoology and Entomology, University of Pretoria, Pretoria, Südafrika

Zeitschrift: Science 2021; 371: 503-507

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5529

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) unter der Nummer AZ 81-02.04.2020.A432 genehmigt. Die 8 Buntbarsche stammen von einem kommerziellen Händler (Merz, Deutschland), 6 der Tiere wurden im Vorfeld bereits in anderen Experimenten verwendet. Die 8 Stachelrochen stammen aus dem Frankfurter Zoo. Die Versuche finden an 6 Tagen in der Woche am Morgen und am Nachmittag statt. Außerhalb der Versuche erhalten die Fische kein Futter. Futter erhalten sie lediglich als "Belohnung" bei den Versuchen; die Buntbarsche erhalten Pelletfutter, die Stachelrochen Regenwürmer, Krabben oder Muscheln.

Die Buntbarsche werden einzeln in 54-Liter-Becken gehalten. Die Becken bestehen aus verschiedenen Bereichen, ein Bereich hat Sand als Bodenbelag, eine Pflanze und ein Tongefäß als Versteckmöglichkeit. Davon durch eine weißliche Wand abgegrenzt befindet sich der Versuchsbereich, welcher seinerseits durch eine Plexiglasplatte in zwei Abteile unterteilt ist. Die Fische können durch eine Öffnung von einem Bereich zum anderen schwimmen. Die Stachelrochen leben gemeinsam in einem 1300–Liter-Aquarium, das ähnlich wie bei den Buntbarschen in verschiedene Bereiche unterteilt ist.

Die Fische werden für die Experimente trainiert. Dafür wird den Tieren zunächst auf der weißlichen Wand ein Bild gezeigt, welches eine bestimmte Anzahl geometrischer Symbole zeigt, welche entweder gelb oder blau sind.

Dann werden in den beiden Abteilungen des experimentellen Bereichs zwei unterschiedliche Bilder gezeigt, die ebenfalls aus gelben oder blauen Symbolen bestehen, eines mehr oder eines weniger als bei dem zuerst gezeigten Bild. Sind die Symbole blau, müssen sich die Fische für das Bild mit einem Symbol mehr als dem zuerst gezeigten Bild entscheiden (Addition) und sich in das Abteil des Versuchsraum begeben, in dem das entsprechende Bild gezeigt wird. Sind die Symbole gelb, müssen sich die Fische für das Bild entscheiden, welches ein Symbol weniger enthält als das ursprünglich gezeigte Bild (Subtraktion).

Für jede korrekt innerhalb eines bestimmten Zeitraums ausgeführte Aufgabe erhalten die Tiere etwas Futter. Macht der Fisch einen Fehler, erhält er kein Futter. Die Fische werden dann auf nicht genannte Art zurück in den "Wohnbereich" gelotst. Insgesamt müssen die Tiere in einer Versuchseinheit 10 Aufgaben lösen. Entscheiden sie sich 3-mal nicht für eine der Abteilungen, wird die Versuchseinheit abgebrochen und die Fische erhalten kein Futter. Sechs der Buntbarsche und 4 der Stachelrochen beenden das Training erfolgreich, die anderen Fische lernen die Aufgabe nicht.

Später werden den Fischen weitere Aufgaben gestellt, bei denen sich zum Beispiel die Anzahl der Symbole im Vergleich zum ursprünglich gezeigten Bild um ein oder zwei Symbole unterscheidet. Hier müssen sich die Fische dann im Falle von blauen Symbolen für das Bild entscheiden, das ein Symbol mehr enthält als das ursprünglich gezeigte Bild und nicht für das Bild mit dem weiteren zusätzlichen Symbol. So wird überprüft, ob der Fisch auch bei dieser Anzahl von Symbolen in der Lage ist, bei Verwendung von Symbolen der jeweiligen Farbe korrekt zu subtrahieren oder zu addieren. Eine Belohnung erhält er dafür nicht. Das weitere Schicksal der Fische wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Veröffentlichung wurde durch das Projekt DEAL gefördert.

Bereich: Neurobiologie, Hirnforschung

Originaltitel: Cichlids and stingrays can add and subtract ‘one’ in the number space from one to five

Autoren: Vera Schlüssel*, Nils Kreuter, Ina M. Gosemann, Esther Schmidt

Institute: Institut für Zoologie, Universität Bonn, Meckenheimer Allee 169, Poppelsdorfer Schloss, 53115 Bonn

Zeitschrift: Scientific Reports 2022; 12: 3894

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5528

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales (LaGeSo) Berlin unter der Nummer G0104/19 genehmigt. Die Mäuse, die gentechnisch so verändert sind, dass ihnen bestimmte an Entzündungen beteiligte Botenstoffe fehlen, stammen vom Forschungsinstitut für Experimentelle Medizin der Charité - Universitätsmedizin Berlin.

Nach dem Abstillen werden die Mäuse im Alter von etwa 3 Wochen für 8 Wochen mit einem Antibiotikum behandelt, welches dem sterilisierten Trinkwasser beigemischt wird. Dadurch werden die Bakterien im Darm der Tiere abgetötet. Die Tiere werden unter keimfreien Bedingungen gehalten. Im Anschluss an die Antibiotikabehandlung wird bei einem Teil der Tiere dem Trinkwasser eine Substanz zugesetzt, welche das im Futter enthaltene Eisen bindet und so für die Tiere unverwertbar macht und auch die körpereigenen Eisenspeicher der Mäuse zerstört.

Eine Woche später wird den Mäusen an zwei aufeinanderfolgenden Tagen das Bakterium Campylobacter jejuni, welches beim Menschen für Lebensmittelvergiftungen verantwortlich ist und blutige Durchfälle verursacht, mit einer Schlundsonde verabreicht. Ein Teil der Tiere erhält weiterhin die Eisen-bindende Substanz über das Trinkwasser.

Der Zustand der Mäuse wird täglich nach einem Punkteschema bewertet. Dabei wird kontrolliert, ob die Tiere Blut im Stuhl haben. Hier führt mit bloßem Auge erkennbares Blut zu der höchsten Punktzahl. Auch die Konsistenz des Stuhls wird bewertet, wobei flüssiger Durchfall die höchste Punktzahl erhält. Kontrolliert wird der spontan abgesetzte Kot, es werden aber auch Proben direkt aus dem Darm gewonnen. Außerdem wird das Allgemeinbefinden bewertet, und ein schlechter Zustand des Fells, eine verringerte Aktivität und die Absonderung der Tiere in die Isolation werden als Krankheitszeichen gewertet. Im Verlauf der Infektion erreicht ein Teil der Tiere 11 von 12 möglichen Punkten, was bedeutet, dass sie Blut im Stuhl und Durchfall haben und deutliche Krankheitszeichen zeigen.

Sechs Tage nach der Infektion werden die Mäuse mit Kohlendioxid erstickt. Es wird Blut aus dem Herzen entnommen, Proben vom Darm, der Leber und weiteren Organen werden entnommen und untersucht. Zusätzlich werden weitere Mäuse, die nicht mit dem Bakterium infiziert und nicht behandelt wurden, getötet und ihr Darm wird zum Vergleich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das Bundesministerium für Wirtschaft und Energie gefördert.

Bereich: Infektionsforschung, Entzündungsforschung

Originaltitel: Iron deprivation by oral deferoxamine application alleviates acute campylobacteriosis in a clinical murine Campylobacter jejuni infection model

Autoren: Stefan Bereswill (1), Soraya Mousavi (1), Dennis Weschka (1), Agnes Buczkowski (1,2), Sebastian Schmidt (1,2), Markus M. Heimesaat (1)*

Institute: (1) Gastrointestinale Mikrobiologie, Institut für Mikrobiologie und Infektionsimmunologie, Charité – Universitätsmedizin Berlin, Hindenburgdamm 30, 12203 Berlin, (2) Hofmann & Sommer GmbH und Co. KG, Büro Berlin, Berlin

Zeitschrift: Biomolecules 2023; 13: 71

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5527

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt fu?r Gesundheit und Soziales (LAGeSo) Berlin unter der Nummer A0378/12 genehmigt. Mäuse, deren Immunsystem nicht vollständig ausgebildet ist und sich daher nicht gegen körperfremde Zellen wehren kann, werden von Janvier Labs (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich) gekauft.

Einem Teil der Tiere werden im Alter von 6 bis 8 Wochen menschliche Leukämiezellen zusammen mit einer Substanz, die aus Tumoren von Mäusen gewonnen wird, unter die Haut gespritzt. Dort wächst in der Folge ein Tumor. Eine Woche nach der Injektion der Tumorzellen sind die Tumoren bereits auf 40 – 50 qmm gewachsen und die Tiere werden in Gruppen aufgeteilt. Den Mäusen wird dann einmal wöchentlich über einen Zeitraum von 3 Wochen einer von zwei experimentellen Wirkstoffen, eine Kontrollsubstanz, oder Flüssigkeit ohne Wirkstoff in eine Vene gespritzt. Die Größe des Tumors wird regelmäßig mit einem Messschieber bestimmt. Das Gewicht der Tiere wird zweimal wöchentlich kontrolliert.

Fünf der Tiere denen Flüssigkeit ohne Wirkstoff gespritzt wurde, wird 30 Tage nach der Injektion der Tumorzellen ein experimenteller Wirkstoff oder eine Kontrollsubstanz in eine Vene gespritzt. 24 Stunden später werden sie auf nicht genannte Art getötet; Blut, Tumor und Leber werden untersucht. Die anderen Mäuse denen Leukämiezellen gespritzt wurden, werden 3 Tage später vermutlich ebenfalls getötet.

Weiteren Mäusen werden im Alter von 8 Wochen menschliche Brustkrebszellen in einer Substanz, die aus Tumoren von Mäusen gewonnen wird, unter die Haut gespritzt, wo daraufhin ein Tumor wächst. 35 Tage nach der Injektion werden die Tiere in Gruppen aufgeteilt. Je nach Gruppenzugehörigkeit werden den Mäusen über einen Zeitraum von 7 Wochen wöchentlich experimentelle Wirkstoffe, eine Kontrollsubstanz oder etwas Flüssigkeit in eine Vene gespritzt. Die Größe des Tumors wird regelmäßig bestimmt und die Mäuse werden gewogen. Dabei wird ein Verlust von bis zu 18 % des Körpergewichts festgestellt, welcher als "akzeptabel" bewertet wird. Dieser Versuchsteil wird 102 Tage nach der Injektion der Tumorzellen "terminiert", vermutlich werden die Tiere zu diesem Zeitpunkt getötet.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: A novel NAMPT inhibitor-based antibody-drug conjugate payload class for cancer therapy

Autoren: Niels Böhnke (1)*, Markus Berger (1), Nils Griebenow (2), Antje Rottmann (1), Michael Erkelenz (1), Stefanie Hammer (1), Sandra Berndt (1), Judith Günther (1), Antje M. Wengner (1), Beatrix Stelte-Ludwig (2), Christoph Mahlert (2), Simone Greven (2), Lisa Dietz (2), Hannah Jörißen (2), Naomi Barak (1), Ulf Bömer (1), Roman C. Hillig (1), Uwe Eberspaecher (1), Jörg Weiske (1), Anja Giese (1), Dominik Mumberg (1), Carl Friedrich Nising (1), Hilmar Weinmann (1), Anette Sommer (1)

Institute: (1) Bayer Pharma AG, Müllerstr. 178, 13353 Berlin (2) Bayer Pharma AG, Wuppertal

Zeitschrift: Bioconjugate Chemistry 2022; 33: 1210-1221

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5526

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LaGeSo, Berlin) unter der Nummer G0176/16 genehmigt.

Es werden 16 weibliche 10 bis 12 Wochen alte Mäuse eines Inzuchtstamms verwendet. Neun der Tiere werden jeweils 200 Larven eines Rundwurms oral, vermutlich mit einer Schlundsonde, verabreicht. Bei dem Parasiten handelt es sich um Heligmosomoides polygyrus, welcher ausschließlich Nagetiere befällt. Der Parasit dringt in die Darmschleimhaut des Tieres ein und entwickelt sich dort weiter, bis er als erwachsenes Tier wieder in das Darmlumen zurückwandert.

6, 10 und 14 Tage nach der Infektion wird jeweils ein Teil der Tiere durch Genickbruch getötet. Ein Teil des Dünndarms der Tiere wird herausgeschnitten, geöffnet und mitsamt den enthaltenen Würmern mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

Die Versuche wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Berliner Hochschule für Technik gefördert.

Bereich: Parasitologie, Infektionsforschung, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: NAD(P)H fluorescence lifetime imaging of live intestinal nematodes reveals metabolic crosstalk between parasite and host

Autoren: Wjatscheslaw Liublin (1,2), Sebastian Rausch (3), Ruth Leben (1,2), Randall L. Lindquist (4,5), Alexander Fiedler (1,2), Juliane Liebeskind (5,6), Ingeborg E. Beckers (7), Anja E. Hauser (5,6), Susanne Hartmann (3), Raluca A. Niesner (1,2)*

Institute: (1) Biophysikalische Analytik, Deutsches Rheuma-Forschungszentrum Berlin (DRFZ), ein Institut der Leibniz-Gemeinschaft, Berlin, (2)* Arbeitsgruppe Dynamisches und funktionelles in vivo Imaging, Institut für Veterinär-Physiologie, Freie Universität Berlin, Oertzenweg 19 b, 14163 Berlin, (3) Institut für Immunologie, Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Berlin, (4) Klinik für Nuklearmedizin, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Corporate Member of Freie and Humboldt University, Berlin, (5) Immundynamik, Deutsches Rheuma-Forschungszentrum Berlin (DRFZ), ein Institut der Leibniz-Gemeinschaft, Berlin, (6) Intravitalmikroskopie und Immundynamik, Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Rheumatologie und Klinische Immunologie, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Corporate Member of Freie and Humboldt University, Berlin, (7) Berliner Hochschule für Technik, Berlin

Zeitschrift: Scientific Reports 2022; 12: 7264

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5525

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer AZ-G 20.3434 genehmigt. Die Versuche werden in der Serviceeinheit ´In vivo und in vitro Krankheitsmodelle´ des Sonderforschungsbereichs ´SFB 1002: Modulatorische Einheiten bei Herzinsuffizienz´ an der Universitätsmedizin Göttingen durchgeführt.

Es werden gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Den Tieren wird an drei aufeinander folgenden Tagen ein Wirkstoff (Brustkrebsmedikament Tamoxifen) in die Bauchhöhle gespritzt, durch den die gewünschten Gene aktiviert werden. Bei anderen Mäusen wird eine Verengung der vom Herzen abgehenden Hauptschlagader (Aorta) hervorgerufen. Dazu wird den durchschnittlich 17,5 Monate alten Tiere ein Schmerzmittel unter die Haut gespritzt, und 30 Minuten später werden sie durch Spritzen von verschiedenen Wirkstoffen unter die Haut in Narkose versetzt und ihr Brustkorb wird aufgeschnitten. Ein Faden wird um die vom Herzen abgehende Ader und eine Nadel gelegt und die Ader abgebunden. Dann wird die Nadel entfernt, so dass ein verminderter Blutfluss durch die verengte Stelle möglich ist. Einige Tiere werden ebenso operiert, bei ihnen wird die Ader aber nicht abgebunden. Durch die Operation erhöht sich bei den Mäusen, bei denen die Ader abgebunden wurde, der Blutdruck vor der Verengung. Um dies zu bestätigen werden die Adern der Tiere mit einem bildgebenden Verfahren untersucht, wofür die Tiere vermutlich erneut in Narkose versetzt werden. Tiere bei denen der Blutdruck vor der Verengung nicht ausreichend erhöht ist, werden aus den Versuchen ausgeschlossen, ihr weiteres Schicksal wird nicht erwähnt.

Die Herzen der Mäuse werden zu verschiedenen Zeitpunkten (5 Tage oder 9 Wochen) nach der Operation mit einem weiteren bildgebenden Verfahren (Echokardiograpie) untersucht, wofür die Tiere in Narkose versetzt werden. Durch die Verengung muss das Herz stärker pumpen und es kommt zu einer Verdickung des Herzmuskels und einer Herzschwäche. Alle Mäuse werden zu nicht genannten Zeitpunkten narkotisiert, ihr Brustkorb wird aufgeschnitten und das Herz herausgeschnitten. Das Herz wird mit einer Nährlösung durchspült, auf unterschiedliche Weise zerkleinert und die Herzstücke, Zellen und weitere Bestandteile in zusätzlichen Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK) und die Europäische Union gefördert. Die Publikation der Studie wurde durch die Universität Göttingen unterstützt.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Single-cell transcriptomics reveal extracellular vesicles secretion with a cardiomyocyte proteostasis signature during pathological remodeling

Autoren: Eric Schoger (1,2,3), Federico Bleckwedel (1,2), Giulia Germena (2,4), Cheila Rocha (4), Petra Tucholla (1,2), Izzatullo Sobitov (1,2), Wiebke Möbius (5), Maren Sitte (6), Christof Lenz (7,8), Mostafa Samak (2,4), Rabea Hinkel (2,4,9), Zoltán V. Varga (10,11), Zoltán Giricz (10,11), Gabriela Salinas (6), Julia C. Gross (12), Laura C. Zelarayán (1,2,3)*

Institute: (1) Institut für Pharmakologie und Toxikologie, Universitätsmedizin Göttingen (UMG), Robert-Koch-Straße 40, 37075 Göttingen, (2) Deutsches Zentrum für Herz- und Kreislaufforschung (DZHK), Standort Göttingen, Göttingen, (3) Exzellenzcluster "Multiscale-Bioimaging: Von molekularen Maschinen zu Netzwerken erregbarer Zellen” (MBExC), Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (4) Laboratory Animal Science Unit, Leibnitz-Institut für Primatenforschung, Deutsches Primatenzentrum GmbH, Göttingen, (5) Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Göttingen, (6) Next-Generation Sequencing (NGS)-Serviceeinrichtung, Universitätsmedizin Göttingen (UMG), Göttingen, (7) Institut für Klinische Chemie, Universitätsmedizin Göttingen (UMG), Göttingen, (8) Forschungsgruppe Bioanalytische Massenspektrometrie, Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Göttingen, (9) Institut für Tierhygiene, Tierschutz und Nutztierethologie (ITTN), Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (10) HCEMM-SU Cardiometabolic Immunology Research Group, Department of Pharmacology and Pharmacotherapy, Semmelweis University, Budapest, Ungarn, (11) Pharmahungary Group, Budapest, Ungarn, (12) Health and Medical University, Potsdam

Zeitschrift: Communications Biology 2023; 6: 79

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5524

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer Behörde in Niedersachsen unter der Nummer 33.4-42502-04-13/1266 genehmigt. Die gentechnisch veränderten Mäuse stammen aus der Zucht der Universitätsmedizin Göttingen, sie sind weiblich und 12 Wochen alt.

Die Mäuse werden in Narkose versetzt und die Kopfhaut der Tiere wird eingeschnitten. Der Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Dann werden den Tieren Tumorzellen, die entweder aus menschlichem Brustkrebs oder aus Brustkrebs von Mäusen stammen, etwas Flüssigkeit oder ein aus Bakterien stammender Giftstoff, gelöst in etwas Flüssigkeit, in das Gehirn gespritzt. Bei einigen Tieren werden auch gleichzeitig Tumorzellen und das bakterielle Gift mit Hilfe einer Kanüle in das Gehirn gespritzt. Die Nadel wird aus dem Schädel gezogen, das Loch im Schädel mit Knochenwachs verschlossen und die Kopfhaut wird vernäht.

Ein Teil der Tiere wird 24 Stunden nach der Injektion auf nicht genannte Weise getötet. Die anderen Tiere werden getötet, sobald sie nicht näher benannte neurologische Symptome aufweisen. Das Gehirn der Tiere wird entnommen und in weiteren Untersuchungen eingesetzt. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Intralesional TLR4 agonist treatment strengthens the organ defense against colonizing cancer cells in the brain

Autoren: Raquel Blazquez (1,2), Han-Ning Chuang (2), Britta Wenske (2), Laura Trigueros (1), Darius Wlochowitz (3), Renato Liguori (4,5), Fulvia Ferrazzi (4,5), Tommy Regen (6,7), Martin A. Proescholdt (8), Veit Rohde (9), Markus J. Riemenschneider (10), Christine Stadelmann (6), Annalen Bleckmann (2,11), Tim Beißbarth (3), Denise van Rossum (6,12), Uwe K. Hanisch (6), Tobias Pukrop (1,2,13)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Innere Medizin III, Hämatologie und Internistische Onkologie, Universitätskrankenhaus Regensburg, Franz-Josef-Strauß-Allee 11, 93053 Regensburg, (2) Klinik für Hämatologie und Medizinische Onkologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (3) Institut für medizinische Informatik, Universitätsmedizin Göttingen, Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (4) Pathologisches Institut, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (5) Nephropathologische Abteilung, Pathologisches Institut, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (6) Institut für Neuropathologie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (7) Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (8) Klinik und Poliklinik für Neurochirurgie, Universitätskrankenhaus Regensburg, Regensburg, (9) Klinik für Neurochirurgie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (10) Abteilung für Neuropathologie, Universitätskrankenhaus Regensburg, Regensburg, (11) Medizinischen Klinik A ((Hämatologie, Hämostaseologie, Onkologie und Pneumologie), Universitätsklinikum Münster, Münster, (12) Sartorius Canada Inc., Oakville, Kanada, (13) Bereich Personalisierte Tumortherapie, Fraunhofer-Institut für Toxikologie Und Experimentelle Medizin (ITEM), Regensburg

Zeitschrift: Oncogene 2022; 41: 5008-5019

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5523

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe unter den Nummern 35-9185.81/G-177/17 und 35-9185.81/G-274/19 genehmigt.

Ein Teil der Mäuse wird bei der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Genest Saint Isle, Frankreich) gekauft. Gentechnisch veränderte Mäuse werden von anderen Wissenschaftlern (Columbia University, New York, The Weizmann Insitute of Science, Rehovot, Israel, und Universität des Saarlandes, Homburg) zur Verfügung gestellt. Verschiedene Mäuse werden miteinander gekreuzt, um Tiere mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalte.

Einem Teil der Tiere wird im Alter von 5 Wochen Flüssigkeit mit einem Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Diese Injektion erfolgt täglich an 5 aufeinanderfolgenden Tagen. 19 Tage nach der Injektion werden die Tiere einzeln in einen engen Zylinder gesetzt, der auf einem Gitterboden steht. Durch die Gitter hindurch wird eine Kunststofffaser gegen die Fußsohlen der Hinterbeine der Mäuse gedrückt. Es wird beobachtet, ob die Tiere die Pfote daraufhin hochheben oder wegziehen und lecken. Es werden mehrere unterschiedlich steife Fasern verwendet, die unterschiedlich starken Druck auf die Haut der Pfoten ausübt; jede Faser wird 5-mal gegen die Pfote gedrückt. Dann werden die Mäuse in einem Zylinder auf einer 4°C kalten Metallplatte gesetzt, so dass ihre Pfoten die kalte Platte berühren. Es wird dann beobachtet, wie lange es dauert, bis die Tiere die Pfoten heben, schütteln, lecken oder beginnen zu hüpfen, um den Kontakt zu der schmerzhaft kalten Platte zu vermeiden. Der Test wird dreimal wiederholt.

2 Tage später werden die Tiere in zwei Gruppen aufgeteilt. Die Tiere der ersten Gruppe werden in Narkose versetzt und ihre Haut wird am Oberschenkel aufgeschnitten und bestimmte Nerven werden freigeschnitten, abgebunden und durchtrennt. Ein Nerv auf der Hinterseite des Beines, welcher unter anderem für die Empfindungsfähigkeit der Füße zuständig ist, bleibt verschont. Die zweite Gruppe von Mäusen wird ebenso operiert, dabei werden jedoch die Nerven nicht durchtrennt. Es ist bekannt, dass durch das Durchtrennen der Nerven eine Überempfindlichkeit im Bereich der Pfoten entsteht, so dass bereits normale Berührungen Schmerzen auslösen.

Einem Teil der Tiere wird zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Operation der Wirkstoff Formoteral, welcher beim Menschen beispielsweise bei Asthma eingesetzt wird, in etwas Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt. Anderen Tieren wird nur die Flüssigkeit ohne Wirkstoff gespritzt. Eine Stunde nach der Injektion werden die Mäuse erneut den Verhaltenstests unterzogen. Aus dem Verhalten der Tiere werden Rückschlüsse darüber gezogen, wie schmerzhaft die Versuche für die Tiere sind. Bei einem Teil der Tiere werden die Tests 4 Mal innerhalb von 26 Stunden durchgeführt. Die Tiere, bei denen die Nerven durchtrennt wurden, reagiere dabei empfindlicher auf Druck und Kälte.

Eine Gruppe von Mäusen wird 4 oder 32 Tage nach der Operation in einem Konditionierungsversuch eingesetzt. Dazu werden die Mäuse in einen aus mehreren Kammern bestehenden Käfig gesetzt und sie können sich frei in den drei Bereichen bewegen. Am nächsten Tag wird den Tieren eine Kochsalzlösung in die Bauchhöhle gespritzt. 10 Minuten später werden die Tiere in eine Kammer des Käfigs gesetzt, der Zugang zu den anderen Käfigbereichen ist verschlossen. Mindestens 4 Stunden nach der Injektion wird den Tieren ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt, der ihre Schmerzen lindern soll. Dann werden sie in eine andere Kammer des Käfigs gesetzt, wieder ist der Zugang zu den weiteren Käfigbereichen versperrt. Dies wird an drei aufeinander folgenden Tagen wiederholt. Dann werden die Tiere erneut in den Käfig gesetzt und sie haben Zugang zu allen Bereichen. Ihr Bewegungsmuster wird auf Video aufgezeichnet und geprüft, wie lange sie sich in welchen Bereichen aufhalten. Weil sie erwarten, dort Linderung ihrer Schmerzen zu erfahren, halten sich die Tiere bevorzugt in den Bereichen des Käfigs auf, in die sie nach der Injektion des Schmerzmittels gesetzt wurden.

Verschiedene Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten (3, 6 und 21 Tage nach der Operation) in Narkose versetzt und ihr Brustkorb wird aufgeschnitten. Ihnen wird eine Nadel ins Herz gestoßen, durch die eine Flüssigkeit in die Blutbahn gepumpt wird und das Blut der Tiere verdrängt, woran die Mäuse sterben. Die Wirbelsäule wird herausgeschnitten und für weitere Versuche verwendet. Andere Tiere werden im Alter von 5 oder 8 Wochen auf nicht genannte Art getötet und ihr Rückenmark oder bestimmte Nervenzellen für weitere Untersuchungen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Universität Heidelberg und die Chica und Heinz Schaller Stiftung (Heidelberg) gefördert.

Bereich: Schmerzforschung, Neurologie, Pharmakologie

Originaltitel: Activation of β2-adrenergic receptors in microglia alleviates neuropathic hypersensitivity in mice

Autoren: Elisa Damo (1), Amit Agarwal (2,3), Manuela Simonetti (1)*

Institute: (1) Pharmakologisches Institut, Medizinische Fakultät Heidelberg, Universität Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 366, 69120 Heidelberg, (2) Chica and Heinz Schaller Research Group, Institut für Anatomie und Zellbiologie, Universität Heidelberg, Heidelberg, (3) Interdisziplinäres Zentrum für Neurowissenschaften, Universität Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Cells 2023; 12: 284

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5522

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe genehmigt. Verschiedene gentechnisch veränderte Mäuse werden miteinander gekreuzt, um Mäuse mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalten. Bei einem Teil der Mäuse können bestimmte Gene mit dem Brustkrebswirkstoff Tamoxifen gezielt aktiviert werden. Außerdem werden nicht gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Die Tiere werden am Deutschen Krebsforschungszentrum (DKFZ) in Heidelberg gehalten.

Einem Teil der Mäuse wird der Wirkstoff Tamoxifen an 5 aufeinander folgenden Tagen in die Bauchhöhle gespritzt. Andere Tiere erhalten eine einzige Injektion des Wirkstoffs in die Bauchhöhle oder ihnen wird eine ähnliche Substanz mit einer Schlundsonde verabreicht.

Mäuse werden auf nicht genannte Art getötet und es werden Darmstücke herausgeschnitten, aus denen der Darminhalt herausgedrückt wird. Anderen Mäusen wird der Darminhalt der getöteten Mäuse direkt in die Bauchhöhle gespritzt. Dadurch wird eine Infektion verursacht, die Tiere entwickeln Untertemperatur, die Bakterien breiten sich im Blutstrom aus, es kommt zu einer den ganzen Körper betreffenden schweren Entzündung und die Mäuse entwickeln nicht näher beschriebene Symptome. Einem Teil dieser Tiere wird Blut abgenommen, entweder aus der Wange oder aus dem Herz, was vermutlich bei der nicht erwähnten Tötung der Tiere erfolgt.

Eine Gruppe von Mäusen wird zu unterschiedlichen Zeitpunkten nach Herbeiführen der Sepsis auf nicht genannte Art getötet und es werden Zellen aus verschiedenen Knochen, der Wirbelsäule, der Milz und der Bauchhöhle gewonnen und untersucht. Einem Teil der Tiere wird zuvor ein Farbstoff in die Bauchhöhle gespritzt, 2 Stunden später werden sie getötet.

Anderen Mäusen werden Antikörper in die Bauchhöhle gespritzt, die bei einem Teil der Tiere gegen bestimmte Zellen des Immunsystems gerichtet sind. Am Tag nach den Injektionen wird den Tieren Blut abgenommen. Bei einer Gruppe wird festgestellt, dass sie unerwartet auf den Antikörper reagiert. Hier wird festgestellt, dass der verwendete Antikörper mit Endotoxinen, das sind aus Bakterien stammende fieberauslösende Substanzen, verunreinigt ist.

Bei einer weiteren Gruppe von Mäusen wird eine Blutarmut verursacht. Dazu wird ihnen innerhalb von 9 Tagen 4-mal Blut durch Punktion von Blutgefäßen in Bereich des Gesichts und Schädels entnommen. Pro Blutung verlieren die Tiere mindestens 0,3 ml Blut, das sind in etwa 16% ihres Blutes. Nach der Blutung wird den Mäusen Kochsalzlösung unter die Haut gespritzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), den Europäischen Wissenschaftsrat (ERC) und die Helmholtz-Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Sepsisforschung, Entzündungsforschung, Immunologie

Originaltitel: Flt3- and Tie2-Cre tracing identifies regeneration in sepsis from multipotent progenitors but not hematopoietic stem cells

Autoren: Ann-Kathrin Fanti (1,5), Katrin Busch (1,4), Alessandro Greco (2,5), Xi Wang (1,3), Branko Cirovic (1), Fuwei Shang (1,4), Tamar Nizharadze (2,5), Larissa Frank (1,5), Melania Barile (2), Thorsten B. Feyerabend (1), Thomas Höfer (2)*, Hans-Reimer Rodewald (1)*

Institute: (1) Abteilung Zelluläre Immunologie, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Im Neuenheimer Feld 580, 69120 Heidelberg, (2) Abteilung Theoretische Systembiologie, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Im Neuenheimer Feld 580, 69120 Heidelberg, (3) State Key Laboratory of Reproductive Medicine, Nanjing Medical University, Nanjing, China, (4) Universitätsklinikum Heidelberg, Universität Heidelberg, Heidelberg, (5) Fakultät für Biowissenschaften, Universität Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Cell Stem Cell 2023; 30: 207-218

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5521

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium in Karlsruhe unter den Nummern G-287/20 und G-105/16 genehmigt. Die Zucht der gentechnisch veränderten Mäuse wird vom Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer G-193/19 genehmigt. Die Versuche werden am Interdisciplinary Neurobehavioral Core (INBC) der Universität Heidelberg durchgeführt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse, die von der Stanford Universität (USA) stammen, und unveränderte Mäuse, sogenannte Wildtyp-Mäuse, die von der Versuchstierzucht Jackson Laboratories gekauft werden, eingesetzt. Bei einem Teil der Mäuse sind die Folgen der gentechnischen Veränderung so schwerwiegend, dass sie bald nach der Geburt sterben.

Verschiedene Mäuse werden zu verschiedenen Zeitpunkten (am Tag ihrer Geburt, im Alter von 22 Tagen, 4 bis 6 Wochen oder 3 Monaten) getötet und ihr Gehirn wird in Scheiben geschnitten und untersucht oder Nervenzellen werden gewonnen und in Experimenten eingesetzt. Ein Teil dieser Tiere wird durch Enthaupten getötet, andere werden in Narkose versetzt und ihnen wird eine Nadel ins Herz gestoßen, durch die eine Flüssigkeit in ihr Gefäßsystem gepumpt wird, die das Blut der Tiere verdrängt. Dann werden auch diese Tiere geköpft. Bei anderen Tieren wird die Tötungsart nicht genannt.

Schwangeren Mäusen wird 14,5 Tage nach der Empfängnis ein Farbstoff in die Bauchhöhle gespritzt. 20 Stunden später werden die Gehirne der Embryonen "geerntet". Vermutlich werden die Muttertiere dafür getötet. Gehirne anderer Embryonen werden 18 Tage nach der Empfängnis "geerntet".

Ein Teil der Mäuse wird in im Alter von 4 Tagen durch eine Tätowierung an der Pfote gekennzeichnet und in verschiedenen Verhaltenstests eingesetzt. Eine Stunde vor den Versuchen wird den Tieren Flüssigkeit in die Bauchhöhle gespritzt, die bei einem Teil der Tiere den Wirkstoff Lamotrigin, der üblicherweise zur Behandlung von Epilepsie verwendet wird, enthält. Im Alter von 5 und 8 Tagen werden die Tiere von ihren Müttern getrennt und in einen kleinen leeren Glasbehälter gesetzt. Die Rufe der Tiere werden aufgenommen und analysiert.

Im Alter von 22 Tagen werden die Mäuse in ein sogenanntes erhöhte Plus-Labyrinth gesetzt. Dieses besteht aus zwei sich in 70 cm Höhe kreuzenden Stegen. Von den 4 Armen des Labyrinths besitzen 2 Seitenwände, die anderen nicht. Es wird beobachtet, in welchen Bereichen des Labyrinths die Tiere sich wie lange aufhalten. Daraus wird geschlussfolgert, wie ängstlich die Tiere sind.

Im Alter von 23 Tagen werden die Tiere in eine oben offene Box gesetzt und es wird beobachtet, wo sie sich bevorzugt aufhalten. Tieren, die sich mehr bewegen, wird eine Hyperaktivität unterstellt. Halten sich die Mäuse eher im Randbereich auf, gelten sie als ängstlich.

Im Alter von 23 Tagen werden die Mäuse in einen Glaszylinder gesetzt. Sie werden dann in eine Arena gesetzt und ihre Bewegung wird aufgezeichnet. Die Tiere werden am Schwanz hochgehoben. Schließlich werden die Mäuse in eine transparente Röhre gegeben und die Röhre gedreht und es wird beobachtet, ob sich die Tiere wieder in eine aufrechte Position begeben.

Im Alter von einem Monat werden die Tiere in eine Plexiglasbox gesetzt, die aus drei miteinander durch Öffnungen verbundenen Einheiten besteht. In den äußeren Einheiten befindet sich jeweils ein Drahtzylinder. Eine Maus wird für jeweils 5 Minuten mit einer Geschwister-Maus oder einer fremden Maus im Drahtzylinder konfrontiert. Es wird beobachtet, wie die Tiere auf die ihnen fremden oder bekannten Artgenossen reagieren. Daraus wird gefolgert, ob die Tiere soziale Defizite haben.

Im Alter von 2 Monaten werden die Tiere in eine Box mit Einstreu gesetzt. Dann werden 9 Glasmurmeln auf die Einstreu gelegt und es wird beobachtet, wie viele der Murmeln die Mäuse in 5 Minuten vergraben.

In einem anderen Test werden die Tiere im Alter von 2 Monaten in einem Käfig auf eine Plattform gestellt, welche die Vibrationen, die durch die Tiere verursacht werden, misst. Aus den Vibrationen sollen Rückschlüsse auf das Verhalten der Tiere gezogen werden.

Die Arbeiten wurden durch den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Fritz Thyssen Stiftung, die Hector Stiftung II, die Chica und Heinz Schaller Stiftung (Heidelberg), die Brain & Behavior Research Foundation (USA), den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD), die Agencia Nacional de Investigación y Desarrollo (Chile) und die Helmholtz-Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Autismus-Forschung, Psychiatrie, Mutationsforschung, Neuropharmakologie

Originaltitel: MYT1L haploinsufficiency in human neurons and mice causes autism-associated phenotypes that can be reversed by genetic and pharmacologic intervention

Autoren: Bettina Weigel (1,2,3,4), Jana F. Tegethoff (1,2,3,4), Sarah D. Grieder (1,2,3), Bryce Lim (1,2,3,4), Bhuvaneswari Nagarajan (1,2,3), Yu-Chao Liu (5), Jule Truberg (1,2,3,4), Dimitris Papageorgiou (6,7), Juan M. Adrian-Segarra (1,2,3), Laura K. Schmidt (1,2,3), Janina Kaspar (1,2,3), Eric Poisel (1,2,3), Elisa Heinzelmann (1,2,3), Manu Saraswat (1,2,3,4), Marleen Christ (1,2,3), Christian Arnold (8), Ignacio L. Ibarra (8), Joaquin Campos (9), Jeroen Krijgsveld (6,7), Hannah Monyer (5), Judith B. Zaugg (8), Claudio Acuna (9), Moritz Mall (1,2,3)*

Institute: (1) Nachwuchsgruppe Engineering von Zellidentitäten und Krankheitsmodellen, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ) und DKFZ- Zentrum für Molekulare Biologie Heidelberg (ZMBH) Alliance, Im Neuenheimer Feld 280, 69120 Heidelberg, (2) Hector Institut für Translationale Hirnforschung (HITBR), Heidelberg, (3) Zentralinstitut für Seelische Gesundheit (ZI), Universitätsklinikum Heidelberg, Universität Heidelberg, Heidelberg, (4) Fakultät für Biowissenschaften, Universität Heidelberg, Heidelberg, (5) Kooperationsabteilung Klinische Neurobiologie, Universitätsklinikum Heidelberg und DKFZ, Heidelberg, (6) Abteilung Proteomik von Stammzellen und Krebs, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (7) Universitätsklinikum Heidelberg, Universität Heidelberg, Heidelberg, (8) Europäisches Laboratorium für Molekularbiologie (EMBL), Structural and Computational Biology Unit, Heidelberg, (9) Chica and Heinz Schaller Research Group, Institut für Anatomie und Zellbiologie, Universität Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Molecular Psychiatry 2023; doi.org/10.1038/s41380-023-01959-7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5520

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter den Nummern 33.19-42502-04-18/2987 genehmigt. Es werden 5 Mini-Schweine eingesetzt.

In einer ersten Operation, die Teil einer anderen Studie ist (https://doi.org/10.1371/journal.pone.0217488), wird den Tieren in Narkose ein Großteil der Leber herausgeschnitten. Im Anschluss müssen sie permanent eine Weste tragen, die eingesetzte Venenkatheter und eine Medikamentenpumpe schützen soll, über die die Schweine verschiedene Medikamente verabreicht bekommen. In der Folge dieser Operation wächst die Leber der Tiere in einer veränderten Form wieder nach, die der Leber des Menschen ähnlicher sein soll.

30 bis 34 Tage nach der ersten Operation werden die Schweine erneut in Narkose versetzt, intubiert und künstlich beatmet. Der Bauchraum der Tiere wird mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanztomographie) untersucht. Durch kleine Einschnitte in die Haut wird ein Gerät, das Mikrowellen erzeugt, in die Leber eingesetzt. Durch Mikrowellenbehandlung werden mehrere Bereiche der Leber zerstört, entweder zwei oder drei Bereiche pro Tier. Dann werden die Tiere durch Spritzen des Tötungsmittels T61 noch in Narkose getötet und Proben der Leber werden untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Medizinische Hochschule Hannover (MHH) und den Europäischen Forschungsrat (ERC) gefördert.

Bereich: Chirurgie, Bildgebende Verfahren, Leberforschung, Krebsforschung

Originaltitel: Correction of heat-induced susceptibility changes in respiratory-triggered 2D-PRF-based thermometry for monitoring of magnetic resonance-guided hepatic microwave ablation in a human-like in vivo porcine model

Autoren: Bennet Hensen (1,2)*, Susanne Hellms (1), Christopher Werlein (3), Danny Jonigk (3,4), Phillip Alexander Gronski (1), Inga Bruesch (5), Regina Rumpel (5), Eva-Maria Wittauer (5), Florian W. R. Vondran (6), Dennis L. Parker (7), Frank Wacker (1,2), Marcel Gutberlet (1,2)

Institute: (1) Institut für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg Str. 1, 30625 Hannover, (2) Forschungscampus STIMULATE - Solution Centre for Image Guided Local Therapies, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg, (3) Institut für Pathologie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover, (4) Biomedical Research in End-stage and Obstructive Lung Disease Hannover (BREATH), Deutsches Zentrum für Lungenforschung, Hannover, (5) Institut für Versuchstierkunde und Zentrales Tierlaboratorium, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Straße 1, 30625 Hannover, (6) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover, (7) Utah Center for Advanced Imaging Research, University of Utah, Salt Lake City, USA

Zeitschrift: International Journal of Hyperthermia 2022; 39(1): 1387-1396

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5519

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) in Oldenburg unter den Nummern 33.12-42502-04-15/1896, 33.19-42502-04-15/2017 und 33.19-42502-04-17/2612 sowie vom Regierungspräsidium Freiburg unter der Nummer 35-9185.81/G-14/17 genehmigt.

Es werden verschiedene gentechnisch veränderte Mäusestämme mit einem eingeschränkten Immunsystem eingesetzt, die aus dem Zentralen Tierlaboratorium der Medizinischen Hochschule stammen. Die Versuche werden im Zentralen Tierlaboratorium der Medizinischen Hochschule Hannover und am Universitätsklinikum Freiburg durchgeführt. Von Patienten mit einer Lungenfibrose, Patienten mit einer anderen Lungenerkrankung und gesunden Personen werden Abstriche aus der Lunge genommen. Aus diesen Abstrichen werden spezielle Lungenzellen gewonnen, die zum Teil gentechnisch verändert werden.

Die Mäuse werden in Narkose versetzt, dann wird ihnen die Chemikalie Bleomycin in die Luftröhre geträufelt, von der bekannt ist, dass sie die Lunge der Tiere schädigt. Drei Tage später werden die Mäuse wieder narkotisiert und in Gruppen eingeteilt, denen die zuvor gewonnenen Zellen von Patienten und gesunden Personen oder Lungenkrebszellen in die Luftröhre gespritzt werden.

Ein Teil der Tiere erhält 18 Tage lang täglich einen Wirkstoff in etwas Flüssigkeit über den Rachen verabreicht, weiteren Tieren wird nur Flüssigkeit ohne den Wirkstoff verabreicht. Einem Teil der Tiere, welche gentechnisch veränderte menschliche Lungenzellen erhalten haben, wird dreimal im Abstand von einer Woche eine Substanz unter die Haut gespritzt, welche die gentechnisch veränderten Zellen anfärbt. Dann werden die Tiere narkotisiert und mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

Mäuse, die schwere Symptome entwickeln, werden getötet und ihre Lungen werden herausgeschnitten und untersucht. Nach 21 Tagen werden die noch lebenden Mäuse getötet und ihre Lungen "geerntet". Es werden Veränderungen der Lunge wie eine Fibrose und Zysten gefunden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Fraunhofer-Gesellschaft, das Deutsche Zentrum für Lungenforschung (DZL) BREATH, die Klinische Forschungsgruppe (KFO) 311 (Medizinische Hochschule Hannover), die Firma Astra Zeneca und die National Institutes of Health (NIH, USA) gefördert.

Bereich: Lungenforschung, Pharmakologie

Originaltitel: Airway basal cells show a dedifferentiated KRT17high phenotype and promote fibrosis in idiopathic pulmonary fibrosis

Autoren: Benedikt Jaeger (1,2), Jonas Christian Schupp (2,3,4), Linda Plappert (1,2), Oliver Terwolbeck (1,2), Nataliia Artysh (1,2,4), Gian Kayser (5), Peggy Engelhard (6), Taylor Sterling Adams (3), Robert Zweigerdt (7), Henning Kempf (7), Stefan Lienenklaus (8), Wiebke Garrels (8), Irina Nazarenko (9,10), Danny Jonigk (2,11), Malgorzata Wygrecka (12), Denise Klatt (13), Axel Schambach (13,14), Naftali Kaminski (3), Antje Prasse (1,2,4)*

Institute: (1) Fraunhofer-Institut für Toxikologie und Experimentelle Medizin (ITEM), Nikolai-Fuchs-Straße 1, 30625 Hannover, (2) Deutsches Zentrum für Lungenforschung, BREATH, Hannover, (3) Section of Pulmonary, Critical Care and Sleep Medicine, Yale School of Medicine, New Haven, USA, (4) Klinik für Pneumologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (5) Institut für Klinische Pathologie, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (6) Klinik für Pneumologie, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (7) Leibniz Forschungslaboratorien für Biotechnologie und künstliche Organe (LEBAO), Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (8) Institut für Versuchstierkunde und Zentrales Tierlaboratorium, Medizinische Hochschule Hannover, Carl-Neuberg-Straße 1, 30625 Hannover, (9) Institut für Infektionsprävention und Krankenhaushygiene, Universitätsklinikum Freiburg, Freiburg, (10) Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung (DKTK), Standort Freiburg und Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Heidelberg, (11) Institut für Pathologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (12) Institut für Biochemie, Fachbereich Medizin, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen, (13) Institut für Experimentelle Hämatologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (14) Division of Hematology/Oncology, Boston Children’s Hospital, Harvard Medical School, Boston, USA

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 5637

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5518

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) in Oldenburg unter der Nummer 19/3145 genehmigt. Die männlichen Meerschweinchen (Dunkin-Hartley Stamm) stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Châtillon, Frankreich).

Den Tieren werden oral Beruhigungsmittel verabreicht, vermutlich geschieht dies mit einer Schlundsonde. Dann werden ihnen Narkosemittel in einen Muskel gespritzt. Das Gehör der narkotisierten Tiere wird getestet. Dazu werden ihnen Elektroden auf dem Schädel und hinter dem Ohr sowie im Nacken unter die Haut gestochen. Den Meerschweinchen werden verschiedene Töne vorgespielt und mit den Elektroden wird die Reaktion darauf gemessen. Dann wird die Kopfhaut der Tiere aufgeschnitten und der Schädel freigelegt. Das linke Mittelohr wird freigelegt und zwischen dem Schnitt auf dem Schädel und am Ohr wird ein Schlauch unter der Haut verlegt. Eine Membran, die das Mittelohr vom Innenohr trennt, wird geöffnet und eine Nadel eingeführt. Das Mittelohr wird dann mit Zement verschlossen. Der Schlauch wird auf dem Schädel fixiert. Zwischen den Schulterblättern wird eine Tasche unter die Haut geschnitten, in die eine kleine Pumpe eingesetzt wird. Diese Pumpe pumpt Flüssigkeit durch den Schlauch zur Nadel in der Membran zwischen Mittel- und Innenohr.

Die Tiere werden in zwei Gruppen eingeteilt. Bei einer Gruppe ist die Pumpe mit Flüssigkeit gefüllt, die einen Eiweißstoff enthält, der antioxidativ wirken soll. Bei der zweiten Gruppe enthält die Pumpe nur Flüssigkeit, die langsam in das Ohr befördert wird. Die Wunden werden vernäht. Den Meerschweinchen werden Schmerzmittel und Antibiotika unter die Haut gespritzt.

Sieben Tage später werden die Tiere erneut narkotisiert und das Gehör wird wie bereits beschrieben getestet. Dann werden die Tiere in eine schallisolierte Box gelegt und über zwei Lautsprecher, die direkt vor dem Ohr der Tiere platziert sind, wird ihnen 4 Stunden lang Beethovens 5. Symphonie vorgespielt. Die Aufzeichnung der Symphonie wurde zuvor für das Experiment angepasst und wird den Tieren in einer Lautstärke von bis zu 120 Dezibel vorgespielt, was in etwa der Lautstärke einer Rockband entspricht. 30 Minuten nach diesem Hörtrauma wird wieder das Gehör vermessen.

Einen Tag später werden die Tiere erneut in Narkose versetzt, ihr Gehör wird vermessen und ihr Ohr wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

Sieben Tage nach dem Hörtrauma werden die Tiere ein letztes Mal in Narkose versetzt, ihr Gehör wird getestet und ihr Ohr mit einem bildgebenden Verfahren untersucht und das Mittelohr aufgeschnitten und Flüssigkeit aus dem Innenohr entnommen. Dann wird den Tieren eine Überdosis eines Schlafmittels direkt ins Herz gespritzt, um sie zu töten. Das Mittelohr wird herausgeschnitten, was von den Autoren als "geerntet" bezeichnet wird, und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hörforschung

Originaltitel: Prevention of noise-induced hearing loss in vivo: Continuous application of insulin-like growth factor 1 and its effect on inner ear synapses, auditory function and perilymph proteins

Autoren: Kathrin Malfeld (1,2), Nina Armbrecht (1), Andreas Pich (3), Holger A. Volk (2), Thomas Lenarz (1,4), Verena Scheper (1,4)*

Institute: (1) Klinik für Hals-Nasen-Ohrenheilkunde, Medizinische Hochschule Hannover, Stadtfelddamm 35, 30625 Hannover, (2) Klinik für Kleintiere, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (3) Core Facility Proteomics, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (4) Exzellenzcluster "Hearing4all”, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2023; 24: 291

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5517

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern genehmigt. Zwölf zwei bis fünf Tage alte Ferkel werden zur Gewinnung von Bauchspeicheldrüsen-Zellen eingesetzt. Vermutlich werden die Tiere dafür getötet.

Mäuse mit defektem Immunsystem werden bei der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory gekauft. Den Mäusen wird die Chemikalie Streptozotocin in die Bauchhöhle gespritzt. Dadurch sterben die insulinproduzierenden Zellen der Bauchspeicheldrüse ab, und die Mäuse leiden unter einem erhöhten Blutzucker. Nur Mäuse, die einen Blutzuckerspiegel über 350 mg/dl aufweisen, werden für die weiteren Versuche eingesetzt. Wie das für die Bestimmung benötigte Blut gewonnen wird, wird nicht beschrieben.

Die Tiere werden in verschiedene Gruppen aufgeteilt, denen verschiedene Mengen unterschiedlich aufbereiteter Zellen aus den Bauchspeicheldrüsen der Ferkel unter die linke Nierenkapsel gespritzt werden. Der Blutzucker der Tiere wird überwacht, wobei ebenfalls die Gewinnungsmethode für das benötigte Blut nicht beschrieben wird. Mäusen, bei denen der Blutzuckerwert auf über 300 mg/dl ansteigt, wird täglich Insulin unter die Haut gespritzt.

Bei einem Teil der Mäuse wird 10 bis 14 Tage nach der Transplantation der Zellen ein sogenannter Glukosetoleranztest durchgeführt. Dazu wird den Mäusen eine Zuckerlösung in die Bauchhöhle gespritzt. Direkt nach dieser Injektion und 10 Minuten später wird den Tieren Blut aus einer Schwanzvene abgenommen und dieses untersucht.

Bei drei Tieren wird die linke Niere zusammen mit den dort eingepflanzten Schweine-Zellen in einer nicht näher beschriebenen Operation entfernt. Im Anschluss wird den Tieren an drei aufeinanderfolgenden Tagen Blut abgenommen und untersucht. Auch bei einem Teil der restlichen Mäuse werden die Nieren mit den Schweinezellen entfernt und untersucht, vermutlich zum Ende des Beobachtungszeitraums von 16 Wochen. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie spätestens nach 16 Wochen getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Kommission und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Diabetes-Forschung, Xenotransplantationsforschung

Originaltitel: Formation of re-aggregated neonatal porcine islet clusters improves in vitro function and transplantation outcome

Autoren: M. Honarpisheh (1), Y. Lei (1), Y. Zhang (1), M. Pehl (1), E. Kemter (2,3), M. Kraetzl (2), A. Lange (2), E. Wolf (2,3), L. Wolf-van Buerck (1), J. Seissler (1)*

Institute: (1) Medizinische Klinik und Poliklinik IV, Diabetes Zentrum - Campus Innenstadt, Klinikum der Ludwig-Maximilians-Universität München, Ziemssenstraße 5, 80336 München, (2) Lehrstuhl für Molekulare Tierzucht und Biotechnologie, Tierärztliche Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (3) Deutsches Zentrum für Diabetesforschung (DZD), Neuherberg

Zeitschrift: Transplant International 2022; 35: 10697

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5516

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer bayrischen Behörde unter der Nummer 55.2-1-54-2532-5-2016 genehmigt. Weitere Versuche werden in Tschechien durchgeführt und von einer tschechischen Behörde unter der Nummer 246/1992 genehmigt.

Es werden gentechnisch veränderte Mäuse verwendet, denen die genetische Information für die Herstellung eines bestimmten Proteins fehlt, welches bei der Parkinson Erkrankung eine Rolle spielt. Zusätzlich werden sogenannte Wildtyp-Mäuse eingesetzt, die nicht gentechnisch verändert sind. Die Mäuse werden aus den Versuchstierzuchten Jackson Laboratories (USA) und Charles River (Europa) gekauft. Weitere Mäuse werden durch das RIKEN Institut (Japan) zur Verfügung gestellt. Zum Zeitpunkt des Versuchsbeginns sind die Mäuse ein Jahr alt.

Die Tiere werden in verschiedene Gruppen eingeteilt und damit man sie identifizieren kann, wird ihr Schwanz markiert. Üblicherweise erfolgt dies als Tätowierung oder durch Abschneiden der Schwanzspitze. Einem Teil der Tiere (28 Mäusen) wird über einen Zeitraum von 2 oder 4 Monaten die Chemikalie Rotenon in etwas Flüssigkeit an 5 Tagen in der Woche morgens mit einer Schlundsonde verabreicht. Von Rotenon ist bekannt, dass es bei Mäusen zu Störungen der Motorik, also der Fähigkeit zur normalen Bewegung, führt. Weiteren 24 Mäusen wird per Schlundsonde Flüssigkeit ohne den Wirkstoff gegeben.

Einmal im Monat wird die Motorik der Tiere getestet. Dazu werden sie auf eine Stange gesetzt, die sich zunächst mit konstanter Geschwindigkeit dreht. Die Drehung der Stange wird dann über einen Zeitraum von 5 Minuten stufenweise beschleunigt, bis sie sich 40-mal in der Minute um die eigene Achse dreht. Gemessen wird, wann die Tiere sich nicht mehr auf der Stange halten können und herunterfallen.

Nach 2 oder 4 Monaten werden die Mäuse in Narkose versetzt. Ihre Brusthöhle wird aufgeschnitten und eine Nadel in das Herz gestoßen. Der rechte Herzvorhof wird aufgeschnitten. Durch die Nadel wird eine Flüssigkeit in das Blutsystem gepumpt, die das Blut der Tiere verdrängt, welches durch den zerschnittenen Vorhof austritt. In der Folge sterben die Tiere.

Zusätzlich werden mindestens 4 schwangere Mäuse, die unterschiedlich gentechnisch verändert sind, durch Genickbruch getötet. Die Embryonen werden entnommen und aus ihren Gehirnen Nervenzellen gewonnen. Außerdem werden mindestens 6 neugeborene Mäuse auf nicht genannte Art getötet, der Dünndarm der Tiere wird entnommen und daraus bestimmte Nervenzellen isoliert.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Parkinson-Forschung

Originaltitel: Toxicity of extracellular alpha synuclein is independent of intracellular alpha synuclein

Autoren: Yanina Dening (1,2), Theresa Straßl (2), Viktoria Ruf (3,4), Petra Dirscherl (5), Alexandra Chovsepian (1), Alicia Stievenard (6), Amit Khairnar (7,8), Felix Schmidt (3,4), Florian Giesert (5), Jochen Herms (3,4,9), Johannes Levin (2,4,9), Marianne Dieterich (2,4), Peter Falkai (1), Daniela Vogt Weisenhorn (5), Wolfgang Wurst (5,9,10), Armin Giese (3,4), Francisco Pan Montojo (1,2,4)*

Institute: (1) Klinik für Psychiatrie, Ludwig-Maximilians-Universitätsklinikum, Nußbaumstr. 7, 80366 München, (2) Neurologische Klinik und Poliklinik, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (3) Zentrum für Neuropathologie und Prionforschung, Ludwig-Maximilians-Universität München, München, (4) Cluster für Systemneurologie, München, (5) Institut für Entwicklungsgenetik (IDG), Helmholtz Zentrum München, München, (6) University Lille, Inserm, CHU Lille, UMR-S 1172 - JPArc - Centre de Recherche Jean-Pierre AUBERT Neurosciences et Cancer, Lille, Frankreich, (7) Applied Neuroscience Research Group, CEITEC - Central European Institute of Technology, Masaryk University, Brno, Tschechien, (8) National Institute of Pharmaceutical Education and Research (NIPER), Ahmedabad, Indien, (9) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen, München, (10) Technische Universität München-Weihenstephan, Neuherberg/München

Zeitschrift: Scientific Reports 2022; 12: 21951

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5515

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern genehmigt. Die weiblichen Mäuse weisen von Geburt an schwere Einschränkungen des Immunsystems auf und werden im Alter von 6 bis 10 Wochen von der Versuchstierzucht Charles River (Sulzfeld) gekauft. Einem Teil der Tiere werden menschliche Bauchspeicheldrüsenkrebs-Zellen unter die Haut gespritzt, anderen Tieren Zellen eines Weichteilgewebetumors. Nachdem sich aus den injizierten Zellen ein Tumor gebildet hat, werden die Tiere in verschiedene Gruppen eingeteilt. Den Tieren werden verschiedene menschliche Immunzellen injiziert, die zum Teil gentechnisch verändert wurden und der Bekämpfung des Tumors dienen sollen. Die Größe des Tumors wird gemessen und sein Wachstum beobachtet.

Die Tiere werden getötet, wenn der Tumor aufbricht, größer als 1,5 cm wird oder die Tiere mehr als 15% ihres Gewichts verlieren. Tiere die schwach sind, sich wenig bewegen, in verkrümmter Haltung kauern und sich nicht das Fell pflegen, werden unabhängig von der Tumorgröße getötet, weil dies darauf hindeutet, dass ihr Körper sich gegen die injizierten menschlichen Zellen wehrt. Dies trifft auf 8 der eingesetzten Tiere zu. Die Mäuse, die bis zum Ende des Beobachtungszeitraums (je nach Gruppe 54 bis mehr als 140 Tage) noch leben, werden ebenfalls getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, den Europäischen Wissenschaftsrat (ERC), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Bayerische Staatsministerium für Wissenschaft und Kunst, das Bayerisches Staatsministerium für Wirtschaft, Landesentwicklung und Energie, die Deutsche Krebshilfe, die Hector Stiftung, die Else Kröner-Fresenius-Stiftung, die Wilhelm-Sander-Stiftung, die Ernst-Jung-Stiftung, die Fritz-Bender-Stiftung, die Deutsche José-Carreras Leukämie-Stiftung und die Melanoma Research Alliance (USA) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: PD 1 CD28 fusion protein strengthens mesothelin specific TRuC T cells in preclinical solid tumor models

Autoren: Stefanie Lesch (1), Alessia Nottebrock (1), Felicitas Rataj (1), Constanze Heise (1), Stefan Endres (1,2,3), Sebastian Kobold (1,2,3,4)*

Institute: (1) Zentrum für Integrierte Proteinforschung München (CIPS M) und Abteilung Klinische Pharmakologie, Partner des Deutschen Zentrums für Lungenforschung (DZL), Medizinische Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München, Geschwister-Scholl-Platz 1, 80539 München, (2) Deutschen Konsortium für Translationale Krebsforschung, Standort München, München, (3) Einheit für Klinische Pharmakologie (EKLiP), Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, Neuherberg, (4) Abteilung Klinische Pharmakologie, Medizinische Klinik und Poliklinik IV, Klinikum der Universität München, München

Zeitschrift: Cellular Oncology 2022; doi.org/10.1007/s13402-022-00747-9

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5514

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.19-42,502-04-16/2278 genehmigt. Die 6 Affen sind weiblich, zwischen 10 und 22 Jahre alt und leben in zwei Gruppen von 4 bzw. 2 Tieren am Deutschen Primatenzentrum in Göttingen (Abteilung Funktionelle Bildgebung), wo auch die Versuche stattfinden.

Die Versuche finden zumeist morgens vor der Fütterungszeit statt. Die Versuchsapparatur wird für die Zeit der Versuche über eine Klappe am Gehege für die Tiere verfügbar gemacht. Sie besteht aus einem Touchscreen und zwei Lautsprechern, sowie einem Röhrchen, über das den Tieren mit Pumpen beim gewünschten Verhalten automatisch etwas verdünnter Fruchtsaft als "Belohnung" für gewünschtes Verhalten gegeben wird. Zusätzlich sind zwei Kameras integriert, die dazu dienen, die Tiere zu erkennen und automatisch zu identifizieren und ihr Verhalten aufzuzeichnen.

Die Tiere müssen nun Aufgaben auf dem Touchscreen ausführen. Obwohl alle Tiere aus früheren Versuchen bereits an Touchscreens gewöhnt sind, interagieren zwei der Tiere nicht wie gewünscht mit dem Touchscreen und werden daher zeitweise aus ihren Gruppen genommen und individuell trainiert.

Zu Beginn der Versuche wird den Tieren ein weißer Bildschirm gezeigt. Wenn sie ihn berühren, wird ein Foto von ihnen gemacht und sie erhalten etwas verdünnten Fruchtsaft. Dann beginnt eine automatisierte Trainingsphase, die aus insgesamt 49 Stufen besteht, während derer die Aufgaben, die das Tier erfüllen muss, sich allmählich ändern. Zunächst erscheint ein Symbol auf dem Bildschirm, das sie berühren müssen. Später wird den Affen zusätzlich zu dem Symbol auch ein Geräusch vorgespielt, damit die Tiere lernen, das Symbol mit einem bestimmten Geräusch zu verbinden. Es gibt entweder ein Symbol, was sie berühren müssen, wenn sie einen bestimmten Ton hören oder ein Foto von einem Affenbaby, das sie berühren sollen, wenn ihnen die Lautäußerung eines Affenbabys vorgespielt wird. Schließlich werden den Tieren sowohl das Symbol als auch das Foto von dem Affenbaby gezeigt und sie müssen dann bei dem jeweiligen Geräusch auf das richtige Bild tippen. Die gezeigten Symbole und Bilder ändern sich über die Versuchsdauer in ihrer Größe oder bewegen sich auf dem Bildschirm. Wenn die Tiere die Aufgabe richtig erfüllen, erhalten sie etwas Fruchtsaft, wenn sie etwas falsch machen, wird der Bildschirm grau und reagiert für einige Sekunden nicht mehr.

Einer der Affen macht trotz individuellem Training bei den Versuchen nicht mit. Die anderen Tiere durchlaufen 264 bis 4.303 einzelne Versuche, wobei innerhalb einer einzelnen Versuchssession, die zwischen 1, 3 und 7 Stunden lang ist, im Schnitt 32 Einzelversuche gestartet werden.

Die Arbeiten wurden durch den Leibniz-WissenschaftsCampus Primatenkognition gefördert.

Bereich: Neurologie, Hirnforschung

Originaltitel: Group-based, autonomous, individualized training and testing of long-tailed macaques (Macaca fascicularis) in their home enclosure to a visuo-acoustic discrimination task

Autoren: Jorge Cabrera-Moreno (1,2,3,4), Lena Jeanson (1,5), Marcus Jeschke (1,3,4,6)*, Antonino Calapai (1,3,5,6)*

Institute: (1) Forschungsgruppe Kognitives Hören in Primaten (CHiP), Forschungsgruppe Auditorische Neurowissenschaften und Optogenetik, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (2) Göttinger Graduiertenzentrum für Neurowissenschaften, Biophysik und Molekulare Biowissenschaften, Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (3) Forschungsgruppe Auditorische Neurowissenschaften und Optogenetik, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Göttingen, (4) Institut für Auditorische Neurowissenschaften und InnenOhrLabor, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (5) Arbeitsgruppe Kognitive Neurologie, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Göttingen, (6) Leibniz-WissenschaftsCampus Primatenkognition, Göttingen

Zeitschrift: Frontiers in Psychology 2022; 13: 1047242

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5513

Versuchsbeschreibung: Die Axolotl stammen aus der Zucht des Zentrums für Regenerative Therapien in Dresden, wo auch die Versuche durchgeführt werden. Weitere Versuche werden an der Harvard University (USA) durchgeführt. Zum Zeitpunkt der Versuche sind die meisten Axolotl 4-6 cm lang, ein Teil der Tiere ist 14 cm lang. Axolotl sind im Wasser lebende mexikanische Schwanzlurche (Salamander), die im Larvenstadium wachsen und geschlechtsreif werden. Sie haben die Fähigkeit, abgeschnittene Körperteile nachwachsen lassen zu können.

Zusätzlich zu weißen Axolotl werden auch gentechnisch veränderte Tiere eingesetzt. Dafür wird genetische Information, die unter anderem dazu führt, dass die Tiere farbig fluoreszierende Eiweiße herstellen, in Axolotl-Embryonen gespritzt. Die Tiere, die sich aus diesen Embryonen entwickeln, werden mit normalen, weißen Axolotl gekreuzt und die daraus hervorgehenden Tiere dann in den Versuchen eingesetzt. Bei einem Teil der Tiere wird das Skelett eingefärbt. Dafür werden Farbstoffe in das Wasser gegeben, in dem die Tiere leben. Nach 10 Minuten werden die Axolotl in frisches Wasser gesetzt, welches so oft gewechselt wird, bis kein Farbstoff mehr im Wasser ist.

10 Minuten oder einen Tag nach dem Färben werden die Tiere narkotisiert. Dann wird einem Teil der Tiere eine Zehe abgeschnitten, bei anderen Tieren wird ein Vorderbein am Unterschenkel amputiert. Nach den Amputationen dürfen sich die Tiere 10 Minuten unter einem feuchten Tuch, das mit einem Betäubungsmittel getränkt ist "erholen". Dann werden sie wieder ins Wasser gesetzt.

Bei einem Teil der Tiere wird nach der Amputation Haut über den Stumpf gezogen und vernäht. Es ist bekannt, dass diese Behandlung der Wunde beim Axolotl dazu führt, dass sich abgetrennte Gliedmaße nicht regenerieren können. Eine andere Gruppe von Axolotl wird 15 Tage lang jeden dritten Tag in Narkose versetzt, dann wird ihnen ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt, der bei Osteoporose des Menschen eingesetzt wird.

Die Tiere werden narkotisiert und mit einem Mikroskop die Amputationsstelle bzw. das sich neubildende Gewebe untersucht. Die Amputationsstümpfe werden zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Amputation abgeschnitten und untersucht. Bei mehreren Tieren ist es zu verschiedenen Missbildungen gekommen.

Weiteren Tieren wird unter Narkose ein Farbstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Vier Stunden später werden die Tiere getötet, indem eine Überdosis Betäubungsmittel in ihr Wasser gegeben wird und ihr Gewebe wird untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Dresden International Graduate School for Biomedicine and Bioengineering gefördert.

Bereich: Regenerationsforschung, Entwicklungsbiologie

Originaltitel: Osteoclast-mediated resorption primes the skeleton for successful integration during axolotl limb regeneration

Autoren: Camilo Riquelme-Guzmán (1), Stephanie L. Tsai (2,3), Karen Carreon Paz (1), Congtin Nguyen (1), David Oriola (4,5,6,7), Maritta Schuez (1), Jan Brugués (4,5,6,7), Joshua D. Currie (8), Tatiana Sandoval-Guzmán (9,10)*

Institute: (1) Zentrum für Regenerative Therapien (CRTD), Fetscherstr. 105, 01307 Dresden, (2) Department of Stem Cell and Regenerative Biology, Harvard University, Cambridge, USA, (3) Center for Regenerative Medicine, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, Boston, USA, (4) Max-Planck-Institut für molekulare Zellbiologie und Genetik (MPI-CBG), Dresden, (5) Zentrum für Systembiologie Dresden, Dresden, (6) Max-Planck-Institut für Physik komplexer Systeme, Dresden, (7) Cluster of Excellence Physics of Life (PoL), Technische Universität Dresden, Dresden, (8) Department of Biology, Wake Forest University, Winston-Salem, USA, (9) Medizinische Klinik und Poliklinik III, UniversitätsCentrum für Gesundes Altern, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Fetscherstraße 74, 01307 Dresden, (10) Paul Langerhans Institut Dresden des Helmholtz Zentrum München, Medizinische Fakultät Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden, Dresden

Zeitschrift: eLife 2022; 11: e79966

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5512

Versuchsbeschreibung: Die Versuche an Affen werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.19-42502- 04-16/2278 genehmigt.

Die Affen wurden am Deutsches Primatenzentrum gezüchtet und sind zwischen 7 und 18 Jahre alt. Die Tiere werden in Narkose versetzt und künstlich beatmet. Die Tiere werden auf den Bauch gelegt und ihr Kopf wird in einem Gestell fixiert. Das Gehirn der Tiere wird dann mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Zusätzlich werden auch die Gehirne von drei Menschen mit dem bildgebenden Verfahren untersucht.

Für die Arbeiten wird das Einwerben von Mitteln erwähnt, ein Geldgeber wird jedoch nicht genannt.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Hirnforschung, Neurologie

Originaltitel: Fusion of quantitative susceptibility maps and T1-weighted images improve brain tissue contrast in primates

Autoren: Rakshit Dadarwal (1,2)*, Michael Ortiz-Rios (1,3), Susann Boretius (1,2,3)*

Institute: (1) Abteilung Funktionelle Bildgebung, Deutsches Primatenzentrum – Leibniz-Institut für Primatenforschung, Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (2) Georg-August Universität Göttingen, Göttingen, (3) Leibniz-WissenschaftsCampus Primatenkognition, Göttingen

Zeitschrift: NeuroImage 2022; 264: 119730

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5511

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt. Die Rhesusaffen sind zwischen 10 und 14 Jahren alt und werden als "A", "H" und "I" bezeichnet.

Die Affen werden in Narkose versetzt. An ihrem Schädel wird eine Haltestange befestigt, die in den Versuchen eine Fixierung des Kopfes ermöglicht. Der Schädel wird geöffnet und Elektrodenplatten mit bis zu 64 Elektroden werden in das Gehirn der Tiere implantiert.

Bei den Versuchen sitzen die Affen in einem sogenannten Primatenstuhl in einem abgedunkelten Raum. Vermutlich wird ihr Kopf mit Hilfe der am Schädel befestigten Haltestange so fixiert, dass die Tiere den Kopf nicht von einem vor ihnen stehenden Bildschirm abwenden können. Auf dem Bildschirm ist ein kleiner Punkt zu sehen, auf den die Affen starren müssen. Auf dem Bildschirm werden den Affen Bilder von beispielsweise Tieren, Blumen, Landschaften oder Bäumen. Die Position der Augen wird mit einer Kamera beobachtet und sobald die Tiere nicht mehr auf den Punkt schauen, wird der Versuch abgebrochen und erneut gestartet. Wenn sie das gewünschte Verhalten zeigen, werden die Affen mit etwas verdünntem Fruchtsaft "belohnt". Um die "Motivation" der Tiere zu erhöhen, erhalten die Tiere üblicherweise an den Versuchstagen nicht ausreichend Flüssigkeit, so dass sie bei den Versuchen mitmachen, um etwas Flüssigkeit als "Belohnung" zu erhalten. Die Affen werden im Anschluss vermutlich in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Versuche wurden durch den Europäischen Forschungsrat (ERC), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Human Frontier Science Program (HFSP, Frankreich) und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert. Die Firma Nvidia stellte Grafikprozessoren für die Versuche zur Verfügung.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Sehforschung

Originaltitel: Predictive coding of natural images by V1 firing rates and rhythmic synchronization

Autoren: Cem Uran (1,5)*, Alina Peter (1), Andreea Lazar (1), William Barnes (1,2), Johanna Klon-Lipok (1,2), Katharine A. Shapcott (1,3), Rasmus Roese (1), Pascal Fries (1,4), Wolf Singer (1,2,3), Martin Vinck (1,5)*

Institute: (1) Ernst Strüngmann Institute (ESI) for Neuroscience in Cooperation with Max Planck Society, Deutschordenstraße 46, 60528 Frankfurt am Main, (2) Max-Planck-Institut für Hirnforschung, Frankfurt, (3) Frankfurt Institute for Advanced Studies, Frankfurt, (4) Donders Institute for Brain, Cognition and Behaviour, Department of Biophysics, Radboud University Nijmegen, Nijmegen, Niederlande, (5) Donders Centre for Neuroscience, Department of Neuroinformatics, Radboud University Nijmegen, Nijmegen, Niederlande

Zeitschrift: Neuron 2022; 110: 1240-1257

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5510

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt. Die zwei männlichen Rhesusaffen werden als "K" und "H” bezeichnet. Um die "Motivation" der Tiere zu erhöhen, erhalten sie an den Versuchstagen üblicherweise nicht ausreichend Flüssigkeit, so dass sie an den Versuchen mitmachen, um etwas Flüssigkeit als "Belohnung" zu erhalten.

Die Tiere werden mittels Inhalationsnarkose narkotisiert. Ihnen werden Mikro-Elektroden-Platten in zwei Bereiche des Gehirns implantiert. Zusätzlich werden eine Messkammer und ein Haltebolzen am Schädel befestigt.

Bei den eigentlichen Versuchen müssen die Tiere auf einen grauen Monitor starren. Üblicherweise müssen die Tiere dabei in einem sogenannten Primatenstuhl sitzen und, um ein Abwenden des Kopfes vom Monitor zu verhindern, wird ihr Kopf über die am Schädel befestigte Haltestange fixiert. Im Zentrum des Monitors erscheint ein Punkt, den die Affen mit ihrem Blick fixieren müssen. Dann erscheint rechts oder links von diesem Punkt ein Kreis, der sich mehr oder weniger stark vom Hintergrund abhebt. Auf diesen müssen die Affen nun schauen, wobei ihre Blickrichtung mit einer Kamera verfolgt wird. Zeigen die Affen das gewünschte Verhalten, erhalten sie etwas Flüssigkeit als "Belohnung".

Dann wird ein bestimmter Teil des Gehirns, welcher an der Aufmerksamkeit beteiligt sein soll, mit Hilfe der implantierten Elektroden stimuliert. Erneut müssen die Tiere den Punkt anstarren und dann den erscheinenden Kreis anblicken. Gemessen wird, wie oft und wie schnell sie den Kreis anschauen und welcher Kontrast zwischen Kreis und Hintergrund ausreicht, damit die Tiere auf ihn blicken. Insgesamt werden 7 Versuchsreihen beim Affen "K" und 6 beim Affen "H" durchgeführt. Das weitere Schicksal der Affen wird nicht erwähnt, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), den Europäischen Forschungsrat (ERC) und den Schweizerischen Nationalfonds (SNF) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Sehforschung

Originaltitel: Microstimulation of visual area V4 improves visual stimulus detection

Autoren: Ricardo Kienitz (1,2,3)*, Kleopatra Kouroupaki (2), Michael C. Schmid (2,3,4)*

Institute: (1) Epilepsiezentrum Frankfurt-Main, Zentrum der Neurologie und Neurochirurgie, Goethe-Universität, Frankfurt am Main, (2)* Ernst Strüngmann Institute (ESI) for Neuroscience in Cooperation with Max Planck Society, Deutschordenstr. 46, 60528 Frankfurt, (3) Institute of Neuroscience, Newcastle University, Newcastle upon Tyne, Großbritannien, (4) Departement für Neuro- und Bewegungswissenschaften, Mathematisch-Naturwissenschaftliche und Medizinische Fakultät, Universität Freiburg, Chemin du Musée 5, 1700 Freiburg, Schweiz

Zeitschrift: Cell Reports 2022; 40: 111392

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5509

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter den Nummern 3392 42502-04-13/1100 und 33.19-42502-04-18/2823 genehmigt.

Es werden drei männliche Rhesusaffen in den Versuchen eingesetzt. Die Tiere sind zwischen 10 und 16 Jahren alt und werden als "sun", "igg" und "edg" bezeichnet. Die drei Affen wurden bereits zuvor in Versuchen eingesetzt, wozu ihnen eine Haltestange und eine Messkammer, durch die Elektroden in das Gehirn geschoben werden können, am Schädel befestigt wurden. Dieses "Equipment" wird auch in den vorliegenden Versuchen verwendet, wobei bei dem Affen "igg" im Laufe der Versuche unter Narkose die bestehende Messkammer über der linken Hirnhälfte entfernt wird und ihm stattdessen eine neue Messkammer über der rechten Gehirnhälfte angebracht wird.

Vor den eigentlichen Versuchen werden durch die Messkammern zwischen ein und drei Elektroden an eine bestimmte Position im Gehirn geschoben. Dies erfolgt ohne Narkose, da das Gehirn als schmerzunempfindlich gilt. Nicht im Paper erwähnt, aber es ist aber davon auszugehen, dass durch das Einstechen der Elektroden ins Hirngewebe die Hirnhaut verletzt wird und dort eine schmerzhafte Entzündung verursacht.

Die Tiere werden in sogenannten Primatenstühlen fixiert und ihr Kopf wird mit Hilfe der am Schädel befestigten Haltestange so befestigt, dass der Affe in die gewünschte Richtung schaut und den Kopf nicht bewegen kann. Den Tieren werden dann in einem abgedunkelten Raum Symbole gezeigt, entweder auf einem Bildschirm oder mit Hilfe eines Projektors. Während der Versuche wird die Position der Augen mit einer Kamera beobachtet und so ermittelt, ob die Tiere in die gewünschte Richtung schauen.

Am Beginn eines Versuchs wird den Tieren ein rotes Quadrat gezeigt. Die Tiere müssen dieses Quadrat mit ihrem Blick fixieren und einen Knopf drücken. Dann ändert sich die Helligkeit des roten Quadrats. Innerhalb von 0,6 Sekunden muss der Affe auf diese Veränderung reagieren, in dem er entweder den Knopf loslässt oder erneut drückt, je nachdem, wie es ihm in vorausgegangenen Versuchen beigebracht wurde. Reagiert der Affe richtig und schnell genug, ertönt ein bestimmtes Signal und das Tier erhält etwas Wasser, Tee oder Fruchtsaft. Dies wird als "Belohnung" bezeichnet. In dieser Arbeit nicht erwähnt, aber üblicherweise erhalten die Tiere außerhalb der Versuche nicht ausreichend Flüssigkeit, so dass sie ihren Durst durch die "Belohnungen" stillen müssen. Reagiert das Tier nicht richtig oder zu spät oder wendet den Blick vom roten Quadrat ab, ertönt ein anderer Ton und es gibt keine Flüssigkeit.

Zusätzlich zu dem roten Quadrat werden verschiedene Muster gezeigt: Zufällig angeordnete weiße Punkte, die sich unabhängig voneinander in verschiedene Richtungen bewegen, weiße Punkte, die an verschiedenen Positionen im Blickfeld erscheinen und deren Position und Richtung sich alle 0,1 Sekunden ändert, oder ein wellenförmiges Muster aus sich bewegenden Punkten. Nach Abschluss der Versuche werden sie Tiere in anderen Versuchen eingesetzt. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Sehforschung

Originaltitel: Electrophysiological dataset from macaque visual cortical area MST in response to a novel motion stimulus

Autoren: Benedict Wild (1,2)*, Amr Maamoun (1), Yifan Mayr (1), Ralf Brockhausen (1), Stefan Treue (1,3,4,5)

Institute: (1) Abteilung Kognitive Neurowissenschaften, Deutsches Primatenzentrum, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (2) Göttinger Graduiertenzentrum für Neurowissenschaften, Biophysik und Molekulare Biowissenschaften, Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (3) Fakultät für Biologie und Psychologie, Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (4) Bernstein Center for Computational Neuroscience, Göttingen, (5) Leibniz-WissenschaftsCampus Primatenkognition, Göttingen

Zeitschrift: Scientific Data 2022; 9: 182

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5508

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Referat Verbraucherschutz, Veterinärangelegenheiten des Landesverwaltungsamts Sachsen-Anhalt in Halle genehmigt.

Es werden insgesamt 8 Javaneraffen eingesetzt, allerdings werden aufgrund technischer Probleme die Daten von 3 Affen nicht verwendet. Die verbleibenden 5 Affen sind zum Zeitpunkt der Versuche zwischen 10 und 18 Jahre alt, drei der Tiere wurden zuvor bereits in invasiven Versuchen eingesetzt, bei denen ihnen Elektroden ins Gehirn eingelassen wurden. Neben den Affen werden auch 8 Menschen im Alter von 25 bis 41 Jahren in den Versuchen eingesetzt.

Die Versuche werden in einem schallisolierten Raum durchgeführt. Die Affen werden in sogenannten Primatenstühlen fixiert, in denen sie sich nicht bewegen können. Um ihre Blickrichtung in Richtung auf einen Monitor zu lenken, werden am Primatenstuhl zusätzliche Plexiglasplatten um den Kopf der Tiere herum angebracht, die ein Wegdrehen des Kopfes verhindern. Die menschlichen Versuchsteilnehmer werden auf einem Bürostuhl mit Armlehnen ebenfalls vor einen Monitor gesetzt.

Auf dem Monitor wird den menschlichen und nichtmenschlichen Primaten ein tonloser Zeichentrickfilm gezeigt. Über zwei neben dem Monitor stehende Lautsprecher wird ein gleichförmiges Geräusch vorgespielt, welches immer wieder von verschiedenen anderen Geräuschen in zufälliger Anordnung unterbrochen wird: Einen Ton anderer Höhe, ein Rauschen, ein Flüstern und den Ruf eines Affen, der in der Affenkolonie des Leibniz-Institut für Neurobiologie Magdeburg aufgenommene wurde. Jedes der Störgeräusche wird 10-mal für eine halbe Sekunde vorgespielt. Während dessen filmt eine Infrarot-Hochgeschwindigkeitskamera die Augen, woraus die Pupillenweite errechnet wird. Insgesamt dauert eine Messung 10 Minuten. Das weitere Schicksal der Affen wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Versuche wurden durch das Center for Behavioral Brain Sciences (Magdeburg), welches durch den European Regional Development Fund und die Leibniz Gemeinschaft finanziert wird, gefördert.

Bereich: Neurologie, Hörforschung

Originaltitel: Comparison of pupil dilation responses to unexpected sounds in monkeys and humans

Autoren: Elena Selezneva (1)*, Michael Brosch (2), Sanchit Rathi (2), T. Vighneshvel (2), Nicole Wetzel (1,3,4)

Institute: (1) Forschungsgruppe Neurokognitive Entwicklung, Leibniz-Institut für Neurobiologie Magdeburg, Brenneckestraße 6, 39118 Magdeburg, (2) Forschungsgruppe Vergleichende Neurowissenschaften, Leibniz-Institut für Neurobiologie Magdeburg, Magdeburg, (3) Center for Behavioral Brain Sciences, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, (4) Fachbereich Angewandte Humanwissenschaften, Hochschule Magdeburg-Stendal, Magdeburg

Zeitschrift: Frontiers in Psychology 2021; 12: 754604

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5507

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) in Oldenburg unter der Nummer 33.19-42502-04-16/2286/LAVES genehmigt. Die weiblichen Ratten des speziell für Labore gezüchteten Wistar-Stamms werden bei Charles River in Sulzfeld gekauft. Zum Zeitpunkt des Versuchsbeginns sind sie 9 Wochen alt.

Ein Teil der Tiere wird mit Kohlendioxid betäubt. Das Gas reizt die Luftwege und kann Schmerzen, Atemnot und Angst auslösen. Gruppen von Ratten wird eine Flüssigkeit in die Luftröhre eingeflößt, welche verschieden geformte aus Kohlenstoff bestehende Nanopartikel in unterschiedlichen Konzentrationen enthält. Einige Tiere erhalten nur die Flüssigkeit ohne Nanopartikel. Die Narkose und das Einflößen der Flüssigkeit wird am nächsten Tag wiederholt. Drei Tage später werden die Tiere getötet. Dafür wird ihnen ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Dann wird ein zum Herzen führendes großes Blutgefäß durchgeschnitten, so dass die Ratten verbluten. Ihre Lungen werden mit einer Flüssigkeit gespült, die dann untersucht wird. Dabei werden bei einem Teil der Tiere Anzeichen einer Entzündung gefunden.

Die anderen Ratten werden in Gruppen aufgeteilt. Die Tiere werden 28 Tage lang für jeweils 6 Stunden am Tag in eine enge Röhre gesteckt. In dieser Röhre können sie sich nicht bewegen und sie ist so konstruiert, dass nur die Nase der Ratten aus der Röhre herausschaut. Über die Nase müssen sie Luft einatmen, die unterschiedliche Mengen verschieden geformter Kohlenstoff-Nanopartikel enthält. Eine Gruppe von Tieren dient als Kontrolle und atmet saubere Luft ein.

Einen Tag nach Ende der Inhalationsversuche wird ein Teil der Ratten getötet. Dazu werden sie wie oben beschrieben betäubt und ausgeblutet. Die Lunge der Tiere wird mit einer Flüssigkeit gespült, die dann untersucht wird; zusätzlich wird auch das Lungengewebe untersucht. Dabei werden bei einem Teil der Tiere Anzeichen für eine Entzündung gefunden. Die verbleibenden Tiere werden 4 Wochen später ebenso getötet und untersucht.

Zusätzlich zu den Versuchen werden auch Versuche mit Zellen durchgeführt. Dazu werden verschiedene Zellen eingesetzt, unter anderem eine sogenannte primäre Zelle, welche aus den Lungen von Ratten stammt. Zur Gewinnung der Zellen werden die Tiere getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Portuguese Fundação para a Ciência e a Tecnologia (Portugal) und die Romanian Executive Unit for the Financing of Higher Education, Research, Development and Innovation (UEFISCDI, Rumänien) gefördert.

Bereich: Nanopartikeltoxikologie, Toxikologie

Originaltitel: PLATOX: Integrated in vitro/in vivo approach for screening of adverse lung effects of graphene-related 2D nanomaterials

Autoren: Otto Creutzenberg (1)*, Helena Oliveira (2), Lucian Farcal (3), Dirk Schaudien (1), Ana Mendes (2), Ana Catarina Menezes (2), Tatjana Tischler (1), Sabina Burla (3,4), Christina Ziemann (1)*

Institute: (1) Fraunhofer-Institut für Toxikologie und Experimentelle Medizin (ITEM), Nikolai–Fuchs-Straße 1, 30625, Hannover, (2) Department of Biology & CESAM, University of Aveiro, Aveiro, Portugal, (3) BIOTOX SRL, Cluj-Napoca, Rumänien, (4) Department of Environmental Research and Innovation, Luxembourg Institute of Science and Technology, Belvaux, Luxemburg

Zeitschrift: Nanomaterials 2022; 12: 1254

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5506

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) Niedersachsen genehmigt. Die Ratten werden im Alter von 8 Wochen bei der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld gekauft. Die Versuche werden am Fraunhofer-Institut für Toxikologie und Experimentelle Medizin (ITEM) in Hannover durchgeführt. Dort werden die Ratten vor dem Versuchsbeginn über 2 bis 3 Wochen an die Versuchsapparatur gewöhnt. Diese besteht aus einer engen Röhre, in der die Tiere sich nicht bewegen können und aus der nur ihre Nase herausschaut.

Die Tiere werden 14 Tage oder 28 Tage lang für jeweils 6 Stunden am Tag in die enge Röhre gesteckt. Über die Nase müssen sie dabei Luft einatmen, die unterschiedliche Mengen eines Kobaltoxids enthält. Eine Gruppe von Tieren dient als Kontrolle und atmet saubere Luft ein.

Der Zustand der Ratten wird täglich kontrolliert und das Gewicht der Tiere zunächst zweimal in der Woche und später wöchentlich bestimmt. Bei einem Teil der Tiere wird am Tag nach dem Ende der Inhalationsversuche Blut aus hinter dem Augapfel liegenden Blutgefäßen entnommen. Dazu werden sie in eine leichte Narkose versetzt. Die Tiere werden mit Kohlendioxid erstickt und ihr Gewebe wird untersucht. Weitere Tiere erhalten am Tag nach dem Ende der Inhalationsstudie eine Überdosis eines Narkosemittels und werden durch Zerschneiden einer großen Vene durch Ausbluten getötet. Ihre Lungen werden mit einer Flüssigkeit gespült, die dann untersucht wird.

Der Rest der Ratten wird 91 Tage nach Ende der Inhalationsversuche ebenso getötet. Die Lunge, Lymphknoten, Luftröhre, der Rachen und die Nasenhöhlen werden untersucht. Es werden Veränderungen der Lungen, der lungennahen Lymphknoten, des Kehlkopfs und der Nasenhöhle gefunden.

Alle Autoren wurden durch das Cobalt Institute (Großbritannien) und das Cobalt REACH Consortium finanziell unterstützt oder sind dort angestellt.

Bereich: Toxikologie, Arbeitsmedizin

Originaltitel: A tiered approach to investigate the inhalation toxicity of cobalt substances. Tier 4: Effects from a 28-day inhalation toxicity study with tricobalt tetraoxide in rats

Autoren: Arne Burzlaff (1), Otto Creutzenberg (2), Dirk Schaudien (2), Vanessa Viegas (3), Ruth Danzeisen (3)*, David Warheit (4)

Institute: (1) EBRC Consulting GmbH, Hannover, (2) Fraunhofer-Institut für Toxikologie und Experimentelle Medizin, (ITEM), Nikolai-Fuchs-Straße 1, 30625, Hannover, (3) Cobalt Institute, 18 Jeffries Passage, Guildford, Großbritannien, (4) Warheit Scientific LLC, Wilmington, USA

Zeitschrift: Regulatory Toxicology and Pharmacology 2022; 130: 105129

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5505

Versuchsbeschreibung: Die Axolotl stammen aus der Zucht des Zentrums für Regenerative Therapien (CRTD) der Technischen Universität Dresden. Axolotl sind im Wasser lebende mexikanische Schwanzlurche (Salamander), die im Larvenstadium wachsen und geschlechtsreif werden. Sie haben die Fähigkeit, abgeschnittene Körperteile nachwachsen lassen zu können. Es werden unter anderem gentechnisch veränderte Tiere eingesetzt, die im Knorpelgewebe fluoreszierende Eiweißstoffe bilden, was für mikroskopische Untersuchungen nützlich ist. Bei mindestens einem Tier wird unter Narkose eine Vorderpfote abgetrennt und mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

Andere Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten ihrer Entwicklung durch Zugabe einer Chemikalie ins Wasser betäubt und auf einer Glasplatte fixiert. Die Entwicklung der Vorderhand wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dann werden die Tiere durch eine Überdosis Narkosemittel getötet.

Axolotl mit bereits vollständig entwickelten Gliedmaßen werden ebenfalls betäubt und auf eine Glasplatte gelegt. Eine Vorderhand wird fixiert und über die Tiere wird ein mit einem Betäubungsmittel getränktes Tuch gelegt. Die Tiere werden mit verschiedenen bildgebenden Verfahren untersucht. Im Anschluss daran wird den Tieren ein Finger der Vorderhand abgeschnitten. Von diesem Eingriff dürfen sie sich für 10 Minuten unter einem feuchten Tuch "erholen". Dann werden sie zurück ins Wasser gesetzt. 15 und 30 Tage nach der Amputation werden die Tiere erneut in Narkose versetzt und mit den bildgebenden Verfahren wird untersucht, wie sich die Vorderhand nachbildet. Am Ende der Versuche werden auch diese Tiere mit einer Überdosis Narkosemittel getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Dresden International Graduate School for Biomedicine and Bioengineering (DIGS-BB) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Regenerationsforschung, Entwicklungsbiologie

Originaltitel: In vivo assessment of mechanical properties during axolotl development and regeneration using confocal Brillouin microscopy

Autoren: Camilo Riquelme-Guzmán (1,3), Timon Beck (2,4), Sandra Edwards-Jorquera (3), Raimund Schlüßler (2), Paul Müller (2,4), Jochen Guck (2,4), Stephanie Möllmert (2,4)*, Tatiana Sandoval-Guzmán (3,5)*

Institute: (1) Zentrum für Regenerative Therapien (CRTD), Center for Molecular and Cellular Bioengineering, Technische Universität Dresden, Dresden, (2) Biotechnologisches Zentrum, Center for Molecular and Cellular Bioengineering, Technische Universität Dresden, Dresden, (3)* Medizinische Klinik und Poliklinik III, UniversitätsCentrum für Gesundes Altern, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus Dresden, Technische Universität Dresden, Fetscherstraße 74, 01307 Dresden, (4) Max-Planck-Institut für die Physik des Lichts und Max-Planck-Zentrum für Physik und Medizin, Staudtstraße 2, 91058 Erlangen, (5) Paul Langerhans Institut Dresden, Helmholtz Zentrum München, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus Dresden, Technische Universität Dresden, Dresden

Zeitschrift: Open Biology 2022; 12: 220078

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5504

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden an der Humboldt-Universität Berlin durchgeführt.

Es werden männliche und weibliche Tiere von zwei verschiedenen Gattungen von Nilhechten eingesetzt, die durch einen Großhändler aus Afrika importiert wurden. Um die Fortpflanzungsfähigkeit der Tiere zu stimulieren, werden die Haltungsbedingungen so angepasst, dass die Regenzeit in ihren heimischen Gewässern nachgeahmt wird, indem der Salzgehalt des Wassers über mehrere Wochen verringert wird.

Die Fische werden durch Zugabe einer Chemikalie in das Wasser narkotisiert. Dann wird ihnen ein Hormon in einen Rückenmuskel gespritzt, um den Eisprung oder die Spermienproduktion zu fördern. 24 Stunden nach der Hormonspritze werden die Fische erneut in Narkose versetzt. Dann werden die Eizellen bzw. Spermien aus den Tieren herausgedrückt. Eizellen und Spermien werden vermischt und die Entwicklung der befruchteten Eizellen wird mit einem Mikroskop verfolgt und fotografiert.

Bei einem Teil der befruchteten Eier stoppt die Entwicklung. Bei anderen werden bereits nach 28 Stunden Missbildungen festgestellt. Später werden weitere Tiere mit unterentwickelten Köpfen, Deformationen und Fehlentwicklungen des Kreislaufsystems beobachtet. Einer der Fische entwickelte zwei Köpfe. Bei bis zu 17 % der Tiere werden während der Embryonalentwicklung Missbildungen festgestellt. Diese Tiere sterben zwischen dem 7. und 10 Tag nach der Befruchtung.

Insgesamt bilden von 188 befruchteten Eiern 13 Embryonen mit Missbildungen aus. Es schlüpfen 173 Tiere, von denen 40 das Jugend- oder Erwachsenenalter erreichen. Auch zu späteren Entwicklungszeitpunkten werden noch Fehlbildungen festgestellt, wie Missbildungen der Wirbelsäule oder des Herz-Kreislaufsystems. Alle fehlgebildeten Fische sterben. Eines der Tiere leidet unter einer Pilzinfektion und stirbt. Weitere Todesfälle werden von den Autoren auf Erkrankungen, Schwierigkeiten beim Fressen oder Verletzungen der Tiere untereinander zurückgeführt.

Fünf der Jungtiere werden einzeln gehalten, um ihre Entwicklung beobachten zu können, der Rest in Gruppen. Die größeren Tiere werden in Plastikboxen gehalten, in denen eine Vorrichtung integriert ist, die es erlaubt, die Fische räumlich so zu begrenzen, dass sie sich nicht bewegen können. In diesen Boxen werden Elektroden vor dem Kopf und am Schwanz der Tiere positioniert, mit denen die elektrischen Entladungen der Fische gemessen werden. Diese Messung erfolgt bei den Larven zweimal im Monat, bei den Jungtieren einmal im Monat und bei den erwachsenen Fischen alle 3 Monate.

14 der Fische, die das Erwachsenenalter erreichten, werden gemeinsam in einem Tank gehalten. Nach Anpassung der Haltungsbedingungen zur Nachahmung der Regenzeit, um die Bildung von Eizellen und Spermien zu fördern, wird bei einigen der weiblichen Tiere eine Schwellung des Bauchraums beobachtet. Da jedoch kein Ablaichen erfolgt, werden die Weibchen über Einleitung einer Chemikalie ins Wasser in Narkose versetzt und die Eier ausgedrückt. Ebenso werden Spermien aus männlichen Tieren gewonnen. Aus dem Vermischen von Eiern und Spermien gehen jedoch keine befruchteten Eizellen hervor.

Die Arbeiten wurden durch die Friedrich-Naumann-Stiftung für die Freiheit gefördert, die Publikation wurde durch das Projekt DEAL finanziert.

Bereich: Tierzucht, Entwicklungsbiologie, Reproduktionsforschung

Originaltitel: Intergenus F1-hybrids of African weakly electric fish (Mormyridae: Gnathonemus petersii ♂ × Campylomormyrus compressirostris ♀) are fertile

Autoren: Yevheniia Korniienko (1), Kingsley C. Nzimora (1), Marianne Vater (3), Ralph Tiedemann (2), Frank Kirschbaum (1)*

Institute: (1) Lebenswissenschaftliche Fakultät, Albrecht Daniel Thaer-Institut für Agrar- und Gartenbauwissenschaften, Biologie und Ökologie der Fische, Humboldt-Universität Berlin, Philippstr. 13, 10115 Berlin, (2) Institut für Biochemie und Biologie, Arbeitsgruppe Evolutionsbiologie / Spezielle Zoologie, Universität Potsdam, Potsdam, (3) Institut für Biochemie und Biologie, Arbeitsgruppe Allgemeine Zoologie, Universität Potsdam, Potsdam

Zeitschrift: Journal of Comparative Physiology A 2022; 208: 355–371

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5503

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Landesdirektion Sachsen unter den Nummern TVV 2015/05, TVV13/2020 und TVV21/2017 genehmigt. Die Mäuse werden an der Einheit Biomedical Services am Max-Planck-Institut für molekulare Zellbiologie und Genetik in Dresden gezüchtet. Die schwangeren Frettchen stammen aus der Versuchstierzucht Marshall BioResources (USA) und werden ebenfalls am Max-Planck-Institut für molekulare Zellbiologie und Genetik gehalten. Zusätzlich werden Versuche mit Zellen aus dem Gehirn menschlicher Embryonen durchgeführt.

Schwangere Mäuse werden 13,5 oder 15,5 Tage nach der Empfängnis in eine Narkosebox gesetzt und durch Einleiten eines gasförmigen Narkosemittels in die Box narkotisiert. Ihnen wird ein Betäubungsmittel unter die Haut gespritzt. Ihre Bauchhöhle wird aufgeschnitten und die Gebärmutter freigelegt. Den Embryonen wird eine Lösung ins Gehirn gespritzt, die einen Farbstoff und ein DNA -Molekül enthält. Das DNA-Molekül enthält entweder die genetische Information zur Produktion eines menschlichen oder eines aus Affen stammenden Proteins oder keine Information. Bei einigen der DNA-Moleküle ist auch die Information zur Produktion eines farbigen Eiweißstoffes enthalten. Damit die DNA in die Zellen der Embryonen eindringt, werden Elektroden an die Köpfe der Embryonen angelegt, durch die Strom fließt, wodurch die Zellen durchlässig werden und DNA eindringen kann.

Im Anschluss wird der Bauch der Muttertiere wieder verschlossen, in den folgenden Tagen wird dem Wasser der Mäuse ein Schmerzmittel zugesetzt. 15,5, 17,5 oder 18,5 Tage nach der Empfängnis werden die schwangeren Tiere durch Genickbruch getötet. Die Embryonen, deren Geburt 1 bis 5 Tage später stattgefunden hätte, werden aus ihren toten Müttern herausgeschnitten und durch Abtrennen des Kopfes getötet. Die Gehirne der Embryonen werden entnommen und untersucht.

Die schwangeren Frettchen werden am 33. Tag nach der Empfängnis in einer Narkosebox narkotisiert und ihnen wird ein Betäubungsmittel, ein Antibiotikum sowie eine Zuckerlösung gespritzt. Die Bauchhöhle der Tiere wird aufgeschnitten und die Gebärmutter freigelegt. Den Embryonen wird eine Lösung injiziert, die einen Farbstoff und ein DNA-Molekül enthält. Es werden Elektroden an die Köpfe der Embryonen angelegt, durch die Stromstöße verabreicht werden. Der Bauchraum der Frettchen wird zugenäht. In den folgenden Tagen erhalten die Tiere Schmerzmittel und Antibiotika. Die Frettchen bringen ihre Jungen zur Welt. Ein Teil der jungen Frettchen wird 2 Tage nach der Geburt mit einer Spritze in die Bauchhöhle in Narkose versetzt und enthauptet. Die anderen Jungtiere werden an ihrem 16. Lebenstag ebenso narkotisiert, dann wird ihnen eine Nadel ins Herz gestoßen, durch die eine konservierende Flüssigkeit ins Herz gepumpt wird, woran die Tiere versterben. Die Gehirne der Jungtiere werden entnommen und untersucht. Ihre Mütter werden kastriert und zur Adoption freigegeben.

Die Arbeiten wurden durch die NOMIS Foundation (Schweiz), die Europäische Union und die Max-Planck-Gesellschaft finanziert.

Bereich: Entwicklungsbiologie, Hirnforschung, Neurologie, Mutationsforschung

Originaltitel: Human TKTL1 implies greater neurogenesis in frontal neocortex of modern humans than Neanderthals

Autoren: Anneline Pinson (1), Lei Xing (1), Takashi Namba (1), Nereo Kalebic (1), Jula Peters (1), Christina Eugster Oegema (1), Sofia Traikov (1), Katrin Reppe (1), Stephan Riesenberg (2), Tomislav Maricic (2), Razvan Derihaci (3), Pauline Wimberger (3), Svante Pääbo (3), Wieland B. Huttner (1)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für molekulare Zellbiologie und Genetik, Pfotenhauerstr. 108, 01307 Dresden, (2) Max-Planck-Institut für evolutionäre Anthropologie, Leipzig, (3) Technische Universität Dresden, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus, Klinik und Poliklinik für Frauenheilkunde und Geburtshilfe, Dresden

Zeitschrift: Science 2022; 377: 1170

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5502

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit unter der Nummer 33.19-42502-05-17A206 genehmigt. Durchgeführt werden sie am Institut für Parasitologie in Hannover, wo die Tiere auch gehalten werden. Ein Teil der Tiere wurde zuvor bereits in Versuchen eingesetzt, in denen sie mit anderen Parasiten infiziert wurden.

Die Tiere werden paarweise gehalten. Die Katzen werden in Innenhaltung gehalten und ihnen wird Beschäftigungsmaterial wie Spielzeug und Kratzmöglichkeiten zur Verfügung gestellt. Die Hunde haben Zugang zu einem betonierten Außenbereich und erhalten ebenfalls Spielzeug. Acht Katzen im Alter von 4 Monaten bis 12 Jahren werden mit einem Hakenwurm (Ancylostoma tubaeforme) infiziert, indem ihnen Larven des Wurms oral verabreicht werden. Wie dies geschieht, wird nicht beschrieben. Die Hakenwürmer können unter anderem Blutarmut, Durchfall und Entwicklungsverzögerungen verursachen. Konkrete Symptome der in diesem Versuch eingesetzten Katzen werden nicht genannt.

Drei der Katzen aus dem Versuch mit dem Hakenwurm (7 Monate alt) und zwei weitere, 3 Monate alte Katzen werden später mit einem Rundwurm (Toxocara cati) infiziert, indem ihnen Eier des Parasiten oral verabreicht werden. Die Symptome dieser Infektion treten üblicherweise bei Jungtieren auf und umfassen Durchfall, Erbrechen, Wachstumsstörungen und Bauchbeschwerden bis zu einem Darmverschluss. Die Symptome der in dieser Studie eingesetzten Katzen werden nicht genannt.

Sieben Hunden im Alter von 5 Monaten bis 5 Jahren werden Larven eines Hakenwurms (Uncinaria Stenocephala) oral verabreicht. Der Parasit kann vor allem bei Jungtieren zu Durchfällen führen. Ein weiterer Hund wird nicht infiziert, lebt aber mit einem infizierten Hund zusammen.

Von den Katzen und Hunden werden über einen Zeitraum von bis zu 102 Tagen jeden 2. Tag Kotproben gesammelt und analysiert.

Es wird festgestellt, dass auch der Hund, der nicht infiziert wurde, 30 Tage nach Beginn des Versuchs Hakenwurm-Eier ausscheidet. Bei zwei Hunden tritt während der Versuche eine Infektion mit einem anderen Parasiten aus früheren Infektionsversuchen erneut auf, obwohl die Tiere zuvor entwurmt wurden.

Die Veröffentlichung der Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Tierärztliche Hochschule Hannover finanziell unterstützt.

Bereich: Veterinärparasitologie, Tiermedizin, Diagnostik

Originaltitel: Evaluation of a commercial coproantigen immunoassay for the detection of Toxocara cati and Ancylostoma tubaeforme in cats and Uncinaria stenocephala in dogs

Autoren: Daniela Hauck (1), Katharina Raue (1), Katrin Blazejak (1), Rita M. Hanna (2), David A. Elsemore (2), Nikola Pantchev (3), Christina Strube (1)*

Institute: (1) Institut für Parasitologie, Zentrum für Infektionsmedizin, Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 17, 30559 Hannover, (2) IDEXX Laboratories Inc, Westbrook, USA, (3) IDEXX Laboratories, Kornwestheim

Zeitschrift: Parasitology Research 2022: doi.org/10.1007/s00436-022-07715-0

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5501

Versuchsbeschreibung: Die Versuche mit Frettchen und Hamstern werden am Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald, Insel Riems durchgeführt und durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) des Bundeslands Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer LVL MV TSD/7221.3-1-004/21 genehmigt. Die Hamster stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs, die Frettchen wurden am Friedrich-Loeffler-Institut gezüchtet.

Sechs Goldhamster werden mit einer Inhalationsnarkose narkotisiert. Dann wird ihnen Flüssigkeit, die zwei verschiedene SARS-CoV-2 Viren der Alpha- und Delta-Variante enthält, in die Nase geträufelt. Einen Tag später werden 6 weitere Hamster zu den zuvor infizierten Tieren gesetzt. Die durch Einträufeln der Viren in die Nase infizierten Hamster werden 3 Tage später auf nicht genannte Weise getötet und ihre Organe werden untersucht. In den Käfigen werden sie durch 6 neue Hamster ersetzt.

Zusätzlich wird der Versuch auch mit Hamstern durchgeführt, denen die Delta- und Omikron-BA.1 Variante des SARS-CoV-2 Virus in die Nase geträufelt wird. Auch hier werden wie oben beschrieben zu verschiedenen Zeitpunkten neue Hamster in den Käfig gesetzt. Die Ansteckung der Hamster untereinander wird beobachte, indem Proben aus der Nase der Tiere genommen werden. Dazu werden die Tiere narkotisiert, dann wird ihnen Flüssigkeit in die Nase geträufelt, die aus der Nase auslaufende Flüssigkeit wird aufgefangen und analysiert. Dies geschieht täglich für 9 Tage und für weitere 12 Tage an jedem 2. Tag. Dann werden die Tiere getötet und ihr Lungengewebe untersucht. Tiere, die während des Versuchs mehr als 20 % ihres Körpergewichts verlieren, werden bereits zuvor getötet. Dies betrifft 11 Hamster.

12 Frettchen, die jeweils paarweise in Käfigen leben, werden in einem ähnlichen Versuch eingesetzt. Jeweils eines der Frettchen wir aus dem Käfig genommen und es wird unter Narkose eine Mischung aus zwei SARS-CoV-2-Varianten in die Nase geträufelt. 24 Stunden nach der Infektion werden die Frettchen zurück zu den nicht infizierten Tieren in die Käfige gesetzt. Bei allen Frettchen wird in den folgenden 8 Tagen täglich unter Narkose die Nase gespült, danach wird die Prozedur alle 2 Tage vorgenommen. 21 Tage nach der Infektion werden die Tiere getötet.

In einem weiteren Versuch werden 12 Frettchen in miteinander verbundenen Käfigen gehalten. Neun der Tiere werden narkotisiert und ihnen wird entweder die Delta- oder die Omikron Variante von SARS-CoV-2 in etwas Flüssigkeit in die Nase geträufelt. 24 Stunden nach der Infektion werden die Tiere zurück in den Gemeinschaftskäfig gegeben. Allen Tieren wird 8 Tage lang täglich und danach alle 2 Tage unter Narkose die Nase gespült. 6 Tage nach der Infektion werden 6 der Frettchen auf nicht genannte Art getötet und ihre Organe werden untersucht. Den anderen Frettchen wird 14 Tage nach der Infektion Blut abgenommen, dann werden auch sie getötet.

Zusätzlich werden auch Versuche mit Mäusen durchgeführt, die am Institut für Virologie und Immunologie der Universität Bern stattfinden, wo die Mäuse auch „produziert“ werden. Diese Versuche werden vom Kanton Bern genehmigt (Nr. BE43/20). Die Mäuse werden ab sieben Tage vor Versuchsbeginn einzeln in Käfigen gehalten. Die Mäuse sind gentechnisch so verändert, dass sie ein menschliches Protein auf ihren Zellen tragen, so dass der Virus SARS-CoV-2 in der Lage ist, ihre Zellen zu infizieren. Ein Teil der Mäuse wird narkotisiert und ihnen werden entweder Viren der Delta- oder der Omikron-Variante oder eine Mischung beider Varianten in die Nase geträufelt. In einem weiteren Versuch werden die Mäuse zunächst mit einem mRNA-Impfstoff geimpft. 5 Wochen nach der Impfung wird den geimpften Tieren und einer Gruppe von ungeimpften Tieren eine von drei Virus-Varianten in die Nase geträufelt. Alle Mäuse werden täglich gewogen und es werden Abstriche aus dem Rachen genommen. Die Tiere werden 2 oder 6 Tage nach der Infektion getötet und ihre Organe werden untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft (BMEL), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Lungenliga Bern, die Swiss National Science Foundation (SNSF) und die Europäische Kommission gefördert.

Bereich: Corona-Forschung, Virologie, Infektionsforschung

Originaltitel: The spike gene is a major determinant for the SARS-CoV-2 Omicron-BA.1 phenotype

Autoren: G. Tuba Barut (1,2), Nico Joel Halwe (3), Adriano Taddeo (1,2), Jenna N. Kelly (1,2,4,5), Jacob Schön (3), Nadine Ebert (1,2), Lorenz Ulrich (3), Christelle Devisme (1,2), Silvio Steiner (1,2), Bettina Salome Trüeb (1,2), Bernd Hoffmann (3), Inês Berenguer Veiga (1,2), Nathan Georges François Leborgne (1,2), Etori Aguiar Moreira (1, 2), Angele Breithaupt (6), Claudia Wylezich (3), Dirk Höper (3), Kerstin Wernike (3), Aurélie Godel (1,2), Lisa Thomann (1,2), Vera Flück (1,2), Hanspeter Stalder (1,2), Melanie Brügger (1,2), Blandina I. Oliveira Esteves (1,2), Beatrice Zumkehr (1,2), Guillaume Beilleau (1,2,7), Annika Kratzel (1,2), Kimberly Schmied (1,2), Sarah Ochsenbein (1,2), Reto M. Lang (1,2,7), Manon Wider (8), Carlos Machahua (9,10), Patrick Dorn (11,12), Thomas M. Marti (11, 12), Manuela Funke-Chambour (9,10), Andri Rauch (4,13), Marek Widera (14), Sandra Ciesek (14), Ronald Dijkman (4,5,8), Donata Hoffmann (3), Marco P. Alves (1,2,4)*, Charaf Benarafa (1,2,4)*, Martin Beer (3,5)*, Volker Thiel (1,2,4,5)*

Institute: (1) Institut für Virologie und Immunologie, Universität Bern, Bern, Schweiz, (2) Departement für Infektionskrankheiten und Pathobiologie, Vetsuisse-Fakultät, Universität Bern, Länggassstrasse 122, 3012 Bern, Schweiz, (3)* Institut für Virusdiagnostik, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, (4) Multidisciplinary Center for Infectious Diseases, Universität Bern, Bern, Schweiz, (5) European Virus Bioinformatics Center, Jena, (6) Abteilung für experimentelle Tierhaltung und Biosicherheit, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald-Insel Riems, Greifswald, (7) Graduate School for Cellular and Biomedical Sciences, Universität Bern, Bern, Schweiz, (8) Institut für Infektionskrankheiten, Universität Bern, Bern, Schweiz, (9) Universitätsklinik für Pneumologie, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (10) Universitätsklinik für Pneumologie, Department for BioMedical Research, Universität Bern, Bern, Schweiz, (11) Universitätsklinik für Thoraxchirurgie, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (12) Department for BioMedical Research, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (13) Universitätsklinik für Infektiologie, Inselspital, Universitätsspital Bern, Universität Bern, Bern, Schweiz, (14) Institut für Medizinische Virologie, Universitätsklinikum Frankfurt, Goethe-Universität Frankfurt, Frankfurt am Main

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 5929

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5500

Versuchsbeschreibung: Zwei verschiedene Japanwachtel-Zuchtlinien werden über 2 Generationen gekreuzt, woraus 920 Wachteln der sogenannten F2-Generation entstehen, von denen 758 in den vorliegenden Versuchen eingesetzt werden.

Ab einem Alter von 10 Tagen erhalten die Tiere ein Futter aus Mais und Sojabohnen, welches nur wenig Phosphor enthält. Außerdem werden sie einzeln in sogenannten metabolischen Käfigen gehalten, um Futteraufnahme und Exkremente individuell bestimmen zu können. Diese Haltung ist nicht artgerecht für Wachteln, die natürlicherweise in Gruppen leben. Die Menge des aufgenommenen Phosphors wird über die Menge des aufgenommenen Futters bestimmt. Um die Verwertung des Phosphors zu bestimmen, wird der Kot der Tiere gesammelt und analysiert. Die Tiere werden mehrfach gewogen und die Gewichtszunahme ermittelt.

An ihrem 15. Lebenstag werden die Wachteln auf nicht genannte Art getötet. Teile des Dünndarms werden entnommen und die darin enthaltenen Bakterien werden untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tierernährung, Tierzucht, Nutztierwissenschaften

Originaltitel: Composition of the ileum microbiota is a mediator between the host genome and phosphorus utilization and other efficiency traits in Japanese quail (Coturnix japonica)

Autoren: Valentin Haas*, Solveig Vollmar, Siegfried Preuß, Markus Rodehutscord, Amélia Camarinha-Silva, Jörn Bennewitz

Institute: Institut für Nutztierwissenschaften, Universität Hohenheim, Garbenstr. 17, 70599 Stuttgart

Zeitschrift: Genetics Selection Evolution 2022; 54: 20

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5499

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine Behörde des Landes Nordrhein-Westfalen genehmigt. Die erwachsenen Tauben stammen von einem örtlichen Züchter. Sie werden narkotisiert, ihr Kopf wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt, die Kopfhaut wird aufgeschnitten und eine Haltestange mit Zahnzement am Schädelknochen befestigt. Außerdem wird aus Kunststoff eine Mulde auf dem Schädel geformt, durch die später Elektroden in das Gehirn der Tiere gestoßen werden können.

Nach der Operation dürfen die Tiere sich für eine Woche erholen, dann beginnt ihr Training. Dazu befinden sie sich in einem dunklen Raum und ihr Kopf wird mit der Haltestange fixiert. 5 cm vor ihren Augen befinden sich kleine Lampen, die so angebracht sind, dass die Tiere jede Lampe nur mit einem Auge sehen können. Damit die Tiere beim Training kooperieren, wird am Nachmittag des Vortages die Wasserschale aus dem Käfig entfernt. So sollen die Tauben durch Durst dazu gebracht werden, für ein wenig Flüssigkeit beim Training das gewünschte Verhalten zu zeigen. Im Anschluss an das Training erhalten die Tauben für einige Stunden Zugang zu Wasser. Nur an Tagen, an denen kein Training stattfindet, dürfen die Tauben ausreichend trinken.

Den Tieren wird beigebracht, vier verschiedene Farben zu unterscheiden. Auf eine bestimmte Farbe (unterschiedlich für jedes Auge und jedes Tier) sollen sie innerhalb von 3 Sekunden mit einer Kieferbewegung reagieren, auf eine andere Farbe sollen sie nicht reagieren. Eine korrekte Reaktion auf die richtige Farbe wird mit ein wenig Flüssigkeit belohnt. Nach dem Zeigen einer falschen Farbe erhalten die Tiere keine Belohnung, egal ob sie wie gewünscht oder unerwünscht reagieren. Unerwünschtes Verhalten führt aber dazu, dass die falsche Farbe länger gezeigt wird und dadurch für längere Zeit keine Belohnung in Form von Wasser in Aussicht steht. In einer Trainingseinheit wird den Tieren jeweils 20 Mal jede der 4 Farben gezeigt.

Sobald die Tiere in 85 % der Tests wie gewünscht reagieren, werden die Tiere erneut operiert. In Narkose wird der Schädel im Bereich der Kunststoffmulde geöffnet (aufgebohrt) und die Elektroden werden im Gehirn positioniert. Nach der Operation dürfen sich die Tiere für eine Woche erholen, dann werden sie erneut wie oben beschrieben trainiert, bevor die eigentlichen Messungen starten. Während der Versuche wird dann über die in das Gehirn gesteckten Elektroden die Aktivität der Nervenzellen in bestimmten Gehirnarealen gemessen.

Nachdem die Versuche abgeschlossen sind, werden die Tauben narkotisiert, dann wird ihnen eine Nadel ins Herz gestoßen, durch die eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt wird, woran die Tiere sterben. Das Gehirn wird entnommen und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG)und die National Natural Science Foundation of China gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Sehforschung

Originaltitel: “Prefrontal” neuronal foundations of visual asymmetries in pigeons

Autoren: Qian Xiao (1,2)*, Onur Güntürkün (1)*

Institute: (1) Abteilung Biopsychologie, Institut für Kognitive Neurowissenschaft, Fakultät für Psychologie, Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44801 Bochum, (2) Laboratory of Interdisciplinary Research, Institute of Biophysics, Chinese Academy of Sciences, Peking, China

Zeitschrift: Frontiers in Physiology 2022; 13: 882597

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5498

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) des Bundeslands Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer 7221.3-1-075/16 genehmigt.

Die 20 Enten werden im Alter von 4 Wochen gekauft. Den Tieren wird auf nicht genannte Weise Blut abgenommen, um zu prüfen, ob sie bereits mit einem von Zecken übertragenen Virus, welcher eine Gehirnentzündung (Enzephalitis) verursacht, Kontakt hatten. Zusätzlich werden die Enten mit einem Antibiotikum gegen Salmonellen behandelt.

Im Alter von 6 Wochen wird 19 Enten ein Virus, der eine Gehirnentzündung verursacht, in Flüssigkeit gelöst unter die Haut der Kniefalte gespritzt. Eine weitere Ente wird nicht infiziert und dient als Kontrolle. In den folgenden 21 Tagen werden die Tiere täglich auf Symptome geprüft, es wird siebenmal Blut abgenommen, an 9 Tagen werden Abstriche aus dem Rachen und der Kloake genommen und die Tiere werden 11 Mal gewogen. 8 Tage nach der Infektion wird eine der Enten auf nicht genannte Art getötet, weil sie unter Gelenkschwellungen und einer Hautentzündung an den Füßen leidet. 21 Tage nach der Infektion werden auch die restlichen Enten auf nicht genannte Art getötet. Es werden Gewebeproben aus dem Gehirn, der Leber, und weiteren Organen entnommen. Bei der Untersuchung des Gehirns wird festgestellt, dass alle infizierten Tiere unter einer Gehirnentzündung leiden. Zusätzlich weisen 7 Tiere eine Entzündung der Blutgefäße auf.

Die Arbeiten wurden durch das Deutsche Zentrum für Infektionsforschung (DZIF) gefördert.

Bereich: Infektionsforschung, Virologie

Originaltitel: Role of ducks in the transmission cycle of tick-borne encephalitis virus?

Autoren: Friederike Michel (1), Ute Ziegler (1), Christine Fast (1), Martin Eiden (1), Christine Klaus (2), Gerhard Dobler (3), Karin Stiasny (4), Martin H. Groschup (1)*

Institute: (1) Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, (2) Institut für bakterielle Infektionen und Zoonosen, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Jena, (3) Teileinheit Virologie & Rickettsiologie, Institut für Mikrobiologie der Bundeswehr, München, (4) Zentrum für Virologie, Medizinische Universität Wien, Österreich

Zeitschrift: Transboundary and Emerging Diseases 2021; 68(2): 499-508

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5497

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei (LALLF) des Bundeslands Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer LALLF 7221.3-1-023/21, mit dem Titel „FLI 08/21: Aviäre Influenza in Oberflächenwasser“ genehmigt.

80 Enten beiderlei Geschlechts werden im Alter von 10 bis 13 Wochen von einem deutschen Zuchtbetrieb gekauft. Die Tiere werden im Friedrich-Loeffler Institut für 2 Wochen in Bodenhaltung in Gruppen von je 40 Tieren gehalten. Es wird von 20 der Enten Blut entnommen. Zwei Wochen nach ihrer Ankunft werden die Tiere in Gruppen von je 4 bis 10 Tieren in kleine Ställe von jeweils ca. 11 m2 Größe aufgeteilt, die in einigen Bereichen mit Gummimatten ausgelegt sind.

Ein Teil Ställe enthält ein Wasserbecken von 80 cm Durchmesser, welches die Tiere zum Schwimmen und Tauchen nutzen. Die anderen Ställe enthalten lediglich Stülptränken mit Trinkwasser. Das Wasser in den Stülptränken wird täglich erneuert, das Wasser in den Becken lediglich alle 4 Tage. Die Tiere, die kein Wasserbecken zur Verfügung haben, machen häufig Ersatzbewegungen, um das Plantschen zu imitieren, welches zu ihrem arttypischen Verhalten gehört.

Die Enten werden mit Vogelgrippeviren infiziert. Es werden zwei verschiedene Vogelgrippeviren verwendet, die aus der Virensammlung des Friedrich-Loeffler Instituts stammen und in befruchteten Hühnereiern vermehrt werden. Die Infektion der Enten erfolgt dabei auf unterschiedliche Weise: Bei einem Teil der Gruppen werden zwei von 10 Enten direkt infiziert, indem ihnen die Viren in den Schnabel, die Nasen und die Augen geträufelt werden. Dann wird verfolgt, wie sich die Infektion von diesen Tieren auf die 8 anderen Enten der Gruppe ausbreitet. Bei anderen Gruppen erfolgt die Infektion, indem Viren dem Wasser zugesetzt oder auf das Gefieder eines der Vögel aufgetragen werden.

Der Zustand der Tiere wird beobachtet. Einige Enten entwickeln innerhalb der 11 bis 14-tägigen Beobachtungsdauer Symptome, die nicht näher erläutert werden. Drei Tiere entwickeln schwere neurologische Symptome wie Orientierungslosigkeit, Schiefhalten des Kopfes, unkontrollierte Bewegungen (Ataxie) und Bewusstseinsstörungen. Eines dieser Tiere stirbt 6 Tage nach der Infektion in der Nacht, die anderen zwei werden am 7. und 10. Tag auf nicht genannte Art getötet. Eine weitere Ente verletzt sich am Bein und wird aus seiner Gruppe entnommen, was mit dem Tier geschieht, wird nicht erwähnt.

Von den Enten werden täglich Abstriche aus dem Mund, der Kloake und vom Gefieder genommen. Zu verschiedenen Zeitpunkten wird den Tieren jeweils eine Flugfeder ausgerupft, insgesamt zwei- oder viermal innerhalb von 13 Tagen. Zusätzlich werden zu Beginn und am Ende der Versuche von jedem Vogel Blutproben entnommen.

Von Enten, die entweder während der Versuche spontan sterben und den Tieren, die aufgrund ihres schlechten Zustands getötet werden, werden Proben aus der Lunge und aus dem Gehirn herausgeschnitten. Die Proben werden auf die Anwesenheit der Viren untersucht. Das weitere Schicksal der überlebenden Tiere wird nicht genannt.

Die Arbeiten wurden durch das Umweltbundesamt gefördert.

Bereich: Vogelgrippe-Forschung, Tierseuchenforschung, Virologie, Nutztierwissenschaften, Tierhaltung

Originaltitel: Exploring surface water as a transmission medium of avian influenza viruses – systematic infection studies in mallards

Autoren: Ann Kathrin Ahrens (1), Hans-Christoph Selinka (2), Thomas C. Mettenleiter (3), Martin Beer (1), Timm C. Harder (1)*

Institute: (1) Institut für Virusdiagnostik, Friedrich-Loeffler-Institut, Südufer 10, 17493 Greifswald - Insel Riems, (2) Fachgebiet II 1.4, Mikrobiologische Risiken, Umweltbundesamt (UBA), Berlin, (3) Friedrich-Loeffler-Institut, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald - Insel Riems

Zeitschrift: Emerging Microbes & Infections 2022; 11(1): 1250-1261

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5496

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken in Würzburg genehmigt. Die Goldfische stammen von Aquarium Glaser GmbH (Rodgau) und sind zum Zeitpunkt der Versuche zwischen 5,65 und 10 cm lang. Vor den Versuchen werden die Tiere für 4 Wochen in einem Glasbecken gehalten, dann wird ihr Gesundheitszustand überprüft und durch Reaktion auf akustische oder visuelle Reize getestet, ob sie sehen und hören können. Ausschließlich gesunde Tiere werden in den folgenden Versuchen eingesetzt, dies sind 98 Fische.

Die Tiere werden in verschiedene Gruppen eingeteilt. In einem Versuchsteil werden Gruppen von Fischen 4 Wochen lang unterschiedlichen Konzentrationen der Weichmacher Bisphenol A (BPA) oder Bisphenol S (BPS), einem Hormon oder einer Kontrollsubstanz ausgesetzt. Dazu werden die Chemikalien in unterschiedlichen Konzentrationen dem Wasser, in dem die Fische leben, zugesetzt. Aus der Gruppe, die dem Hormon ausgesetzt ist, sterben zwei Tiere nach 3 Wochen.

In einem anderen Versuch werden die akuten Wirkungen von BPA und BPS untersucht. Die mit den Wirkstoffen vorbehandelten Goldfische werden in Narkose versetzt. Dazu wird eine Chemikalie in das Wasser gegeben. 15 Minuten später werden die Fische aus dem Wasser genommen. Es wird ihnen auf den Hinterkörper gedrückt, was normalerweise Fluchtversuche auslöst, um zu überprüfen, ob die Narkose wirkt.

Den regungslosen Tieren wird über einen Schlauch Wasser, das Sauerstoff und Narkosemittel enthält, in den Mund gepumpt, welches dann über die Kiemen wieder austritt. Bei den Tieren, bei denen die akute Wirkung von BPA und BPS untersucht wird, werden die Chemikalien dem zur Beatmung verwendeten Wasser zugesetzt.

Der Schädel der Fische wird mit einer Zange geöffnet, das Kleinhirn wird angehoben und die Mauthner Neurone und Teile des Rückenmarks werden freigeschnitten. Bei Mauthner Neuronen handelt es sich um auffällig große Nervenzellen, die bei Fischen vorkommen und bei Reflexen und beim Fluchtverhalten eine Rolle spielen. Es werden Elektroden angebracht, um die Aktivität der Neuronen zu messen. Die Mauthner Neuronen werden stimuliert, was zu Muskelzuckungen führt. Um die Zuckungen zu unterdrücken, wird den Fischen ein Wirkstoff gespritzt, der die Muskeln entspannt.

Dann werden die Mauthner Neuronen mehrfach elektrisch gereizt, und dem Fisch werden Töne vorgespielt oder er wird Lichtsignalen ausgesetzt. Während dessen wird die Aktivität der Mauthner Neuronen gemessen. Die Prozedur dauert zwischen 20 und 90 Minuten.

Nach den Messungen werden die Fische noch in Narkose getötet, indem ihr Gehirn „mechanisch zerstört“ wird. Die Arbeiten werden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Umwelttoxikologie, Toxikologie, Neurologie

Originaltitel: Bisphenols exert detrimental effects on neuronal signaling in mature vertebrate brains

Autoren: Elisabeth Schirmer, Stefan Schuster, Peter Machnik

Institute: Lehrstuhl für Tierphysiologie, Universität Bayreuth, Universitätsstraße 30, 95440 Bayreuth

Zeitschrift: Communications Biology 2021; 4: 465

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5495

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit in Oldenburg genehmigt.

In den Versuchen werden 5 taube Katzen eingesetzt, die höchstwahrscheinlich aus der Zucht der Medizinischen Hochschule Hannover stammen, in der seit mindestens 20 Jahren taube, weiße Katzen für Tierversuche gezüchtet werden. Die Taubheit der Tiere wird im ersten Lebensmonat durch Messung der Aktivität des Gehirns als Reaktion auf Töne überprüft. Dazu werden die Tiere vermutlich in Narkose versetzt, Elektroden unter die Haut geschoben und es werden ihnen Töne vorgespielt, wie die Autoren in einer anderen Publikation berichten. Die Testung auf Taubheit wird außerdem direkt vor den Versuchen erneut durchgeführt. Zusätzlich werden 8 hörende Katzen eingesetzt.

Die Tiere werden in Narkose versetzt. Dann wird ein Luftröhrenschnitt gesetzt und die Katzen werden künstlich beatmet. Der Kopf der Katzen wird in einen sogenannten stereotaktischen Rahmen eingespannt. Der Schädel wird im Scheitelbereich geöffnet und eine Elektrode wird auf der Gehirnhaut platziert, welche die Aktivität des Gehirns aufnimmt. Eine zweite Elektrode wird im Nackenmuskel eingepflanzt. Den Tieren werden Töne vorgespielt und die Aktivität des Gehirns wird aufgenommen.

Bei einem Teil der hörenden Tiere werden die Haarzellen der Cochlea (Teil des Innenohrs), welche Schall in elektrische Signale umwandeln, durch das Spritzen einer Chemikalie in das Ohr zerstört, so dass die Tiere auf dem betreffenden Ohr taub werden.

Den tauben Katzen (mit angeborener oder künstlich herbeigeführter Taubheit) wird in ein Ohr eine Hörprothese, das sogenannte Cochlea-Implantat, eingesetzt. Ein Teil des Implantats wird dabei unter Narkose durch das Ohr bis in das Innenohr vorgeschoben. Der äußere Teil wird mit zahnmedizinischem Kunststoff am Kopf des Tieres befestigt.

Der Schädel der Tiere wird auf einer Seite oberhalb des für das Hören zuständigen Teils des Gehirns geöffnet und die Hirnhaut wird entfernt. Eine Elektrode wird auf verschiedene Stellen des Gehirns gelegt und die Aktivität der Nervenzellen im Gehirn während einer elektrischen oder akustischen Stimulation des Ohrs der anderen Körperseite gemessen. Dann wird eine Elektrodenkammer auf das Gehirn gelegt, die Elektroden in das Gehirn geschoben und wiederum die Aktivität der Nervenzellen gemessen. Ein Teil der Elektroden wird mit einem Farbstoff versehen, mit dessen Hilfe später die Eindringtiefe in das Gehirn anhand des Einstichkanals nachvollzogen werden kann.

Im Anschluss an die Versuche werden die Katzen in Narkose getötet. Dazu wird ihnen der Brustkorb aufgeschnitten und eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt. Diese verdrängt das Blut und die Tiere sterben. Das Gehirn der Tiere wird entnommen und in feine Scheiben geschnitten untersucht. Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die National Science Foundation (USA), das Deutsche Zentrum für Luft- und Raumfahrt (DLR), die MED-El GmbH und den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) gefördert.

Bereich: Hörforschung, Hirnforschung

Originaltitel: Deficient recurrent cortical processing in congenital deafness

Autoren: Prasandhya Astagiri Yusuf (1)*, Aly Lamuri (1), Peter Hubka (2), Jochen Tillein (2,3), Martin Vinck (4,5)*, Andrej Kral (2,6)

Institute: (1) Department of Medical Physics/Medical Technology IMERI, Faculty of Medicine, University of Indonesia, Jakarta, Indonesien, (2) Verbundinstitut für Audio- und Neurotechnologie (VIANNA) und Laboratories of Experimental Otology (LEO), Hals-Nasen-Ohrenklinik, Medizinische Hochschule Hannover, Stadtfelddamm 34, 30625 Hannover, (3) MED-EL GmbH, Starnberg, (4) Ernst Strüngmann Institut for Neuroscience in Cooperation with Max Planck Society, Frankfurt am Main, (5) Donders Centre for Neuroscience, Department of Neuroinformatics, Radboud University Nijmegen, Nijmegen, Niederlande, (6) Department of Biomedical Sciences, School of Medicine and Health Sciences, Macquarie University, Sydney, Australien,

Zeitschrift: Frontiers in Systems Neuroscience 2022; 16: 806142

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5494

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer KY6/12 genehmigt. In den Versuchen werden zwei männliche Rhesusaffen (als „H07“ und „A11“ bezeichnet) eingesetzt, die ca. 12 und 15 Jahre alt sind.

Jedem Tier wird eine Haltestange aus Metall am Schädel befestigt. Um diese Stange anzupassen, werden die Schädel der Tiere zunächst mit einem bildgebenden Verfahren vermessen, wofür die Affen wahrscheinlich narkotisiert werden. Für die Befestigung der Haltestange werden die Tiere in Narkose versetzt und ihr Kopf wird in einem stereotaktischen Rahmen fixiert. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten und es werden Löcher für die Schrauben in den freigelegten Schädel gebohrt. Der Haltegriff wird auf dem Schädel positioniert und mit Schrauben befestigt.

Im Anschluss an diese Operation werden die Tiere an den Versuchsablauf gewöhnt. Dieser besteht darin, dass sie in einem Primatenstuhl sitzen, wobei ihr Kopf mit dem zuvor implantierten Haltebolzen fixiert wird. Über ein spezielles Gerät, ein sogenanntes Stereoskop, werden den Affen Bilder gezeigt, wobei es das Gerät ermöglicht, jedem Auge verschiedene Bilder zu zeigen. Die Affen lernen während des Trainings, ihren Blick auf einen bestimmten Bereich des gezeigten Bildes zu fixieren. Machen sie die vorgegebene Aufgabe wie von den Forschern gewünscht, erhalten sie als „Belohnung“ etwas Flüssigkeit. Damit die Tiere kooperieren, wird ihnen üblicherweise außerhalb der Trainingseinheiten nicht ausreichend Flüssigkeit gegeben.

Nach der Trainingsphase werden die Affen erneut operiert. Unter Narkose wird der Schädel geöffnet und eine 4 x 4 mm große Elektrodenplatte in einen bestimmten Bereich des Gehirns implantiert. In den eigentlichen Versuchen sitzen die Affen in einem Primatenstuhl und werden mit dem am Schädel befestigten Haltegriff fixiert. Über das Stereoskop wird ihnen zunächst ein Punkt gezeigt, auf den sie den Blick fixieren müssen. Dann wird den Tieren ein sich bewegendes Muster aus Streifen gezeigt, dessen Linien sich in eine Richtung aus dem Blickfeld hinausbewegen. Dieses Bild wird nur einem Auge oder beiden Augen gezeigt, wobei das Muster sich in verschiedene Richtungen bewegt. Nach zwei Sekunden wird eine andere Kombination aus Bildern verwendet. Der Versuch wird auch mit Punkten statt Streifen durchgeführt. Während die Affen die beweglichen Muster anschauen, werden die Augenbewegungen aufgezeichnet und über die Elektroden die Aktivität des Gehirns vermessen.

Das weitere Schicksal der Affen wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Tübingen AI Center und den Exzellenzcluster Maschinelles Lernen gefördert.

Bereich: Hirnforschung

Originaltitel: Decoding internally generated transitions of conscious contents in the prefrontal cortex without subjective reports

Autoren: Vishal Kapoor (1,2)*, Abhilash Dwarakanath (1), Shervin Safavi (1,3), Joachim Werner (1), Michel Besserve (1,4), Theofanis I. Panagiotaropoulos (1,5)*, Nikos K. Logothetis (1,2,6)

Institute: (1) Abteilung Physiologie kognitiver Prozesse, Max-Planck-Institut für biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (2) International Center for Primate Brain Research, Center for Excellence in Brain Science and Intelligence Technology (CEBSIT), Institute of Neuroscience (ION), Chinese Academy of Sciences, Schanghai, China, (3) International Max Planck Research School, Tübingen, (4) Abteilung Empirische Inferenz, Max-Planck-Institut für Intelligente Systeme, Tübingen, (5) Cognitive Neuroimaging Unit, CEA, DSV/I2BM, INSERM, Universite Paris-Sud, Universite Paris-Saclay, Neurospin Center, Gif/Yvette, Frankreich, (6) Division of Imaging Science and Biomedical Engineering, University of Manchester, Manchester, Großbritannien

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 1535

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5493

Versuchsbeschreibung: Das Gehirn eines weiblichen Rhesusaffen, welcher zuvor für einen anderen Versuch getötet wurde, wird entnommen, konserviert und mit einem hochauflösenden bildgebenden Verfahren untersucht. Aus den gewonnenen Daten wird ein „Atlas“ des Gehirns des Affen erstellt.

Um die Nützlichkeit des so gewonnenen Atlas zu zeigen, werden Versuche mit drei lebenden Affen durchgeführt. Zwei der Tiere sind männlich, das andere weiblich. Um ihre Köpfe fixieren zu können, werden ihnen in einer Operation Haltestäbe am Schädel festgeschraubt. Ob diese Operation Teil der vorliegenden Studie ist oder der Haltestab aus vorangegangenen Versuchen stammt, wird nicht erwähnt. Die Tiere werden in Narkose versetzt und ihr Kopf mit dem Haltebolzen fixiert. Ihnen wird ein flackerndes Schachbrettmuster auf einem Monitor gezeigt. Gleichzeitig wird die Aktivität in ihrem Gehirn mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Die Messung wird bei jedem Tier zweimal durchgeführt. Die Ergebnisse werden mit dem anhand des Gehirns des toten Tieres erstellten Atlas verglichen.

Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, das National Institute of Mental Health (USA) und das National Institute of Neurological Disorders and Stroke (USA) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neuroanatomie, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: The subcortical atlas of the rhesus macaque (SARM) for neuroimaging

Autoren: Renée Hartig (1,2,3), Daniel Glen (4), Benjamin Jung (5,6), Nikos K. Logothetis (2,7,11), George Paxinos (8), Eduardo A. Garza-Villarreal (9), Adam Messinger (6), Henry C. Evrard (1,2,10,11)*

Institute: (1) Werner Reichardt Centrum für Integrative Neurowissenschaften (CIN), Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (2)* Max-Planck-Institut für biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (3) Abteilung für Psychiatrie und Psychotherapie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Universitätsmedizin Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim, (4) Scientific and Statistical Computing Core, National Institute of Mental Health, Bethesda, USA, (5) Department of Neuroscience, Brown University, Providence, USA, (6) Laboratory of Brain and Cognition, National Institute of Mental Health, Bethesda, USA, (7) University of Manchester, Manchester, Großbritannien, (8) Neuroscience Research Australia and The University of New South Wales, Sydney, Australien, (9) Instituto de Neurobiologia, Universidad Nacional Autónoma de México campus Juriquilla, Queretaro, Mexiko, (10) Nathan S. Kline Institute for Psychiatric Research, Center for Biomedical Imaging and Neuromodulation, Orangeburg, USA, (11) International Center for Primate Brain Research, Songjiang, Schanghai, China

Zeitschrift: NeuroImage 2021; 235: 117996

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5492

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, Referenznr. 84–02.04.2015.A245), dem Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES, Referenznr. 33.19-42502-04-19/3222) und der kantonalen Veterinärbehörde in Bern (Schweiz, Referenznr. 81/18) genehmigt.

In drei Laboren an unterschiedlichen Standorten (Münster, Oldenburg, Bern in der Schweiz) soll der Einfluss der Experimentatoren auf die Ergebnisse untersucht werden. Hierbei wird verglichen, ob ein Versuch unter standardisierten Bedingungen mit nur einem Experimentator sich in der Reproduzierbarkeit (Wiederholbarkeit) der Ergebnisse von einem Versuchsaufbau unterscheidet, der von mehreren Experimentatoren durchgeführt wird. Pro Standort werden jeweils 96 weibliche, sieben Wochen alte (bei Ankunft im Labor) Mäuse zweier Inzuchtstämme (je Stamm 48 Tiere) verwendet. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River. Sie werden getrennt nach Stamm in Zweiergruppen und in allen drei Laboren unter gleichen Laborbedingungen gehalten.

Im standardisierten Design werden pro Stamm 12 Tiere von einem Experimentator getestet, während beim heterogenen Design drei verschiedene Experimentatoren beteiligt sind (pro Experimentator 4 Mäuse pro Stamm). Die Versuche beginnen, wenn die Tiere zehn Wochen alt sind und dauern acht Tage. Es werden vier Tests zur Untersuchung des Angstverhaltens durchgeführt.

Im Elevated Plus Maze-Test wird das Tier auf ein erhöhtes Labyrinth gesetzt, in dem sich geschlossene und offene Bereiche befinden. Mäuse fürchten sich von Natur aus vor offenen Flächen. Ein Tier gilt als umso ängstlicher, je mehr Zeit es in den geschlossenen Bereichen verbringt.

Im Dark Light-Test, wird die Maus für eine Minute in den zunächst verschlossenen dunklen Teil einer Box, die aus einem miteinander verbundenen dunklen und hellen Kompartiment besteht, gesetzt. Dann darf die Maus fünf Minuten lang die Box erkunden und das Verhalten wird beobachtet. Der Aufenthalt im dunklen Bereich gilt wiederum als Zeichen für Angst.

Der Open Field-Test funktioniert nach dem gleichen Prinzip. Hier wird geschaut, inwieweit die Maus sich in den offenen Bereich einer Box traut.

Im Novel Cage-Test wird die Maus für fünf Minuten in einen neuen Käfig gesetzt und es wird beobachtet, wie oft sie sich auf ihre Hinterpfoten aufrichtet und ihre Schnauze in die Luft streckt.

Im Nest-Test geht es darum, das Nestbauverhalten zu beobachten, wenn der Maus das Nestmaterial weggenommen und stattdessen ein Baumwollnest bereitgestellt wird. Die Nestqualität wird vom Experimentator bewertet.

Es werden zudem drei Tage nach Versuchsbeginn Kotproben genommen. Hierfür wird die Maus für drei Stunden in einen anderen Käfig gesetzt.

Über das weitere Schicksal der Tiere ist nichts bekannt. Üblicherweise werden die Tiere nach dem Versuch getötet, um beispielsweise Organe zu untersuchen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Verhaltensforschung

Originaltitel: Do multiple experimenters improve the reproducibility of animal studies?

Autoren: Vanessa Tabea von Kortzfleisch (1,2)*, Oliver Ambrée (3), Natasha A. Karp (4), Neele Meyer (3), Janja Novak (5), Rupert Palme (6), Marianna Rosso (5), Chadi Touma (3), Hanno Würbel (5), Sylvia Kaiser (1,2), Norbert Sachser (1,2), S. Helene Richter (1, 2)

Institute: (1) Institut für Neuro- und Verhaltensbiologie, Abteilung für Verhaltensbiologie, Universität Münster, Badestraße 13, 48149 Münster, (2) Otto Creutzfeldt Zentrum für Kognitive und Verhaltens-Neurowissenschaften, Universität Münster, (3) Abteilung Verhaltensbiologie, Universität Osnabrück, (4) Data Sciences & Quantitative Biology, Discovery Sciences, R&D, AstraZeneca, Cambridge, Großbritannien, (5) Division of Animal Welfare, Universität Bern, Schweiz, (6) Department of Biomedical Sciences, Veterinärmedizinische Universität Wien, Österreich

Zeitschrift: PLoS Biology 2022; 20(5):e3001564

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5491

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen genehmigt. Es werden 4 erwachsene Rhesusaffen in den Versuchen eingesetzt. Den Tieren wird eine Haltestange am Schädel befestigt, mit der ihr Kopf fixiert werden kann. Ob diese Stange für die in dieser Studie beschriebenen Versuche implantiert wird oder bereits aus vorausgegangenen Versuchen stammt, wird nicht beschrieben.

Die Affen werden in Narkose versetzt und mit einem Laser wird ein Teil ihrer Netzhaut verbrannt, so dass sich dort eine Narbe bildet. Die Netzhautverletzung wird den Tieren an beiden Augen beigebracht.

Für die Versuche werden die Affen ebenfalls in Narkose versetzt und intubiert. Zusätzlich erhalten sie einen Wirkstoff, der die Bewegung der Augen unterdrückt und ihr Kopf wird mit Hilfe der implantierten Haltestange fixiert. Ihr Augenhintergrund wird fotografiert. Ihnen werden dann verschiedene sich bewegende Muster gezeigt. Gleichzeitig wird ihr Gehirn mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Diese Untersuchung wird mehrfach durchgeführt, erstmals vor der Laserbehandlung, dann am Tage der Laserbehandlung, 14 Tage später und mehrfach in den 5 Monaten danach.

Zwei Affen werden im Anschluss an die Versuche in Narkose mit einem Tötungsmittel getötet. Ihre Augen werden entnommen und die Netzhaut wird untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die lichtempfindlichen Zellen durch die Laserbehandlung zerstört wurden. In derselben Versuchsreihe werden einem der Affen 16 Elektroden in das Gehirn eingeführt, die zugehörigen Versuche werden in einer anderen Publikation beschrieben (Datenbank ID: 3407).

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, das National Institutes of Health (USA), die Europäische Union und den Merit Award (USA) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Sehforschung

Originaltitel: Macaque area V2/V3 reorganization following homonymous retinal lesions

Autoren: Georgios A. Keliris (1,2)*, Yibin Shao (1), Michael C. Schmid (1,3), Mark Augath (1,4), Nikos K. Logothetis (1,5,6), Stelios M. Smirnakis (7)*

Institute: (1) Abteilung für Physiologie kognitiver Prozesse, Max-Planck-Institut für biologische Kybernetik, Max-Planck-Ring 8-14, 72076 Tübingen, (2) Bio-Imaging Lab, Department of Biomedical Sciences, University of Antwerp, Campus Drie Eiken, Universiteitsplein 1, 2610 Wilrijk, Belgien, (3) Schmid Research Group, Medicine Section, University of Fribourg, Freiburg, Schweiz, (4) Institute of Biomedical Engineering, ETH Zurich, Zürich, Schweiz, (5) International Center for Primate Brain Research, Shanghai, China, (6) Division of Imaging Science and Biomedical Engineering, University of Manchester, Manchester, Großbritannien, (7) Department of Neurology, Brigham and Women’s Hospital and Jamaica Plain Veterans Administration Hospital, 60 Fenwood Road, Harvard Medical School, Boston, USA

Zeitschrift: Frontiers in Neuroscience 2022; 16: 757091

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5490

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter der Nummer 81-02.04.2018.A303 genehmigt. Es werden Mäuse eines Inzuchtstamms und gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory und werden miteinander gekreuzt, um Mäuse mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalten.

Zu Beginn der Versuche sind die Mäuse zwischen 8 und 13 Wochen alt. Die Tiere werden für 16 Stunden im Dunkeln gehalten. Dann werden ihnen Tropfen in die Augen gegeben, die ihre Pupillen weiten. Im Anschluss werden die Tiere für eine Stunde einem hellen Licht ausgesetzt, die Lichtstärke ist dabei 15.000 LUX, was in etwa der Intensität der Behandlungsleuchte beim Zahnarzt entspricht. Anderen Tieren wird mit einer medizinischen Lampe für 10 Minuten Licht einer Stärke von 50.000 LUX in die Augen gestrahlt. Unter diesen Bedingungen kommt es zu einer durch das Licht verursachten Entzündung und einem Absterben von lichtempfindlichen Zellen der Netzhaut.

Einem Teil der Tiere wird zusätzlich täglich ein Wirkstoff, anderen Mäusen eine wirkstofffreie Lösung in die Bauchhöhle gespritzt. Die erste Spritze erhalten sie am Tag vor der Lichtexposition.

Jeweils ein Teil der Tiere wird 1 Tag, 3 oder 4 Tage nach der Lichtexposition durch Spritzen von Narkosemitteln in die Bauchhöhle in Narkose versetzt und ihnen werden Tropfen in die Augen gegeben, die die Pupillen weiten. Dann werden die Augen mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei wird festgestellt, dass ein Teil der Tiere unter einer erheblichen Verringerung der Dicke der Netzhaut leidet. Im Anschluss an die Untersuchung werden die Tiere durch Genickbruch getötet. Die Augen werden entnommen, und in feine Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden von der Rühling-Stiftung, der Brunenbusch-Stein Stiftung, Fight for Sight (Großbritannien), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Pro Retina-Stiftung, die Erhard Rüther Stiftung, die Dr. Gaide-Stiftung und die Velux Foundation (Dänemark) unterstützt. Die Veröffentlichung wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Projekt DEAL gefördert.

Bereich: Augenheilkunde, Sehforschung, Neuroimmunologie

Originaltitel: Genetic targeting or pharmacological inhibition of galectin 3 dampens microglia reactivity and delays retinal degeneration

Autoren: Mona Tabel (1), Anne Wolf (1), Manon Szczepan (2), Heping Xu (2), Herbert Jägle (3), Christoph Moehle (4), Mei Chen (2), Thomas Langmann (1,5)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Experimentelle Immunologie des Auges, Zentrum für Augenheilkunde, Uniklinik Köln, Kerpener Straße 62, 50937 Köln, (2) Wellcome Wolfson Institute for Experimental Medicine, School of Medicine, Dentistry and Biomedical Sciences, Queen’s University Belfast, Belfast, Großbritannien, (3) Klinik und Poliklinik für Augenheilkunde, Universitätsklinikum Regensburg, Regensburg, (4) Kompetenzzentrum Fluoreszente Bioanalytik, Universität Regensburg, Regensburg, (5) Zentrum für Molekulare Medizin der Universität zu Köln (CMMC), Universität zu Köln, Köln

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2022; 19: 229

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5489

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter den Nummern G19/21, G11/65, G15/19, und G09/88 sowie G10/100 genehmigt.

Es werden Mäuse eingesetzt, die durch Genmanipulation unter einer schweren Immunschwäche leiden. Den Tieren werden im Alter von 12 Wochen verschiedene Krebszellen unter die Haut am Schulterblatt gespritzt. Einem Teil der Mäuse wird zweimal pro Woche ein Wirkstoff oder eine wirkstofffreie Lösung in die Bauchhöhle gespritzt. Das Wachstum des Tumors wird beobachtet und die Mäuse werden getötet, sobald der Tumor eine Masse von 10% des zu Versuchsbeginn ermittelten Gewichts der Tiere aufweist oder sobald der Tumor aufbricht. Der Tumor und die Lungen werden entnommen. Bei einem Teil der Tiere werden auch der Oberschenkelknochen und das Schienbein entnommen. Die Lungen und das Knochenmark werden auf Metastasen untersucht.

In einem anderen Versuch wird Gruppen von 12 Wochen alten Mäusen entweder dreimal innerhalb eines Tages ein Wirkstoff oder eine wirkstofffreie Lösung in die Bauchhöhle gespritzt. Vier Stunden nach der letzten Injektion werden die Tiere narkotisiert. Dann wird den Tieren das Herz und die Lunge für weitere Untersuchungen herausgeschnitten.

Zusätzlich werden Versuche mit Zellen durchgeführt, die aus den Lungen von 7 bis 10 Tage alten Mäusen gewonnen werden. Wahrscheinlich werden die Tiere zur Gewinnung der Zellen getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Roggenbuck-Stiftung und den Veterans Administration Merit Award (USA) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Tumor cell E-selectin ligands determine partial efficacy of bortezomib on spontaneous lung metastasis formation of solid human tumors in vivo

Autoren: Tobias Lange (1)*, Ursula Valentiner (1), Daniel Wicklein (1), Hanna Maar (1) Vera Labitzky (1), Ann-Kristin Ahlers (1), Sarah Starzonek (1), Sandra Genduso (1), Lisa Staffeldt (1), Carolin Pahlow (1), Anna-Maria Dück (1), Christine Stürken (1), Anke Baranowsky (2), Alexander T. Bauer (3), Etmar Bulk (4), Albrecht Schwab (4), Kristoffer Riecken (5), Christian Börnchen (6), Rainer Kiefmann (6), Valsamma Abraham (7), Horace M. DeLisser (7), Timo Gemoll (8), Jens K. Habermann (8), Andreas Block (9), Klaus Pantel (10), Udo Schumacher (1)

Institute: (1) Institut für Anatomie und Experimentelle Morphologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Martinistraße 52, 20251 Hamburg, (2) Klinik und Poliklinik für Unfallchirurgie und Orthopädie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (3) Klinik für Dermatologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (4) Institut für Physiologie II, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (5) Forschungsabteilung Zell- und Gentherapie, Klinik für Stammzelltransplantation, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (6) Klinik und Poliklinik für Anästhesiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (7) Pulmonary, Allergy and Critical Care Division, Department of Medicine, School of Medicine, University of Pennsylvania, Philadelphia, USA, (8) Sektion für Translationale Chirurgische Onkologie und Biomaterialbanken, Universität zu Lübeck und Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Campus Lübeck, Lübeck, (9) Zentrum für Onkologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg, (10) Institut für Tumorbiologie, Universitäres Cancer Center Hamburg (UCCH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf (UKE), Hamburg

Zeitschrift: Molecular Therapy 2022; 30(4): 1536-1552

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5488

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Soziales, Familie, Gesundheit und Verbraucherschutz in Hamburg unter der Nummer 122/17 genehmigt. Es werden verschiedene Mäuse, die zum Teil gentechnisch verändert sind, eingesetzt. Die Tiere stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory oder werden von anderen Wissenschaftlern zur Verfügung gestellt und werden in der Tierhaltung des Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf gehalten. Zusätzlich werden verschiedene Mäuse miteinander verpaart, um Mäuse mit den gewünschten genetischen Eigenschaften zu erhalten.

Im Alter von 10-16 Wochen werden einige der Tiere verschiedenen Verhaltenstests unterzogen. Damit diese bei den eigentlich nachtaktiven Tieren zu den regulären Arbeitszeiten durchgeführt werden können, werden die Tiere zuvor über 3 Wochen an einen verschobenen Tag- und Nachtrhythmus gewöhnt. Die Versuche werden dann am Tag und unter schwacher Beleuchtung durchgeführt.

In einem Test wird untersucht, wie die Tiere auf neue Gerüche reagieren. Dafür werden sie in einen Test-Käfig gesetzt. In zwei Öffnungen des Käfigs werden zwei Röhrchen gesteckt, die entweder Vanille- oder Mandelgeruchsproben enthalten oder leer sind. Die Röhrchen werden dann ausgetauscht und es wird per Videoaufzeichnung beobachtet, wie lange die Tiere an den verschiedenen Röhrchen schnüffeln.

In einem anderen Versuch wird ein Filterpapier mit einer Lösung getränkt, die eine Chemikalie enthält. Diese Chemikalie kommt auch im Analsekret von Füchsen vor und löst bei Mäusen eine angeborene Furcht vor dem Raubtier aus. Das Papier wird im Käfig befestigt und eine Maus für 12 Minuten in den Käfig gesetzt. Die Reaktion der Mäuse auf den Geruch wird mit Video aufgezeichnet und es wird gemessen, wie lange die Mäuse bewegungslos vor Angst erstarren.

Im sogenannten Open Field Test werden die Tiere in eine nach oben offene und beleuchtete Box gesetzt und für 15 Minuten beobachtet. Es wird gemessen welche Distanz sie zurücklegen, und ob sie sich eher an den Wänden der Box oder weiter in der Mitte aufhalten. Längeres Verweilen im Randbereich wird dabei als Ängstlichkeit gewertet.

Beim erhöhten Plus-Labyrinth werden die Tiere für 5 Minuten in 75 cm Höhe auf eine Konstruktion gesetzt, die aus zwei sich kreuzenden Stegen besteht. Von den vier Armen des „Labyrinths“ sind zwei offen und zwei haben Seitenwände. Per Videoaufnahme wird festgehalten, wie oft die Tiere auf die Arme mit oder ohne Seitenwände laufen. Auch wird gemessen, wie oft die Mäuse Kot absetzen oder sich putzen. Daraus soll auf die generelle Ängstlichkeit der Tiere geschlossen werden.

Andere Tiere werden in Narkose versetzt. Dann wird ihnen ein Proteinbruchstück zusammen mit dem sogenannten Freund-Adjuvans unter die Haut gespritzt. Dabei handelt es sich um eine Lösung, die Mineralöl und abgetötete Tuberkulosebakterien enthält und zu einer starken lokalen Entzündung führt. Zusätzlich wird ihnen zweimal ein Wirkstoff gespritzt. In der Folge richtet sich das Immunsystem der Tiere gegen ihr eigenes Gehirn und Rückenmark, wodurch sich diese entzünden. Die Tiere werden den Geruchstests mit Vanille- und Mandelduft und dem Fuchs-Geruch unterzogen. Sie werden über einen Zeitraum von 30 Tagen beobachtet und ihre Symptome, die bis zur vollständigen Lähmung der Hinterbeine, bei gleichzeitiger teilweiser Lähmung der Vorderbeine, reichen, werden nach einem Punkteverfahren bewertet. Tiere mit schweren Symptomen werden getötet.

Zur Gewinnung und weiteren Untersuchung des Gehirns werden die Tiere mit einer Spritze in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird ihr Herz freigeschnitten und eine Nadel ins Herz gestoßen. Durch die Nadel wird eine konservierende Flüssigkeit ins Herz gepumpt, woran die Tiere sterben.

Zusätzlich werden Versuche mit Gehirnzellen durchgeführt, welche aus Mäuse-Embryonen gewonnen werden. Es ist davon auszugehen, dass zur Gewinnung dieser Zellen weitere, schwangere Mäuse getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Sinnesphysiologie, Neurobiochemie, Neuropathologie, Neuroimmunologie

Originaltitel: Neuronal adenosine A1 receptor is critical for olfactory function but unable to attenuate olfactory dysfunction in neuroinflammation

Autoren: Charlotte Schubert (1), Kristina Schulz (2), Simone Träger (1), Anna-Lena Plath (3), Asina Omriouate (3), Sina C. Rosenkranz (1), Fabio Morellini (3), Manuel A. Friese (1)*, Daniela Hirnet (2)*

Institute: (1) Institut für Neuroimmunologie und Multiple Sklerose (INIMS), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Falkenried 94, 20251 Hamburg, (2) Abteilung Neurophysiologie, Institut für Zell- und Systembiologie der Tiere, Universität Hamburg, Martin-Luther-King-Platz 3, 20146 Hamburg, (3) Forschungsgruppe Verhaltensbiologie, Zentrum für Molekulare Neurobiologie (ZMNH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg

Zeitschrift: Frontiers in Cellular Neuroscience 2022; 16: 912030

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5487

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde unter der Nummer AZ101/15 genehmigt. Sieben Schweine mit einem Gewicht von 75 bis 85 kg werden am Universitären Herz- und Gefäßzentrum Hamburg operiert. Vorab wird das zu implantierende Gerät, welches die Reparatur der Hauptschlagader erleichtern soll und eigentlich auf den Menschen ausgelegt ist, an den Durchmesser der Hauptschlagader eines 80 kg schweren Schweins angepasst, wozu tote Schweine mit einem bildgebenden Verfahren untersucht werden.

Den Schweinen werden verschiedene Medikamente, darunter Beruhigungs- und Narkosemittel, in einen Muskel gespritzt. Dann werden weitere Narkosemittel in eine Vene gespritzt. Die Tiere werden intubiert und beatmet. Mehrere Sonden und Katheter werden in verschiedene Blutgefäße (die rechte Halsschlagader, die Drosselvene, in eine Oberschenkelarterie und in eine Arterie des Brustkorbs) eingeführt. Zusätzlich wird ein Katheter in die Arterie des linken Herzvorhofs geschoben, durch den später kleine farbmarkierte Partikel injiziert werden.

Die hinter dem Bauchfell liegende Hauptschlagader wird freigeschnitten und mehrere davon abzweigende Gefäße werden abgebunden. Ein die Bauchorgane versorgendes Gefäß wird durchtrennt und mit der Hauptschlagader verbunden. Die Hauptschlagader wird eingeschnitten und das zu implantierende Gerät durch den Einschnitt in die Ader geschoben. Dort entfaltet sich das Gerät, so dass es den Blutfluss durch die Hauptschlagader unterbindet. Nacheinander werden verschiedene Gefäße an dem Gerät festgenäht, so dass das Blut nun durch die Schläuche des Geräts fließt. Das Einsetzen des Geräts dauert 65 bis 83 Minuten. Bei einem Schwein verschiebt sich das eingesetzte Gerät, weil der Operateur von dem empfohlenen Protokoll des Herstellers abweicht. Dieses Tier wird aus dem Versuch ausgeschlossen und vermutlich getötet.

Der Blutfluss wird über einen Zeitraum von 6 Stunden beobachtet und mit einem Bildgebenden Verfahren untersucht. Dabei wird festgestellt, dass die Blutversorgung der Nieren beeinträchtigt ist, was die Experimentatoren auf Abweichungen der Gefäßgröße zwischen Schwein und Mensch, für welchen das Gerät entwickelt wurde, zurückführen.

Dann werden die Tiere durch das Spritzen des Tötungsmittels T61 in Narkose getötet. Das implantierte Gerät wird wieder entnommen, ein Teil der Leber, beide Nieren, ein Teil des Darms und das Rückenmark werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Firma Terumo Aortic gefördert, welche aus der Firma, die die Materialien für das hier getestete implantierbare Gerät entwickelt hat, hervorgegangen ist.

Bereich: Herz-Kreislauf Chirurgie, Biomedizinische Technik

Originaltitel: In vivo evaluation of a new hybrid graft using retrograde visceral perfusion for thoracoabdominal aortic repair in an animal model

Autoren: Sabine Wipper (1)*, Harleen K. Sandhu (2), Tilo Kölbel (3), Anthony L. Estrera (2), Constantin Trepte (4), Christoph Behem (4), Charles C. Miller III (2), E. Sebastian Debus (3)

Institute: (1) Universitätsklinik für Gefäßchirurgie, Medizinische Universität Innsbruck, Anischstraße 35, 6020 Innsbruck, Österreich. (2) Department of Cardiothoracic and Vascular Surgery, McGovern Medical School at UTHealth, Houston, USA, (3) Klinik und Poliklinik für Gefäßmedizin, Universitäres Herz- und Gefäßzentrum Hamburg, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinstrasse 52, 20246 Hamburg, (4) Klinik und Poliklinik für Anästhesiologie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg

Zeitschrift: JTCVS Techniques 2022; 15: 1-8

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5486

Versuchsbeschreibung: Genehmigungsbehörde und –nummer werde nicht genannt. Zwei männlichen Rhesusaffen mit den Bezeichnungen „O“ und „S“ werden unter Narkose in zwei einzelnen Operationen ein Kopfhalter und eine Elektrodenkammer von 14 mm Innendurchmesser über einem Bohrloch im Schädelknochen auf dem Schädel befestigt. Das Loch ist über einem bestimmten Hirnbereich („VIP“) gelegen. Während der Versuche sitzen die Tiere in einem Primatenstuhl in einem dunklen Raum, der Kopf ist an dem Kopfhalter fixiert. Die Augenbewegungen werden mit einem Gerät „Eyelink 1000“ aufgezeichnet.

In einem drei Monate dauernden „Training“ wird den Tieren eine bestimmte Aufgabe antrainiert. Der Affe muss einen roten Punkt inmitten von rund 2000 weißen Punkten auf einem Bildschirm anstarren. Wird der Punkt grün, muss er einen Hebel berühren. Nun fangen die weißen Punkte an, sich zu bewegen – entweder sofort nach Berühren des Hebels oder mit einigen Millisekunden Verzögerung. Gleichzeitig mit der Punktebewegung wird der Kopf des Tieres um 30° geneigt. Der Affe darf den Blick nicht von dem grünen Punkt abwenden. Macht er alles richtig, erhält er einen(!) Tropfen Flüssigkeit. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise bekommen die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten. Eine Recording-Session besteht aus 100-150 Trials.

Während dieser Aufgaben am Bildschirm wird eine einzelne Elektrode durch die Elektrodenkammer in das Hirngewebe eingelassen. Mit einem hydraulischen Antriebsgerät wird die Elektrode in Position gebracht. Bei Affe „O“ werden 89 und bei Affe „S“ 103 verschiedene Neuronen (Nerven) gemessen.

Am Ende der Experimente wird Affe „O“ getötet. Sein Hirn wird in Scheiben geschnitten und untersucht. Affe „S“ wird für weitere Experimente verwendet.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Hessische Ministerium für Wissenschaft und Kunst gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Action-dependent processing of self-motion in parietal cortex of macaque monkeys

Autoren: Jan Churan (1,2)*, Andre Kaminiarz (1,2), Jakob C.B. Schwenk (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Journal of Neurophysiology 2021; 125: 2432-2443

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5485

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Gießen (V54-19c20 15 h 01 MR 13/1, Nr. G 71/2017) genehmigt. Die zwei männlichen Rhesusaffen wiegen 10 und 9,6 kg und werden mit „O“ und „S“ bezeichnet. Den Tieren wird unter Narkose ein „Kopfhaltersystem“ auf zwei „Basisplatten“ auf dem Schädel montiert. Bei Affe „O“ wird außerdem für andere Experimente ein Loch in den Schädelknochen gebohrt und darüber eine Elektrodenkammer mit 21 mm Außendurchmesser befestigt. Beiden Affen wird dazu eine Elektrodenkappe mit 6 Elektroden (Affe „O“) bzw. 15 Elektroden (Affe „S“) auf den Kopf gesetzt. Bei Affe „O“ ist durch die Elektrodenkammer weniger Platz, weswegen seine Kappe nur 6 Elektroden enthält. Die Elektroden der Kappe werden auf der Kopfhaut platziert.

Bei den Versuchen sitzen die Tiere in einem Primatenstuhl vor einem Bildschirm, wobei der Kopf am Kopfhalter fixiert wird. Die Affen werden „trainiert“, mit angeschraubtem Kopf zu sitzen und bestimmte Aufgaben am Bildschirm zu erfüllen. Als „Belohnung“ erhalten sie etwas Flüssigkeit. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise bekommen die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten.

Die Aufgabe besteht darin, einen kleinen roten Punkt in der Mitte des dunklen Bildschirms anzustarren. Die Augenbewegungen werden mit einem „Eyelink 1000“ genannten Gerät verfolgt. Im unteren Drittel des Bildschirms erscheinen 600 kleine weiße Punkte, die sich nach links oder rechts bewegen. Dadurch soll eine Körperbewegung simuliert werden. Der Affe muss weiter den Punkt in der Mitte anstarren. Gleichzeitig wird über die Elektroden auf der Kopfhaut eine EEG aufgezeichnet.

Parallel zu den Tierversuchen finden Versuche mit menschlichen Probanden statt. Ihnen wird eine Kappe mit 64 Elektroden auf den Kopf gesetzt. Die Ruhigstellung des Kopfes wird durch Auflegen des Kinns auf eine Lehne erreicht. Die Aufgabe ist die gleiche wie bei den Affen, nur, dass bei den Menschen noch ablenkende Punkte gezeigt werden. Jeder Proband absolviert 6.400 Trials an insgesamt 4 Tagen. Die Anzahl der Trials bei den Affen wird nicht genannt.

Nach Abschluss der Versuche wird Affe „O“ in weiteren Experimenten verwendet. Das Schicksal von Affe „S“ wird nicht erwähnt.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Hessische Ministerium für Wissenschaft und Kunst gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Preattentive processing of visually self-motion in humans and monkeys

Autoren: Constanze Schmitt (1,2)*, Jakob C.B. Schwenk (1,2), Adrian Schütz (1,2), Jan Churan (1,2), André Kaminiarz (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Progress in Neurobiology 2021; 205:102117

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5484

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Gießen (V54-19c2015h01, MR 13/1 Nr. 18/2007) genehmigt. Die zwei männlichen Rhesusaffen wiegen 8,5 und 9,5 kg und werden mit „M“ und „B“ bezeichnet.

Die Tiere werden zunächst „trainiert“, bestimmte Verhaltensweisen am Bildschirm zu zeigen. Für eine „richtige“ Verhaltensweise erhalten die Tiere etwas Flüssigkeit. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise bekommen die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten. Dann wird den Affen unter Narkose ein Haltebolzen auf dem Schädelknochen implantiert. Nach weiterem „Training“ werden die Affen ein zweites Mal operiert. Es wird ein Loch über der Hirnregion V4 in den Schädel gebohrt und darüber eine Elektrodenkammer mit Schrauben befestigt. Die Tiere erhalten Schmerzmittel und Antibiotika.

Die eigentlichen Versuche starten frühestens eine Woche nach dieser zweiten Operation. Dabei wird ein Affe im Primatenstuhl an dem Haltebolzen fixiert, so dass er den Kopf nicht mehr bewegen kann. Auf dem Bildschirm erscheint nacheinander an verschiedenen Stellen ein grüner Kreis, den das Tier mit den Augen anstarren muss. Außerdem muss der Affe einen Hebel betätigen. Verschwindet der Kreis langsam, muss er den Hebel wieder loslassen. Manchmal werden noch 2 weiße senkrechte Linien gezeigt, von denen sich der Affe nicht ablenken lassen darf. Die Augenbewegungen werden mit einem Infrarotgerät verfolgt. Gleichzeitig werden mit einem Antriebsgerät bis zu 16 Elektroden durch die Elektrodenkammer in das Hirngewebe eingelassen. Das weitere Schicksal der Affen wird nicht erwähnt. Es ist anzunehmen, dass sie bei weiteren Versuchen eingesetzt werden.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Perisaccadic encoding of temporal information in macaque area V4

Autoren: Jakob C.B. Schwenk (1,2)*, Steffen Klingenhöfer (1), Björn-Olaf Werner (1), Stefan Dowiasch (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Journal of Neurophysiology 2021; 125: 785-795

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5483

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter den Nummern V54-19 c 20 15 h 01 MR 13/1 Nr. G71/2017 genehmigt.

Zwei männlichen Rhesusaffen mit den Bezeichnungen „O“ und „S“ werden unter Narkose in zwei einzelnen Operationen ein Kopfhalter und eine Elektrodenkammer von 14 mm Innendurchmesser über einem Bohrloch im Schädelknochen auf dem Schädel befestigt. Das Loch ist über einem bestimmten Hirnbereich gelegen. Während der Versuche sitzen die Tiere in einem Primatenstuhl in einem dunklen Raum, der Kopf ist an dem Kopfhalter fixiert. Die Augenbewegungen werden mit einem Video-Tracker aufgezeichnet.

Auf einem Bildschirm vor den Augen der Affen wird ein kleines rotes Quadrat gezeigt, das der Affe anstarren muss. Wenn das Objekt plötzlich an eine andere Position springt, muss der Affe seinen Blick auf die neue Position richten. Es gibt stationärer Quadrate und welche, die sich bewegen. Der Affe muss, sich bewegende Quadrate mit den Augen verfolgen. Macht das Tier alles „richtig“ gibt es etwas Flüssigkeit als „Belohnung“. Es wird hier nicht erwähnt, aber üblicherweise erhalten die Affen außerhalb der Experimente nichts zu trinken, so dass sie so durstig sind, dass sie sich gemäß dem Forscherwunsch verhalten. Während die Affen die Aufgaben erfüllen, werden mit einem „hydraulischen Mikromanipulator“ Mikroelektroden durch die Elektrodenkammer in das Hirngewebe eingelassen, wo sie Nervenaktivitäten messen.

Am Ende der Experimente wird Affe „O“ getötet. Sein Hirn wird in Scheiben geschnitten und untersucht. Affe „S“ wird für weitere Experimente verwendet. Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Hessische Ministerium für Wissenschaft und Kunst gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurophysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Coding of interceptive saccades in parietal cortex of macaque monkeys

Autoren: Jan Churan (1,2)*, Andre Kaminiarz (1,2), Jakob C.B. Schwenk (1,2), Frank Bremmer (1,2)

Institute: (1) AG Neurophysik, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Str. 8a, 35043 Marburg, (2) Center for Mind, Brain and Behavior (CMBB), Philipps-Universität Marburg und Justus-Liebig-Universität Gießen, Hans-Meerwein-Str. 6, 35032 Marburg

Zeitschrift: Brain Structure and Function 2021; 226: 2707-2723

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5482

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Umwelt- und Verbraucherschutzamt Köln unter der Nummer 576.1.36.6.G13/15 Be und durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) unter den Nummern 84-02.05.40.17.014 und 84-02.04.2015.A034 genehmigt. Die Mäuse stammen aus den Versuchstierzuchten Charles River, Taconic und Jackson Laboratories oder werden vom Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung in Köln zur Verfügung gestellt.

Mäuse werden gentechnisch verändert, so dass ihnen ein Protein fehlt, dass am Aufbau der sogenannten Extrazellulären Matrix, also der Substanz, die sich zwischen den einzelnen Zellen des Körpers befindet, beteiligt ist. Die gentechnisch veränderten Tiere und Tiere ohne die gentechnische Veränderung werden in verschiedenen Versuchen eingesetzt.

Für einen Teil der Tiere wird die Bewegungskoordination untersucht, indem sie für 3 Minuten auf eine rotierende Stange gesetzt werden, deren Drehbewegung sich beschleunigt. Der Versuch wird am Folgetag wiederholt und es wird gemessen, wann die Tiere sich nicht mehr auf der Stange halten können und herunterfallen.

Andere Mäuse werden über einen Zeitraum von 6 Wochen, 2 x täglich an 5 Tagen pro Woche für jeweils 15 Minuten auf ein Laufband gesetzt, welches sich in einer Geschwindigkeit von 8-24 Meter pro Minute bewegt. Die übliche Wander-Geschwindigkeit bei Menschen beträgt etwa 4 km/h, also rund 67 Meter pro Minute. Das ist zwar ca. die dreifache Geschwindigkeit, die die Mäuse im Versuch laufen müssen, allerdings sind Mäuse im Gegensatz zu Menschen nur wenige Zentimeter groß. Bei einem Teil der Tiere ist das Laufband geneigt, so dass sie bergab laufen. Tieren, die auf dem Laufband „trainiert“ wurden und „untrainierten“ Mäusen, die zum Teil gentechnisch verändert wurden, wird rote und blaue Farbe auf die Vorder- und Hinterpfoten aufgetragen. Dann müssen sie über ein Stück Papier laufen. Die entstehenden Pfoten-Abdrücke werden analysiert.

In einem anderen Versuch werden die Mäuse an ihrer Schwanzwurzel aufgehängt und ihr Verhalten wird aufgenommen. Es wird beobachtet, ob sie die Gliedmaßen abspreizen oder aneinanderklammern. Der Versuch wird 10 Mal wiederholt.

Bei einem Teil der Tiere wird die Dicke der Haut bestimmt. Dazu wird Mäusen verschiedenen Alters (am Tag der Geburt und im Alter von 4 Wochen und einem Jahr) Haut vom Rücken herausgeschnitten. Vermutlich werden die Tiere zuvor getötet. Von weiteren Mäusen werden im Alter von einem Jahr die Achillessehnen herausgeschnitten und untersucht.

Andere Tiere werden narkotisiert und rasiert (vermutlich auf dem Rücken), dann werden zwei Stücke Haut mit einem Durchmesser von jeweils 6 mm herausgestanzt. 4 Tage später wird die Wunde mit der umgebenden Haut herausgeschnitten. Vermutlich werden die Mäuse dafür oder im Anschluss getötet.

Andere, weibliche Mäuse werden im Alter von 8 bis 14 Wochen mit männlichen Tieren zusammengebracht, damit sie sich paaren. Der Erfolg der Paarung wird mit einer vaginalen Untersuchung festgestellt. Am nächsten Tag werden die schwangeren Tiere durch Genickbruch getötet, und die Gebärmutter wird herausgeschnitten. Die Embryonen werden durch Spülen der Eileiter mit einer Flüssigkeit gewonnen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Gentechnik

Originaltitel: Hemicentin 1 is an essential extracellular matrix component of the dermal–epidermal and myotendinous junctions

Autoren: Daniela Welcker (1), Cornelia Stein (1), Natalia Martins Feitosa (1), Joy Armistead (1,2), Jin Li Zhang (1), Steffen Lütke (3,4), Andre Kleinridders (5), Jens C. Brüning (5,6), Sabine A. Eming (1,2,6,7), Gerhard Sengle (2,3,4,8), Anja Niehoff (8,9), Wilhelm Bloch (10), Matthias Hammerschmidt (1,2,6)*

Institute: (1) Institut für Zoologie, Abteilung für Entwicklungsbiologie, Universität zu Köln, Zülpicher Straße 47b, 50674 Köln, (2) Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Köln, (3) Zentrum für Biochemie, Universität zu Köln, Köln, (4) Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Universität zu Köln, Köln, (5) Abteilung Neuronal Control of Metabolism, Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung, Köln, (6) Exzellenzcluster Cellular Stress Responses in Aging Associated Diseases (CECAD), Universität zu Köln, Köln, (7) Klinik und Poliklinik für Dermatologie und Venerologie, Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Universität zu Köln, Köln, (8) Cologne Center for Musculoskeletal Biomechanics (CCMB), Universität zu Köln, Köln, (9) Institut für Biomechanik und Orthopädie, Deutsche Sporthochschule Köln, Köln, (10) Institut für Kreislaufforschung und Sportmedizin, Deutsche Sporthochschule Köln, Köln

Zeitschrift: Scientific Reports 2021; 11: 17926

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5481

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter den Nummern 2018A320, 2012A424, 2011-025 und 50.15.015 und das Regierungspräsidium Gießen und Darmstadt unter den Nummern B2/318 und B2/311 genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse und solche, die gentechnisch nicht verändert wurden, eingesetzt. Weibliche Mäuse werden ab ihrem 21. Lebenstag entweder mit Standardfutter oder mit einem Futter, das zu viel Fett enthält und so zu Übergewicht führt, ernährt.

Die weiblichen Tiere aus den Fütterungsversuchen werden mit männlichen Tieren zusammengebracht, damit sie sich paaren. Der Erfolg der Paarung wird am nächsten Morgen durch eine vaginale Untersuchung festgestellt. Die Fütterung der schwangeren Tiere erfolgt weiterhin wie zuvor, entweder mit dem Standardfutter oder der fettreichen Futtermischung. Nach der Geburt der Jungtiere wird die Größe des Wurfs auf 6 Jungtiere pro Wurf vereinheitlicht. Wie dies geschieht, wird nicht erwähnt, vermutlich werden die überzähligen neugeborenen Mäuse getötet.

Von den Jungtieren wird eine Gewebeprobe vom Schwanz genommen, dafür wird vermutlich die Schwanzspitze abgeschnitten und damit die genetischen Eigenschaften der Tiere bestimmt. Die Jungtiere bleiben für 21 Tage bei ihren Müttern. Im Anschluss daran werden die männlichen Jungtiere mit einer Standardfuttermischung ernährt, bis sie 70 Tage alt sind. Das Schicksal der weiblichen Jungtiere wird nicht erwähnt.

Zusätzlich werden auch weitere gentechnisch veränderte Tiere eingesetzt, die zum Teil aus der Versuchstierzucht Jackson Laboratory (Bar Harbor, USA) oder vom Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung in Köln stammen. Die Mäuse werden miteinander verpaart. Von den Jungtieren wird eine Gewebeprobe vom Schwanz genommen, vermutlich wird dazu die Schwanzspitze abgeschnitten. Jungtiere, die über die gewünschten genetischen Eigenschaften verfügen, werden im Alter von 10 bis 12 Wochen eingesetzt.

Einem Teil der Mäuse wird an ihrem 50. Lebenstag ein Wirkstoff in eine Schwanzvene gespritzt. Anderen Tieren wird eine Flüssigkeit ohne Wirkstoff gespritzt. 20 Tage später wird die Lungenfunktion der Mäuse getestet. Dafür werden die Mäuse mit einer Spritze in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird ein Luftröhrenschnitt durchgeführt und ein Schlauch in die Luftröhre eingeführt und befestigt, zusätzlich wird eine Sonde in die Speiseröhre geschoben. Den Tieren werden verschiedene Konzentrationen eines Wirkstoffs verabreicht, der die Luftwege verengt. Im Anschluss an die Messungen der Lungenfunktion werden die Lungen herausgeschnitten, was zum Tod der Tiere führt.

Bei anderen Tieren wird die Herzfunktion gemessen. Dafür werden sie in einen speziellen Behälter gesetzt, in den ein gasförmiges Betäubungsmittel eingeleitet wird. Die Tiere werden in Rückenlage fixiert, die Brust der Tiere wird enthaart, und das Herz mittels Ultraschalls untersucht. Weitere Tiere werden ebenfalls mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Die Tiere werden intubiert, beatmet und in Rückenlage fixiert. Ein Katheter wird über eine Vene des Halses eingeführt und bis in die rechte Herzkammer geschoben. Danach wird ein anderer Katheter durch die Halsschlagader in die Hauptschlagader und die linke Herzkammer geschoben, um dort den Blutdruck zu messen. Bei einem Teil der weiblichen Mäuse und ihrem Nachwuchs wird vor der Paarung, am 21. sowie 70. Tag nach der Geburt ein Glukose-Toleranz-Test durchgeführt. Dafür müssen die Tiere 12 Stunden fasten und sie bekommen eine Zuckerlösung in die Bauchhöhle gespritzt. Zu verschiedenen Zeitpunkten (vor Injektion der Zuckerlösung, sowie nach 15, 30, 60 und 120 Minuten) wird den Tieren Blut aus der Schwanzvene entnommen und der Blutzuckerspiegel bestimmt.

Am Ende der Versuche werden die Mäuse durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert. Den Tieren wird eine Kanüle in das Herz gestoßen, durch die das Blut der Tiere herausfließt, woran sie sterben. Die Lungen und die Luftröhre werden herausgeschnitten und das Herz, die Nieren, das weiße Fettgewebe und die Leber werden entnommen.

Zusätzlich werden Versuche mit Zellen verschiedener Mäuse durchgeführt, für deren Gewinnung vermutlich weitere Tiere getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Marga und Walter Boll-Stiftung, die Stiftung Oskar-Helene-Heim, das Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC, Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln), das Programm Köln Fortune (Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln), das Graduiertenprogramm „Pharmakologie und Therapieforschung“ (Köln), die British Heart Foundation (Großbritannien) und The Academy of Medical Sciences (Großbritannien) gefördert.

Bereich: Übergewichtsforschung, Entwicklungsbiologie, Lungenforschung, Bluthochdruckforschung

Originaltitel: Maternal and perinatal obesity induce bronchial obstruction and pulmonary hypertension via IL-6-FoxO1-axis in later life

Autoren: Jaco Selle (1), Katharina Dinger (1,2), Vanessa Jentgen (1), Daniela Zanetti (3,4), Johannes Will (1), Theodoros Georgomanolis (5), Christina Vohlen (1,6,7), Rebecca Wilke (1), Baktybek Kojonazarov (7), Oleksiy Klymenko (7), Jasmine Mohr (1), Silke v. Koningsbruggen-Rietschel (8), Christopher J. Rhodes (9), Anna Ulrich (9), Dharmesh Hirani (1,2,7), Tim Nestler (10), Margarete Odenthal (2,10), Esther Mahabir (11), Sreenath Nayakanti (12), Swati Dabral (12), Thomas Wunderlich (2,13,14), James Priest (3), Werner Seeger (7,12,15), Jörg Dötsch (6), Soni S. Pullamsetti (7,12,15), Miguel A. Alejandre Alcazar (1,2,7,14,15)*

Institute: (1) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Experimentelle Pneumologie - Translationale Experimentelle Pädiatrie, Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Kerpener Straße 62, 50937 Köln, (2) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Köln, (3) Division of Cardiovascular Medicine, Department of Medicine, Stanford University School of Medicine, Stanford, USA, (4) Stanford Cardiovascular Institute, Stanford University, Stanford, USA, (5) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Cologne Center for Genomics (CCG), Universität zu Köln, Köln, (6) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Universität zu Köln, Köln, (7) Institute for Lung Health (ILH), University of Giessen and Marburg Lung Centre (UGMLC), Partner des Deutschen Zentrum für Lungenforschung (DZL), Gießen, (8) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Klinische Pneumologie und Allergologie, Klinik und Poliklinik für Kinder- und Jugendmedizin, Universität zu Köln, Köln, (9) National Heart and Lung Institute, Hammersmith Campus, Imperial College London, London, Großbritannien, (10) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Institut für Pathologie, Universität zu Köln, Köln, (11) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Arbeitsgruppe Comparative Medicine, Center for Molecular Medicine Cologne (CMMC), Universität zu Köln, Köln, (12) Entwicklung und Umbau der Lunge (Abt. IV), Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Partner des Deutschen Zentrum für Lungenforschung (DZL), Bad Nauheim, (13) Max-Planck-Institut für Stoffwechselforschung, Köln, (14) Medizinische Fakultät und Uniklinik Köln, Cologne Excellence Cluster for Stress Responses in Ageing-Associated Diseases (CECAD), Universität zu Köln, Köln, (15) Medizinische Klinik II, Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Cardio-Pulmonary Institute (CPI), Justus-Liebig-Universität, Gießen

Zeitschrift: Nature Communications 2022; 13: 4352

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5480

Versuchsbeschreibung: Für die Versuche werden 7 Tage alte Mäuse eingesetzt. Die Elterntiere stammen aus der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld.

Gruppen von Mäusen werden drei verschiedene Wirkstoffe, entweder einzeln oder als Mischung aus zwei Wirkstoffen in die Bauchhöhle gespritzt. Von einem der Wirkstoffe ist bekannt, dass er das sich entwickelnde Gehirn der Jungtiere schädigt. Eine Gruppe der Tiere dient als Kontrolle, diesen Tieren wird eine wirkstofffreie Lösung gespritzt. Acht Stunden nach der Injektion werden die Tiere narkotisiert, ihnen wird der Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel ins Herz gestoßen. Durch die Nadel wird eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt, die das Blut verdrängt, so dass die Tiere sterben. Das Gehirn der Mäuse wird herausgeschnitten und in dünne Scheiben zerteilt feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Ingeborg Ständer-Stiftung, die Europäische Union, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und den Schweizerischen Nationalfonds (SNF) gefördert.

Bereich: Neuropharmakologie, Psychopharmakologie, Toxikologie, Neuropathologie

Originaltitel: Rapastinel alleviates the neurotoxic effect induced by NMDA receptor blockade in the early postnatal mouse brain

Autoren: Andrei Nicolae Vasilescu (1), Anne Mallien (1), Natascha Pfeiffer (1), Undine E. Lang (2), Peter Gass (1), Dragos Inta (1,2)*

Institute: (1) AG Psychiatrische Tiermodelle, Abteilung für Psychiatrie und Psychotherapie, Medizinische Fakultät Mannheim, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, J 5, 68159 Mannheim, (2) Universitäre Psychiatrische Kliniken Basel (UPK), Universität Basel, Basel, Schweiz

Zeitschrift: European Archives of Psychiatry and Clinical Neuroscience 2021; 271: 1587-1591

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5479

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer 35-9185-81-G-143-19 genehmigt. Es werden männliche gentechnisch veränderte Ratten und nicht gentechnisch veränderte Ratten eingesetzt. Die Ratten stammen aus der Zucht der Radboud University (Nijmegen, Niederlande). Die Tiere werden im Alter von 3 bis 4 Wochen zum Zentralinstitut für Seelische Gesundheit (Mannheim) transportiert. Im Alter von 11 Wochen werden die Ratten an zwei aufeinander folgenden Tagen Verhaltenstests unterzogen. Im sogenannten Open-Field-Test werden die Ratten einzeln auf eine beleuchtete, unbekannte Fläche der Maße 50 x 50 cm gesetzt. Dort werden für 30 Minuten ihre Bewegungen aufgezeichnet. Es wird beobachtet, wie oft sie sich an den Rändern der Fläche oder in ihrem Zentrum aufhalten. Dabei wird beobachtet, dass sich die gentechnisch veränderten Ratten mehr bewegen, was als Hyperaktivität interpretiert wird. Außerdem verbringen diese Tiere mehr Zeit am Rand der Fläche und laufen im Kreis.

Im sogenannten Präpulsinhibitions-Test werden die Ratten einzeln in eine Versuchskammer gesetzt und ihnen wird ein Rauschen vorgespielt. Die Lautstärke wird kurz auf 115 Dezibel erhöht, was der Lautstärke einer Rockband entspricht. Vor dem Erhöhen auf 115 Dezibel werden den Ratten verschieden laute Töne von 72 – 84 Dezibel vorgespielt. Gemessen wird, wie stark die Tiere erschrecken. Der Test wird 10 Mal durchgeführt.

Sieben Tage nach den Verhaltenstests werden die Ratten mit verschiedenen bildgebenden Verfahren untersucht, wofür sie in Narkose versetzt werden. Dabei wird beobachtet, dass bei den gentechnisch veränderten Tieren verschiedene Areale des Gehirns kleiner oder größer sind als bei den gentechnisch nicht veränderten Tieren. Am Ende der Versuche werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Europäische Union, die Hector Stiftung II, die Klaus Tschira Stiftung, die Firma Lundbeck A/S (Kopenhagen, Dänemark), den Schweizer Wissenschaftspreis Prix Roger de Spoelberch und das Land Baden-Württemberg gefördert.

Bereich: Psychiatrie, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Dopamine transporter silencing in the rat: systems-level alterations in striato-cerebellar and prefrontal-midbrain circuits

Autoren: Jonathan R. Reinwald (1,2,3)*, Natalia Gass (1), Anne S. Mallien (2,4), Alexander Sartorius (1,2), Robert Becker (1,5), Markus Sack (1), Claudia Falfan-Melgoza (1), Christian Clemm von Hohenberg (1), Damiana Leo (6), Natascha Pfeiffer (4), Anthonieke Middelman (7), Andreas Meyer-Lindenberg (2), Judith R. Homberg (7), Wolfgang Weber-Fahr (1), Peter Gass (2,4)

Institute: (1) Arbeitsgruppe Translationales Imaging, Abteilung Neuroimaging, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, J 5, 68159 Mannheim, (2) Abteilung für Psychiatrie und Psychotherapie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (3) AG Systemische Neurowissenschaften und Psychische Gesundheit, Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (4) AG Psychiatrische Tiermodelle, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (5) Zentrum für Innovative Psychiatrie- und Psychotherapieforschung, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (6) Department of Neurosciences, University of Mons, Mons, Belgien, (7) Centre for Neuroscience, Department of Cognitive Neuroscience, Donders Institute for Brain, Cognition, and Behaviour, Radboud University Nijmegen Medical Centre, Nijmegen, Niederlande

Zeitschrift: Molecular Psychiatry 2022; 27: 2329-2339

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5478

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde unter den Nummern G-40/19 und G-73/18 genehmigt. Es werden Mäuse, welche ein menschliches Gen tragen, und deren Geschwister ohne dieses Gen, eingesetzt. Mäuse mit dem menschlichen Gen entwickeln spontan Hautkrebs und Metastasen in den Lymphknoten und Lungen sowie in der Leber, dem Gehirn und Knochenmark. Zur Verfügung gestellt werden die Tiere von Dr. I Nakashima (Chubu University, Aichi, Japan). Die Tiere werden in der Universitätsmedizin Mannheim gehalten und sind zum Zeitpunkt der Versuche 6 bis 12 Wochen alt. Sobald erste Zeichen für die Bildung von Hautkrebs bei den Tieren beobachtet werden, werden die Mäuse in zwei Gruppen eingeteilt.

Den Mäusen der einen Gruppe wird über einen Zeitraum von 4 Wochen zweimal wöchentlich ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Den Tieren der anderen Gruppe wird eine Flüssigkeit ohne den Wirkstoff gespritzt. Über einen Zeitraum von 100 Tagen werden die Mäuse beobachtet. Drei Wochen nach Beginn der Wirkstoffgabe wird ein Teil der Tiere auf nicht genannte Weise getötet. Der Tumor wird herausgeschnitten und untersucht. Sobald die verbleibenden Tiere bestimmte Kriterien erfüllen, welche nicht beschrieben werden, werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet. Alle Mäuse bis auf eine sterben innerhalb des Beobachtungszeitraums. Dann wird vermutlich auch die letzte Maus getötet. Zusätzlich werden Versuche mit Mäuse-Zellen durchgeführt, für deren Gewinnung vermutlich weitere Tiere getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), und den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: STAT3 inhibitor Napabucasin abrogates MDSC immunosuppressive capacity and prolongs survival of melanoma-bearing mice

Autoren: Rebekka Bitsch (1,2,3), Annina Kurzay (1,2,3), Feyza Özbay Kurt (1,2,3,4), Carolina De La Torre (5), Samantha Lasser (1,2,3,4), Alisa Lepper (1,2,3), Alina Siebenmorgen (1,2,3), Verena Müller (1), Peter Altevogt (1,2,3), Jochen Utikal (1,3), Viktor Umansky (1,2,3)*

Institute: (1) Hautkrebszentrum, Klinik für Dermatologie, Venerologie und Allergologie, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ), Universitätsmedizin Mannheim, Theodor-Kutzer-Ufer 1-3, 68135 Mannheim, (2) Mannheim Institute for Innate Immunoscience (MI3), Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim, (3) DKFZ-Hector Krebsinstitut, Universitätsmedizin Mannheim, Mannheim, (4) Fakultät für Biowissenschaften, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Heidelberg, (5) NGS Core Facility, Medizinische Fakultät Mannheim, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Journal for ImmunoTherapy of Cancer 2022; 10: e004384

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5477

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt, und Verbraucherschutz (LANUV, Nordrhein-Westfalen) unter der Nummer 84-02.04.2017.A172 genehmigt. Die Mäuse stammen aus der Zucht der Zentralen Einrichtung für Tierforschung der Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf, wo die Versuche auch stattfinden. Es werden ausschließlich männliche Mäuse eingesetzt, die zum Zeitpunkt der Versuche 12 Wochen alt sind.

Die Tiere werden in drei Gruppen eingeteilt. Die Tiere zweier Gruppen werden mit einer Spritze in die Bauchhöhle in Narkose versetzt, intubiert und beatmet. Bei den Tieren der ersten Gruppe (33 Tiere) wird die rechte Halsschlagader freigeschnitten. Ein feiner Draht wird in die Ader eingeführt und bis hinter die Herzklappe geschoben. Dort wird der Draht gedreht, wodurch das Gewebe verletzt wird. Diese Verletzung heilt später unter Bildung von Verdickungen so ab, dass eine Verengung der Aortenklappe (Stenose) hervorgerufen wird, welche den Blutfluss behindert. Nach Setzen der Verletzung wird die Halsschlagader und die darüberliegende Haut vernäht. Bei der zweiten Gruppe (27 Tiere) wird ebenfalls ein Draht eingeführt, der aber nicht bis hinter die Aortenklappe geschoben wird, sondern noch vor der Klappe gedreht wird. Die Tiere der dritten Gruppe (9 Tiere) werden nicht operiert. Den operierten Mäusen wird 3 Tage lang alle 6 bis 8 Stunden Schmerzmittel unter die Haut gespritzt. Bei zwei Mäusen schließen die Herzklappen nach der Operation nicht mehr genügend (Klappeninsuffizienz), sie werden aus der Studie ausgeschlossen. Ihr weiteres Schicksal wird nicht beschrieben.

4 Wochen nach der Operation werden die Tiere erneut narkotisiert und mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Die Untersuchung dauert ca. 45 Minuten. Ein Teil der Tiere wird mit einem anderen bildgebenden Verfahren untersucht, für das sie ebenfalls narkotisiert werden und ihnen zusätzlich ein Kontrastmittel in die Bauchhöhle gespritzt wird. Bei anderen Mäusen wird ein Herzultraschall durchgeführt. Auch dafür werden die Mäuse narkotisiert.

Nach Durchführung der bildgebenden Verfahren werden die Tiere getötet. Dazu werden die Mäuse noch in Narkose ausgeblutet, indem eine Kanüle ins Herz gestochen wird. Das Herz wird herausgeschnitten und tiefgefroren oder an eine Apparatur angeschlossen, in der es für weitere Untersuchungen mit einer Nährlösung durchspült und am Leben und Schlagen gehalten wird.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Forschungskommission der Medizinischen Fakultät der Heinrich-Heine-Universität gefördert.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Multiparametric MRI identifies subtle adaptations for demarcation of disease transition in murine aortic valve stenosis

Autoren: Christine Quast (1), Frank Kober (2), Katrin Becker (1), Elric Zweck (1), Jasmina Hoffe (1), Christoph Jacoby (1), Vera Flocke (3), Isabella Gyamfi Poku (1), Fabian Keyser (1), Kerstin Piayda (1), Ralf Erkens (1), Sven Niepmann (4), Matti Adam (5), Stephan Baldus (5), Sebastian Zimmer (4), Georg Nickenig (4), Maria Grandoch (6), Florian Bönner (1), Malte Kelm (1,7), Ulrich Flögel (1,3,7)*

Institute: (1) Cardiovascular Research Laboratory, Klinik für Kardiologie, Pneumologie und Angiologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Düsseldorf, (2) Aix Marseille Université, Centre national de la recherche scientifique (CNRS), Center for Magnetic Resonance in Biology and Medicine (CRMBM), Marseille, Frankreich, (3)* Experimental Cardiovascular Imaging, Institut für Molekulare Kardiologie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Universitätsstraße 1, 40225 Düsseldorf, (4) Herzzentrum Bonn, Medizinische Klinik und Poliklinik II – Innere Medizin, Universitätsklinikum Bonn, Bonn, (5) Klinik für Kardiologie, Uniklinik Köln, Köln, (6) Institut für Pharmakologie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (7) CARID, Cardiovascular Research Institute Düsseldorf, Düsseldorf

Zeitschrift: Basic Research in Cardiology 2022; 117: 29

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5476

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) unter der Nummer 50.05-230-7/06 genehmigt. Es werden 4 Foxhounds beiderlei Geschlechts eingesetzt, zum Zeitpunkt der ersten Operation sind die Hunde 12 Monate alt und wiegen 32 kg.

Die Hunde werden in Narkose versetzt und beatmet. Auf beiden Seiten des Unterkiefers werden alle Backenzähne gezogen, also 8 Zähne bei jedem Hund. Seitlich im Bereich der gezogenen Zähne wird das Zahnfleisch aufgeschnitten und auf jeder Seite des Unterkiefers 4 Löcher der Maße 15 x 10 x 3 mm in den Unterkiefer gefräst. Im Anschluss werden die Wunden vernäht.

3 Monate später werden die Tiere erneut narkotisiert und beatmet. Das Zahnfleisch wird aufgeschnitten und der Unterkiefer freigelegt. Die zuvor eingebrachten Löcher werden mit einer Fräse geglättet und mit einem Bohrer werden neue Löcher in die Defekte gebohrt. Danach werden verschiedene Knochenstücke, die entweder vom Menschen oder vom Rind stammen und zuvor konserviert wurden, in die Löcher gesetzt und mit je einer Schraube befestigt. Jeder Hund erhält dabei beide Sorten Knochenstücke. Ein Teil der Knochenstücke wird mit einer Membran beschichtet, die aus dem Herzbeutel von Rindern gewonnen wurde. Anschließend wird die Wunde vernäht. In der Folge gehen 4 der eingesetzten 32 Knochenstücke aufgrund von Infektionen verloren, ein weiteres Knochenstück geht aufgrund mechanischer Instabilität verloren. Es wird nicht erwähnt, wie viele Hunde davon betroffen sind.

6 Monate später werden die Hunde mit einem Tötungsmittel getötet. Die Unterkieferknochen werden herausgeschnitten und untersucht. Dabei wird kaum neu gebildeter Knochen gefunden.

Bereich: Kieferchirurgie, Wiederherstellungschirurgie, Biomaterial-Forschung

Originaltitel: The use of solvent-preserved human and bovine cancellous bone blocks for lateral defect augmentation - an experimental controlled study in vivo

Autoren: Lara Schorn (1)*, Tim Fienitz (2), Kathrin Berndsen (3), Norbert R. Kübler (1), Henrik Holtmann (4), Daniel Rothamel (1,2)

Institute: (1) Klinik für Mund-, Kiefer- und Plastische Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Moorenstr. 5, 40225 Düsseldorf, (2) Poliklinik für Zahnärztliche Chirurgie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Düsseldorf, (3) Klinik für Mund-, Kiefer- und Plastische Gesichtschirurgie, Uniklinik Köln, Köln, (4) Klinik für Mund-Kiefer-Gesichtschirurgie, Evangelisches Krankenhaus Bethesda, Mönchengladbach

Zeitschrift: Head & Face Medicine 2021; 17: 21

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5475

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden unter der Nummer 18/2020 genehmigt, die Genehmigung erfolgt vermutlich durch das Landesamt für Verbraucherschutz, Saarbrücken. Es werden 10 Kaninchen der Rasse Weiße Neuseeländer eingesetzt.

Die rechte Halsschlagader der Tiere wird unter Narkose freigeschnitten und ihnen wird ein blutverdünnendes Medikament gespritzt. Das Blutgefäß wird auf 1 bis 2 mm aufgeschnitten und durch das Loch ein feiner Schlauch in die Ader geschoben. Durch diesen Schlauch wird ein Kontrastmittel gegeben und ein Ballon in das Gefäß eingeführt und aufgepumpt, so dass die Ader verschlossen wird. Es wird ein aus Schweinen gewonnenes Enzym in das verschlossene Blutgefäß gespritzt und 20 Minuten gewartet. Im Anschluss wird der Ballon geleert und aus der Ader gezogen. Das Gefäß wird abgebunden und die Haut vernäht. Durch die Einwirkung des Enzyms erweitert sich der Stumpf der Ader sackartig und bildet so ein Aneurysma.

Nach mindestens 3 Wochen werden die Tiere erneut in Narkose versetzt und erhalten während des Eingriffes blutverdünnende Mittel. Durch einen Einschnitt im Oberschenkel wird eine Arterie freigelegt, in die ein feiner Schlauch geschoben wird. Über diesen Schlauch wird ein Katheter bis zu der Ader mit dem Aneurysma vorgeschoben und dieses mittels eines bildgebenden Verfahrens untersucht. Danach wird erneut ein Katheter in das Aneurysma geschoben und dieses mit einem Ballon verschlossen. Dann wird eine Flüssigkeit in das Aneurysma gespritzt, welche dieses ausfüllt und sich dort verfestigt. Der Ballon wird entfernt, erneut ein Katheter zu dem nun gefüllten Aneurysma geführt und die Ader mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Nach Entfernung der Katheter wird das Oberschenkelgefäß und die darüberliegende Haut vernäht. Zwei der Tiere sterben an der Folge dieses Eingriffs.

4 Wochen später werden die verbleibenden Kaninchen erneut in Narkose versetzt, eine Oberschenkelarterie wird freigelegt, durch die ein Katheter bis zum Aneurysma geschoben wird. Der Verschluss des Aneurysmas wird mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dann werden die Tiere mit einer Überdosis eines Narkosemittels getötet. Das Aneurysma und umgebendes Gewebe werden herausgeschnitten und untersucht.

Bereich: Gefäßforschung, Herz-Kreislauf-Chirurgie

Originaltitel: Treatment of experimental aneurysms with a GPX embolic agent prototype: preliminary angiographic and histological results

Autoren: Frederik Fries (1), Toshiki Tomori (1), Walter J Schulz-Schaeffer (2), Joshua Jones (3), Umut Yilmaz (1), Michael Kettner (1), Andreas Simgen (1), Wolfgang Reith (1), Ruben Mühl-Benninghaus (1)*

Institute: (1) Klinik für Diagnostische und Interventionelle Neuroradiologie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät der Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße, Gebäude 90, 66421 Homburg/Saar, (2) Institut für Neuropathologie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät der Universität des Saarlandes, Homburg/Saar, (3) Engineering and Development, FLUIDX Medical Technology, Salt Lake City, USA

Zeitschrift: Journal of NeuroInterventional Surgery 2022; 14: 286-290

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5474

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Verbraucherschutz, Saarbrücken, unter der Nummer 10/2019 genehmigt. Es werden Mäuse eingesetzt, die gentechnisch so verändert wurden, dass ihre Zellen mit einem grün fluoreszierenden Eiweißstoff markiert sind. Diese Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht The Jackson Laboratory (Bar Harbor, USA). Von diesen Mäusen wird Fettgewebe gewonnen, und zwar vom Nebenhoden und Unterhautfettgewebe. Die genaue Prozedur wird nicht beschrieben, vermutlich werden die Tiere zuvor getötet.

Aus dem Fettgewebe werden nach zwei unterschiedlichen Protokollen kleine Bruchstücke von Blutgefäßen gewonnen, die genauer charakterisiert werden. Ein Teil dieser Blutgefäß-Fragmente wird auf ein poröses Trägermaterial aufgetragen.

Eine weitere Gruppe von Mäusen stammt aus der Zucht des Instituts für Klinisch-Experimentelle Chirurgie (Homburg/Saar). Diese Tiere werden mit einer Injektion in die Bauchhöhle in Narkose versetzt. Dann wird an ihnen eine sogenannte Rückenhautkammer befestigt. Diese besteht aus zwei Metallrahmen. Die Rückenhaut der Mäuse wird gespannt und von beiden Seiten zwischen den fest verschraubten Metallrahmen geklemmt. Die Rahmen ergeben ein Beobachtungsfenster, in dem durch die extrem gespannte Haut die Blutgefäße der Tiere beobachtet werden können. 2 Tage nach diesem Eingriff werden die Mäuse erneut narkotisiert und innerhalb des Beobachtungsfensters wird auch aus der verbleibenden Haut ein Stück herausgestanzt, so dass in der Haut ein Loch von 4 mm Durchmesser entsteht. In dieses Loch wird das Trägermaterial gesetzt, auf dem zuvor die Blutgefäß-Fragmente ausgesät wurden. Die Rückenhautkammer wird mit einem dünnen Glas verschlossen und die eingesetzten Blutgefäßfragmente unter dem Mikroskop untersucht. Am 3., 6., 10. und 14. Tag nach diesem Eingriff werden die Tiere erneut in Narkose versetzt und der behandelte Rückenhautteil mikroskopisch betrachtet. Dann wird den Tieren ein Farbstoff in die hinter dem Augapfel liegenden Venen gespritzt und es erfolgt eine weitere Untersuchung mit einem speziellen Mikroskop.

Am 14. Tag nach dem Stanzen des Loches in ihrer Haut werden die Mäuse durch Genickbruch getötet. Die innerhalb der Rückenhautkammer befindliche Haut wird herausgeschnitten und in weiteren Untersuchungen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tissue Engineering, Biomaterialforschung,

Originaltitel: Vascularization of microvascular fragment isolates from visceral and subcutaneous adipose tissue of mice

Autoren: Thomas Später (1), Julia E. Marschall (1), Lea K. Brücker (1), Ruth M. Nickels (1), Wolfgang Metzger (2), Michael D. Menger (1), Matthias W. Laschke (1)*

Institute: (1) Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät der Universität des Saarlandes, Geb. 65/66, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar, (2) Klinik für Unfall-, Hand- und Wiederherstellungschirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät der Universität des Saarlandes, Homburg/Saar

Zeitschrift: Tissue Engineering and Regenerative Medicine 2022; 19(1): 161-175

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5473

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Stelle im Saarland genehmigt. Vermutlich handelt es sich um das Landesamt für Soziales, Gesundheit und Verbraucherschutz Saarland. Die männlichen Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld) und sind zu Beginn der Versuche 8 Wochen alt. Die Tiere werden in zwei Gruppen aufgeteilt, eine der Gruppen wird einer Ganzkörperbestrahlung unterzogen.

Die Tiere werden dafür an 5 aufeinanderfolgenden Tagen in einen Plexiglaszylinder gesteckt, der in einem Bestrahlungsgerät platziert wird. Dort werden sie einer Strahlendosis von 2 Gray pro Tag unterzogen. 2 Gray entspricht in etwa der Strahlendosis, die Patienten mit einer Krebserkrankung bei einer einzelnen Bestrahlung erhalten. Bei menschlichen Patienten führt dies zu Nebenwirkungen wie Übelkeit und Erbrechen, Schmerzen sowie einem Mangel an roten und weißen Blutzellen; über Nebenwirkungen bei den Mäusen wird in der vorliegenden Veröffentlichung nichts berichtet.

Nach 3 Tagen, einer Woche und 3 Wochen wird je einem Teil der Tiere beider Gruppen ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Dann wird Haut vom Rücken der Mäuse herausgeschnitten und untersucht. Das weitere Schicksal der Tiere wird nicht beschrieben, vermutlich werden sie getötet. Zusätzlich zu den Versuchen an Mäusen werden Versuche mit menschlicher Vorhaut durchgeführt, welche ebenfalls bestrahlt wird.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Krebshilfe und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) unterstützt.

Bereich: Radiologie, Strahlenmedizin

Originaltitel: Cultured human foreskin as a model system for evaluating ionizing radiation-induced skin injury

Autoren: Yanick Hippchen (1), Gargi Tewary (1), Daniela Jung (1), Zoé Schmal (1), Stephan Meessen (2), Jan Palm (1), Claudia E. Rübe (1)*

Institute: (1) Klinik für Strahlentherapie und Radioonkologie, Universitätsklinikum des Saarlandes, Kirrberger Straße, Gebäude 6.5, 66421 Homburg/Saar, (2) Klinik für Urologie, Klinikum Saarbrücken, Saarbrücken

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2022; 23: 9830

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5472

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Soziales, Gesundheit und Verbraucherschutz Saarland unter der Nummer 17/2011 genehmigt. Die weiblichen Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld und sind zu Beginn der Versuche 6 Wochen alt. Die Mäuse werden in zwei Gruppen eingeteilt. Die Tiere der einen Gruppe erhalten 6-9 Monate lang ein Standardfutter, die Tiere der zweiten Gruppe erhalten ein Futter, das zu wenig Vitamin D enthält. Die Tiere werden auf nicht genannte Weise getötet und ihre Gehirne für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Universität des Saarlandes gefördert.

Bereich: Ernährungswissenschaft, Neurobiochemie

Originaltitel: Impact of vitamin D3 deficiency on phosphatidylcholine-/ethanolamine, plasmalogen-, lyso-phosphatidylcholine-/ethanolamine, carnitine- and triacyl glyceride-homeostasis in neuroblastoma cells and murine brain

Autoren: Anna Andrea Lauer (1), Lea Victoria Griebsch (1), Sabrina Melanie Pilz (1), Daniel Janitschke (1), Elena Leoni Theiss (1), Jörg Reichrath (2), Christian Herr (3), Christoph Beisswenger (3), Robert Bals (3), Teresa Giovanna Valencak (4,5), Dorothea Portius (6), Heike Sabine Grimm (1), Tobias Hartmann (7), Marcus Otto Walter Grimm (1,7,8)*

Institute: (1) Experimentelle Neurologie, Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße 1, 66421 Homburg/Saar, (2) Klinik für Dermatologie, Universitätsklinikum des Saarlandes, Homburg/Saar, (3) Klinik für Innere Medizin V - Pneumologie, Allergologie, Beatmungs- und Umweltmedizin, Universitätsklinikum des Saarlandes, Homburg/Saar, (4) Fachbereich Biowissenschaften, Paris Lodron Universität Salzburg, Salzburg, Österreich, (5) College of Animal Sciences, Zijingang Campus, Zhejiang University, Hangzhou, China, (6) Ernährungstherapie und Ernährungsberatung, Campus Gera, SRH Hochschule für Gesundheit, Gera, (7) Deutsches Institut für Demenzprävention, Universität des Saarlandes, Homburg/Saar, (8) Ernährungstherapie und Ernährungsberatung, Campus Rheinland, SRH Hochschule für Gesundheit, Leverkusen

Zeitschrift: Biomolecules 2021; 11: 1699

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5471

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen genehmigt. Es werden verschiedene gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt, die von anderen Arbeitsgruppen der Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf zur Verfügung gestellt werden oder aus der Tierversuchszucht Jackson Laboratory stammen. Zusätzlich werden die verschiedenen Mäuse miteinander gekreuzt, um Tiere mit der gewünschten genetischen Veränderung zu erhalten.

Für die Versuche werden ausschließlich männliche Mäuse eingesetzt, die 2 bis 6 Monate alt sind. Den Tieren wird an 5 aufeinanderfolgenden Tagen ein Wirkstoff gespritzt, der je nach gentechnischer Veränderung der Tiere dafür sorgt, dass bestimmte Gene an- oder ausgeschaltet werden. 21 Tage später wird ein Teil der Tiere narkotisiert und durch Ausbluten getötet. Blut und Organe der Tiere werden in weiteren Untersuchungen eingesetzt. Andere Tiere werden durch Injektion eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert. Dann wird das Herz herausgeschnitten (wodurch die Mäuse sterben) und außerhalb des Körpers mit einer Nährlösung durchspült und untersucht.

Bei einer Gruppe der Tiere wird ein Herzinfarkt simuliert. Dazu wird den Mäusen ein Wirkstoff verabreicht, 30 Minuten später werden die Mäuse in Narkose versetzt, intubiert und beatmet. Das Herz der Tiere wird mittels Ultraschalls untersucht. Anschließend wird der Brustkorb geöffnet und eine der Arterien des Herzens für 45 Minuten abgebunden. Dann wird der Blutfluss durch die Arterie wieder zugelassen. Die Tiere erhalten im Anschluss alle 8 Stunden Medikamente, die ihnen unter die Haut gespritzt werden. Nach 24 Stunden werden die Tiere erneut in Narkose versetzt, ihr Herz wird mittels Ultraschalls untersucht, der Brustkorb aufgeschnitten, das Herz entnommen, eingefroren und in Scheiben geschnitten untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Forschungskommission der Medizinischen Fakultät der Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf gefördert.

Bereich: Herz-Kreislaufforschung, Molekularbiologie

Originaltitel: Red blood cell eNOS is cardioprotective in acute myocardial infarction

Autoren: Miriam M. Cortese-Krott (1,3,4)*, Tatsiana Suvorava (1,3), Francesca Leo (1), Sophia K. Heuser (1), Anthea LoBue (1), Junjie Li (1), Stefanie Becher (3), Rebekka Schneckmann (2), Tanu Srivrastava (2), Ralf Erkens (3), Georg Wolff (3), Joachim P. Schmitt (2), Maria Grandoch (2), Jon O. Lundberg (4), John Pernow (5), Brant E. Isakson (6), Eddie Weitzberg (4), Malte Kelm (3,7)

Institute: (1) Myocardial Infarction Research Laboratory, Klinik für Kardiologie, Pneumologie und Angiologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf, Universitätsstraße 1, 40225 Düsseldorf, (2) Institut für Pharmakologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (3) Cardiovascular Research Laboratory, Klinik für Kardiologie, Pneumologie und Angiologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich–Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (4) Department of Physiology and Pharmacology, Karolinska Institute, Stockholm, Schweden, (5) Department of Cardiology, Karolinska Institute, Stockholm, Schweden, (6) Robert M. Berne Cardiovascular Research Center, Department of Molecular Physiology and Biophysics, University of Virginia School of Medicine, Charlottesville, USA, (7) CARID, Cardiovascular Research Institute Düsseldorf, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf

Zeitschrift: Redox Biology 2022; 54: 102370

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5470

Versuchsbeschreibung: Genehmigt wird die Studie vom Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer AZ:35-9185.81/G-227/20. Die männlichen, 72 Tage alten Ratten stammen aus der eigenen Zucht des Zentralinstituts für Seelische Gesundheit der Medizinischen Fakultät Mannheim.

Zunächst wird zur Simulierung einer Alkoholabhängigkeit den Tieren 10 Wochen lang Wasser, sowie Alkohol (Ethanol) in 3 verschiedenen Konzentrationen (5 %, 10 % und 20 %) angeboten. In den anschließenden 14 Tage können die Tiere nur Wasser trinken, gefolgt von einer weiteren Phase mit Alkohol. Insgesamt durchlaufen die Tiere 7 Phasen mit angebotenem Alkohol in verschiedenen Konzentrationen (außer der ersten „Einführung“ jeweils etwa 4 Wochen dauernd), unterbrochen von je ca. 7-14 Tagen ohne Alkohol. Dadurch werden die Ratten alkoholabhängig gemacht.

Während der 6. „Alkoholphase“ wird einigen der Ratten verschiedene Konzentrationen von Chinin beigefügt. Dies ist ein Bitterstoff, von dem aus früheren Versuchen bekannt ist, dass Versuchstiere dadurch weniger Alkohol zu sich nehmen. Auch während der 7. Phase bekommen einige Tiere während der ersten 3 Tage Chinin in den Alkohol gemischt.

Während der gesamten Experimente wird das Trinkverhalten und die Bewegung der Tiere mittels verschiedener Sensoren dokumentiert. Was mit den Tieren im Anschluss an die Versuche geschieht, wird nicht erwähnt. Vermutlich werden sie getötet.

Die Studie wurde finanziell unterstützt von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und dem Bundesministerium für Bildung und Forschung.

Bereich: Alkoholforschung

Originaltitel: Alcohol solution strength preference predicts compulsive-like drinking behavior in rats

Autoren: Jerome C. Foo (1), Marcus W. Meinhardt (2,3), Ivan Skorodumov (2), Rainer Spanagel (2)*

Institute: (1) Genetische Epidemiologie in der Psychiatrie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, J5, 68159 Mannheim, (2)* Institut für Psychopharmakologie, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, J5, 68159 Mannheim, (3) Molekulares Neuroimaging, Zentralinstitut für Seelische Gesundheit, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Alcoholism Clinical & Experimental Research 2022; 46: 1710-1719

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5469

Versuchsbeschreibung: Genehmigt werden die Versuche vom Regierungspräsidium Karlsruhe (Nr. G142-19). In der Studie werden 6 Wochen alte männliche Ratten verwendet, die aufgrund einer Genmutation zu Fettleibigkeit neigen, sowie gesunde Tiere als Kontrolle. Herkunft der Ratten sind die Charles River Laboratories (Châtillon, Frankreich). Die sozialen Tiere werden zu zweit gehalten und zunächst 6 Wochen lang mit einer fettreichen Nahrung gefüttert, um einen Diabetes vom Typ 2 auszulösen. Regelmäßig wird das Gewicht kontrolliert und 1 x pro Woche auf nicht genannte Weise Blut zur Bestimmung des Blutzuckerspiegels genommen. Für die eigentlichen Versuche werden nur Tiere verwendet, die einen bestimmten Level erreicht haben, so dass sie als „an Diabetes erkrankt“ gelten.

Im Alter von 12 Wochen wird den Ratten unter Narkose mit einer Biopsie Stanze hinter den Schulterblättern im Rückenbereich zwei 8 mm große Hautstücke entfernt. Die Ratten werden in 3 Gruppen eingeteilt. Die Wunden werden je nach Gruppe entweder unbehandelt gelassen, mit Gewebekleber oder mit Gewebekleber, der mit menschlichen Stammzellen vermischt wurde, versehen. Anschließend werden die Wunden mit einem Verband abgedeckt, der jeden zweiten Tag gewechselt wird. Bei einigen Tieren wird dabei zum Teil erneut Gewebekleber plus Stammzellen auf die Wunde aufgebracht. Für 4 Tage nach der Operation bekommen die Ratten Schmerzmittel unter die Haut gespritzt. An verschiedenen Tagen, spätestens jedoch 14 Tage nach der Operation, werden die Tiere in Narkose gelegt und durch Spritzen von Narkosemittel direkt ins Herz getötet. Der Bereich der Wunden und verschiedene Organe werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Finanziell unterstützt wurde die Studie vom DRK-Blutspendedienst Baden-Württemberg – Hessen und der Deutschen Forschungsgemeinschaft.

Bereich: Diabetesforschung, Wundheilung

Originaltitel: Pooled human bone marrow-derived mesenchymal stromal cells with defined trophic factors cargo promote dermal wound healing in diabetic rats by improved vascularization and dynamic recruitment of M2-like macrophages

Autoren: Hélène Willer (1,2), Gabriele Spohn (3), Kimberly Morgenroth (3), Corinna Thielemann (1), Susanne Elvers-Hornung (1), Peter Bugert (1), Bruno Delorme (4), Melanie Giesen (4), Thomas Schmitz-Rixen (5), Erhard Seifried (3), Christiane Pfarrer (2), Richard Schäfer (3,6,7), Karen Bieback (1,8,9)*

Institute: (1) Institut für Transfusionsmedizin und Immunologie, Medizinische Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg, DRK-Blutspendedienst Baden-Württemberg - Hessen gGmbH, Friedrich-Ebert-Str. 107, 68167 Mannheim, (2) Anatomisches Institut, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (3) Institut für Transfusionsmedizin und Immunhämatologie, DRK-Blutspendedienst Baden-Württemberg - Hessen gGmbH, Frankfurt am Main, (4) Macopharma, Mouvaux, Frankreich, (5) Deutsche Gesellschaft für Chirurgie, Berlin, (6) Institut für Transfusionsmedizin und Gentherapie, Universitätsklinikum Freiburg, Universität Freiburg, Freiburg, (7) Centrum für Chronische Immundefizienz (CCI), Universitätsklinikum Freiburg, Universität Freiburg, (8) Mannheim Institute for Innate Immunoscience (MI3), Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim, (9) FlowCore Mannheim, Medizinische Fakultät Mannheim, Universität Heidelberg, Mannheim

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2022; 19 (13): 976511

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5468

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer 2347-33-2019 genehmigt. Die männlichen Mäuse stammen aus der Zucht des Deutschen Institut für Ernährungsforschung (DIfE) in Potsdam Rehbrücke und sind zum Zeitpunkt des Beginns der Versuche 5 Wochen alt. Es werden zwei verschiedene Stämme verwendet, die beide zu Übergewicht neigen, sich aber in ihrer Neigung Diabetes zu entwickeln unterscheiden. Die Tiere werden 13 Wochen lang mit einer Kohlenhydrat-freien, fettreichen Futtermischung ernährt. Dann werden die Tiere in verschiedene Gruppen eingeteilt. Eine Gruppe erhält zwei Tage lang weiterhin die Kohlenhydrat-freie Nahrung, die andere Gruppe erhält für zwei Tage eine fettreiche Futtermischung mit einem hohen Kohlenhydrat-Anteil von 40%, worauf die Tiere mit einem hohen Blutzucker reagieren. Die Tiere werden auf nicht genannte Art getötet und es werden Proben aus ihrer Bauchspeicheldrüse entnommen und untersucht. Zusätzlich wird mindestens eine weitere Maus, die nicht in die Fütterungsversuche eingeschlossen war, getötet, um Zellen aus ihrer Bauchspeicheldrüse zu gewinnen.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das Land Brandenburg gefördert.

Bereich: Diabetes-Forschung, Ernährungswissenschaften, Genetik

Originaltitel: Heterogeneous development of ?-cell populations in diabetes-resistant and -susceptible mice

Autoren: Pascal Gottmann (1,2), Thilo Speckmann (1,2), Mandy Stadion (1,2), Erika Zuljan (1,2), Heja Aga (1,2), Michael Sterr (2,3,4), Maren Büttner (2,5,6), Patrícia Martínez Santos (1), Markus Jähnert (1,2), Stefan R. Bornstein (7,8), Fabian J. Theis (5,6,9), Heiko Lickert (2,3,4), Annette Schürmann (1,2,10)*

Institute: (1) Abteilung für Experimentelle Diabetologie (DIAB), Deutsches Institut für Ernährungsforschung (DIfE) Potsdam Rehbrücke, Arthur-Scheunert-Allee 114-116, 14558 Nuthetal, (2) Deutsches Zentrum für Diabetesforschung (DZD), Neuherberg, (3) Institut für Diabetes- und Regenerationsforschung (IDR), Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (4) Institut für Stammzellforschung, Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (5) Institut für Computational Biology (ICB), Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (6) Fakultät für Mathematik, Technische Universität München, Garching, (7) Klinik für Innere Medizin III, Universitätsklinikum Carl Gustav Carus Dresden, Dresden, (8) Department of Diabetes, School of Life Course Science and Medicine, King’s College London, London, Großbritannien, (9) TUM School of Life Sciences Weihenstephan, Technische Universität München, Freising, (10) Institut für Ernährungswissenschaft, Universität Potsdam, Nuthetal

Zeitschrift: Diabetes 2022; 71: 1962-1978

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5467

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Verbraucherschutz, Landwirtschaft und Flurneuordnung, Referat 23, des Landes Brandenburg unter der Nummer 32-44,456+1 genehmigt. Die Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratory in Sulzfeld.

In einem ersten Experiment wird einer Gruppe von Ratten im Alter von 6 Wochen zusätzlich zum Standardfutter über einen Zeitraum von 5 Wochen roher Broccoli gefüttert. Die Ratten, die zu Beginn des Experiments 200 g wiegen, nehmen dabei im Schnitt pro Tag mit 36 g Broccoli eine große Menge des Gemüses auf. Eine weitere Ratte erhält nur Standardfutter ohne Broccoli und dient als Kontrolle. Die Haltung der Ratten erfolgt einzeln, was für die sehr sozialen Tiere nicht artgerecht ist. Die Tiere werden wöchentlich gewogen und es wird bestimmt, wieviel Standardfutter und Broccoli sie zu sich nehmen. Nach 5 Wochen wird den Tieren das Standardfutter entzogen, so dass sie nur noch Broccoli zur Verfügung haben. 24 Stunden später werden die Ratten durch Enthauptung getötet. Blut, verschiedene Gewebe und Abstriche vom Darm werden entnommen und untersucht.

In einem zweiten Experiment werden Ratten im Alter von 8 Wochen in verschiedene Gruppen eingeteilt, die für 5 Wochen entweder nur Standardfutter oder zusätzlich rohen oder gedünsteten Broccoli oder rohen Blumenkohl in beliebiger Menge erhalten. Dabei nehmen die Tiere erhebliche Mengen des Gemüses zu sich (zwischen 39 g und 48 g pro Tag, was nahezu 10 % ihres Körpergewichts ausmacht). Die Tiere werden einzeln gehalten und wöchentlich gewogen. Den Tieren die rohen Broccoli oder Blumenkohl erhalten, wird dann für 24 Stunden ausschließlich das Gemüse als Futter gegeben. Dann werden die Tiere durch Enthaupten getötet und Blut und Gewebeproben entnommen.

Die Arbeiten wurden durch Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und das Institut Danone für Ernährung gefördert. Die Publikation wurde durch das Projekt DEAL unterstützt.

Bereich: Ernährungswissenschaft, Toxikologie

Originaltitel: Feeding Brassica vegetables to rats leads to the formation of characteristic DNA adducts (from 1 methoxy 3 indolylmethyl glucosinolate) in many tissues

Autoren: Hansruedi Glatt (1,2)*, Wolfram Engst (1), Simone Florian (1), Monika Schreiner (3), Chimgee Baasanjav Gerber (1)

Institute: (1) Deutsches Institut für Ernährungsforschung (DIfE) Potsdam Rehbrücke, Arthur-Scheunert-Allee 114-116, 14558 Nuthetal, (2) Abteilung Lebensmittelsicherheit, Bundesinstitut für Risikobewertung (BfR), Berlin, (3) Leibniz Institut für Gemüse- und Zierpflanzenbau (IGZ), Großbeeren

Zeitschrift: Archives of Toxicology 2022; 96: 933-944

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5466

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die regionale Regierung von Baden-Württemberg genehmigt. Es werden drei Monate alte männliche Ratten eingesetzt. Die Tiere werden für 5 Minuten in einen 50 cm hohen Zylinder gegeben, der mit 20 cm tiefem Wasser gefüllt ist. Unter diesen Bedingungen können die Tiere den Boden des Zylinders gerade noch mit einer Zehenspitze berühren, aber nicht im Wasser stehen. Zunächst versuchen die Ratten zu entkommen, dann hören die Fluchtversuche auf und die Tiere lassen sich an der Wasseroberfläche treiben. Dieser „Erzwungene Schwimmtest“ (Forced swim test) oder „Verzweiflungstest“ wird standardmäßig in der Depressionsforschung eingesetzt.

Die Ratten werden dann in verschiedene Gruppen eingeteilt. Den Tieren der unterschiedlichen Gruppen wird entweder ein aus Lavendelblüten gewonnenes Präparat in unterschiedlichen Mengen, ein Wirkstoff mit antidepressiver Wirkung, oder ein Placebo verabreicht. Die Substanzen werden an 3 oder 9 aufeinander folgenden Tagen oral verabreicht, üblicherweise erfolgt dies mit einer Schlundsonde. Dann werden die Ratten erneut in den mit Wasser gefüllten Behälter gegeben. Die Zeit, in der sie nicht versuchen zu entkommen, sondern sich an der Wasseroberfläche treiben lassen wird gemessen. Tieren, die weniger Zeit in Fluchtversuche investieren und sich eher treiben lassen, werden depressionsähnliche Symptome unterstellt. Bei Tieren, die das Präparat aus Lavendelblüten erhalten haben, wird dann beispielsweise angenommen, dass die Substanz antidepressiv wirkt, wenn sich im Vergleich zu Tieren der Kontrollgruppe die Zeit, in der sie sich treiben lassen, um 10 Sekunden verringert. Das weitere Schicksal der Ratten ist nicht bekannt.

Zusätzlich werden Versuche an Zellen durchgeführt, die aus den Gehirnen von ein bis zwei Tagen alten Ratten gewonnen werden. Wie die Jungtiere dafür getötet werden, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Fima Dr. Willmar Schwabe gefördert.

Bereich:

Originaltitel: Neurotrophic properties of silexan, an essential oil from the flowers of lavender - preclinical evidence for antidepressant-like properties

Autoren: Kristina Friedland (1), Giacomo Silani (2), Anita Schuwald (2), Carola Stockburger (2), Egon Koch (3), Michael Nöldner (3), Walter E. Müller (2)*

Institute: (1) Pharmakologie und Toxikologie, Institut für Pharmazeutische und Biomedizinische Wissenschaften, Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (2) Pharmakologisches Institut, Biozentrum der Goethe Universität, Max-von-Laue-Straße 9, 60438 Frankfurt am Main, (3) Preclinical Research, Dr. Willmar Schwabe Pharmaceuticals, Karlsruhe

Zeitschrift: Pharmacopsychiatry 2021; 54: 37-46

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5465

Versuchsbeschreibung: Die Fische stammen aus der kommerziellen Fischzucht Les Poissons du Soleil (Frankreich). Die Versuche finden am Alfred-Wegener-Institut in Bremerhaven statt.

Die Fische werden auf 12 Behälter mit Salzwasser aufgeteilt. Drei Wochen später wird der Salzgehalt des Wassers in drei der Behälter langsam verringert, bis in den Behältern nur noch 10, 20 oder 40% des normalen Salzgehalts vorliegen. Unter diesen Bedingungen werden die Tiere für 45 Tage bei 22°C gehalten. Dann wird die Wassertemperatur innerhalb von 3 Tagen schrittweise auf 8°C reduziert. Unter diesen extremen Bedingungen werden die Fische für 20 Tage gehalten, einige Tiere sterben dabei, die genaue Anzahl wird nicht genannt.

Zu verschiedenen Zeitpunkten (1, 10 und 20 Tage nach Erreichen der Wassertemperatur von 8°C) werden Fische aus den Behältern entnommen. Die Fische werden nach Angabe der Autoren „mitfühlend“ (engl. „compassionately“) mit einer Chemikalie getötet. Die Chemikalie wird dazu ins Wasser gegeben, von den Fischen über die Kiemen aufgenommen und unterbindet die Weiterleitung von Signalen der Nervenzellen. Länge und Gewicht der Fische werden gemessen und Blut entnommen. Einige der Tiere werden in Narkose versetzt und ausgeblutet, ihnen werden dann verschiedene Organe entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD), das Alfred-Wegener-Institut, Helmholtz-Zentrum für Polar- und Meeresforschung und das Leibniz-Zentrum für Marine Tropenforschung (ZMT) gefördert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierhaltung, Umweltforschung

Originaltitel: Influence of extreme ambient cold stress on growth, hematological, antioxidants, and immune responses in European seabass, Dicentrarchus labrax acclimatized at different salinities

Autoren: Md Jakiul Islam (1,2,3)*, Matthew James Slater (2), Rajko Thiele (2), Andreas Kunzmann (1)

Institute: (1) Leibniz-Zentrum für Marine Tropenforschung (ZMT), Fahrenheitstr. 6, 28359 Bremen, (2) Alfred-Wegener-Institut, Helmholtz-Zentrum für Polar- und Meeresforschung, Am Handelshafen 12, 27570 Bremerhaven, (3) Fachbereich Biologie/Chemie (FB 02), Universität Bremen, Bremen

Zeitschrift: Ecological Indicators 2021; 122: 107280

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5464

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Unterfranken (Würzburg) genehmigt. Die Fische werden bei Aquarium Glaser GmbH in Rodgau bezogen.

Es werden jeweils 2 Fische, entweder ein Goldfisch und ein Wels oder zwei Welse, in einen Plexiglaskanal von 12 cm Durchmesser gesetzt. Dabei sind die Fische durch ein Filter voneinander getrennt. Die Elektrischen Welse werden durch Berührung des Schwanzes mit einem Pinsel zu einer der Verteidigung dienenden elektrischen Entladung angeregt. Die Reaktion des anderen Fisches, Goldfisch oder Wels, werden beobachtet und gefilmt. Die Goldfische reagieren mit Muskelkontraktionen des ganzen Körpers. Zusätzlich wird der Effekt von durch Elektroden verursachten künstlichen elektrischen Entladungen überprüft. Die Zuckungen der Fische werden auf Video aufgenommen und analysiert.

In anderen Versuchen werden die Welse durch einen Ton von 190 Dezibel, das ist lauter als ein Silvesterböller der nahe am Ohr explodiert, dazu gebracht, eine elektrische Entladung zu erzeugen. Zusätzlich zum Ton werden die Tiere künstlichen elektrischen Entladungen ausgesetzt.

Schließlich wird auch der Effekt starker elektrischer Entladungen geprüft, indem ein Gerät eingesetzt wird, dass in der Elektrofischerei eingesetzt wird, um Fische zu betäuben und so leichter fangen zu können. Die Fische werden in ein kleines Becken gegeben und sie werden für eine Sekunde einem Elektroschock ausgesetzt. Dann wird die Dauer des Elektroschocks auf 3 bis 4 Sekunden erhöht. Im Gegensatz zum Elektrischen Wels, der sein Schwimmverhalten durch den Elektroschock nicht verändert, hört der Goldfisch sofort auf zu schwimmen, sinkt auf den Boden des Beckens und stoppt die Atmung. Die Zeit, die der Goldfisch benötigt, bevor er wieder zu atmen beginnt, wird gemessen und beträgt durchschnittlich 24 Sekunden. Um diesen Wert zu ermitteln wird der Versuch mindestens sechsmal wiederholt. Die Zuckungen des Goldfischs, der betäubt zu Boden sinkt und dann orientierungslos durch das Becken schwimmt und gegen die Beckenwände stößt, werden auf einem Video festgehalten, das der Veröffentlichung beigefügt ist.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tierphysiologie

Originaltitel: Efficient high-voltage protection in the electric catfish

Autoren: Georg Welzel*, Stefan Schuster*

Institute: Lehrstuhl für Tierphysiologie, Universität Bayreuth, Universitätsstr. 30, 95440 Bayreuth

Zeitschrift: Journal of Experimental Biology 2021; 224: jeb239855

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5463

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde genehmigt. Die Zebrafische werden an der Universität Bayreuth gezüchtet. Die Libellennymphen werden an Wasserbecken auf dem Gelände der Universität gefangen und für einige Tage in mit Wasser gefüllten Plastikboxen gehalten, bevor sie in den Versuchen eingesetzt werden.

Für die Versuche wird bei einem Teil der Zebrafischlarven am 4. oder 5. Tag nach der Befruchtung eines der zwei Mauthner-Neuronen, das sind zwei auffällig große Nervenzellen bei Fischen, oder beide Mauthner-Neuronen zerstört. Dazu werden die Larven mit einer Chemikalie betäubt und in einer gelartigen Substanz fixiert. Unter dem Mikroskop werden mit einem energiereichen Laser die Neuronen abgetötet. Die Larven werden dann aus dem Gel befreit und zurück ins Wasser gesetzt. Um die Zerstörung der Neuronen zu bestätigen, werden die Larven zu verschiedenen Zeitpunkten wieder in dem Gel fixiert und unter dem Mikroskop untersucht. Bei einigen Larven wird ebenso vorgegangen, aber statt der Mauthner-Neurone werden andere Nervenzellen zerstört. Ein Teil der Larven wird auf nicht genannte Art getötet, ihr Gehirn entnommen und untersucht.

In einem Versuch werden Larven in kleinen wassergefüllten Behältern um einen Lautsprecher angeordnet. Über den Lautsprecher werden die Tiere über 2 Stunden hinweg alle 10 Minuten einer Vibration ausgesetzt und ihr Fluchtverhalten mit einer Kamera festgehalten. Im Anschluss daran werden bei einem Teil der Tiere eine oder beide Mauthner-Neurone wie oben beschrieben zerstört. Einem Teil der Tiere wird zusätzlich ein Farbstoff in die Wirbelsäule gespritzt. Am zweiten und dritten Tag nach der Zerstörung der Neuronen wird das durch die Vibration verursachte Fluchtverhalten wieder getestet, insgesamt 60 Mal am Tag. Zwischen den beiden Versuchstagen werden die Tiere wieder in das Gel eingeschlossen und unter dem Mikroskop untersucht.

In einem weiteren Versuch werden Larven, bei denen die Mauthner-Neuronen zerstört wurden und ihre Geschwister mit intakten Neuronen in einen mit Wasser gefüllten Behälter gegeben. In jedem Behälter befindet sich eine hungrige Libellenlarve, zu der jeweils 8 Zebrafischlarven gesetzt werden. Über einen Zeitraum von 7 Stunden wird regelmäßig kontrolliert, wie viele der Larven noch leben und wie viele von der Libellennymphe getötet und gefressen wurden. Die Larven, bei denen beide Neuronen zerstört wurden, werden mit höherer Wahrscheinlichkeit gefangen und getötet, da ihr Fluchtverhalten gestört ist. Die überlebenden Larven werden mit einer Chemikalie betäubt und unter dem Mikroskop untersucht.

Weitere Fische werden im Alter von mindestens 5 Monaten in Versuchen eingesetzt. Bei einem Teil dieser Tiere wurde ebenfalls im Larvenstadium eines der Mauthner-Neuronen zerstört. Das Fluchtverhalten der Tiere wird in untersucht, indem sie in ein kleines Behältnis mit Wasser gegeben werden, unter dem ein Lautsprecher positioniert ist. Durch den Lautsprecher werden Töne erzeugt, die im Wasser gemessen eine Lautstärke von 135 Dezibel erreichen. Beobachtet wird, in welche Richtung die Fische vor dem Lärm zu fliehen versuchen. Bei jedem Fisch wird die Reaktion auf den Ton mindestens 100-mal beobachtet. Im Anschluss werden die Fische mit einer Chemikalie getötet und untersucht.

Das Projekt wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Neurophysiologie, Neurobiologie, Verhaltensforschung, Neurologie

Originaltitel: Removing a single neuron in a vertebrate brain forever abolishes an essential behavior

Autoren: Alexander Hecker, Wolfram Schulze, Jakob Oster, David O. Richter, Stefan Schuster*

Institute: Lehrstuhl für Tierphysiologie, Universität Bayreuth, Universitätsstr. 30, 95440 Bayreuth

Zeitschrift: PNAS 2020; 117(6): 3254-3260

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5462

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer 23 177-07/G 15-8-058 genehmigt.

Die Mäuse werden in Narkose versetzt und es werden Zellen einer Brustkrebszelllinie ungefähr auf Achselhöhe in das Fettgewebe der Gesäugeleiste der Tiere gespritzt. Im Anschluss bildet sich aus den Zellen ein Tumor, dessen Größe alle drei Tage vermessen wird.

Ab dem 5. Tag nach der Injektion der Tumorzellen wird einem Teil der Tiere ein Wirkstoff, der in der Humanmedizin bei verschiedenen Krebserkrankungen eingesetzt wird, unter das Futter gemischt. 14 Tage nach der Injektion der Tumorzellen werden alle Tiere in Narkose versetzt und bei einem Teil der Tiere der Tumor einer bis zu 30-minütigen Bestrahlung unterzogen.

26 Tage nach der Injektion der Tumorzellen werden die Mäuse auf nicht genannte Weise getötet. Die Lungen werden entnommen und untersucht, dabei werden bis zu über 50 Metastasen in der Lunge einer einzelnen Maus gefunden.

Einer anderen Gruppe von Mäusen werden die Tumorzellen in die Flanke gespritzt. Die weitere Behandlung erfolgt in gleicher Weise wie bei den Tieren zuvor, außer dass bei einem Teil der Tiere die Bestrahlungsdosis höher ist.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Weltraumorganisation ESA und die am GSI Hemholtzzentrum für Schwerionenforschung angesiedelte Facility for Antiproton and Ion Research (FAIR) gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: A combination of cabozantinib and radiation does not lead to an improved growth control of tumors in a preclinical 4T1 breast cancer model

Autoren: Norman Reppingen (1), Alexander Helm (1), Laura Doleschal (2), Marco Durante (1,3)*, Claudia Fournier (1)

Institute: (1) Abteilung Biophysik, GSI Helmholtzzentrum für Schwerionenforschung, Planckstraße 1, 64291 Darmstadt, (2) Fachbereich Biologie, Technische Universität Darmstadt, Darmstadt, (3) Institut für Physik Kondensierter Materie, Technische Universität Darmstadt, Darmstadt

Zeitschrift: Frontiers in Oncology 2021; 11: 788182

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5461

Versuchsbeschreibung: Die in Deutschland stattfindenden Versuche an Ratten werden von der zuständigen Behörde unter der Nummer 55.2-1-54-2532.2-1-06 genehmigt. Weitere Versuche an Mäusen werden in den USA durchgeführt und dort genehmigt.

Die Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Wilmington, USA); die Versuche an den Ratten werden bei Merck Healthcare KGaA in Grafing durchgeführt. Den Tieren wird der zu testende Wirkstoff als Infusion verabreicht. 24 Stunden später werden die Tiere auf nicht genannte Weise in Narkose versetzt und durch Ausbluten getötet. Das Gehirn der Tiere und ihr Blut werden untersucht.

In weiteren, in den USA stattfindenden Versuchen, werden durch eine externe Firma (Crown Bioscience, Inc., San Diego, USA) sogenannte „Tumormodelle“ bereitgestellt. Dazu werden 6-8 Wochen alten Mäusen mit eingeschränktem Immunsystem Proben von 20 verschiedenen, von menschlichen Patienten stammenden Gehirnmetastasen unter die Haut der rechten Flanke gespritzt. Einige Tage später werden die Tiere an das EMD Serono Research and Development Institute (Billerica, USA) verschickt. Sobald der Tumor eine bestimmte Größe erreicht hat, wird den Tieren der Wirkstoff in Flüssigkeit oder eine wirkstofffreie Lösung gespritzt. Die Größe des Tumors wird regelmäßig gemessen und die Tiere getötet, wenn der Tumor entweder eine bestimmte Größe überschreitet, feuchte Geschwüre bildet oder das Tier mehr als 20% seines Körpergewichts verliert. Die Versuche werden bei der externen Firma Crown Biosciences mit weiteren Tieren und einer höheren Wirkstoffkonzentration wiederholt.

In weiteren Versuchen, die ebenfalls bei der externen amerikanischen Firma stattfinden, werden Teile der Gehirnmetastasen in das Gehirn von Mäusen injiziert. Das Wachstum der Tumore wird mit einem bildgebenden Verfahren kontrolliert und den Tieren wird über einen Zeitraum von 16 oder 28 Tagen entweder eine Lösung des Wirkstoffs oder eine wirkstofffreie Lösung gespritzt. Die Tiere werden mit bildgebenden Verfahren untersucht und zu verschiedenen Zeitpunkten auf nicht genannte Weise getötet.

Die Arbeiten wurden durch Merck Healthcare KGaA, Darmstadt finanziert.

Bereich: Krebsforschung, Pharmakologie

Originaltitel: Brain penetration and efficacy of tepotinib in orthotopic patient-derived xenograft models of MET-driven non-small cell lung cancer brain metastases

Autoren: Manja Friese-Hamim (1), Anderson Clark (2), Dominique Perrin (3), Lindsey Crowley (2), Christof Reusch (1), Olga Bogatyrova (1), Hong Zhang (2), Timothy Crandall (2), Jing Lin (2), Jianguo Ma (2), David Bachner (2), Jürgen Schmidt (1), Martin Schaefer (1), Christopher Stroh (1)*

Institute: (1) Translational Innovation Platform, Oncology & Immuno-Oncology, Merck Healthcare KGaA, Frankfurter Str. 250, F128/103, 64293 Darmstadt, (2) Translational Innovation Platform, Oncology & Immuno-Oncology, EMD Serono Research & Development Institute, Inc., Billerica, MA, USA, (3) Discovery & Development Technologies, Merck Healthcare KGaA, Darmstadt

Zeitschrift: Lung Cancer 2022; 163: 77-86

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5460

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.19-42502-04-15/1988 genehmigt. Es werden 4 Hühnerrassen eingesetzt, die Tiere stammen zum Teil aus der Zucht des Instituts für Nutztiergenetik des Friedrich-Loeffler-Instituts und zum Teil von der Firma Lohmann Breeders GmbH (Cuxhaven) und haben eine durchschnittliche „Legeleistung“ von 200 bis 320 Eiern pro Jahr.

Nach dem Schlüpfen der Tiere wird das Geschlecht bestimmt, wozu auf die Kloake der Küken gedrückt wird, bis die Geschlechtsorgane hervortreten. In die Versuche werden nur weibliche Tiere aufgenommen, was mit den männlichen Küken geschieht, wird nicht erwähnt.

Die Tiere werden für 15 Wochen in Gruppen großgezogen. Dann werden die Tiere in Gruppen aufgeteilt. Ein Teil der Tiere wird einzeln in Käfigen mit einer Größe von 0,24 m2, das entspricht einer Fläche von weniger als 4 DIN-A4-Blättern, gehalten. Da Hühner soziale Tiere sind, ist die Einzelhaltung nicht artgerecht und muss von den Experimentatoren begründet werden. In einer anderen Veröffentlichung geben die Autoren dazu an, dass die Einzelhaltung der Hühner erforderlich ist, damit sicher bekannt ist, welches Huhn ein Ei gelegt hat und welches nicht.

Andere Hühner werden in Gruppen von 24 Tieren in Ställen mit einer Fläche von 4 oder 8 m2 gehalten. Das entspricht einer Fläche von ca. 0,17 und 0,33 m2 pro Tier.

Die Tiere werden regelmäßig gewogen und der Zustand des Brustbeinkamms, eines Auswuchses des Brustbeins von Vögeln, welcher Ansatzpunkt für die Brustmuskulatur ist, wird geprüft. Dazu werden die Tiere kopfüber an ihren Beinen gehalten und der Brustbeinknochen mit 2 Fingern abgetastet.

Nach 70 Wochen werden die Hennen mit Kohlendioxid erstickt. Die Brustbeinknochen werden mit dem umgebenden Muskelgewebe herausgeschnitten und weiter untersucht. Abhängig von Rasse und Haltungsform werden bei 14 % bis 97 % der Hühner Deformationen des Brustbeinkamms festgestellt und ca. 39 % der Tiere weisen mindestens eine Fraktur des Brustbeinkamms auf.

Die Arbeiten wurden vom Friedrich-Loeffler Institut finanziert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierhaltung, Veterinärpathologie

Originaltitel: Keel bone damage in laying hens - its relation to bone mineral density, body growth rate and laying performance

Autoren: Christin Habig (1)*, Martina Henning (1), Ulrich Baulain (1), Simon Jansen (1), Armin Manfred Scholz (2), Steffen Weigend (1)

Institute: (1) Institut für Nutztiergenetik (ING), Friedrich-Loeffler-Institut, Höltystrasse 10, Mariensee, 31535 Neustadt am Rübenberge, (2) Lehr- und Versuchsgut Oberschleißheim, Tierärztliche Fakultät, Ludwig-Maximilians-Universität München, Oberschleißheim

Zeitschrift: Animals 2021; 11: 1546

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5459

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.9-42502-04-17/2541 genehmigt. Grundlage aller durchgeführten Versuche ist die Nutzung der als “Genschere” bekannt gewordenen Methode CISPR-Cas, welche es ermöglicht, die DNA (das ist das Erbgut von Zellen) gezielt zu verändern. Dabei werden in diesen Versuchen bestimmte Bereiche im geschlechtsbestimmenden Bereich des Y-Chromosoms männlicher Schweine gentechnisch verändert.

Aus einem Schlachthaus werden Eierstöcke von Schweinen bezogen, aus denen Eizellen isoliert werden. Diese Eizellen werden im Reagenzglas mit dem Sperma eines Ebers befruchtet. In die befruchteten Eizellen werden 20 Stunden später molekulare Werkzeuge injiziert, die die DNA gezielt verändern. Fünf Tage später werden die Embryonen (insgesamt 63) in Säue verpflanzt, die vermutlich zuvor einer Hormonbehandlung unterzogen wurden.

In einem anderen Versuch werden kultivierte Bindegewebezellen männlicher Schweine mit den molekularen Werkzeugen behandelt. Die Zellkerne dieser Zellen werden in entkernte Eizellen eingebracht. Daraus entstehen Embryonen, von denen insgesamt 166 in 2 Säue eingepflanzt werden. Die Säue werden zuvor hormonell behandelt. Ihr Eisprung wird durch 12-tägige Gabe eines Hormons synchronisiert, dann wird ihnen ein Hormon, das aus dem Blut trächtiger Pferde gewonnen wird, und ein menschliches Schwangerschaftshormon gespritzt. Im Rahmen dieser ersten zwei Versuche werden insgesamt 3 Ferkel mit männlichem genetischen Hintergrund und männlichen Geschlechtsorganen geboren.

In einem weiteren Versuch werden andere molekulare Werkzeuge in künstlich befruchtete Eizellen injiziert. Jeweils 31 oder 32 Embryonen werden in drei Säue eingepflanzt, die zuvor wie oben beschrieben, einer Hormonbehandlung unterzogen werden. Zwei der Säue werden schwanger und gebären 12 Ferkel, die alle weibliche Geschlechtsorgane aufweisen. Den Ferkeln werden auf nicht genannte Art Zellproben aus den Ohren entnommen, mit denen das genetische Geschlecht der Tiere bestimmt wird. Von diesen Ferkeln sind drei genetisch männlich, weisen jedoch weibliche Geschlechtsorgane auf. Von einem dieser Tiere werden auf nicht beschriebene Art Klone hergestellt; vermutlich werden dazu Zellkerne des Tieres in entkernte Eizellen injiziert und dann Säuen eingepflanzt, die daraufhin sieben Ferkel zur Welt bringen, die genetisch männlich sind, aber weibliche Geschlechtsorgane aufweisen.

Die Geschlechtsorgane der Tiere werden mit denen von gentechnisch nicht veränderten Tieren, die ebenfalls mittels künstlicher Befruchtung gezeugt wurden, verglichen. Dazu werden die Tiere im Alter von 2 Monaten auf nicht genannte Art getötet und Gebärmutter, Eierstöcke und Eileiter herausgeschnitten und untersucht. Bei anderen der genetisch männlichen Tiere mit weiblichen Geschlechtsorganen, welche in ihrem Wachstum im Vergleich zu ihren genetisch weiblichen Geschwistern zurückbleiben, wird beobachtet, dass sie nicht brünstig werden. Sie werden mehrfach erfolglos einer Hormonbehandlung mit dem aus Blut schwangerer Pferde gewonnenen Hormon und einem menschlichen Sexualhormon unterzogen, um den Eisprung auszulösen.

Die Arbeiten wurden durch Mittel des Friedrich-Loeffler Instituts finanziert, die durch das Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft (BMEL) bereitgestellt werden. Einer der Autoren wird durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Gentechnik, Reproduktionsforschung

Originaltitel: Knockout of the HMG domain of the porcine SRY gene causes sex reversal in gene-edited pigs

Autoren: Stefanie Kurtz (1), Andrea Lucas-Hahn (1), Brigitte Schlegelberger (2), Gudrun Göhring (2), Heiner Niemann (3), Thomas C. Mettenleiter (4), Björn Petersen (1)*

Institute: (1) Institut für Nutztiergenetik (ING), Friedrich-Loeffler-Institut, Höltystrasse 10, Mariensee, 31535 Neustadt am Rübenberge, (2) Institut für Humangenetik, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (3) Klinik für Gastroenterologie, Hepatologie und Endokrinologie, Medizinische Hochschule Hannover, Hannover (4) Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald, Insel Riems

Zeitschrift: PNAS 2021; 118(2): e2008743118

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5458

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES, Oldenburg) unter der Nummer 3314-42502-04-10/0121 genehmigt. Die in den Versuchen eingesetzten Singvögel (24 Rotkehlchen und 2 Mönchsgrasmücken) werden in der Umgebung der Universität Oldenburg mit Netzen gefangen. Der Zebrafink und die Tauben sind in Gefangenschaft aufgewachsen und die Hühner werden an der Universität Oldenburg aus Eiern aufgezogen, die von der Firma VALO Biomedia (Osterholz-Scharmbeck) bezogen werden.

Ein Teil der Tiere wird für 30 Minuten oder zwei Stunden dunkel gehalten, einige Tiere werden in einem Käfig nach draußen gebracht und dort für 30 Minuten dem Sonnenlicht ausgesetzt, die anderen Vögel verbleiben unter der normalen Beleuchtung im Labor. Die Tiere werden zu verschiedenen Tageszeiten getötet. Dazu werden sie entweder auf nicht genannte Weise in Narkose versetzt, bevor ihnen eine konservierende Flüssigkeit ins Herz gepumpt wird oder die Tiere werden enthauptet. Die Tauben werden durch Injektion einer Überdosis eines Narkosemittels getötet. Die Augen der Vögel werden entnommen, zerteilt und feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Volkswagenstiftung, das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft und Kultur (MWK), die Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG), den Europäischen Forschungsrat (ERC), die Defense Advanced Research Projects Agency (DARPA, USA) und das Air Force Office of Scientific Research (USA) gefördert.

Bereich: Sinnesphysiologie, Neurobiologie

Originaltitel: Cryptochrome 1a localisation in light- and dark-adapted retinae of several migratory and non-migratory bird species: no signs of light-dependent activation

Autoren: Petra Bolte (1)*, Angelika Einwich (1), Pranav K. Seth (1), Raisa Chetverikova (1), Dominik Heyers (1,2), Irina Wojahn (1), Ulrike Janssen-Bienhold (2,3), Regina Feederle (4), Peter Hore (5), Karin Dedek (1,2), Henrik Mouritsen (1,2)

Institute: (1) Institut für Biologie und Umweltwissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Carl-von-Ossietzky-Straße 9-11, 26129 Oldenburg, (2) Forschungszentrum Neurosensorik, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Oldenburg, (3) Department für Neurowissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Oldenburg, (4) Institut für Diabetes und Adipositas, Monoclonal Antibody Core Facility, Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, Neuherberg, (5) Department of Chemistry, University of Oxford, Oxford, Großbritannien

Zeitschrift: Ethology Ecology & Evolution 2021; 33(3): 248-272

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5457

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit unter der Nummer 33.19-542502-04-12/0995 genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse und deren gesunde Geschwister eingesetzt, die an der Universität Oldenburg gezüchtet wurden.

Am 4. und 5. Tag nach der Geburt wird den Tieren ein Toxin (Gift) in die Bauchhöhle gespritzt, welches bei einem Teil der Tiere aufgrund ihrer genetischen Veränderungen dazu führt, dass bestimmte Zellen in der Netzhaut ihrer Augen absterben. Die Tiere werden entweder im Alter von 8 oder 10 Tagen durch Abschneiden des Kopfes getötet oder im Alter von 15, 21 sowie 56 Tagen mit Kohlendioxid betäubt und dann durch Genickbruch getötet. Die Augen werden entnommen und die Netzhaut untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Sehforschung, Neurologie, Neurobiologie

Originaltitel: Synaptic remodeling in the cone pathway after early postnatal horizontal cell ablation

Autoren: Lena Nemitz (1)*, Karin Dedek (2,3), Ulrike Janssen-Bienhold (1,3)

Institute: (1) Neurobiologie des Sehens, Department für Neurowissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Carl-von-Ossietzky-Straße 9-11, 26129 Oldenburg, (2) AG Neurosensorik/Animal Navigation, Institut für Biologie und Umweltwissenschaften, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Oldenburg, (3) Forschungszentrum Neurosensorik, Carl von Ossietzky Universität Oldenburg, Oldenburg

Zeitschrift: Frontiers in Cellular Neuroscience 2021; 16: 657594

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5456

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Gesundheit und Verbraucherschutz Hamburg unter der Nummer N032/2020 genehmigt. Im Alter von 8 bis 10 Wochen werden die Hamster in Narkose versetzt. Einem Teil der Tiere werden Coronaviren in etwas Flüssigkeit in die Nase geträufelt, anderen Hamstern Flüssigkeit ohne Viren. Die Tiere werden täglich kontrolliert. Am dritten Tag nach der Infektion zeigen die Hamster Gewichtsverlust, Fellveränderungen, eine reduzierte Aktivität und eine beschleunigte Atmung.

Die Hälfte der Tiere wird 3 Tage nach der Infektion durch Pentobarbital getötet.

Üblicherweise geschieht dies durch Injektion in die Bauchhöhle. Den Hamstern wird das Gehirn entnommen und die Nase abgeschnitten, welche weiter untersucht werden. Die andere Hälfte der Tiere wird 14 Tage nach der Infektion, wenn die Erkrankung bereits abgeklungen ist, ebenso getötet. Ein Tier stirbt vor diesem Zeitpunkt.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Gesundheit (BMG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft und Kultur (MWK), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Luxembourg National Research Fund gefördert.

Bereich: Corona-Forschung, Virologie, Neuropathologie

Originaltitel: Microgliosis and neuronal proteinopathy in brain persist beyond viral clearance in SARS-CoV-2 hamster model

Autoren: Christopher Käufer (1), Cara S. Schreiber (1, 5), Anna-Sophia Hartke (1,5), Ivo Denden (1), Stephanie Stanelle-Bertram (2), Sebastian Beck (2), Nancy Mounogou Kouassi (2), Georg Beythien (4), Kathrin Becker (4), Tom Schreiner (4), Berfin Schaumburg (2), Andreas Beineke (4,5), Wolfgang Baumgärtner (4,5), Gülsah Gabriel (2,3), Franziska Richter (1,5)*

Institute: (1) Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie, Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 17, Gebäude 218, 30559 Hannover, (2) Leibniz-Institut für Experimentelle Virologie (HPI), Hamburg, (3) Institut für Virologie, Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (4) Institut für Pathologie, Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (5) Zentrum für Systemische Neurowissenschaften, Hannover

Zeitschrift: eBioMedicine 2022; 79: 103999

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5455

Versuchsbeschreibung: Die Schweine der Rasse Deutsche Landrasse wiegen zum Zeitpunkt der Versuche zwischen 25 und 30 kg. 20 Stunden vor dem Beginn der Experimente erhalten die Tiere kein Futter mehr. Die Tiere werden in Narkose versetzt, ihnen wird eine Kanüle in eine Vene des Halses gelegt. Der Bauch wird aufgeschnitten und die Arterie, die die linke Niere mit Blut versorgt, wird für 30 Minuten abgeklemmt, aber die Niere noch im Körper des Tieres gelassen. Dann wird die Niere entnommen und auf unterschiedliche Weise gelagert: 8 Stunden bei normaler Temperatur mit einer Nährlösung durchspült, 6 Stunden bei 4°C und dann für 2 Stunden langsam erwärmt und mit Nährlösung durchspült oder 8 Stunden ohne weitere Behandlung gekühlt.

Den Schweinen wird auch die rechte Niere entnommen und an ihrer Stelle die zuvor entnommene linke Niere eingesetzt. Ein Schlauch wird durch die Bauchdecke in den Harnleiter eingebracht, durch den in der Folge die Urinproduktion gemessen werden kann. Die Schweine erhalten Antibiotika und Schmerzmittel und werden für 7 Tage beobachtet. Dann werden sie erneut in Narkose versetzt und auf nicht genannte Art getötet. Die Niere wird entfernt und untersucht.

Die Arbeiten wurden aus Institutsmitteln finanziert.

Bereich: Transplantationsmedizin, Chirurgie

Originaltitel: Controlled oxygenated rewarming compensates for cold storage-induced dysfunction in kidney grafts

Autoren: Charlotte von Horn (1), Hristo Zlatev (1,2), Moritz Kaths (2), Andreas Paul (2), Thomas Minor (1)*

Institute: (1) Abteilung für Chirurgische Forschung, Universitätsklinikum Essen, Hufelandstr. 55, 45147 Essen, (2) Klinik für Allgemeinchirurgie, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Essen, Essen

Zeitschrift: Transplantation 2022; 106(5): 973-978

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5454

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierungen von Oberpfalz und Unterfranken genehmigt. Die erwachsenen weiblichen Ratten stammen zum Teil aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld), andere Tiere werden an der Universität Regensburg gezüchtet.

Die Tiere werden in zwei Gruppen eingeteilt, eine Gruppe dient als experimentelle Gruppe, die andere wird als „Eindringling“ genutzt, indem sie in die Käfige der Tiere der experimentellen Gruppe gesetzt werden, um deren Reaktion zu beobachten.

Die Tiere der experimentellen Gruppe werden entweder für 8 Tage allein in einem Käfig oder in Gruppen von 3 bis 5 Tieren pro Käfig gehalten. 4 Stunden vor dem folgenden Test werden auch die Ratten aus der Gruppenhaltung in einen Einzelkäfig umgesetzt. An drei aufeinanderfolgenden Tagen innerhalb der 8–Tage-Gruppen- oder Einzelhaltung wird dabei jeder Ratte ein fremdes Weibchen aus der „Eindringling“-Gruppe in den Käfig gesetzt. Das Verhalten der Ratten wird beobachtet und per Video aufgenommen und das Ausmaß der gezeigten Aggressivität gegenüber dem Eindringling nach einem Punkteschema bewertet. Direkt nach diesen Tests werden bei den Tieren der experimentellen Gruppe vaginale Abstriche genommen, um den Hormonstatus zu bestimmen. Das Zusammensetzen der Tiere dient dazu, ihre Aggressivität zu trainieren.

Jeweils am 9. Tag Gruppen- oder Einzelhaltung wird jede Ratte erneut mit einer „Eindringlingsratte“ konfrontiert. Direkt im Anschluss wird ein Teil der Ratten durch transkardiale Perfusion getötet. Dazu werden sie mit einem Betäubungsmittel und Kohlendioxid narkotisiert. Ihnen wird der Brustkorb aufgeschnitten und eine Nadel ins Herz gestoßen, durch die eine konservierende Flüssigkeit in das Herz gepumpt wird. Die Flüssigkeit verdrängt das Blut, wodurch die Tiere sterben. Das Gehirn der Tiere wird entnommen und untersucht. Ein anderer Teil an Ratten bekommt nach der Konfrontation ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Die Tiere werden geköpft und ihr Gehirn untersucht.

Eine Gruppe von Ratten wird vor den Verhaltenstests einer Operation unterzogen. Dafür werden die Tiere durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle in Narkose versetzt. Der Kopf der Tiere wird in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen fixiert. Es werden zwei Kanülen in den Schädel der Ratten gestoßen. Die Kanülen werden mit 2 Schrauben und Zahnzement am Schädelknochen befestigt. 5 Tage nach dem Eingriff erfolgt 4 Tage lang die bereits erwähnte Konfrontation mit einem fremden Weibchen. 10 – 5 Minuten vor der letzten Zusammenführung mit dem „Eindringling“ bekommen sie verschiedene Wirkstoffe durch die im Schädel befestigten Kanülen ins Gehirn gespritzt. Im Anschluss werden die Tiere durch transkardiale Perfusion getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Verhaltensforschung, Neuroendokrinologie

Originaltitel: Synthetic oxytocin and vasopressin act within the central amygdala to exacerbate aggression in female Wistar rats

Autoren: Vinícius E. de M. Oliveira (1,2), Trynke R. de Jong (2,3), Inga D. Neumann (2)*

Institute: (1) Laboratory of Neuroendocrinology, GIGA-Neurosciences, University of Liege, Liege, Belgien, (2) Lehrstuhl für Neurobiologie und Tierphysiologie, Fakultät für Biologie und Vorklinische Medizin, Universität Regensburg, Universitätsstr. 31, 93053 Regensburg, (3) Medische Biobank Noord-Nederland B.V., Groningen, Niederlande

Zeitschrift: Frontiers in Neuroscience 2022; 16: 906617

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5453

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Bayern unter den Nummern 54-2532-1-16/14, 55.2 DMS-2532-2-422 und RUF 55.2.2-2532.2-803 genehmigt. Es werden Mäuse mit eingeschränktem Immunsystem verwendet, die aus der Versuchstierzucht Jackson Laboratories stammen und an der Universität Regensburg gehalten und gezüchtet werden.

Neugeborene Mäuse werden innerhalb der ersten 48 Stunden nach der Geburt einer Bestrahlung unterzogen, wodurch die Zellen, die sich zu Immunzellen entwickelt hätten, abgetötet werden. Drei Stunden nach der Bestrahlung werden den Mäusen Stammzellen, die aus dem Blut von menschlichen Nabelschnüren gewonnen wurden, in die Leber gespritzt. Acht bis neun Wochen nach dem Spritzen der menschlichen Stammzellen wird den Tieren Blut aus einer Beinvene entnommen, um zu überprüfen, ob sich aus den injizierten Zellen menschliche Immunzellen entwickelt haben.

Anschließend wird den Tieren ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Ihnen werden kleine, 2 x 2 mm große Stücken von menschlichen Brustkrebstumoren in das Fettgewebe nahe der Leiste gespritzt. Zu nicht genannten Zeitpunkten nach der Transplantation des menschlichen Tumorgewebes werden die Tiere auf nicht genannte Art getötet, ihre Milz wird entnommen und für weitere Untersuchungen verwendet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Krebshilfe und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Immunologie

Originaltitel: Advanced immune cell profiling by multiparameter flow cytometry in humanized patient-derived tumor mice

Autoren: Christina Bruss (1), Kerstin Kellner (1), Olaf Ortmann (1), Stephan Seitz (1), Gero Brockhoff (1), James A. Hutchinson (2), Anja Kathrin Wege (1)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Frauenheilkunde und Geburtshilfe, Fakultät für Medizin, Universität Regensburg, Caritas-Krankenhaus St. Josef, Landshuter Straße 65, 93059 Regensburg, (2) Klinik und Poliklinik für Chirurgie, Universitätsklinikum Regensburg, Regensburg

Zeitschrift: Cancers 2022; 14: 2214

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5452

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde unter der Nummer 24/2014 genehmigt. Es werden 28 Mäuse im Alter von 12 bis 16 Wochen eingesetzt.

Den Mäusen wird ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt und die Haut am rechten Hinterbein neben der Kniescheibe aufgeschnitten. Die Tiere werden in zwei Gruppen eingeteilt. Bei der ersten Gruppe wird eine im Oberschenkel verlaufende Arterie abgebunden, wodurch eine Unterversorgung des Gewebes mit Sauerstoff entsteht. Die Kniescheibe wird zur Seite geschoben, mit einem Bohrer wird ein Loch in den Oberschenkelknochen gebohrt. Auch nahe dem Hüftgelenk wird mit einer Nadel ein Loch in den Oberschenkel gebohrt. Durch die Nadel wird ein Wolframdraht in den Oberschenkelknochen eingeführt. Der Oberschenkel wird mit Hilfe eines speziellen Geräts, welches in verschiedene Richtungen Druck auf den Knochen ausübt, gebrochen. Entlang des Wolframdrahts wird eine Schraube in den Oberschenkelknochen geschraubt. Diese Schraube heißt „MouseScrew“ und wurde sehr wahrscheinlich extra für die „Versorgung“ künstlich hervorgerufener Frakturen bei Mäusen entwickelt. Die Kniescheibe wird in die ursprüngliche Position gebracht und die Wunden vernäht, dann wird das Bein geröntgt. Die Tiere der zweiten Gruppe durchlaufen dieselbe Operation ohne das Abbinden der Arterie.

Ein Teil der Tiere wird nach zwei Wochen erneut in Narkose versetzt. Der rechte Oberschenkel wird geröntgt und die Mäuse auf nicht genannte Art getötet. Beide Oberschenkelknochen werden herausgeschnitten und untersucht. Die anderen Tiere durchlaufen dieselbe Prozedur, allerdings drei Wochen später.

Bereich: Traumatologie, Chirurgie, Knochenchirurgie, Wiederherstellungschirurgie, Unfallmedizin, Implantatologie

Originaltitel: Development of an ischemic fracture healing model in mice

Autoren: Maximilian M. Menger (1,2)*, Janine Stutz (1,3), Sabrina Ehnert (2,4), Andreas K. Nussler (2,4), Mika F. Rollmann (2), Steven C. Herath (2), Benedikt J. Braun (2), Tim Pohlemann (3), Michael D. Menger (1), Tina Histing (2)

Institute: (1) Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät des Saarlandes, Universität des Saarlandes, Geb. 65 und 66, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar, (2) Klinik für Unfall- und Wiederherstellungschirurgie, Eberhard Karls Universität Tübingen, BG Unfallklinik Tübingen, Tübingen, (3) Klinik für Unfall-, Hand- und Wiederherstellungschirurgie, Universität des Saarlandes, Homburg/Saar, (4) Klinik für Unfall- und Wiederherstellungschirurgie, BG Unfallklinik Tübingen, Siegfried Weller Institut für Unfallmedizinische Forschung, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: Acta Orthopaedica 2022; 93: 466-471

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5451

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesverwaltungsamt Halle, Sachsen-Anhalt genehmigt. Die weiblichen 8 bis14 Wochen alten Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Janvier (Cedex, Frankreich).

6 bis 12 Monate vor den eigentlichen Versuchen werden weiblichen Mäusen Zysten des Parasiten Toxoplasma gondii, welcher der Erreger der Toxoplasmose ist, in die Bauchhöhle gespritzt. Von dort aus vermehrt sich der Parasit und breitet sich im Körper aus. Die Mäuse werden auf nicht genannte Art getötet, ihr Gehirn wird entnommen und aus dem Gehirn werden Toxoplasma gondii Zysten für die weiteren Versuche gewonnen.

Einem Teil der Mäuse werden zwei dieser Zysten in die Bauchhöhle gespritzt. Anderen Mäusen werden Tachyzoiten, das ist eine bewegliche Form des Parasiten die sich rasch vermehrt, in die Bauchhöhle gespritzt.

Zu verschiedenen Zeitpunkten innerhalb von 23 Tagen nach der Infektion werden die Tiere mit einem gasförmigen Narkosemittel narkotisiert. Die Haut am Hinterkopf wird aufgeschnitten, ebenso wie darunter liegende Muskeln und Gewebe. Dann wird eine feine Glasröhre durch den Schädelknochen in eine mit Hirnwasser gefüllte Kammer gestoßen, um Hirnwasser zu entnehmen. Schließlich wird der Brustraum der Tiere aufgeschnitten und das Herz freigelegt. Eine Nadel wird in das Herz gestoßen und Flüssigkeit durch die Nadel in den Blutkreislauf gepumpt, welche das Blut der Tiere ersetzt. Dabei sterben die Tiere. Ihr Gehirn, ihre Milz und ihr Rückenmark werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), den Deutschen Akademischen Austauschdienst (DAAD) und die Medizinische Fakultät der Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg gefördert.

Bereich: Parasitologie, Infektionsforschung

Originaltitel: Immune response and pathogen invasion at the choroid plexus in the onset of cerebral toxoplasmosis

Autoren: Caio Andreeta Figueiredo (1), Johannes Steffen (1), Lorena Morton (1), Sushmitha Arumugam (1), Oliver Liesenfeld (2), Mária A Deli (3), Andrea Kröger (4), Thomas Schüler (5), Ildiko Rita Dunay (1,6)*

Institute: (1) Institut für Inflammation und Neurodegeneration, Medizinische Fakultät, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Leipziger Straße 44, 39120 Magdeburg, (2) Institut für Mikrobiologie und Infektionsimmunologie, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (3) Institute of Biophysics, Biological Research Centre, Szeged, Ungarn, (4) Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene, Medizinische Fakultät, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg, (5) Institut für Molekulare und Klinische Immunologie, Medizinische Fakultät, Otto-von-Guericke-Universität Magdeburg, Magdeburg, (6) Center for Behavioral Brain Sciences (CBBS), Magdeburg

Zeitschrift: Journal of Neuroinflammation 2022; 19: 17

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5450

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt, denen das Protein p53 fehlt. Dieses Protein ist an der Reparatur von Schäden im Erbgut beteiligt und die Mäuse, denen es fehlt, entwickeln daher im Alter von 3 bis 6 Monaten Tumore. Die Tiere stammen aus der Versuchstierzucht Jackson Laboratory. Weitere gentechnisch veränderte Mäuse werden von anderen Wissenschaftlern zur Verfügung gestellt. Die Mäuse werden miteinander gekreuzt, um die gewünschte Kombination gentechnischer Veränderungen zu erhalten. Zusätzlich werden nicht gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Zucht und Haltung der Mäuse erfolgen an der Fakultät für Biowissenschaften der Friedrich-Schiller-Universität Jena.

Im Alter von 8 bis 12 Wochen wird den Mäusen ein Hühner-Eiweiß in die Bauchhöhle gespritzt, damit die Tiere Antikörper gegen dieses Eiweiß entwickeln. Zu verschiedenen Zeitpunkten (zwischen 7 und 28 Tage) danach werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet. Es werden Lymphknoten und Milz sowie Blut entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Deutsche Krebshilfe, und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Immunologie

Originaltitel: Context-dependent regulation of immunoglobulin mutagenesis by p53

Autoren: Katrin Böttcher (1), Kerstin Braunschmidt (1,2), Gianna Hirth (1), Karsten Schärich (1), Tilman E. Klassert (3), Magdalena Stock (3), Janine Sorgatz (1), Sabine Fischer-Burkart (2), Steffen Ullrich (1), Samantha Frankenberger (2), Daniel Kritsch (1,4), Christian Kosan (4), Ralf Küppers (5), Lothar J. Strobl (6), Hortense Slevogt (3), Ursula Zimber-Strobl (6), Berit Jungnickel (1,2)*

Institute: (1) Arbeitsgruppe Zellbiologie, Institut für Biochemie und Biophysik, Fakultät für Biowissenschaften, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Hans-Knöll-Straße 2, 07745 Jena, (2) Institut für Klinische Molekularbiologie, Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, München, (3) Host Septomics, Zentrum für Innovationskompetenz (ZIK) Septomics, Universitätsklinikum Jena, Jena, (4) Institut für Biochemie und Biophysik, Fakultät für Biowissenschaften, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena, (5) Institut für Zellbiologie (Tumorforschung),Universitätsmedizin Essen, Essen, (6) Abteilung Genvektoren, Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, München

Zeitschrift: Molecular Immunology 2021, 138: 128-136

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5449

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz (Bad Langensalza) unter den Nummern 02–041/14, 02–079/14, 02–028/15 und 02-031/15 genehmigt. Gentechnisch veränderte Mäuse werden von Dr. Rikard Holmdahl vom Karolinska Institut (Stockholm, Schweden) zur Verfügung gestellt. Weitere Mäuse, die so verändert sind, dass sie schneller altern, stammen vom Fritz-Lipmann-Institut (Jena). Die beiden gentechnisch veränderten Mauslinien werden miteinander gekreuzt. Zusätzlich werden Mäuse eines Inzuchtstamms, der besonders anfällig für rheumatoide Arthritis ist, von der Versuchstierzucht Janvier Labs (Frankreich) bezogen. Die Zucht und Haltung der Tiere erfolgt am Universitätsklinikum Jena.

Bei den Mäusen wird im Alter von durchschnittlich 13 oder 93 Wochen eine Gelenkentzündung hervorgerufen, indem ein menschliches Eiweiß, vermischt mit einem Mineralöl (Freunds Adjuvans) unter bzw. in die Haut gespritzt wird. Dadurch wird eine Reaktion des Immunsystems gegen körpereigenes Gewebe ausgelöst, d.h. die Abwehrzellen wenden sich gegen das Gewebe des eigenen Körpers und zerstören es. In den folgenden 9 Tagen entwickeln alle Mäuse Arthritis, ungefähr 30 % der Tiere in stark ausgeprägter Form. Die Symptome der Mäuse bestehen in geschwollenen Gelenken mit Flüssigkeitsansammlungen im Gewebe und Rötungen und werden dreimal wöchentlich beurteilt.

Die Mäuse werden innerhalb von 8 Wochen nach Auslösen der Arthritis zu unterschiedlichen Zeitpunkten und auf nicht genannte Weise getötet und ihre Beine werden abgetrennt. Die Pfoten werden zur Gewinnung von Zellen verwendet, die Milz und Lymphknoten werden entnommen und die Bauchhöhle wird ausgespült, um daraus Zellen zu gewinnen.

Die Arbeiten wurden durch das Interdisziplinäre Zentrum für klinische Forschung (Jena) und das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) gefördert.

Bereich: Rheumaforschung, Entzündungsforschung, Immunologie, Altersforschung

Originaltitel: Incidence and severity of G6PI-induced arthritis are not increased in genetically distinct mouse strains upon aging

Autoren: Nico Andreas (1)*, Sylvia Müller (1), Nicole Templin (1), Paul M. Jordan (2), Harald Schuhwerk (1), Michael Müller (1), Jana Gerstmeier (2), Laura Miek (2), Saskia Andreas (2), Oliver Werz (2), Thomas Kamradt (1)*

Institute: (1) Institut für Immunologie, Universitätsklinikum Jena, Leutragraben 3, 07743 Jena, (2) Abteilung für Pharmazeutische/Medizinische Chemie, Institut für Pharmazie, Friedrich-Schiller-Universität Jena, Jena

Zeitschrift: Arthritis Research & Therapy 2021; 23: 222

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5448

Versuchsbeschreibung: Die männlichen Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs. Die Ratten werden mit einem gasförmigen Narkosemittel betäubt. Der Hals wird geschoren und desinfiziert und die Haut des Halses wird aufgeschnitten, so dass die rechte Halsschlagader freigelegt wird. Die Ader wird durchtrennt und dann wieder zusammengefügt. Die Tiere werden dabei in drei Gruppen eingeteilt. Bei der ersten Gruppe der Ratten werden die Gefäßenden miteinander vernäht. Bei der zweiten Gruppe wird durch einen Einschnitt in der Ader ein Katheter in die zu verschließende Gefäßregion eingeführt. Dann werden die Gefäßenden mit einem speziellen Klebstoff zusammengeklebt und der Katheter wird wieder entfernt. Bei der dritten Gruppe wird ein sogenannter Stent, eine schlauchförmige Gerüststruktur, die das Gefäß von innen stabilisieren soll, in den zu verschließenden Gefäßbereich geschoben und die Gefäßenden mit dem zu testenden Klebstoff aneinandergefügt. Zum Schluss wird die Haut wieder vernäht. Die Operationen erfolgen unter einem Mikroskop. Den Tieren werden im Anschluss täglich Medikamente gegen die Bildung von Blutgerinnseln oral verabreicht, vermutlich über eine Schlundsonde. Während und nach der Operation bekommen die Tiere Schmerzmittel unter die Haut gespritzt.

10 und 28 Tage nach der Operation werden die Tiere mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Dazu werden die Tiere durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle in Narkose versetzt, dann wird ihnen eine Farbstofflösung in eine Schwanzvene gespritzt. Nach der zweiten Untersuchung an Tag 28 wird bei den Tieren, die noch immer narkotisiert sind, die Halsschlagader wieder freigeschnitten. Die Ader und das umliegende Gewebe werden untersucht. Anschließend werden die Gefäße herausgeschnitten, wodurch die Tiere verbluten.

Die Arbeiten wurden durch die Medizinische Fakultät des Universitätsklinikum RWTH Aachen gefördert.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Mikrochirurgie, Gefäßforschung

Originaltitel: Biodegradation and immunological parameters of polyurethane-based tissue adhesive in arterial microvascular anastomoses - a long-term in vivo study

Autoren: Ali Modabber (1)*, Philipp Winnand (1), Evgeny Goloborodko (1), Stephan Christian Möhlhenrich (1,2), Kristian Kniha (1), René Tolba (3), Stefan Jockenhoevel (4), Benita Hermanns-Sachweh (5), Frank Hölzle (1), Marius Heitzer (1)

Institute: (1) Klinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Aachen, Pauwelsstraße 30, 52074, Aachen, (2) Abteilung für Kieferorthopädie, Department für Zahn-, Mund und Kieferheilkunde, Universität Witten/Herdecke, Witten, (3) Institut für Versuchstierkunde, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum RWTH Aachen, Pauwelsstraße 30, 52074 Aachen, (4) Abteilung Biohybride & Medizinische Textilien (BioTex), Institut für Angewandte Medizintechnik (AME), Helmholtz-Institut für Biomedizinische Technik, RWTH Aachen Universität, Aachen, (5) Campus Melaten, Implantatpathologie, Zentrum für Bio-Medizintechnik (ZBMT), Aachen

Zeitschrift: Macromolecular Bioscience 2022; 22(4): e2100451

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5447

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen in Recklinghausen unter der Nummer 84-02.04.2012-A017 genehmigt. Die männlichen Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Genest Saint Isle, Frankreich). Die Hälfte der Ratten wird als Organspender eingesetzt, die anderen 68 Tiere als Organempfänger.

Während der Operationen erhalten die Ratten eine Inhalationsnarkose und Schmerzmittel unter die Haut gespritzt, weitere Injektionen erfolgen in die Penisvene. Die Spenderratten werden in Narkose versetzt und ihr Bauch wird aufgeschnitten. Die Leber wird freigeschnitten und verschiedene Venen werden durchtrennt. Dann wird das Zwerchfell aufgeschnitten und auf nicht genannte Weise ein Herzstillstand verursacht. Die Leber wird für 45 Minuten in dem toten Tier belassen, dann herausgenommen und für 18 Stunden gekühlt gelagert. Dabei wird ein Teil der Lebern zusätzlich mit gasförmigem Sauerstoff durchströmt und/oder mit einem Enzym behandelt, welches Blutgerinnsel auflöst. Einige Lebern erhalten keine weitere Behandlung.

Die Empfängerratten werden ebenfalls in Narkose versetzt und ihr Bauch wird aufgeschnitten. Die Lebern der Tiere werden herausgeschnitten und die Spenderlebern eingesetzt. Im Anschluss an die Operation sterben 8 Ratten innerhalb von einer Woche oder werden aufgrund ihres schlechten Gesundheitszustandes getötet.

Die Empfängerratten werden zu verschiedenen Zeitpunkten (3 Stunden, 24 Stunden, 7 Tage) nach der Transplantation getötet. Dazu erhalten sie eine Überdosis eines Narkosemittels, werden aufgeschnitten, ihre Leber wird entnommen und die Tiere werden ausgeblutet.

Die Arbeiten wurden durch die Fakultät für Medizin der RWTH Aachen gefördert.

Bereich: Transplantationsmedizin, Leberforschung, Gastroenterologie

Originaltitel: The benefits of fibrinolysis combined with venous systemic oxygen persufflation (VSOP) in a rat model of donation after circulatory death and orthotopic liver transplantation

Autoren: Nadja Kröger (1,2), Zoltan Czigany (1,3,4), Jipin Jiang (1), Mamdouh Afify (1,5), Pascal Paschenda (1), Kazuyuki Nagai (1), Shintaro Yagi (1), René H. Tolba (1)*

Institute: (1) Institut für Versuchstierkunde, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum RWTH Aachen, Pauwelsstraße 30, 52074 Aachen, (2) Plastische, Rekonstruktive und Ästhetische Chirurgie, Medizinische Fakultät, Universität zu Köln, Köln, (3) Klinik für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Medizinische Fakultät, Universitätsklinikum RWTH Aachen, Aachen, (4) Chirurgische Klinik, Campus Charité Mitte/Campus Virchow-Klinikum, Charité-Universitätsmedizin, Berlin, (5) Department of Pathology, Faculty of Veterinary Medicine, Cairo University, Gizeh, Ägypten

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2022; 23(9): 5272

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5446

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierungspräsidien Karlsruhe und Darmstadt genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Die Mäuse werden mit nicht veränderten, sogenannten Wildtyp-Mäusen gekreuzt, die aus der Versuchstierzucht Charles River stammen. Zum Zeitpunkt der Versuche sind die Tiere 8 bis 12 Wochen alt.

In einer Studie werden Mäuse, die gentechnisch so verändert wurden, dass sie zu Arteriosklerose neigen, für 14 Wochen mit einem Futter mit erhöhtem Fettgehalt ernährt. Die Tiere werden mit Kohlendioxid erstickt, ihr Brustkorb wird aufgeschnitten und die Hauptschlagader für weitere Untersuchungen entnommen.

Anderen Mäusen wird an 5 aufeinander folgenden Tagen der Wirkstoff Tamoxifen in die Bauchhöhle gespritzt, der bestimmte Gene ausschaltet. Drei Tage später wird ihnen ein Vektor in die Schwanzvene injiziert, mit dem bestimmte Gene eingeschleust werden. Eine Woche später wird ihnen ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Der Hals der Tiere wird rasiert und aufgeschnitten. Die linke innere und äußere Halsschlagader werden freigelegt und mit einem Seidenfaden umschlungen, der nicht ganz zugezogen wird. Die Wunde wird vernäht und die Tiere werden für 2 Wochen mit einem fettreichen Futter ernährt. Dann werden die Tiere auf nicht genannte Art getötet, vermutlich werden auch sie mit Kohlendioxid erstickt. Dann wird ihre Halsschlagadern „geerntet“, also herausgeschnitten.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), die Japan Society For The Promotion Of Science (JSPS, Japan), und das National Institute for Diabetes and Digestive and Kidney Diseases (NIDDK, USA) gefördert.

Bereich: Arterioskleroseforschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Disturbed flow-induced Gs-mediated signaling protects against endothelial inflammation and atherosclerosis

Autoren: Akiko Nakayama (1)* Julián Albarrán-Juárez (1), Guozheng Liang (1), Kenneth Anthony Roquid (1), András Iring (1), Sarah Tonack (1), Min Chen (2), Oliver J. Müller (3), Lee S. Weinstein (2), Stefan Offermanns (1,4,5)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Abteilung Pharmakologie, Ludwigstrasse 43, 61231 Bad Nauheim, (2) Metabolic Diseases Branch, National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases, National Institutes of Health (NIH), Bethesda, USA, (3) Klinik für Innere Medizin III, Christian-Albrechts-Universität zu Kiel, Kiel, und Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Hamburg/Kiel/Lübeck, (4) Zentrum für Molekulare Medizin, Fachbereich Medizin, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt, (5) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Rhein Main

Zeitschrift: JCI Insight 2020; 5(23): e140485

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5445

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden am Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung in Bad Nauheim durchgeführt, wo die Mäuse und Ratten auch gehalten werden.

Neugeborenen Mäusen wird an 4 aufeinanderfolgenden Tagen eine Protein-Lösung oder eine proteinfreie Lösung gespritzt, vermutlich in die Bauchhöhle. Am dritten Tag wird ihnen zusätzlich eine Substanz gespritzt, welche sich teilende Zellen markiert. Am 5. Lebenstag werden die Nager auf nicht genannte Weise getötet, ihre Herzen entnommen, aus den Herzen Zellen isoliert und weiter untersucht.

Zusätzlich werden Rattenembryonen und 3 Tage alte Ratten auf nicht genannte Art getötet, ihre Herzen entnommen und Zellen des Herzens isoliert.

Die Arbeiten wurden durch die Max-Planck-Gesellschaft, ein Croucher Fellowship for Postdoctoral Research (China) und die Leducq Foundation (Frankreich) gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung, Entwicklungsbiologie

Originaltitel: Modulation of mammalian cardiomyocyte cytokinesis by the extracellular matrix

Autoren: Chi-Chung Wu (1,2)*, Sylvia Jeratsch (2,3), Johannes Graumann (2,3), Didier Y.R. Stainier (1,2)*

Institute: (1) Abteilung Genetik der Entwicklung, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Ludwigstrasse 43, 61231 Bad Nauheim, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Rhein Main, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (3) Biomolekulare Massenspektrometrie, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim

Zeitschrift: Circulation Research 2020;127: 896-907

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5444

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Freiburg genehmigt. Es werden Mäuse mit verschiedenen gentechnischen Veränderungen und gentechnisch nicht veränderte, sogenannte „Wildtyp“-Mäuse, verwendet. Die Wildtyp-Mäuse stammen aus der Zucht der Universität Konstanz. Verschiedene gentechnisch veränderte Mäuse werden von anderen Wissenschaftlern zur Verfügung gestellt und miteinander gekreuzt. Zum Zeitpunkt der Versuche sind die Mäuse zwischen 7 und 14 Wochen alt es werden verschiedene Versuche durchgeführt.

In einem Versuch wird Mäusen eine entzündungsauslösende Substanz in die Bauchhöhle gespritzt. 6 Stunden später werden sie auf nicht genannte Weise getötet. Aus ihren Organen werden verschiedene Zellen gewonnen und in weiteren Versuchen eingesetzt.

Anderen Tieren wird das Rückenfell geschoren. Die Rückenhaut und die Ohren der Mäuse werden über 5 Tage täglich mit dem Wirkstoff Tamoxifen behandelt (Tamoxifen schaltet bei den gentechnisch veränderten Tieren gezielt bestimmte Gene aus). Einem Teil der Tiere wird danach ein Fluoreszenzfarbstoff gemeinsam mit einem Allergen auf die Rückenhaut aufgetragen. 24 Stunden später werden sie auf nicht genannte Weise getötet und Proben ihrer Haut und Lymphknoten werden entnommen.

Andere Tiere werden nach der Tamoxifen-Behandlung ebenso mit einem Fluoreszenzfarbstoff und einem Allergen auf der Rückenhaut behandelt. Nach 5 Tagen wird die Dicke der Ohren bestimmt. Dann wird erneut der Fluoreszenzfarbstoff auf die Ohren der Tiere aufgetragen, im Anschluss werden die Tiere getötet. Die Dicke der Ohren wird erneut bestimmt, um das Ausmaß der Hautschwellung zu beurteilen. Weiteren Tieren wird nach der Tamoxifen-Behandlung für 5 Tage eine Substanz auf den Rücken und die Ohren aufgetragen, die eine Entzündung der Haut verursacht. Die Dicke der Haut wird an den Ohren und am Rücken gemessen. Auf die so geschädigte Haut wird dann ein Allergen aufgetragen. Die Dicke der Haut wird gemessen und der Verlauf der Entzündung mit Fotos dokumentiert.

Bei einer Gruppe von unbehandelten oder unterschiedlich behandelten Mäusen wird untersucht, wie häufig sie sich kratzen. Dabei werden bis zu 30 „Kratzepisoden“ innerhalb von 15 Minuten beobachtet. Bei anderen Tieren wird nach der Tamoxifen-Behandlung ein Schuppenflechten-ähnlicher Zustand herbeigeführt, indem ihnen 8 Tage lang täglich eine mit einer Chemikalie versetzte Creme auf die Haut von Rücken und Ohren aufgetragen wird. Die Dicke der Haut am Rücken wird täglich gemessen und die Haut wird täglich fotografiert. Anhand der Bilder wird die Rötung und Schädigung der Haut beurteilt und nach einem Punkteschema bewertet.

Obwohl es nicht bei jeder aufgeführten Gruppe erwähnt wird, ist davon auszugehen, dass alle Nager nach den Versuchen getötet werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Entzündungsforschung, Dermatologie

Originaltitel: Keratinocytes control skin immune homeostasis through de novo-synthesized glucocorticoids

Autoren: Truong San Phan (1), Leonhard Schink (1), Jasmin Mann (1), Verena M. Merk (1), Pascale Zwicky (2), Sarah Mundt (2), Dagmar Simon (3), Dagmar Kulms (4), Susanne Abraham (4), Daniel F. Legler (5,6), Mario Noti (7), Thomas Brunner (1)*

Institute: (1) Biochemische Pharmakologie, Fachbereich Biologie, Universität Konstanz, Universitätsstraße 10, 78464 Konstanz, (2) Institut für Experimentelle Immunologie, Universität Zürich, Zürich, Schweiz, (3) Universitätsklinik für Dermatologie, Inselspital Universitätsspital, Bern, Schweiz, (4) Arbeitsgruppe für Experimentelle Dermatologie, Klinik und Poliklinik für Dermatologie, Technische Universität Dresden, Dresden, (5) Biotechnologie Institut Thurgau (BITg) an der Universität Konstanz, Kreuzlingen, Schweiz, (6) Theodor Kocher Institut, Universität Bern, Bern, Schweiz, (7) Institut für Pathologie, Universität Bern, Bern, Schweiz

Zeitschrift: Science Advances 2021; 7: eabe0337

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5443

Versuchsbeschreibung: Es werden gentechnisch veränderte und nicht veränderte Mäuse im Alter von 10 bis 12 Wochen eingesetzt. Die Mäuse stammen aus der Zucht der Universität Konstanz, wo auch die Versuche stattfinden.

Einem Teil der Mäuse wird eine Substanzmischung in die Bauchhöhle gespritzt, die zu einer akuten Leberentzündung führt. Einer Gruppe der Tiere wird eine Stunde vorher ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt, anderen Tieren eine wirkstofffreie Lösung. 6 Stunden später werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet.

Weitere Mäuse werden ohne vorherige Behandlung auf nicht genannte Art getötet. Es werden Proben aus der Leber sowie Oberschenkel- und Schienbeinknochen entnommen und an den daraus gewonnenen Zellen weitere Versuche durchgeführt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Ministerium für Wissenschaft, Forschung und Kunst Baden-Württemberg und das Zukunftskolleg der Universität Konstanz gefördert.

Bereich: Entzündungsforschung

Originaltitel: Pharmacological LRH-1/Nr5a2 inhibition limits proinflammatory cytokine production in macrophages and associated experimental hepatitis

Autoren: Juliane Schwaderer (1), Truong San Phan (1), Astrid Glöckner (1), Johannes Delp (2,3), Marcel Leist (2), Thomas Brunner (1), M. Eugenia Delgado (1)*

Institute: (1) Biochemische Pharmakologie, Fachbereich Biologie, Universität Konstanz, Universitätsstraße 10, 78464 Konstanz, (2) In Vitro Toxikologie und Biomedizin, Fachbereich Biologie, Universität Konstanz, Konstanz, (3) Kooperatives Promotionskolleg InViTe, Universität Konstanz, Konstanz

Zeitschrift: Cell Death and Disease 2020; 11: 154

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5442

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter den Nummern 55.2-1-54-2532-214-2013 und 55.2-1-54-2532-217-2014 genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte und nicht veränderte Mäuse eingesetzt. Die gentechnischen Veränderungen führen bei einem Teil der Mäuse zu einer fehlerhaften Funktion der Mitochondrien (Kraftwerke der Zellen).

Eine andere gentechnische Veränderung schaltet ein Protein (den Tumor-Nekrosefaktor, TNF) aus, was dazu führt, dass die im Darm vorkommenden Mikroorganismen eine Entzündung der Darmschleimhaut verursachen.

Die Mäuse werden über mehrere Generationen unter spezifisch pathogen-freien Bedingungen gehalten, d.h. unter sehr sterilen Bedingungen. Ein Teil der Tiere erhält im Alter von 6 Wochen für 4 Wochen eine spezielle Futtermischung. Dann wird ihnen für 7 Tage ein Futter gegeben, das mit einer Substanz angereichert ist, die bei den gentechnisch veränderten Tieren zu einer Darmentzündung führt. Das Körpergewicht, der Allgemeinzustand, das Verhalten und Darm-Symptome wie Durchfall werden beobachtet. Die Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten mit Kohlendioxid erstickt und ihr Darm wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Helmsley Charitable Trust (USA) gefördert.

Bereich: Gastroenterologie, Entzündungsforschung

Originaltitel: Mitochondrial impairment drives intestinal stem cell transition into dysfunctional paneth cells predicting Crohn’s disease recurrence

Autoren: Sevana Khaloian (1), Eva Rath (1), Nassim Hammoudi (2), Elisabeth Gleisinger (1), Andreas Blutke (3), Pieter Giesbertz (4), Emanuel Berger (1), Amira Metwaly (1), Nadine Waldschmitt (1), Matthieu Allez (2), Dirk Haller (1,5)*

Institute: (1) Lehrstuhl für Ernährung und Immunologie, Technische Universität München (TUM), Gregor-Mendel-Str. 2, 85354 Freising-Weihenstephan, (2) Department of Gastroenterology, Hôpital Saint-Louis, Université de Paris 1, Paris, Frankreich, (3) Abteilung Analytische Pathologie, Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (4) Lehrstuhl für Ernährungsphysiologie, Technische Universität München, Freising-Weihenstephan, (5) ZIEL Institute for Food & Health, Technische Universität München, München

Zeitschrift: Gut 2020; 69: 1939-1951

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5441

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer ROB-55.2–2532.Vet_02-16-159 genehmigt. Die Versuche werden am Kleintierforschungszentrum Weihenstephan (Freising) der Technischen Universität München durchgeführt. Es werden gentechnisch veränderte und nicht veränderte Mäuse in verschiedenen Versuchen eingesetzt. Ein Teil der Mäuse wird jeweils einzeln für 4 Stunden in einen sogenannten metabolischen Käfig (3 Liter Volumen) gesetzt, der auf 30°C erwärmt ist. Sauerstoffverbrauch und Kohlendioxidproduktion werden gemessen. Dann werden die Mäuse kurz aus dem Käfig genommen und die Temperatur wird auf 26°C verringert. Den Mäusen wird eine Substanz unter die Haut gespritzt, die den Stoffwechsel stimuliert und sie werden für 60 bis 70 Minuten wieder zurück in den metabolischen Käfig gesetzt. Während der Versuchsdauer steht den Tieren weder Wasser noch Nahrung zur Verfügung. Eine Woche später werden die Mäuse erneut in den metabolischen Käfig gesperrt. Im Käfig wird nun stufenweise die Temperatur von 30°C in 5 Grad-Schritten auf 0°C abgesenkt. Jede Temperatur wird für 45 bis 90 Minuten gehalten, bevor die Temperatur abgesenkt wird. Die gesamte Prozedur dauert bis zu 8 Stunden, in denen die Tiere weder Wasser noch Nahrung erhalten. Wenn der Sauerstoffverbrauch einer Maus sich als Reaktion auf die Kälte deutlich verringert, wird sie sofort aus dem metabolischen Käfig „gerettet“. Direkt im Anschluss an den Versuch werden die Tiere getötet.

Ein weiterer Teil der Tiere wird in zwei Gruppen aufgeteilt. Eine Gruppe erhält für 8 Wochen eine normale Futtermischung, die andere Gruppe erhält ein Futter mit erhöhtem Fettgehalt. Das Körpergewicht wird wöchentlich kontrolliert. Zu Beginn des Fütterungsversuchs und dann alle 2 Wochen wird die Menge des Körperfetts der Tiere mit einem bildgebenden Verfahren (Magnetresonanzspektroskopie) beurteilt. Der Versuch wird bei 23°C und 30°C durchgeführt. Im Anschluss an die Fütterungsversuche wird den Mäusen eine Substanz in die Bauchhöhle gespritzt, dann werden sie mit einem bildgebenden Verfahren untersucht und im Anschluss getötet. Ihr Fettgewebe wird herausgeschnitten und weiter untersucht.

Einer weiteren Gruppe von Mäusen wird ab einem Alter von 12 Wochen das Futter mit erhöhtem Fettgehalt gegeben. Nach 8 Wochen wird ihnen an 5 aufeinanderfolgenden Tagen ein Wirkstoff oder eine wirkstofffreie Kochsalzlösung in die Bauchhöhle gespritzt. Vermutlich werden auch diese Tiere im Anschluss getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Else Kröner Fresenius Stiftung und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Ernährungswissenschaft, Übergewichtsforschung

Originaltitel: Uncoupling protein-1 expression does not protect mice from diet-induced obesity

Autoren: Hui Wang (1,2), Monja Willershäuser (1,2), Yongguo Li (1,2), Tobias Fromme (1,2), Katharina Schnabl (1,2), Andrea Bast-Habersbrunner (1,2), Samira Ramisch (1,2), Sabine Mocek (1,2), Martin Klingenspor (1,2)*

Institute: (1) Else Kröner Fresenius Zentrum (EKFZ) für Ernährungsmedizin, Technische Universität München, Freising, (2) Lehrstuhl für Molekulare Ernährungsmedizin, Technische Universität München, Gregor Mendel Str. 2, 85354 Freising-Weihenstephan

Zeitschrift: American Journal of Physiology - Endocrinology and Metabolism 2021; 320(2): E333–E345

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5440

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde in Baden-Württemberg unter der Nummer CU-01/16 genehmigt und im NTP-Register unter der Nummer 33978-3-1 registriert.

Männliche Ferkel (Deutsche Landrasse) und gentechnisch veränderte Ferkel werden 4 oder 5 Tage nach ihrer Geburt getötet. Die Deutsche Landrasse-Ferkel werden dafür mit einem Bolzenschuss betäubt und dann durch Aufschneiden der Halsschlagader ausgeblutet. Die gentechnisch veränderten Ferkel, deren Herstellung durch den Staat Bayern unter der Nummer ROB-55.2-2532. Vet_02-17-136 genehmigt wurde, werden in Narkose versetzt und dann ausgeblutet. Stücke aus den Muskeln des Rückens oder des Oberschenkels der Tiere werden entnommen. Aus diesen Muskelstücken werden Zellen isoliert und kultiviert.

Aus einem örtlichen Schlachthof werden Harnröhren weiblicher Schweine bezogen. Die Harnröhren werden aufgeschnitten, dann werden die Muskelzellen der Ferkel in das Gewebe der Harnröhre injiziert. Dazu werden zwei verschiedene Verfahren verwendet: entweder die Muskelzellen werden mit einer Spritze in das Gewebe der Harnröhre injiziert oder mit einem Wasserstrahl in das Gewebe geschossen.

Im Anschluss an die Versuche mit Harnröhren geschlachteter Schweine wird das Verfahren zur Injektion von Muskelzellen mit dem Wasserstrahl an 24 lebenden weiblichen Schweinen getestet. Die Tiere werden narkotisiert und ihre Harnröhre und Blase werden endoskopisch untersucht. Dann wird ein Sensor in die Harnröhre geschoben, der feststellt, wo der Schließmuskel der Harnblase sitzt. An dieser Position werden mit dem Wasserstrahlverfahren Farbstoff-markierte Muskelzellen injiziert. Dabei wird zunächst ein hoher Wasserdruck verwendet, der das Gewebe auflockern soll. Dann werden die Zellen mit geringerem Wasserdruck auf das Gewebe geschossen. Bei 8 der 24 Tieren kommt es durch die Wasserstrahlinjektion zu einer Blutung, bei einem Tier wird die Harnröhre durchstoßen. Nach dem Eingriff werden die Tiere entweder direkt oder nach 2 oder 7 Tagen getötet. Dazu werden sie in Narkose versetzt und mit dem Tötungsmittel T61 getötet. Die Harnröhre und Blase werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Zukunftsfonds des Bundesministeriums der Finanzen gefördert.

Bereich: Biomedizinische Technik, Urologie, Regenerationsforschung

Originaltitel: Replacing needle injection by a novel waterjet technology grants improved muscle cell delivery in target tissues

Autoren: Ruizhi Geng (1), Jasmin Knoll (1), Niklas Harland (2), Bastian Amend (2), Markus D. Enderle (3), Walter Linzenbold (3), Tanja Abruzzese (1), Claudia Kalbe (4), Elisabeth Kemter (5,6), Eckhard Wolf (5,6), Martin Schenk (7), Arnulf Stenzl (2), Wilhelm K. Aicher (1)*

Institute: (1) Klinik für Urologie, Universitätsklinikum Tübingen, Waldhörnlestraße 22, 72072 Tübingen, (2) Klinik für Urologie, Universitätsklinikum Tübingen, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (3) Erbe Elektromedizin GmbH, Tübingen, (4) Institut für Muskelbiologie und Wachstum, Forschungsinstitut für Nutztierbiologie, Dummerstorf, (5) Lehrstuhl für Molekulare Tierzucht und Biotechnologie, Ludwig-Maximilians-Universität München, Oberschleißheim, (6) Center for Innovative Medical Models, Ludwig-Maximilians-Universität München, Oberschleißheim, (7) Universitätsklinik für Allgemeine, Viszeral- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Tübingen, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen

Zeitschrift: Cell Transplantation 2022; 31: 1-17

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5439

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer HT3/16 genehmigt. Die Mäuse werden im Alter von 6 Wochen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratory (Sulzfeld) bezogen und an der Universität Tübingen gehalten.

Im Alter von 7 Wochen werden den Mäusen menschliche Melanomzellen, das sind Zellen des Schwarzen Hautkrebs, unter die Haut der rechten Flanke gespritzt. Dadurch entwickeln sie Tumore. Die Tiere werden in vier Gruppen aufgeteilt. Einer der Gruppen wird 5 Mal wöchentlich ein Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt. Eine andere Gruppe bekommt täglich Ascorbat, das ist eine Form des Vitamin C, in die Bauchhöhle gespritzt. Der dritten Gruppe wird eine Mischung von Wirkstoff und Ascorbat in die Bauchhöhle gespritzt. Die vierte Gruppe erhält eine Injektion von Kochsalzlösung ohne Wirkstoff und Ascorbat in die Bauchhöhle. Die Tiere erhalten über die Versuchsdauer bis zu 20 Spritzen in die Bauchhöhle. Die Mäuse werden jeden zweiten Tag gewogen und die Größe der Tumore wird täglich gemessen. Schließlich werden die Mäuse mit Kohlendioxid erstickt und verschiedene Gewebe bzw. die vorhandenen Tumore für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Pascoe pharmazeutische Präparate GmbH und die Else-Übelmesser Stiftung unterstützt.

Bereich: Krebsforschung, Dermatologie

Originaltitel: Therapeutic efficacy of pharmacological ascorbate on Braf inhibitor resistant melanoma cells in vitro and in vivo

Autoren: Heike Niessner (1,2,3)*, Markus Burkard (1), Christian Leischner (1), Olga Renner (1), Sarah Plöger (2), Francisco Meraz-Torres (2), Matti Böcker (2), Constanze Hirn (2), Ulrich M. Lauer (4), Sascha Venturelli (1,5), Christian Busch (6), Tobias Sinnberg (2,3,7)*

Institute: (1) Fachgebiet für Biochemie der Ernährung, Institut für Ernährungswissenschaften, Universität Hohenheim, Stuttgart, (2)* Universitäts-Hautklinik, Sektion für Dermatologische Onkologie, Universitätsklinikum Tübingen, Liebermeisterstr. 25, 72076 Tübingen, (3) Exzellenzcluster iFIT (Image Guided and Functionally Instructed Tumor Therapies), Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (4) Medizinische Klinik Innere Medizin VIII, Universitätsklinikum Tübingen, Tübingen, (5) Abteilung für Vegetative und Klinische Physiologie, Physiologisches Institut Tübingen, Eberhard Karls Universität Tübingen, Tübingen, (6) Dermatologie zum Delfin, Winterthur, Schweiz, (7) Klinik für Dermatologie, Venerologie und Allergologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Berlin

Zeitschrift: Cells 2022; 11: 1229

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5438

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe unter der Nummer 35-9185.81/G-184/16 genehmigt. Die 30 weiblichen Hausschweine sind ca. 3 Monate alt und wiegen ca. 30 kg.

Die Schweine werden narkotisiert, ihnen wird der Bauchraum aufgeschnitten und ein Teil der Bauchspeicheldrüse entfernt. Die Schnittstelle der Bauchspeicheldrüse wird vernäht, dann wird bei einer Gruppe Schweine ein Testgel und bei einer anderen Gruppe eine Kochsalzlösung auf den Stumpf aufgebracht. Das Testgel soll dabei anzeigen, ob der Stumpf der Bauchspeicheldrüse ausreichend vernäht worden ist, indem es sich verfärbt, sobald Bauchspeicheldrüsenflüssigkeit austritt. Hier wird nur die Verfärbung des Materials beobachtet, wenn tatsächlich Flüssigkeit aus der Bauchspeicheldrüse austritt, werden diese Leckagen nicht chirurgisch versorgt. Im Anschluss wird das zu testende Material mit Mulltüchern und durch Spülen mit Kochsalzlösung entfernt. Um besser überprüfen zu können, ob das zu testende Material einen toxischen Effekt hat, wird die Spülflüssigkeit in der Bauchhöhle belassen. Es wird ein Schlauch in die Bauchhöhle der Tiere gelegt, durch den später Proben der Wundflüssigkeit entnommen werden können. Der Schnitt im Bauch der Schweine wird wieder zugenäht.

In den folgenden 7 Tagen werden Proben von der Flüssigkeit genommen, die durch den Schlauch austritt. Vier Tiere werden 2 Tage nach der Operation getötet und untersucht. Eines der Tiere hört am vierten Tag nach der Operation auf, Nahrung zu sich zu nehmen und wird darauf hin erneut operiert. Bei dem Tier werden Verwachsungen und eine Aufblähung des Dünndarms festgestellt, es wird getötet. Sieben Tage nach der ersten Operation wird auch der Bauchraum der verbliebenen Tiere erneut aufgeschnitten. Bei den meisten Tieren werden dabei Verwachsungen, Abszesse oder Flüssigkeitsansammlungen gefunden. Im Anschluss an die Versuche werden alle Tiere in Narkose durch Spritzen von Kaliumchlorid getötet.

Zusätzlich wird Bauchspeicheldrüsengewebe von 6 weiteren Schweinen eingesetzt, die in einem Chirurgiekurs „verwendet“ wurden.

Die Arbeiten wurden durch die Heidelberger Stiftung Chirurgie und das Medtech 4 Health Programm der Schwedischen Regierungsagentur für Innovation Vinnova (Stockholm, Schweden) gefördert.

Bereich: Chirurgie, Wundheilung, Gastroenterologie, Biomaterialforschung

Originaltitel: SmartPAN: In vitro and in vivo proof-of-safety assessments for an intra-operative predictive indicator of postoperative pancreatic fistula

Autoren: Thomas M. Pausch (1)*, Marc Bartel (2), Jiaqu Cui (1), Ophelia Aubert (1), Clara Mitzscherling (1), Xinchun Liu (1), Bodil Gesslein (3), Peter Schuisky (3), Felix K. F. Kommoss (4), Thomas Bruckner (2), Mohammad Golriz (1), Arianeb Mehrabi (1), Thilo Hackert (1)*

Institute: (1) Klinik für Allgemein-, Viszeral-, und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 420, 69120 Heidelberg, (2) Institut für Rechtsmedizin und Verkehrsmedizin, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (3) Magle Chemoswed, Malmö, Schweden, (4) Pathologisches Institut, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Basic & Clinical Pharmacology & Toxicology 2022; 130: 542–552

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5437

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz (LAVES) unter der Nummer 33.9-42502-04-14/1463 genehmigt. Die Mäuse stammen aus dem Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften in Göttingen.

Die Tiere werden in zwei verschiedenen Käfigtypen gehalten. Die Käfige der ersten Gruppe sind 58 x 40 x 32 cm groß und enthalten zwei Stockwerke. Im unteren Stockwerk befindet sich ein kleiner Bereich mit Futter und ein größerer Bereich mit Wasser, drei Laufrädern, Material zum Nestbau und einem Haus. Die beiden Bereiche sind mit einer Tür verbunden, die sich nur in Richtung des Wasserbereichs öffnen lässt. Das obere Stockwerk besteht aus einem Labyrinth. Um vom Wasser zum Futter zu gelangen, müssen die Mäuse über eine Leiter in das obere Stockwerk steigen und das Labyrinth durchqueren, um dann durch eine Röhre zu dem Bereich mit Futter zu gelangen. Das Labyrinth wird dreimal in der Woche durch ein anderes Labyrinth ersetzt.

Die Mäuse der zweiten Gruppe leben in Standardkäfigen der Maße 36,5 x 20,7 x 14 cm, die aus nur einem Stockwerk bestehen und ausschließlich Material zum Nestbau enthalten.

Im Alter von über 12 Wochen wird den Tieren ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Der Kopf wird in einem stereotaktischen Rahmen fixiert. Die Kopfhaut wird auf einer Länge von 0,5 cm aufgeschnitten und ein Loch in den Schädel gebohrt, durch das Viren in das Gehirn gespritzt werden. Anschließend wird die Haut wieder zugenäht.

Drei bis 6 Wochen nach der Virusinjektion werden die Mäuse erneut in Narkose versetzt. Der Kopf der Tiere wird in einen stereotaktischen Rahmen gespannt. Die Kopfhaut wird entfernt und ein Halter wird auf den Schädel der Tiere geklebt. Es wird ein kreisförmiges, 2-3 mm großes Loch in den Schädel gefräst und der Knochen entfernt. Die Hirnhaut wird entfernt und ein dünner Schlauch eingeführt, durch den Flüssigkeit aus dem Gehirn abfließen kann. Die Öffnung im Schädel wird mit einer Glasplatte verschlossen, die auf den Schädelknochen geklebt wird. Anschließend werden die Mäuse mit dem Halter auf einer kippbaren Platte fixiert und mit einem hochauflösenden Mikroskop wird durch das Glasfenster im Schädel ihr lebendes Gehirn untersucht. Diese Untersuchung dauert 2,5 Stunden.

Vermutlich werden die Tiere im Anschluss getötet, in einer anderen Publikation erwähnen die Autoren aber, dass es möglich sei, das Gehirn der Tiere über einen Zeitraum von Tagen oder sogar Monaten durch das in ihren Schädeln eingebrachte „Fenster“ zu beobachten.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und das Niedersächsische Vorab (VolkswagenStiftung und Niedersächsisches Ministerium für Wissenschaft und Kultur) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie, Bildgebende Verfahren

Originaltitel: Environmental enrichment enhances patterning and remodeling of synaptic nanoarchitecture as revealed by STED nanoscopy

Autoren: Waja Wegner (1,2), Heinz Steffens (1,2), Carola Gregor (3,4,5), Fred Wolf (5,6,7), Katrin I. Willig (1,2,5)*

Institute: (1) Optical Nanoscopy in Neuroscience, Mikroskopie im Nanometerbereich und Molekularphysiologie des Gehirns (CNMPB), Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (2)* Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Hermann-Rein-Str. 3, 37075 Göttingen, (3) Abteilung NanoBiophotonik, Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften, Göttingen, (4) Abteilung Optische Nanoskopie, Institut für Nanophotonik Göttingen, Göttingen, (5) Exzellenzcluster „Multiscale Bioimaging: von molekularen Maschinen zu Netzwerken erregbarer Zellen“ (MBExC), Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (6) Max-Planck-Institut für Dynamik und Selbstorganisation, Göttingen, (7) Göttingen Campus Institut für Dynamik biologischer Netzwerke (CIDBN), Göttingen

Zeitschrift: eLife 2022; 11: e73603

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5436

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 16/2073 genehmigt. Es werden Kreuzungen von unterschiedlich gentechnisch veränderten Tieren sowie nicht gentechnisch veränderte Mäuse eingesetzt. Die gentechnischen Veränderungen führen zu einer Anreicherung des Proteins ?-Synuclein in Nervenzellen und die betroffenen Tiere gelten als sogenannte „Modelle“ zur Untersuchung neurodegenerativer Erkrankungen wie Morbus Parkinson.

Die Auswirkungen der gentechnischen Veränderungen werden für einen Teil der Tiere in sechs verschiedenen Verhaltenstests beobachtet: (1) In einem der Tests wird überprüft, ob die Tiere in der Lage sind, ein Nest zu bauen. Dazu wird ihnen ein Papiertuch in den Käfig gelegt und 24 Stunden später überprüft, ob die Tiere das Tuch zum Nestbau verwendet haben und wie gut das Nest gebaut wurde. (2) In einem weiteren Versuch wird die Bewegung der Mäuse beobachtet, um auf ihre Koordination und Bewegungsaktivität zurückzuschließen. (3) Die Mäuse werden für 5 Minuten in ein Feld gesetzt, in dem sich zwei identische weiße Plastikboxen befinden, dies wird zwei Tage lang wiederholt. Dann wird eine der Plastikboxen durch einen Stein ersetzt. Es wird beobachtet, wie oft sich die Mäuse dem Stein oder der Plastikbox nähern, um daraus Rückschlüsse auf ihr Gedächtnis zu ziehen. (4) Die Tiere werden auf ein sogenanntes „erhöhtes Plus Labyrinth“ gesetzt, welches aus zwei sich kreuzenden Stegen besteht, die die 4 Arme des Labyrinths bilden. Zwei der Arme haben keine und zwei haben Seitenwände. Es wird gemessen, wie lange sich die Tiere in den offenen oder geschützten Armen des Labyrinths aufhalten. Daraus sollen Rückschlüsse auf die Ängstlichkeit der Tiere gezogen werden. (5) In einem weiteren Test werden die Tiere für 3 Minuten in eine neue Umgebung gesetzt. Dann wird ihnen für 30 Sekunden ein hoher Ton vorgespielt und für 2 Sekunden über die Füße ein Stromschlag zugefügt. Am nächsten Tag werden die Tiere erneut in dieselbe Umgebung gesetzt, in der sie zuvor den Stromschlag erhalten haben. Ebenso werden die Tiere in eine neue/andere Umgebung gesetzt und ihnen der Ton vorgespielt, der den Stromschlag begleitet hat. Am Verhalten der Tiere soll abgelesen werden, ob sie die Umgebung oder den Ton mit dem Stromstoß in Verbindung bringen und ängstlich reagieren. (6) Die Mäuse werden auf eine Stange gesetzt, die sich mit steigender Geschwindigkeit dreht. Es wird gemessen, wie lange sich die Tiere halten können, bevor sie herunterfallen.

Die Tiere mit den gentechnischen Veränderungen schneiden bei einem Teil der Tests wesentlich schlechter ab, insbesondere sind die Bewegungsaktivität, das assoziative Lernen sowie die Fähigkeit zum Nestbau beeinträchtigt und die Tiere reagieren ängstlicher.

Für einen Teil der Tiere wird die Lebensdauer untersucht, indem gewartet wird, bis sie sterben. Bedingt durch die genetischen Veränderungen ist ihre Lebenserwartung verkürzt.

Andere Tiere werden mit Kohlendioxid betäubt, dann werden sie getötet, indem ihr Kopf fixiert wird und am Schwanz gezogen wird, wodurch das Rückenmark im Bereich der Halswirbelsäule reißt. Das Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Gesundheit, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Alzheimer’s Drug Discovery Foundation (USA), das U.S. Department of Agriculture, Agricultural Research Service (USA), das Instituto Carlos III (Spanien) und das Spanische Gesundheitsministerium gefördert.

Bereich: Parkinson-Forschung, Neurologie, Neuropathologie

Originaltitel: Cellular prion protein mediates ?-synuclein uptake, localization, and toxicity in vitro and in vivo

Autoren: Tobias Thom (1), Matthias Schmitz (1)*, Anna-Lisa Fischer (1), Angela Correia (1), Susana Correia (1), Franc Llorens (1,2,3), Anna-Villar Pique (1,2,3), Wiebke Möbius (4), Renato Domingues (5), Saima Zafar (1,6), Erik Stoops (7), Christopher J. Silva (8), Andre Fischer (9,10,11), Tiago F. Outeiro (5,12,13), Inga Zerr (1)

Institute: (1) Klinik für Neurologie, Universitätsmedizin Göttingen und Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Georg-August Universität Göttingen, Robert-Koch-Str. 40, 37075 Göttingen, (2) Network Center for Biomedical Research of Neurodegenerative Diseases (CIBERNED), Institute Carlos III, Madrid, Spanien, (3) Bellvitge Biomedical Research Institute, L’Hospitalet de Llobregat, Barcelona, Spanien, (4) Abteilung Neurogenetik, Max-Planck-Institut für Experimentelle Medizin, Göttingen, (5) Abteilung für Experimentelle Neurodegeneration, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (6) Biomedical Engineering and Sciences Department, School of Mechanical and Manufacturing Engineering, National University of Sciences and Technology, Islamabad, Pakistan, (7) ADx NeuroSciences, Gent, Belgien, (8) Produce Safety & Microbiology Research Unit, Western Regional Research Center, United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Albany, USA, (9) Forschungsgruppe Epigenetik und Systemmedizin bei Neurodegenerativen Erkrankungen, Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Göttingen, (10) Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universitätsmedizin Göttingen, Göttingen, (11) Exzellenzcluster Multiscale Bioimaging (MBExC), Georg-August Universität Göttingen, Göttingen, (12) Max-Planck-Institut für Experimentelle Medizin, Göttingen, (13) Translational and Clinical Research Institute, Faculty of Medical Sciences, Newcastle University, Newcastle Upon Tyne, Großbritannien

Zeitschrift: Movement Disorders 2021; 37(1): 39-51

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5435

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde, vermutlich dem Landesamt für Soziales, Gesundheit und Verbraucherschutz Saarland, unter den Nummern 30/2015 und 26/2020 genehmigt. Es werden männliche 8 bis 10 Wochen alte Mäuse eingesetzt, deren Immunsystem nicht richtig funktioniert. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Sulzfeld) und werden am Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie (Homburg/Saar) gehalten.

Die Studie ist in zwei Teile aufgeteilt. Im ersten Teil werden 15 Mäuse durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle narkotisiert, aufgeschnitten und Sphäroide in die Prostata der Tiere injiziert. Sphäroide, das sind kleine Zellklümpchen, welche in diesem Versuch aus Zellen eines menschlichen Prostatakrebses bestehen. Über einen Zeitraum von bis zu 4 Monaten werden die Tiere alle zwei Wochen mit einem bildgebenden Verfahren (Ultraschall oder Computertomographie) untersucht. Zusätzlich wird zu verschiedenen Zeitpunkten Blut abgenommen. Die Blutabnahme erfolgt aus dem Venengeflecht hinter dem Augapfel, wofür üblicherweise eine Glaskapillare unter drehenden Bewegungen in den inneren Augenwinkel geschoben wird, bis Blut in die Kapillare eintritt, was zu Beeinträchtigungen des Sehvermögens der Tiere führen kann. 6, 8 und 10 Wochen nach der Tumor-Injektion wird jeweils ein Teil der Tiere auf nicht genannte Art getötet, ihnen werden Lymphknoten entnommen und auf Metastasen untersucht. Bei einem anderen Teil der Mäuse wird zu den gleichen Zeitpunkten nach dem Einimpfen des Tumors der Prostatatumor entfernt. Dazu werden sie erneut narkotisiert, aufgeschnitten und der Tumor wird herausgeschnitten. Zehn Wochen nach dem Spritzen der Sphäroide ist der Tumor bereits so groß, dass er nicht mehr vollständig entfernt werden kann und 8 Wochen nach dem Spritzen der Sphäroide haben alle Tiere Metastasen in den Lymphknoten.

Die Nager, bei denen der Tumor entfernt wurde, werden weiter mit bildgebenden Verfahren untersucht. Nach der letzten Untersuchung wird den Tieren unter Narkose der Bauch aufgeschnitten und ihre Lymphknoten sowie Blut aus einer in Brust- und Bauchhöhle verlaufenden Vene werden entnommen. Dann werden die Tiere auf nicht genannte Art getötet.

Im zweiten Teil der Studie werden 64 Mäusen wie oben beschrieben ebenfalls Tumorsphäroide in die Prostata injiziert. 5 Tiere überleben diesen Eingriff nicht. Bei einem Teil der überlebenden Tiere wird 8 Wochen später der Primärtumor entfernt, andere Tiere erhalten eine Scheinoperation, bei der lediglich der Bauch der Tiere aufgeschnitten und wieder zugenäht, der Tumor jedoch in der Prostata belassen wird. 30 von 59 Mäusen überleben diese Operation nicht oder sterben kurz darauf an den Folgen des Eingriffs. Die verbleibenden Tiere werden, wie im ersten Versuchsteil beschrieben, alle zwei Wochen mit einem bildgebenden Verfahren untersucht und es wird Blut aus den Gefäßen hinter dem Augapfel entnommen. Die Tiere, die die Scheinoperation erhalten haben, sterben alle innerhalb von 10 Wochen nach der 2. Operation. Von den Mäusen, bei denen der Tumor entfernt wurde, sterben 80 %. Die restlichen Tiere werden getötet.

Die Arbeiten wurden durch die European Association of Urology Research Foundation, gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Andrologie, Chirurgie

Originaltitel: Primary tumor resection decelerates disease progression in an orthotopic mouse model of metastatic prostate cancer

Autoren: Johannes Linxweiler (1)*, Turkan Hajili (1), Philip Zeuschner (1), Michael D. Menger (2), Michael Stöckle (1), Kerstin Junker (1), Matthias Saar (1)

Institute: (1) Klinik für Urologie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät des Saarlandes, Universität des Saarlandes, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar, (2) Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes und Medizinische Fakultät des Saarlandes, Universität des Saarlandes, Geb. 65 und 66, Kirrberger Straße, 66421 Homburg/Saar

Zeitschrift: Cancers 2022; 14: 737

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5434

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesverwaltungsamt Sachsen-Anhalt unter der Nummer 42502–2-1459 Uni MD genehmigt. Es werden Nacktmäuse mit einem eingeschränkten Immunsystem verwendet, die von der Versuchstierzucht Charles River (Frankreich) bezogen werden.

Einem Teil der Mäuse werden im Alter von 10 Wochen menschliche Meningiom-Zellen, das sind Tumorzellen der Hirnhäute, beidseits unter die Haut der Flanken gespritzt. Ein Teil dieser Mäuse erhält dabei gentechnisch veränderte Tumorzellen, der andere Teil der Mäuse unveränderte Tumorzellen. Das Tumorwachstum wird beobachtet. Die Mäuse werden auf nicht genannte Art getötet, sobald der Tumor eine Größe von 1,5 cm erreicht. Die Tumore und Lungen werden aus den Tieren herausgeschnitten und weiter untersucht. Bei bis zu 40% der Tiere haben sich nach 3 Wochen Lungenmetastasen gebildet.

Andere Mäuse werden im Alter von mindestens 8 Wochen durch Spritzen eines Narkosemittels in die Bauchhöhle in Narkose versetzt. Der Kopf der Tiere wird in einen stereotaktischen Rahmen eingespannt, die Kopfhaut wird aufgeschnitten und 1 oder 2 Löcher in den Schädel gebohrt. In jedes dieser Löcher werden in 1 oder 7,5 mm Tiefe menschliche Tumorzellen gespritzt, dann wird die Kopfhaut mit einem Gewebekleber verschlossen. Einem Teil der Tiere wird 2 Mal täglich ein zu testender Wirkstoff mit einer Schlundsonde verabreicht, andere Tiere erhalten eine Lösung ohne Wirkstoff oder gar nichts. Die Tiere leben nach dem Injizieren der Tumorzellen noch zwischen 15 und 25 Tage; ob sie dann sterben oder getötet werden, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Wilhelm Sander-Stiftung und die Deutsche Krebshilfe gefördert.

Bereich: Neuropathologie, Krebsforschung

Originaltitel: AKT1E17K-mutated meningioma cell lines respond to treatment with the AKT inhibitor AZD5363

Autoren: Peter John (1), Natalie Waldt (1), Josephine Liebich (1), Christoph Kesseler (1), Stefan Schnabel (2), Frank Angenstein (3), I Erol Sandalcioglu (4), Cordula Scherlach (5), Felix Sahm (6), Elmar Kirches (1), Christian Mawrin (1)*

Institute: (1) Institut für Neuropathologie, Otto-von-Guericke Universität, Leipziger Str. 44, 39120 Magdeburg, (2) Fachbereich Neurochirurgie, Paracelsus-Klinik Zwickau, Zwickau, (3) Forschergruppe Funktionales Neuroimaging, Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), Magdeburg, (4) Universitätsklinik für Neurochirurgie, Otto-von-Guericke Universität, Magdeburg, (5) Institut für Neuroradiologie, Universitätsklinikum Leipzig, Leipzig, (6) Abteilung für Neuropathologie, Universitätsklinikum Heidelberg

Zeitschrift: Neuropathology and Applied Neurobiology 2022; 48: e12780

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5433

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Karlsruhe und das Regierungspräsidium Oberbayern genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse verwendet und nicht veränderte Mäuse, die aus der Versuchstierzucht Charles River (Sulzbach) stammen. Die Versuche werden an der Interfakultären Biomedizinischen Forschungseinrichtung (IBF) der Universität Heidelberg sowie am Zentrum für Neuropathologie der Medizinischen Fakultät der Ludwig-Maximilians-Universität München durchgeführt.

Im Alter von 8 bis 12 Wochen werden die Mäuse in Narkose versetzt. Den Tieren wird der Bauch aufgeschnitten und es werden Bauspeicheldrüsenkrebs-Zellen in ihre Bauchspeicheldrüse gespritzt. Die Tumore können über einen Zeitraum von 4 Wochen wachsen. In diesem Zeitraum verstirbt ungefähr die Hälfte der Tiere. Ob sie an den Folgen des Tumors sterben oder zuvor getötet werden, wird nicht erwähnt. Nach 4 Wochen werden die noch lebenden Tiere getötet, indem ihr Kopf fixiert wird und dann ruckartig an ihrem Schwanz gezogen wird, wodurch das Rückenmark im Bereich der Halswirbelsäure reißt. Die Milz und der Tumor werden entnommen und der Bauchraum auf Metastasen geprüft. Bei über einem Drittel der Tiere werden Metastasen gefunden.

In einem zweiten Versuchsteil werden weitere Tiere ebenfalls der Operation mit dem Einimpfen der Tumorzellen unterzogen. Dann werden die Tiere in zwei Gruppen unterteilt, denen zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Injektion der Krebszellen insgesamt 5 Mal einer von zwei verschiedenen Antikörpern in die Bauchhöhle gespritzt wird. Von diesen Mäusen sterben fast alle innerhalb von 80 Tagen. Die überlebenden Mäuse werden im Anschluss, vermutlich ebenso wie im ersten Versuchsteil beschrieben, getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Deutsche Krebshilfe, die medizinische Fakultät der Universität Heidelberg und das Deutsche Konsortium für Translationale Krebsforschung gefördert.

Bereich: Krebsforschung

Originaltitel: Pivotal antitumor role of the immune checkpoint molecule B7-H1 in pancreatic cancer

Autoren: Alexandr V. Bazhin (1), Katharina von Ahn (1), Jasmin Fritz (1), Henriette Bunge (1), Caroline Maier (1), Orkhan Isayev (2), Florian Neff (3), Jens T. Siveke (3,4), Svetlana Karakhanova (1)*

Institute: (1) Klinik für Allgemein-, Viszeral-, und Transplantationschirurgie, Universität Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 420, 69120 Heidelberg, (2) Department of Cytology, Embryology, and Histology, Azerbaijan Medical University, Baku, Aserbaidschan, (3) Division of Solid Tumor Translational Oncology, Deutsches Krebsforschungszentrum (DKFZ) und Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung, Standort Universitätsmedizin Essen, Heidelberg, (4) Brückeninstitut für Experimentelle Tumortherapie (BIT), Westdeutsches Tumorzentrum Essen, Universitätsmedizin Essen, Universität Duisburg-Essen, Essen

Zeitschrift: OncoImmunology 2022; 11(1): e2043037

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5432

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Ansbach, Mittelfranken, unter der Nummer 621-2532.31-5/00 genehmigt. Die Schweine nicht genannter Herkunft sind weiblich und ausgewachsen. Als Rasse wird „Hausschwein“ angegeben. Unter Narkose wird bei den Tieren ein Schnitt über dem Schädeldach gemacht und die Haut zur Seite geklappt. In den Schädel werden je Tier 10 Löcher von 1 cm Durchmesser und 1 cm Tiefe gebohrt. Jeweils 3 Löcher werden mit 3 unterschiedlichen Materialien gefüllt: A) körpereigenes Knochenmaterial, B) kommerziell erhältliches Knochenmaterial vom Menschen und C) kommerziell erhältliches Knochenmaterial vom Rind. Das jeweils 10. Loch wird frei gelassen. Knochenhaut und Kopfhaut werden vernäht. Das körpereigene Knochenmaterial stammt aus den Bohrlöchern des jeweiligen Tieres und wird mit einer Knochenmühle zerkleinert. Nach 1, 8 und 12 Wochen werden jeweils 3 Schweine getötet, indem unter Betäubung Pentobarbital in eine Ohrvene injiziert wird. Die Gruppe von 3 Schweinen, die 12 Wochen überleben soll, wird zuvor noch Farbinjektionen unterzogen. Mit einigen Wochen Abstand wird jeweils ein anderer Farbstoff, der sich im wachsenden Knochen ablagert und so nach Tötung der Tiere sichtbar wird, in einen Muskel gespritzt.

Die Arbeit wurde von der Firma Tutogen Medical unterstützt, der Firma, von der die getesteten Knochenmaterialen stammen.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Kieferorthopädie, Tissue Engineering, Implantologie, Wiederherstellungschirurgie

Originaltitel: Bone regeneration in osseous defects - application of particulated human and bovine materials

Autoren: Christian Tudor (1)*, Safwan Srour (1), Michael Thorwarth (2), Philipp Stockmann (1), Friedrich Wilhelm Neukam (1), Emeka Nkenke (1), Karl Andreas Schlegel (1), Endre Felszeghy (3)

Institute: (1) Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen, Glückstr. 11, 91054 Erlangen, (2) Klinik und Poliklinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Jena, Jena, (3) Department of Forensic Medicine, Semmelweis University Budapest, Budapest, Ungarn

Zeitschrift: Oral Surgery, Oral Medicine, Oral Pathology, Oral Radiology, and Endodontology 2008; 105: 430-436

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5431

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Ansbach, Mittelfranken, unter der Nummer 621.2531.31-14-01 genehmigt. Die Schweine sind weiblich und etwa 18 Monate alt. Die Herkunft der Tiere wird nicht erwähnt. Als Rasse wird „Hausschwein“ angegeben. Unter Narkose wird bei den Tieren ein Schnitt über dem Schädeldach gemacht und die Haut zur Seite geklappt. In den Schädel werden je Tier 9 Löcher von 1 cm Durchmesser und 0,7 cm Tiefe gebohrt. In alle Löcher wird ein Zahnimplantat geschraubt, das nicht über den Knochenrand hinausragt. Die Löcher sind größer als die Implantate, so dass Platz zwischen Implantat und Knochen ist. Diese Zwischenräume werden nun nach einem Zufallsmuster auf 4 unterschiedliche Weise gefüllt: A) Kollagen mit Liposomen-Vektoren (kleine Vesikel), die menschliche genetische Information für ein Knochenprotein enthalten, B) nur Kollagen, C) zerkleinertes Knochenmaterial aus dem eigenen Körper mit den Liposomen-Vektoren und D) nur eigenes Knochenmaterial. Das körpereigene Knochenmaterial stammt aus den Bohrlöchern des jeweiligen Tieres und wird mit einer Knochenmühle zerkleinert. Das Kollagen stammt vom Rind. 7 und 28 Tage nach der Operation werden jeweils einige Schweine durch Injektion von Pentobarbital in die Ohrvene getötet. Der Schädelknochen wird untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft und den Verband der Deutschen Dental-Industrie e.V. unterstützt.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Gentherapie, Tissue Engineering, Implantologie

Originaltitel: Bone regeneration after topical BMP-2-gene delivery in circumferential peri-implantat bone defects

Autoren: Rainer Lutz (1)*, Jung Park (1), Endre Felszeghy (2), Jörg Wiltfang (3), Emeke Nkenke (1), Karl Andreas Schlegel (1)

Institute: (1) Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen, Glückstr. 11, 91054 Erlangen, (2) Department of Forensic Medicine, Semmelweis University Budapest, Budapest, Ungarn, (3) Klinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Kiel

Zeitschrift: Clinical Oral Implants Research 2008; 19: 590-599

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5430

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Ansbach, Mittelfranken, unter der Nummer 54-2531.31-28/05 genehmigt. Die Schweine sind weiblich, etwa 18 Monate alt und 110 kg schwer. Die Herkunft der Tiere wird nicht erwähnt. Als Rasse wird „Hausschwein“ angegeben. Zunächst wird unter Narkose am Unterschenkel die Haut aufgeschnitten und etwas Fettgewebe sowie Knochenhaut vom Schienbein entnommen. Mit einer Nadel wird in das Knochenmark des Scheinbeins gestochen, um 10 Milliliter Knochenmark zu gewinnen. Die Schweine erhalten Schmerzmittel für 3 Tage. Die Gewebeproben werden aufbereitet und in kleine Gerüste aus Kollagen vom Rind gefüllt.

Nach mindestens 4 Wochen erfolgt die zweite Operation. Es wird ein langer Schnitt über dem Schädeldach der Tiere gemacht und die Haut zur Seite geklappt. In den Schädel werden jeweils 8 Löcher von 1 cm Durchmesser und 1 cm Tiefe gebohrt. Die Löcher sind mindestens 1 cm voneinander entfernt. Die 8 Löcher werden mit den unterschiedlich gefüllten Kollagengerüsten gefüllt: 2 mit Fettgewebezellen, 2 mit Knochenhautzellen, 2 mit Knochenmarkzellen und 2 nur mit Kollagen. Die Haut über dem Schädeldach wird vernäht. Nach 7, 14, 30, 60 und 90 Tagen werden jeweils einige Schweine durch Injektion von Pentobarbital in eine Ohrvene getötet. Die Schädelknochen werden untersucht.

Die Arbeit wurde durch die ELAN-Fonds der Universität Erlangen-Nürnberg unterstützt.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Wiederherstellungschirurgie, Tissue Engineering, Kieferorthopädie, Implantologie

Originaltitel: Guided bone regeneration in pig calvarial bone defects using autologous mesenchymal stem/progenitor cells – A comparison of different tissue sources

Autoren: Philipp Stockmann (1), Jung Park (2)*, Cornelius von Wilmowsky (1), Emeka Nkenke (1), Endre Felszeghy (3), Jan-Friedrich Dehner (4), Christian Schmitt (1), Christian Tudor (1), Karl Andreas Schlegel (1)

Institute: (1) Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen, Glückstr. 11, 91054 Erlangen, (2), Kinderklinik, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (3) Department of Oral Forensic Medicine, Semmelweis University Budapest, Budapest, Ungarn, (4) Klinik für Mund-, Kiefer-, Plastische Chirurgie, Universitätsklinikum der Goethe-Universität Frankfurt, Frankfurt/M.

Zeitschrift: Journal of Cranio-Maxillo-Facial Surgery 2012; 49: 310-320

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5429

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer 521-2521.31-13/96 genehmigt. Die Ratten der Zuchtlinie Wistar stammen von der Firma Charles River Deutschland. Bei 60 Ratten wird zunächst auf der rechten Halsseite ein 5x5 cm großes Gewebestück bestrahlt. 30 Tiere erhalten eine Strahlendosis von 30 Gy und 30 Ratten 50 Gy. Die Bestrahlung erfolgt über einen Zeitraum von 14 Tagen alle 3-5 Tage für 1,5–2 Minuten.

Vier Wochen später werden alle Tiere, auch die 42 nicht-bestrahlten, unter Narkose einer Operation unterzogen. Auf der Innenseite des rechten Oberschenkelmuskels wird ein 2,5x2,5 cm großes Stück Gewebe mit Haut, Muskeln und Blutgefäßen herausgeschnitten. Die Wunde wird zugenäht. An der bestrahlten Stelle des Halses wird ein 3x3 cm großes Haut-Muskel-Stück herausgeschnitten und das Transplantat vom Bein eingesetzt. Blutgefäße, Muskeln und Haut werden jeweils miteinander vernäht. Bei den nicht bestrahlten Tieren wird an der rechten Halsseite auf gleiche Weise verfahren. In den folgenden 1 bis 7 Tagen wird das Anwachsen des Transplantats beobachtet. Bei 13 Tieren geht das Transplantat nicht an, darunter bei 8 aus der am stärksten bestrahlten Gruppe. Das weitere Schicksal der Ratten wird nicht beschrieben, wahrscheinlich werden sie getötet.

Die Arbeit wurde unterstützt vom Elan-Programm und von der Medizinischen Fakultät der Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg.

Bereich: Transplantationsmedizin, Wiederherstellungschirurgie

Originaltitel: Experimental model for transplantation of a modified free myocutaneous gracilis flap to an irradiated neck region in rats

Autoren: Stefan Schultze-Mosgau (1)*, Ludwig Keilholz (2), Franz Rödel (2), Dirk Labahn (3), Friedrich Wilhelm Neukam (1)

Institute: (1) Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen, Glückstr. 11, 91054 Erlangen, (2) Strahlenklinik, Universitätsklinikum Erlangen, Erlangen, (3) Institut für Tierschutz, Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen

Zeitschrift: International Journal of Oral & Maxillofacial Surgery 2001; 30: 63-69

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5428

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der zuständigen Behörde in Franken unter der Nummer 54-2531.31-25/07 genehmigt. Herkunft, Alter und Größe der Schweine werden nicht genannt. Als Rasse wird „Hausschwein“ angegeben. Bei allen 8 Tieren wird unter Vollnarkose ein 5 cm langer Schnitt in die Schleimhaut am Unterkiefer gemacht und ein 3 x 2,5 cm großes Stück Knochen wird aus dem Unterkiefer herausgeschnitten. Das Knochenstück wird autoklaviert, d.h. durch Hitze keimfrei gemacht. Bei vier Schweinen wird es dann an die gleiche Stelle im Knochen wieder eingesetzt und mit einer Knochenplatte aus Metall und Schrauben fixiert. Bei 4 Schweinen wird das Knochenstück vor dem Einsetzen mit Knochenmarkzellen bestückt, die einige Zeit vor der Operation von dem jeweiligen Schwein aus dem Schienbeinentnommen wurden. Die Entnahme erfolgt mit einer speziellen Nadel, die durch Haut und Knochen gestochen wird, um etwas Knochenmark abzusaugen.

120 Tage nach der Operation werden die Schweine betäubt und durch Injektion von Pentobarbital in eine Vene getötet. Die Unterkieferknochen werden untersucht.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft unterstützt.

Bereich: Biomaterial-Forschung, Implantologie, Wiederherstellungschirurgie, Kieferorthopädie, Tissue Engineering

Originaltitel: Reconstruction of a mandibular defect with autogenous, autoclaved bone grafts and tissue engineering: An in vivo pilot study

Autoren: Cornelius von Wilmowsky (1)*, Sophie Schwarz (1), Josef Matthias Kerl (2), Safwan Srour (1) Michael Lell (3), Endre Felszeghy (4), Karl Andreas Schlegel (1)

Institute: (1) Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgische Klinik, Universitätsklinikum Erlangen, Glückstr. 11, 91054 Erlangen, (2), Institut für Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinikum Frankfurt, Frankfurt/M., (3) Radiologisches Institut, Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen, (4) Department of Oral Forensic Medicine, Semmelweis University Budapest, Budapest, Ungarn

Zeitschrift: Journal of Biomedical Materials Research Part A 2010; 93(4): 1510-1518

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5427

Versuchsbeschreibung: Es wird nicht erwähnt, wo die Versuche genehmigt werden. Es werden Zebrafische beider Geschlechter verwendet, die mit gentechnischen Methoden so verändert wurden, dass bei ihnen durch Behandlung mit dem Antibiotikum Metronidazol die Zellen der Herzklappen zerstört werden. Um das zu erreichen, werden die Fische einzeln in einem Behälter gehalten, in den das Antibiotikum gelöst ist. Das Medikament wird nach 6 Stunden durch mehrmaligen Wasserwechsel entfernt. Die Fische werden zu einem nicht beschriebenen Zeitpunkt narkotisiert und auf ihrem Rücken gelagert in ein Bett aus Knetmasse gelegt. Es werden Ultraschalluntersuchungen gemacht und die Tiere werden danach wieder in ein Becken zur Erholung gebracht. Die Tiere werden auf unbeschriebene Weise getötet und ihnen werden für weitere Analysen die Herzen entnommen. Teilweise wird den Tieren 3 Stunden vor ihrem Tod in die Bauchhöhle eine Lösung gespritzt. Einer anderen Gruppe von Fischen wird 24 Stunden vor und einmalig 1-2 Tage nach der Behandlung mit Metronidazol ein Wirkstoff ins Wasser gegeben. Wiederum andere Tiere bekommen an drei aufeinanderfolgenden Tagen vor der Metronidazolbehandlung einen Wirkstoff in die Bauchhöhle gespritzt.

Zusätzlich finden weitere Versuche statt, bei dem Nierenmark von Fischen in zuvor bestrahlte andere Fische transplantiert wird. Für diese Röntgenbestrahlung, die 1 x täglich an den zwei Tagen vor der Transplantation stattfindet, werden die Fische einzeln in Petrischalen gelegt. 10 ml einer Lösung, die das Nierenmark anderer Fische enthält, wird dann den bestrahlten Tieren in die Bauchhöhle gespritzt. Einen Monat nach der Transplantation werden die Fische auch der Behandlung mit dem Antibiotikum unterzogen, anschließend getötet und ihre Herzen werden untersucht.

Außerdem werden Hitzeschockbehandlungen mit einigen Tieren durchgeführt, wobei die Tiere 30 Minuten in ein 33°C warmes Wasser kommen.

Die Studie wurde durch die Max-Plack-Gesellschaft und die Leducq-Stiftung unterstützt.

Bereich: Regenerationsforschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: TGF-beta signaling promotes tissue formation during cardiac valve regeneration in adult zebrafish

Autoren: Anabela Bensimon-Brito (1), Srinath Ramkumar (1), Giulia L. M. Boezio (1,10), Stefan Günther (2), Carsten Künne (3), Christian S. M. Helker (1), Héctor Sánchez-Iranzo (4), Dijana Iloska (5), Janett Piesker (6), Soni Pullamsetti (5), Nadia Mercader (7,8), Dimitris Beis (9), Didier Y. R. Stainier (1)*

Institute: (1) Abteilung Genetik der Entwicklung, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Ludwigstr. 43, 61231 Bad Nauheim, (2) Bioinformatics and Deep Sequencing Platform, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (3) Bioinformatics Core Unit, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (4) Zellbiologie und Biophysik, EMBL Heidelberg, Heidelberg, (5) Abteilung Entwicklung und Umbau der Lunge, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (6) Wissenschaftliche Servicegruppe Mikroskopie Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (7) Institut für Anatomie, Universität Bern, Bern, Schweiz, (8) Centro Nacional de Investigaciones Cardiovasculares, CNIC, Madrid, Spanien, (9) Developmental Biology, Biomedical Research Foundation of the Academy of Athens, Athen, Griechenland

Zeitschrift: Developmental Cell 2020; 52(1): 9-20.e7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5426

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden vom Ministerium für Energiewende, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung des Landes Schleswig-Holstein unter der Nummer 26-3/18 genehmigt. Die Versuche finden an 10-16 Wochen alten Mäusen statt, die im Forschungszentrum Borstel gezüchtet wurden. Die Tiere erhalten unter die Haut einen Impfstoff gegen Tuberkulose gespritzt (BCG-Impfung). Diesen Tieren, sowie auch ungeimpften Tieren wird in eine Vene ein Erreger gespitzt, der bei Nagetieren Malaria auslöst (Plasmodium berghei). Die Infektion wird mittels einer Untersuchung aus dem Blut vom Schwanz der Mäuse bestätigt. Vom 6. bis 12. Tag nach der Infektion wird das Verhalten der Tiere beobachtet. Bei vielen Tieren wird das Gehirn von dem Erreger befallen (zerebrale Malaria). Falls sie Symptome einer schweren neurologischen Erkrankung aufweisen, werden sie getötet. Einige Tiere bekommen an Tag 8 nach der Infektion einen Farbstoff in eine Vene gespritzt, um die Funktionsfähigkeit der Blut-Hirn-Schranke sichtbar zu machen. Eine Stunde später werden sie durch Spritzen einer Salzlösung ins Herz getötet und ihre Gehirne zur weiteren Untersuchung entnommen. Alle weiteren Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten der Infektion ebenfalls getötet, ihnen wird Blut abgenommen und das Gehirn und die Milz herausgenommen.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Parasitologie, Infektionsforschung, Neurologie

Originaltitel: BCG provides short-term protection from experimental cerebral malaria in mice

Autoren: Julia Witschkowski (1), Jochen Behrends (2), Roland Frank (3), Lars Eggers (1), Linda von Borstel (1), David Hertz (1), Ann-Kristin Mueller (3,4), Bianca E. Schneider (1)*

Institute: (1) Nachwuchsgruppe Koinfektion, Programmbereich Infektionen, Forschungszentrum Borstel, Leibniz Lungenzentrum, Parkallee 1-40, 23845 Borstel, (2) Zentrale Einheit Fluoreszenz-Zytometrie, Forschungszentrum Borstel, Leibniz Lungenzentrum, Borstel, (3) Zentrum für Infektiologie, Parasitologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (4) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), TTU Malaria, Heidelberg

Zeitschrift: Vaccines 2020; 8(4): 745

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5425

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Ministerium für Energiewende, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung des Landes Schleswig-Holstein genehmigt (Genehmigungsnummer: 113-09/16). Die Mäuse werden von Charles River (Sulzfeld) bezogen und die Versuche finden im Forschungszentrum Borstel statt. Die Tiere werden mit dem Erreger der Erkrankung Tuberkulose infiziert, indem die Tiere 40 Minuten lang einem Aerosol, das die Bakterien enthält, ausgesetzt werden. Ab dem ersten Tag nach der Infektion erhalten die Mäuse täglich ein Medikament (Doramapimod). Andere Tiere erhalten stattdessen ein Kontrollmedikament ohne den Wirkstoff. Zu verschiedenen Zeitpunkten, spätestens jedoch nach 28 Tagen Behandlung werden die Tiere auf nicht beschriebene Weise getötet und die Milz und die Lungen werden ihnen entnommen.

In einem weiteren Versuch erhalten die Mäuse erst 28 Tage nach der Infektion das Medikament, andere Tuberkulosemedikamente (Antibiotika) oder eine Kombination aus Doramapimod und den Antibiotika. Diese Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten, spätestens jedoch nach 56 Tagen Infektion getötet, und auch ihre Lungen und Milzen werden für weitere Untersuchungen aus den Tieren herausgeschnitten.

Die Studie wurde durch die Thematic Translational Unit Tuberculosis (TTU TB), das Deutsche Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), dem Zentrum für Molekulare Medizin Köln und die Innovative Medicines Initiative 2 Joint Undertaking (JU) gefördert.

Bereich: Pharmakologie, Infektionsforschung, Lungenforschung

Originaltitel: Chemical p38 MAP kinase inhibition constrains tissue inflammation and improves antibiotic activity in Mycobacterium tuberculosis-infected mice

Autoren: Christoph Hölscher (1,2)*, Jessica Gräb (3,4,5), Alexandra Hölscher (1,2), Annie Linnea Müller (6,7), Stephan C. Schäfer (6,7), Jan Rybniker (3,4,5)*

Institute: (1) Abteilung für Infektionsimmunologie, Forschungszentrum Borstel, Parkallee 30, 23845 Borstel, (2) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Standort Borstel, Parkallee 1-40, 23845 Borstel, (3) Innere Medizin I, Abteilung für Infektionskrankheiten, Universitätsklinikum Köln, Robert-Koch Straße 21, 50931 Köln, (4) Zentrum für Molekulare Medizin Köln, Universität zu Köln, Robert-Koch Straße 21, 50931 Köln, (5) Deutsches Zentrum für Infektionsforschung (DZIF), Standort Köln, Köln, (6) Institut für Pathologie, Universitätsklinikum Köln, Köln, (7) Institut für Pathologie Im Medizin Campus Bodensee, Friedrichshafen

Zeitschrift: Scientific Reports 2020; 10: 13629

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5424

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird durch die Landesregierung Schleswig-Holstein unter der Nummer V244 – 77012/2016 (105-8/15) genehmigt. Es handelt sich um eine Vorstudie, der weitergehende Studien und Versuche folgen sollen. 3 Wochen alte männliche und weibliche Mäuse werden für 6 Wochen steigenden Dosen von Zigarettenrauch ausgesetzt. Dafür werden sie in einer Ganzkörperkammer gehalten, in die einmal pro Tag für eine Stunde an 5 Tagen in der Woche der Zigarettenrauch eingebracht wird. Wöchentlich werden sie gewogen. Kontrolltiere werden für diesen Zeitraum bei normaler Raumluft gehalten. Anschließend werden die Tiere mit Mäusen gepaart, die keinem Zigarettenrauch ausgesetzt waren. Das Körpergewicht der Nachkommen wird in den ersten 21 Lebenstagen erhoben. Es ist davon auszugehen, dass die väterlichen Tiere nach dem Versuch getötet werden, da in weiteren Versuchen der Schleim in der Lunge, Hoden-, Nebenhoden- und Samenleitergewebe entnommen werden und die Spermien untersucht werden. Die Jungtiere werden vermutlich ebenfalls getötet und ihnen wird für weitere Untersuchungen Lebergewebe entnommen. Die Tötungsweise sowie das Schicksal der weiblichen Tiere werden nicht erwähnt.

Bereich: Tabakforschung, Übergewichtsforschung, Lungenforschung

Originaltitel: Preconceptional smoking alters spermatozoal miRNAs of murine fathers and affects offspring’s body weight

Autoren: Barbara Hammer (1), Latha Kadalayil (2), Eistine Boateng (1), Dominik Buschmann (3), Faisal I. Rezwan (2,4), Martin Wolff (1), Sebastian Reuter (1,5), Sabine Bartel (1,6), Toril Mørkve Knudsen (7,8), Cecilie Svanes (8,9), John W. Holloway (2,10), Susanne Krauss-Etschmann (1,11)*

Institute: (1) Frühkindliche Asthmaprägung, Forschungszentrum Borstel, Leibniz Lungenzentrum, Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Parkallee 1-40, 23845 Borstel, (2) Human Development and Health, Faculty of Medicine, University of Southampton, University Hospital Southampton, Southampton, Großbritannien, (3) Lehrstuhl für Tierphysiologie und Immunologie, TUM School of Life Sciences Weihenstephan, Technische Universität München, Freising, (4) School of Water, Energy and Environment, Cranfield University, Cranfield, Großbritannien, (5) Klinik für Pneumologie, Experimentelle Pneumologie, Universitätsmedizin Essen, Ruhrlandklinik, Essen, (6) University of Groningen, University Medical Center Groningen, Department of Pathology and Medical Biology, GRIAC Research Institute, Groningen, Niederlande, (7) Department of Clinical Science, University of Bergen, Bergen, Norwegen, (8) Department of Occupational Medicine, Haukeland University Hospital, Bergen, Norwegen, (9) Centre for International Health, Department of Global Public Health and Primary Care, University of Bergen, Bergen, Norwegen, (10) NIHR Southampton Biomedical Research Centre, University Hospital Southampton, Southampton, Großbritannien, (11) Institut für Experimentelle Medizin, Christian-Albrechts-Universität zu Kiel, Christian-Albrechts-Platz 4, 24118 Kiel

Zeitschrift: International Journal of Obesity 2021; 45(7): 1623–1627

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5423

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) Berlin unter den Nummern T0018/17, T0046/20, T0063/20 und T-CH0019/20 sowie der Nummer G0133/18 genehmigt. Es werden Mäuse verschiedener Entwicklungsstadien vom 12 Tage alten Embryo bis zum erwachsenen Tier und erwachsene Ratten in verschiedenen Versuchen eingesetzt. Gruppen von erwachsene 10 bis 12 Wochen alte Mäuse werden für 8 Stunden entweder einem normalen Sauerstoffgehalt von 21 % oder einem reduzierten Sauerstoffgehalt von 8 % in der Atemluft ausgesetzt. Dadurch leiden die Tiere unter einem extremen Sauerstoffmangel und Atemnot. Ebenso werden Gruppen von Ratten für 6 Stunden einem normalen oder einem reduzierten Sauerstoffgehalt von 8 % ausgesetzt. Die Tiere werden im Anschluss auf nicht genannte Art getötet, ihre Lungen entnommen und untersucht.

In einem weiteren Versuch wird erwachsenen Mäusen ein Wirkstoff in Nussnougatcreme oder aber Nussnougatcreme ohne den Wirkstoff gegeben. Nach 8 Stunden werden die Mäuse auf nichtgenannte Art getötet und ihr Lungengewebe untersucht.

Junge Mäuse verschiedenen Alters (vom Tag der Geburt bis 30 Tage nach der Geburt) werden mit einer Injektion in die Bauchhöhle in Narkose versetzt. Dann wird ihr Brustkorb aufgeschnitten, ihr Herz freigelegt und eine Nadel in das Herz gestoßen, durch die eine Flüssigkeit in das schlagende Herz gepumpt wird. Die Tiere sterben während des Eingriffs und ihre Lungen werden entnommen und untersucht. Weitere Tiere verschiedenen Alters - von neugeboren bis zu erwachsenen Tieren - werden auf nicht genannte Art getötet, ihre Lunge wird entnommen und in kleine Stücke geschnitten, die anschließend in Zellkulturmedium kultiviert und untersucht werden. Ebenso werden Mäuseembryonen verwendet. Wie diese gewonnen werden und was mit den Muttertieren geschieht, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und den Förderverein für frühgeborene Kinder an der Charité e. V. unterstützt.

Bereich: Lungenforschung, Neugeborenenkunde

Originaltitel: Adaptation of the oxygen sensing system during lung development

Autoren: Karin M. Kirschner (1), Simon Kelterborn (1), Herrmann Stehr (2), Johanna L. T. Penzlin (2), Charlotte L. J. Jacobi (2), Stefanie Endesfelder (2), Miriam Sieg (3), Jochen Kruppa (4), Christof Dame (2), Lina K. Sciesielski (2)*

Institute: (1)* Institut für Translationale Physiologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Gliedkörperschaft der Freien Universität Berlin und der Humboldt-Universität zu Berlin, Virchowweg 6, 10117 Berlin, (2) Klinik für Neonatologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Gliedkörperschaft der Freien Universität Berlin und der Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (3) Institut für Biometrie und Klinische Epidemiologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Gliedkörperschaft der Freien Universität Berlin und der Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (4) Institut für Medizinische Informatik, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Gliedkörperschaft der Freien Universität Berlin und der Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin

Zeitschrift: Oxidative Medicine and Cellular Longevity 2022; 9714669

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5422

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) Berlin unter der Nummer G106/19 genehmigt. Die männlichen und weiblichen Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Janvier (Le Genest Saint Isle, Frankreich) und gehören einer Inzuchtlinie an, von der bekannt ist, dass sie besonders anfällig für eine geschlechtsabhängige experimentelle autoimmune Enzephalomyelitis sind. Dabei handelt es sich um eine künstlich herbeigeführte entzündliche Erkrankung des zentralen Nervensystems, die als „Modell“ in der Multiplen Sklerose Forschung eingesetzt wird. Im Alter von 10 bis 15 Wochen werden die Mäuse in zwei Gruppen eingeteilt. Um bei den Mäusen die experimentelle autoimmune Enzephalomyelitis auszulösen, wird ihnen der Eiweißbaustein in einer Wasser-in-Öl Emulsion, die zusätzlich abgetötete Krankheitserreger enthält, gespritzt. Zusätzlich wird ihnen zweimal ein Bakteriengift in die Bauchhöhle gespritzt.

Die Entwicklung der Symptome der experimentellen autoimmunen Enzephalomyelitis wird beobachtet. Sie reicht von einer Lähmung des Schwanzes über eine Lähmung der Hinterbeine bis zu einer Lähmung der Vorderbeine, bevor die Tiere schließlich im Sterben liegen. Mäuse, die eine Querschnittslähmung zeigen oder deren Vorderbeine gelähmt sind, werden auf nicht genannte Weise getötet; dies betrifft in diesem Versuch drei Tiere. Der Höhepunkt der Erkrankung ist nach 10 bis 12 Tagen erreicht. Zu diesem Zeitpunkt werden erkrankte sowie die gesunden Mäuse in einen speziellen Halter gegeben und durch ein gasförmiges Narkosemittel betäubt. Der Kopf der Tiere wird in Vibration versetzt und mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Im Anschluss an die Untersuchung werden die Mäuse mit einer Überdosis Narkosemittel getötet und das Blut in ihrem Körper durch eine konservierende Lösung ersetzt. Ihr Gehirn wird entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Hertie-Stiftung gefördert.

Bereich: Multiple-Sklerose-Forschung, Entzündungsforschung

Originaltitel: Sexual dimorphism in extracellular matrix composition and viscoelasticity of the healthy and inflamed mouse brain

Autoren: Clara Sophie Batzdorf (1), Anna Sophie Morr (2), Gergely Bertalan (2), Ingolf Sack (2), Rafaela Vieira Silva (1,3), Carmen Infante-Duarte (1)*

Institute: (1) Experimental and Clinical Research Center, Max-Delbrück-Centrum für molekulare Medizin und Charité-Universitätsmedizin Berlin, Gliedkörperschaft der Freien Universität Berlin und der Humboldt-Universität zu Berlin, Lindenberger Weg 80, 13125 Berlin, (2) Klinik für Radiologie, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Gliedkörperschaft der Freien Universität Berlin und der Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (3) Einstein Center for Neurosciences Berlin, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Gliedkörperschaft der Freien Universität Berlin und der Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin

Zeitschrift: Biology 2022; 11(2): 230

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5421

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 15/1755 genehmigt. Die Spinnen werden für die Gewinnung der Spinnenseide auf nicht näher beschriebene Weise fixiert und die Spinnenseide wird mit einer speziellen Maschine gewonnen. Je Spinne werden 4,5 Meter Seide gewonnen. Die Spinnenseide wird sterilisiert und dann in Blutgefäße gezogen, von denen die Zellen entfernt wurden, bis der Durchmesser der Gefäße zu 1/3 mit der Seide gefüllt ist. Die Blutgefäße stammen von Schafen, die in einem anderen Versuch eingesetzt wurden. Den weiblichen Schafen wird Blut abgenommen. und ein Katheter in eine Vene des Halses geschoben. Unter Vollnarkose bekommen die Tiere eine Lumbalanästhesie, das heißt ihnen wird ein Betäubungsmittel in die Wirbelsäule gespritzt. Der Schienbeinnerv der Schafe wird freigeschnitten und so durchtrennt, dass eine Lücke von 6 cm Länge entsteht. In diese Lücke wird nun entweder ein mit Spinnenseide gefülltes Blutgefäß genäht oder der entnommene Schienbeinnerv wird verkehrt herum wieder in die Lücke eingesetzt. Nach der Operation wird den Tieren für 3 Tage ein Schmerzmittel und für 5 Tage ein Antibiotikum verabreicht, dann wird der Venenkatheter entfernt. Als Folge der Nervenverletzung leiden die Tiere unter einer Lähmung des Hinterbeins. Die Empfindungsfähigkeit des Hinterbeins und die Fähigkeit, ihn beim Laufen einzusetzen wird wöchentlich kontrolliert.

Die Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten (zwischen 20 Tagen und 6 Monaten) nach der Zufügung der Nervenschädigung in Narkose versetzt. Dazu wird ihnen wiederum ein Katheter in eine Vene des Halses geschoben. Die Funktion des Schienbeinnerven wird mit Hilfe von Elektroden sowohl für das geschädigte Bein als auch für das gesunde Bein untersucht. Im Anschluss an die Messungen werden die Tiere mit Pentobarbital getötet. Die Schienbeinnerven werden herausgeschnitten und feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die VolkswagenStiftung gefördert.

Bereich: Neurologie, Biomaterial-Forschung, Mikrochirurgie, Wiederherstellungschirurgie

Originaltitel: Spider silk nerve graft promotes axonal regeneration on long distance nerve defect in a sheep model

Autoren: Tim Kornfeld (1,2), Jasmin Nessler (3), Carina Helmer (4), Regina Hannemann (4), Karl-Heinz Waldmann (4), Claas-Tido Peck (1), P. Hoffmann (5), Gudrun Brandes (5), Peter Maria Vogt (1), Christine Radtke (1,2)*

Institute: (1) Klinik für Plastische, Ästhetische, Hand- und Wiederherstellungschirurgie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2) Universitätsklinik für Plastische Rekonstruktive und Ästhetische Chirurgie, Medizinische Universität Wien, Wien, Österreich, (3) Klinik für Kleintiere, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (4) Klinik für kleine Klauentiere und forensische Medizin und Ambulatorische Klinik, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover, (5) Institut für Neuroanatomie und Zellbiologie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover

Zeitschrift: Biomaterials 2021; 271: 120692

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5420

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.12-42502-04-17/2580 genehmigt. Die Versuche werden am Institut für Versuchstierkunde und Zentrales Tierlaboratorium der Medizinischen Hochschule Hannover durchgeführt, wo auch die Zucht der Mäuse stattfindet. Die weiblichen 8 bis 12 Wochen alten Tiere werden in unterschiedliche Gruppen eingeteilt und in Narkose versetzt. Ihre Haut wird an drei Stellen aufgeschnitten (zwei Schnitte auf einer Körperseite, ein Schnitt auf der anderen Seite); jeder Schnitt ist 1 cm lang. Ausgehend von den Einschnitten werden Gewebetaschen ausgeformt. Bei einem Teil der Tiere werden in diese Taschen Titanzylinder von 7 mm Länge und 3,3 mm Durchmesser gelegt, bei den anderen Tieren bleiben die Gewebetaschen leer. Die Einschnitte werden vernäht und 30 Minuten später wird eine Flüssigkeit in die Gewebetasche gespritzt. Diese Flüssigkeit enthält bei einem Teil der Mäuse eines von vier verschiedenen Bakterien, die im Mund von Menschen vorkommen und dort eine Parodontitis hervorrufen können. Bei anderen Tieren wird eine Kombination von zwei Bakterien, oder eine Flüssigkeit ohne Bakterien gespritzt. Drei Wochen nach dem Einsetzen der Titanzylinder werden die Mäuse mit einer Überdosis eines Narkosemittels getötet und Blut aus ihrem Herzen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch den Forschungsverbund BIOFABRICATION for NIFE gefördert, der durch das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft und Kultur und die VolkswagenStiftung unterstützt wird. Weitere Förderungen erfolgten durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Medizinische Hochschule Hannover (MHH) und die Alexander von Humboldt-Stiftung.

Bereich: Implantologie, Infektionsforschung, Entzündungsforschung

Originaltitel: Bacterial-specific induction of inflammatory cytokines significantly decreases upon dual species infections of implant materials with periodontal pathogens in a mouse model

Autoren: Muhammad Imran Rahim (1)*, Andreas Winkel (1), Alexandra Ingendoh-Tsakmakidis (1), Stefan Lienenklaus (2), Christine S. Falk (3), Michael Eisenburger (1), Meike Stiesch (1)

Institute: (1) Niedersächsisches Zentrum für Biomedizintechnik, Implantatforschung und Entwicklung (NIFE), Klinik für Zahnärztliche Prothetik und Biomedizinische Werkstoffkunde, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Carl-Neuberg-Str. 1, 30625 Hannover, (2)* Institut für Versuchstierkunde, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover, (3) Institut für Transplantationsimmunologie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover

Zeitschrift: Biomedicines 2022; 10: 286

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5419

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Gießen unter der Nummer A 27/2012 genehmigt. Die Tiere werden an der Klinik für Geburtshilfe, Gynäkologie und Andrologie der Groß- und Kleintiere mit Tierärztlicher Ambulanz der Justus-Liebig-Universität Gießen gehalten.

Die unter einem Jahr alten Ziegenböcke werden an eine speziell für Schafe und Ziegen entwickelte künstliche Vagina gewöhnt. Dabei handelt es sich um ein eine mit warmem Wasser auf 41°C erwärmte Röhre mit einem innenliegenden Plastikschlauch. Zwei weibliche Alpenziegen werden verwendet, um die Böcke sexuell zu stimulieren, bevor ihnen die künstliche Vagina angeboten wird. Von jedem Bock wird mehrfach Sperma gewonnen, wobei zwischen den einzelnen Gewinnungen mindestens 5 Tage liegen. Das Sperma wird im Anschluss unterschiedlich gelagert und seine Qualität wird untersucht.

Nach den Versuchen bleiben die Ziegen im Bestand der Klinik und werden vermutlich in weiteren Versuchen eingesetzt.

Bereich: Tierzucht, Reproduktionsforschung, Nutztierwissenschaften

Originaltitel: Effect of temperature and time after collection on buck sperm quality

Autoren: Kirsten Hahn (1)*, Klaus Failing (2), Axel Wehrend (3)

Institute: (1) Klinik für Pferde, Ludwig-Maximilians-Universität München, Veterinärstraße 13, 80539 München, (2) Arbeitsgruppe Biomathematik und Datenverarbeitung, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen, (3) Klinik für Geburtshilfe, Gynäkologie und Andrologie der Groß- und Kleintiere mit Tierärztlicher Ambulanz, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen

Zeitschrift: BMC Veterinary Research 2019; 15: 355

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5418

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen in Recklinghausen unter der Nummer 84-02.04.2013-A127 genehmigt. Die Tierhaltung und Zucht wird vom Gesundheits-, Veterinär- und Lebensmittelüberwachungsamt Bielefeld genehmigt. Die Wachteln stammen aus dem Institut National de la Recherche Agronomique (INRA) (Nouzilly, Frankreich).

Im Alter von 29 Tagen werden die Tiere in Gruppen eingeteilt. Eine Gruppe wird in Zweiergruppen bestehend aus einem Männchen und einem Weibchen gehalten, die anderen Tiere werden in Vierergruppen bestehend aus drei Weibchen und einem Männchen gehalten. Die Zweiergruppen haben einen Käfig der Maße 75 x 80 x 40 cm und die Gruppen einen Käfig von 150 x 80 x 40 cm. Einige der Paare und Gruppen müssen getrennt werden, weil es in den Käfigen zu Aggressionen kommt.

Von den Wachteln gelegte Eier werden aus den Käfigen genommen und in einem Inkubator ausgebrütet. Nach der Entnahme der Eier werden die Wachteln gefangen und ihnen wird Blut aus einer Flügelvene abgenommen. Anschließend werden die Wachteln für 10 Minuten in einen Beutel gesteckt, um sie zu stressen, dann wird erneut Blut abgenommen, um die Stresshormone zu bestimmen. Ca. eine Woche später wird erneut Blut aus einer Flügelvene entnommen. Dann wird ein Hormon in einen Brustmuskel der Tiere gespritzt. 30 Minuten später wird erneut Blut abgenommen.

Aus den Eiern schlüpfen 132 Küken einzeln in kleinen Behältern von 5,5 x 5,5 x 5 cm Größe. Drei der Küken weisen Geburtsdefekte auf und werden vermutlich getötet. Die Küken werden gewogen und ihnen wird Blut aus der Halsschlagader entnommen. Die Küken werden in Gruppen von 5 oder 6 Tieren in Käfigen von 75 x 80 x 40 cm gehalten. 19 Küken sterben innerhalb von 23 Tagen. Die Küken werden mehrfach gewogen und es werden mehrere nicht näher beschriebene Verhaltenstests durchgeführt. Ungefähr drei Wochen nach dem Schlüpfen wird den Jungtieren Blut aus einer Flügelvene entnommen. Dann wird ihnen ein Hormon in den Brustmuskel gespritzt. 10 Minuten nach der Injektion wird erneut Blut angenommen. Das weitere Schicksal der Tiere ist nicht bekannt.

Die Arbeiten wurden durch die VolkswagenStiftung gefördert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierzucht

Originaltitel: No evidence for sex-specific effects of the maternal social environment on offspring development in Japanese quail (Coturnix japonica)

Autoren: Esther M.A. Langen (1,2)*, Nikolaus von Engelhardt (1), Vivian C. Goerlich-Jansson (1,2)

Institute: (1) Arbeitsgruppe Verhaltensforschung, Fakultät für Biologie, Universität Bielefeld, Morgenbreede 45, 33615 Bielefeld, (2) Department of Animals in Science and Society, Utrecht University, Utrecht, Niederlande

Zeitschrift: General and Comparative Endocrinology 2018; 263: 12-20

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5417

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen in Recklinghausen unter der Nummer 84-02.04.2013-A127 genehmigt. Die Tierhaltung und Zucht wird vom Gesundheits-, Veterinär- und Lebensmittelüberwachungsamt Bielefeld genehmigt. Die Wachteln stammen aus dem Institut National de la Recherche Agronomique (INRA) (Nouzilly, Frankreich).

Die weiblichen Wachteln der ersten Generation werden ab einem Alter von 29 Tagen unter zwei verschiedenen Bedingungen gehalten: Entweder gemeinsam mit einem Männchen in einer Zweiergruppe oder gemeinsam mit zwei weiteren Weibchen und einem Männchen in Vierergruppen. Vergesellschaftet werden dabei Wachteln, die sich vorher nicht kennen. Die Wachteln legen Eier, aus denen 53 weibliche und 15 männliche Wachteln schlüpfen. Die weiblichen Tiere dieser zweiten Generation werden ab dem 24. Lebenstag wiederum in Gruppen aufgeteilt, die in verschiedenen Gruppengrößen gehalten werden: in Zweiergruppen mit einem weiteren, bisher unbekannten weiblichen Tier oder in Vierergruppen mit drei weiteren, bisher unbekannten weiblichen Tieren. Da es unter diesen Bedingungen zu Aggressionen kommt, muss ein Teil der Tiere durch zusätzliche Gitter in den Käfigen voneinander getrennt werden. Eines der Tiere wird von seinen Artgenossen so schwer verletzt, dass es auf nicht genannte Art getötet wird. Die 15 männlichen Tiere werden einzeln gehalten und nur für die Paarung zweimal in der Woche für jeweils 20 Minuten zu den weiblichen Tieren gesetzt. Die aus den Paarungen hervorgehenden Eier werden aus den Käfigen entnommen und in einem Inkubator ausgebrütet. Die Wachteln der dritten Generation schlüpfen in kleinen Behältnissen von 5,5 x 5,5 x 5 cm Größe. Die Küken werden gewogen und ihnen wird Blut aus der Halsschlagader entnommen.

Bei den Tieren der zweiten Generation wird nach der Eiablage Blut abgenommen, um es auf Stresshormone zu untersuchen. Dazu werden die Tiere gefangen und Blut aus einer Vene des Flügels entnommen. Anschließend werden die Wachteln für 10 Minuten in einen Baumwollsack gesteckt, um die Tiere zu stressen. Dann wird erneut Blut abgenommen.

In einem weiteren Versuch werden die Tiere wiederum eingefangen und ihnen wird Blut aus einer Vene im Flügel abgenommen, um es auf Sexualhormone zu untersuchen. Dann wird ihnen ein Hormon in einen Brustmuskel gespritzt und sie werden zurück in ihren Käfig gesetzt. 30 Minuten nach der Hormoninjektion werden die Tiere erneut gefangen und ihnen wird wieder Blut abgenommen. Das weitere Schicksal der Tiere ist nicht bekannt.

Die Arbeiten wurden durch die VolkswagenStiftung gefördert.

Bereich: Nutztierwissenschaften, Tierzucht

Originaltitel: Effects of the maternal and current social environment on female body mass and reproductive traits in Japanese quail (Coturnix japonica)

Autoren: Esther M. A. Langen (1,2)*, Vivian C. Goerlich-Jansson (1,2), Nikolaus von Engelhardt (1)

Institute: (1) Arbeitsgruppe Verhaltensforschung, Fakultät für Biologie, Universität Bielefeld, Morgenbreede 45, 33615 Bielefeld, (2) Department of Animals in Science and Society, Utrecht University, Utrecht, Niederlande

Zeitschrift: Journal of Experimental Biology 2019; 222: jeb187005

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5416

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch den Tierschutzbeauftragten der Tierärztlichen Hochschule Hannover genehmigt. Die männlichen Ziegen werden im Alter von 8 Wochen in 4 Gruppen eingeteilt. Eine Gruppe erhält eine Standardfuttermischung mit normalem Protein- und Calciumgehalt, zwei weitere Gruppen erhalten Futter mit reduziertem Protein- oder Calciumgehalt und die letzte Gruppe erhält Futter mit reduziertem Calcium- und Proteingehalt. Diese Fütterung wird für 6 bis 8 Wochen beibehalten, dabei werden die Tiere wöchentlich gewogen. Dann werden die Tiere getötet. Dazu werden sie mit einem Bolzenschussgerät betäubt und anschließend ausgeblutet. Die Nebenschilddrüsen werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Tierernährung, Nutztierwissenschaften

Originaltitel: Dietary protein and calcium modulate parathyroid vitamin D receptor expression in young ruminants

Autoren: Mirja R. Wilkens, Nadine Schnepel, Alexandra S. Muscher-Banse*

Institute: Institut für Physiologie und Zellbiologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Bischofsholer Damm 15, 30173 Hannover

Zeitschrift: The Journal of Steroid Biochemistry and Molecular Biology 2020; 196: 105503

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5414

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden nach dem deutschen Tierschutzgesetz genehmigt, Details werden nicht genannt. Es werden Wachteln aus einem Kreuzungsversuch verwendet, der am Institut National de la Recherche Agronomique (INRA) (Nouzilly, Frankreich) durchgeführt wurde. Offensichtlich finden die Versuche aber in Stuttgart statt. Wachteln werden hier als „Modell“ für andere Geflügelarten eingesetzt, weil sie kleiner sind und weniger Platz benötigen und schneller wachsen.

An den ersten 5 Tagen nach dem Schlüpfen erhalten die Wachteln Standardfutter. Ab dem 6. Tag erhalten sie eine phosphorarme Futtermischung die im Wesentlichen aus Mais, Maisstärke und Sojamehl besteht. An ihrem 7. Lebenstag werden die Tiere einzeln in spezielle Käfige gesperrt. Dort wird nach einer zweitägigen Eingewöhnungsphase ihre Futteraufnahme überwacht und ihre Ausscheidungen werden für Untersuchungen gesammelt. An ihrem 10. und 15. Lebenstag werden die Tiere gewogen. Am 15. Tag werden die Tiere getötet. Das rechte Schienbein wird entnommen und der rechte Fuß der Tiere wird abgetrennt. Schienbein und Fuß werden getrocknet und verbrannt, um die Asche zu untersuchen.

Bereich: Tierernährung, Nutztierwissenschaften

Originaltitel: Genetic parameters for bone ash and phosphorus utilization in an F2 cross of Japanese quail

Autoren: Susanne Künzel, Jörn Bennewitz, Markus Rodehutscord*

Institute: Institut für Nutztierwissenschaften, Universität Hohenheim, Emil-Wolff-Str. 8, 70599 Stuttgart

Zeitschrift: Poultry Science 2019; 98(10): 4369-4372

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5413

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Land Nordrhein-Westphalen genehmigt. Bei den Tauben handelt es sich um Brieftauben, die von lokalen Züchtern erworben werden. Die Tauben werden einzeln in Gitterkäfigen gehalten. An Tagen, an denen die Versuche stattfinden, erhalten die Tauben ausschließlich während der Versuche Nahrung als Belohnung. Sie sollen durch Hunger dazu gebracht werden, bei den Versuchen zu kooperieren; das Gewicht der Tiere wird deshalb um 10 bis 20 % unter dem Gewicht gehalten, welches sie bei frei verfügbarer Nahrung hätten.

Die Versuche werden in einer kleinen Kammer (33 x 34 x 34 cm) durchgeführt. Damit die Tiere nicht von äußeren Reizen abgelenkt werden, wird ihnen ein konstantes Rauschen in einer Lautstärke von 60 Dezibel, das entspricht in etwa normalem Straßenverkehr, vorgespielt. In der Kammer gibt es 3 verschieden farbig beleuchtete Knöpfe, einen Futterautomaten und einen Bildschirm, auf dem den Tauben verschiedene Symbole gezeigt werden.

Die Tauben werden zunächst trainiert. Dabei werden den Tieren zwei verschiedene Muster auf dem Bildschirm gezeigt. Jedem der Muster ist einer der Knöpfe zugeordnet. Picken die Tauben innerhalb einer kurzen Zeitspanne nach Erscheinen des Symbols auf den richtigen Knopf, ertönt ein Geräusch und sie erhalten etwas Futter als Belohnung.

Dann wird den Tauben ein Narkosemittel gespritzt. Die Kopffedern werden abgeschnitten und der Kopf der Tauben wird in einen stereotaktischen Rahmen eingespannt. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten. Es wird ein Loch in den Schädel gebohrt, durch das Elektroden in das Gehirn der Tiere gestoßen werden. Die Elektroden werden mit Zahnzement und Schrauben am Schädel fixiert. Am Vorderkopf wird ein weiteres Loch in den Schädel gebohrt, durch das ein Draht in den Schädel eingeführt wird. Im Anschluss an die Operation erhalten die Tauben Schmerzmittel und dürfen sich für 10 Tage „erholen“.

Danach beginnen die eigentlichen Experimente, bei denen den Tauben vier verschiedene Muster gezeigt werden, die beiden Muster aus der Trainingsphase und zwei neue Muster. Für die beiden neuen Muster müssen die Tauben nun herausfinden, auf welchen Knopf sie picken müssen, damit sie etwas Futter erhalten. Das Drücken des richtigen Knopfs muss innerhalb von 2 Sekunden erfolgen. Wenn die Tiere den falschen Knopf drücken werden sie bestraft, indem in der Kammer das Licht ausgeht.

Nachdem die Tauben diesen Versuchsablauf beherrschen, werden die Versuchsbedingungen auf unterschiedliche Weise geändert. Zum Beispiel erfolgt auf eines der Muster nach dem Picken auf den korrekten Knopf keine Belohnung mehr, damit die Tiere das zuvor als Reaktion auf dieses Muster erlernte Verhalten wieder verlernen. Auch die Tonsignale, die in Folge eines korrekten oder falschen Versuchs abgespielt werden, werden variiert. Während der Versuche wird über die Elektroden die Aktivität der Gehirnzellen gemessen. Das weitere Schicksal der Tauben wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Verhaltungsforschung, Neurologie

Originaltitel: Trial-by-trial dynamics of reward prediction error-associated signals during extinction learning and renewal

Autoren: Julian Packheiser (1), José R. Donoso (2), Sen Cheng (2), Onur Güntürkün (1), Roland Pusch (1)*

Institute: (1) Abteilung für Biopsychologie, Fakultät für Psychologie, Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44780 Bochum, (2) Institut für Neuroinformatik, Ruhr-Universität Bochum, Bochum

Zeitschrift: Progress in Neurobiology 2021; 197: 101901

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5412

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Gießen genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse und nicht-veränderte Mäuse verwendet, die aus der Versuchstierzucht Jackson Laboratory (Bar Harbor, USA) stammen. Die gentechnisch manipulierten Mäuse sind dabei anfälliger für chronische Veränderungen der Lunge. Einem Teil der Tiere wird im Alter von 13 Wochen entweder Bleomycin oder eine Kochsalzlösung in die Luftröhre gegeben. Bei Bleomycin handelt es sich um ein Krebsmedikament von dem bekannt ist, dass es die Lungen schädigt und eine Lungenfibrose verursacht. Die Tiere werden 7 oder 14 Tage nach dieser Behandlung getötet. Im Alter von 13 und 42 Wochen werden auch die anderen Mäuse durch Injektion einer Überdosis eines Narkosemittels getötet. Bei den älteren gentechnisch veränderten Tieren werden Veränderungen der Lunge festgestellt.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Lungenforschung

Originaltitel: Susceptibility of microtubule-associated protein 1 light chain 3b (MAP1LC3B/ LC3B) knockout mice to lung injury and fibrosis

Autoren: Vidya Sagar Kesireddy (1,4), Shashi Chillappagari (2), Saket Ahuja (1,4), Lars Knudsen (5,6,7), Ingrid Henneke (2,4), Johannes Graumann (8,9), Silke Meiners (10), Matthias Ochs (5,6,7,11), Clemens Ruppert (1,4), Martina Korfei (1,4), Werner Seeger (1,4,3), Poornima Mahavadi (1,4)*

Institute: (1) Innere Medizin, Justus-Liebig-Universität Gießen, Universities of Giessen and Marburg Lung Center (UGMLC), Seltersberg, Gaffkystr. 11, 35392 Gießen, (2) Biochemisches Institut, Fachbereich Medizin, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen, (3) Cardio-Pulmonary Institute (CPI), Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen, (4) Universities of Giessen and Marburg Lung Center (UGMLC), Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Gießen, (5) Institut für Funktionelle und Angewandte Anatomie, Medizinische Hochschule Hannover (MHH), Hannover, (6) Biomedical Research in Endstage and Obstructive Lung Disease Hannover (BREATH), Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Hannover, (7) Exzellenzcluster: Von Regenerativer Biologie zu Rekonstruktiver Therapie (REBIRTH), Hannover, (8) Biomolekulare Massenspektrometrie, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (9) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Standort Rhein-Main, Frankfurt, (10) Comprehensive Pneumology Center (CPC), Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Klinikum der Universität München, Ludwig-Maximilians-Universität München und Helmholtz Zentrum München, München, (11) Institut für Funktionelle Anatomie, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Berlin

Zeitschrift: The FASEB Journal 2019; 33(11): 12392–12408

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5411

Versuchsbeschreibung: Das Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz in Koblenz genehmigt die Studie unter der Nummer G15-1–077. Es werden männliche Hausschweine unbekannter Herkunft mit einem Gewicht von 26 – 33 kg verwendet. Alle Tiere werden in Narkose gelegt und in ihre Blutgefäße werden verschiedene Katheter eingebracht. Sie werden in 4 Gruppen zu je 8 Tieren eingeteilt: Bei Gruppe 1, 2 und 3 wird eine Lungenverletzung hervorgerufen, Gruppe 4 dient als Kontrolle. Die Tiere der Gruppe 2 erhalten einen halben Tag zuvor, sowie direkt nach der Lungenschädigung ein bestimmtes Medikament (Rosuvastatin) und die Tiere der Gruppe 3 erhalten das Medikament nur nach der Lungenverletzung. Die Schädigung wird hervorgerufen, indem ihnen Ölsäure in die Blutgefäße injiziert wird, die zur Lunge führen. Eine Verschlechterung der gemessenen Überwachungsmessgrößen bestätigt die Organschädigung und es werden Blutproben abgenommen. Die Ratten werden anschließend nach einem Standardprotokoll behandelt, welches an die Behandlung von Menschen mit Lungenschädigung angelehnt ist. Dabei werden sie weiterhin beatmet und erhalten gegebenenfalls kreislaufstabilisierende Medikamente. 6, 12 und 18 Stunden nach der Lungenverletzung wird den Tieren erneut Blut abgenommen. Nach der letzten Blutabnahme werden die Tiere durch eine Überdosis an Narkosemittel (Propofol) und Kalium getötet und ihre Gehirne und Lungen werden zur weiteren Untersuchung entnommen.

Bereich: Anästhesiologie, Intensivmedizin

Originaltitel: Influence of rosuvastatin treatment on cerebral inflammation and nitro-oxidative stress in experimental lung injury in pigs

Autoren: Jens Kamuf (1)*, Andreas Garcia Bardon (1), Alexander Ziebart (1), Robert Rümmler (1), Johannes Schwab (1), Mobin Dib (2), Andreas Daiber (2), Serge C. Thal (1), Erik K. Hartmann (1)

Institute: (1) Klinik für Anästhesiologie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstraße 1, 55131 Mainz, (2) Zentrum für Kardiologie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz

Zeitschrift: BMC Anesthesiology 2021; 21: 224

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5410

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz unter der Nummer 14-1-085 genehmigt. Es werden weibliche Ratten (Zuchtlinie Sprague-Dawley) mit einem Gewicht von 250-300g verwendet, die aus dem Translational Animal Research Center (TARC) der Universitätsmedizin Mainz stammen. Die Tiere werden durch Spritzen eines Mittels in die Bauchhöhle in Narkose gelegt und erhalten ein Mittel zur Betäubung auf die Augen aufgetragen. Der Hälfte von ihnen wird mit einer Nadel eine Substanz, die Schwefelwasserstoff freisetzt, direkt in das linke Auge gespritzt und die anderen 6 Tiere bekommen stattdessen auf gleiche Weise eine Kochsalzlösung. Anschließend wird bei allen Tieren in die Vorderkammer des linken Auges eine Nadel eingeführt und Kochsalzlösung eingebracht, sodass der Augeninnendruck 60 Minuten lang stark erhöht wird. Dadurch werden Teile des Auges zu wenig durchblutet und es kommt zu einer Schädigung der Netzhaut. Nach dem Eingriff werden die Ratten noch 24 Stunden am Leben gehalten und beobachtet, bis sie mit Kohlenstoffdioxid erstickt werden. Nach ihrem Tod werden ihnen die Augen entnommen und untersucht, wobei die unbehandelten Augen als Kontrolle dienen.

Die Studie wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Augenheilkunde

Originaltitel: Proteomics Reveals the Potential Protective Mechanism of Hydrogen Sulfide on Retinal Ganglion Cells in an Ischemia/Reperfusion Injury Animal Model

Autoren: Hanhan Liu (1), Natarajan Perumal (1), Caroline Manicam (1), Karl Mercieca (2), Verena Prokosch (3)*

Institute: (1) AG Experimentelle und Translationale Ophthalmologie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (2) Royal Eye Hospital, School of Medicine, University of Manchester, Manchester, Vereinigtes Königreich, (3) Augenklinik und Poliklinik, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstraße 1, 55131 Mainz

Zeitschrift: Pharmaceuticals 2020; 13(9): 213

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5409

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz in Koblenz unter den Nummern G15-1-051 und G18-1-080 genehmigt. Es werden männliche genetisch veränderte Mäuse benutzt, denen ein bestimmtes Protein fehlt, sowie deren Wurfgeschwister, die das Protein besitzen. Die Tiere stammen vom Jackson Laboratory (USA) und sind zwischen 10 und 12 Wochen alt. Über eine Pumpe, die unter die Haut operiert wird, erhalten die Mäuse für entweder 7 oder 28 Tage kontinuierlich ein Hormon (Angiotensin II) verabreicht, das zu einer Erhöhung des Blutdrucks führt. Sechs Tage nach der Implantation der Pumpe wird bei den Tieren über eine Schwanzmanschette der Blutdruck gemessen, bzw. wöchentlich bei den Tieren, die 28 Tage lang den Wirkstoff erhalten.

Die Mäuse werden in Narkose gelegt und auf einer speziellen Halterung fixiert, mit der die Körpertemperatur im Normbereich gehalten wird. Über Schnitte am Hals werden die rechte und linke Halsschlagader freigelegt. Über einen Katheter, der den Tieren in die Halsvene gelegt wird, erhalten sie einen Farbstoff gespritzt, der zirkulierende weiße Blutzellen anfärbt. Mit einem Mikroskop und einer speziellen Kamera werden Messungen der Blutzellen an den Halsschlagadern der lebenden Tiere vorgenommen.

In einem weiteren Versuch werden Mäuse bestrahlt und bekommen ein Antibiotikum. Sie erhalten eine Knochenmarkspende von anderen Tieren und 8 Wochen später das Hormon Angiotensin II. Alle Tiere, die nicht bereits frühzeitig durch innere Blutungen sterben, werden auf nicht genannte Art getötet und ihre Hauptschlagader wird herausgenommen und untersucht.

Die Studie wurde durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung und die Boehringer Ingelheim Stiftung gefördert.

Bereich: Innere Medizin, Gefäßforschung, Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Angiotensin II Infusion Leads to Aortic Dissection in LRP8 Deficient Mice

Autoren: Jeremy Lagrange (1,2), Stefanie Finger (1), Sabine Kossmann (1,3,4), Venkata Garlapati (1), Wolfram Ruf (1,5,6), Philip Wenzel (1,3,5)*

Institute: (1) Centrum für Thrombose und Hämostase, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstraße 1, 55131 Mainz, (2) INSERM U1116, DCAC (Acute and Chronic Cardiovascular Deficiency), Université de Lorraine, Nancy, Frankreich, (3) Zentrum für Kardiologie – Kardiologie I, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (4) The Heart Research Institute, Newtown, Australien, (5) DZHK (Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung), Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Mainz, (6) Department of Immunology and Microbial Science, Scripps Research, La Jolla, USA

Zeitschrift: International Journal of Molecular Sciences 2020; 21(14): 4916

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5408

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz unter der Nummer G16-1-042 genehmigt. Es werden männliche Hausschweine (Deutsche Landrasse) im Alter von 12 – 16 Wochen und mit einem Gewicht von 30 - 35kg verwendet, die aus einem lokalen Betrieb erworben wurden. Die Tiere werden in Narkose gelegt und ihnen werden mehrere Katheter in Venen und Arterien geschoben. Nach einer halben Stunde werden verschiedene Herz-Kreislauf-Werte gemessen. Anschließend wird bei den Tieren ein Kammerflimmern über einen speziellen Katheter ausgelöst und die künstliche Beatmung wird ausgesetzt. Dieser Zustand wird für 4 Minuten belassen, danach werden die Tiere zufällig in zwei Gruppen aufgeteilt und davon abhängig verschieden beatmet. Die 8 Tiere der Gruppe 1 erhalten die „Standard-Beatmung“ und die 8 Tiere der Gruppe 2 erhalten eine sogenannte „Bi-Level“-Beatmung. Die Hausschweine werden maschinell reanimiert und nach 5 Minuten werden Blutproben entnommen. Die Reanimation wird fortgesetzt, wobei nun auch Defibrillation und Medikamente eingesetzt werden. Falls die Tiere nach der vierten Defibrillation nicht wieder eine normale Herzaktivität zeigen, werden sie durch hohe Medikamenten-Dosen (Propofol und Kaliumchlorid) getötet. Die verbleibenden 9 Schweine werden noch weitere 6 Stunden normal weiterbeamet und überwacht und anschließend ebenfalls auf diese Art getötet. Ihnen werden zur weiteren Untersuchung die Lungen, sowie Gehirngewebe entnommen.

Bereich: Anästhesiologie, Intensivmedizin

Originaltitel: Bi-Level ventilation decreases pulmonary shunt and modulates neuroinflammation in a cardiopulmonary resuscitation model

Autoren: Robert Rümmler*, Alexander Ziebart, Frances Kuropka, Bastian Duenges, Jens Kamuf, Andreas Garcia-Bardon, Erik K. Hartmann

Institute: Klinik für Anästhesiologie, Universitätsmedizin der Johannes Gutenberg-Universität Mainz, Langenbeckstraße 1, 55131 Mainz

Zeitschrift: PeerJ 2020; 8: e9072

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5407

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Ministerium für Energie, Landwirtschaft, Umwelt und ländliche Räume unter den Nummern 27–2/13 und 35–3/10 genehmigt. Vier verschiedene Mäusestämme werden miteinander gekreuzt, wobei drei der Mäusestämme anfällig für verschiedene Autoimmunerkrankungen sind. So entwickelt einer der Mäusestämme eine der Lupus-bedingten Nierenentzündung ähnliche Erkrankung, ein anderer dient als sogenanntes „Modell“ für Lupus Erythematodes und andere Autoimmunerkrankungen und der dritte Stamm ist anfällig für Arthritis und Nierenerkrankungen. Die vier Stämme werden über 20 Generationen mit mindestens 50 Paaren pro Generation miteinander gekreuzt. Aus dieser Kreuzung gehen Mäuse hervor, die eine genetische Veranlagung für Autoimmunerkrankungen haben. Die Tiere werden an der Universität Lübeck unter spezifisch pathogenfreien Bedingungen gehalten.

Die Tiere werden im Alter von 3 bis 4 Wochen in drei Gruppen eingeteilt. Eine Gruppe erhält eine Standardfuttermischung zur freien Verfügung. Die zweite Gruppe erhält kalorienreduzierte Nahrung, die aus derselben Standardfuttermischung besteht, allerdings erhalten diese Tiere nur 60 % der Menge des Futters, das Tiere des gleichen Alters und Geschlechts aus der ersten Gruppe zu sich nehmen. Die dritte Gruppe erhält cholesterol-, fett- und zuckerreiche Futter, das die westlichen Ernährungsgewohnheiten imitieren soll. Im Alter von 2 und 4 Monaten wird den Tieren Blut aus einer Vene im Gesicht abgenommen. Die Tiere werden bis zum Alter von 6 Monaten wie beschrieben ernährt. Zu diesem Zeitpunkt sind noch 1154 Mäuse am Leben, wie viele Tiere in der Zwischenzeit verstorben sind oder wegen ihres schlechten Gesundheitszustandes getötet werden mussten, wird nicht erwähnt. Der Gesundheitszustand der Tiere wird bewertet und es wird festgestellt, dass 653 der Tiere unter einer Fettleber leiden. 435 der Tiere haben erhöhte Entzündungswerte und fast alle haben Antikörper entwickelt, die auf Autoimmunkrankheiten hindeuten. Im Alter von 6 Monaten werden die Tiere mit 100 % Kohlendioxid erstickt.

Zum Vergleich wird ein weiterer Versuch durchgeführt, bei dem Mäuse eines der ursprünglich für die Kreuzung verwendeten Stämme eingesetzt werden. Es handelt sich um den Stamm, der als sogenanntes „Modell“ für eine Lupus-bedingte Nierenentzündung dient. Die Mäuse stammen ursprünglich aus der Versuchstierzucht Jackson Laboratories und werden an der Universität Lübeck gezüchtet. 55 Mäuse dieses Stamms werden ebenfalls in 3 Gruppen eingeteilt und wie oben beschrieben mit verschiedenen Futtermitteln und -mengen gefüttert. Ihnen wird einmal im Monat Blut aus einer Gesichtsvene entnommen. Je nach Futter, mit dem sie ernährt werden, entwickeln bis zu 41 % der Tiere eine Lupus-bedingte Nierenentzündung, die auch zu Abmagerung führt. Tiere die mehr als 25 % ihres Körpergewichts verlieren, werden auf nicht genannte Art getötet, vermutlich werden auch sie mit Kohlendioxid erstickt. Wie viele Tiere dies betrifft, wird nicht erwähnt. Im Alter von 6 Monaten werden auch die überlebenden Tiere getötet und es werden Blutproben sowie Gewebeproben aus verschiedenen Organen genommen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Ernährungswissenschaft, Immunologie

Originaltitel: Gene-diet interactions associated with complex trait variation in an advanced intercross outbred mouse line

Autoren: Artem Vorobyev (1,2), Yask Gupta (1), Tanya Sezin (2), Hiroshi Koga (1), Yannic C. Bartsch (3), Meriem Belheouane (4,5), Sven Künzel (4), Christian Sina (6), Paul Schilf (1), Heiko Körber-Ahrens (1), Foteini Beltsiou (1), Anna Lara Ernst (1), Stanislav Khil’chenko (1), Hassanin Al-Aasam (1), Rudolf A. Manz (7), Sandra Diehl (8), Moritz Steinhaus (3), Joanna Jascholt (1), Phillip Kouki (1), Wolf-Henning Boehncke (9), Tanya N. Mayadas (10), Detlef Zillikens (2), Christian D. Sadik (2), Hiroshi Nishi (10), Marc Ehlers (3), Steffen Möller (11), Katja Bieber (1), John F. Baines (4,5), Saleh M. Ibrahim (1), Ralf J. Ludwig (1)*

Institute: (1) Lübecker Institut für Experimentelle Dermatologie und Center for Research on Inflammation of the Skin, Universität Lübeck, Ratzeburger Allee 160, 23562 Lübeck, (2) Klinik für Dermatologie und Center for Research on Inflammation of the Skin, Universität Lübeck, Lübeck, (3) Arbeitsgruppe für Immunologie und Glykoanalytik, Institut für Ernährungsmedizin, Universität Lübeck und Universitätsklinikum Schleswig-Holstein, Lübeck, (4) Max-Planck-Institut für Evolutionsbiologie, Plön, (5) Institut für Experimentelle Medizin, Universität Kiel, Kiel, (6) Arbeitsgruppe für Molekulare Gastroenterologie, Institut für Ernährungsmedizin, Universität Lübeck, Lübeck, (7) Institut für Systemische Entzündungsforschung, Universität Lübeck, Lübeck, (8) Klinik für Dermatologie, Venerologie und Allergologie, Universitätsklinikum Frankfurt, Goethe Universität Frankfurt am Main, Frankfurt, (9) Divison of Dermatology and Venereology, Geneva University Hospitals, and Department of Pathology and Immunology, University of Geneva, Genf, Schweiz, (10) Center for Excellence in Vascular Biology, Department of Pathology, Brigham and Women’s Hospital and Harvard Medical School, Boston, USA, (11) Institut für Biostatistik und Informatik in Medizin und Alternsforschung, Universität Rostock, Rostock

Zeitschrift: Nature Communications 2019; 10: 4097

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5406

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Landesdirektion Sachsen unter den Nummern TVV 2/2015 and TVV 21/2017 genehmigt. Die schwangeren Frettchen stammen aus den Versuchstierzuchten Marshall BioResources (USA) und Euroferret (Dänemark). Die Tiere werden in der Abteilung für Biomedizinische Dienste des Max-Planck-Instituts für molekulare Zellbiologie und Genetik in Dresden gehalten.

Am 33 Tag der Schwangerschaft werden die Frettchen in eine Narkosebox gesetzt, in die ein gasförmiges Narkosemittel eingeleitet wird. Über eine Maske wird die Narkose weiter aufrechterhalten. Die Tiere werden am Bauch rasiert, sterilisiert und der Bauch wird aufgeschnitten. Die Gebärmutter wird aus der Bauchhöhle vorgelagert und die Position der Embryonen durch Durchleuchten der Gebärmutter ermittelt. Den Embryonen werden verschiedene DNA-Moleküle und ein Farbstoff in das Gehirn gespritzt. Dann werden pinzettenförmige Elektroden an den Embryo befestigt, über die mehrfach ein elektrisches Feld angelegt wird. Dies dient dazu, dass die Zellmembranen des Embryos durchlässig werden und die eingespritzte DNA in die Zellen des Gehirns gelangt. Anschließend wird die Gebärmutter wieder in die Bauchhöhle gelegt und der Bauch des Frettchens zugenäht. Im Anschluss erhalten die Tiere über drei Tage Schmerzmittel und Antibiotika.

Zu verschiedenen Zeitpunkten (am 37. oder 40. Tag der Schwangerschaft) werden zwei Frettchen wiederum in Narkose versetzt und die Gebärmutter freigelegt. Die Embryonen werden per Kaiserschnitt aus der Gebärmutter geholt. Anschließend wird den Frettchen die Gebärmutter chirurgisch entfernt. Die anderen Frettchen bringen ihre Welpen zur Welt und ihre Gebärmutter wird danach entfernt. Die Welpen werden entweder am Tag der Geburt, 10 Tage oder 16 Tage nach der Geburt getötet. Einem Teil der Welpen wird zuvor noch eine Substanz in die Bauchhöhle gespritzt, die DNA anfärbt. Zur Tötung wird den Welpen ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Dann wird ihr Brustkorb aufgeschnitten, das Herz freigelegt und eine konservierende Lösung in ihr Herz gepumpt. Dabei sterben die Tiere. Die Gehirne der Welpen werden entnommen und untersucht. Die erwachsenen Frettchen werden zur Adoption freigegeben.

Die Arbeiten wurden durch die European Molecular Biology Organization (EMBO), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das European Research Council (ERC), die Max-Planck-Gesellschaft, die Christiane Nüsslein-Volhard-Stiftung und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Entwicklungsbiologie

Originaltitel: Human-specific ARHGAP11B induces hallmarks of neocortical expansion in developing ferret neocortex

Autoren: Nereo Kalebic, Carlotta Gilardi, Mareike Albert, Takashi Namba, Katherine R Long, Milos Kostic, Barbara Langen, Wieland B Huttner*

Institute: Max-Planck-Institut für molekulare Zellbiologie und Genetik, Pfotenhauerstr. 108, 01307 Dresden

Zeitschrift: eLife 2018; 7: e41241

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5405

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Umweltschutz, Naturschutz und Verbraucherschutz (LANUV) Nordrhein-Westfalen in Recklinghausen genehmigt. Es werden männliche und weibliche Mäuse eines Inzuchtstamms und gentechnisch veränderte Mäuse verwendet, welche einen roten Fluoreszenzfarbstoff bilden können. Die Mäuse stammen von der Versuchstierzucht Jackson Laboratory.

Die Mäuse werden in Narkose versetzt und ihr Kopf in einen stereotaktischen Rahmen gespannt. Die Kopfhaut der Tiere wird aufgeschnitten und der Schädel geöffnet. Zwei verschiedene Viren werden in verschiedene Bereiche des Gehirns gespritzt. Die Kopfhaut wird wieder zugenäht und die Tiere in ihre Käfige gesetzt. Einem Teil der Tiere wird eine Woche vor diesem Eingriff bereits ein Helfervirus gespritzt, welches die anschließende Infektion „verbessern“ soll. Eine Woche bis acht Monate nach dem Spritzen des Virus werden die Mäuse in Narkose versetzt, ihr Brustkorb aufgeschnitten, das Herz freigelegt und die Tiere werden dann durch Einleiten einer konservierenden Flüssigkeit in ihr Herz getötet. Die Gehirne werden entnommen und in feine Scheiben geschnitten feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie

Originaltitel: A new projection from the deep cerebellar nuclei to the hippocampus via the ventrolateral and laterodorsal thalamus in mice

Autoren: Pauline Bohne (1), Martin K. Schwarz (2), Stefan Herlitze (1), Melanie D. Mark (1

Institute: (1) Lehrstuhl für Allgemeine Zoologie und Neurobiologie, Ruhr-Universität Bochum, Universitätsstraße 150, 44801 Bochum, (2) Institut für Experimentelle Epileptologie und Kognitionswissenschaften, Universitätsklinikum Bonn, Bonn

Zeitschrift: Frontiers in Neural Circuits 2019; 13: 51

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5404

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Darmstadt genehmigt. Es werden gentechnisch veränderte Mäuse, deren Erbgut Bruchstücke menschlicher DNA tragen, sowie deren gesunde Geschwister verwendet. Den männlichen Mäusen wird im Alter von 8 Wochen an 5 aufeinander folgenden Tagen eine Substanz gespritzt, die dazu führt, dass sie ein menschliches Protein produzieren.

Im Alter von 12 Wochen wird ein Herzinfarkt nachgeahmt, indem eine Herzarterie dauerhaft abgebunden wird. Dazu werden die Tiere in Narkose versetzt und es wird ihnen ein Einschnitt am Hals zugefügt. Durch den Einschnitt wird die Luftröhre freigelegt, sie wird aufgeschnitten und ein Schlauch eingeführt, durch den das Tier künstlich beatmet wird. Der Brustkorb wird auf der linken Seite aufgeschnitten, das Herz freigelegt und eine Arterie des linken Herzens wird mit einem Faden abgebunden. Während der Operation werden den Tieren zusätzlich kleine Pumpen unter die Haut implantiert, über die den Mäusen nach der Operation verschiedene Testsubstanzen gegeben werden. Ein Teil der Tiere erhält keine Testsubstanz, sondern eine wirkstofffreie Lösung über die Pumpe verabreicht. Der „Herzinfarkt“ wird nach der Operation mit einer Ultraschalluntersuchung bestätigt. Die Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten auf nicht genannte Weise getötet und ihnen werden die Herzen, Lebern, Oberschenkelknochen und Schienbeine für weitere Untersuchungen entnommen. Die letzten Mäuse werden 28 Tage nach Erzeugung des „Herzinfarktes“ getötet.

Die Veröffentlichung wird durch das Projekt DEAL gefördert.

Bereich: Herz-Kreislauf-Forschung

Originaltitel: Post-myocardial infarction heart failure dysregulates the bone vascular niche

Autoren: Jedrzej Hoffmann (1,2,3), Guillermo Luxán (2,3,4), Wesley Tyler Abplanalp (2,3,4), Simone-Franziska Glaser (2,3,4), Tina Rasper (4), Ariane Fischer (4), Marion Muhly-Reinholz (4), Michael Potente (5,6,7), Birgit Assmus (1,2), David John (2,3,4), Andreas Michael Zeiher (1,2,3), Stefanie Dimmeler (2,3,4)*

Institute: (1) Medizinischen Klinik III (Kardiologie und Angiologie), Zentrum der Inneren Medizin, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt, (2) Deutsches Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK), Frankfurt, (3) Cardiopulmonary Institute (CPI), Goethe-Universität Frankfurt am Main, Frankfurt, (4)* Institut für Kardiovaskuläre Regeneration, Goethe-Universität Frankfurt am Main, Theodor-Stern-Kai 7, 60590 Frankfurt, (5) Forschungsgruppe Angiogenese und Metabolismus, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Bad Nauheim, (6) Berlin Institute of Health at Charité (BIH) - Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (7) Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin, Berlin

Zeitschrift: Nature Communications 2021; 12: 3964

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5403

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer LALLF MV/TSD/7221.3-2-009/19 genehmigt und am Friedrich-Loeffler-Institut durchgeführt. Es werden verschiedene Virusvarianten aus Vogelgrippeausbrüchen in Belgien und Deutschland verwendet. Die Viren werden in befruchteten Hühnereiern vermehrt. Sie werden aus der den Embryo umgebenden Flüssigkeit gewonnen; die Embryonen selbst werden getötet und untersucht, um festzustellen, in welchen Geweben sich der Virus vermehrt.

Für die Infektionsversuche werden Hühner der Rasse Leghorn verwendet, die von der VALO BioMedia GmbH, Osterholz-Scharmbeck, bezogen werden. In einem ersten Versuchsteil werden jeweils 10 Hühner mit einem von zwei verschiedenen Vogelgrippeviren infiziert; dazu wird ihnen das jeweilige Virus in eine Vene gespritzt. Den Tieren werden in den folgenden Tagen mehrfach Abstriche aus dem Mund und der Kloake genommen. Ihr Gesundheitszustand wird über einen Zeitraum von 10 Tagen beobachtet und in Kategorien von „gesund“ über „krank“ und „schwerkrank“ bis zu „tot“ eingeteilt. Je Gruppe zeigt ein Tier ernste neurologische Symptome und wird daraufhin auf nicht genannte Art getötet. Den anderen Tieren wird 21 Tage nach der Infektion Blut abgenommen, ihr weiteres Schicksal wird nicht erwähnt. Es ist aber davon auszugehen, dass sie getötet werden.

In einem zweiten Versuchsteil werden jeweils 10 Eintagsküken Viren zweier unterschiedlicher Vogelgrippestämme direkt ins Gehirn gespritzt. Dazu wird eine Spritze durch den noch weichen Schädelknochen gestoßen und die Viren direkt ins Vorderhirn gespritzt. Eine Betäubung wird nicht erwähnt. Wiederum werden die Tiere beobachtet und ihr Gesundheitszustand von „gesund“ bis „tot“ bewertet. 2-3 Tage nach der Injektion werden alle Tiere einer der beiden Gruppen tot aufgefunden. Aus der anderen Gruppe versterben 2 Tiere, 5 zeigen Krankheitsanzeichen. 8 Tage nach der Infektion werden die überlebenden Küken auf nicht genannte Weise getötet.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft (BMEL) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Vogelgrippe-Forschung, Virologie, Tierseuchenforschung

Originaltitel: Neuraminidase-associated plasminogen recruitment enables systemic spread of natural avian influenza viruses H3N1

Autoren: Jacob Schön (1), Angele Breithaupt (2), Dirk Höper (1), Jacqueline King (1), Anne Pohlmann (1), Rokshana Parvin (3), Klaus-Peter Behr (4), Bernd-Andreas Schwarz (5), Martin Beer (1), Jürgen Stech (6), Timm Harder (1), Christian Grund (1)*

Institute: (1) Institut für Virusdiagnostik, Friedrich-Loeffler-Institut, Südufer 10, 17493 Greifswald-Insel Riems, (2) Abteilung für experimentelle Tierhaltung und Biosicherheit, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald-Insel Riems, (3) Department of Pathology, Bangladesh Agricultural University, Mymensingh, Bangladesch, (4) AniCon Labor GmbH, Höltinghausen, (5) Vaxxinova Diagnostics GmbH, Leipzig, (6) Institut für molekulare Virologie und Zellbiologie, Friedrich-Loeffler-Institut, Greifswald-Insel Riems

Zeitschrift: PLoS Pathogens 2021; 17(4): e1009490

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5402

Versuchsbeschreibung: Die männlichen Ratten (Wistar Ratten) werden in Narkose versetzt. Dazu werden ihnen Narkosemittel in die Bauchhöhle und in einen Muskel gespritzt. Ihnen wird ein Katheter in eine Vene des Halses geschoben, durch den während der Operation weiter Medikamente gegeben werden.

Auf der Bauchseite der Tiere wird ein aus Haut und Fettgewebe bestehender Gewebelappen (sogenannter Flap) freigeschnitten, der 6 x 10 cm groß ist und somit die gesamte Bauchseite der Ratten darstellt. Dazu wird das gesamte Gewebe vom Körper getrennt, so dass der Gewebelappen nur noch über einen dünnen Stiel in der Leistenregion, der eine Vene und eine Arterie enthält, mit dem Körper verbunden ist. Der Flap wird vom Körper abgezogen und neben dem Tier auf den Operationstisch gelegt. Die Ratten werden in 8 Gruppen aufgeteilt und erhalten, je nach Gruppe, verschiedene Enzyme, das sind Eiweißstoffe, die im Körper bestimmte Reaktionen beschleunigen, oder die Aminosäure Arginin oder Kombinationen aus Arginin und den Enzymen gespritzt. Eine Gruppe bekommt weder Arginin noch ein Enzym, sondern eine Kochsalzlösung und dient der Kontrolle. 30 Minuten später werden die Vene und Arterie des Gewebelappenstiels mit einer Klammer abgeklemmt, so dass der Blutfluss im Flap für 3 Stunden unterbrochen ist. Danach wird der Gewebelappen wieder in seiner ursprünglichen Lage auf dem Tier festgenäht, wobei zwischen dem Wundbett und dem Flap eine Silikonfolie gelegt wird, die das Einsprießen neuer Blutgefäße in den Lappen verhindern soll. Im Anschluss an die Operation erhalten die Tiere Antibiotika. 5 Tage nach der Operation wird die Vitalität des Gewebelappens beurteilt. Dazu wird den Ratten ein Farbstoff gespritzt, der geschädigtes Gewebe anfärbt. Es wird ermittelt, wieviel Prozent des Lappengewebes noch lebt und wieviel irreversibel geschädigt oder abgestorben ist. Bei den Tieren waren bis zu 90 % des Gewebes irreversibel geschädigt. Vermutlich werden die Tiere im Anschluss getötet, wie sie getötet werden und ob zuvor noch weitere Versuche durchgeführt werden, wird nicht erwähnt.

Bereich: Wiederherstellungschirurgie, Chirurgie

Originaltitel: Pharmaceutical preconditioning with nitric oxide synthase and L-arginine in ischemic tissues

Autoren: Emre Gazyakan (1), Christoph Hirche (1), Matthias A Reichenberger (2), Günter Germann (2), Holger Engel (1)*

Institute: (1) Klinik für Hand-, Plastische und Rekonstruktive Chirurgie, BG-Unfallklinik, Universität Heidelberg, Ludwig-Guttmann-Straße 13, 67071 Ludwigshafen, (2) ETHIANUM Klinik für Plastische Chirurgie, Rekonstruktion, Ästhetik und Präventive Medizin, Heidelberg

Zeitschrift: Annals of Plastic Surgery 2020; 84(6): 705-710

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5401

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde in Nordrhein-Westfalen unter der Nummer TVA 84-02.04.2014-A451 genehmigt. Die weiblichen Albino-Ratten der Lewis Inzuchtlinie stammen aus der Versuchstierzucht Charles River (Sulzfeld).

Die Tiere werden in Narkose versetzt. Ihnen wird eine Eiweißsubstanz in einer Wasser-in-Öl Emulsion, die abgetötete Tuberkelosebakterien enthält, an der Schwanzwurzel unter die Haut gespritzt. Das in der Lösung enthaltende Eiweiß löst eine Reaktion des Immunsystems gegen die eigenen Nervenzellen des Tieres aus. Die anderen Komponenten der Lösung verstärken die Immunantwort. Die Tiere werden täglich gewogen und auf Symptome einer Nervenentzündung untersucht. Diese reichen von Bewegungsstörungen bis zu Lähmungen. Ein Teil der Tiere erhält zusätzlich Dimethylfumarat, einen Wirkstoff, der zur Behandlung der Multiplen Sklerose beim Menschen eingesetzt wird, in etwas Leitungswasser verdünnt zweimal am Tag per Schlundsonde in den Magen verabreicht. Ein anderer Teil der Tiere erhält zweimal täglich Flüssigkeit ohne den Wirkstoff per Schlundsonde. Die Tiere werden durch transkardiale Perfusion getötet; dabei werden die Tiere üblicherweise in Narkose versetzt und ihnen wird eine Nadel in das Herz gestoßen, durch die ein Konservierungsmittel in den Blutkreislauf gepumpt wird. Zusätzlich wird ein Herzvorhof zerschnitten, so dass das Blut der Tiere austritt. Der Darm wird entnommen und untersucht.

In einem weiteren Versuch werden bestimmte Zellen aus dem Darm, der mit dem Wirkstoff oder mit wirkstofffreier Flüssigkeit behandelten Ratten isoliert. Diese Zellen werden Ratten gespritzt, die 7 Tage zuvor mit der Wasser-in-Öl Suspension mit abgetöteten Tuberkelosebakterien und dem Eiweiß immunisiert wurden. Der Verlauf der Nervenentzündung wird für die Tiere beobachtet und mit einem Punkteverfahren bewertet. Am Tag vor der Immunisierung und 18 Tage danach wird die Nervenleitfähigkeit der Tiere bestimmt. Dafür wird den Tieren ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Nadelförmige Elektroden werden in die Ischiaskerbe an der Hüfte oder die Kniekehle gestochen sowie unter die Haut des Fußrückens. Die mit den Zellen behandelten Ratten werden 26 Tage nach der Infektion getötet, ihr Ischiasnerv wird herausgeschnitten und untersucht.

Teile der Arbeiten wurden durch die Firma Biogen GmbH (München) gefördert.

Bereich: Neuroimmunologie, Immunologie

Originaltitel: Induction of regulatory properties in the intestinal immune system by dimethyl fumarate in Lewis rat experimental autoimmune neuritis

Autoren: Kalliopi Pitarokoili*, Hussein Bachir, Melissa Sgodzai, Thomas Grüter, Steffen Haupeltshofer, Alexander Duscha, Xiomara Pedreiturria, Jeremias Motte, Ralf Gold

Institute: Klinik für Neurologie, St. Josef-Hospital, Universitätsklinikum der Ruhr-Universität Bochum, Bochum

Zeitschrift: Frontiers in Immunology 2019; 10: 2132

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5400

Versuchsbeschreibung: Die Pferde sind Teil einer anderen, nicht näher beschriebenen Studie, welche vom Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) unter der Nummer 33.9-42502-02-08/1622 genehmigt wird. Die Pferde, 9 Warmblüter und eine Standardrasse, sind zwischen 4 und 20 Jahre alt. Nur Pferde, die in den letzten vier Monaten nicht unter Lahmheit litten, werden in die Versuche aufgenommen. Die Tiere werden in Narkose versetzt und seitlich liegend positioniert. Die Vorderfüße der Pferde werden mittels eines bildgebenden Verfahrens (Magnetresonanztomographie, MRT) untersucht. Je Fuß dauert dies ca. 30 Minuten. Die Pferde werden aufgrund der anderen, nicht näher beschriebenen Studie auf nicht genannte Art getötet (laut Autor werden die Tiere „human zerstört“). Ob dies direkt im Anschluss an die MRT Untersuchung oder zu einem späteren Zeitpunkt geschieht, wird nicht erwähnt. Die Vorderfüße der Pferde werden abgetrennt und in feine Scheiben geschnitten untersucht.

Bereich: Bildgebende Verfahren

Originaltitel: High-field (3 Tesla) MRI of the navicular apparatus of sound horses shows good agreement to histopathology

Autoren: Lena K Kottmeier (1), Frauke Seehusen (2), Martin Helweg (1), Karl Rohn (3), Peter Stadler (1), Maren Hellige (1)*

Institute: (1) Klinik für Pferde, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover (TiHo), Bünteweg 9, 30559 Hannover, (2) Institut für Pathologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover (TiHo), Hannover, (3) Institut für Biometrie, Epidemiologie und Informationsverarbeitung, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover (TiHo), Hannover

Zeitschrift: Veterinary Radiology & Ultrasound 2019; 1-10

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5399

Versuchsbeschreibung: Das Fangen von Wildmäusen (Gelbhalsmaus Apodemus flavicollis) und Wühlmäusen (Erdmaus Microtus agrestis, Feldmaus Microtus arvalis und Rötelmaus Myodes glareolus) wird durch das Landesamt für Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit und Fischerei Mecklenburg-Vorpommern unter der Nummer 7221.3-030/09 und das Thüringer Landesamt für Lebensmittelsicherheit und Verbraucherschutz unter der Nummer 22-2684-04-15-107/09 genehmigt. Die Infektionsversuche werden durch die Regierung von Unterfranken unter der Nummer 55.2 2532-2-188 genehmigt. Es werden weibliche Mäuse der Inzuchtlinie BALB/c verwendet, die ein eingeschränktes Immunsystem aufweisen und aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Saint-Berthevin, Frankreich) stammen. Für die Infektionsversuche werden 5 verschiedene Bakterienstämme verwendet, drei der Stämme werden aus Wild- und Wühlmäusen isoliert, die mit Schlagfallen gefangen oder tot in Lebendfallen gefunden wurden. Ein weiterer Bakterienstamm wird aus Labormäusen isoliert und zusätzlich wird ein vom Menschen isolierter Stamm verwendet.

Die Mäuse werden in unterschiedliche Gruppen eingeteilt. Unter Narkose wird den Mäusen Flüssigkeit, die die unterschiedlichen Bakterienstämme in verschiedenen Mengen enthält, entweder in die Schwanzvene gespritzt oder in die Nase geträufelt.

Nach der Infektion werden die Mäuse beobachtet und ihr Gesundheitszustand nach einem Punkteschema bewertet. Dabei werden zum Beispiel das Gewicht, die Atmung und das Bewegungsverhalten bewertet. Ab einer Punktsumme von 20 werden die Tiere als „sterbend“ bewertet und auf nicht genannte Art getötet. Ein aus Wühlmäusen stammendes Bakterium verursacht einen besonders schweren Verlauf. Hier sterben je nach Infektionsweg innerhalb von 38 oder 42 Stunden alle Tiere der betreffenden Gruppen bzw. werden getötet. Ein Teil der Tiere erhält dabei eine höhere Bewertung als 20 Punkte, was bedeutet, dass der zuvor definierte „humane Endpunkt“, an dem die Tiere aufgrund der Schwere der Symptome getötet werden sollen, verpasst wurde. Die überlebenden Tiere werden getötet, ihre Lungen und Nieren werden entnommen, zerkleinert und weiter untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und den Europäischen Sozialfonds (ESF) gefördert.

Bereich: Infektionsforschung, Mikrobiologie

Originaltitel: Bringing together what belongs together: optimizing murine infection models by using mouse-adapted Staphylococcus aureus strains

Autoren: Patricia Trübe (1), Tobias Hertlein (2), Daniel M. Mrochen (1), Daniel Schulz (1), Ilka Jorde (1), Bettina Krause (1), Julia Zeun (1), Stefan Fischer (3), Silver A. Wolf (4), Birgit Walther (5), Torsten Semmler (4), Barbara M. Bröker (1), Rainer G. Ulrich (3), Knut Ohlsen (2), Silva Holtfreter (1)*

Institute: (1) Abteilung Immunologie, Universitätsmedizin Greifswald, Ferdinand-Sauerbruch-Straße DZ 7, 17489 Greifswald, (2) Institut für Molekulare Infektionsbiologie, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Würzburg, (3) Institut für Neue und Neuartige Tierseuchenerreger, Friedrich-Loeffler-Institut, Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit, Greifswald-Insel Riems, (4) Nachwuchsgruppe Mikrobielle Genomik, Robert Koch Institut, Berlin, (5) Spezielle Licht- und Elektronenmikroskopie, Zentrum für Biologische Gefahren & Spezielle Pathogene, Robert Koch Institut, Berlin

Zeitschrift: International Journal of Medical Microbiology 2019; 309: 26–38

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5398

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine nicht genannte Behörde unter der Nummer 33.14-42502-04-095/09 genehmigt. Die weiblichen Rhesusaffen stammen vom Deutschen Primatenzentrum und sind zwischen 19 und 23 Jahre alt. Während der Versuche werden die Tiere einzeln in Käfigen gehalten; ihr Kontakt mit Artgenossen ist darauf beschränkt, dass sie einander sehen, hören und riechen können. Die Affen werden mit einem Kuhpocken-ähnlichen Virus infiziert, dazu werden sie in Narkose versetzt. Zwei Tiere bekommen die Viren mit Flüssigkeit in eine Beinvene gespritzt. Den anderen vier Affen wird das Virus mit Flüssigkeit in die Nasenlöcher gegeben. Die Tiere, denen das Virus gespritzt wurde, entwickeln innerhalb von 7 bis 10 Tagen Krankheitssymptome. Sie leiden unter Ausschlag im Gesicht, den Oberarmen und Unterschenkeln, Hautveränderungen im Gesicht, am Körper und den Beinen. Es bilden sich Knötchen und Blasen. Nach 10 bis 12 Tagen haben sich die Pusteln über den gesamten Körper verbreitet und beginnen einzusinken. Zusätzlich entstehen Hautveränderungen am Mund und den Genitalien sowie den Händen und Füßen. 21 Tage nach der Infektion weist eines der Tiere 50 Hautwunden von bis zu 3 cm Durchmesser auf, in denen das Gewebe abstirbt. Als Folge einer Sekundärinfektion einer der Pockenwunden leidet das Tier unter einer schweren eitrigen Entzündung des rechten Beins. Dieses Tier wird daraufhin getötet. Das andere Tier, dem das Virus gespritzt wurde, hat nach 21 Tagen 140 Hautwunden von bis zu 1 cm Durchmesser, die Krusten bilden und im Anschluss abheilen. Von den Tieren, die über die Nase infiziert wurden, entwickelte eines Ausschlag im Rachen und eine Hautveränderung am Auge. Allen Tieren wird zweimal wöchentlich Blut abgenommen. Die verbleibenden 5 Tiere werden 10 Wochen nach der Infektion getötet.

Bereich: Infektionsforschung, Virologie

Originaltitel: Limited susceptibility of rhesus macaques to a cowpox virus isolated from a lethal outbreak among New World monkeys

Autoren: Kerstin Mätz-Rensing (1)*, Constanze Yue (2), Jeanette Klenner (2), Heinz Ellerbrok (2), Christiane Stahl-Hennig (1)

Institute: (1) Deutsches Primatenzentrum GmbH, Leibniz-Institut für Primatenforschung, Kellnerweg 4, 37077 Göttingen, (2) Robert Koch Institut, Zentrum für Biologische Sicherheit (ZBS1), Berlin

Zeitschrift: Primate Biology 2017; 4: 163-171

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5397

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer 55.2-1-54-2532-217-2015 genehmigt. Die Mäuse stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld. Es handelt sich um Nacktmäuse mit einem eingeschränkten Immunsystem, da ihnen zuchtbedingt bestimmte Immunzellen fehlen. Im Alter von 6 Wochen werden die Mäuse narkotisiert und ihr Bauch wird in einer Länge von 1 bis 1,5 cm aufgeschnitten. Milz und Bauchspeicheldrüse werden aus der Bauchhöhle vorgelagert und menschliche Bachspeicheldrüsenkrebszellen in die Bauchspeicheldrüse gespritzt. Die Organe werden zurück in die Bauchhöhle gelegt und das Bauchfell und die Haut vernäht. Nach 6 bis 10 Wochen werden die Mäuse in Narkose versetzt und mit bildgebenden Verfahren untersucht. Ein Teil der Mäuse wird mittels Magnetresonanztomographie und der andere Teil der Mäuse mittels Computertomographie untersucht, dafür wird ihnen zuvor ein Kontrastmittel in den Schwanz gespritzt. Bei den Untersuchungen werden Tumore von bis zu ca. 1 cm Durchmesser gefunden. Ob die Mäuse direkt im Anschluss getötet werden oder noch in weiteren Versuchen eingesetzt werden, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch die Kommission für Klinische Forschung der medizinischen Fakultät der Technischen Universität München und die Europäische Gemeinschaft gefördert.

Bereich: Bildgebende Verfahren, Radiologie, Krebsforschung

Originaltitel: MRI-based high-precision irradiation in an orthotopic pancreatic tumor mouse model

Autoren: S. Dobiasch (1,2,4), S. Kampfer (1,3), D. Habermehl (1,2), M. N. Duma (1), K. Felix (5), A. Strauss (6), D. Schilling (1,2), J. J. Wilkens (1,3), S. E. Combs (1,2,4)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik fu?r RadioOnkologie und Strahlentherapie, Klinikum rechts der Isar der Technische Universität München (TUM), Ismaninger Straße 22, 81675 München, (2) Institut für innovative Strahlentherapie (iRT), Department of Radiation Sciences (DRS), Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, (3) Fakultät für Physik, Technische Universität München (TUM), München, (4) Standort München, Deutsches Konsortium für Translationale Krebsforschung (DKTK), München, (5) Allgemein- Viszeral- und Transplantationschirurgie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (6) Abteilung Diagnostische und Interventionelle Radiologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg

Zeitschrift: Strahlentherapie und Onkologie 2018; 194: 944–952

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5396

Versuchsbeschreibung: Die Haltung und Zucht der Zebrafinken wird vom Gesundheits-, Veterinär- und Lebensmittelüberwachungsamt der Stadt Bielefeld unter der Nummer 530.421630-1, 18.4.2002 genehmigt. Die Experimente werden durch das Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV NRW) unter der Nummer 84 02.05.40.17.009 genehmigt. Die Versuche werden in der Arbeitsgruppe Verhaltensforschung an der Universität Bielefeld durchgeführt.

Für die Dauer der Versuche werden brütende Zebrafinkenpaare, die von einer eigenen Zucht der Universität Bielefeld stammen, in Käfigen (80 x 30 x 40 cm) gehalten. Wenn die Jungvögel ungefähr 10 Tage alt sind, werden sie aus dem Nest entnommen und für eine halbe Stunde in dunkle Nylonsocken gesteckt. Je Nest werden dafür jeweils ein oder zwei Küken entnommen und einzeln oder paarweise in die Socken gesteckt. Im Anschluss werden die Küken zurück in ihr Nest gegeben und die Socken als Geruchsträger verwendet. Das zu testende Elterntier, also der Vater oder die Mutter, wird aus dem Käfig genommen und in einen anderen Käfig gesetzt. Um Ablenkungen zu vermeiden, werden Partner und Jungtiere aus dem Raum entfernt. Am Kopf des Tieres wird ein Stück einer reflektierenden Folie angebracht, welches die Verfolgung der Kopfbewegungen des Tieres mit einer Kamera erleichtert. In den Testkäfig wird dann über einen Ventilator der Geruch der Socken in den Käfig eingeleitet, in denen die eigenen Jungen steckten oder Socken, die den Geruch fremder Jungvögel tragen. Über eine Videokamera wird das Verhalten der Tiere gefilmt. Gezählt wird, wie oft der Zebrafink seinen Kopf zur Seite dreht. Der Test wird mit dem Partnertier wiederholt. Am Ende des Versuchs werden die Zebrafinkenpaare und ihr Nachwuchs in den „Laborbestand“ zurückgegeben, also vermutlich in weiteren Versuchen eingesetzt.

Die Arbeiten wurden durch die VolkswagenStiftung gefördert. Die Publikation wurde durch das Projekt DEAL unterstützt.

Bereich: Verhaltensforschung

Originaltitel: Nestling odour modulates behavioural response in male, but not in female zebra finches

Autoren: Sarah Golüke (1), Hans Joachim Bischof (2), Barbara A. Caspers (1)*

Institute: (1) Verhaltensökologie, Fakultät für Biologie, Universität Bielefeld, Konsequenz 45, 33615 Bielefeld, (2) Arbeitsgruppe Verhaltensforschung, Fakultät für Biologie, Universität Bielefeld, Bielefeld

Zeitschrift: Scientific Reports 2021; 11: 712

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5395

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen genehmigt. Für die Versuche werden mit gentechnischen Methoden Mäuse gezüchtet, die ein bestimmtes Protein (Cortactin) nicht besitzen. Alle Versuche finden zusätzlich auch an Kontrolltieren statt, die das Protein regulär bilden können. Im Alter von 8 bis 11 Wochen erhalten die Tiere eine Mischung aus Tuberkulosebakterien und einem Mineralöl (Freund’s Adjuvans) unter die Haut injiziert. Dadurch wird eine Autoimmunreaktion (Fehlsteuerung des Immunsystems gegen den eigenen Körper) ausgelöst. Zusätzlich erhalten sie 2 x im Abstand von zwei Tagen ein Gift in die Bauchhöhle, das dafür sorgt, dass die Blut-Hirn-Schranke durchlässig für die Immunzellen wird. Die Krankheit, die bei den Mäusen dadurch entsteht, wird experimentelle autoimmune Enzephalomyelitis genannt und ist durch eine Zerstörung von Nervenzellen gekennzeichnet. Die Tiere werden 30 Tage lang beobachtet und bekommen anhand ihrer klinischen Symptome Punkte für einen Score vergeben. Dabei wird z.B. 1 Punkt vergeben, wenn der Schwanz schlaff ist, und 2 Punkte, wenn die Hinterbeine geschwächt sind und das Tier noch „watschelnd“ laufen kann. Wenn die Tiere sich gar nicht mehr bewegen können, was einer Punktzahl von 4 entspricht, werden sie auf nicht genannte Art getötet. Je nach Versuch werden alle Tiere am Ende der Beobachtungszeit, auf dem Höhepunkt der Krankheit oder nach einer bestimmten Anzahl an Tagen nach dem Auslösen der Krankheit getötet und Blut, Lymphknoten, die Milz, das Gehirn und das Rückenmark werden ihnen für verschiedene Untersuchungen entnommen.

Die Studie wurde durch die Max-Plack-Gesellschaft und die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Multiple-Sklerose-Forschung, Neurologie

Originaltitel: Actin-Binding Protein Cortactin Promotes Pathogenesis of Experimental Autoimmune Encephalomyelitis by Supporting Leukocyte Infiltration into the Central Nervous System

Autoren: Maryna Samus (1), Yu-Tung Li (1), Lydia Sorokin (2,3), Klemens Rottner (4,5), Dietmar Vestweber (1,3)*

Institute: (1) Max-Planck-Institut für molekulare Biomedizin, Röntgenstr. 20, 48149 Münster, (2) Institut für Physiologische Chemie und Pathobiochemie, Münster, (3) Cells in Motion Interfaculty Centre (CiM), Medizinische Fakultät, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Waldeyerstr. 15, 48149 Münster; (4) Helmholtz-Zentrum für Infektionsforschung, Braunschweig, (5) Technische Universität Braunschweig, Braunschweig

Zeitschrift: The Journal of Neuroscience 2020; 40(7): 1389-1404

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5394

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird von der Bezirksregierung Münster unter der Nummer 84-02.04.2011.A132 genehmigt und wird an weiblichen erwachsenen Ratten mit einem Gewicht von 108-250g durchgeführt. Die Tiere werden mit einer Spritze in die Bauchhöhle in Narkose gelegt und erhalten eine Operation am linken Auge. Dabei wird bei 13 Ratten die Bindehaut an einer bestimmten Stelle aufgeschnitten und jeweils drei Venen im Auge mit Hitze verödet, sodass danach weniger als die Hälfte des Blutstromes hindurchkommt. Das führt bei den Tieren dazu, dass das Kammerwasser, was sich im Auge befindet, nicht richtig abfließen kann und der Druck im Inneren des Auges ansteigt. Bei einer Kontrollgruppe von 13 weiteren Ratten werden die Venen im Auge nicht behandelt. Zusätzlichen 5 Tieren wird am Rande der Regenbogenhaut (Iris) das Auge aufgeschnitten und ein Teil der Iris entfernt, wodurch künstlich der Druck im Auge gesenkt wird. Sowohl direkt vor als auch nach der Operation wird bei allen Tieren mit einem Messgerät der Augeninnendruck gemessen, wobei sie ein Betäubungsmittel ins Auge erhalten. Diese Messung wird acht Wochen lang nach dem Eingriff wöchentlich durchgeführt.

Nach der Operation werden die Ratten regelmäßig acht Wochen lang untersucht. Anschließend werden die Tiere getötet, indem sie mit reinem CO2 ausgesetzt werden. Für weitere Untersuchungen werden ihnen die Augen entnommen. Zusätzliche Tiere werden darüber hinaus im Alter von 5 bis 8 Tagen getötet, um ihr Gehirn für Versuche zu entnehmen.

Die Studie wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Augenheilkunde

Originaltitel: Elevated intraocular pressure induces neuron-specific ?-III-tubulin expression in non-neuronal vascular cells

Autoren: Verena Prokosch (1,2)*, Kathrin Brockhaus (1), Fabian Anders (2), Hanhan Liu (2), Karl Mercieca (3), Adrian Gericke (2), Harut Melkonyan (1), Solon Thanos (1)

Institute: (1) Institut für Experimentelle Ophthalmologie und DFG-Exzellenzzentrum, Cells in Motion Interfaculty Centre (CIM), Medizinische Fakultät, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Domagkstraße 15, 48149 Münster, (2) Universitäts-Augenklinik Mainz, Johannes Gutenberg-Universität Mainz, 55131 Mainz, (3) Manchester Royal Eye Hospital, Manchester, Großbritannien

Zeitschrift: Acta Ophthalmologica 2020; 98: e617-e630

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5393

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird von der örtlichen Behörde zugelassen und wird bei Labcorp Early Development Services GmbH (früher Covance Laboratories GmbH) in Münster an fünf- bis sechsjährigen Javaneraffen mit einem Gewicht von 2,8 – 4,9 kg durchgeführt. Die Affen stammen aus einer Zuchtkolonie in Vietnam und werden mit Männchen gepaart. Durch Ultraschall und eine Blutuntersuchung wird die Schwangerschaft bestätigt.

Jeweils 14 schwangere Tiere erhalten über den Zeitraum der Schwangerschaft ab dem 20. Trächtigkeitstag nach dem Zufallsprinzip in eine Vene entweder kein Medikament (Kontrollgruppe), das Medikament Ofatumumab hochdosiert (Hochdosis-Gruppe) oder niedrigdosiert (Niedrigdosis-Gruppe). Die Affen bekommen zu verschiedenen Zeitpunkten während der Schwangerschaft vor und nach der Gabe des Medikamentes Blut abgenommen. Ebenfalls wird ihnen und ihren Babys nach der Geburt zu verschiedenen Zeitpunkten Blut abgenommen. Außerdem werden die Babys mehrfach ausführlich klinisch v.a. auf Missbildungen und neurologische Probleme untersucht, gemessen, geröntgt und ihre Knochendichte wird ermittelt. Zusätzlich erhalten die Babys zweimalig eine Impfung mit einem Stoff, durch den eine starke Immunreaktion bei den Tieren hervorgerufen wird. Ein Muttertier der Hochdosis-Gruppe erkrankt an einer Nierenerkrankung, die möglicherweise auf das Medikament zurückzuführen ist, und wird daraufhin getötet und drei Babys der Hochdosis-Gruppe sterben aufgrund von Infektionen, die eventuell aufkamen, da das Immunsystem der Tiere durch das Medikament geschwächt wurde.

Die Affen werden bis zum 180. Tag nach der Geburt, bzw. nach Beginn der Stillzeit untersucht. Die Tiere, die das Medikament erhalten haben, werden anschließend durch die hochdosierte Gabe von Pentobarbital-Natrium (ein Schlafmittel) in eine Vene getötet und ihre Körper werden untersucht. Ebenso wird mit ihren Säuglingen verfahren. Im Falle eines Aborts, einer Totgeburt, oder bei Tod des Säuglings wird das Muttertier mit anderen Tieren in einem Käfig gehalten und dann am gleichen Tag wie das letzte Mutter-Baby-Paar in dem Käfig getötet. Da sich bei Verlust eines Babys die Rangordnung der Tiere ändern kann und so Konflikte entstehen, werden in diesen Fällen die Kontrolltiere entfernt oder, wenn es sich um Tiere der Medikamentengruppen handelt, die Tiere vorzeitig getötet und seziert.

Die Studie wurde durch Novartis gefördert.

Bereich: Toxikologie, Pharmakologie, Neuropharmakologie, Multiple-Sklerose-Forschung

Originaltitel: Effect of ofatumumab on pregnancy, parturition, and lactation in cynomolgus monkeys

Autoren: Muriel Bellot (1)*, C. Marc Luetjens (2), Morten Bagger (1), Courtney Horvath (1), Esther Sutter (1), Anthony DeLise (3), Dominique Brees (1), Jose M. Carballido (1), Ratnakar Pingili (4), Krishnan Ramanathan (4), Bernd C. Kieseier (4,5), Kerstin Hellwig (6)

Institute: (1) Novartis Institutes for BioMedical Research, Forum 1, Novartis Campus, 4056 Basel, Schweiz, (2) Labcorp Early Development Services GmbH, Münster, (3) Novartis Pharmaceuticals Corporation, East Hanover, New Jersey, USA, (4) Novartis Pharma AG, Basel, Schweiz, (5) Klinik für Neurologie, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf, Düsseldorf, (6) Fachbereich Neurologie, St. Josef-Hospital Bochum, Ruhr-Universität-Bochum, Bochum

Zeitschrift: Reproductive Toxicology 2022; 108: 28-34

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5392

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen genehmigt. Es werden für die Versuche Mäuse im Alter von 8 bis 12 Wochen verwendet, die gesund oder so gentechnisch verändert sind, dass man verschiedene Blutzellen durch die Gabe von Diphtherietoxin (ein Giftstoff eines Bakteriums) stark vermindern kann. Die Tiere werden in Narkose gelegt und erhalten in die Luftröhre ein Bakterium (Klebsiella pneumoniae), das bei allen Tieren eine Lungenentzündung auslöst. Mit diesen Mäusen und gesunden Kontrolltieren werden verschiedene Experimente durchgeführt. Zum Beispiel erhalten sie Stoffe gespritzt, die verschiedene Blutbestandteile, wie Blutplättchen und Immunzellen anfärben, um diese nach dem Tod der Tiere zu untersuchen. Einige Mäuse erhalten spezifische Antikörper in eine Vene gespritzt, die z.B. Immunzellen oder Blutplättchen der Tiere vermindern. Bei manchen Tieren wird die Dehnbarkeit der Lunge gemessen, indem nach einem Schnitt am Hals ein Beatmungstubus in die Luftröhre der Tiere eingebracht wird und die Tiere künstlich beatmet werden. Es werden außerdem gesunde Mäuse verwendet, um Blutproben von ihnen zu gewinnen, die dann in einem weiteren Experiment an andere Tiere übertragen werden.

Bei einem der Versuche erhalten die Tiere einen Antikörper kurz vor ihrer Tötung gespritzt, der bestimmte Immunzellen markiert. Diesen Tieren wird der Brustkorb aufgeschnitten, die große Hohlvene wird geöffnet und vor der Lungenentnahme wird in das Herz Kochsalzlösung gegeben. Alle Mäuse werden je nach Experiment nach bestimmten Zeitpunkten nach der Infektion (zwischen wenigen Stunden und zwei Wochen) getötet und ihre Lungen und die darin enthaltenen Blutzellen, sowie auch weitere Zellen (z.B. aus Milz, Knochenmark, Blut) werden untersucht.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und von der Deutsch-Israelischen Stiftung für Wissenschaftliche Forschung und Entwicklung gefördert.

Bereich: Lungenforschung, Infektionsforschung, Immunologie, Innere Medizin

Originaltitel: Platelets orchestrate the resolution of pulmonary inflammation in mice by T reg cell repositioning and macrophage education

Autoren: Jan Rossaint (1), Katharina Thomas (1), Sina Mersmann (1), Jennifer Skupski (1), Andreas Margraf (1), Tobias Tekath (2), Charlotte C. Jouvene (3), Jesmond Dalli (3), Andres Hidalgo (4), Sven G. Meuth (5), Oliver Soehnlein (6,7,8), Alexander Zarbock (1)*

Institute: (1) Klinik für Anästhesiologie, operative Intensivmedizin und Schmerztherapie, Universitätsklinikum Münster, Albert-Schweitzer-Campus 1, Gebäude A1, 48149 Münster, (2) Institut für Medizinische Informatik, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (3) William Harvey Research Institute, Barts and The London School of Medicine and Dentistry, Queen Mary University of London, London, Vereinigtes Königreich, (4) Area of Cell and Developmental Biology, Fundación Centro Nacional de Investigaciones Cardiovasculares Carlos III, Madrid, Spanien, (5) Klinik für Neurologie mit Institut für Translationale Neurologie, Universitätsklinikum Münster, Münster, (6) Institut für Experimentelle Pathologie, Zentrum für Molekularbiologie der Entzündung, Westfälische Wilhelms-Universität Münster, Münster, (7) Department of Physiology and Pharmacology, Karolinska Institutet, Stockholm, Schweden, (8) Institut für Prophylaxe und Epidemiologie der Kreislaufkrankheiten, Ludwig-Maximilians-Universität München, München

Zeitschrift: Journal of Experimental Medicine 2021; 218(7): e20201353

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5391

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Senator für Gesundheit, Freie Hansestadt Bremen, unter dem Aktenzeichen 522-27-11/02-00 genehmigt. Die beiden männlichen Affen sind 6 und 8 Jahre alt und werden beide gemeinsam mit jeweils einem anderen männlichen Affen in Zweiergruppen gehalten. Beide Tiere sind bereits mit den Abläufen und Prozeduren im Labor vertraut, vermutlich aus Versuchen, an denen sie bereits teilnehmen mussten. Die Affen werden unter Narkose operiert und über einem 2 cm großen Bohrloch im Schädel wird eine Messkammer am Kopf mit Knochen- und Zahnzement fixiert. Durch sie können Elektroden bis in einen bestimmten Bereich des Gehirns gestochen werden. Außerdem wird ein Bolzen, mit dem die Affen im sogenannten Primatenstuhl fixiert werden können, ebenfalls am Schädel befestigt. Nach der Operation erhalten die Tiere Schmerzmittel.

Über einige Wochen werden sie für die Aufgaben des Versuchs trainiert. Dabei erhalten sie Wasser und Fruchtsaft als „Belohnung“, wenn sie das gewünschte Verhalten zeigen. Damit die Tiere kooperieren, wird ihnen üblicherweise außerhalb des Labors an den Trainings- und Versuchstagen keine Flüssigkeit zur Verfügung gestellt. Bei den eigentlichen Versuchen wird vor den im Primatenstuhl am Kopf festgeschraubten Affen ein Bildschirm positioniert. Auf dem Bildschirm erscheint ein Punkt. Auf diesen Punkt müssen die Affen starren und einen Hebel drücken und gedrückt halten. Auf dem Bildschirm erscheint dann ein Wellenmuster, welches sich mit einer konstanten Geschwindigkeit bewegt. In einem Teil der Versuche wird die Bewegung des Wellenmusters beschleunigt oder verlangsamt. Die Affen müssen dann innerhalb eines kurzen Zeitfensters von weniger als einer Sekunde den Hebel loslassen. Wenn sie dies tun, erhalten sie einige Tropfen Wasser oder verdünnten Fruchtsaft als „Belohnung“. Wenn sie ihre Augen bewegen und nicht mehr auf den gewünschten Punkt auf dem Bildschirm starren oder den Hebel zu früh oder zu spät loslassen, erhalten sie keine Flüssigkeit. Während die Affen die Aufgabe erfüllen, werden mit Hilfe von in das Hirngewebe eingelassenen Elektroden die Aktivitäten in ihrem Gehirn vermessen und aufgezeichnet.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie

Originaltitel: Dynamic divisive normalization circuits explain and predict change detection in monkey area MT

Autoren: Udo A. Ernst (1)*, Xiao Chen (1), Lisa Bohnenkamp (1), Fingal Orlando Galashan (2), Detlef Wegener (2)

Institute: (1) Computational Neurophysics Lab, Institut für Theoretische Physik, Universität Bremen, Hochschulring 18, 28359 Bremen, (2) Institut für Hirnforschung, Universität Bremen, Bremen

Zeitschrift: PLoS Computational Biology 2021; 17(11): e1009595

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5390

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Senator für Gesundheit, Bremen, genehmigt. Zwei männlichen Rhesusaffen werden unter Narkose Kopfhalter am Schädel angebracht, die die Fixierung der Tiere im sogenannten Primatenstuhl ermöglichen. Zusätzlich wird den Affen über einem 2,5 cm großen Bohrloch eine Box auf dem Kopf fixiert. Sie dient als Messkammer, durch die Mess- bzw. Signalelektroden in bestimmte Bereiche des Gehirns gebohrt werden.

In den eigentlichen Versuchen müssen die Tiere eine Aufgabe erfüllen, die hohe Aufmerksamkeit erfordert. Dazu werden sie über den Bolzen mit ihrem Kopf im sogenannten Primatenstuhl fixiert und müssen auf einen bestimmten Punkt auf einem Bildschirm starren und einen Hebel drücken. Auf dem Bildschirm tauchen verschiedene komplexe Umrisse auf, die unterschiedliche Farbe haben und sich an verschiedenen Positionen auf dem Bildschirm befinden. Die Form der Umrisse verändert sich kontinuierlich und nimmt schließlich wieder die ursprüngliche Form an. Innerhalb eines sehr kurzen Zeitfensters von unter einer Sekunde müssen die Affen den Hebel loslassen, sobald die Ursprungsform erreicht ist. Wenn sie dies tun, erhalten sie eine kleine Menge verdünnten Fruchtsafts als „Belohnung“. Während des gesamten Versuchs wird die Position der Augen aufgezeichnet und darauf geachtet, dass die Affen genau auf den gewünschten Punkt auf dem Bildschirm starren. Wenn die Affen den Blick von diesem Punkt abwenden oder den Hebel zu früh oder zu spät loslassen, erhalten sie keine Flüssigkeit. Damit die Tiere bei diesen Versuchen kooperieren wird ihnen üblicherweise außerhalb des Labors an den Trainings-Versuchstagen keine Flüssigkeit zur Verfügung gestellt. Um ihren Durst zu stillen, müssen sie daher das gewünschte Verhalten zeigen, um an die lebensnotwendige Flüssigkeit zu kommen. Während die Affen die Aufgaben erfüllen, werden mithilfe der implantierten Signalelektrode die Gehirnnerven elektrisch stimuliert und mittels der Messelektroden Signale im Gehirn aufgezeichnet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Hirnforschung, Neurologie

Originaltitel: A novel approach for removing micro-stimulation artifacts and reconstruction of broad-band neuronal signals

Autoren: Eric Drebitz*, Lukas-Paul Rausch, Andreas K. Kreiter

Institute: Institut für Hirnforschung, Zentrum für Kognitionsforschung, Biologischer Garten, Hochschulring 16A, 28235 Bremen

Zeitschrift: Journal of Neuroscience Methods 2020; 332: 108549

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5389

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch den Senator für Wissenschaft, Gesundheit und Verbraucherschutz der Stadt Bremen genehmigt. Mäuse, die gentechnisch so verändert wurden, dass ihnen bestimmte Proteine fehlen, und ihre gesunden Geschwister werden von Alexandra C. Newton (University of California, San Diego, USA) und Gil Leibowitz (Hadassah-Hebrew University Medical Center, Jerusalem, Israel) zur Verfügung gestellt. Weitere Mäuse, die zuchtbedingt eine Genmutation tragen, die zu Übergewicht und schwerem Diabetes führt, werden von Jackson Laboratory (USA) bezogen. Im Alter von 8 bis 10 Wochen wird einem Teil der Tiere an 5 aufeinanderfolgenden Tagen eine Chemikalie (Streptozocin) gespritzt, welche die insulinproduzierenden ?-Zellen der Bauchspeicheldrüse zerstört und dadurch einen Diabetes-ähnlichen Zustand hervorruft. Ein Teil der Tiere erhält eine normale Futtermischung, andere Tiere erhalten 17 Wochen lang ein Futter mit hohem Fett- und Zuckergehalt. Um zu testen, wie die Tiere auf Zucker oder Insulin reagieren, müssen sie zunächst 12 bzw. 4 Stunden fasten, bevor ihnen Lösungen von Glukose oder Insulin in die Bauchhöhle gespritzt werden. Zum Zeitpunkt der bzw. im Anschluss an die Injektion wird mehrfach der Blutzucker gemessen; dafür wird den Tieren Blut aus einer Schwanzvene entnommen. Zu verschiedenen Zeitpunkten werden die Mäuse getötet und für weitere Untersuchungen ihre Bauchspeicheldrüsen entnommen. Einer anderen Gruppe von Mäusen wird innerhalb von 10 Tagen fünfmal ein sogenanntes Transfektionsreagenz in die Bauchhöhle gespritzt. Dieses Reagenz enthält genetische Information in einer Form, die in die Zelle eindringen kann und dort zur Herstellung von Proteinen (den Proteinen, die den gentechnisch veränderten Mäusen fehlen) führt. 24 Stunden nach der letzten Injektion werden die Tiere auf nicht beschriebene Art getötet und ihre Bauchspeicheldrüsen entnommen, um ihre Zellen weiter zu untersuchen.

Teil dieser Arbeit sind außerdem verschiedene Untersuchungen mit isolierten Bauchspeicheldrüsen von Mäusen. Nicht besonders erwähnt, aber sehr wahrscheinlich, dass dafür zusätzliche Tiere getötet wurden.

Die Arbeit wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) unterstützt.

Bereich: Diabetes-Forschung

Originaltitel: Inhibition of PHLPP1/2 phosphatases rescues pancreatic ?-cells in diabetes

Autoren: Blaz Lupse (1), Karthika Annamalai (1), Hazem Ibrahim (1), Supreet Kaur (1), Shirin Geravandi (1), Bhavishya Sarma (1), Anasua Pal (1), Sushil Awal (1), Arundhati Joshi (1), Sahar Rafizadeh (1), Murali Krishna Madduri (1), Mona Khazaei (1), Huan Liu (1), Ting Yuan (1), Wei He (1), Kanaka Durga Devi Gorrepati (1), Zahra Azizi (1,2), Qi Qi (3), Keqiang Ye (3), Jose Oberholzer (4), Kathrin Mädler (1)*, Amin Ardestani (1,2)*

Institute: (1) Zentrum für Biomolekulare Interaktionen Bremen (CBIB), Universität Bremen, Leobener Straße, 28359 Bremen, (2) Department of Molecular Medicine, School of Advanced Technologies in Medicine, Tehran University of Medical Sciences, Tehran, Iran, (3) Department of Pathology and Laboratory Medicine, Emory University School of Medicine, Atlanta, USA, (4) Charles O. Strickler Transplant Center, University of Virginia Medical Center, Charlottesville, USA

Zeitschrift: Cell Reports 2021; 36: 109490

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5388

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch den Bremer Senat genehmigt. Die Mäuse, bei denen durch gentechnische Manipulation ein Gen zur Herstellung eines bestimmten Proteins deaktiviert wurde, wurden von Wufan Tao (Fudan University, Shanghai, China) zur Verfügung gestellt. Die gentechnisch veränderten Mäuse und ihre Geschwister, die nicht gentechnisch verändert sind, werden ab einem Alter von 8 bis 10 Wochen für 16 Wochen mit Futter ernährt, das einen hohen Gehalt an Fett und Zucker aufweist. Den Tieren wird dann die Substanz Streptozocin, welche die insulinproduzierenden ?-Zellen in der Bauspeicheldrüse zerstört, in die Bauchhöhle gespritzt. In der Folge leiden die Tiere an einem erhöhten Blutzuckerspiegel. Im Anschluss werden die Tiere für weitere 3 Wochen mit dem fett- und zuckerreichen Futter ernährt. 6 bzw. 14 Tage nach der Streptozocin-Injektion wird einigen Mäusen über die Schwanzvene Blut abgenommen, um ihren Blutzuckerspiegel zu messen. Zu verschiedenen Zeitpunkten innerhalb der drei Wochen nach Streptozocin-Injektion müssen die Tiere für 12 Stunden fasten, bevor ihnen eine Zuckerlösung in die Bauchhöhle gespritzt wird. Davor und danach (mehrfach in den folgenden 2 Stunden) wird ihr Blutzucker gemessen. Das dafür notwendigen Blut wird ebenfalls aus der Schwanzvene entnommen. In einem weiteren Test müssen die Mäuse 5 Stunden fasten, bevor ihnen menschliches Insulin gespritzt wird. Der Blutzucker wird auch in diesem Test wie bereits beschrieben gemessen. Drei Wochen nach der Streptozocin-Injektion werden die Tiere getötet und ihre Bauchspeicheldrüse wird für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Veröffentlichung der Arbeiten wurde durch das Projekt DEAL gefördert.

Bereich: Diabetes-Forschung

Originaltitel: MST1 deletion protects ?-cells in a mouse model of diabetes

Autoren: Amin Ardestani (1,2)*, Kathrin Mädler (1)*

Institute: (1) Zentrum für Biomolekulare Interaktionen Bremen (CBIB), Universität Bremen, Leobener Straße, 28359 Bremen, (2) Department of Molecular Medicine, School of Advanced Technologies in Medicine, Tehran University of Medical Sciences, Tehran, Iran

Zeitschrift: Nutrition and Diabetes 2022; 12: 7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5387

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch eine senatorische Behörde in Bremen genehmigt. Die männlichen Wistar-Ratten stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Deutschland (im Paper ist Sulingen angegeben, Charles River hat aber seinen Sitz in Sulzfeld). Die Ratten werden in drei Gruppen eingeteilt. Den Tieren wird ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt und ihr Schädel in einem sogenannten stereotaktischen Rahmen fixiert. Ihnen wird ein Medikament unter die Haut gespritzt, das die Herz- und Lungenfunktion während des Eingriffs unterstützen soll. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten und es werden auf einer Seite des Schädels drei Löcher in den Knochen gebohrt. Durch die Löcher werden Injektionsnadeln in verschiedene Bereiche des Gehirns gestoßen, durch die anschließend verschiedenen Flüssigkeiten langsam ins Gehirn gepumpt werden: entweder eine Flüssigkeit, die Eisenoxid-Nanopartikel oder ein Eisensalz oder keinen Zusatz enthält. Anschließend werden die Löcher im Schädel mit Knochenwachs, einer Mischung aus Bienenwachs und Vaseline, verschlossen und die Kopfhaut wird vernäht. Die Ratten werden einen Tag, eine Woche oder vier Wochen nach dem Eingriff getötet. Dazu wird ihnen ein Narkosemittel in Überdosierung gespritzt und anschließend eine Substanz, die die Gewebe konservieren soll, in das Herz und durch den Kreislauf gepumpt. Das Gehirn der Ratten wird entnommen und in feine Scheiben geschnitten feingeweblich untersucht.

Die Veröffentlichung der Arbeiten wurde durch das Projekt DEAL gefördert.

Bereich: Nanopartikeltoxikologie, Neuropharmakologie

Originaltitel: Effects of local administration of iron oxide nanoparticles in the prefrontal cortex, striatum, and hippocampus of rats

Autoren: Ellen Irrsack (1)*, Julia Schuller (1), Charlotte Petters (2), Wiebke Willmann (2), Ralf Dringen (2), Michael Koch (1)

Institute: (1) Abteilung Neuropharmakologie, Zentrum für Kognitionsforschung, Universität Bremen, Hochschulring 18, 28359 Bremen, (2) Zentrum für Biomolekulare Interaktionen Bremen und Zentrum für Umweltforschung und nachhaltige Technologien, Universität Bremen, Bremen

Zeitschrift: Neurotoxicity Research 2021; 39: 2056-2071

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5386

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern genehmigt. Die Versuche gliedern sich in zwei Studien. In der 1. Studie erhalten 5 männliche Weiße Neuseeländer Kaninchen eine spezielle Nahrung. Zunächst werden sie 5 Wochen lang mit einer Cholesterol- und fettreichen Futtermischung ernährt, welche die Bildung von Ablagerungen fetthaltiger Substanzen in den Blutgefäßen (Atherosklerose) begünstigt. In der Folge entwickeln sie erhöhte Blutfette. Zwei der Kaninchen sterben unter dieser Ernährung an Leberversagen, welches auf das Cholesterol zurückzuführen ist. Sie werden durch zwei neue Tiere ersetzt, die ebenso gefüttert werden. Im Anschluss werden die Tiere für 13 Wochen cholesterolarm ernährt. Über die gesamte Versuchsdauer werden wiederholt Blutproben entnommen, um den Cholesterolgehalt zu bestimmen. Am 7. Tag nach Beginn der cholestrolreichen Ernährung werden bei jedem Kaninchen unter Narkose in beide Darmbeinarterien, das sind Arterien im Unterkörper, Katheter eingeführt und durch Aufblasen eines integrierten Ballons die Gefäßwände beschädigt. Anschließend werden in beide Arterien kommerziell erhältliche Stents implantiert. Die Stents bestehen aus einem metallischen Gittergerüst, welches sich an die Wände der Arterien anlegt und sind 15 mm lang und haben einen Durchmesser von 3 mm. 8 Wochen nach der Stent-Implantation wird unter Narkose wieder ein Katheter in die Implantationsstellen geschoben.13 Wochen nach der Implantation werden die Arterien von innen mit einem bildgebenden Verfahren untersucht. Auch dafür werden die Tiere in Narkose versetzt und es werden Katheter in ihre Arterien geschoben. Aus dieser letzten Narkose erwachen sie nicht, sondern werden mit einer Überdosis Narkosemittel getötet. Die mit Stents versehenen Blutgefäße werden entnommen und untersucht.

In der 2. Studie werden ebenfalls 5 Kaninchen wie oben beschrieben ernährt. Auch ihnen werden Stents in beide Darmbeinvenen implantiert, dabei werden jedoch spezielle Stents verwendet: Entweder kommerziell erhältliche Stents, die Wirkstoffe freisetzen, oder experimentelle Stents die so beschichtet sind, dass sich Zellen besser auf ihnen ansiedeln können. Die Tiere durchlaufen die gleichen Eingriffe wie die Tiere der 1. Studie. Eine Stunde bevor sie getötet werden wird ihnen ein Farbstoff gespritzt. Nach der Tötung werden die Gefäße mit den Stents entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Europäische Union, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Zentrum für Integrierte Proteinforschung (CIPSM) gefördert.

Bereich: Arterioskleroseforschung, Herz-Kreislauf-Forschung, Biomaterialforschung

Originaltitel: Assessment of a pro-healing stent in an animal model of early neoatherosclerosis

Autoren: Philipp Nicol (1), Christoph Lutter (7), Anna Bulin (1), Maria Isabel Castellanos (1,3), Tobias Lenz (1), Petra Hoppmann (2), Anna Lena Lahmann (1), Roisin Colleran (1), Kristina Euller (1), Kristin Steigerwald (1), Stefanie Neubauer (4), Florian Rechenmacher (4), Beatrice Stefanie Ludwig (8), Michael Weinmüller (4), Garry Kerch (5), Liang Guo (6), Qi Cheng (6), Eduardo Acampado (6), Tobias Koppara (2), Horst Kessler (4), Michael Joner (1,3)*

Institute: (1) Klinik für Herz- und Kreislauferkrankungen, Deutsches Herzzentrum München, Technische Universität München, Lazarettstraße 36, 80636 München, (2) Klinik und Poliklinik für Innere Medizin I, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, München, (3) Deutsches Zentrum für Herz Kreislauf Forschung e.V. (DZHK), Standort München, Munich Heart Alliance, München, (4) Institute for Advanced Study, Zentrum für Integrierte Proteinforschung, Technische Universität München, München, (5) Riga Technical University, Riga, Lettland, (6) CVPath Institute Inc., Maryland, USA, (7) Orthopädische Klinik und Poliklinik, Universitätsmedizin Rostock, Rostock, (8) Klink für Nuklearmedizin, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, München

Zeitschrift: Scientific Reports 2020; 10: 8227

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5385

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesverwaltungsamt Dessau unter der Nummer 42502-2-812 genehmigt. Die weiblichen, 18-20 Wochen alten Kaninchen werden in Narkose versetzt. Ihnen wird Alloxan in eine Ohrvene gespritzt. Alloxan zerstört die Insulin-produzierenden Zellen der Bauchspeicheldrüse und verursacht so Diabetes. 15 Minuten nach der Injektion werden den Kaninchen 50 ml einer Zuckerlösung unter die Haut gespritzt. Diese soll als Zuckerdepot dienen und eine kritische Unterzuckerung verhindern, die als Nebenwirkung der Alloxan-Injektion auftreten kann. Aus demselben Grund wird dem Trinkwasser der Kaninchen Zucker zugefügt. Die Tiere erhalten ab dem zweiten Tag nach der Alloxan-Behandlung dreimal täglich Insulin. Ihr Blutzucker wird dabei für mindestens 10 Tage so eingestellt, dass er dauerhaft erhöht ist. Die mit Alloxan behandelten Kaninchen und unbehandelte Tiere werden verpaart. 3 Tage vor der Paarung wird den weiblichen Kaninchen ein Schwangerschaftshormon gespritzt, welches aus dem Blut trächtiger Pferde gewonnen wird. Nach der Paarung wird ihnen ein menschliches Schwangerschaftshormon gespritzt. Zu verschiedenen Zeitpunkten (3 bis 8 Tage) nach der Paarung werden die aus der Paarung hervorgegangenen Embryonen gewonnen. Hier nicht beschrieben, aber üblicherweise werden die Kaninchen dafür getötet, um die Eierstöcke und die Gebärmütter zu entnehmen. Die Embryonen, die sich zu diesem Zeitpunkt der Schwangerschaft noch nicht in die Gebärmutter eingenistet haben, werden mit Flüssigkeit aus Eileitern und Gebärmutter gespült und für weitere Untersuchungen in Teile geschnitten.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Diabetes Stiftung (DDS), die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und die Europäische Union gefördert.

Bereich: Diabetes-Forschung, Reproduktionsmedizin

Originaltitel: Embryonic fatty acid metabolism in diabetic pregnancy: the difference between embryoblasts and trophoblasts

Autoren: Maria Schindler (1)*, Dirk Dannenberger (2), Gerd Nürnberg (2,3), Mareike Pendzialek (1), Katarzyna Grybel (1), Tom Seeling (1), Anne Navarrete Santos (1)

Institute: (1) Institut für Anatomie und Zellbiologie, Medizinische Fakultät der Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg, Große Steinstraße 52, 06108 Halle (Saale), (2) AG Lipidmetabolismus und muskuläre Adaptation, Institut für Muskelbiologie und Wachstum, Forschungsinstitut für Nutztierbiologie (FBN), Dummerstorf, (3) Institut für Genetik und Biometrie, Forschungsinstitut für Nutztierbiologie (FBN), Dummerstorf

Zeitschrift: Molecular Human Reproduction 2020; 26(11): 837–849

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5384

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht näher bezeichneten Behörde unter der Nummer 84-02.04.2016.A155 genehmigt. Die 18-20 Wochen alten weiblichen Kaninchen stammen aus der Versuchstierzucht Charles River in Sulzfeld. Für die Dauer der Versuche werden die Kaninchen einzeln gehalten, damit sie sich möglichst wenig bewegen. Unter Narkose werden beide Hinterbeine der Kaninchen rasiert und desinfiziert und die Oberschenkelknochen freigelegt. Nahe dem Kniegelenk werden 4,5 mm breite Löcher in den Knochen gebohrt, in welche Implantate gedrückt werden. Jedes Tier erhält zwei Implantate: ein Stahlimplantat in den Knochen des linken Oberschenkels und ein Titanimplantat in den rechten Oberschenkelknochen. Den Tieren wird ein Antibiotikum gespritzt, die Wunden werden vernäht. Über 30 Tage erhalten sie zweimal täglich ein Opioid gegen die Schmerzen. Am zweiten Tag nach der Operation bricht ein Oberschenkel eines der Kaninchen; es wird daraufhin getötet. Die anderen Tiere werden zu drei verschiedenen Zeitpunkten (direkt nach der Implantation sowie 28 und 56 Tage danach) getötet. Dazu wird ihnen unter Narkose ein Einschläferungsmittel direkt ins Herz gespritzt. Die Oberschenkelknochen werden entnommen und untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Mercator Research Center Ruhr (Essen) gefördert, die Veröffentlichung wurde durch die Open-Access-Förderung der Universität Duisburg-Essen unterstützt.

Bereich: Knochenchirurgie, Biomaterial-Forschung

Originaltitel: In-vivo comparison of the Ni-free steel X13CrMnMoN18–14-3 and titanium alloy implants in rabbit femora - a promising steel for orthopedic surgery

Autoren: Max Daniel Kauther (1)*, Kai Gödde (1), Manuel Burggraf (1), Gero Hilken (2), Andreas Wissmann (2), Christine Krüger (2) , Sara Lask (1), Ole Jung (3), Bojan Mitevski (4), Alfons Fischer (4), Marcel Dudda (1), Björn Behr (5), Monika Herten (1,6)

Institute: (1) Klinik für Unfall-, Hand- und Wiederherstellungschirurgie, Universitätsklinikum Essen, Hufelandstr. 55, 45147 Essen, (2) Zentrales Tierlaboratorium am Universitätsklinikum Essen, Essen, (3) Klinik und Poliklinik für Dermatologie und Venerologie, Universitätsmedizin Rostock, Rostock, (4) Institut für Werkstofftechnik, Universität Duisburg-Essen, Duisburg, (5) Klinik für Plastische Chirurgie, BG Universitätsklinikum Bergmannsheil Bochum, Ruhr-Universität Bochum, Bochum, (6) Universitätsklinikum Essen, Essen

Zeitschrift: Journal of Biomedical Materials Research – Part B: Applied Biomaterials 2021; 109(6):797-807

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5383

Versuchsbeschreibung: Details zur Genehmigung der Versuche werden nicht genannt. Die weiblichen Neuseeländer-Kaninchen stammen aus der Versuchstierzucht Charles River Laboratories (Wilmington, USA).

Schweineaugen werden von einem lokalen Schlachthaus bezogen. Die Bindehaut wird innerhalb von 2-3 Stunden nach dem Tod der Schweine gewonnen und die Schweinezellen durch Baden und Waschen mit verschiedenen Lösungen von der Bindehaut entfernt. Auf die nun zellfreie Bindehaut wird ein kleines Stück menschlicher Bindehaut gelegt, damit die menschlichen Bindehautzellen auf der vom Schwein gewonnenen zellfreien Bindehaut wachsen. Den Kaninchen wird täglich ein Wirkstoff, der das Immunsystem unterdrückt, in einen Muskel gespritzt. Drei Tage nach der ersten Spritze werden die Kaninchen in Narkose versetzt. Mit einer Ringsäge wird auf der Bindehaut ihres rechten Auges ein kreisförmiger Defekt von ca. 5 mm Durchmesser hervorgerufen, von dem die Bindehaut abgezogen wird. Auf diese Verletzung wird entweder die mit menschlichen Zellen bewachsene oder die zellfreie Schweinebindehaut aufgelegt und mit 8 Stichen vernäht. An den drei auf die Operation folgenden Tagen wird den Kaninchen ein Schmerzmittel unter die Haut gespritzt. Zusätzlich erhalten sie zweimal täglich Augentropfen, die ein Antibiotikum und einen Entzündungshemmer enthalten. Am 3. Tag nach der Operation werden die Kaninchen in Narkose versetzt und ihre Augen werden mikroskopisch untersucht. Am 10. Tag nach der Operation werden unter erneuter die Augen wieder untersucht und die Kaninchen durch das Spritzen eines Einschläferungsmittels direkt ins Herz getötet. Das Auge der Kaninchen wird gemeinsam mit dem Augenlid herausgeschnitten und genauer untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Ernst und Elfriede Griebel Stiftung und den Verein Rheinisch-Westfälischer Augenärzte e.V. unterstützt.

Bereich: Augenheilkunde, Tissue Engineering, Biomaterial-Forschung

Originaltitel: Decellularized porcine conjunctiva as an alternative substrate for tissue-engineered epithelialized conjunctiva

Autoren: Joana Witt*, Jana Dietrich, Sonja Mertsch, Stefan Schrader, Kristina Spaniol, Gerd Geerling

Institute: Labor für Experimentelle Ophthalmologie, Klinik für Augenheilkunde, Universitätsklinikum Düsseldorf, Heinrich Heine Universität Düsseldorf, Life Science Center, Merowingerplatz 1A, 40225 Düsseldorf

Zeitschrift: The Ocular Surface 2020; 18: 901–911

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5382

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter der Nummer 55.2-1-54-2532-181-2015 genehmigt. Die weiblichen Zika-Kaninchen stammen aus einem landwirtschaftlichen Betrieb (Asamhof, Kissing). Den Kaninchen werden sogenannte Scaffolds (Gerüste) bzw. als Kontrolle dienend kommerziell erhältliches Knochenaufbaumaterial in die Oberschenkelknochen eingesetzt. Bei Scaffolds handelt es sich um gerüstartige Strukturen, welche dazu dienen, Gewebedefekte zu füllen. Dazu wird den Kaninchen in Narkose mit einem 4 mm breiten Bohrer ein ca. 6 mm tiefes Loch in den Übergang vom Oberschenkelknochen zum Oberschenkelhals gebohrt. In jedes Loch wird eines der zu testenden Gerüsten bzw. das Knochenaufbaumaterial eingefügt. Jedes Kaninchen erhält an zwei Stellen Gerüste/Knochenaufbaumaterial, vermutlich auf jeder Seite. Die Tiere werden zu verschiedenen Zeitpunkten innerhalb von 36 Wochen getötet. Ihre Oberschenkelknochen werden entnommen und das Einwachsen der Gerüste in den Knochen wird untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Biomaterial-Forschung

Originaltitel: Biocompatibility and degradation of the open-pored magnesium scaffolds LAE442 and La2

Autoren: N. Kleer-Reiter (1), S. Julmi (2), F. Feichtner (1), A.-C. Waselau (1), C. Klose (2), P. Wriggers (3), H. J. Maier (2), A. Meyer-Lindenberg (1)*

Institute: (1) Chirurgische und Gynäkologische Kleintierklinik, Ludwig-Maximilians-Universität München, Veterinärstr. 13, 80539 München, (2) Institut für Werkstoffkunde, Leibniz Universität Hannover, Produktionstechnisches Zentrum der Leibniz Universität Hannover (PZH), Garbsen, (3) Institut für Kontinuumsmechanik, Leibniz Universität Hannover, Hannover

Zeitschrift: Biomedical Materials 2021; 16: 035037

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5381

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Regierung von Oberbayern unter den Nummern 55.2-1-54-2531-26-04, 55.2-1-54-2531-9-09 und 55.2-1-54-2532-76-09 genehmigt. Die Kaninchen werden unter spezifisch pathogenfreien Bedingungen gehalten, bei denen das Vorhandensein bestimmter Krankheitserreger durch aufwändige Hygienemaßnahmen ausgeschlossen wird. Einem Teil der weiblichen Kaninchen wird ein aus dem Blut trächtiger Pferde gewonnenes Hormon in einen Muskel gespritzt, zusätzlich wird ihnen nach drei Tagen ein menschliches Schwangerschaftshormon in eine Vene gespritzt. In der Folge reift in ihren Eierstöcken eine große Anzahl an Eizellen heran. Anschließend werden die Kaninchen entweder mit männlichen Tieren gepaart oder es wird eine künstliche Befruchtung durchgeführt. Die Kaninchen werden auf nicht genannte Art getötet und die befruchteten Eizellen durch das Spülen der Eileiter gewonnen. In die Eizellen werden mit einer feinen Pipette Erbgut-Bausteine für die Herstellung menschlicher Antikörper injiziert. Ein weiterer Teil der Kaninchen wird als Leihmutter eingesetzt. Bei ihnen wird der Eisprung durch das Spritzen einer hormonell wirksamen Substanz in einen Muskel ausgelöst. Die Tiere werden in Narkose versetzt und durch einen Schnitt wird ein Laparoskop in die Bauchhöhle geschoben, durch das die zuvor gewonnenen und mit menschlichem Erbgut behandelten Embryonen beidseits in der Nähe der Eileitertrichter positioniert werden. Ausgehend von den Kaninchen, die aus den verpflanzten Embryonen entstehen, werden über mindestens 4 Generationen Tiere gezüchtet, welche Teile des Erbguts zur Herstellung von menschlichen Antikörpern enthalten, kombiniert mit anderen genetischen Variationen, die das Immunsystem betreffen. Drei der transgenen Kaninchen, die Teile menschlicher DNA zur Herstellung von Antikörpern enthalten, und drei Weiße Neuseeländer-Kaninchen erhalten eine bestimmte Menge eines menschlichen Eiweißstoffes in die Haut verabreicht. Während der nächsten 3,5 Monate wird das Eiweiß zusätzlich insgesamt 5-mal abwechselnd in den Muskel oder unter die Haut gespritzt. Innerhalb eines Zeitraums von etwa 4 Monaten wird den Kaninchen viermal eine größere Menge Blut abgenommen, die ungefähr 10 % des gesamten Bluts der Tiere entspricht. Das Blut wird auf die darin enthaltenen Antikörper und Immunzellen untersucht. Was mit den Kaninchen am Ende der Studie passiert, wird nicht erwähnt.

Die Arbeiten wurden durch das Roche Pharmaceutical Research and Early Development, Large Molecule Research, Roche Innovation Center Munich in Penzberg und ursprünglich durch Therapeutic Human Polyclonals, Inc. finanziert.

Bereich: Immunologie

Originaltitel: Rabbits transgenic for human IgG genes recapitulating rabbit B-cell biology to generate human antibodies of high specificity and affinity

Autoren: Francesca Ros (1), Sonja Offner (1), Stefan Klostermann (2), Irmgard Thorey (1), Helmut Niersbach (3), Sebastian Breuer (1), Grit Zarnt (1), Stefan Lorenz (1), Jürgen Püls (4), Basile Siewe (5), Nicole Schüler (1), Tajana Dragicevic (1), Dominique Ostler (1), Imke Hansen- Wester (6), Valeria Lifke (7), Brigitte Kaluza (1), Klaus Kaluza (1), Wim van Schooten (8), Roland Buelow (8), Alain C Tissot (1)*, Josef Platzer (1)*

Institute: (1) Roche Pharmaceutical Research and Early Development, Large Molecule Research, Roche Innovation Center Munich, Nonnenwald 2, 82377 Penzberg, (2) Roche Pharmaceutical Research and Early Development, Informatics, Roche Innovation Center Munich, Penzberg, (3) Roche Pharmaceutical Research and Early Development, Pharmaceutical Sciences, Roche Innovation Center Munich, Penzberg, (4) TÜV SÜD Product Service GmbH, München, (5) The Jackson Laboratory JMCRS, Sacramento, USA, (6) Supplier Quality Management, Global External Quality Roche Diagnostics GmbH, Penzberg, (7) Personalized Healthcare Solution, Immunoassay Development and System Integration, Roche Diagnostics GmbH, Penzberg, (8) Teneobio, Inc., Newark, USA

Zeitschrift: mAbs 2020; 12(1): e1846900

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5380

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) Oldenburg unter der Nummer 17/2447 und vom Landesamt für Gesundheit und Soziales (LAGeSo) Berlin unter der Nummer G0260/19 genehmigt.

Es werden gesunde Wildtyp-Mäuse (nicht genmanipuliert) und verschiedene Stämme von Mäusen verwendet, deren Erbgut gentechnisch so verändert wurde, dass sie Beta-Amyloid Ablagerungen im Gehirn entwickeln. Dies ist ein Symptom, das auch bei Alzheimer-Patienten gefunden wird; das Vorhandensein der Ablagerungen im Gehirn der Mäuse spiegelt jedoch nur einen Aspekt der komplexen und noch nicht vollständig verstandenen Alzheimer Erkrankung beim Menschen wider. Den Wildtyp-Mäusen wird innerhalb von 63 Tagen 5-mal eine definierte Menge eines künstlichen Eiweißmoleküls, welches bestimmte Elemente des Beta-Amyloids enthält, unter die Haut gespritzt. Den gentechnisch veränderten Mäusen wird ebenfalls über einen Zeitraum von 3-6 Monaten mindestens 5-mal das Eiweiß gespritzt. Die Tiere werden durch Spritzen eines Konservierungsmittels direkt ins Herz getötet und Blutproben sowie Hirngewebe für weitere Untersuchungen entnommen.

Anderen gentechnisch veränderten Mäusen wird über 12 Wochen hinweg wöchentlich ein Antikörper in die Bauchhöhle gespritzt, der an bestimmte Bereiche des Beta-Amyloids bindet. Nach der 9. Injektion wird das Erinnerungsvermögen der Mäuse im sogenannten Morris-Wasserlabyrinth getestet. Dabei handelt es sich um ein rundes mit Wasser gefülltes Becken, in dem sich die Tiere schwimmend auf eine kleine Plattform retten müssen. In der Trainingsphase ragt die Plattform aus dem Wasser heraus, später wird der Wasserstand erhöht, so dass die Plattform unter der Wasseroberfläche verborgen bleibt. Geprüft wird dann, wie gut sich die Mäuse an die Position der Plattform erinnern können. Brauchen sie für das Auffinden der Plattform länger als andere Mäuse, gilt dies als schlechtes Gedächtnis. Nach der 10. Spritze werden die Tiere, vermutlich auf bereits erwähnte Weise getötet.

Um den Zuckerstoffwechsel im Gehirn zu untersuchen, muss eine Gruppe von Mäusen über Nacht fasten. Dies ist für Mäuse besonders einschränkend, da sie nachtaktiv sind und deshalb in dieser Zeit natürlicherweise am meisten Futter zu sich nehmen. Der Blutzuckerspiegel wird gemessen und eine Lösung radioaktiv markierten Zuckers wird in eine Schwanzvene gespritzt. Anschließend werden die Mäuse in Narkose versetzt und mit einem bildgebenden Verfahren untersucht.

In einem weiteren Versuch wird Mäusen eine radioaktiv markierte Substanz in die Schwanzvene gespritzt, die an Beta-Amyloide bindet. Auch diese Mäuse werden mit dem bildgebenden Verfahren untersucht. Nicht erwähnt, aber vermutlich werden diese Tiere (sowie die Mäuse, deren Blutzucker gemessen wird) ebenfalls getötet.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgesellschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Alzheimerforschung

Originaltitel: Discovery of a novel pseudo ?-hairpin structure of N-truncated amyloid-? for use as a vaccine against Alzheimer’s disease --

Autoren: Preeti Bakrania (1)*, Gareth Hall (2), Yvonne Bouter (3), Caroline Bouter (4), Nicola Beindorff (5), Richard Cowan (2), Sarah Davies (1), Jemma Price (1), Chido Mpamhanga (1), Elizabeth Love (1), David Matthews (1), Mark D. Carr (2)*, Thomas A. Bayer (3)*

Institute: (1) LifeArc, Centre for Therapeutics Discovery, Open Innovation Campus, Stevenage, SG1 2FX, Großbritannien, (2) Leicester Institute of Structural and Chemical Biology and Department of Molecular and Cell Biology, Henry Wellcome Building, University of Leicester, Leicester, Großbritannien, (3)* Klinik für Psychiatrie und Psychotherapie, Universitätsmedizin Göttingen (UMG), Georg-August-Universität Göttingen, Von-Siebold-Straße 5, 37075 Göttingen, (4) Klinik für Nuklearmedizin Universitätsmedizin Göttingen (UMG), Georg-August-Universität Göttingen, Göttingen, (5) Berlin Experimental Radionuclide Imaging Center (BERIC), Charité-Universitätsmedizin Berlin, Berlin

Zeitschrift: Molecular Psychiatry 2021; doi.10.1038/s41380-021-01385-7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5379

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird von der Regierung von Unterfranken unter der Nummer 55.2–2531.01-81/10 genehmigt. Es werden in der Tieranlage des Zentrums für Experimentelle Molekulare Medizin an der Universität Würzburg Mäuse gezüchtet, die das Protein, das für den Transport von Serotonin (ein Hormon und Botenstoff) in die Zelle zuständig ist, entweder nicht besitzen oder besitzen. 57 Mäuse beider Geschlechter werden in Narkose gelegt und sie werden in einer speziell angefertigten Halterung an Ohren, Kopf und Zähnen in Rückenlage fixiert. Das Befestigen der Tiere wird durchgeführt, da die Narkose für die eigentlichen Versuche stark reduziert wird. Es werden radiologische Aufnahmen mittels funktioneller Magnetresonanztomographie vom Kopf angefertigt, während die Mäuse Rattengeruch ausgesetzt werden, welcher als angstauslösender Reiz für die Tiere dient. Außerdem finden Aufnahmen im Ruhezustand davor und nach der Stimulation mit dem Reiz statt. Mit weiteren 7 Tieren wird dasselbe Experiment gemacht, jedoch erhalten diese einen neutralen Geruch. Nach ca. 2 Stunden werden die Tiere getötet, indem ihnen in Narkose das Genick gebrochen wird. Bei einigen der Tiere wird anschließend das Gehirn zu weiteren Untersuchungszwecken entnommen.

Die Studie wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Psychologie, Psychiatrie, Stressforschung, Hirnforschung

Originaltitel: Serotonin transporter genotype modulates resting state and predator stress-induced amygdala perfusion in mice in a sex-dependent manner

Autoren: Jann F. Kolter (1,2), Markus F. Hildenbrand (3), Sandy Popp (2), Stephan Nauroth (2), Julian Bankmann (1), Lisa Rother (1), Jonas Waider (2), Jürgen Deckert (1), Esther Asan (4), Peter M. Jakob (5), Klaus-Peter Lesch (2), Angelika Schmitt-Böhrer (1)*

Institute: (1) Klinik und Poliklinik für Psychiatrie, Psychosomatik und Psychotherapie, Zentrum für Psychische Gesundheit, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Margarete-Höppel-Platz 1, 97080 Würzburg, (2) Lehrstuhl für Molekulare Psychiatrie, Klinik und Poliklinik für Psychiatrie, Psychosomatik und Psychotherapie, Zentrum für Psychische Gesundheit, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Würzburg, (3) Abteilung Magnetresonanz- und Röntgen-Bildgebung, Fraunhofer Entwicklungszentrum Röntgentechnik (EZRT), Würzburg, (4) Institut für Anatomie und Zellbiologie, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Würzburg (5) Experimental Physics 5, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Würzburg

Zeitschrift: PLoS ONE 2021; 16(2): e0247311

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5378

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird von der Regierung von Unterfranken unter der Nummer AZ 55.2–2531.01-65/10 genehmigt. Die 29 Ratten (Zuchtlinie Sprague-Dawley) werden durch eine Spritze in den Bauch in Narkose gelegt, ihnen wird der Kopf in einer speziellen Apparatur fixiert und es wird ihnen durch einen Mittellinienschnitt die Kopfhaut aufgeschnitten. Dann wird den Tieren ein 2 mm großes Loch in den Schädel gebohrt, die Großhirnrinde eingeschnitten und mithilfe eines Mikroskops ein „Tumor-Sphäroid“ 2–3 mm tief ins Gehirn gesetzt. Bei diesen Sphäroiden, die vorab künstlich erzeugt wurden, handelt es sich um einen dreidimensionalen Haufen von Tumorzellen mit einem Durchmesser von 200 bis 300µm. Nach der Operation erhalten 20 der Ratten jeden zweiten Tag eine Injektion mit einem Wirkstoff, der das Immunsystem stimuliert.

Bei 2 Tieren kommt es im Zusammenhang mit der Narkose zu „Komplikationen“, 14 Tiere werden im Laufe der Studie aufgrund schwerer Symptome, die mit dem Tumorwachstum einhergehen, getötet.

Es werden an den Tagen 7, 14, 21, 28, 32 und 42 nach der Operation radiologische Bilder mittels Magnetresonanztomographie (MRT) von den Köpfen der Tiere angefertigt, wofür die Ratten jedes Mal erneut betäubt werden und ihnen ein Kontrastmittel in die Bauchhöhle gespritzt wird. Nach jeder MRT-Untersuchung werden zwei zufällig ausgewählte Tiere auf nicht beschriebene Weise getötet und ihnen werden das Gehirn und die Milz zu weiteren Untersuchungszwecken herausgenommen.

Bereich: Neurochirurgie, Krebsforschung

Originaltitel: Tumor growth under rhGM-CSF application in an orthotopic rodent glioma model

Autoren: Thomas Linsenmann (1)*, Anna Jawork (1), Thomas Westermaier (1), György Homola (2), Camelia Maria Monoranu (3), Giles Hamilton Vince (4), Almuth Friederike Kessler (1), Ralf-Ingo Ernestus (1), Mario Löhr (1)

Institute: (1) Neurochirurgische Klinik und Poliklinik des Universitätsklinikums, Julius-Maximilians-Universität, Josef-Schneider-Straße 11, Haus B1, 97080 Würzburg, (2) Institut für Diagnostische und Interventionelle Neuroradiologie, Julius-Maximilians-Universität, Würzburg, (3) Abteilung für Neuropathologie, Julius-Maximilians-Universität, Würzburg, (4) Neurochirurgische Klinik, Klinikum Aschaffenburg-Alzenau, Aschaffenburg

Zeitschrift: Oncology Letters 2019; 17(6): 4843–4850

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5377

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird unter der Nummer 55.2 - 2531.01 - 40/14 vom Veterinäramt der Bezirksregierung von Unterfranken genehmigt.

Die Versuche finden an gesunden und an transgenen japanischen Reisfischen (Medaka) statt. Bei letztgenannten handelt es sich um Tiere, die genetisch so verändert wurden, dass sie eine Form bösartigen Hautkrebses bereits im Larvenstadium entwickeln, der dann im weiteren Leben der Fische weiter fortschreitet. Je 15 Fische im Alter von 3-5 Wochen mit einer Länge von 8 bis 12 mm werden eine Woche lang dem Krebsmedikament Trametinib oder Cisplatin ausgesetzt. Zusätzlich erhalten 10 Fische als Kontrollgruppe nur das Lösungsmittel ohne Medikament darin und je 10 Tiere werden gar nicht behandelt. Anschließend werden die Tiere auf nicht beschriebene Art getötet und das Erbgut der Tiere wird untersucht.

Die Studie wurde durch die NIH (National Institutes of Health) und das Melanom-Forschungsnetzwerk der Deutschen Krebshilfe e.V. gefördert.

Bereich: Krebsforschung, Pharmakologie, Dermatologie

Originaltitel: Expression Signatures of Cisplatin- and Trametinib-Treated Early-Stage Medaka Melanomas

Autoren: Barbara Klotz (1), Susanne Kneitz (1), Yuan Lu (2), William Boswell (2), John Postlethwait (3), Wesley Warren (4), Ronald B. Walter (2), Manfred Schartl (1,5,6)*

Institute: (1)* Physiologische Chemie, Biozentrum, Universität Würzburg, Am Hubland, 97074 Würzburg, (2) The Xiphophorus Genetic Stock Center, Department of Chemistry and Biochemistry, Texas State University, San Marcos, USA, (3) Institute of Neuroscience, University of Oregon, Eugene, USA, (4) Genome Sequencing Center, Washington University School of Medicine, St Louis, USA, (5) Lehrstuhl für Entwicklungsbiochemie, Universität Würzburg, Am Hubland, 97074 Würzburg, (6) Hagler Institute for Advanced Study and Department of Biology, Texas A&M University, College Station, USA

Zeitschrift: G3 (Bethesda) 2019; 9(7): 2267–2276

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5376

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Regierung von Unterfranken unter den Nummern 55.2-2531.01-86-13 und 55.2-2532-2-403 genehmigt. Es werden 8 – 12 Wochen alte Mäuse der Linie BALB/c benutzt, die von der Versuchstierzucht Charles River Laboratories, Sulzfeld, bezogen wurden.

Die Mäuse werden in drei Gruppen zu je zwei Tieren eingeteilt und bei ihnen wird auf verschiedene Weisen das Immunsystem geschwächt. 2 Mäuse bekommen dazu zweimalig Cortisol, ein Stresshormon, unter die Haut gespritzt (C Gruppe) und bei weiteren 2 Mäusen wird zusätzlich zweimal das Chemotherapie-Medikament Cyclophosphamid in die Bauchhöhle injiziert (CC-Gruppe). Die zwei Mäuse der dritten Gruppe werden einer Bestrahlung ausgesetzt, die zu einer Knochenmarksschädigung führt (Bestrahlungs-Gruppe). Einen Tag nach der letzten Spritze (C-Gruppe und CC-Gruppe) bzw. drei Stunden nach der Bestrahlung der dritten Gruppe, werden die Tiere mit einem Pilz (Aspergillus fumigatus) infiziert, indem ihnen die Sporen in die Nase gesprüht werden. Dadurch entwickeln die Tiere eine Infektion in der Lunge (Aspergillose). Nach 16 Stunden oder nach 3 Tagen werden die Tiere auf nicht genannte Weise getötet und ihnen werden die Lungen zu Untersuchungszwecken entnommen. Dabei wird Lichtscheibenfluoreszenzmikroskopie (LSFM) angewendet, ein Verfahren, bei dem man das Gewebe und das Pilzwachstum in besserer Auflösung betrachten kann. Als Vergleich dienen unbehandelte gesunde Tiere (Kontrollgruppe).

Um zu zeigen, dass die Lichtscheibenmikroskopie zuverlässige Ergebnisse auch bei so wenigen Versuchstieren liefert, wird ein weiteres Experiment mit mindestens 15 Tieren durchgeführt, bei dem auch hier die Tiere auf oben beschriebene Weise immungeschwächt und infiziert werden. Außerdem werden verschiedene weitere Versuche mit gesunden, immungeschwächten oder infizierten Tieren gemacht, z.B. wird die LSFM mit weiteren biologischen Verfahren verglichen.

Die Studie wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Infektionsforschung, Immunologie

Originaltitel: Three-dimensional light sheet fluorescence microscopy of lungs to dissect local host immune-Aspergillus fumigatus interactions

Autoren: Jorge Amich (1,2), Zeinab Mokhtari (1,2), Marlene Strobel (1,2), Elena Vialetto (1), Dalia Sheta (1,2), Yidong Yu (1,2), Julia Hartweg (1,2), Natarajaswamy Kalleda (1,2), Katja J. Jarick (1), Christian Brede (1), Ana-Laura Jordán-Garrote (1), Sina Thusek (1), Katharina Schmiedgen (1), Berkan Arslan (1), Jürgen Pinnecker (3), Christopher R. Thornton (5), Matthias Gunzer (4), Sven Krappmann (6), Hermann Einsele (1), Katrin G. Heinze (3), Andreas Beilhack (1,2)*

Institute: (1) Medizinische Klinik und Poliklinik II und Interdisziplinäres Zentrum für Klinische Forschung (IZKF), Universitätsklinikum Würzburg, Oberdürrbacher Straße 6, Haus A3, 97080 Würzburg, (2) Zentrum für Infektionsforschung, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Haus D15, Josef-Schneider-Straße 2, 97080 Würzburg, (3) Rudolf-Virchow-Zentrum, Julius-Maximilians-Universität Würzburg, Würzburg, (4) Institut für Experimentelle Immunologie und Bildgebung, Universitätsklinikum Essen, Universität Duisburg-Essen, Essen, (5) Biosciences, University of Exeter, Exeter, Vereinigtes Königreich, (6) Mikrobiologisches Institut – Klinische Mikrobiologie, Immunologie und Hygiene, Universitätsklinikum Erlangen und Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Erlangen

Zeitschrift: mBio 2020; 11(1): e02752-19

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5375

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden von der Landesdirektion Leipzig unter der Nummer TVV 44/13 genehmigt. Woher die weiblichen Merinoschafe stammen, wird nicht erwähnt. Bei allen 30 Schafen werden je Tier drei Bandscheiben der Lendenwirbelsäule geschädigt. Dazu wird unter Narkose mittel minimalinvasiver Techniken ein Stück des Bandscheibenknorpels herausgeschält. Außerdem wird etwas Fettgewebe aus der Lende entnommen und für die spätere Behandlung aufbewahrt. Nach der Operation bleiben die Tiere die ersten sieben Tage in Boxen, dann werden sie für 5 Wochen auf begrenzten Weidegang umgestellt. Sechs Wochen nach der Bandscheibenschädigung werden bei einer zweiten Operation zwei der geschädigten Bandscheiben durch Injektion eines mit Fettgewebsstammzellen beladenen Hydrogels behandelt. Die Tiere werden dann 10 Tage in begrenztem Umfang auf der Weide gehalten. Danach dürfen die Tiere in einer großen Herde weiden. 12 Monate nach der Implantation werden die Tiere unter Narkose durch Injektion des Tötungsmittels T61 getötet und die geschädigten Bandscheiben werden untersucht.

Die Arbeit wurde finanziert durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung, das DAAD-Praktikantenprogramm, RISE-Programm und das Whitaker Biomedical Engineering Research Fellowship.

Bereich: Knochenchirurgie

Originaltitel: Longterm pre-clinical evaluation of an injectable chitosan nanocellulose hydrogel with encapsulated adipose derived stem cells in an ovine model for IVD regeneration

Autoren: Christine Schmitt (1,2), Florian Radetzki (1,3), Annika Stirnweiss (2), Thomas Mendel (4,5), Christopher Ludtka (6), Andrea Friedmann (7,2), Andre Baerthel (7,8), Walther Brehm (8), Javorina Milosevic (9), Hans Jörg Meisel (9,10), Felix Goehre (7,10,11), Stefan Schwan (6,7)*

Institute: (1) Department für Orthopädie, Unfall- und Wiederherstellungschirurgie (DOUW), Martin Luther Universität, Halle (Saale), Universitätsklinikum Halle, Ernst-Grube-Straße 40, 06120 Halle, (2) Klinik für Orthopädie und Unfallchirurgie, Chirurgische Klinik in Dessau-Roßlau, Dessau-Roßlau, (3) Klinik für Unfall-, Hand- und Wiederherstellungschirurgie am Universitätsklinikum Jena, Jena, (4) Klinik für Plastische und Handchirurgie, BG Klinikum Bergmannstrost Halle gGmbH, Halle, (5) Department of Biomedical Engineering, University of Florida, Gainesville, Florida, USA, (6) Translationszentrum für Regenerative Medizin (TRM) Leipzig, Philipp-Rosenthal-Straße 55, 04103 Leipzig, (7)* Fraunhofer-Institut für Mikrostruktur von Werkstoffen und Systemen IMWS, Walter-Hülse-Straße 1, 06120 Halle (Saale), (8) Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig, Leipzig, (9) SpinPlant GmbH, Halle (Saale), (10) Neurochirurgie, BG Klinikum Bergmannstrost Halle gGmbH, Halle, (11) Faculty of Medicine, University of Helsinki, Helsinki, Finnland

Zeitschrift: Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine 2021; 15(7): 660-673

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5374

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Tübingen unter der Nummer M11/14 genehmigt. Die Mäuse werden bei der Firma Janvier, St. Berthevin Cedex, Frankreich, gekauft. Ein Teil der Mäuse wird 6 Stunden lang durch Anfassen (Handling) wachgehalten, während ein anderer Teil ungestört bleibt. Unmittelbar nach dem Schlafentzug werden allen Tieren rote Blutkörperchen von Schafen in die Blutbahn injiziert. Dies soll eine „Herausforderung“ für das Immunsystem sein und die Produktion von Antikörpern bewirken. Nach drei oder 10 Tagen werden die Mäuse durch Kohlendioxid erstickt, Blut und Milzen werden untersucht.

Die Studie wird von der Deutschen Forschungsgemeinschaft finanziert.

Bereich: Immunologie, Impfstoffforschung

Originaltitel: Sleep restriction prior to antigen exposure does not alter the T cell receptor repertoire but impairs germinal center formation during a T cell-dependent B cell response in murine spleen

Autoren: Cornelia Tune (1), Julia Hahn (2), Stella E. Autenrieth (2), Martin Meinhardt (1), Rene Pagel (1), Andrea Schampel (1), Lisa-Kristin Schierloh (1), Kathrin Kalies (1), Juergen Westermann (1)*

Institute: (1) Universität zu Lübeck, Institut für Anatomie, Ratzeburger Allee 160, 23562 Lübeck, (2) Medizinischen Fakultät, Eberhard Karls Universität Tübingen, Innere Medizin II - Hämatologie, Onkologie, klinische Immunologie und Rheumatologie, Otfried-Müller-Straße 10, 72076 Tübingen

Zeitschrift: Brain, Behavor, and Immunity - Health 2021; 16: 100312

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5373

Versuchsbeschreibung: Die Tierversuche werden vom Regierungspräsidium Freiburg unter der Nummer #39-9185.81/G-15/38 genehmigt. Die Herkunft der Schafe wird nicht genannt. Die Tiere werden im „Center for Experimental Models and Transgenic Service“ (CMT, Stefan-Meier-Straße 17, 79104 Freiburg) der Universität Freiburg gehalten. Den Tieren wird unter Narkose im Bereich der Schläfe ein Loch in den Schädel gebohrt. Durch das Loch wird eine bestimmte Hirnschlagader aufgesucht und mit einem Clip zugeklemmt. Der Gewebebereich dahinter wird nun nicht mehr durchblutet, das Tier erleidet einen Schlaganfall. Die Wunde wird vorrübergehend verschlossen. Mittels Computertomographie wird der richtige Sitz der Klemme bestätigt. Drei Stunden später wird die Klemme wieder entfernt, das Blut kann wieder normal ins Gehirn fließen.

20 Minuten vor Entfernen des Clips wird bei 10 Schafen in die rechte Oberschenkelarterie ein 125 cm langer Katheter mit einer Kühlvorrichtung eingeführt und bis zur Halsarterie vorgeschoben. Bei den 10 anderen Schafen wird ein 90 cm langer Katheter ohne Kühlung in die Beinschlagader eingeführt. Es wird die Nasentemperatur gemessen, um zu sehen, ob sie durch die Kühlung abnimmt. Die Katheter werden für 3 Stunden belassen und dann wieder herausgezogen. In den folgenden 30 Tagen werden die Schafe alle paar Tage auf neurologische Schäden untersucht. Am 30. Tag nach der Auslösung des künstlichen Schlaganfalls werden die Schafe in Narkose durch Injektion von Kaliumchlorid in eine Vene getötet.

Die Autoren geben zu, dass die Statistik unzureichend ist, aber der Schlaganfall von Schafen, sei realistischer als der von Nagetieren. Eine Einschränkung sei auch die Anatomie des Schafhirns, das sich vom menschlichen Gehirn in Bezug auf Masse, der Blutversorgung und des umgebenden Gewebes unterscheidet.

Die Arbeit wurde vom Forschungsministerium und der Acandis GmbH finanziert.

Bereich: Schlaganfallforschung

Originaltitel: Selective intra-carotid blood cooling in acute ischemic stroke: A safety and feasibility study in an ovine stroke model

Autoren: Giorgio F.M. Cattaneo (1), Andrea M. Herrmann (2,3), Sebastian A. Eiden (3), Manuela Wieser (3), Elias Kellner (4), Soroush Doostkam (5), Patrick Süß (5), Selina Kiefer (6), Lisa Fauth (6), Christoph J. Maurer(7), Julia Wolfertz (8), Björn Nitzsche (2), Michael Büchert (8), Tobias Jost (8), Gabriele Ihorst (9), Jörg Haberstroh (10), Christoph Mülling (2), Christoph Strecker (11), Wolf-Dirk Niesen (11), Mukesch J. Shah (12), Horst Urbach (3), Johannes Boltze (13), Stephan Meckel (3,14)*

Institute: (1) Institut für Biomedizinische Technik (BMT), Universität Stuttgart, Seidenstraße 36, 70174 Stuttgart, (2) Veterinärmedizinische Fakultät, Institut für Veterinäranatomie, Histologie und Embryologie, Leipzig, (3) Klinik für Neuroradiologie, Medizinische Fakultät Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Breisacher Straße 64, 79106 Freiburg, (4) Medizin Physik, Klinik für Radiologie, Medizinische Fakultät, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (5) Institut für Neuropathologie, Medizinische Fakultät Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (6) Institut für Klinische Pathologie, Medizinische Fakultät, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (7) Diagnostische und Interventionelle Neuroradiologie, Universitätsklinikum Augsburg, Augsburg, (8) Acandis GmbH, Pforzheim, (9) Zentrum Klinische Studien, Medizinische Fakultät, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (10) Center for Experimental Models and Transgenic Service (CEMT), Medizinische Fakultät, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (11) Klinik für Neurologie und Neurophysiologie, Medizinische Fakultät, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (12) Klinik für Neurochirurgie, Medizinische Fakultät, Albert-Ludwigs-Universität Freiburg, Freiburg, (13) School of Live Sciences, University of Warwick, Coventry, Großbritannien, (14)* Zentrales Radiologie Institut, Kepler Universitätsklinikum GmbH, Johannes Kepler Universität Linz, Österreich

Zeitschrift: Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism 2021; 11: 3097-3110

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5372

Versuchsbeschreibung: Die Studien werden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV) in Düsseldorf genehmigt. Die Beagle-Hunde stammen von der Firma Marshall BioResources, USA.

Bei einer ersten Operation wird der Brustkorb der Tiere aufgeschnitten und es wird ein Telemetriesensor in die Hauptschlagader (Aorta) eingebracht, zwei Kabel des Sensors werden direkt am Herzen angebracht. Der Brustkorb wird verschlossen. Mit dem Sensor können später Blutdruck und andere Blutmesswerte am unbetäubten Hund gemessen werden. Bei einer zweiten Operation wird der Bauch aufgeschnitten und die rechte Niere mit sterilisierter Seide umwickelt. Acht Wochen nach der Nierenumhüllung erfolgt die dritte Operation, bei der die rechte Nierenhauptarterie durch Einsetzen eines Gefäßstopfens verstopft wird. Durch diese Maßnahmen wird ein experimenteller Bluthochdruck erzeugt. Acht Wochen nach der dritten Operation zeigen alle 6 Hunde Bluthochdruck. Zu diesem Zeitpunkt beginnt eine 50 Wochen dauernde Testphase, bei der verschiedene Wirkstoffe und Kombinationen getestet werden. Um die Auswirkungen auf den Blutdruck nach einmal täglicher oraler Verabreichung der Testsubstanz BAY 41-2272, gängigen Blutdrucksenkern oder deren Kombinationen zu bewerten, werden die Hunde beobachtet und untersucht. Was mit den Tieren nach der ein Jahr dauernden Studie passiert, wird nicht erwähnt.

Die Studie wird von der Bayer AG finanziert.

Bereich: Bluthochdruckforschung, Arzneimittelforschung

Originaltitel: sGC stimulation lowers elevated blood pressure in a new canine model of resistant hypertension

Autoren: Julia Vogel (1,2,3), Philip Boehme (2), Susanne Homann (4), Mario Boehm (5), Katharina Andrea Schu?tt (6), Katharina Boden (1,2), Jakob Balitzki (1,7), Jo?rg Hu?ser (1), Wilfried Dinh (1,2,8), Hubert Truebel (1,2), Peter Sandner (1,7), Thomas Mondritzki (1,2)*

Institute: (1)* Bayer AG, Friedrich-Ebert-Straße 217/333, 42117 Wuppertal, (2) Universität Witten/Herdecke, (3) Universität Duisburg-Essen, Essen, (4) Universitätsklinikum der Heinrich-Heine-Universität, Institut für Pharmakologie und Klinische Pharmakologie, Düsseldorf, (5) Justus-Liebig-Universität Gießen, Universities of Giessen and Marburg Lung Center (UGMLC), Gießen, (6) Klinik für Kardiologie, Angiologie und Internistische Intensivmedizin, (Medizinische Klinik I), Uniklinik RWTH Aachen, Aachen, (7) Medizinische Hochschule Hannover, Hannover, (8) Kardiologie, Helios Universitätsklinikum Wuppertal, Wuppertal

Zeitschrift: Hypertension Research 2021; 44: 1568-1577

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5371

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Regierungspräsidium Karlsruhe unter den Nummer 35–9185.81/G-155/17 genehmigt. 30 Ratten werden bei Charles River gekauft. Bei einer ersten Operation wird unter Narkose die Haut am linken Oberschenkelknochen aufgeschnitten und die anhaftenden Muskeln am Knochen entfernt. Der Knochen wird in der Mitte durchgesägt. Die Markhöhle des Oberschenkelknochens wird mit einem Draht ausgehöhlt. Dann wird bei 15 Tieren eine Lösung mit Eiterbakterien (Staphylococcus aureus) in die Markhöhle injiziert. Durch einen Draht in der Markhöhle wird eine „instabile Rotationssituation“ geschaffen und die Wunde wird vernäht. Zwei Ratten sterben während der Operation, zwei weitere Tiere der nicht-infizierten Gruppen bekommen eine Infektion und werden getötet.

5 Wochen nach der ersten Operation werden die Ratten ein zweites Mal an derselben Stelle operiert, der Draht wird entfernt und eine Platte wird mit 6 Schrauben auf die Oberfläche des Oberschenkels geschraubt, um die Enden zusammenzuhalten. Die Tiere bekommen nach den Operationen Schmerzmittel. 8 Wochen nach der zweiten Operation werden alle überlebenden Ratten getötet.

Die Studie wurde von der Deutschen Gesetzlichen Unfallversicherung (DGUV) in Berlin finanziell unterstützt.

Bereich: Knochenchirurgie, Chirurgie

Originaltitel: A new sequential animal model for infection-related non-unions with segmental bone defect

Autoren: Lars Helbig (1), Thorsten Guehring (2), Nadine Titze (3), Dennis Nurjadi (4), Robert Sonntag (5), Jonas Armbruster (3), Britt Wildemann (6,7), Gerhard Schmidmaier (1), Alfred Paul Gruetzner (3), Holger Freischmidt (3)*

Institute: (1) Orthopädische Universitätsklinik, Klinik für Orthopädie und Unfallchirurgie, Zentrum für Orthopädie, Unfallchirurgie und Paraplegiologie, Schlierbacher Landstraße 200a, 69118 Heidelberg, (2) Arcus Sportklinik Pforzheim, Rastatterstr. 17-19, 75179 Pforzheim, (3)* Unfallklinik Ludwigshafen, Klinik für Unfallchirurgie und Orthopädie, Ludwig-Guttmann-Straße 13, 67071 Ludwigshafen, (4) Medizinische Mikrobiologie und Hygiene, Zentrum für Infektiologie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (5) Labor für Biomechanik und Implantatforschung, Klinik für Orthopädie und Unfallchirurgie, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (6) Klinik für Unfall-, Hand- und Wiederherstellungschirurgie, Universitätsklinikum Jena, Jena, (7) Julius Wolff Institut, Charité-Universitätsmedizin Berlin, Freie Universität Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin, und Universitätsmedizin, Berlin, (8) Unfallklinik Ludwigshafen, Klinik für Unfallchirurgie und Orthopädie, Ludwigshafen

Zeitschrift: BMC Musculoskeletal Disorders 2020; 21: 329

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5370

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz genehmigt (79/03, 79/11, 105/12, 11/14, ORG491). Die Zucht der Mäuse erfolgt in der Tierhaltungsanlage des Universitätsklinikums Hamburg-Eppendorf. Es werden genetisch veränderte Mäuse erzeugt, die ein bestimmtes Protein (SAPAP4) nicht mehr bilden können. Um zu erfahren, ob die Genveränderung vorliegt, d.h., die Tiere das oben genannte Protein nicht ausbilden können, wird den Tieren eine Gewebeprobe aus dem Schwanz entnommen (üblicherweise wird die Schwanzspitze abgeschnitten). Die in den Versuchen benutzen Mäuse sind Tiere der mindestens elften Generation seit Erzeugung der Mutation. Im Alter von 3 bis 4 Monaten werden einige Mäuse mit einem Narkosegas betäubt, enthauptet und die Gehirne werden für Experimente entnommen.

Jungtiere im Alter von 8 bis 12 Tagen werden narkotisiert und ihnen werden Messelektroden in das Gehirn eingeführt, mit denen für mindestens eine Stunde Hirnaktivitäten gemessen werden. Die Tiere werden danach auf nicht beschriebene Weise getötet und ihr Gehirn wird ebenfalls untersucht.

Des Weiteren finden Verhaltensexperimente mit mindestens 71 erwachsenen Tieren beider Geschlechter statt. Dafür werden beispielsweise Mäuse, nachdem sie eine Zeit lang allein gehalten wurden, zu zweit zusammengesetzt und ihr Verhalten wird analysiert.

In einem weiteren Versuch werden die Mäuse für 15 Minuten in eine Box gebracht und Verhaltensparameter, wie die gelaufene Strecke, die mittlere Mindestabstand zur Wand oder die Selbstpflege werden untersucht. Außerdem werden die Tiere in eine Versuchsapparatur in der Form eines Plus gegeben, bei der zwei Arme von Wänden begrenzt und zwei Arme offen sind. Halten sich die Mäuse eher in den geschlossenen Armen auf, wird das als Angstverhalten interpretiert. In einem anderen Labyrinth in Form eines Ypsilons wird gemessen, wie die Tiere die Umgebung erkunden. Im „Wasser- Labyrinth“ werden die Tiere in ein Wasserbecken mit 145 cm Durchmesser gegeben und müssen schwimmend eine kleine Plattform finden, die unter der Wasseroberfläche versteckt liegt. Zuvor wurde den Tieren dieser Versuch bereits an drei Tagen beigebracht. Die Tiere ohne das Protein schneiden laut der Ergebnisse der Experimente in den Lernversuchen schlechter ab, zeigen beeinträchtigte soziale Interaktionen, mangelnde Aufmerksamkeit, sowie eine verstärkte Bewegungsaktivität, was zusammengenommen als Verhalten gedeutet wird, das dem von Menschen mit einer Autismus-Spektrum-Störung ähnelt.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft, der Werner Otto Stiftung, der Landesforschungsförderung Hamburg, dem Deutschen Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen und dem Deutschen Bundesministerium für Bildung und Forschung gefördert.

Bereich: Psychiatrie, Psychologie, Genetik

Originaltitel: Cognitive impairment and autistic-like behaviour in SAPAP4-deficient mice

Autoren: Claudia Schob (1), Fabio Morellini (2), Ora Ohana (3), Lidia Bakota (4), Mariya V. Hrynchak (4), Roland Brandt (4), Marco D. Brockmann (5), Nicole Cichon (5), Henrike Hartung (5), Ileana L. Hanganu-Opatz (5), Vanessa Kraus (2), Sarah Scharf (2), Irm Herrmans-Borgmeyer (6), Michaela Schweizer (7), Dietmar Kuhl (3), Markus Wöhr (8), Karl J. Vörckel (8), Julia Calzada-Wack (9), Helmut Fuchs (9), Valérie Gailus-Durner (9), Martin Hrab? de Angelis (9,10,11), Craig C. Garner (12), Hans-Jürgen Kreienkamp (1), Stefan Kindler (1)*

Institute: (1) Institut für Humangenetik, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Martinistr. 52, 20251 Hamburg, (2) Forschungsgruppe Verhaltensbiologie, Zentrum für Molekulare Neurobiologie Hamburg (ZMNH), Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (3) Institut für Molekulare und Zelluläre Kognition, ZMNH, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (4) Abteilung Neurobiologie, Universität Osnabrück, Osnabrück, (5) Institut für Entwicklungsneurophysiologie, Institut für Neuroanatomie, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (6) Transgene Maus Facility, ZMNH, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (7) Morphologie und Elektronenmikroskopie, ZMNH, Universitätsklinikum Hamburg-Eppendorf, Hamburg, (8) Verhaltensneurowissenschaft, Experimentelle und Klinische Biopsychologie, Fachbereich Psychologie, Philipps-Universität Marburg, Marburg, (9) German Mouse Clinic, Institut für Experimentelle Genetik, Helmholtz Zentrum München, Deutsches Forschungszentrum für Gesundheit und Umwelt, Neuherberg, (10) Lehrstuhl für Experimentelle Genetik, School of Life Science Weihenstephan, Technische Universität München, Freising, (11) Deutsches Zentrum für Diabetesforschung (DZD), Neuherberg, (12) Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE), c/o Charité – Universitätsmedizin Berlin, Berlin

Zeitschrift: Translational Psychiatry 2019; 9: 7

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5369

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Regierungspräsidium Darmstadt unter den Nummern B2/277, B2/1002 und B2/1060 genehmigt. Es werden Mäuse 6 verschiedener genmanipulierter Zuchtlinien vom The Jackson Laboratory (USA) bezogen. Die genveränderten Tiere werden mit Mäusen der Zuchtlinie C57BL/6 gekreuzt. Es wird in einem „Mausmodell“ versucht, eine sogenannte bronchopulmonale Dysplasie nachzuahmen, eine Krankheit, die beim Menschen bei Früh- und Neugeborenen vorkommen kann, wenn diese zum Beispiel zu lange künstlich beatmet werden. Dazu werden die Mäuse gepaart und die neugeborenen Tiere beider Geschlechter erhalten eine einmalige Dosis des Brustkrebsmittels Tamoxifen in die Bauchhöhle injiziert, wodurch bestimmte Gene „angeschaltet“ werden. Die neugeborenen Mäuse werden in zwei Gruppen eingeteilt, wovon die eine Gruppe 14 Tage lang bei einer Umgebung mit zu hoher Sauerstoffkonzentration (85%) gehalten wird, die Kontrolltiere dagegen bei normaler Sauerstoffkonzentration von 21%. Die säugenden Muttertiere werden in 24-Stunden-Intervallen abwechselnd unter diesen beiden Umgebungsbedingungen gehalten. Die Jungtiere werden entweder an Tag 3, 5 oder 14 nach der Geburt durch Injektion des Schlafmittels Pentobarbital in die Bauchhöhle getötet und ihnen werden die Lungen für weitere Untersuchungen entnommen.

Weitere erwachsene weibliche Mäuse werden mittels eines Narkosegases getötet und auch ihnen werden die Lungen zu Untersuchungszwecken herausgeschnitten.

Diese Studie wurde gefördert von der Max-Planck-Gesellschaft, der Rhön Klinikum AG, dem Universitätsklinikum Gießen und Marburg, dem Deutschen Zentrum für Lungenforschung, der Deutschen Forschungsgemeinschaft und durch das LOEWE-Programm der hessischen Landesregierung.

Bereich: Neugeborenenkunde, Lungenforschung

Originaltitel: Targeting miR-34a/ Pdgfra interactions partially corrects alveologenesis in experimental bronchopulmonary dysplasia

Autoren: Jordi Ruiz-Camp (1,2), Jennifer Quantius (2), Ettore Lignelli (1,2), Philipp F. Arndt (2), Francesco Palumbo (1,2), Claudio Nardiello (1,2), David E. Surate Solaligue (1,2), Elpidoforos Sakkas (1,2), Ivana Mizíková (1,2), Jose Alberto Rodríguez-Castillo (1,2), Istvan Vadasz (2), William D. Richardson (3), Katrin Ahlbrecht (1,2), Susanne Herold (2), Werner Seeger (1,2), Rory E. Morty (1,2)*

Institute: (1) Abteilung Entwicklung und Umbau der Lunge, Max-Planck-Institut für Herz- und Lungenforschung, Mitglied des Deutschen Zentrums für Lungenforschung (DZL), Ludwigstraße 43, 61231 Bad Nauheim, (2) Abteilung für Innere Medizin (Pneumologie), University of Giessen and Marburg Lung Center (UGMLC), Mitglied des Deutschen Zentrums für Lungenforschung (DZL), Klinikstr. 33, 35392 Gießen, (3) Wolfson Institute for Biomedical Research, University College London, London, Großbritannien

Zeitschrift: EMBO Molecular Medicine 2019; 11: e9448

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5368

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Landesratsamt Homburg/Saar unter dem Zeichen K110/180-07 genehmigt. Es werden 6 bis 8 Wochen alte syrische Goldhamster mit einem Körpergewicht von 60 bis 80 Gramm verwendet. Die Hamster werden in Narkose gelegt und ihnen wird auf den Rücken eine Rückenhautkammer implantiert. Dafür wird eine Hautfalte stark gedehnt und zwischen zwei Titanrahmen gespannt. In einem kreisförmigen Bereich von 15 mm Durchmesser wird den Tieren die oberste Hautschicht komplett entfernt und die darunterliegenden Gewebe werden mit einem Deckglas abgedeckt, welches in den Titanrahmen integriert ist. So entsteht ein rundes Fenster, durch das man die darin liegenden Strukturen, wie die Muskulatur und kleine Gefäße im Mikroskop am unbetäubten Tier untersuchen kann. In die Halsvene wird den Tieren außerdem ein Katheter eingebracht, von dem ein Schlauch unter der Haut Richtung Nacken geführt und an dem Titanrahmen befestigt wird. Nach der Operation dürfen sich die Tiere mindestens 72 Stunden „erholen“, bis der Versuch startet.

Die Goldhamster bekommen nun über den Katheter ein Endotoxin (Bakterienbestandteil) in die Vene gespritzt, das zu einer Blutvergiftung führt. Nach drei Stunden erhalten drei Gruppen von Hamstern (je 6-8 Tiere) über eine Stunde lang Hydroxyethylstärke (HES) oder Kochsalzlösung oder nichts (Kontrollgruppe). Bei allen Hamstern wird der Blutkreislauf in den kleinen Blutgefäßen mittels Mikroskopie vor der Gabe des Endotoxins, sowie 0,5, 3, 4, 8 und 24 Stunden danach untersucht. Dafür werden die Hamster in wachem Zustand in Plexiglasröhren fixiert und es wird das runde Fenster der Rückenhautkammer benutzt, um die Mikrogefäße genau anzuschauen.

Zusätzlich erhalten noch 12 weitere Goldhamster das Endotoxin und 3 Stunden später HES, bzw. eine Kochsalzlösung oder keines von beiden (je 4 Tiere). Bei diesen Tieren wird zu Beginn, sowie nach 1, 3, 4, 8 und 24 Stunden die Herzfrequenz und der Blutdruck über einen Katheter gemessen, der ihnen in Narkose in die Halsschlagader eingeführt worden ist.

Am Ende des Beobachtungszeitraumes wird den Tieren unter Narkose der Bauch aufgeschnitten und Blut aus der Hauptschlagader gewonnen. Es wird nicht erwähnt, aber es ist anzunehmen, dass die Tiere dabei getötet werden.

Des Weiteren werden zusätzliche 12 Tiere auf die drei oben beschriebenen Arten behandelt und bereits nach 8 Stunden findet die Blutentnahme statt. Als Kontrollen für die Laborparameter wird außerdem das Blut von 8 gesunden Tieren ohne Behandlung gewonnen und untersucht.

Die Studie wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft und der Fresenius Kabi Deutschland GmbH gefördert.

Bereich: Sepsisforschung, Gefäßforschung

Originaltitel: Hydroxyethyl starch (130 kD), but not crystalloid volume support, improves microcirculation during normotensive endotoxemia

Autoren: Johannes N. Hoffmann (1)*, Brigitte Vollmar (2), Matthias W. Laschke (2), Dietrich Inthorn (1), Friedrich W. Schildberg (1), Michael D. Menger (2)

Institute: (1) Chirurgische Klinik, Klinikum Großhadern, Ludwig-Maximilians-Universität, Marchioninistr. 15, 81377 München, (2) Institut für Klinisch-Experimentelle Chirurgie, Universität des Saarlandes, Homburg

Zeitschrift: Anesthesiology 2002; 97:460-70

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5367

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Regierungspräsidium Gießen genehmigt und die Versuche finden in den Gebäuden des Fachbereichs Biologie der Philipps-Universität Marburg statt. Weiblichen geschlechtsreifen Fröschen wird am Tag vor der Eiablage das Schwangerschaftshormon hCG injiziert, um den Eissprung auszulösen. Nach der Eiablage werden mittels künstlicher Befruchtung Embryonen gewonnen. Im Zwei-Zell-Stadium werden diesen Embryonen mittels sogenannter Mikroinjektion bestimmte Gene eingespritzt. Die nun gentechnisch veränderten Tiere werden im Kaulquappenstadium getötet und untersucht und es zeigen sich abhängig vom injizierten Molekül Schädel- und Gesichtsfehlbildungen, kleinere oder fehlende Augen, sowie eine Verringerung des Knorpelgewebes. In einem weiteren Versuch wird Gewebe der Neuralleiste (eine Gewebestruktur während der Embryonalentwicklung) von gentechnisch veränderten Embryos in andere Embryos transplantiert, bei denen die Zellen der Neuralleiste vorher entfernt wurden. Des Weiteren werden Embryonen auch Zellen der Neuralleiste entfernt, um die Zellen außerhalb des Organismus (in vitro) zu untersuchen. Die Embryos werden durch Einfrieren in flüssigem Stickstoff getötet.

Die Studie wurde durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft gefördert.

Bereich: Entwicklungsbiologie, Molekularbiologie

Originaltitel: The histone methyltransferase KMT2D, mutated in Kabuki syndrome patients, is required for neural crest cell formation and migration

Autoren: Janina Schwenty-Lara (1), Denise Nehl (1), Annette Borchers (1,2)*

Institute: (1) Fachbereich Biologie, Molekulare Embryologie, Philipps-Universität Marburg, Karl-von-Frisch-Straße 8, 35043 Marburg, (2) DFG Internationales Graduiertenkolleg, Membrane Plasticity in Tissue Development and Remodeling, GRK 2213, Philipps-Universität Marburg, Marburg

Zeitschrift: Human Molecular Genetics 2020; 29(2): 305-319

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5366

Versuchsbeschreibung: Die Studie wird vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen unter den Nummern 50.05-230-37/06 und 84-02.04.2015.A387 genehmigt. Die 22 männlichen und 18 weiblichen Ansells Graumulle (Fukomys anselli) stammen aus dem Zuchtbestand des Instituts für Allgemeine Zoologie der Universität Duisburg-Essen und werden als Paare oder Familiengruppen unterschiedlicher Größen gehalten. Ansells Graumulle sind kleine, in Afrika vorkommende Nagetiere. Es finden 2 Versuchsreihen statt. Bei 26 Tieren werden die Augen komplett entfernt. Dafür werden die Tiere in Narkose gelegt und die Augen werden jeweils durch einen einzigen Schnitt mit einer gebogenen kleinen Schere herausgeschnitten. Dabei werden der Sehnerv, sowie vier weitere Nerven, die den Bereich des Auges versorgen, durchtrennt. Die Nagetiere werden zur Genesung in ihre Terrarien zurückgesetzt und die Erholungszeit zwischen der Operation und den Versuchen beträgt mindestens 3 Wochen in der ersten Versuchsreihe und mindestens 18 Monate in der zweiten Versuchsreihe.

Für Nestbau-Versuche werden die Graumulle einzeln oder paarweise in eine kreisförmige lichtabgeschirmte Arena gesetzt und ihnen werden Nistmaterialien gegeben. Etwa eine Stunde lang haben sie Zeit, ein Nest aus Papierschnipseln zu bauen, die in dem Gebiet verteilt sind, wobei die Mitte durch einen Kunststoffzylinder blockiert ist. Wenn anschließend kein Nest zu erkennen ist, wird der Versuch unter anderen magnetischen Bedingungen wiederholt, bis ein Nest zu erkennen ist. In einer ersten Versuchsreihe werden 12 Tiere paarweise in oben beschriebenem Versuchsaufbau in einem Gewächshaus auf dem Campus der Universität Essen getestet, wobei je vier Versuchsdurchläufe vor der Entfernung der Augen und sechs Durchgänge danach erfolgen. In einer zweiten Versuchsreihe wird der gleiche Versuch in einer Holzhütte, die durch ein Aluminiumnetz gegen Hochfrequenzstrahlung abgeschirmt wird, in Essen-Haarzopf an 28 Graumullen einzeln oder paarweise durchgeführt, wobei bei 14 Tieren die Augen entfernt wurden.

Jedes Tier oder Paar wird im umgebenen Magnetfeld und in drei zusätzlichen künstlich erzeugten Magnetfeldern getestet. Es wird geschaut, wo genau im Bezug zum Magnetfeld die Tiere ihr Nest bauen.

Zuvor werden mittels Videoaufzeichnungen in der Länge von mindestens 7 Stunden das Verhalten (z.B. Ruhen, Fressen, Putzen) von 6 Tieren ohne Augen und 8 Kontrolltieren beobachtet, um zu überprüfen, ob sich die Tiere ohne Augen normal verhalten.

Das weitere Schicksal der Tiere nach den Versuchen wird nicht erwähnt.

Die Studie wurde von der Studienstiftung des deutschen Volkes gefördert, sowie teilweise durch die Europäische Union und das Ministerium für Bildung, Jugend und Sport der Tschechischen Republik.

Bereich: Tierphysiologie, Neurobiologie, Verhaltensforschung

Originaltitel: Eyes are essential for magnetoreception in a mammal

Autoren: Kai R. Caspar (1), Katrin Moldenhauer (1), Regina E. Moritz (1,2), Pavel N?mec (3), E. Pascal Malkemper (4), Sabine Begall (1,5)*

Institute: (1) Gruppe Allgemeine Zoologie, Universität Duisburg-Essen, Universitätsstr. 5, 45117 Essen, (2) Fachgebiet Sehen, Sehbeeinträchtigung & Blindheit, Fakultät 13, Technische Universität Dortmund, Dortmund, (3) Department of Zoology, Faculty of Science, Charles University, Prag, Tschechische Republik, (4) Max-Planck- Forschungsgruppe Neurobiologie des Magnetsinns, Forschungszentrum caesar (Center of Advanced European Studies and Research), Bonn, (5) Department of Game Management and Wildlife Biology, Faculty of Forestry and Wood Sciences, Czech University of Life Sciences, Prag , Tschechische Republik

Zeitschrift: Journal of The Royal Society Interface 2020; 17(170): 20200513

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5365

Versuchsbeschreibung: Für die Experimente werden Taufliegen (Drosophila melanogaster) verschiedener Stämme verwendet, die aus Zuchtzentren und Universitäten in Japan, den USA und Großbritannien stammen. Die Fliegen werden in kleinen Plastikgefäßen aufgezogen und untereinander so gekreuzt, dass eine Versuchslinie entsteht, die eine Art von Ablagerungen an bestimmten Stellen im Gehirn entwickelt, die denen beim Menschen mit Alzheimer-Krankheit ähneln. Außerdem werden einige Fliegen genetisch so modifiziert, dass sich beispielsweise unterschiedliche Nervenzellen beeinflussen lassen oder ganz ausgeschaltet werden. So kann bei bestimmten Tieren durch eine höhere Temperatur der Schlaf gefördert werden.

Die Fliegen werden für verschiedene „Gedächtnistests“ bei gedämpftem Rotlicht trainiert, so genannte Konditionierung. Die Tests finden in kompletter Dunkelheit statt. Es werden jeweils Gruppen von 50 bis 100 Fliegen in eine Röhre gegeben und ihnen wird für 60 Sekunden ein erster Geruch präsentiert. Parallel dazu werden Stromstöße über Kupferdrähte in der Röhre abgegeben. Danach wird den Fliegen 60 Sekunden lang ein zweiter Geruch dargeboten. Nach 3 Minuten, 2, 4 oder 6 Stunden wird anschließend die „Gedächtnisleistung“ der Tiere getestet, indem sie in eine zweiarmige Apparatur gegeben werden, in der sich die Fliegen entweder in Richtung des einen oder des anderen Geruchs bewegen können. Entscheiden sich die Fliegen eher für den Geruch, der nicht mit den Stromschlägen kombiniert war, gilt das als gute Gedächtnisleistung. Die Versuche werden mit Tieren verschiedener Altersklassen durchgeführt.

In einem weiteren Versuch werden Gruppen von 50 bis 100 Fliegen zunächst 19-21 Stunden ausgehungert. In einer mit Filterpapier ausgekleideten Röhre bekommen sie 60 Sekunden lang einen Geruch präsentiert. Dann werden sie in ein anderes Röhrchen überführt, in dem das Filterpapier in Zuckerlösung getränkt ist, und bekommen dort einen anderen Geruch präsentiert. Direkt danach, nach 2, 6 oder 24 Stunden wird der oben beschriebene Gedächtnistest durchgeführt.

Einige der Fliegen werden für „Kälteschock-Experimente“ nach der Konditionierung in vorgekühlte Gefäße überführt und diese werden 2 Minuten lang in Eiswasser gegeben. Bis zur „Gedächtnistestung“ nach 2 Stunden werden sie anschließend wieder bei 25°C gehalten.

Zusätzlich finden verschiedene Experimente statt, die die Wahrnehmung der Tiere testen sollen. Dafür werden auch hier mehrere Fliegen in eine zweiarmige Apparatur gebracht, in der sie beispielsweise zwischen Stromstößen und keinen Stromstößen wählen können, oder vorher ausgehungerte Tiere die Wahl haben zwischen einem mit Zuckerlösung und einem mit Wasser getränktem Rohr.

Für die Versuche erhält ein Teil der Fliegen über das Futter Medikamente, beispielsweise ein Schlafmittel (Gaboxadol), oder ein Mittel, das beim Menschen bei Epilepsie eingesetzt wird (Levetiracetam). Es finden außerdem Gewebeuntersuchungen statt. Dafür werden adulte Fliegen auf Eis betäubt und ihnen wird das Gehirn entnommen. Das Schicksal der weiteren Tiere wird nicht erwähnt.

Die Studie wurde durch den Schweizerischen Nationalfonds, die Novartis Stiftung für medizinisch-biologische Forschung und die Stiftung Synapsis gefördert.

Bereich: Alzheimer-Forschung, Neurologie

Originaltitel: Dopamine, sleep, and neuronal excitability modulate amyloid-?–mediated forgetting in Drosophila

Autoren: Jenifer C. Kaldun (1), Shahnaz R. Lone (1,2), Ana M. Humbert Camps (1), Cornelia Fritsch (1), Yves F. Widmer (1), Jens V. Stein (3), Seth M. Tomchik (4), Simon G. Sprecher (1)*

Institute: (1) Department of Biology, University of Fribourg, Ch. Du Musée 10, 1700 Fribourg, Schweiz, (2) Department of Animal Sciences, Central University of Punjab, Bathinda, Indien, (3) Department of Medicine, University of Fribourg, Fribourg, Schweiz, (4) Department of Neuroscience, The Scripps Research Institute, Jupiter, Florida, USA

Zeitschrift: PLOS Biology 2021; 19(10): e3001412

Land: Schweiz

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5364

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Landesamt für Gesundheit und Soziales, Berlin, unter der Nummer 0086/20 genehmigt. Die Hamster stammen aus dem deutschen Haustierhandel und werden in Gruppen von 3 bis 6 Tieren gehalten. Die Tiere werden in fünf verschiedene Gruppen unterteilt und jedem Tier wird ein Transponder unter der Haut eingesetzt, der die Identifizierung der Tiere und auch die Messung der Körpertemperatur ermöglicht. Die Hamster erhalten verschiedene experimentelle Corona-Impfstoffe, die ihnen in die Bauchhöhle gespritzt werden. Vier Hamstergruppen erhalten dabei Impfstoffe die das Immunsystem gegen verschiedene Oberflächenstrukturen (unter anderem das Spike-Protein) des SARS-CoV-2 Virus trainieren sollen, eine Gruppe erhält zur Kontrolle eine den Impfstoffen ähnliche Substanz. Die Hamster werden 21 Tage nach der Impfung in Narkose versetzt und ihnen wird eine bestimmte Menge des Virus SARS-CoV-2 in etwas Flüssigkeit in die Nase geträufelt. Die Tiere werden im Anschluss regelmäßig untersucht und ihr Gewicht und ihre Temperatur werden täglich kontrolliert. Dabei wird festgestellt, dass die Tiere, die keinen Impfstoff erhalten haben, innerhalb von 7 Tagen einen Gewichtsverlust von ungefähr 10 % ihres Körpergewichts erleiden. Am 2., 5. und 7. Tag nach der Infektion werden jeweils 3 Hamster aus jeder Gruppe getötet. Dazu werden die Tiere in Narkose versetzt und ausgeblutet. Das Blut wird für weitere Analysen verwendet und es werden Abstriche aus dem Rachen entnommen. Die Lungen werden entnommen und genauer untersucht; dabei werden bei allen Tieren durch Entzündungen verursachte Schäden gefunden.

Zusätzlich zu den Versuchen mit Hamstern werden Mäuse des Inzuchtstamms C57BL/6 verwendet, die aus der Versuchstierzucht Charles River (Sulzfeld) stammen. Sie werden in 5 Gruppen von je 5 Tieren aufgeteilt. Jeder Gruppe Mäuse werden verschiedene experimentelle Impfstoffe in die Bauchhöhle gespritzt. Drei Wochen nach der Impfung werden die Mäuse auf nicht genannte Art getötet. Blut und Milz werden für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Einsteinstiftung und das Nationale Forschungsnetzwerk der Universitätsmedizin zu Covid-19 (NaFoUniMedCovid19) gefördert.

Bereich: Virologie, Corona-Forschung

Originaltitel: Deciphering the role of humoral and cellular immune responses in different COVID-19 vaccines - a comparison of vaccine candidate genes in Roborovski dwarf hamsters

Autoren: Jakob Trimpert (1), Susanne Herwig (2), Julia Stein (3), Daria Vladimirova (1), Julia M. Adler (1), Azza Abdelgawad (1), Theresa C. Firsching (4), Tizia Thoma (3), Jalid Sehouli (2), Klaus Osterrieder (5), Achim D. Gruber (4), Birgit Sawitzki (3), Leif Erik Sander (6), Günter Cichon (2)*

Institute: (1) Institut für Virologie, Fachbereich Veterinärmedizin, Freie Universität Berlin, Berlin, (2) Klinik für Gynäkologie, Charité - Universitätsmedizin Berlin, Hindenburgdamm 30, 12200 Berlin, (3) Institut für Medizinische Immunologie, Charité Universitätsmedizin Berlin, Berlin, (4) Institut für Tierpathologie, Freie Universität Berlin, Berlin, (5) Public Health, Jockey Club College of Veterinary Medicine and Life Sciences, City University of Hong Kong, Kowloon, Hong Kong, (6) Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Infektiologie und Pneumologie, Charité Universitätsmedizin Berlin, Berlin

Zeitschrift: Viruses 2021; 13: 2290

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5363

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von der Bezirksregierung Rheinhessen-Pfalz unter der Nummer 177-07/961-30 genehmigt. Die erwachsenen männlichen Hamster stammen aus der Zucht des Instituts für Anatomie und Zellbiologie der Universität Mainz; der Ursprung der Kolonie ist die Zucht des Instituts für Reproduktionsmedizin der Universität Münster. Die Tiere werden unter einem konstanten Tagesrhythmus bestehend aus 16 Stunden Helligkeit und 8 Stunden Dunkelheit gehalten. Den Hamstern wird ein Narkosemittel in die Bauchhöhle gespritzt. Anschließend wird ein Nervenknoten im Bereich der Halswirbelsäule freigelegt und ein Farbstoff, welcher Nervenzellen färbt, direkt in den Nervenknoten gespritzt. Nach sieben Tagen werden die Tiere erneut in Narkose versetzt und ihnen wird der Brustkorb aufgeschnitten, so dass das Herz freigelegt wird. Eine Nadel wird in das schlagende Herz gestochen. Durch die Nadel wird zunächst eine Kochsalzlösung und anschließend eine Chemikalie, die die Gewebe des Tieres konservieren soll, in das Herz und den Blutkreislauf gepumpt. Der rechte Herzvorhof wird zerschnitten, damit das Blut austreten und die Flüssigkeiten das gesamte Gefäßsystem durchfließen kann. Während dieses Eingriffs sterben die Tiere. Das Rückenmark der Tiere wird entnommen, zerschnitten und unter dem Mikroskop untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Naturwissenschaftlich-Medizinisches Forschungszentrum in Mainz gefördert.

Bereich: Neuroanatomie, Biorhythmusforschung, Neurologie

Originaltitel: Spinal relay neurons for central control of autonomic pathways in a photoperiodic rodent

Autoren: Stefan Reuss

Institute: Klinik und Poliklinik für Nuklearmedizin, Klinikum der Johannes Gutenberg-Universität, Langenbeckstraße 1, 55101 Mainz

Zeitschrift: Journal of Integrative Neuroscience 2021; 20(3): 561-571

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5362

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden von einer nicht genannten Behörde unter der Nummer Az: 7221.3-1-053/17 genehmigt. 84 der Hamster stammen aus der Zucht des Instituts für Pharmakologie der Universität Leipzig. Sie leiden an einer Mutation, die neurologisch bedingte Bewegungsstörungen (Dystonie) begünstigt, welche mit dem unwillkürlichen Zusammenziehen von Muskeln einhergehen. Als Kontrollen dienen 43 gesunde gleichaltrige Hamster. Die gesunden Hamster werden von der Versuchstierzucht Janvier Labs bereitgestellt und stammen ursprünglich aus dem Zentralinstitut für Versuchstierzucht in Hannover.

Im Alter von 21 Tagen werden die Hamster auf das Vorhandensein von Bewegungsstörungen untersucht. Dazu werden die Tiere nach einem dreistufigen Protokoll Stress ausgesetzt. Dieses Protokoll besteht vermutlich - wie in vorangegangenen Veröffentlichungen der Autoren beschrieben wird - daraus, dass die Tiere zunächst aus ihrem Käfig genommen und auf eine Waage gesetzt werden, ihnen eine Kochsalzlösung in die Bauchhöhle gespritzt wird und sie schließlich in einen neuen Käfig gesetzt werden. Die Tests werden alle 2 bis 3 Tage wiederholt. Bei den Hamstern mit der Mutation werden dabei schwere Bewegungsstörungen festgestellt. Im Alter von 32 bis 40 Tagen werden die Hamster in Narkose versetzt und der Kopf wird in einem fest verschraubten Rahmen fixiert. Die Kopfhaut wird aufgeschnitten. Es werden Löcher in den Schädel gebohrt, durch die zwei Elektroden in bestimmte Regionen tief im Gehirn der Tiere gestoßen werden. Die Elektroden werden mit Schrauben im Schädel befestigt. Drei bis fünf Tage nach dem Eingriff werden die Elektroden über Drähte mit einem Stimulator verbunden. Bei der Hälfte der Tiere wird eine Tiefenhirnstimulation durchgeführt, bei der anderen Hälfte der Tiere wird das Gehirn nicht stimuliert. Die Tiefenhirnstimulation wird für 3 Stunden durchgeführt, dabei sind die Hamster wach und können sich frei bewegen. Direkt im Anschluss an die Tiefenhirnstimulation werden die Tiere in Narkose versetzt und enthauptet. Die Elektroden werden aus dem Schädel entnommen, der Schädel aufgesägt und das Gehirn entnommen und in feine Scheiben geschnitten, die anschließend untersucht werden.

Die Arbeiten wurden durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) innerhalb des Sonderforschungsbereichs „Elektrisch Aktive Implantate – ELAINE“ gefördert.

Bereich: Neurologie, Hirnforschung, Parkinson-Forschung

Originaltitel: Mechanisms of pallidal deep brain stimulation: alteration of cortico-striatal synaptic communication in a dystonia animal model

Autoren: Marco Heerdegen (1), Monique Zwar (1), Denise Franz (1), Julia Hörnschemeyer (1), Valentin Neubert (1), Franz Plocksties (2), Christoph Niemann (2), Dirk Timmermann (2), Christian Bahls (3), Ursula van Rienen (3,5), Maria Paap (4), Stefanie Perl (4), Anika Lüttig (4), Angelika Richter (4), Rüdiger Köhling (1,6)*

Institute: (1) Oscar Langendorff Institut für Physiologie, Universitätsmedizin Rostock, Gertrudenstraße 9, 18057 Rostock, (2) Institut für Angewandte Mikroelektronik und Datentechnik, Fakultät für Informatik und Elektrotechnik, Universität Rostock, Rostock, (3) Institut für Allgemeine Elektrotechnik, Fakultät für Informatik und Elektrotechnik, Universität Rostock, Rostock, (4) Institut für Pharmakologie, Pharmazie und Toxikologie, Veterinärmedizinische Fakultät, Universitär Leipzig, (5) Department Life, Light & Matter, Universität Rostock, Rostock, (6) Department Altern des Individuums und der Gesellschaft, Universität Rostock, Rostock

Zeitschrift: Neurobiology of Disease 2021; 154: 105341

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5361

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die zuständige Behörde in Bremen unter der Nummer 522- 27- 11/02- 00 [114] genehmigt. Die männlichen Hamster stammen aus der Tierhaltung der Jacobs University Bremen und werden in Gruppen von zwei bis drei Brüdern gehalten. Eine Woche vor den Versuchen werden die Tiere voneinander getrennt und einzeln gehalten. Beim Start der Versuche sind die Roborowski-Zwerghamster 8 bis 10 Monate und die Chinesischen Streifenhamster 6 bis 10 Monate alt. Die Tiere werden mit Kohlendioxid narkotisiert. Von Kohlendioxid ist bekannt, dass es zu Atemnot führt und Schmerzen verursachen kann. Unter Narkose wird den Hamstern eine Substanz in die Bauchhöhle gespritzt welche Zellen, die sich gerade teilen, markiert. Jeweils drei der Roborowski-Zwerghamster werden 3 Stunden, 2, 4 und 8 Tage nach dem Spritzen der Substanz getötet. Die Tötung erfolgt mit Kohlendioxid. Jeweils drei der Chinesischen Streifenhamster werden nach 3 Stunden, 4, 8 und 17 Tagen auf die gleiche Weise getötet. Die Hoden, Nebenhoden und weitere Organe werden entnommen, gewogen, zerschnitten und feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch die Jacobs University unterstützt.

Bereich: Andrologie

Originaltitel: Spermatogenesis in the Roborovski hamster (Phodopus roborovskii) and the Chinese hamster (Cricetulus griseus)

Autoren: Vivian Meyer (1), Melanie Klose (1), Alexander Lerchl (1)*

Institute: (1) Department of Life Sciences and Chemistry, Jacobs University, Campus Ring 6, 28759 Bremen

Zeitschrift: Andrology 2021; 9: 1617-1630

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5360

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch das Regierungspräsidium Gießen unter der Nummer V54-19 c 20/15 c GI 18/10 Nr. A1/2014 genehmigt. Als Zwischenwirt für den auch den Menschen befallenen Saugwurm Schistosoma mansoni (Pärchenegel) werden Süßwasserschnecken (Biomphalaria glabrata) verwendet. Mit Hilfe der sich in den Schnecken entwickelnden Larven der Würmer werden Goldhamster auf nicht näher beschriebene Weise mit dem Parasiten infiziert. In den Hamstern wachsen die Larven zu erwachsenen Würmern heran, die über 1 cm lang werden, im Gefäßsystem parasitieren, sich von Blutbestandteilen ernähren und sich dort auch paaren. Die Eier der Würmer gelangen zum Teil in die Lebern der Hamster und verbleiben dort. Die Hamster werden am 46. Tag nach der Infektion auf nicht beschriebene Art getötet. Die Lebern der Tiere werden entnommen, in feine Scheiben geschnitten und feingeweblich untersucht. Außerdem werden Eier des Parasiten aus den Lebern isoliert und für weitere Untersuchungen verwendet.

Die Arbeiten wurden durch Gilead Sciences, Inc, die Behring-Röntgen-Stiftung, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und das Universitätsklinikum Gießen und Marburg (UKGM) gefördert.

Bereich: Parasitologie

Originaltitel: Schistosoma mansoni egg–secreted antigens activate hepatocellular carcinoma–associated transcription factors c-Jun and STAT3 in hamster and human hepatocytes

Autoren: Martin Roderfeld (1), Sevinc Padem (1), Jakob Lichtenberger (1), Thomas Quack (2), Ralf Weiskirchen (3), Thomas Longerich (4), Gabriele Schramm (5), Yuri Churin (1), Karuna Irungbam (1), Annette Tschuschner (1), Anita Windhorst (6), Christoph G. Grevelding (2), Elke Roeb (1)*

Institute: (1) Schwerpunkt Gastroenterologie, Medizinische Klinik und Poliklinik II, Justus-Liebig Universität Gießen, Klinikstraße 33, 35392 Gießen, (2) Institut für Parasitologie, BFS - Biomedizinisches Forschungszentrum Seltersberg, Justus-Liebig-Universität Gießen, Gießen, (3) Molekulare Pathobiochemie, experimentelle Gentherapie und klinische Chemie, Uniklinik RWTH Aachen, Aachen, (4) Sektion Translationale Gastrointestinale Pathologie, Pathologisches Institut, Universitätsklinikum Heidelberg, Heidelberg, (5) Experimentelle Pneumologie, Programmbereich Asthma und Allergie, Forschungszentrum Borstel, Borstel, (6) Institut für Medizinische Informatik, Justus-Liebig Universität Gießen, Gießen

Zeitschrift: Hepatology 2020; 72 (2): 626-641

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5359

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden vom Landesamt für Gesundheit und Soziales Berlin (LaGeSo) unter der Nummer G 0086/20 genehmigt. Die Goldhamster stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Frankreich). Im Alter von 10 bis 12 Wochen wird ein Teil der Tiere (mindestens 24 Tiere) mit dem Coronavirus (SARS-CoV-2) infiziert. Dazu werden die Tiere in Narkose versetzt und ihnen wird eine kleine Menge Flüssigkeit, welche die Viren enthält, in die Nase geträufelt. Eine andere Gruppe von Tieren (mindestens 12 Tiere) wird unter Narkose Flüssigkeit ohne Viren in die Nase geträufelt. Weitere Hamster (mindestens 3) bleiben ohne eine solche Behandlung. Das Gewicht der Tiere wird täglich überprüft. Bei den mit SARS-CoV-2 infizierten Hamstern wird dabei ein Gewichtsverlust beobachtet. Hamster die innerhalb von 48 Stunden mehr als 15 % ihres Gewichts verlieren, werden durch Genickbruch getötet. Dazu werden die Tiere in Narkose versetzt und dann Schädel und Halswirbelsäule gegeneinander verschoben, indem der Kopf fixiert wird und stark am Schwanz der Tiere gezogen wird. Dadurch wird das Rückenmark durchtrennt, oft reißen dabei auch große Blutgefäße. Die anderen Tiere werden zu definierten Zeitpunkten (vor der Infektion, 2, 3, 5 oder 14 Tage nach der Infektion) ebenso getötet. Den Tieren werden die Lungen und Blut für weitere Untersuchungen entnommen.

Die Arbeiten wurden durch das BMBF, die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), die Agence nationale de la recherche (ANR, Frankreich), das Einstein-Zentrum 3R, das Francis Crick Institute und das das Berlin Institute of Health (BIH) gefördert.

Bereich: Virologie, Corona-Forschung, Infektionsforschung

Originaltitel: Temporal omics analysis in Syrian hamsters unravel cellular effector responses to moderate COVID-19

Autoren: Geraldine Nouailles (1,2)*, Emanuel Wyler (3)*, Peter Pennitz (1), Dylan Postmus (2,4), Daria Vladimirova (5), Julia Kazmierski (2,4), Fabian Pott (2,4), Kristina Dietert (6,7), Michael Muelleder (8), Vadim Farztdinov (8), Benedikt Obermayer (9), Sandra-Maria Wienhold (1), Sandro Andreotti (10), Thomas Hoefler (5), Birgit Sawitzki (11), Christian Drosten (4), Leif E. Sander (12), Norbert Suttorp (12), Markus Ralser (13,14), Dieter Beule (9), Achim D. Gruber (6), Christine Goffinet (2,4), Markus Landthaler (3,15), Jakob Trimpert (5)*, Martin Witzenrath (1,12,16)

Institute: (1) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Infektiologie und Pneumologie, Division of Pulmonary Inflammation, Charitéplatz 1/Virchowweg 9, 10117 Berlin, (2) Berlin Institute of Health at Charité-Universitätsmedizin Berlin (BIH), Berlin, (3) Berlin Institute for Medical Systems Biology (BIMSB), Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin in der Helmholtz-Gemeinschaft (MDC), Berlin, (4) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Institut für Virologie, Berlin, (5) Institut für Virologie, Freie Universität Berlin, Berlin, (6) Institut für Tierpathologie, Freie Universität Berlin, Berlin, (7) Tiermedizinisches Zentrum für Resistenzforschung (TZR), Freie Universität Berlin, Berlin, (8) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Core Facility High Throughput Mass Spectrometry, Berlin, (9) Berlin Institute of Health at Charité-Universitätsmedizin Berlin, Core Unit Bioinformatik, Berlin, (10) Bioinformatics Solution Center, Freie Universität Berlin, Berlin, (11) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Institut für Medizinische Immunologie, Berlin, (12) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Infektiologie und Pneumologie, Berlin, (13) The Francis Crick Institute, Molecular Biology of Metabolism Laboratory, London, Großbritannien (14) Charité-Universitätsmedizin Berlin, Institut für Biochemie, Berlin, (15) Integrative Research Institute (IRI) for the Life Sciences, Humboldt-Universität zu Berlin, Berlin, (16) Deutsches Zentrum für Lungenforschung (DZL), Berlin

Zeitschrift: Nature Communications 2021; 12: 4869

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5358

Versuchsbeschreibung: Die Versuche werden durch die Behörde für Justiz und Verbraucherschutz der Freien und Hansestadt Hamburg, Abteilung Lebensmittelsicherheit und Veterinärwesen, unter der Nummer N032/2020 genehmigt. Die 8 bis 10 Wochen alten Goldhamster stammen aus der Versuchstierzucht Janvier Labs (Le Genest-Saint-Isle, Frankreich). Die Hamster werden in Gruppen von zwei bis vier Tieren am Heinrich-Pette-Institut, Leibniz-Institut für Experimentelle Virologie, Hamburg, gehalten, wo auch die Versuche durchgeführt werden. Die Tiere werden in zwei Gruppen eingeteilt und in Narkose versetzt. Eine Gruppe erhält eine bestimmte Anzahl von Corona-Viren in etwas Flüssigkeit in die Nase geträufelt, die andere Gruppe erhält Flüssigkeit ohne Viren und dient als Kontrollgruppe. 1, 3, 6 und 14 Tage nach der Infektion werden jeweils 10 Tiere aus beiden Gruppen getötet. Dazu wird ihnen eine Überdosis des Tötungsmittels Pentobarbital in die Bauchhöhle gespritzt und eine Nadel in das Herz gestochen, durch die das Blut der Tiere entnommen wird. Die Lungen der Tiere werden entnommen, in dünne Scheiben geschnitten und feingeweblich untersucht.

Die Arbeiten wurden durch das Bundesministerium für Gesundheit (BMG), das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft und Kultur (MWK) und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) gefördert.

Bereich: Virologie, Corona-Forschung, Infektionsforschung

Originaltitel: Vascular inflammation is associated with loss of aquaporin 1 expression on endothelial cells and increased fluid leakage in SARS-CoV-2 infected golden Syrian hamsters

Autoren: Lisa Allnoch (1), Georg Beythien (1), Eva Leitzen (1), Kathrin Becker (1), Franz-Josef Kaup (1), Stephanie Stanelle-Bertram (2), Berfin Schaumburg (2), Nancy Mounogou Kouassi (2), Sebastian Beck (2), Martin Zickler (2), Vanessa Herder (1), Gülsah Gabriel (2,3), Wolfgang Baumgärtner (1)*

Institute: (1) Institut für Pathologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Bünteweg 17, Gebäude 229, 30559 Hannover, (2) Abteilung Virale Zoonosen-One Health, Heinrich-Pette-Institut, Leibniz-Institut für Experimentelle Virologie, Hamburg, (3) Institut für Virologie, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover, Hannover

Zeitschrift: Viruses 2021; 13: 639

Land: Deutschland

Art der Veröffentlichung: Fachzeitschrift

Dokumenten-ID: 5357